Brevet FR3145757A1 — publié le 20240816

Milieu et procédé de culture des archaea méthanogènes La présente invention concerne un nouveau milieu de culture permettant la culture d’archaea méthanogènes et la production de méthane gazeux par une archaea méthanogène sans apport exogène d’hydrogène ni de dioxyde de carbone. Plus particulièrement, l’invention concerne un procédé de culture d’une archaea méthanogène dans un bioréacteur en atmosphère aérobie, de préférence à l’air ambiant, un procédé de production de méthane et enfin un milieu de culture stérilisé apte à cultiver une archaea méthanogène. Figure pour l’abrégé : aucune Milieu et procédé de culture des archaea méthanogènes La présente invention concerne un nouveau milieu de culture permettant la culture d’archaea méthanogènes et la production de méthane gazeux par une archaea méthanogène sans apport exogène d’hydrogène ni de dioxyde de carbone. Arrière-plan technologique Les archaea sont des microorganismes formant collectivement un des domaines du monde vivant [1]. Un groupe d’archées, dites archées méthanogènes (ci-dessous également désignées « méthanogènes »), sont des archaea anaérobies stricts, connus pour être les seuls êtres vivants capables de produire du méthane comme sous-produit de leur métabolisme. Il existe 3 groupes métaboliques d’archées méthanogènes : les méthanogènes hydrogénotrophes, les méthanogènes acétotrophes et les méthanogènes méthylotrophes. Les méthanogènes sont connus pour leur capacité à synthétiser du méthane gazeux (CH 4 ) à partir d’hydrogène (H 2 ) au cours d’une réaction métabolique appelée méthanogenèse [2] ou méthanogenèse biotique par opposition à la synthèse chimique de méthane appelée méthanogenèse abiotique. La méthanogenèse biotique est une réaction d’intérêt dans différents domaines. D’une part, le méthane biotique est une source d’énergie importante, produit dans des usines de méthanogenèse pour être ensuite exploité industriellement [3]. D’autre part, le méthane biotique libéré dans l’atmosphère est considéré comme participant au réchauffement de l’atmosphère [4]. Une source particulièrement importante de méthane biotique est le microbiote digestif des mammifères qui contient des méthanogènes mais pas de microorganismes méthanotrophes (c’est à dire de microorganismes consommant le méthane) de sorte que le méthane produit par les méthanogènes du microbiote intestinal doit être libéré à l’extérieur du tube digestif sous forme gazeuse. Le microbiote intestinal humain apparemment sain comporte toujours des méthanogènes [5][6][7]. Methanobrevibacter smithii ( M. smithii ) est le méthanogène le plus densément et le plus fréquemment détecté dans le microbiote intestinal humain [8]. Dans le microbiote intestinal, M. smithii réduit l'hydrogène résultant de la fermentation des substrats alimentaires par les bactéries anaérobies [9]. L'importance primordiale de M. smithii dans l'équilibre du microbiote intestinal est attestée par le fait qu'il n'est pas détecté dans les selles prélevées chez des patients souffrant de malnutrition sévère menaçant le pronostic vital, illustrant le rôle clé que joue ce micro-organisme particulier dans la régulation homéostatique de la physiologie de l'intestin [10][11]. M. smithii est également détecté chez l’Homme apparemment sain dans le microbiote de la cavité buccale [12]. Chez l’Homme malade, M. smithii est détecté dans des prélèvements cliniques dans trois situations, dans le sang lors des archaemies et des endocardites associées [13], dans le pus collecté d’abcès de différentes localisations tissulaires [14][15] et enfin dans les prélèvements d’urines au cours des infections urinaires [16] et dans les prélèvements vaginaux au cours de la vaginose dite bactérienne ([16] et WO2019/122545) qui sont deux situations de dysbioses. M. smithii peut être idéalement détecté par son isolement par culture, par exemple dans un des prélèvements cliniques suscités. Les protocoles actuels d'isolement par culture de M. smithii à partir d'échantillons cliniques de microbiote tels que les selles [17], le liquide buccal [12] et les échantillons cliniques prélevés sur des abcès tels que les abcès musculaires [18] et les abcès cérébraux [15], comportent tous un apport d'hydrogène (dans la présente demande « hydrogène » est interchangeable avec « dihydrogène ») et de dioxyde de carbone dans l'atmosphère de culture [19]. L'hydrogène peut être fourni à l'atmosphère de culture sous forme d'hydrogène gazeux à partir d'une source externe [19] sous forme d'hydrogène produit chimiquement dans l'environnement de culture lui-même [20] ou sous forme d'hydrogène biotique résultant de la fermentation bactérienne dans l'environnement de culture [17]. C’est dans ce contexte de connaissances, que les inventeurs ont mis au point de façon inattendue un milieu de culture qui permet de mettre en culture des archaea méthanogènes en atmosphère aérobie, de préférence à l’air ambiant, et de les faire croitre sans apport exogène d’hydrogène ni de dioxyde de carbone. La présente invention vise donc à proposer un milieu de culture qui permet de mettre en culture des archaea méthanogènes en atmosphère aérobie, de préférence à l’air ambiant, et de les faire croitre sans apport exogène d’hydrogène ni de dioxyde de carbone, permettant ainsi la production biologique de méthane par lesdites archaea méthanogènes. Ce milieu de culture est particulièrement avantageux car il permet de cultiver les archées méthanogènes sans apport exogène de CO 2 et sans apport de H 2 tout au long du procédé de culture des archaea méthanogènes. Cette propriété est particulièrement avantageuse notamment car l’utilisation de H 2 , qui est un gaz explosif dans une infrastructure pour la