FR 2468372 A1 19810508 FR 8022285 A 19801017 La présente invention concerne un procédé de pro- duction d'un vaccin destiné au traitement préventif et curatif de la mammite de la vache. Il est connu d'extraire un polysaccharide appelé SSA ("Smith Surface Antigen") ou SPA ("Staphylococcal Poly- saccharide Antigen") de la souche diffusée en milieu de Smith de Staphylococcus aureus (S. aureus? le réactif de SSA ou SPA déterminant la protection d'animaux contre une infection provo- quée par des souches de S. aureus. Toutefois, la protection ainsi produite est spécifique de souches diffusées en milieu de Smith ou de souches similaires. Ces diverses souches sont considérées comme étant des types individuels d'organismes encapsulés, comprenant des souches du type à capsule de Wiley qui sont identiques aux souches diffusées en milieu de Smith ou aux souches similaires. Jusqu'à présent, l'extraction du polysaccharide des capsules de souches de S. aureus a dû être effectuée en utili- sant la souche diffuse en milieu de Smith, étant donné que des souches encapsulées de S. aureus autres que les organismes diffusés en milieu de Smith ou des organismes similaires, n'ont pas encore été isolées. Il est connu que les réactifs ainsi extraits n'exer- cent aucun effet préventif vis-à-vis de la mammite de la vache. Le but de la présente invention est de trouver un procédé d'extraction du polysaccharide de souches encapsulées de Staphylococcus en vue de produire un vaccin destiné au trai- tement préventif et curatif de la mammite staphylococcique de la vache. Comme on le montrera ci-après, cet objectif a été atteint ainsi que d'autres par l'immunisation de troupeaux de bovidés à l'aide d'un vaccin comprenant un polysaccharide capsulaire dérivé de souches encapsulées. Généralement, des souches de S. aureus non encapsulées produisent une colonie de type morphologique compact dans le milieu formé degélose molle contenant du sérumqui consistent par exemple en une infusion coeurcervelle (ICC), en gélose et en sérums normaux de lapin, tandis que des souches encapsulées de S. aureus présentent en ces milieux une croissance de type diffus. Toutefois, les souches encapsulées de type diffus donnent des colonies dont la morphologie se transforme en adoptant le type de croissance compacte dans le milieu SSA contenant les anti-sérums de souches homologues, tandis qu'il n'y a pas de changement du type de croissance dans le cas d'anti-sérums de souches hétérologues. Tout type diffus de souches encapsu- lées de S. aureus donnant des colonies dont la morphologie est du type compact dans le milieu SSA contenant des sérums anti-souches diffuses de Smith sera désigné ci-après par la lettre A. Une seconde souche qui produit des colonies à morpho- logie de type diffus dans le milieu SSA contenant des sérums anti-type A ne produit toutefois que des colonies à morphologie de type compact dans SSA contenant des anti-sérums homologues, cette seconde souche étant considérée comme appartenant à un type B. Une troisième souche qui produit des colonies diffuses dans le milieu SSA contenant des sérums anti-type A et/ou anti- type B ne produit toutefois que des colonies à morphologie de type compact dans le milieu SSA contenant des anti-sérums homologues, cette troisième souche étant considérée comme appar- tenant au type C. On a désigné de la même façon les types D, E, F, etc. En utilisant ces souches de S. aureus de type capsulaire sérologiquement différent, on a extrait des polysaccharides capsulaires de la façon suivante. Les organismes cultivés sur le milieu "110" modifié, qui sera défini ci-après, sont traités à l'aide d'un oscillateur à ultrasons pour obtenir la matière capsulaire puis les capsules sont séparées de cette matière par centrifugation. Les acides nucléiques, les protéines et les lipides