Brevet FR3141697A1 — publié le 20240510

La présente invention se rapporte à un procédé de biométhanation ex-situ ainsi que le dispositif pour sa mise en œuvre. L’invention se rapporte à un procédé de production de méthane ex-situ comprenant les étapes de mise en contact d’au moins un micro-organisme méthanogène, d’un support de culture et optionnellement d’un premier milieu de culture dans un bioréacteur gaz/liquide comprenant optionnellement un second milieu de culture et la production de méthane par la réaction de gaz entrants avec le au moins un micro-organisme méthanogène, caractérisé en ce que le support de culture est immobilisé ou non dans le bioréacteur gaz/liquide ; et le au moins un micro-organisme méthanogène est fixé sur le support de culture ; ainsi que le dispositif de mise en œuvre du procédé. PROCEDE DE BIOMETHANATION EX-SITU Domaine technique de l’invention La présente invention se rapporte à un procédé de biométhanation ex-situ ainsi qu’à un dispositif permettant sa mise en œuvre. L’invention se rapporte à un procédé de production de méthane ex-situ comprenant les étapes de mise en contact d’au moins un micro-organisme méthanogène, d’un support de culture et optionnellement d’un premier milieu de culture dans un bioréacteur gaz/liquide comprenant optionnellement un second milieu de culture et la production de méthane par la réaction de gaz entrants avec le au moins un micro-organisme méthanogène, caractérisé en ce que le support de culture est immobilisé ou non dans le bioréacteur gaz/liquide ; et au moins un micro-organisme méthanogène est fixé sur le support de culture ; ainsi que le dispositif de mise en œuvre du procédé. Art antérieur La méthanation est une réaction de synthèse du méthane à partir du dihydrogène et du dioxyde de carbone. Depuis quelques années, la méthanation est directement associée au développement des énergies éoliennes et solaires, qui dépend de la capacité à pouvoir stocker massivement l’électricité produite mais non consommée. La conversion d’électricité en gaz, appelée aussi Power-to-gas, est une solution prometteuse permettant de convertir cette électricité excédentaire en hydrogène par électrolyse de l’eau. Toutefois la filière hydrogène étant encore en construction, la conversion de cet hydrogène en méthane par méthanation permet de stocker massivement cette énergie en utilisant les infrastructures gazières existantes, c’est le concept du power-to-methane. L’autre avantage de la méthanation est de capter et stocker du dioxyde de carbone lors de cette conversion réduisant ainsi les impacts environnementaux liés aux rejets de dioxyde de carbone (biogaz issu de la méthanisation, gaz de synthèse obtenu par pyrolyse ou gazéification, effluent gazeux de combustion ou équivalents). Ce double avantage qui caractérise la méthanation en fait une technologie d’avenir. Il existe deux voies concurrentes pour la méthanation : la voie catalytique, qui peine à s’industrialiser depuis de nombreuses années, et la voie biologique, plus robuste (vis-à-vis des impuretés telles que le CO, NH 3 , H 2 S, etc.) et présentant une plus faible empreinte environnementale notamment par des coûts énergétiques réduits. Cependant, à ce jour, aucune technologie de biométhanation in situ ou ex-situ n’est encore mature ou économiquement viable, et les différents procédés dédiés nécessitent d’être encore investigués. L’inconvénient majeur de la voie biologique réside dans la cinétique de production de méthane, plus lente que par voie catalytique. Ce verrou cinétique résulte en partie d’une limitation par les processus physicochimiques de transfert de matière de dihydrogène gazeux vers la phase liquide. Des solutions classiques consistent à augmenter la pression et/ou à intensifier l’agitation, ce qui peut avoir un effet antagoniste sur les processus biologiques à cause de la sensibilité au stress mécanique des micro-organismes, et en particulier des archées méthanogènes hydrogénotrophes, et peut réduire leur productivité. Un besoin concernant l’industrialisation d’un procédé biologique ayant un coût énergétique acceptable et donc un coût économique réduit existe. La présente invention permet l’obtention d’un procédé de biométhanation ex-situ et d’un dispositif qui résolvent de manière surprenante les inconvénients des procédés biologiques connus et sont une alternative intéressante aux procédés catalytiques difficilement industrialisables. La présente invention permet ainsi d’augmenter la robustesse et la longévité du procédé à pression et température plus basses par rapport à la voie catalytique, mais aussi d’augmenter la teneur en méthane du gaz sortant, et ainsi le rendement de conversion, la productivité et la robustesse des procédés biologiques en réduisant les besoins d’apport externe en énergie par rapport aux technologies de l’art antérieur connues. Un premier objet de la présente invention est un procédé de production de méthane ex-situ comprenant les étapes suivantes : a) mise en contact d’au moins un micro-organisme méthanogène, d’un support de culture et optionnellement d’un premier milieu de culture ; b) introduction du mélange obtenu à l’étape a) dans un bioréacteur gaz/liquide comprenant optionnellement un deuxième milieu de culture; c) mise en contact de gaz entrants dans le bioréacteur gaz/liquide obtenu à l’étape b) ; d) réaction des gaz entrants avec le au moins un micro-organisme méthanogène ; e) récupération de gaz sortants obtenus à l’étape d) ; caractérisé en ce que - le support de culture est immobilisé ou non dans le bioréacteur gaz/liquide ; et - au moins un micro-organisme méthanogène est fixé sur le support de culture. Avantageusement, les étapes a) et b) peuvent se produire de manière séquentielle ou simultanée. Avantageusement, les étapes c), d) et e) peuvent se produire de manière séquentielle et/ou simultanée. Par « au moins un micro-organisme méthanogène », on entend dans la présente un consortium de micro-organismes comprenant au moins une souche méthanogène ou une souche méthanogène pure. Avantageusement, le au moins un micro-organisme méthanogène peut comprendre un micro-organisme appartenant à l’embranchement des Euryarchaeota et peut être choisi parmi les classes des Methanobacteria , Methanococci , Methanopyri ou Methanomicrobia . De préférence, le au moins un micro-organisme méthanogène peut comprendre au moins une souche de Methanothermobacter. Dans un mode de réalisation particulièrement avantageux de l'invention, le