Brevet FR3131379A1 — publié le 20230630

L’invention est un dispositif de détection d’au moins une biomolécule cible comportant des nanofils. Les nanofils sont disposés entre un substrat et une structure multicouches. La structure multicouches s’étend entre les nanofils et un échantillon susceptible de contenir une biomolécule cible. La structure multicouches comporte une surface de fonctionnalisation au contact de l’échantillon. Lorsqu’une lumière est émise au niveau de la surface de fonctionnalisation, par exemple une lumière de fluorescence, au moins un nanofil permet une détection de la lumière. La lumière de fluorescence peut indiquer la présence ou l’absence d’une biomolécule cible sur la surface de fonctionnalisation. Figure 1B. Dispositif de détection biomoléculaire par nanophotodétecteurs Le domaine technique de l’invention est la détection de biomolécules par transduction optique effectuée par des nanofils. ART ANTERIEUR Les dispositifs permettant de détecter des biomolécules peuvent être basés sur une détection optique. Les biomolécules à détecter sont préalablement marquées à l’aide d’un marqueur luminescent, de type fluorophore ou boite quantique (quantum dot). La détection est effectuée par un photodétecteur matriciel, de type imageur CCD, CMOS ou matrices de photodétecteurs à avalanches (APD : Avalanche Photodetectors). Cependant, les photodétecteurs matriciels usuels présentent une matrice de détection dont le pas spatial est généralement supérieur à 1 µm. Par pas spatial, on entend la distance entre deux pixels adjacents. Un tel pas spatial est considéré comme trop élevé pour obtenir un dispositif permettant d’adresser un grand nombre de détections en parallèle. Ces dispositifs présentent également une sensibilité limitée, qui semble insuffisante pour effectuer une détection de séquences après un faible nombre d’amplifications. Certains biocapteurs sont basés sur une détection de charges portées par les biomolécules cibles à détecter. Il s’agit par exemple de transistors à effet de champ. Ce type de dispositif permet d’effectuer une détection rapide, avec une bonne sensibilité. De plus, la technologie CMOS (semi-conducteur à oxyde métallique complémentaire) permet une fabrication de dispositifs comportant un grand nombre de capteurs. Il est ainsi possible d’effectuer un grand nombre d’analyses en parallèle. Cependant, ce type de capteur peut être sensible à des paramètres environnementaux affectant l’échantillon, par exemple pH ou température ou interactions avec des biomolécules non ciblées ou d’ions induisant des erreurs de détection. Le recours à ce type de biocapteurs dans des applications de séquençage d’ADN (acide désoxyribonucléique) suppose une certaine redondance de mesures, de façon à augmenter la robustesse des mesures. Les séquenceurs ADN basés sur des nanopores présentent les mêmes inconvénients. Des capteurs photoniques basés sur des nanofils ont été développés à des fins de détection de fragments d’ADN. C’est par exemple le cas de la publication Sing. et al « Silicon nanowire optical rectangular waveguide biosensor for DNS Hybridization », IEEE Photonics Technology Letters, 2018, 30(12) 1123-1126. Dans cette publication, on détecte une hybridation d’ADN en détectant une variation d’indice de réfraction lors de l’hybridation La publication Irrera. “New generation of ultrasensitive label-free optical Si nanowire-based biosensors”, ACS Photonics 2018,5,471-479 décrit un biocapteur à base de nanofils utilisés pour détecter la CRP (C-réactive protéin) dans du sérum humain. Les inventeurs ont conçu un dispositif d’analyse d’un échantillon compact et sensible, permettant de tirer profit des capacités de détection optique de nanofils. Le dispositif peut permettre une analyse simultanée ou séquentielle de différentes biomolécules. Un premier objet de l’invention est un dispositif de détection d’au moins une biomolécule d’intérêt dans un échantillon, le dispositif comportant : un substrat, comportant au moins une première électrode; une structure multicouches, comportant au moins une deuxième électrode; des nanofils, s’étendant entre la première électrode et la deuxième électrode, parallèlement à un axe transversal; une couche d’encapsulation s’étendant autour des nanofils, entre le