sont enlevés de la surface de cellule et de la fraction capsulaire par l'action de ribonucléase, de désoxyribonucléase, de chloroforme contenant du butanol, d'acétone et d'éther. Les polysacharides ainsi obtenus protègent des animaux d'une infection provoquée par des souches encapsulées homologues. Généralement, les souches de S. epidermidis ont été considérées comme non pathogènes envers les animaux et l'homme. Toutefois, des infections causées par ces souches constituent depuis quelques temps un problème, bien que le facteur pathogé- nique provoquant ces infections reste inconnu. Après de nombreuses expériences, l'importance de la capsule dans l'établissement d'infections dues à des couches encapsulées de S. epidermidis vient d'être reconnue, et n'avait pas été signalée jusqu'à présent. Le polysaccharide capsulaire provenant de souches encapsulées de S. epidermidis s'est montré efficace en tant que vaccin pour l'immunisation active contre des infections staphylococciques. Il y a lieu de remarquer qu'une immunisation passive de souris avec un sérum de lapin hyperimmun préparé avec la souche ATCC 31432 (SMU 76) de S. epidermidis, qui a été isolée par la Demanderesse, est capable d'assurer la protection contre des infections dues à des souches homologues. De même, une activité de protection passive de cet immun-sérum de lapin pourrait être supprimée par l'addition de la souche SYU 76. Lorsque des souches de S. epidermidis virulentes pour la souris exercent également une activité, par exemple l'aptitude à absorber l'activité protectrice passive de la souche anti-SMU 76 de lapin, on peut les considérer comme étant des souches encapsulées de S. epidermidis. La souche encapsulée de S. epidermidis peut être isolée d'une culture de souches de S. epidermidis dans un bouil- lon consistant en une infusion coeur-cervelle, ou dans d'autres bouillons de ce type tels que le bouillon n' 110. On peut obtenir la culture en faisant incuber ce bouillon de 20 à 40WC et de préférence de 26 à 37WC. Les orga- nismes sont ensuite isolés par centrifugation, de préférence à environ 7000 x g. La centrifugation est effectuée pendant une période de 10 minutes à 1 heure, de préférence pendant 20 minutes. Les organismes peuvent être lavés le cas échéant avec une solu- tion physiologique stérile de chlorure de sodium. Les organismes ainsi recueillis sont ensuite soumis à un test d'activité patho- gène par mise en suspension dans du sérum physiologique, la turbidité étant ajustée à la densité optique 1,0 par spectropho- tométrie à 430 mit. La suspension cellulaire est ensuite diluée dans le rapport de 1:10 conformément à la méthode de comptage sur plaque, avec du sérum physiologique. On injecte par voie intrapéritonéale 0,5 ml de cette dilution à 5 souris pesant environ 15 g. Lorsque plus de quatre souris sont tuées moins 24-68372 de 7 jours après l'injection des souches de S. epidermidis, ces souches sont considérées, expérimentalement, comme étant virulentes pour la souris. Ce sont les souches virulentes de S. epidermidis qui sont intéressantes à utiliser dans la préparation du vaccin de l'invention. En particulier, la souche ATCC 31432 (SMU 76) de S. epidermidis s'est montrée particulièrement efficace comme source de vaccin. Un vaccin tué à la chaleur peut être préparé en for- mant une suspension cellulaire des organismes préparés comme décrit cidessus dans du sérum physiologique. La température à laquelle l'organisme est tué n'est pas déterminante, pour autant qu'elle est suffisante à cette fin. Un chauffage à des températures d'environ 121'C pendant environ 15 minutes s'est révélé satisfaisant. Le vaccin tué à la chaleur peut être uti- lisé directement pour une immunisation active ou bien on peut l'utiliser pour préparer un vaccin destiné à une immunisation passive en utilisant