culture d’archées, est très réglementée et parfois même impossible. Ainsi, la culture des archaea méthanogènes est beaucoup plus facile à mettre en œuvre avec le milieu de culture selon l’invention car elle peut se faire en atmosphère aérobie, de préférence à l’air ambiant. Selon un premier aspect, l’invention concerne un procédé de culture d’un archaea méthanogène dans un bioréacteur en atmosphère aérobie, de préférence à l’air ambiant, comprenant la mise en culture de l’archaea méthanogène dans un milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène, ledit milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène comprenant : - un sel de sélénite à une concentration allant de 0,001 mg/L à 0,1 mg/L, - un sel de tungstate à une concentration allant de 0,001 mg/L à 0,1 mg/L, - un sel de nickel à une concentration de 0,01 à 0,1 mg/L, - du méthanol à une concentration d'au moins 0,015 g/L, - de l’acétate de sodium (Na-acétate) à une concentration allant de 1 g/L à 2 g/L, - du formate de sodium (Na-formate) à une concentration allant de 1 g/L à 3 g/L, et - du sulfure de sodium (Na 2 S) à une concentration allant de 0,1 à 0,3 g/L. Selon un deuxième aspect, l’invention concerne un procédé de production de méthane comprenant les étapes de : a. mettre en œuvre du procédé de culture selon l’invention à une température permettant à l’archaea méthanogène de se multiplier ; et b. récupérer le méthane produit à l’étape a). Selon un troisième aspect, l’invention concerne un milieu de culture stérilisé apte à cultiver une archaea méthanogène comprenant : - un sel de sélénite à une concentration allant de 0,001 mg/L à 0,1 mg/L, - un sel de tungstate à une concentration allant de 0,001 mg/L à 0,1 mg/L, - un sel de nickel à une concentration de 0,01 à 0,1 mg/L, - du méthanol à une concentration d'au moins 0,015 g/L, - de l’acétate de sodium (Na-acétate) à une concentration allant de 1 g/L à 2 g/L, - du formate de sodium (Na-formate) à une concentration allant de 1 g/L à 3 g/L, et - du sulfure de sodium (Na2S) à une concentration allant de 0,1 à 0,3 g/L. Description détaillée de l’invention Définitions Le terme « bioréacteur », appelé également fermenteur, signifie un appareil dans lequel on multiplie des micro-organismes (levures, bactéries, champignons microscopiques, algues, cellules animales et végétales). Dans le cadre de la présente invention le bioréacteur comprend de préférence des moyens de récupération du méthane produit par l’archaea méthanogène. Le terme « atmosphère aérobie » signifie un milieu qui contient du dioxygène. Dans le cadre de la présente invention, l’atmosphère aérobie est de préférence l’air ambiant. Il est décrit dans la littérature que l'air ambiant se compose, pour l'essentiel, d'azote (78,08 %), d'oxygène (20,95 %) et, pour moins de 1 % de gaz rares. Dans la présente description, la personne du métier comprendra que les modes de réalisation peuvent être combinés entre eux. Procédé de culture Selon un premier aspect, l’invention concerne un procédé de culture d’un archaea méthanogène dans un bioréacteur en atmosphère aérobie, de préférence à l’air ambiant, comprenant la mise en culture de l’archaea méthanogène dans un milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène, ledit milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène comprenant : - un sel de sélénite à une concentration allant de 0,001 mg/L à 0,1 mg/L, - un sel de tungstate à une concentration allant de 0,001 mg/L à 0,1 mg/L, - un sel de nickel à une concentration de 0,01 à 0,1 mg/L, - du méthanol à une concentration d'au moins 0,015 g/L, - de l’acétate de sodium (Na-acétate) à une concentration allant de 1 g/L à 2 g/L, - du formate de sodium (Na-formate) à une concentration allant de 1 g/L à 3 g/L, et - du sulfure de sodium (Na2S) à une concentration allant de 0,1 à 0,3 g/L. On comprend que le procédé de culture selon la présente invention ne nécessite ni l'apport de dihydrogène (H 2 ) ni l’apport de dioxyde de carbone (CO 2 ). La mise en culture d’un archaea méthanogène dans un bioréacteur à l’air ambiant est particulièrement avantageuse puisqu’elle ne nécessite aucune étape visant à modifier l’atmosphère présente dans le bioréacteur. Cela diffère des procédés de l’art antérieur dans lesquels l’atmosphère dans le bioréacteur est supplémentée en dihydrogène (H 2 ) et/ou en dioxyde de carbone (CO 2 ), éventuellement à une pression plus importante que la pression atmosphérique. Ainsi, dans le cadre de la présente invention, le bioréacteur n’est ni supplémenté en H 2 ni supplémenté en CO 2 . Dans le cadre de la présente invention, l’archaea méthanogène est simplement mis en culture dans le milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène à l’air ambiant sans modification de la pression. Ainsi, la pression à l’intérieur du bioréacteur peut être identique à la pression de l’air ambiant, c’est-à-dire une pression de 1 atm. Le procédé selon l’invention est donc plus vertueux puisque moins gourmand en énergie, moins gourmand en ressource et moins complexe que les procédés décrits dans l’art antérieur. Dans des modes de réalisation du procédé selon l’invention, l’ archaea méthanogène est choisie parmi Methanobrevibacter, Methanosphaera, Methanomassiliicoccus, Methanobacterium, Methanococcus et Methanosaeta, de préférence choisie parmi Methanobrevibacter smithii, Methanobrevibacter oralis, Methanosphaera stadtmanae, Methanomassiliicoccus luminyensis, Methanobacterium beijingense et Methanosaeta concilii , de préférence encore Methanobrevibacter smithii . Dans des modes de réalisation du procédé selon l’invention, le sel de sélénite est à une concentration allant de de 0,01 mg/L à 0,03 mg/L, par exemple de 0,015 mg/L. Dans des modes de