au moins un micro-organisme méthanogène est la souche de Methanothermobacter marburgensis CLERMONT déposée selon le Traité de Budapest le 20 octobre 2022 ; auprès du DSMZ (Leibniz Institute Deutsche Sammlung von Mikroorganismen und Zellkulturen GmbH, Inhoffenstraße 7B 38124 Braunschweig GERMANY) sous le numéro DSM 34405. Le au moins un micro-organisme méthanogène peut être compris dans un liquide de préculture. Le milieu de préculture peut être identique ou différent du premier milieu de culture. Par « support de culture », on entend un support permettant sa colonisation par des micro-organismes hydrogénotrophes et/ou méthanogènes. Le support peut être sous forme de billes, copeaux, galets, gel, mousse, pastilles, anneaux, tour ou biochips. Avantageusement, le support de culture peut être un support organique ou inorganique, d’origine naturelle ou synthétique. Avantageusement, le support de culture organique, d’origine naturelle peut être choisi parmi : l'alginate, le K-carraghénane, le chitosane, la sciure de bois, la paille, le charbon de bois, les fibres végétales, la rafle de maïs, la bagasse, le riz, les cosses de graines de tournesol, la diatomite, le mycélium et un mélange de ces derniers. Avantageusement, le support de culture organique, d’origine synthétique peut être un polymère. Le polymère peut être expansé ou non expansé. Le polymère peut être choisi parmi : le polyéthylène, le polypropylène, le chlorure de polyvinyle, le polystyrène, le polyuréthane, le polyacrylonitrile, l'alcool polyvinylique, le polyamide (PA), et l’acide polylactique (PLA) et un mélange de ces derniers. De préférence, le support de culture organique, d’origine synthétique est un polymère expansé. De préférence, le support de culture peut être choisi parmi des cubes poreux en mousse de polyuréthane imprégnée de charbon actif en poudre et/ou des biochips rigides de polyéthylène. Avantageusement, le support de culture inorganique, d’origine naturelle ou synthétique peut être choisi parmi : la magnétite, les roches volcaniques, la vermiculite, le verre poreux, les matériaux à base de silice, les céramiques, les nanoparticules et un mélange de ces derniers. Par « immobilisé ou non », on entend dans la présente dans le cas « immobilisé » que tous les éléments du support solide sont sans mouvement relatif entre eux et par rapport au corps du réacteur (cas d’un flux liquide descendant, d’un flux liquide ascendant à faible vitesse pour un solide de masse volumique supérieure à celle du liquide, ou de supports solides dont le mouvement est bloqué mécaniquement, par exemple au moyen d’une grille). A contrario, on entend par « non immobilisé » que les supports solides sont en suspension dans un flux liquide ascendant, en mode « lit fluidisé », en mouvement les uns par rapport aux autres et par rapport au corps du réacteur, mais que la vitesse nette de l’ensemble des supports solides est nulle par rapport au corps du réacteur. Par « au moins un micro-organisme méthanogène est fixé sur le support de culture », on entend dans la présente que le micro-organisme n’est pas libre dans son environnement (milieu de culture ou autre) et que lors de la mise en contact du au moins un micro-organisme méthanogène fixé sur le support avec un milieu de culture, il y a apparition d’un système à deux phases distinctes. Généralement, de 0,01 à 100 % (en masse) du au moins un micro-organisme méthanogène est fixé sur le support, de préférence de 60 à 100 % et de manière encore préférée de 80 à 100 %. Par « milieu de culture », on entend un milieu de culture dans lequel le au moins un micro-organisme peut être maintenu pour générer un mélange de gaz, et dans lequel des gaz entrants vont être injectés et dissous, que ce milieu permette ou non la production de biomasse. Avantageusement, le milieu de culture peut comprendre de l’eau, des nutriments, des oligoéléments, ou encore un mélange de ces derniers. De préférence, le milieu de culture peut comprendre des sources de nutriments (azote, calcium, sodium, potassium, souffre, phosphore, magnésium) et des oligoéléments (fer, zinc, cuivre, cobalt, nickel, molybdène, iode et bore) nécessaires au maintien des microorganismes ou à la croissance des microorganismes et à l’activité microbienne. Avantageusement, le milieu de culture peut être une phase liquide continue. On entend par « phase liquide continue » au sens de la présente invention un volume de liquide présentant une continuité physique, par opposition à un volume liquide discontinu constitué d’un ensemble de phases liquides sans contact les unes avec les autres tels que des gouttes liquides percolant dans une phase gaz. Avantageusement, le pH du milieu de culture peut être compris dans un intervalle allant de 7 à 9. De préférence, le pH du milieu de culture peut être de 8. Avantageusement, au moins l’une des étapes a) ou b) peut mettre en œuvre au moins un milieu de culture. La mise en contact de l’étape a) peut être réalisée entre au moins un micro-organisme méthanogène et un support de culture avant que le mélange obtenu ne soit introduit à l’étape b) dans un bioréacteur gaz/liquide comprenant un milieu de culture. La mise en contact de l’étape a) peut être réalisée entre au moins un micro-organisme méthanogène, un support de culture et un milieu de culture avant que le mélange obtenu ne soit introduit à l’étape b) dans un bioréacteur gaz/liquide ne comprenant pas encore de milieu de culture. La mise en contact de l’étape a) peut être réalisée entre au moins un micro-organisme méthanogène, un support de culture et un premier milieu de culture avant que le mélange obtenu ne soit introduit à l’étape b) dans un bioréacteur gaz/liquide comprenant un deuxième milieu de culture. Le premier et deuxième milieu de culture peuvent être identiques ou différents. Avantageusement, le procédé selon l’invention peut être continu, semi-continu ou discontinu (fonctionnement par batch). Dans une première variante, le procédé de production de méthane ex-situ selon l’invention comprend les étapes suivantes : a) mise en contact d’au moins un micro-organisme méthanogène et d’un support de culture ; b) introduction du mélange obtenu à l’étape a) dans un bioréacteur gaz/liquide comprenant un milieu de culture ; c) mise en contact de gaz entrants dans le bioréacteur gaz/liquide obtenu à l’étape b) ; d) réaction des gaz entrants avec le au moins un micro-organisme méthanogène ; e) récupération de gaz sortants obtenus à l’étape