un animal-hôte convenable tel que le lapin, à partir duquel on obtient un sérum hyperimmun par les opérations connues. Il est préférable d'utiliser la souche ATCC 31432 (SMU 76) de S. epidermidis pour préparer le vaccin en vue de l'immunisation active ou passive. La structure de cette souche particulière a été mise en évidence au microscope électronique. Un vaccin particulièrement apprécié comprend le polysaccharide capsulaire associé à l'organisme S. epidermidis encapsulé. Le polysaccharide peut être obtenu en cultivant les cellules dans un lieu convenable tel que le bouillon "110" mo- difié ou un bouillon coeur-cervelle, la culture étant suivie d'un traitement à l'oscillateur à ultrasons et d'une centri- fugation. Les polysaccharides capsulaires sont contenus dans la phase surnageante et sont recueillis. La dose de vaccin administrée à l'animal à protéger est suffisante pour provoquer la réponse désirée de production d'anticorps. Généralement, des doses de 0,0066 à 0,66 mg/g de poids corporel se sont montrées satisfaisantes. Des injections périodiques du vaccin sont nécessaires pour maintenir les taux indispensables d'anticorps. Le vaccin peut être administré à l'animal de la façon nécessaire pour provoquer une réponse convenable de production d'anticorps. Ces injections peuvent être effectuées une fois par semaine, une fois par quinzaine, une fois par mois ou même moins souvent, pourvu que le taux désiré d'anticorps soit maintenu chez l'animal. Dans le cas des vaches, des doses d'environ 0,07 à 0,11 mg/kg se sont mon- trées efficaces lorsqu'on les a administréesen deux injections à 14 jours d'intervalle. Le vaccin préféré est le polysaccharide capsulaire obtenu en cultivant S. epidermidis ATCC 31432 ou S. aureus, souches A et B. D'autres détails de la présente invention ressortent des exemples suivants donnés à titre non limitatif. EXEMPLE 1 Une souche diffuse selon Smith est cultivé à 370C pendant environ 18 heures dans un milieu formé d'une infusion coeur-cervelle. Les organismes sont ensuite recueillis par centrifugation à 7000 x g pendant 20 minutes et mis en suspen- sion dans une solution à 0,85 % de NaCl après un lavage avec la solution à 0,85 % de NaCl par centrifugation. La turbidité de cette suspension bactérienne est ajustée à une densité optique de 1,0 à 430 mji et la suspension est autoclavée à 1210C pendant 15 minutes pour produire un vaccin "tué à la chaleur". On injecte 1,5 ml du vaccin tué par la chaleur dans la veine auriculaire du lapin trois jours consécutifs pendant trois se- maines. Dix jours après l'injection finale, on prélève le sang du lapin et on en sépare le sérum. Toutefois, lorsque le titre du sérum est insuffisant, on effectue les injections de rappel. L'activité de l'anti-sérum est titrée comme suit: le sérum d'essai est filtré sur une membrane à pores de diamètre infé- rieur à 0,6 Ji. Le sérum est dilué selon un système de dilution d'un facteur 2, de 1:2 à 1:128, avec une solution à 0,85 % de NaCl. La souche diffuse selon Smith est cultivée dans le bouillon d'infusion coeurcervelle à 370C pendant environ 18 heures puis diluée à 10 avec une solution stérile de NaCl à 0,85 %. On verse 0,1 ml de l'anti-sérum dilué ci-dessus et 0,1 ml de suspension bactérienne diluée dans des tubes à essai stériles puis on ajoute 10 ml de l'infusion coeur-cervelle contenant 0,15 % de gélose, que l'on maintient à 45-500C après autoclavage à 121'C pendant 15 minutes. Les tubes à essai sont maintenus à 40C pendant 30 à 60 minutes pour solidifier le milieu. Ensuite, on les fait incuber à 370C et on détermine la morphologie des colonies au bout de 18 à 24 heures. La souche produit alors des colonies compactes à diffuses dans le milieu SSA, selon la concentration de l'anti-sérum. Dans ce test, on choisit comme unité la dilu- tion maximale