substrat et la structure multicouches, la couche d’encapsulation étant formée d’un matériau isolant ; la structure multicouche comportant : une couche conductrice, formant chaque deuxième électrode; une couche d’interface, électriquement isolante, recouvrant chaque deuxième électrode, chaque deuxième électrode étant interposée entre la couche d’interface et un nanofil, la couche d’interface étant délimitée par une surface de fonctionnalisation, la couche d’interface étant configurée pour être disposée entre l’échantillon et la deuxième électrode, de telle sorte que la surface de fonctionnalisation forme une interface entre le dispositif et l’échantillon ; la structure multicouche étant telle que la surface de fonctionnalisation est configurée pour capturer sélectivement la biomolécule d’intérêt; la deuxième électrode et la couche d’interface sont transparentes dans une bande spectrale de détection ; le dispositif étant tel que : chaque nanofil comporte une jonction de type homojonction, ou une hétérojonction, ou une jonction Schottky entre la première électrode et la deuxième électrode ; la première électrode et la deuxième électrode sont configurées pour être raccordées à un circuit de détection; de telle sorte que chaque nanofil forme un nanophotodétecteur d’une lumière émise au niveau de la surface de fonctionnalisation, la lumière détectée par chaque nanofil induisant un signal électrique de détection dans le circuit de détection. Ainsi, la couche d’interface permet une isolation des nanofils vis-à-vis de l’échantillon. Chaque nanofil peut comporter : une homojonction de type pn ; ou une hétérojonction ; ou une jonction Schottky de type p-métal ou n-métal. Au moins un nanofil peut comporter une première partie et une deuxième partie, séparées par la jonction, la première partie étant formée d’un semi-conducteur dopé n, la deuxième partie étant formée d’un semi-conducteur dopé p, la jonction formant une homojonction ou une hétérojonction. Au moins un nanofil peut comporter une première partie et une deuxième partie, séparées par la jonction, la première partie étant formée d’un semi-conducteur, la deuxième partie, adjacente d’une électrode, étant formée d’un métal, la jonction formant une jonction Schottky ;. Selon un mode de réalisation, la première partie et la deuxième partie s’étendent, selon l’axe transversal, de part et d’autre de la jonction. Selon un mode de réalisation, la deuxième partie entoure la première partie, autour de l’axe transversal. Selon un mode de réalisation, au moins un nanofil comporte un puits quantique ou un point quantique au niveau de la jonction. Selon un mode de réalisation, la surface de fonctionnalisation est segmentée en différentes surfaces élémentaires, chaque surface élémentaire formant un site de capture de la biomolécule d’intérêt. Selon un mode de réalisation, la couche d’interface comporte deux sous-couches, empilées l’une sur l’autre, formant une sous-couche inférieure et une sous-couche supérieure, la sous-couche inférieure étant interposée entre la couche conductrice et la sous-couche supérieure ; la sous-couche supérieure comporte des puits, débouchant dans la sous-couche inférieure, chaque puits étant disposé face à un nanofil, chaque puits formant une partie de la surface de fonctionnalisation ; la surface de fonctionnalisation est segmentée au niveau de chaque puits, de façon que chaque puits forme un site de capture de la biomolécule d’intérêt. Entre les puits, la sous-couche supérieure peut ne pas être fonctionnalisée, ou comporter un revêtement évitant un dépôt d’une biomolécule d’intérêt. Selon un mode de réalisation, le dispositif comporte plusieurs nanofils, s’étendant entre une même première électrode et une même deuxième électrode, les nanofils formant une grappe de nanofils. Le dispositif peut comporter plusieurs grappes de nanofils, distantes les unes des autres, de telle sorte qu’un nanofil d’une grappe est plus proche d’un autre nanofil de ladite grappe que d’un autre nanofil d’une autre grappe, les nanofils d’une même grappe s’étendant entre une même première électrode et une même deuxième électrode. Selon un mode de réalisation, dit de multiplexage, le dispositif comporte plusieurs nanofils, le dispositif étant tel que : plusieurs premières