d) ; caractérisé en ce que - le support de culture est immobilisé ou non dans le bioréacteur gaz/liquide ; et - au moins un micro-organisme méthanogène est fixé sur le support de culture. Dans une deuxième variante, le procédé de production de méthane ex-situ selon l’invention comprend les étapes suivantes : a) mise en contact d’au moins un micro-organisme méthanogène, d’un support de culture et d’un milieu de culture ; b) introduction du mélange obtenu à l’étape a) dans un bioréacteur gaz/liquide ; c) mise en contact de gaz entrants dans le bioréacteur gaz/liquide obtenu à l’étape b) ; d) réaction des gaz entrants avec le au moins un micro-organisme méthanogène ; e) récupération de gaz sortants obtenus à l’étape d) ; caractérisé en ce que - le support de culture est immobilisé ou non dans le bioréacteur gaz/liquide ; et - au moins un micro-organisme méthanogène est fixé sur le support de culture. Dans une troisième variante, le procédé de production de méthane ex-situ selon l’invention comprend les étapes suivantes : a) mise en contact d’au moins un micro-organisme méthanogène, d’un support de culture et d’un premier milieu de culture; b) introduction du mélange obtenu à l’étape a) dans un bioréacteur gaz/liquide comprenant un deuxième milieu de culture; c) mise en contact de gaz entrants dans le bioréacteur gaz/liquide obtenu à l’étape b) ; d) réaction des gaz entrants avec le au moins un micro-organisme méthanogène ; e) récupération de gaz sortants obtenus à l’étape d) ; caractérisé en ce que - le support de culture est immobilisé ou non dans le bioréacteur gaz/liquide ; et - au moins un micro-organisme méthanogène est fixé sur le support de culture. Par « bioréacteur gaz/liquide », on entend dans la présente un fermenteur capable de mettre en œuvre une réaction biologique nécessitant la dissolution d’au moins un réactif présent à l’état gazeux dans un milieu de culture. Avantageusement, le bioréacteur gaz/liquide peut être choisi parmi un réacteur à agitation pneumatique tel qu’une colonne à bulles à circulation de liquide ascendante ou descendante ou un réacteur airlift, une colonne à agitation mécanique à circulation de liquide ascendante ou descendante, un réacteur à cuve agitée à flux continu (CSTR), un réacteur à lit fixe noyé, un réacteur à lit fluidisé, un réacteur à lit arrosé. De préférence, le bioréacteur gaz/liquide peut être choisi parmi un réacteur à agitation pneumatique, de préférence à circulation de liquide descendante. Avantageusement, les étapes a) et b) du procédé selon l’invention peuvent être réalisées à une température comprise entre 25 et 70 °C. De préférence, la température de l’étape a) et b) peut être de 55 °C. Avantageusement, l’étape a) et b) du procédé selon l’invention peuvent être réalisées sous une pression comprise entre 1 et 20 bar. De préférence, la pression de l’étape a) et b) peut être comprise entre 1 et 3 bar. De manière encore préféré, la pression de l’étape a) et b) peut être de 2 bar. Avantageusement, le procédé selon l’invention peut comprendre en outre une étape intermédiaire a’), mise en œuvre entre les étapes a) et b) permettant la prolifération du au moins un micro-organisme méthanogène sur le support avant son introduction dans le bioréacteur gaz/liquide. L’étape a’) de prolifération peut avoir une durée inférieure ou égale 6 mois. De préférence, la durée de l’étape a’) peut être de 30 jours. Les étapes a) et a') permettent la formation d'un catalyseur de méthanation (support colonisé par au moins un micro-organisme méthanogène). A l'issue de l'étape a), ou optionnellement a'), le catalyseur de méthanation peut être isolé ou non du premier milieu liquide avant la mise en œuvre de l'étape b). Ainsi le "mélange issu de l'étape a)" peut représenter le mélange comprenant le catalyseur et le premier milieu de culture, ou le catalyseur uniquement, lorsque le milieu culture est absent de l'étape a), ou lorsqu'il il en a été isolé. Avantageusement, le procédé selon l’invention peut comprendre en outre une étape intermédiaire b’), mise en œuvre entre les étapes b) et c) permettant la prolifération du au moins un micro-organisme méthanogène sur le support dans le bioréacteur gaz/liquide avant l’introduction de gaz entrants. L’étape b’) de prolifération peut avoir une durée inférieure ou égale 3 mois. De préférence, la durée de l’étape b’) peut être de 15 jours. Avantageusement, les gaz entrants de l’étape c) du procédé selon l’invention peuvent être le dioxyde de carbone (CO 2 ) et le dihydrogène (H 2 ). Le ratio volumique H 2 /CO 2 peut être compris dans un intervalle allant de 2/1 à 6/1. De préférence, le ratio volumique H 2 /CO 2 peut être de 4/1. Avantageusement, le débit du H 2 entrant de l’étape c), d) ou e) du procédé selon l’invention peut être compris dans un intervalle allant de 0,1 à 10 L/L réacteur /h. De préférence, le débit du H 2 entrant peut être de 10 L/L réacteur /h Avantageusement, le débit du CO 2 entrant de l’étape c), d) ou e) du procédé selon l’invention peut être compris dans un intervalle allant de 0,025 et 2,5 L/L réacteur /h. De préférence, le débit du CO 2 entrant peut-être de 2,5 L/L réacteur /h. Avantageusement, le liquide est recirculé en boucle dans le réacteur, via une boucle de recirculation afin d’homogénéiser le milieu réactionnel. Le débit de recirculation du liquide est compris dans un intervalle allant de 0,1 à 1 L/L réacteur /min. Avantageusement, la température de réaction de l’étape d) du procédé selon l’invention peut être comprise dans un intervalle allant de 25 à 70°C. De préférence, la température peut être de 55°C. Avantageusement, la pression à l’intérieur du bioréacteur lors des étapes c), d) et e) du procédé selon l’invention peut être comprise dans un intervalle allant de 1 à 20 bar. De préférence, la pression de l’étape c), d) et e) peut être comprise entre 2 et 6 bar ou entre 1 et 3 bar. De manière encore préféré, la pression de l’étape c), d) et e) peut être de 2 bar. Avantageusement, les gaz sortants peuvent comprendre du méthane (CH 4 ). Les gaz sortants peuvent comprendre en outre de la vapeur d’eau. Avantageusement, le ratio volumique de méthane (CH 4 ) par rapport aux autres gaz sortants (CO 2 et H 2 ) peut être compris dans un intervalle allant de 2/3 à 9,9/10. Avantageusement, le débit des gaz sortants peut être compris dans un intervalle allant de 0,025 et 2,5 L/L réacteur /h. De préférence, le débit des gaz sortants peut être de 2,5L/L réacteur /h. Avantageusement, le