d'anti-sérum donnant des colonies à morphologie de type compact et on utilise deux unités/0,l ml d'anti-sérum pour les autres essais. Lorsque des souches inconnues encapsu- lées et diffuses du type S. aureus produisent une croissance de type compact dans le milieu SSA contenant le sérum anti- souche diffuse selon Smith, ces souches sont considérées comme appartenant au type A. Lorsqu'une seconde souche a une croissance de type diffus dans le milieu SSA contenant le sérum anti- souche diffuse selon Smith, on prépare un vaccin tué à la chaleur et on l'injecte à un lapin en vue de la préparation de l'anti- sérum. La seconde souche ne présente une croissance de type compact que dans le milieu SSA contenant des anti-sérums de souches homologues. Ce type de souches représentatives est la souche NS58D et les souches présentant des caractéristiques sérologiques similaires sont considérées comme appartenant au type B. Selon la même méthode, lorsque la troisième souche a une croissance de type diffus dans le milieu SSA contenant des sérums anti-type A et/ou anti-type B, un vaccin tué par la cha- leur est formé en vue de la préparation d'anti-sérum. Cette souche ne produit des colonies de type compact que dans le mi- lieu SSA contenant l'anti-sérum de souches homologues. Ce type de souche représentatif est la souche NS41D et les souches pré- sentant des caractéristiques sérologiques similaires sont con- sidérées comme appartenant au type C. La souche représentative du type D, qui est la souche NS68D, est déterminée de la même façon. En ce qui concerne les souches des types A, B, C et D, les hétérogénéités sérologiques sont en outre élucidées par les tests d'absorption pour l'activité de conversion, avec passage de la croissance de type diffus à la croissance de type compact dans le milieu SSA contenant l'anti-sérum, en utilisant chaque type de cellule entière. L'activité de conversion est en outre considérée comme spécifique de l'anticorps anti- capsulaire relatif à chaque souche. Par ce procédé, on est par- venu à isoler des types nouveaux, à savoir les types B, C et D; toutefois, d'autres souches typiques, à savoir des types E, F, G, etc., ont été impliquées dans la présente invention et ont pu être isolées. Ces différentes souches encapsulées de S. aureus ont été cultivées dans le milieu suivant: on dissout 10 g de peptone dans 50 ml de solution à 3 % de NaCl à 4 C, en deux jours. On ajoute à ce dialysat 50 ml de tampon au phosphate 1,0 m (Na2HPO4 et KH2PO4) de pH 7,2, 10,0 g de mannitol, 2,0 g de lactose, 5,0 g de K2HPO4 et 5,0 g de casamino-acide et on autoclave le mélange à 121 C pendant 15 minutes. Ce milieu est appelé milieu modifié "110". La souche de S. aureus encapsu- lée, par exemple la souche diffuse selon Smith, est cultivée dans 300 ml de bouillon modifié "110" à 37 C pendant environ 18 heures. Cinq ml de cette culture sont inoculés dans une boite de Petri contenant environ 20 ml du milieu modifié "110" renfermant 1,5 % de gélose, et la culture est effectuée à 37WC pendant environ 18 heures. Les organismes sont enlevés à l'aide d'un racloir et sont traités à l'aide d'un oscillateur à ultrasons (10 kC) pendant 5 minutes. Ce traitement ne provoque pas de réduction du nombre des cellules vivantes. La solution est centrifugée à 7000 x g pendant 20 minutes et la liqueur surnageante est transférée dans un sac à dialyse. On concentre la liqueur surnageante en utilisant du polyéthylèneglycol de poids moléculaire 6000, à 4 C pendant environ 18 heures. La matière concentrée est dissoute à un pH de 7,2 dans un tampon au phosphate M/15, et la dissolution est suivie d'addition respective de 50 Lg/ml de ribonucléase et de 10 kg/ml de désoxyribonucléase. Les matières ainsi traitées sont maintenues à 37 C au bain-marie pendant 30 minutes. On ajoute un volume égal