électrodes sont formées sur le substrat, et plusieurs deuxièmes électrodes sont formées sur la structure multicouche, chaque nanofil s’étendant entre une première électrode et une deuxième électrode ; chaque première électrode est reliée à une première unité d’adressage, configurée pour sélectionner au moins une première électrode ; chaque deuxième électrode est reliée à une deuxième unité d’adressage, configurée pour sélectionner au moins une deuxième électrode ; de telle sorte que le circuit de détection détecte un signal de détection induit par chaque nanofil s’étendant entre la première électrode et la deuxième électrode sélectionnées. La première unité d’adressage peut être configurée pour sélectionner successivement plusieurs premières électrodes. La deuxième unité d’adressage peut être configurée pour sélectionner successivement plusieurs premières électrodes. Selon une possibilité, le substrat et la structure multicouche s’étendent parallèlement à un axe longitudinal et un axe latéral, l’axe latéral et l’axe longitudinal étant sécants l’un de l’autre, dans un plan sécant de l’axe transversal; chaque première électrode est disposée parallèlement à l’axe longitudinal ; chaque deuxième électrode est disposée parallèlement à l’axe latéral. Avantageusement, la surface de fonctionnalisation est fonctionnalisée par une sonde biologique de détection, la sonde biologique de détection étant configurée pour capturer sélectivement une biomolécule d’intérêt ; de telle sorte qu’une capture de la biomolécule d’intérêt entraîne une variation de la lumière de fluorescence détectée par au moins un nanofil lorsque la surface de fonctionnalisation est éclairée par une lumière d’excitation d’un marqueur fluorescent greffé sur la biomolécule d’intérêt ou sur la sonde biologique de détection. La sonde biologique de détection peut être une balise moléculaire. Selon une possibilité, la surface de fonctionnalisation est segmentée en plusieurs portions; chaque portion de la surface de fonctionnalisation s’étend face à au moins un nanofil ; différentes portions de la surface de fonctionnalisation sont respectivement fonctionnalisées par des sondes biologiques de détection configurées pour capturer sélectivement différentes biomolécules d’intérêt. Un autre objet de l’invention est un procédé de détection d’au moins une biomolécule d’intérêt à l’aide d’un dispositif selon le premier objet de l’invention, la surface de fonctionnalisation étant préalablement fonctionnalisée avec une sonde biologique de détection configurée pour capturer sélectivement la biomolécule d’intérêt, le dispositif comportant : disposition d’un échantillon, susceptible de contenir la biomolécule d’intérêt, au contact de la surface de fonctionnalisation ; connexion du circuit de détection aux bornes d’une première électrode et d’une deuxième électrode ; exposition de la surface de fonctionnalisation à une lumière d’excitation, dans une bande spectrale d’excitation d’un marqueur fluorescent, le marqueur fluorescent étant greffé sur la sonde biologique de détection ou sur la biomolécule d’intérêt, le marqueur fluorescent étant susceptible d’émettre une lumière de fluorescence, dans la bande spectrale de détection, lorsqu’il est illuminé par la lumière d’excitation ; en fonction du signal de détection, détection d’une variation d’une lumière de fluorescence détectée par au moins un nanofil, la variation traduisant une capture de la biomolécule d’intérêt par une sonde biologique de détection. Selon un mode de réalisation, le dispositif est un dispositif selon le mode de réalisation de type multiplexage décrit en lien avec le premier objet de l’invention ; les étapes b) à d) sont réitérées, en modifiant, entre deux itérations successives, la première électrode sélectionnée ou la deuxième électrode sélectionnée. L'invention sera mieux comprise à la lecture de l'exposé des exemples de réalisation présentés, dans la suite de la description, en lien avec les figures listées ci-dessous. FIGURES Les figures 1A à 1D montrent les principaux composants d’un dispositif selon l’invention. Les figures 2A à 2E schématisent des étapes de fabrication de nanofils selon un procédé dit ascendant. Les figures 3A à 3C représentent différents agencements possibles des nanofils. La et la