réalisation du procédé selon l’invention, le sel de tungstate est à une concentration allant de 0,01 mg/L à 0,03 mg/L, par exemple de 0,02 mg/L Dans des modes de réalisation du procédé selon l’invention, le sel de nickel est à une concentration allant de 0,05 mg/L à 0,08 mg/L, par exemple de 0,07 mg/L. Dans des modes de réalisation du procédé selon l’invention, le méthanol est à une concentration allant de 0,015 g/L à 35 g/L, de préférence allant de 0,5 g/L à 10 g/L, de préférence allant de 1 g/L à 5 g/L, de préférence allant de 1 g/L à 3 g/L, par exemple de 1,28 g/L Dans des modes de réalisation du procédé selon l’invention, l’acétate de sodium est à une concentration allant de de 1 g/L à 1,5 g/L, par exemple à une concentration de 1 g/L. Dans des modes de réalisation du procédé selon l’invention, le formate de sodium est à une concentration allant de de 1,5 g/L à 2,5 g/L, par exemple à une concentration de 2 g/L. Dans des modes de réalisation du procédé selon l’invention, le sel de sélénite est Na 2 SeO 3 , de préférence sous forme d’hydrate Na 2 SeO 3 .5H 2 O. Dans des modes de réalisation du procédé selon l’invention, le sel de tungstate est Na 2 WO 4 , de préférence sous forme d’hydrate Na 2 WO 4 .2H 2 O. Dans des modes de réalisation du procédé selon l’invention, le sel de nickel est NiCl 2 , de préférence sous forme d'hydrate NiCl 2 .6H 2 O. Le milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène comprend les composants que l'on retrouve dans les milieux de base de culture aptes à cultiver une archaea. Ainsi, dans des modes de réalisation du procédé selon l’invention, le milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène comprend : - une ou plusieurs sources de carbone, de préférence une ou plusieurs sources de carbone choisie parmi un extrait de levure et un Tryptone de caséine (ex. CAS n°91079-40-2), - une ou plusieurs sources de phosphore, de préférence un ou plusieurs sels de phosphate. Dans des modes de réalisations particuliers lesdits un ou plusieurs sels de phosphate sont choisis parmi K 2 HPO 4 et KH 2 PO 4 , - une ou plusieurs sources d'azote, de préférence un ou plusieurs sels d'ammonium. Dans des modes de réalisations particuliers sels d'ammonium est NH 4 Cl, et - des oligoéléments, de préférence des sels choisis parmi des sels de Ni, Fe, W, K, Mg, Na, Se, Mo, Mn, Cu, Zn, B, Co et/ou Ca. De préférence les sels sont choisis parmi NiCl2, FeSO4, MgSO 4 , KCl, NaCl et NaHCO 3 . Des oligoéléments classiquement utilisés dans un milieu de culture apte à cultiver une archaea méthanogène sont les oligoéléments de Widdel [23] et/ou les oligoéléments de Balch [24]. Les oligoéléments de Widdel comprennent FeCl 2 , CoCl 2 , MnCl 2 , ZnCl 2 , H 3 BO 3 , Na 2 MoO 4 , NiCl 2 et CuCl 2 (cf. Tableau 1). Les oligoéléments de Balch comprennent NaCl, FeSO 4 et ZnSO 4 , MgSO 4 , MnSO 4 , CoSO 4 , H 3 BO 3 , NiCl 2 , Na2MoO 4 , CaCl 2 (cf. Tableau 2). Le milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène peut comprendre des oligoéléments de Widdel et/ou des oligoéléments de Balch, éventuellement supplémenté avec d’autres oligoéléments, tel que des sels choisis parmi des sels de Ni, Fe, W, K, Mg, Na, Se, Mo, Mn, Cu, Zn, B, Co et/ou Ca, de préférence des sels choisis parmi NiCl 2 , FeSO 4 , MgSO 4 , KCl, NaCl et NaHCO 3 . Quantité pour 1 litre de H 2 O HCl 25% 10 ml FeCl 2 x 4H 2 O 1,5 g CoCl 2 x 6H 2 O 190 mg MnCl 2 x 4H 2 O 100 mg ZnCl 2 70 mg H 3 BO 3 62 mg Na 2 MoO 4 x 2H 2 O 36 mg NiCl 2 x 6H 2 O 24 mg CuCl 2 x 2H 2 O 17 mg Tableau 1 : Solution d’oligo-éléments de Widdel. Quantité par litre de H 2 O Nitrilotriacetic acid 1,5 g MgSO 4 x 7H 2 O 3 g MnSO 4 x H 2 O 0,5 g NaCl 1,g FeSO 4 x 7H 2 O 0,1 g CoSO 4 x 7H 2 O 0,18 g CaCl 2 x 2H 2 O 0,1 g ZnSO 4 x 7H 2 O 0,18 g KAl(SO 4 ) 2 x 12H 2 O 0,02 g H 3 BO 3 0,01 g Na 2 MoO 4 x 2H 2 O 0,01 g NiCl 2 x 6H 2 O 0,03 g Na 2 SeO 3 x 5H 2 O 0,3 mg Tableau 2 : Solution d’oligoéléments de Balch. Dans des modes de réalisation du procédé selon l’invention, le milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène comprend un ou plusieurs composés antioxydant, de préférence un ou plusieurs composés choisis parmi l’acide ascorbique, le glutathion (γ-L-Glutamyl-L-cysteinylglycine) et l’acide urique. Dans des modes de réalisation du procédé selon l’invention, le milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène comprend un ou plusieurs sucres, de préférence du glucose. Dans des modes de réalisation du procédé selon l’invention, le milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène comprend un ou plusieurs tampons, de préférence un ou plusieurs tampons choisis parmi K 2 HPO 4 et NaHCO 3 . Le tampon permet de maintenir le pH à un niveau optimal pour la multiplication de l’archaea méthanogène. De préférence, le pH dans le milieu de culture va de pH 7 à pH 7.5. Dans des modes de réalisation du procédé selon l’invention, le milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène comprend des vitamines, de préférence des vitamines choisies parmi la biotine, l’acide folique, l’hydrochlorure de pyridoxine, l’hydrochlorure de thiamine, la riboflavine, l’acide nicotinique, le pantothénate de DL-calcium, la vitamine B12, l’acide p-aminobenzoïque et l’acide lipoïque. Des vitamines classiquement utilisées dans un milieu de culture apte à cultiver une archaea méthanogène sont les vitamines de Balch [24]. Les vitamines de Balch comprennent la biotine, l’acide folique, l’hydrochlorure de pyridoxine, l’hydrochlorure de thiamine, la riboflavine, l’acide nicotinique, le pantothénate de DL-calcium, la vitamine B12, l’acide p-aminobenzoïque et l’acide lipoïque (cf. Tableau 3). Quantité par litre de H 2 O Biotine 2 mg Acide folique 2 mg Pyridoxine-HCl 10 mg Thiamine-HCl x 2H 2 O 5 