de chloroforme contenant du n-butanol dans le rapport de 1:5. On agite le mélange par secousses pendant environ 30 minutes et on enlève la phase supérieure après centrifugation à 1000 x g pendant 15 minutes. On répète cette opération jusqu'à ce que la phase intermédiaire de couleur blanche ait disparu. La phase supérieure est ensuite dialysée contre un tampon au phosphate l/15M, de pH égal à 7,2, à 40C pendant environ 18 heures. On ajoute ensuite de l'acétate de sodium jusqu'à concen- tration finale de 3 % (pH 6,3) à la matière ainsi obtenue et on maintient le mélange à 4WC pendant environ 18 heures après l'addition de 5 volumes d'alcool éthylique à 95 %. Le précipité résultant est recueilli par centrifugation à 1000 x g pendant minutes puis il est redissous dans de l'acétate de sodium à 3 %. Le traitement à l'alcool du précipité est répété trois fois et cinq volumes d'acétone sont ensuite ajoutés. Le mélange est agité et la liqueur surnageante est jetée après centrifu- gation à 1000 x g pendant 5 minutes. De l'éther éthylique est ajouté au précipité, puis évaporé. La substance résultante est un polysaccharide capsulaire et la préparation est effectuée pour chaque type de souche. Les polysaccharides obtenus présen- tent des caractéristiques sérologiques différentes dans les tests de diffusion en gélose,les expériences de protection des souris et les tests d'absorption de l'activité de conversion des anti-sérums. La dose protectrice minimale de ces polysaccha- rides capsulaires pour des souris pesant 15 à 20 g a été trouvée égale à 5 jig par souris. EXEMPLE 2 On cultive la souche SMU 76 de S. epidermidis et on prépare une suspension cellulaire dans une solution physio- logique de sel de turbidité égale à 1,0 unité de densité optique. On chauffe la suspension à 121WC pendant 15 minutes pour pro- duire un vaccin "tué à la chaleur". On injecte par voie intra- veineuse 1 ml de ce vaccin tué à la chaleur à un lapin pesant 2 kg, pendant une période de 3 jours consécutifs au cours d'une semaine. Dix jours après, on adopte un régime de 3 à 5 in- jections hebdomadaires, et on mesure l'activité des anticorps du sérum hyperimmun de lapin par la méthode suivante: On chauffe à 56WC pendant 30 minutes 0,5 ml d'immun- sérum de lapin puis on effectue une dilution en série, d'un facteur 2 en utilisant une solution à 0,85 % de NaCl. On ajoute à la dilution 0,1 ml du vaccin tué à la chaleur, on agite correctement, on maintient le mélange au bain-marie à 37WC pen- dant 2 heures puis on le fait incuber à 4WC pendant environ 18 heures. On mesure le titre d'agglutination bactérienne. Lorsque la dilution maximale du sérum, présentant une aggluti- nation bactérienne, est inférieure à 1:12E, on administre d'autres injections du vaccin. Avec les souches d'organismes SMU-76 ou similaires ainsi obtenues, on peut observer une activité protectrice contre des infections provoquées par ces souches, tant par immunisation active que par immunisation passive chez la souris, et on observe une homogénéité sérologique avec chacune des autres souches. De même, il a été démontré que ce phénomène peut être considéré comme étant lié à des substances spécifiques existantes dans la capsule. De plus, la structure capsulaire de cette sou- che a pu être mise en évidence par l'étude au microscope électronique. Extraction du polysaccharide capsulaire On ajoute 10 g d'une peptone à 50 ml de solution à 3 %C de NaCl. Après dissolution de la peptone à chaud, on trans- fère la solution dans un sac à dialyse et on procède à la dialyse vis-àvis de 950 ml de solution à 3 % de NaCl à 40C pendant deux nuits. On ajoute à ce dialysat 50 ml de solution tamponnée au phosphate 1,OM de pH égal à 7,2 (Na2HPO4, KH2PO4), 10 g de mannitol, 2,0 g de lactose, et 5,0 g de K2HP04* On autoclave le mélange à 155'C pendant 10 