schématisent des étapes de fabrication de nanofils selon un autre procédé, dit descendant. La représente un exemple de dispositif selon l’invention, dans lequel les électrodes sont réparties selon un agencement matriciel. Les figures 6A à 6E schématisent différentes possibilités de couplage entre une sonde biologique de détection et une biomolécule cible, de façon que la capture de la biomolécule cible induise une émission ou une extinction d’une lumière de fluorescence. Les figures 7A et 7B schématisent une balise moléculaire avant et après capture de la biomolécule cible. Les figures 8A et 8B montrent deux structures différentes de nanofils. EXPOSE DE MODES DE REALISATION PARTICULIERS On a représenté, sur les figures 1A à 1C, un premier exemple de dispositif d’analyse 1 permettant une mise en œuvre de l’invention. Le dispositif d’analyse 1 est configuré pour être placé au contact d’un échantillon 2, comportant par exemple un milieu liquide susceptible de contenir une biomolécule d’intérêt 3. La biomolécule d’intérêt 3 peut être choisie parmi : une protéine, par exemple une enzyme, un fragment de protéine, un anticorps, un antigène, un monobrin de nucléotides, une hormone. Le dispositif comporte un substrat 10, formant ou comportant au moins une première électrode 11 c . Dans l’exemple représenté sur la , le substrat est un substrat de silicium cristallin, par exemple un substrat Si d’orientation cristalline (111). Le substrat 10 est délimité par une surface, dite première surface 11, comportant une première électrode 11 c . Dans l’exemple de la , la première surface 11 est formée de Si comportant des régions conductrices. Selon une autre possibilité le substrat 10 fait l’objet d’un dépôt d’une couche conductrice, par exemple du graphène, formant tout ou partie de la première surface 11. Des nanofils 30 sont formés sur le substrat 10, et plus précisément à partir de la première surface 11. La première surface 11 s’étend selon un plan P XY . Le plan P XY est défini par un axe longitudinal X et un axe latéral Y. Les axes X et Y sont sécants, et de préférence perpendiculaires l’un par rapport à l’autre. Les nanofils s’étendent parallèlement à un axe transversal Z sécant du plan Dans les modes de réalisation décrits par la suite, l’axe transversal est perpendiculaire du plan P XY . La première surface 11 est conductrice au moins au niveau de l’intersection avec chaque nanofil 30. La totalité de la première surface 11 peut être conductrice. Selon d’autres configurations, les nanofils peuvent être inclinés et non pependiculaires au plan P XY . Par exemple, si l’orientation cristalline du matériau formant le substrat 10 est (001), les nanofils peuvent croître selon une direction (111), donc en biais par rapport au plan P XY . Les nanofils 30 ont de préférence un diamètre compris entre 1 nm et 500 nm et une hauteur, selon l’axe transversal Z, comprise entre 300 et 1000 nm, voire 10000 nm. Les nanofils 30 peuvent être synthétisés directement sur le substrat 10, comme décrit en lien avec les figures 2A à 2E. Les nanofils peuvent être formés sur un autre substrat, puis transférés sur le substrat 10. Le transfert peut être effectué comme décrit dans la publication Valente J. et al « Light-Emitting GaAs Nanowires on a Flexible Substrate », Nano Lett 2018 18 7 4206-4213. Les nanofils 30 s’étendent, à partir de la première surface 11, jusqu’à une deuxième surface 21 délimitant une structure multicouches 20. De même que la première surface 11, la deuxième surface 21 est conductrice au moins au niveau de l’intersection avec chaque nanofil 30. Dans l’exemple représenté sur la , la deuxième surface 21 est formée à partir d’une couche 22 d’un matériau conducteur transparent dans une bande spectrale de détection décrite ci-après. Il peut par exemple s’agir d’ITO (oxyde d’indium étain). Chaque nanofil est formé d’un ou plusieurs matériaux semi-conducteurs, et éventuellement d’un matériau métallique. Chaque nanofil comporte une jonction 33. Dans l’exemple représenté, la jonction 33 est une homojonction : chaque nanofil comporte une première partie 31, adjacente de la première surface 11, et une deuxième partie 32, adjacente de la deuxième surface 21. Les première et deuxième parties sont formées d’un même matériau semi-conducteur, avec