mg Riboflavine 5 mg Acide nicotinique 5 mg D-Ca-pantothénate 5 mg Vitamine B12 0,1 mg Acide p-Aminobenzoïque 5 mg Acide lipoique 5 mg Tableau 3 : Solution de vitamines de Balch. Dans des modes de réalisation du procédé selon l’invention, le milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène comprend du méthanol. Etant donné que la culture se fait à l’air ambiant, il n’est pas nécessaire que le milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène comprenne un indicateur d’oxydoréduction pour contrôler l’anaérobie, tel que la résazurine. Dans des modes de réalisation du procédé selon l’invention, le milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène comprend: NiCl 2 x 6H 2 O 0,05 mg/L à 0,08 mg/L FeSO 4 x 7H 2 O 0,1 mg/L à 0,03 mg/L MgSO 4 x 7H 2 O 0,05 g/L à 0,2 g/L K 2 HPO 4 0,2 g/L à 0,7 g/L KH 2 PO 4 0,2 g/L à 0,7 g/L KCl 0,01 g/L à 0,1 g/L CaCl 2 0,01 g/L à 0,1 g/L NaCl 1 g/L à 2 g/L NH 4 Cl 0,5 g/L à 2 g/L Na-Acétate 1 g/L à 2 g/L Extrait de levure 1 g/L à 10 g/L Glucose 1 g/L à 10 g/L Tryptone de caséine 1 g/L à 10 g/L Acide ascorbique 0,5 g/L à 2 g/L Glutathion 0,01 g/L à 0,5 g/L Acide urique 0,1 g/L à 1 g/L Solution d’oligoéléments de Widdel 1 mL/L à 5 mL/L Solution d’oligoéléments de Balch 5 mL/L à 20 mL/L Na-Format 1 g/L à 3 g/L, par exemple de 1,5 g/L à 2,5 g/L Sel de sélénite 0,01 mg/L à 0,03 mg/L Sel de tungstate 0,01 mg/L à 0,03 mg/L Na 2 S 0,1 g/L à 0,3 g/L NaHCO 3 0,1 à 0,5 g/L Méthanol 0,015 g/L à 35 g/L Dans des modes de réalisation du procédé selon l’invention, le milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène comprend: NiCl 2 x 6H 2 O 0,07 mg/L FeSO 4 x 7H 2 O 0,2 mg/L MgSO 4 x 7H 2 O 0,1 g/L K 2 HPO 4 0,5 g/L KH 2 PO 4 0,5 g/L KCl 0,05 g/L CaCl 2 0,05 g/L NaCl 1,5 g/L NH 4 Cl 1 g/L Na-Acétate 1 g/L Extrait de levure 5 g/L Glucose 5 g/L Tryptone de caséine 5 g/L Acide ascorbique 1 g/L Glutathion 0,1 g/L Acide urique 0,5 g/L Solution d’oligoéléments de Widdel 2 mL/L Solution d’oligoéléments de Balch 10 mL/L Na-Format 2 g/L Sel de sélénite 0,015 mg/L Sel de tungstate 0,02 mg/L Na 2 S 0,25 g/L NaHCO 3 0,25 g/L Méthanol 1,28 g/L Le milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène peut se trouver à l’état liquide auquel cas il comporte de l’eau distillée ou dans un état lyophilisé apte à être régénéré par ajout d’eau distillée ou encore à l’état solide, notamment sous forme gélosée, classiquement par ajout d’une quantité appropriée d’agar. Dans des modes de réalisation du procédé selon l’invention, le milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène comprend également une bactérie apte à produire de l’hydrogène. Les inventeurs se sont en effet aperçu que le milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène permet également de cultiver une bactérie apte à produire de l’hydrogène. Par exemple, l’archaea méthanogène et la bactérie apte à produire du dihydrogène sont co-cultivées dans le bioréacteur, de préférence on réalise tout d'abord la culture de la bactérie apte à produire du dihydrogène dans le milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène et on introduit l’archaea méthanogène après que ladite bactérie apte à produire du dihydrogène a déjà produit du dihydrogène. Des procédés de co-culture sont décrits dans la littérature, par exemple dans la demande de brevet WO2015162366. Dans des modes de réalisation du procédé selon l’invention, le milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène est dépourvu de limaille de fer et/ou d’acide acétique. Dans des modes de réalisation particuliers, la bactérie apte à produire de l’hydrogène est choisie parmi les bactéries de la famille des Enterobacteriaceae et les bactéries de la famille des Bacteroides , de préférence choisie parmi Bacteroides thetaiotaomicron, Escherichia coli, Christensenella minuta, Proteus mirabilis, Klebsiella pneumoniae, Klebsiella koseri, Enterobacter aerogenes, Enterobacter cloacae, Moganella morganii, Clostridium butyricum et Clostridium perfringens . Dans des modes de réalisation, le procédé de culture est réalisé à une température permettant à l’archaea méthanogène de se multiplier, de préférence à une température allant de 20°C à 40°C, idéalement à 37°C. Dans un mode de réalisation particulier de l’invention du procédé de culture selon l’invention, le bioréacteur n’est pas supplémenté en dihydrogène (H2) et/ou en dioxyde de carbone (CO2). Dans un mode de réalisation particulier de l’invention du procédé de culture selon l’invention, le milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène comprend en outre une bactérie anaérobie apte à produire du dihydrogène, par exemple une bactérie de la famille des Actinobacteria et/ou une bactérie de la famille des Bacteroides, de préférence une bactérie choisie parmi Escherichia coli, Christensenella minuta, Proteus mirabilis, Bacteroides thetaiotaomicron, Klebsiella pneumoniae, Klebsiella koseri, Enterococcus cloacae, Clostridium butyricum, Moganella morganii, Clostridium perfringens et Enteroccocus aerogenes. Dans un mode de réalisation particulier de l’invention du procédé de culture selon l’invention, le milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène ne comprend pas de bactérie anaérobie apte à produire du dihydrogène. Le procédé selon l’invention permet d’établir en culture une archaea méthanogène, c’est-à-dire que celle-ci peut ainsi être sous cultivée indéfiniment. Procédé de production de méthane L’invention concerne également un procédé de production de méthane comprenant les étapes de : a) mettre en œuvre du procédé de culture selon l’invention à une température permettant à l’archaea méthanogène de se multiplier ; et b) récupérer le méthane produit à l’étape a). Dans des modes de réalisation