procédé selon l’invention peut comprendre en outre une étape d’) de réalimentation du milieu de culture en nutriments. Cette étape permet de compenser la diminution de la concentration du milieu de culture en nutriments, ces derniers étant consommés par les micro-organismes lors de la production de méthane, à l’étape d) du procédé. Un second objet de la présente invention est un dispositif 1 de production de méthane ex-situ comprenant : - un bioréacteur gaz/liquide 11 comprenant une cuve 12, une entrée de gaz 13, une sortie de gaz 14, une entrée de liquide 15 et une sortie de liquide 16, au moins un micro-organisme méthanogène 121 fixé sur un support de culture 122, immobilisé ou non, et un milieu de culture 123; - un moyen d’injection de gaz 17 permettant d’injecter des gaz entrants dans ladite phase liquide continue contenue 123 dans le bioréacteur gaz/liquide 11; - un moyen d’injection de liquide 18 permettant d’injecter ladite phase liquide continue 123 dans le bioréacteur gaz/liquide 11; - un moyen de récupération 19 permettant de récupérer des gaz sortants issu du bioréacteur gaz/liquide 11. Les définitions décrites précédemment s’appliquent aussi au dispositif mentionné, lorsqu’elles sont applicables. Avantageusement, le volume de la cuve 12 du bioréacteur peut être compris dans un intervalle allant de 0,01 à 150 m 3 . De préférence, le volume de la cuve 12 du bioréacteur 11 peut être inférieur à 50 m 3 pour une installation agricole et supérieur à 50 m 3 pour une installation industrielle. De manière encore préféré, le volume de la cuve 12 du bioréacteur 11 peut être de 100 m 3 pour une installation industrielle. Le ratio hauteur/diamètre de la cuve 12 peut être compris entre 10/1 et 10/3. Par « moyen d’injection de gaz », on entend tout dispositif permettant d’injecter des gaz entrants dans la phase liquide continue contenue dans un bioréacteur gaz/liquide. Avantageusement, le moyen d’injection de gaz 17 peut être choisi parmi les diffuseurs fines bulles tels qu’un diffuseur poreux de fond de colonne, un tube percé, une membrane poreuse en polymères ou en matériau céramique, un bulleur à clapet, ou parmi les contacteurs membranaires sans bulles tels que les membranes fibre creuse, ou parmi les hydroéjecteurs ou les mélangeurs statiques. De préférence, le moyen d’injection de gaz 17 peut être un diffuseur poreux de fond de colonne. Le bioréacteur gaz/liquide 11 peut être configuré pour être continuellement alimenté en gaz entrants, notamment lors des étapes d) et e). Le moyen d’injection de gaz 17 est relié à l’entrée de gaz 13 du bioréacteur 11. Dans la présente, on entend par « relié », une connexion directe ou indirecte entre deux éléments du dispositif. Par « moyen d’injection de liquide », on entend tout dispositif permettant d’injecter une phase liquide continue dans un bioréacteur gaz/liquide. Le moyen d’injection de liquide 18 est relié à l’entrée de liquide 15 du bioréacteur 11. Avantageusement, le dispositif selon l’invention peut comprendre une boucle de recirculation de liquide 24 reliée à la sortie 16 de liquide et à l’entrée 15 de liquide. La boucle de recirculation peut être reliée au moyen de purge 20. La boucle de recirculation de liquide peut comprendre une pompe 23 et le moyen d’injection de liquide 18. La pompe peut être une pompe péristaltique. Avantageusement, le moyen d’injection de liquide 18 est choisi parmi des systèmes de dispersion statique multi-orifices (en forme de couronne ou de peigne par exemple). De préférence, le moyen d’injection de liquide 18 peut être un multi-orifices en forme de peigne. Avantageusement, le dispositif 1 peut comprendre en outre un moyen de purge 20 permettant de purger ladite phase liquide continue comprise dans le bioréacteur gaz/liquide 11. Le moyen de purge 20 est relié à la sortie de liquide 16 du bioréacteur 11. Le bioréacteur gaz/liquide 11 peut être configuré pour que l’apport en nutriments et/ou la purge du milieu de culture soit réalisée de manière continue ou discontinue. Par « moyen de récupération », on entend tout dispositif permettant de récupérer des gaz sortants issu d’un bioréacteur gaz/liquide. Avantageusement, le moyen de récupération 19 peut être choisi parmi, une sortie de gaz simple, une sortie de gaz avec condenseur (notamment pour éliminer la vapeur d’eau résiduelle contenue dans les gaz sortants), une sortie associée à un système de recirculation des gaz sortants. De préférence, le moyen de récupération 19 peut être une sortie associée à un système de recirculation des gaz sortants. Le bioréacteur gaz/liquide 11 peut être configuré pour que la récupération de gaz sortants soit réalisée de manière continue. Le moyen de récupération 19 est relié à la sortie de gaz 14 du bioréacteur 11. Les condensats de vapeur d’eau peuvent être soit réinjecté dans le bioréacteur 11, soit extrait hors du dispositif 1. La réaction de méthanation produisant de l’eau, cela présente un avantage de pouvoir moduler la quantité d’eau dans le dispositif 1. Avantageusement, le dispositif 1 peut comprendre une sortie de gaz 14 équipée d’un condenseur. Avantageusement, le dispositif 1 peut comprendre une sortie de gaz 14 équipée d’un compteur. Avantageusement, le dispositif 1 peut comprendre d’une boucle de gaz reliés à des analyseurs. Avantageusement, le dispositif 1 peut comprendre une boucle de recirculation des gaz de la partie supérieure du bioréacteur 11 vers la partie inférieure. Avantageusement, le dispositif 1 peut comprendre un mélangeur des gaz recirculés avec les gaz entrants. Avantageusement, le dispositif 1 peut comprendre un ensemble de sondes permettant la vérification de la concentration d’un gaz entrant, le potentiel redox ou le pH dans le milieu de culture 123 (directement dans le bioréacteur 11). La sonde permettant la mesure du pH permet avantageusement de mesurer la température. Avantageusement, le dispositif 1 peut comprendre des bouteilles de gaz permettant l’approvisionnement en gaz entrants. Les bouteilles peuvent être reliées au moyen d’injection des gaz 17. Le moyen d’injection des gaz 17 peut comprendre en outre un mélangeur, de sorte à contrôler le ratio CO 2 /H 2 des gaz entrants. Ledit mélangeur peut être identique ou différent du mélangeur des gaz recirculés avec les gaz entrants. Avantageusement, le dispositif 1 peut comprendre un ensemble de débitmètres, de préférence des débitmètres massiques. Lesdits débitmètres massiques permettent l’ajustement des débits d’entrée des