minutes. On a suggéré d'appeler ce milieu bouillant modifié "110". La souche SME-76 est cultivée dans 300 ml de bouillon modifié "110" à 370C pendant 24 heures. On verse dans 20 ml de ce bouillon contenant 1,5% de gélose, ml de la suspension de cellules en cours de croissance indiquée ci-dessus. On laisse reposer la solution a 370C pendant 24 heures puis on enlève les organismes au racloir. On les traite pendant 5 minutes au moyen d'un oscillateur à ultrasons de 10 kC. Après ce traitement, on n'observe pas de réduction du nombre des cellu- les viables. On centrifuge les cellules à 7000 x g pendant minutes puis on transfère la liqueur surnageante dans un sac à dialyse. On effectue une centrifugation avec du polyéthylène- glycol de poids moléculaire égal à 6000, à 40C, on procède à une dialyse vis-à-vis d'une solution tamponnée au phosphate M et on forme un précipité dans la solution par l'addition d'éthanol. On redissout ce précipité dans une solution tamponnée au phosphate, en ajoutant un volume égal de chloroforme et de n-butanol dans le rapport de 5:1. On agite correctement en utilisant un homogénéiseur. Le précipité blanc obtenu par ce traitement est séparé par centrifugation et le traitement est répété jusqu'à ce qu'il n'apparaisse plus de précipité. Après élimination des protéines, on ajoute du citrate de sodium à la phase hydrosoluble, à une concentration finale de 3 %. On ajoute encore 5 volumes d'éthanol et on recueille le précipité résul- tant par centrifugation. On ajoute au précipité un volume correct d'acétone, on mélange convenablement puis on jette la liqueur surnageante obtenue par centrifugation. Ensuite, on ajoute de l'éther au précipité et on suit un mode opératoire semblable à celui qui a été indiqué ci-dessus. Enfin, on sèche le précipité sous vide. On obtient ainsi le polysaccharide désiré. Lorsqu'on utilise une souche semblable à la souche SMU-76 à la place de cette dernière, on isole encore un poly- saccharide eh suivant le mode opératoire décrit ci-dessus. Il a ensuite été confirmé que les propriétés sérolo- giques du polysaccharide ainsi obtenu étaient différentes de celles des souches capsulaires des types A, B, C et D de S. aureus. Par l'immunisation active de souris avec ce poly- saccharide (10 Fg de polysaccharide pour 15 à 20 g de souris), on protège les animaux d'une infection provoquée par des souches SMU-76 ou des souches analogues. De même, une activité quanti- tative minimale de sérum hyper-immun de lapin préparée avec des souches SMU-76 ou des souches similaires protégeant des sou- ris d'une infection provoquée par 10 organismes des souches SMU-76 ou similaires, a pu être totalement absorbée avec 5 mg de ces organismes. Toutefois, des souris immunisées avec le polysaccharide provenant de souches non encapsulées de S. epider- midis par la méthode décrite ci-dessus n'ont pas été immunisées vis-à-vis d'une infection provoquée. De même, il y a lieu de remarquer que l'activité de protection de la souris d'un sérum hyper-immun de lapin préparé avec des souches SMU-76 ou des souches similaires n'a pas été absorbée par des souches non encapsulées de S. epidermidis. EXEMPLE 3 Des numérations leucocytaires ont été effectuées sur le lait provenant de quatre trayons de deux groupes de vaches, les vaches d'un groupe étant vaccinées contre l'infection et les vaches de l'autre groupe constituant un groupetémoin. La paire antérieure de trayons partage un système lymphatique, en sorte que la probabilité d'infection d'un second trayon anté- rieur, lorsque le premier est infecté, est égale à environ 0,80. Il en est de même de la paire postérieure. La probabilité d'in- fection d'avant en arrière est faible (environ 0,4). Les mesures ont été effectuées comme suit Dix jours après le prélèvement initial d'échantillons, l'animal est