particuliers du procédé selon l’invention, l’étape a) est réalisée en plaçant le bioréacteur à une température allant de 20°C à 40°C, de préférence à 37° C. Cela permet d’atteindre une phase de croissance exponentielle avec dégagement de méthane, de préférence avec dégagement de méthane en au moins 1 jour, de préférence pas plus de 15 jours, de préférence encore pas plus de 7 jours. Plus particulièrement, il est possible d’obtenir une culture en phase exponentielle de croissance en 1 à 10 jours, de préférence pas plus de 7 jours, cette phase de croissance se caractérisant par : (1) une production de méthane d’au moins 10 µM, tel que déterminé par chromatographie en phase gazeuse, et (2) une visualisation au microscope à fluorescence de microorganismes sphériques d'une taille de 0,5 à 1 µm, et auto fluorescents à 420 nm. L’étape b) peut être mise en œuvre avec des moyens de récupération du méthane produit à l’étape a). Milieu de culture L’invention concerne également un milieu de culture stérilisé apte à cultiver une archaea méthanogène comprenant : - un sel de sélénite à une concentration allant de 0,001 mg/L à 0,1 mg/L, - un sel de tungstate à une concentration allant de 0,001 mg/L à 0,1 mg/L, - un sel de nickel à une concentration de 0,01 à 0,1 mg/L, - du méthanol à une concentration d'au moins 0,015 g/L, - de l’acétate de sodium (Na-acétate) à une concentration allant de 1 g/L à 2 g/L, - du formate de sodium (Na-formate) à une concentration allant de 1 g/L à 3 g/L, et - du sulfure de sodium (Na 2 S) à une concentration allant de 0,1 à 0,3 g/L. Les modes de réalisation prévus dans la partie « procédé de culture » ci-dessus, et relatifs au milieu de culture apte à cultiver une archaea méthanogène utilisé dans le bioréacteur, doivent être également considérés comme des modes de réalisation du milieu de culture selon l’invention. Ces modes de réalisation ne sont pas repris dans la partie « Milieu de culture » par souci de concision. Dans des modes de réalisation de l’invention, le milieu de culture apte à cultiver une archaea méthanogène est stérilisé. La préparation d’un milieu de culture stérilisé selon l’invention peut être réalisée en mettant en œuvre un procédé de préparation comprenant les étapes successives suivantes: 1- on place un dit milieu de culture ne contenant pas les composants susceptibles d’être dégradés par chauffage, tel que le méthanol, les vitamines, les sels de sodium labiles comme NaHCO 2 , NaHCO 3 et Na 2 S et, le cas échéant, les acides gras volatiles (AGV), ci-après dénommé "milieu de culture incomplet", et 2- on stérilise par chauffage ledit milieu de culture incomplet, de préférence dans un autoclave, une température supérieure à 100°C pendant au moins 15 min, et 3- on refroidit ledit milieu de culture incomplet à température ambiante et on ajoute dans ledit milieu de culture incomplet, lesdits composants susceptibles d’être dégradés par chauffage, tels que les composants listés à l’étape 1. Plus particulièrement, la température à l'étape 2 ci-dessus est de 120°C pendant au moins 20 minutes ou 110°C pendant au moins 45 minutes. Brève description des figures Résultats de production de méthane pour les cinq souches de M. smithii . B2 condition : Milieu SAB + 80% hydrogène + 20 % CO 2 . C1 condition : milieu GG sans apport d’hydrogène ni CO 2 . Concentration d’hydrogène produit par onze souches bactériennes cultivées dans le milieu GG. Exemples Exemple 1. Culture de souches de M. smithii dans différents milieux de culture Une souche de M. smithii conservée dans la collection de souches de l'Unité des Rickettsies, Marseille, France sous le numéro Q5488 (CSUR Q5488) a été inoculée dans 30 tubes Hungate différents (Dominique Dutscher, Brumath, France), contenant chacun 200 μL de tampon Phosphate de Dulbecco Buffered Saline (DPBS, Fisher Scientific, Waltham, Massachusetts, USA) pour étudier six conditions expérimentales différentes, comme détaillé ci-dessous (en d'autres termes, cinq tubes Hungate par condition expérimentale). La condition A1 inclut des tubes de Hungate ensemencés avec un milieu SAB 0, c’est-à-dire un milieu SAB (Tableau 8) ne contenant ni Na-acétate ni Na-formate. Le milieu SAB (cf. Tableau 8) est un milieu polyvalent qui permet, en présence d’hydrogène et de dioxyde de carbone exogènes la croissance et l'isolement de la plupart des espèces méthanogènes. Ces tubes ont été dégazés pendant trois minutes avec de l'azote à 2 bars, ensemencés avec 200 µL de M. smithii souche Q5488 et dégazés à nouveau pendant 30 secondes avec de l'azote à 2 bars. La condition A2 comprenait cinq tubes et un tube témoin, similaire à la condition A1 à la différence qu'ils ont été gazés avec un mélange de 80% d'hydrogène et de 20% de dioxyde de carbone pendant 30 secondes à une pression de 2 bars. La condition B1 comprenait cinq tubes Hungate et un tube Hungate témoin, tous contenant le milieu SAB, tel que décrit dans le Tableau 8. Ce milieu SAB a été préparé à partir du milieu SAB 0 en ajoutant 100 µL d'une solution mère de Na-acétate et de Na-formate (Sigma-Aldrich Chimie, Saint Quentin Fallavier, France) tamponnée à pH 7,3 et filtrée à 0,2 µm (Merck, Darmstadt, Allemagne). Ces tubes ont été dégazés pendant trois minutes avec de l'azote à une pression de 2 bars puis dégazés après ensemencement avec 200 µL de M. smithii souche Q5488, pendant 30 secondes avec de l'azote, toujours à une pression de 2 bars. La condition B2 était la même que la condition B1, à la différence que les cinq tubes Hungate et le tube Hungate témoin ont été gazés avec un mélange de 80% d'hydrogène et de 20% de dioxyde de carbone pendant 30 secondes à une pression de 2 bars. La condition C1 comprenait cinq tubes Hungate et un tube témoin, tous contenant