respectivement deux dopages différents : ainsi, la première partie 31 et la deuxième partie 32 sont respectivement formés d’un même matériau semi-conducteur respectivement dopé n et p ou p et n. Dans l’exemple représenté, la première partie 31 est formée de GaAs (arséniure de gallium) dopé p et la deuxième partie est formée de GaAs dopé n. L’interface entre les deux parties forme la jonction pn 33. De façon alternative, la jonction 33 peut être effectuée niveau d’un métal disposé sur ou au contact de la surface 21 de façon à établir une jonction semi-conducteur – métal de type Schottky. Chaque nanofil comporte au moins un semi-conducteur choisi parmi les matériaux des colonnes III et V, usuellement désignés par le terme matériaux III-V, par exemple, GaAs. Il peut de préférence s’agir d’un matériau de la colonne III et d’arsenic, par exemple InAs (arséniure d’indium). Dans l’exemple représenté, les nanofils 30 sont formés de GaAs. D’autres matériaux semi-conducteurs peuvent être envisagés, par exemple, et de façon non limitative, Si, InGaAs, AlGaAs, InGaP, InGaN, GaN, ZnSe, ZnS, ZnO, ZnCdO. Entre la première surface 11 et la deuxième surface 21, les nanofils 15 sont noyés dans une couche d’encapsulation formée d’un matériau isolant. La couche d’encapsulation 15 peut être formée d’un matériau de type PMMA (Polyméthacrylate de méthyle), BCB (Benzocyclobuthène), SiO 2 . La couche d’encapsulation 15 peut être déposée par spin-coating (dépôt à la tournette). La couche d’encapsulation 15 est de préférence formée suite à la croissance des nanofils, préalablement au dépôt d’une deuxième conductrice 22, délimitée par la deuxième surface 21, et destinée à former des deuxièmes électrodes 21 c . Les deuxièmes électrodes 21 c sont formées, au niveau de la deuxième surface 21, à partir de la couche conductrice 22. La couche conductrice 22 peut être structurée de façon qu’au niveau de la deuxième surface 21, plusieurs deuxièmes électrodes 21 c soient électriquement isolées les unes des autres. Ainsi, la couche conductrice peut comporter des ouvertures ou des matériaux isolant délimitant les électrodes 21 c . Outre la couche conductrice 22, la structure multicouches 20 comporte une couche d’interface 23, adjacente de la couche conductrice 22. La couche d’interface 23 est transparente. La couche d’interface 23 peut par exemple être formée d’une couche d’un polymère, par exemple le PMMA (Polyméthylméthacrylate). La couche d’interface 23 est isolante, en particulier au niveau de l’interface avec la couche conductrice 22. La couche d’interface 23 est de préférence plane. La couche d’interface 23 est destinée à former une interface entre la couche conductrice 22, formant les électrodes 21 c , et l’échantillon 2. Ainsi, la couche d’interface 23 s’étend entre la couche conductrice 22 et l’échantillon 2 à analyser. Un aspect important du dispositif est que l’échantillon n’est pas en contact direct avec les nanofils. Il est isolé de ces derniers par la couche d’interface 23. La couche d’interface 23 est par exemple une couche mince formée de SiO 2 ou de PMMA. La surface de la couche d’interface 23, destinée à être en contact avec l’échantillon est une surface, dite surface de fonctionnalisation 25, fonctionnalisée par des sondes biologiques de détection 26. Il est important que la couche d’interface 23 soit formée d’un matériau présentant une auto-fluorescence aussi faible que possible dans la bande spectrale de détection. La surface de fonctionnalisation 25, qui forme une interface entre la structure multicouches 20 et l’échantillon 2 à analyser, est destinée à être fonctionnalisée par des sondes biologiques de détection 26. Par sonde biologique de détection, on entend une espèce configurée pour capturer sélectivement une biomolécule d’intérêt. La sonde biologique 26 de détection peut être formée d’acides nucléiques, ou de protéines, ou d’anticorps, ou d’antigènes, ou d’enzymes. La capture sélective se fait par couplage de la biomolécule d’intérêt sur la sonde de détection, par des interactions spécifiques : hybridation (ADN, ARN), repliement (aptamère), interactions chimiques multiples faible énergie (anticorps, enzyme), adsorption (protéine). La couche d’interface 23 peut être nanostructurée, de façon que des nanopuits 27 