gaz entrants. Avantageusement, le dispositif 1 peut comprendre un compteur de gaz. Avantageusement, le dispositif 1 peut comprendre un moyen de prélèvement. Ledit moyen de prélèvement permet de prélever des échantillons de liquide pour l’analyse des composés et suivre l’avancement du procédé, par exemple. Avantageusement, le dispositif 1 peut comprendre un moyen de prélèvement d’échantillon de la composition du mélange de gaz sortant pour l’analyse des composés. Avantageusement, le dispositif 1 peut comprendre un ensemble de vannes. Avantageusement, le dispositif 1 peut comprendre un système de régulation de pH. Avantageusement, le dispositif 1 peut comprendre un sous-dispositif logé à l’intérieur de la cuve de sorte à le compartimenter à l’aide de grille. De préférence, le sous-dispositif est présent dans le cas où plusieurs supports de culture de nature différente sont utilisés. L’invention se rapporte encore à un kit, ledit kit une fois assemblé permettant d’obtenir le dispositif 1 selon l’invention, comprenant : - un support 122 ; - au moins un micro-organisme méthanogène 123 ; - optionnellement un bioréacteur gaz/liquide 11 ; - optionnellement un moyen d’injection de gaz 17 ; - optionnellement un moyen d’injection de liquide 18 ; - optionnellement un moyen de récupération 19. L’invention se rapporte encore à un catalyseur de méthanation comprenant un support 122 obtenu à l’étape a) du procédé selon l’invention. Le catalyseur comprend au moins un microorganisme méthanogène 123 fixé sur un support 122. Un autre objet de la présente invention se rapporte à l’utilisation de la souche de Methanothermobacter marburgensis CLERMONT DSM 34405 pour la production de méthane. Un autre objet de la présente invention se rapporte à l’utilisation de la souche de Methanothermobacter marburgensis CLERMONT DSM 34405 pour la mise en œuvre d’un procédé de biométhanation. D’autres avantages apparaîtront encore à la lumière des exemples qui suivent, donnés à titre illustratif et non limitatifs, en référence aux figures annexées. Brève description des figures La représente un dispositif 1 pour la production de méthane selon la présente invention comprenant : - un bioréacteur gaz/liquide 11 comprenant une cuve 12, une entrée de gaz 13, une sortie de gaz 14, une entrée de liquide 15 et une sortie de liquide 16, au moins un micro-organisme méthanogène 121 fixé sur un support de culture 122, un milieu de culture 123 , un moyen d’injection de gaz 17, un moyen de récupération de gaz 19 et une boucle de recirculation de liquide 24, reliée à l’entrée de liquide 15 et à la sortie de liquide 16, comprenant une pompe 23 et un moyen d’injection de liquide 18 permettant d’injecter ladite phase liquide continue 123 dans le bioréacteur gaz/liquide 11 - deux sources de gaz entrants reliées par deux vannes 21 au moyen d’injection de gaz 17 ; - un chromatographe 22 relié par une vanne 21 au moyen de récupération 19; - un moyen de purge 20 relié à la boucle de recirculation 24 et comprenant une vanne 21. La représente l’évolution au cours du temps de la croissance des bactéries et archées en bioréacteur agité, en absence (■ sans support) ou en présence de supports de culture en polyéthylène à un taux de remplissage faible (● TR_faible) ou élevé (▲ TR_élevé), en présence du milieu BA basal modifié 100 RPM et à 55°C, avec supplémentation en H 2 et CO 2 . La représente l’évolution du nombre total d’archées et de bactéries en absence (sans support, gauche) ou en présence de supports de culture à un taux de remplissage faible (TR_faible, centre) ou élevé (TR_élevé, droite) de supports de culture en polyéthylène. La culture en bioréacteur agité est réalisée en présence du milieu BA basal modifié, à 100 RPM et à 55°C, avec supplémentation en H 2 et CO 2 . La représente une image d’un catalyseur de méthanation en biochips de polyéthylène prise au MEB à 0 jours de croissance de Methanothermobacter marburgensis Clermont DSM 34405, en milieu BA modifié, à 55°C avec supplémentation en H 2 et CO 2 . La représente une image d’un catalyseur de méthanation en biochips de polyéthylène prise au MEB à 14 jours de croissance de Methanothermobacter marburgensis Clermont DSM 34405, en milieu BA modifié, à 55°C avec supplémentation en H 2 et CO 2 . La représente une image d’un catalyseur de méthanation en biochips de polyéthylène prise au MEB à 34 jours de croissance de Methanothermobacter marburgensis Clermont DSM 34405, en milieu BA modifié, à 55°C avec supplémentation en H 2 et CO 2 . EXEMPLES D’autres avantages, buts et caractéristiques particulières de la présente invention ressortiront des exemples qui vont suivre, faits dans un but explicatif et nullement limitatif. Dans les exemples qui vont suivre, les différents paramètres ont été mesurés par les techniques ci-après détaillées : Mesure de la tolérance du au moins un micro-organisme méthanogène à une exposition au dioxygène (O 2 ) Plusieurs expositions à l’air libre d’une durée de 1 min, 10 min, 30 min, 60 min et 180 min sont réalisées dans l’enceinte d’une hotte à flux laminaire (PSM II Cytosafe, Faster). Pour chaque durée d’exposition, trois flacons contenant 30 mL de milieu de culture comprenant le au moins un microorganisme méthanogène sont inoculés avec 3 mL d’un milieu de culture comprenant au moins un microorganisme méthanogène en phase exponentielle de croissance. Pour rétablir l’anaérobiose, l’O 2 est éliminé en purgeant les flacons avec le mélange H 2 /CO 2 , la pression est ensuite ajustée à 1,5 bar. Les cultures sont incubées à 55°C pendant 10 jours. La capacité à croitre de nouveau après exposition à l’O 2 est suivie par le dosage du CH 4 et par spectrophotométrie (Cell Density Meter, Fisherbrand). Mesure de la composition de la phase gaz La composition de la phase gaz est analysée en continue par chromatographie gazeuse (analyseur Agilent, Technologies 3000A®) équipé de deux modules de séparation et d'un détecteur de conductivité thermique (TCD). Le module A équipé d’un tamis moléculaire 5Å permet de séparer l’hydrogène, l’azote, l’oxygène et le méthane, sous flux d’argon. Le module B équipé d’une colonne PoraPlot U (Agilent) permet la séparation du dioxyde de carbone et du sulfure d’hydrogène, sous flux d’hydrogène. Un filtre hydrophobe est placé en entrée d’analyseur afin de le protéger de l’humidité. Les analyses gaz du bioréacteur sont réalisées toutes les heures. Mesure da la teneur en métabolites et acides organiques La teneur en métabolites et acides