vacciné. Une semaine après l'injection, le second échantillon est prélevé. Une semaine après le second échantillon, un troisième échantillon est prélevé et une seconde injection est administrée. Les quatrième et cinquième échantillons sont prélevés respectivement 30 et 60 jours après la seconde injection. Un troupeau de 196 vaches, à la prison d'état de Reidsville, est traité comme décrit ci-dessus avec le vaccin de l'exemple 2. On constate que: 1. Le pourcentage de mammite staphylococcique de la vache est réduit de moitié une semaine après la seconde in- jection tandis que le degré d'infection du groupe témoin reste à peu près constant, et il en est ainsi pendant 30 jours. 2. Une semaine après la seconde injection, le degré d'infection streptococcique chez le groupe vacciné est réduit d'environ 45 % tandis que le degré d'infection du groupe témoin reste constant, et il en est ainsi pendant 30 jours après la seconde injection, excepté une légère élévation du degré d'in- fection dans le groupe vacciné. Trente jours après la seconde injection, le degré d'infection du groupe vacciné est passé de 45ïo à un maximum de 60% de son niveau précédent, tandis que le degré d'infection dans le groupe témoin est resté essentielle- ment constant. Il va de soi que la présente invention n'a été décrite qu'à titre explicatif, mais nullement limitatif et que de nom- breuses modifications peuvent y être apportées sans sortir de son cadre. 12. REVENDICATIONS 1. - Procédé de production d'un vaccin se présen- tant sous forme de polysaccharide capsulaire à partir de souches encapsulées, sérologiquement différentes, de Staphylococcus aureus, caractérisé en ce qu'il comprend: (a) la culture d'une souche de S. aureus dans une gélose molle au sérum qui contient du sérum anti-souche diffuse de Smith; (b) l'isolement d'une souche diffuse de type A à croissance de type compact dans ladite gélose molle au sérum; (c) la culture de cette souche de S. aureus dans une gélose molle au sérum contenant des anti-sérums relatifs aux aux souches de type A; (d) l'isolement de secondes souches qui présentent encore une croissance de type diffus dans la gélose molle- au sérum; (e) la culture de ladite souche de S. aureus dans une gélose molle au sérum contenant des anti- sérums relatifs auxdites secondes souches; (f) l'isolement d'une couche de type B qui présente une croissance de type compact dans la gélose molle au sérum; et (g) l'isolement du polysaccharide capsulaire provenant des souches de type B. 2. - Procédé selon la revendication 1, caracté- risé en ce que le S. aureus est cultivé dans la gélose molle au sérum contenant des anti-sérums relatifs aux cinquièmes souches, les cinquièmes souches de type C, qui présentent une croissance de type compact dans la gélose molle au sérum, sont isolées et un polysaccharide capsulaire est isolé de ces souches de type C. 3. - Procédé selon la revendication 1, caracté- risé en ce que des sixièmes souches sont isolées d'une culture en gélose molle au sérum contenant des anti-sérums relatifs aux souches des types A, B et/ou C; des septièmes souches de type D, présentant une croissance compacte dans la gélose molle au sérum contenant des anti-sérums relatifs à ces septièmes souches, sont isolées et un polysaccharide capsulaire est isolé de ces souches de type D. 13. 4. - Vaccin se présentant sous forme de polysac- charide capsulaire obtenu selon le procédé de l'une quelconque des revendications 1 à 3. 5. - Médicament, destiné notamment à l'immuni- sation des bovins contre une maladie infectieuse, caractérisé en ce qu'il contient un vaccin se présentant sous forme de polysaccharide capsulaire provenant de souches encapsulées, sérologiquement différentes, de S. aureus, en quantité suffi- sante pour déclencher une réponse immunisante par production d'anticorps.