soient formés à l’interface entre la structure multicouches 20 et l’échantillon à analyser. Le diamètre ou la plus grande diagonale des nanopuits peut être comprise entre 70 nm et 700 nm. Les nanopuits 27 peuvent par exemple être agencés de façon matricielle, ou, de façon plus générale, selon un motif prédéterminé. La surface de fonctionnalisation est alors fonctionnalisée au niveau de chaque nanopuits 27, les espaces entre chaque puits n’étant pas fonctionnalisés. La formation des nanopuits peut être obtenue par amincissement local de la couche d’interface 23. Selon une possibilité, représentée sur la , la couche d’interface 23 comporte deux sous-couches superposées 23 1 et 23 2 . La couche d’interface comporte une sous-couche inférieure 23 1 interposée entre la couche conductrice 22 et une sous-couche supérieure 23 2 . Les nanopuits sont formés par amincissement local de la sous-couche supérieure 23 2 , de façon que les nanopuits débouchent dans la sous-couche inférieure 23 1 . La sous-couche supérieure 23 2 peut être formée d’un matériau non fonctionnalisable, par exemple un matériau anti-biofouling (anti-encrassement biologique). Une telle structuration permet que la fonctionnalisation de la surface de fonctionnalisation 25 soit effectuée uniquement au niveau des nanopuits 27, sur la sous-couche inférieure 23 1 . Chaque nanopuits 27 forme ainsi un site de capture de l’espèce biologique d’intérêt 3. De façon plus générale, la surface de fonctionnalisation 25 peut être fonctionnalisée selon un motif de fonctionnalisation prédéterminé. En dehors du motif de fonctionnalisation, la surface de fonctionnalisation n’est pas fonctionnalisée vis-à-vis de l’espèce biologique que l’on souhaite capturer . La fonctionnalisation peut être effectuée par un traitement de la surface de fonctionnalisation 25, par exemple un traitement de surface plasma/oxygène. Lorsque la couche d’interface 23 est formée de PMMA, un traitement plasma/oxygène permet de former des fonctions carboxyles. Les sondes biologiques de détection peuvent être greffées sur la surface de fonctionnalisation par liaison covalente. A cette fin, les sondes biologiques comportent une fonction, par exemple une fonction amine, de façon à former une liaison covalente avec les fonctions de la surface de fonctionnalisation 25. Lorsque la fonctionnalisation de la surface de fonctionnalisation 25 est effectuée selon un motif spatial, les parties de la surface de fonctionnalisation en dehors du motif spatial peuvent être revêtues d’un revêtement anti-biofouling (anti-encrassement biologique) de façon à éviter une adsorption non spécifique des biomolécules d’intérêt (ou cibles). Un exemple de matériau anti-biofouling est un polyéthylène glycol. Le dépôt de sondes biologiques de détection peut être effectué par couplage chimique sur la surface de fonctionnalisation 25. Selon une possibilité, différentes parties 25 1 , 25 2 de la surface de fonctionnalisation 25 sont fonctionnalisées avec différentes sondes biologiques de détection 26 1 , 26 2 . Chaque partie de la surface de fonctionnalisation 25 est ainsi fonctionnalisée de façon à capturer sélectivement une biomolécule d’intérêt différente d’une autre partie de la surface de fonctionnalisation. De préférence, une même partie de la surface est fonctionnalisée avec une même sonde biologique de détection destinée à capturer une même biomolécule d’intérêt. Par exemple, lorsque les sondes biologiques de détection sont formées de fragments monobrins d’ADN, une même partie de la surface de fonctionnalisation est fonctionnalisée avec le même fragment d’ADN. Deux parties différentes sont fonctionnalisées avec des fragments d’ADN différents. Préalablement à la fonctionnalisation, les fragments d’ADN formant les sondes biologiques de détection sont préparés en utilisant des méthodes de l’art antérieur, par exemple une préparation d’une librairie de fragments d’ADN courts ( Lorsque différentes parties de la surface de fonctionnalisation sont fonctionnalisées avec différentes sondes de détection, le dispositif permet d’effectuer une analyse dit multiplexée : l’analyse peut adresser simultanément ou successivement différentes biomolécules d’intérêt, par exemple différentes séquences de nucléotides. Comme précédemment indiqué, chaque