organiques est analysée par chromatographie liquide (HPLC Agilent Technologies, 1260 Infinity). La séparation est assurée par deux colonnes d’exclusion ionique (Rezex ROA 300x7, 8 nm, Phenomenex, USA) montées en série et chauffées à 50°C. Le détecteur utilisé pour identifier les différents composés est un réfractomètre (HP série 1100). La phase liquide est constituée d’une solution d’acide sulfurique (2 mM) circulant à un débit de 0,7 mL/min. Avant injection, les échantillons sont déprotéinisés. Un volume de 1 mL d’échantillon de culture est mélangé à 125 μL de Ba(OH) 2 8H 2 O (0,3 M) et 125 μl de ZnSO 7H 2 O (5% p/v) et centrifugé (5 min ; 10 000 g). Le surnageant est ensuite filtré à 0,22 μm et transféré dans un vial d’HPLC conservé à 4°C avant injection. Mesure de la croissance des microorganismes L’évolution de la croissance des microorganismes est suivie par spectrophotométrie (Uvisco, V-1800) à 600 nm. Observation microscopique Un volume de 0.5 ml d’une culture sur milieu BA (Basal anaerobic) décrit par Bu et al., (référence 1) puis modifié, ont été prélevés puis fixés avec une solution de formaldéhyde (2%, concentration finale). Les cellules ont ensuite été culottées par centrifugation à 18000 g (20 min, 14°C) sur des grilles en cuivre de 400 mailles recouvertes de carbone (Formvar, Pelanne Instruments, France) puis contrastées par immersion dans 20 µL d’acétate d’uranyle à 2%. Après rinçage à l’eau distillée et séchage sur papier absorbant, les observations ont été réalisées au microscope électronique à transmission (MET) JEOL 2100 plus (Akishikma, Tokyo, Japon, Plateforme UCA Partner CYSTEM) équipé d'une caméra Gatan CMOS RIO 9 (Gatan Ametek, Pleasanton, USA) à une tension d'accélération de 80 kV. Les échantillons issus des supports de culture ont été fixés avec une solution comprenant du glutaraldéhyde à 2.5% et du rouge de ruthénium à 0.15%, en tampon cacodylate de sodium 0.2M, pH 7.4 pendant une nuit à 4°C. Après rinçage dans le même tampon (3x10min), ils sont post-fixés 1h à température ambiance avec de l'acide osmique à 1% en tampon cacodylate de sodium 0.2M, pH 7.4. Puis les échantillons sont rincés à l'eau distillée pendant 20 minutes et déshydratés par des bains d'éthanol de degré croissant (25° à 100°), 10 minutes/bains. La dernière étape de déshydratation s'effectue avec un mélange V/V éthanol 100°/ hexaméthyldisilazane pendant 10 minutes puis hexaméthyldisilazane pur (évaporation la nuit sous sorbonne). Les échantillons sont ensuite déposés sur un plot métallique à l'aide d'un scotch carbone double face. Une métallisation au chrome (5nm) est effectuée avec le métalliseur Quorum Q150 TES Plus. Les observations sont réalisées à l'aide du microscope électronique à balayage Hitachi Regulus 8230 à une tension d’accélération de 1kV et avec le détecteur d’électrons secondaires. Exemple 1 : Evaluation de la tolérance de la souche Methanothermobacter marburgensis Clermont DSM 34405 à une exposition au dioxygène (O 2 ) La simplification d’un consortium issu d’une unité de méthanisation (Ennezat, 63) par sélection des micro-organismes hydrogénotrophes a permis l’isolement d’une nouvelle souche méthanogène surproductrice de méthane. Pour isoler la souche archéenne ayant la teneur la plus élevée dans le bioréacteur, un échantillon de 50 mL du consortium issu d’une unité de méthanisation (Ennezat, 63) est prélevé en conditions stériles et anaérobies. Après une incubation de 72 heures à 55°C (température du bioréacteur), un repiquage est réalisé dans un milieu BA modifié (inoculation à 10% : 0.5 mL d’inoculum dans 5 mL de milieu de culture). Des dilutions sérielles (de 10-1 à 10-10) sont effectuées en respectant les conditions physicochimiques du bioréacteur (55°C, 1,5 bar et pH=7,5). Le tube de la dernière dilution positive (turbidité et production de CH 4 ) sert d’inoculum pour ensemencer la série suivante. La croissance est suivie par spectrophotométrie (Cell Density Meter, Fisherbrand) et le dosage des gaz par micro-chromatographie (analyseur Agilent, Technologies 3000A®) équipé de deux modules de séparation et d'un détecteur de conductivité thermique (TCD). Le module A équipé d’un tamis moléculaire 5Å permet de séparer l’hydrogène, l’azote, l’oxygène et le méthane, sous flux d’argon. Le module B équipé d’une colonne PoraPlot U (Agilent) permet la séparation du dioxyde de carbone et du sulfure d’hydrogène, sous flux d’hydrogène, en phase gazeuse. Un isolement sur milieu solide est réalisé ensuite en adoptant la méthode de Roll-tube (Hungate,1969). Pour cela, 0,1 g d’agar-agar (BactoTM Agar) sont ajoutés à 5 mL de milieu BA modifié (tube Hungate), sous flux de N 2 , puis autoclavés. Le milieu gélosé est ensuite liquéfié dans un bain-marie à 100°C, puis placé à 45°C dans le but de ralentir sa gélification. Après inoculation par la dernière série de dilution positive en milieu de culture, le milieu gélosé est disposé uniformément en une couche fine sur la face interne du tube grâce au mouvement rotatif du tube Spinner et en se servant d’un glaçon sur la face externe pour solidifier le milieu. Les tubes sont ensuite incubés à 55°C pendant 168 heures en position verticale pour éviter la contamination des colonies du fait de la condensation. Les tubes montrant la présence d’une entité mère de microorganisme (colonie), visible à l’œil nu, comprenant un grand nombre de micro-organismes identiques, et une production de CH 4 , sont ouverts dans une chambre anaérobie à atmosphère contrôlée (pression atmosphérique) pour prélever des colonies à l’aide d’une pipette Pasteur stérile. Les colonies sont remises en suspension dans 5 mL de milieu de culture. La pureté des cultures liquides est confirmée en réalisant plusieurs dilutions sérielles successives (10-1 à 10-5) et des vérifications au microscope optique (Labophot, Nikon). Des analyses peuvent être réalisées sur la souche ainsi isolée. Tableau 1 : Influence de l’exposition au dioxygène sur la croissance et l’activité métabolique de l’isolat Methanothermobacter marburgensis CLERMONT DSM 34405 - Jour 0 Jour 5 Jour 10 - H 2 CO 2 CH 4 H 2 CO 2 CH 4 H 2 CO 2 CH 4 0 mn 79.12 +/-2.14 20.14 +/-1.34 0 0.12 +/-2.64 1.65 +/-2.45 53.64 +/-5.14 0 +/0.14 1.2 +/-0.87 53.47 +/3.45 1 mn 80.14 +/-1.84 19.14 +/-0.39 0 0.34 +/0.27 0.57 +/-1.23 55.64 +/-3.14 0.08 +/-0.4 0.15 +/-1.45 56.20 +/5.34 10 mn 79.64 +/-2.54 21.14 +/-2.64 0 0.47 +/3.12 2.64 +/-0.14 60.45 +/-2.47 0.12 +/0.24 1.34 +/-1.47 61.24 +/7.94 30 mn 81.34 +/-0.64 19.54 +/-1.45 0 1.25 +/3.45 0.14 +/-1.45 51.85 +/-4.37 0.34 +/0.51 0.18 +/-2.45 52.31 +/2.47 60 mn 77.18 +/-2.45 20.34 +/-0.47 0 0.45 +/1.41 3.34 +/-1.45 50.14 +/-6.37 0.04 +/0.12 0.16 +/-1.22 51.34 +/3.08 180 mn 80.35 +/-1.86 19.37 +/-1.84 0 11.57 +/4.15 5.61 +/-1.89 41.18 +/-3.14 0.51 +/0.41 1.2 +/-0.46 53.64 +/2.54 Il apparait que l’exposition au dioxygène selon la méthode décrite précédemment n’a pas eu d’effet significatif sur la croissance et les activités hydrogénotrophe et méthanogène de la souche Methanothermobacter marburgensis CLERMONT DSM 34405 entre 0 et 60 min d’exposition. Un faible retard de croissance est observé après 180 min d’exposition au dioxygène (Tableau 1). La performance méthanogène de la souche Methanothermobacter marburgensis CLERMONT DSM 34405 n’étant pas ou peu affectée par l’exposition à l’oxygène et donc l’air, les différentes modalités de passage de l’étape a) à l’étape b) peuvent être réalisées dans des conditions non anaérobie sans impact sur les étapes c), d) et e). Exemple 2 : Evaluation du catalyseur de méthanation issu de l’étape a) du procédé selon l’invention Le procédé de production de méthane ex-situ mis en œuvre comprend l’étape suivante : a) mise en contact d’un consortium, d’un support de culture en biochips de polyéthylène et d’un milieu de culture. Le consortium issu d’une unité de méthanisation (Ennezat, 63) est prélevé à partir de la cuve de méthanisation. L’échantillon liquide ou digestat est tamisé (5 mm) afin de retirer les solides > 5 mm et congelé. Le milieu de culture utilisé est dérivé du milieu BA décrit par Bu et al., 2018 et sa composition est décrite dans le tableau 2. Le milieu de culture est ajusté à pH 7.5 avec une solution de NaOH 3 M. Tableau 2 : Liste des composés du milieu BA modifié. Composé Concentration (g/L) NH 4 Cl 1.00 NaCl 0.10 MgCl 2 ·6H 2 O 0.10 CaCl 2 ·2H 2 O 0.05 Na 2 S 9H 2 O 1.0 K 2 HPO 4 ·3H 2 O 0.40 Resazurin 0.0005 L-Cystéine 0.5 FeCl 2 ·4H 2 O 0.002000 H 3 BO 3 0.000050 ZnCl 2 0.000050 CuCl 2 ·2H 2 O 0.000038 MnCl 2 4H 2 O 0.000050 (NH 4 ) 6 Mo 7 O 24 ·4H 2 O 0.000050 AlCl 3 0.000050 CoCl 2 ·6H 2 O 0.000050 NiCl 2 ·6H 2 O 0.000092 EDTA 0.000500 Na 2 SeO 3 ·5H 2 O 0.000100 Biotin 0.00000200 Folic acid 0.00000200 Pyridoxal HCl 0.00001000 Thiamine HCl 0.00000500 Riboflavin 0.00000500 Nicotinic acid 0.00000500 Ca-D-pantotheinate 0.00000500 Cyanocobalamin 0.00000010 P-aminobenzoic acid 0.00000500 Thioctic acid 0.00000500 La cinétique de colonisation des supports de biochips en polyéthylène par Methanothermobacter marburgensis CLERMONT DSM 34405 est suivie par imagerie MEB (FEG SEM, Hitachi Regulus 8230). Le processus débute lorsque les microbes associés à la surface passent d'un mode d'attachement réversible (pouvant être décroché sans remise en cause de l’intégrité) à un mode d'attachement irréversible, suivi de l'agrégation des cellules et de leur prolifération ultérieure. Les cellules du biofilm sont enfermées dans une matrice de polymères de type EPS (substances polymériques extracellulaires). L’observation au MEB permet de visualiser les grains d’EPS, la matrice, les cellules ainsi que des structures filaires appelés fibraeum . Les figures 4, 5 et 6 illustrent que la souche Methanothermobacter marburgensis CLERMONT DSM 34405 se développe au cours du temps lorsqu’elle est mise en présence d’un support de culture en biochips de polyéthylène. De plus, il apparait que la souche Methanothermobacter marburgensis CLERMONT DSM 34405 se développe plus efficacement lorsqu’elle est mise en présence d’un support de culture selon l’invention en présence de dihydrogène et de dioxyde de carbone. En effet, la densité optique des échantillons au cours du temps est inférieure dans le cas où un support de culture est présent ( ). Par ailleurs, une analyse de la croissance des microorganismes par spectrophotométrie (UVisco, V-1800) à 600 nm indique que le nombre de microorganisme après 24 jours de colonisation est trois fois supérieur en présence d’un support de culture de biochips en polyuréthane ( ). Ces résultats permettent de conclure que le procédé selon l’invention permet d’obtenir un meilleur rendement en méthanation. En effet, il y a une meilleure croissance des micro-organismes lorsque ces derniers sont fixés sur un support de culture. Exemple 3 : Dispositif de mise en œuvre du procédé selon l’invention Le procédé de production de méthane ex-situ mis en œuvre selon l’invention comprend aussi les étapes suivantes : b) introduction du mélange obtenu à l’étape a) ( exemple 2) dans un bioréacteur gaz/liquide ; c) mise en contact de gaz entrants dans le bioréacteur gaz/liquide obtenu à l’étape b) ; d) réaction des gaz entrants avec le au moins un micro-organisme méthanogène ; e) récupération de gaz sortants obtenus à l’étape d) ; caractérisé en ce que - le support de culture est non immobilisé dans le bioréacteur gaz/liquide ; et - au moins un micro-organisme méthanogène est fixé sur le support de culture. Dans le présent exemple, le dispositif tel que décrit sur la permet la mise en œuvre du procédé selon l’invention. Le bioréacteur de l’étape b) a été construit à façon à partir d'une section d'un cylindre en inox 316 d’épaisseur 2 mm. Il possède un diamètre interne de 54 mm et une hauteur de 1400 mm. Le rapport hauteur/diamètre du bioréacteur gaz/liquide de type colonne à bulle est 25,9. Le volume de la cuve est de 3,5 L. Un distributeur de gaz de type fritté verre ou inox de porosité connue est couplé au réacteur à l’aide d’un raccord tri-bague GL18. La sortie des gaz se fait par une ouverture au sommet de la colonne, couplée au circuit de gaz par un filetage ¼’G. La sortie de gaz du réacteur est reliée à un condenseur dans lequel circule de l’eau à 4°C (Lauda Eco RE1225 silver). Un débitmètre volumique de haute précision (Bioprocess control / Microflow 1100-3100) mesure le débit de gaz sortant du condenseur. Le gaz est ensuite analysé par chromatographie gazeuse (analyseur Agilent, Technologies 3000A®). Un système de recirculation du milieu de culture basé sur l’utilisation d’une pompe péristaltique (pompe AB, Type PSF2) permet une circulation de liquide à contre-courant des bulles de gaz ascendantes, à une vitesse volumétrique horaire de 10 L/L réacteur /h. La boucle de recirculation liquide comprend une électrode permettant de mesurer le potentiel d’oxydo-réduction, le pH et la température (Mettler Toledo INPRO4260i/SG/120 52005381). Le pH étant régulé à 7,5 si nécessaire par l’ajout de titrants acides