le milieu SAB enrichi avec 2 g/L d'acétate et 2 g/L de formiate. Ce milieu a été appelé milieu GG, c’est-à-dire un milieu selon l’invention (Tableau 7). Le milieu GG a été préparé à partir du milieu SAB 0 (exempt d'acétate et de formate) en ajoutant 200 μL d'une solution mère de Na-acétate et de Na-formate (Sigma-Aldrich Chimie) tamponnée à pH 7,3 et filtrée à 0,22 μm (Merck, Darmstadt, Allemagne). Ces tubes ont été dégazés pendant trois minutes avec de l'azote à 2 bars et dégazés à nouveau pendant 30 secondes après avoir été ensemencés avec 200 µL de la suspension de souche M. smithii Q5488. La condition C2 était la même que la condition C1, à la différence que les cinq tubes de Hungate et le tube de Hungate témoin négatif ont été gazés avec un mélange de 80 % d'hydrogène et de 20 % de dioxyde de carbone pendant 30 secondes à une pression de 2 bars. Tous les 36 tubes décrits ici ont été incubés pendant sept jours à 37 °C. La croissance de M. smithii dans les différents milieux a été suivie par détection et quantification du méthane dans les tubes de Hungate par chromatographie en phase gazeuse (Tableau 9). Des différences de production de méthane entre les différentes conditions ont été observées à J7. Les conditions B2 (milieu SAB sous atmosphère à 80% d'hydrogène et 20% de dioxyde de carbone) et C2 (milieu GG sous atmosphère à 80% d'hydrogène et 20% de dioxyde de carbone) ont conduit à la plus grande production de méthane, sans différence significative entre ces deux conditions (valeur p C2/B2 = 0,15, test t de Student). Fait intéressant, les conditions sont ajout de H 2 et CO 2 A1 et B1 n’ont pas conduit à la production de méthane et il n’y a que la condition C1 (milieu GG sous atmosphère d'azote, sans ajout d'hydrogène ou de CO 2 ) dans laquelle il y a production de methane et cette production n'était pas significativement inférieure à celle mesurée dans les conditions B2 et C2 (p-value C1/C2 = 0,16 et p-value C1/B2 = 0,16, test t de Student). Ce qui se traduit par le fait que le milieu GG supplémenté en acétate et en formate et sans apport de H 2 ni de CO 2 a permis la croissance de M. smithii. Des real-time PCR ciblant l'ADNr 16S spécifique de M. smithii ont été faites pour suivre la croissance de M. smithii et ont montré une diminution du nombre de Ct (cycle seuil d’amplification) entre J0 (29,7 ± 0,8) et J7 (25,8 ± 0,7) dans tous les tubes ensemencés (Tableau 9). Cependant, il n'y avait pas de différence observable dans la valeur Ct entre J0 et J7 entre les six conditions. Au total 5 souches de M. smithii ont été testées sur le milieu GG sans H 2 ni CO 2 et les cinq ont cultivé sur le milieu GG ( ). Tableau 9 : Résultats de la mesure de méthane par gaz chromatographie (représentés par l’air sous la courbe) et de RT-PCR ciblant l'ADNr 16S spécifique de M. smithii. De façon tout à fait inattendue, les souches de M. smithii ont pu être cultivées dans le milieu GG selon l’invention, sans apport extérieur de H 2 ni de CO 2 , de façon tout à fait différente de l’expérience des inventeurs et des données publiées dans la littérature scientifique. Exemple 2. L’utilisation du milieu GG dans l’isolement de M. smithii à partir d’un échantillon clinique. Une série de 20 échantillons cliniques anonymisés provenant des restes de prélèvements de selles humaines qui ont été collectés au sein du laboratoire central de microbiologie clinique de l'IHU Méditerranée Infection ont été ensemencés dans le milieu GG dans le but d’isoler une souche clinique de méthanogène sans apport d’hydrogène ni de CO 2 suivant le protocole ci-dessous. Une suspension de 0,5 g de selles dans 10 mL d'eau DPBS 1X (Fisher Scientific) a été vortexée pendant quelques secondes et 200 µL de cette suspension ont été inoculés dans deux tubes Hungate (c'est-à-dire 100 µL par tube Hungate). Un tube de Hungate (tube A) contenant du milieu GG (Tableau 7) préalablement dégazé pendant trois minutes avec de l'azote à 2 bars, a été gazé avec 80 % d'hydrogène mélangé à 20 % de dioxyde de carbone pendant 30 secondes à une pression de 2 bars, a été inoculé avec la suspension et incubé à l’air ambiant sans ajout de H 2 ni de CO 2 . Un deuxième tube Hungate (tube B) contenant du milieu GG préalablement dégazé pendant trois minutes avec 2 bars d'azote, a été inoculé avec la suspension et a été incubé à l’air ambiant sans ajout de H 2 ni de CO 2 . Deux tubes de contrôle négatif, un tube imitant le tube A et le second tube imitant le tube B, ont été inoculés avec de l'eau DPBS stérile et incubés en parallèle avec le tube A et le tube B. Tous les tubes Hungate ont été incubés à 37°C pendant neuf jours. La croissance du méthanogène a été suivie par la détection et la quantification du méthane dans les tubes de Hungate par chromatographie en phase gazeuse. Dans ces conditions, 9/20 (45 %) des échantillons de selles investigués à la fois pour la condition A (tube A, milieu GG sous atmosphère à 80 % d'hydrogène et 20 % de dioxyde de carbone) et pour la condition B (tube B, milieu GG sous atmosphère d'azote, sans ajout d'hydrogène ou dioxyde de carbone) étaient positifs à la culture, comme évalué par une production détectable de méthane ( ). Le milieu GG sans apport d’hydrogène ni de dioxyde de carbone a permis la croissance de méthanogènes à partir d’échantillons cliniques. Exemple 3 : Culture de cinq différentes souches de méthanogènes sur milieu GG Cinq souches de méthanogènes « Methanobrevibacter smithii , Methanobrevibacter oralis , Methanosphaera stadtmanae , Methanomasillicoccus massiliensis et Methanobrevibacter arboriphilicus » ont été inoculées dans le milieu GG préalablement dégazé avec de l’azote et incubées à l’air ambiant sans ajout de H 2 ni de CO 2 . Les souches ont également