sonde biologique de détection 26 est configurée pour capturer une biomolécule d’intérêt 3. Par capture, on entend l’établissement d’une liaison entre la sonde de détection et la biomolécule d’intérêt, entraînant un couplage de la biomolécule d’intérêt sur la sonde de détection. La liaison entre la sonde de détection et la biomolécule d’intérêt peut être une liaison chimique (liaison dative, liaison hydrogène, pont disulfure), ou une liaison de type antigène-anticorps, ou une liaison physique (interactions électrostatiques, hydrophobes ou de Van der Walls) ou une hybridation lorsque la sonde de détection est une séquence de nucléotides et que la biomolécule d’intérêt est une séquence de nucléotides complémentaire. Le dispositif 1 est basé sur une détection optique d’une capture d’une biomolécule d’intérêt par une sonde biologique de détection 26, induisant une réponse électrique du dispositif. Le dispositif comporte un circuit de détection 40, dont une première borne 41 est raccordée à une première électrode 11 c , sur le substrat 10, et une deuxième borne 42 est raccordée à une deuxième électrode 21 c , sur la structure multicouches 20. Le circuit de détection 40 permet de mesurer la différence de potentiel, ou un courant électrique, entre la première électrode 11 c et la deuxième électrode 21 c . Sur la , on a représenté une vue en coupe du dispositif. Un échantillon 2 liquide est disposé dans une chambre fluidique 4, au contact de la couche d’interface 23. L’échantillon est isolé des nanofils 30 par la couche d’interface 23. Ainsi, les nanofils ne sont pas en contact avec les biomolécules d’intérêt. Lorsque le dispositif est en fonctionnement, une source de lumière 5 illumine la surface de fonctionnalisation 25, dans une bande spectrale d’excitation centrée sur une longueur d’onde d’excitation de fluorescence. Dans l’exemple représenté sur la , la source de lumière génère une lumière d’excitation 7, qui se propage à travers l’échantillon 2 jusqu’à la surface de fonctionnalisation 25. La biomolécule d’intérêt 3 a préalablement fait l’objet d’un marquage par un marqueur fluorescent 6. Sous l’effet de l’illumination à la longueur d’onde d’excitation 7, le marqueur fluorescent 6 génère une lumière de fluorescence 8 dans une longueur d’onde de fluorescence, plus élevée que la longueur d’onde d’excitation. Le marqueur fluorescent 6 peut être un fluorophore ou une boite quantique. D’une façon générale, la capture de la biomolécule d’intérêt entraîne une variation d’une émission d’une lumière de fluorescence 8, cette variation de fluorescence entraînant une variation de la réponse électrique du dispositif. Dans l’exemple représenté sur la , la capture de la biomolécule 3 par une des sondes de détection 26 entraîne une concentration de marqueurs fluorescents 6 sur la surface de fonctionnalisation 25, à l’aplomb des nanofils. Sous l’effet de la lumière d’excitation 7, des photons de fluorescence sont émis, formant la lumière de fluorescence 8. Du fait de la transparence de la couche d’interface 23, ou du matériau 22 constituant l’électrode 21 c , certains photons de fluorescence se propagent à travers un nanofil 30. Lorsqu’un photon de fluorescence est absorbé au niveau de la jonction 33, des paires électrons/trous sont formées. Sous l’effet de la différence de potentiel entre la première partie 31 et la deuxième partie 32, les électrons se propagent à travers la portion dopée n, vers le potentiel le plus élevé tandis que les trous se propagent en sens inverse à travers la portion dopée p. Il en résulte une augmentation du courant électrique circulant dans le circuit de détection 40. Selon une autre possibilité, la capture de la biomolécule induit une réduction ou une extinction d’une émission des photons de fluorescence, par exemple par effet de quenching. En l’absence de capture, les photons de fluorescence sont émis, ce qui entraîne une circulation d’un courant électrique dans le circuit de détection 40. Suite à une capture, l’émission des photons de fluorescence est réduite, ou stoppée, ce qui entraîne une variation du courant électrique. On comprend que le choix du matériau semi-conducteur formant le nanofil 30 dépend de la bande spectrale d’absorption dudit matériau, cette dernière devant à la fois contenir