ou basiques. La température de 55 °C est contrôlée à l’aide d’un bain thermostaté (Lauda Eco RE1225 silver). Le système de recirculation est muni d’un septum pour la prise d’échantillon, l’ajout de solutions stocks (constituants du milieu de culture, Na 2 S 9H 2 O) ou le soutirage de volume de milieu de culture. Les gaz entrants de l’étape c) sont le dihydrogène et le dioxyde de carbone. Ils sont injectés dans le bioréacteur à un débit total de gaz de 15 L/L réacteur /h pour CO 2 et 60 L/L réacteur /h pour H 2 grâce à des débitmètres massiques (Brooks instrument, SLA5800). Le rapport H 2 /CO 2 est ajusté, si nécessaire, pour obtenir une valeur de 4:1. La pression du système est de 2 bars. Le mélange de gaz est distribué en continu par un diffuseur, à contre-courant du flux de la phase aqueuse. Les gaz sortants de l’étape e) sont du méthane et de la vapeur d’eau (la vapeur d’eau étant recondensée). Ils sont récupérés du bioréacteur à un débit total de gaz sortant de 13 L/L réacteur /h. Au regard des résultats de l’exemple 2, le procédé selon l’invention mis en œuvre par le dispositif de la permet l’obtention de rendement de méthane supérieur aux procédés classiques. En effet, l’augmentation de pression dans le système augmente la solubilité de l’hydrogène dans le milieu de culture. La présence de supports colonisés par au moins un microorganisme méthanogène augmente la quantité de catalyseur par unité de volume de réacteur. Le au moins un microorganisme méthanogène cultivé est sélectionné pour sa capacité à produire du méthane. La présence de supports colonisés par au moins un microorganisme méthanogène augmente le temps de séjour du gaz dans le milieu de culture et favorise la solubilité de l’hydrogène dans le liquide. Il permet d’augmenter de 300% les performances du système. Références bibliographiques Référence 1 : Bu, F.; Dong, N.; Kumar Khanal, S.; Xie, L.; Zhou, Q. Effects of CO on Hydrogenotrophic Methanogenesis under Thermophilic and Extreme-Thermophilic Conditions: Microbial Community and Biomethanation Pathways. Bioresource Technology 2018, 266, 364–373, doi:10.1016/j.biortech.2018.03.092. Procédé de production de méthane ex-situ comprenant les étapes suivantes : a) mise en contact d’au moins un micro-organisme méthanogène, d’un support de culture et optionnellement d’un premier milieu de culture et; b) introduction du mélange obtenu à l’étape a) dans un bioréacteur gaz/liquide comprenant optionnellement un deuxième milieu de culture; c) mise en contact de gaz entrants dans le bioréacteur gaz/liquide obtenu à l’étape b) ; d) réaction des gaz entrants avec le au moins un micro-organisme méthanogène ; e) récupération de gaz sortants obtenus à l’étape d) ; caractérisé en ce que - le support de culture est immobilisé ou non dans le bioréacteur gaz/liquide ; et - au moins un micro-organisme méthanogène est fixé sur le support de culture. Procédé selon la revendication 1, dans lequel les gaz entrants sont le dioxyde de carbone, CO 2 , et le dihydrogène, H 2 , de préférence en un ratio volumique H 2 /CO 2 compris entre 3/1 et 5/1, et plus préférentiellement de 4/1. Procédé selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel le au moins un micro-organisme méthanogène est un consortium ou une souche méthanogène pure. Procédé selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel le au moins un micro-organisme méthanogène comprend un micro-organisme appartenant au règne des euryarchéotes et choisi parmi les classes des Methanobacteria , Methanococci, Methanopyri ou Methanomicrobia. Procédé selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel le au moins un micro-organisme méthanogène comprend au moins une souche de Methanothermobacter , de préférence la souche de Methanothermobacter marburgensis CLERMONT DSM 34405. Dispositif (1) de production de méthane ex-situ comprenant : - un bioréacteur gaz/liquide (11) comprenant une cuve (12), une entrée de gaz (13), une sortie de gaz (14), une entrée de liquide (15) et une sortie de liquide (16), au moins un micro-organisme méthanogène (121) fixé sur un support de culture (122), immobilisé ou non, et un milieu de culture (123); - un moyen d’injection de gaz (17) permettant d’injecter des gaz entrants dans ladite phase liquide continue contenue (123) dans le bioréacteur gaz/liquide (11); - un moyen d’injection de liquide (18) permettant d’injecter ladite phase liquide continue (123) dans le bioréacteur gaz/liquide (11); - un moyen de récupération (19) permettant de récupérer des gaz sortants issu du bioréacteur gaz/liquide (11). Dispositif selon la revendication 6, dans lequel le bioréacteur gaz/liquide (11) est choisi parmi une colonne à bulles, une colonne à agitation mécanique, un réacteur à cuve agitée à flux continu (CSTR), un réacteur airlift, un réacteur à lit fixe noyé, un réacteur à lit arrosé, un réacteur à agitation pneumatique, à circulation de liquide ascendante ou descendante. Dispositif selon la revendication 6, dans lequel le bioréacteur gaz/liquide (11) est choisi parmi un réacteur à agitation pneumatique et à circulation de liquide ascendante ou descendante. Dispositif selon l’une quelconque des revendications 6 à 8, dans lequel le support de culture (122) est organique ou inorganique, d’origine naturelle ou synthétique. Dispositif selon la revendication 9, dans lequel le support de culture (122) comprend des cubes poreux en mousse de polyuréthane imprégnée charbon actif en poudre et/ou des biochips rigide de polyéthylène. Dispositif selon l’une quelconque des revendications 6 à 10, dans lequel le au moins un micro-organisme méthanogène (121) comprend au moins une souche de Methanothermobacter , de préférence la souche de Methanothermobacter marburgensis CLERMONT DSM 34405. Kit d’obtention du dispositif (1) selon l’une quelconque des revendications 6 à 11, comprenant : - un support (122) ; - au moins un micro-organisme méthanogène (123) ; - optionnellement un bioréacteur gaz/liquide (11) ; - optionnellement un moyen d’injection de gaz (17) ; - optionnellement un moyen d’injection de liquide (18) ; - optionnellement un moyen de récupération (19). Utilisation de la souche de Methanothermobacter marburgensis CLERMONT DSM 34405 pour la production de méthane selon le procédé de la revendication 1. Catalyseur de méthanation obtenu à l’étape a) du procédé selon la revendication 1 à 5, comprenant au moins une souche de Methanothermobacter marburgensis CLERMONT DSM 34405 123 fixée sur un support 122.