été incubées en milieu control positif qui est le milieu SAB gazé avec 80 % d’hydrogène et 20 % de CO 2. La mesure de méthane par gaz chromatographie dans les différents tubes Hungate montre que le milieu GG permet la croissance de différentes espèces de méthanogènes (Tableau 10). Souches de méthanogènes testées concentration de [10 ^ 4] Concentration de méthane produite (AUC) Methanobrevibacter smithii 4695837 Methanobrevibacter oralis 2852392 Methanosphaera stadtmanae 2665555 Methanosphaera massiliense 2793463 Methanomassiliicoccus luminyensis 1738679 Methanobrevibacter arboriphilicus 2874143 Tableau 10 : Mesure de méthane de différentes espèces d’archaea méthanogènes cultivées dans le milieu de culture GG. Exemple 4 : Capacité du milieu GG à cultiver 11 souches bactériennes productrice d’hydrogène. Onze souches bactériennes productrice d’hydrogène ( Escherichia coli , Christensenella minuta , Proteus mirabilis , Bacteroides thetaiotaomicron, Klebsiella pneumoniae , Klebsiella koseri , Enterococcus cloacae , Clostridium butyricum , Moganella morganii , Clustridium perfringens et Enteroccocus aerogenes ) à une concentration de 0,5 McFarland ensemencés dans un tube Hungate contenant 5 mL de milieu GG et incuber à 37 °C. La mesure de l’hydrogène s’est faite après 24 h d’incubation des souches à l’aide du gaz chromatographie. La mesure de l’hydrogène révèle que le milieu GG permet la croissance des bactéries productrices d’hydrogène ( ) et tableau 6 reproduit ci-dessous. Souches bactériennes testées Concentration en hydrogène (ppm) Eschericchia coli 1925 Proteus mirabilis 2058 Bacteroides thetaiotoomicron 2807 Klebsiella pneumoniae 3349 Klebsiella kaseri 3735 Enterococcus cloacae 3823 Clostridium butyricum 4989 Moganella morganii 5769 Clustridium perfringens 8252 Enterococcus aerogenes 8455 Christensenella minuta 6745 Tableau 6 : Concentration d’hydrogène produit par onze souches bactériennes cultivées dans le milieu GG NiCl 2 x 6H 2 O 0,07 mg/L FeSO 4 x 7H 2 O 0,2 mg/L MgSO 4 x 7H 2 O 0,1 g/L K 2 HPO 4 0,5 g/L KH 2 PO 4 0,5 g/L KCl 0,05 g/L CaCl 2 0,05 g/L NaCl 1,5 g/L NH 4 Cl 1 g/L Na-Acétate 1 g/L Extrait de levure 5 g/L Glucose 5 g/L Tryptone de caseine (CAS n°91079-40-2) 5 g/L Acide ascorbique 1 g/L Glutathion 0,1 g/L Acide urique 0,5 g/L Solution d’oligoéléments de Widdel 2 mL/L Solution d’oligoéléments de Balch 10 mL/L Na-Format 2 g/L Sel de sélénite 0,015 mg/L Sel de tungstate 0,02 mg/L Na 2 S 0,25 g/L NaHCO 3 0,25 g/L Méthanol 1,28 g/L Tableau 7 : Composition du milieu de culture GG NiCl 2 x 6H 2 O 0,07 mg/L FeSO 4 x 7H 2 O 0,2 mg/L MgSO 4 x 7H 2 O 0,1 g/L K 2 HPO 4 0,5 g/L KH 2 PO 4 0,5 g/L KCl 0,05 g/L CaCl 2 0,05 g/L NaCl 1,5 g/L NH 4 Cl 1 g/L Na-Acétate 0,4 g/L Extrait de levure 5 g/L Glucose 5 g/L Tryptone de caseine (CAS n°91079-40-2) 5 g/L Acide ascorbique 1 g/L Glutathion 0,1 g/L Acide urique 0,5 g/L Solution d’oligoéléments de Widdel 2 mL/L Solution d’oligoéléments de Balch 10 mL/L Na-Format 1 g/L Sel de sélénite 0,015 mg/L Sel de tungstate 0,02 mg/L Na 2 S 0,25 g/L NaHCO 3 0,25 g/L Méthanol 1,28 g/L Tableau 8 : Composition du milieu de culture SAB Références bibliographiques [1] Nair et al. 2012 [2] Lyu et al., 2018 [3] Enzmann et al., 2018 [4] Liu et al., 2008 [5] Demonfort et al., 2016 [6] Grine et al., 2017 [7] Sereme et al., 2021 [8] Dridi et al., 2009 [9] Sogodogo et al., 2019 [10] Chaudhary et al., 2018 [11] Camara et al., 2021 [12] Grine et al., 2018 [13] Drancourt et al., 2020 [14] Nkamga et al., 2016 [15] Drancourt et al., 2017 [16] Grine et al., 2019 [17] Khelaifia et al., 2016 [18] Nkamga et al., 2016 [19] Haniš et al., 2022 [20] Guindo et al., 2019 [21] Khelaifia et al., 2013 [22] La Scola et al., 2014 [23] Widdel et al., 1983 [24] Balch et al., 1979 Procédé de culture d’un archaea méthanogène dans un bioréacteur en atmosphère aérobie, de préférence à l’air ambiant, comprenant la mise en culture de l’archaea méthanogène dans un milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène, ledit milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène comprenant : - un sel de sélénite à une concentration allant de 0,001 mg/L à 0,1 mg/L, - un sel de tungstate à une concentration allant de 0,001 mg/L à 0,1 mg/L, - un sel de nickel à une concentration de 0,01 à 0,1 mg/L, - du méthanol à une concentration d'au moins 0,015 g/L, - de l’acétate de sodium (Na-acétate) à une concentration allant de 1 g/L à 2 g/L - du formate de sodium (Na-formate) à une concentration allant de 1 g/L à 3 g/L, et - du sulfure de sodium (Na 2 S) à une concentration allant de 0,1 à 0,3 g/L. Procédé de culture selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel l’ archaea méthanogène est choisie parmi Methanobrevibacter, Methanosphaera, Methanomassiliicoccus, Methanobacterium, Methanococcus et Methanosaeta, de préférence choisie parmi Methanobrevibacter smithii, Methanobrevibacter oralis, Methanosphaera stadtmanae, Methanomassiliicoccus luminyensis, Methanobacterium beijingense et Methanosaeta concilii , de préférence encore Methanobrevibacter smithii . Procédé de culture selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel (i) le sel de sélénite est à une concentration allant de 0,01 mg/L à 0,03 mg/L, par exemple de 0,015 mg/L ; et/ou (ii) le sel de tungstate est à une concentration allant de 0,01 mg/L à 0,03 mg/L, par exemple de 0,02 mg/L ; et/ou (iii) le sel de nickel est à une concentration allant de 0,05 mg/L à 0,08 mg/L, par exemple de 0,07 mg/L ; et/ou (iv) le méthanol est à une concentration allant de 0,015 g/L à 35 g/L, de préférence allant de 0,5 g/L à 10 g/L, de préférence allant de 1 g/L à 5 g/L, de préférence allant de 1 g/L à 3 g/L, par exemple de 1,28 g/L. Procédé de culture selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel l’acétate de sodium est à une concentration de 1 g/L ; et/ou le formate de sodium est à une concentration de 2 g/L Procédé de culture selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel (i) le sel de sélénite est Na 2 SeO 3 , de préférence sous forme d’hydrate Na 2 SeO 3 .5H 2 O ; et/ou (ii) le sel de tungstate est Na 2 WO 4 , de préférence sous forme d’hydrate Na 2 WO 4 .2H 2 O ; et/ou (iii) le sel de nickel est NiCl 2 , de préférence sous forme d'hydrate NiCl 2 .6H 2 O. Procédé de culture selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel le bioréacteur est placé à une température permettant à l’archaea méthanogène de se multiplier, par exemple à une température allant de 20°C à 40°C, de préférence à 37°C. Procédé de culture selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel le bioréacteur n’est pas supplémenté en dihydrogène (H 2 ) et/ou en dioxyde de carbone (CO 2 ). Procédé de culture selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel le milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène comprend en outre une bactérie anaérobie apte à produire du dihydrogène, par exemple une bactérie de la famille des Actinobacteria et/ou une bactérie de la famille des Bacteroides , de préférence une bactérie choisie parmi Escherichia coli, Christensenella minuta, Proteus mirabilis, Bacteroides thetaiotaomicron, Klebsiella pneumoniae, Klebsiella koseri, Enterococcus cloacae, Clostridium butyricum, Moganella morganii, Clostridium perfringens et Enteroccocus aerogenes . Procédé de culture selon l’une des revendications 1 à 7, dans lequel le milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène ne comprend pas de bactérie anaérobie apte à produire du dihydrogène. Procédé de culture selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel le milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène comprend: - une ou plusieurs sources de carbone, de préférence une ou plusieurs sources de carbone choisie parmi un extrait de levure et un Tryptone de caséine - une ou plusieurs sources de phosphore, de préférence un ou plusieurs sels de phosphate ; - une ou plusieurs sources d'azote, de préférence un ou plusieurs sels d'ammonium ; et - des oligoéléments, de préférence des sels choisis parmi des sels de Ni, Fe, W, K, Mg, Na, Se, Mo, Mn, Cu, Zn, B, Co et/ou Ca. Procédé de culture selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel le milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène comprend un ou plusieurs composés antioxydant, de préférence un ou plusieurs composés choisis parmi l’acide ascorbique, le glutathion (γ-L-Glutamyl-L-cysteinylglycine) et l’acide urique. Procédé de culture selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel le milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène comprend un ou plusieurs sucres, de préférence du glucose. Procédé de culture selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel le milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène comprend un ou plusieurs tampons, de préférence un ou plusieurs tampons choisis parmi K 2 HPO 4 et NaHCO 3 . Procédé de culture selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel le pH va de pH 7 à pH 7.5. Procédé de culture selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel le milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène comprend: NiCl 2 x 6H 2 O 0,05 mg/L à 0,08 mg/L FeSO 4 x 7H 2 O 0,1 mg/L à 0,03 mg/L MgSO 4 x 7H 2 O 0,05 g/L à 0,2 g/L K 2 HPO 4 0,2 g/L à 0,7 g/L KH 2 PO 4 0,2 g/L à 0,7 g/L KCl 0,01 g/L à 0,1 g/L CaCl 2 0,01 g/L à 0,1 g/L NaCl 1 g/L à 2 g/L NH 4 Cl 0,5 g/L à 2 g/L Na-Acétate 1 g/L à 2 g/L Extrait de levure 1 g/L à 10 g/L Glucose 1 g/L à 10 g/L Tryptone de caseine 1 g/L à 10 g/L Acide ascorbique 0,5 g/L à 2 g/L Glutathion 0,01 g/L à 0,5 g/L Acide urique 0,1 g/L à 1 g/L Solution d’oligoéléments de Widdel 1 mL/L à 5 mL/L Solution d’oligoéléments de Balch 5 mL/L à 20 mL/L Na-Format 1 g/L à 3 g/L, par exemple de 1,5 g/L à 2,5 g/L Sel de sélénite 0,01 mg/L à 0,03 mg/L Sel de tungstate 0,01 mg/L à 0,03 mg/L Na 2 S 0,1 à 0,3 g/L NaHCO 3 0,1 à 0,5 g/L Méthanol 0,015 g/L à 35 g/L Procédé de culture selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel le milieu de culture apte à cultiver l’archaea méthanogène comprend: NiCl 2 x 6H 2 O 0,07 mg/L FeSO 4 x 7H 2 O 0,2 mg/L MgSO 4 x 7H 2 O 0,1 g/L K 2 HPO 4 0,5 g/L KH 2 PO 4 0,5 g/L KCl 0,05 g/L CaCl 2 0,05 g/L NaCl 1,5 g/L NH 4 Cl 1 g/L Na-Acétate 1 g/L Extrait de levure 5 g/L Glucose 5 g/L Tryptone de caseine 5 g/L Acide ascorbique 1 g/L Glutathion 0,1 g/L Acide urique 0,5 g/L Solution d’oligoéléments de Widdel 2 mL/L Solution d’oligoéléments de Balch 10 mL/L Na-Format 2 g/L Sel de sélénite 0,015 mg/L Sel de tungstate 0,02 mg/L Na 2 S 0,25 g/L NaHCO 3 0,25 g/L Méthanol 1,28 g/L Procédé de production de méthane comprenant les étapes de : mettre en œuvre du procédé de culture selon l’une quelconque des revendications 1 à 16 à une température permettant à l’archaea méthanogène de se multiplier ; et récupérer le méthane produit à l’étape a). Milieu de culture stérilisé apte à cultiver une archaea méthanogène dans un procédé selon l’une quelconque des revendications 1 à 16 comprenant : - un sel de sélénite à une concentration allant de 0,001 mg/L à 0,1 mg/L, - un sel de tungstate à une concentration allant de 0,001 mg/L à 0,1 mg/L, - un sel de nickel à une concentration de 0,01 à 0,1 mg/L, - du méthanol à une concentration d'au moins 0,015 g/L, - de l’acétate de sodium (Na-acétate) à une concentration allant de 1 g/L à 2 g/L, - du formate de sodium (Na-formate) à une concentration allant de 1 g/L à 3 g/L, et - du sulfure de sodium (Na 2 S) à une concentration allant de 0,1 à 0,3 g/L.