la longueur d’onde de fluorescence, et, de préférence, ne pas contenir la longueur d’onde d’excitation du marqueur fluorescent. Le nanofil agit ainsi en tant que nanophotodétecteur de la lumière de fluorescence, tout en n’étant pas sensible à la longueur d’onde d’excitation. Chaque nanofil forme ainsi un filtre vis-à-vis de la longueur d’onde d’excitation. Lorsque le matériau semi-conducteur est GaAs, le marqueur fluorescent peut être Cy3 (Cyanine) : longueur d’onde d’excitation 540nm et longueur d’onde d’émission comprise entre 555 et 600nm. De façon alternative, lorsque le nanofil est sensible à la longueur d’onde d’excitation, la détection de la lumière de fluorescence peut être temporellement séparée de la détection de la longueur d’onde d’excitation. Le diamètre des nanofils est contrôlé de façon à conférer une sensibilité dans une bande spectrale étroite. Par bande spectrale étroite, on entend une largeur de bande typiquement de quelques dizaines de nm, et de préférence inférieure à 100 nm. La largeur de bande correspond à la largeur à mi-hauteur du pic d’absorption sur le spectre d’absorption. La largeur de bande de détection est par exemple de l’ordre de 50 nm. Il est ainsi possible d’ajuster la bande spectrale de détection, de façon qu’elle comprenne la longueur d’onde de fluorescence du marqueur fluorescent et qu’elle ne comprenne pas la longueur d’onde d’excitation du marqueur fluorescent. La faculté de nanofils à former un photodétecteur sélectif en longueur d’onde a été décrite dans Mokkapati.S. et al « Optical design of nanowire absorbers for wavelenght selective photodetectors », Sci. Rep. 5, 15339. La sensibilité spectrale de détection peut être ajustée par l’incorporation de puits quantiques ou de boites quantiques (quantum dots) au niveau de la jonction 33. Cela permet d’obtenir une jonction 33 dont la composition est différente par rapport au reste du nanofil. La longueur d’onde détectée correspond alors à la longueur d’onde du gap défini par le puits ou la boîte quantique. Chaque nanofil forme ainsi un nanophotodétecteur. L’invention est basée sur une combinaison d’une capture sélective et spatialisée d’une biomolécule cible et d’une détection de la capture par des nanophotodétecteurs. En utilisant différentes sondes de détection, adressant sélectivement différentes biomolécules cibles, réparties sur différentes zones spatiales de la surface de fonctionnalisation, l’invention permet une détection simultanée ou successive de la présence de différentes biomolécules. On va à présent décrire différents aspects de conception du dispositif selon l’invention. Formation des nanofils Les figures 2A à 2E schématisent des étapes de formation de nanofils à partir d’un substrat 10 de silicium. Les figures 2A à 2E correspondent à une approche dite montante (ou bottom-up). Le substrat 10 est formé de Si, d’orientation (111) et comporte une couche superficielle 10 1 de SiO 2 , destinée à former une couche barrière, d’épaisseur 10nm – 15 nm. La couche de SiO 2 est recouverte d’une couche 10 2 de PMMA d’épaisseur 45 nm. Les couches 10 1 et 10 2 font l’objet d’une gravure, de façon à former des nanopuits isolés les uns des autres, selon un motif prédéterminé. Cf. . Les nanopuits débouchent sur le substrat de Si. Une fine couche de métal 10 3 , par exemple de l’or, d’épaisseur 5 à 10 nm est déposée sur la couche de SiO 2 . Le métal ajouté, en l’occurrence l’or, joue le rôle de catalyseur. Cf. . L’excès d’or entre les nanopuits est éliminé par lift of (retrait) de la couche 10 2 de PMMA. Cf. . On obtient ainsi des ilots d’or 10 3 isolés les uns des autres, aux positions correspondant à la position des nanopuits préalablement formés. Après chauffage à une température supérieure à 450°C, les ilots forment des gouttes. Les gouttes d’or jouent le rôle de catalyseur. Les nanofils de semi-conducteur sont ensuite formés par épitaxie par jet moléculaire (MBE : molecular beam epitaxy). Cela consiste à envoyer un ou plusieurs jets moléculaires vers le substrat pour réaliser une croissance épitaxiale. Cf. . Les jets moléculaire en phase vapeur comportent les espèces chimiques composant le nanofil semi-conducteur ainsi que les espèces dopantes. Les espèces moléculaires heurtent et diffusent dans les gouttelettes d’or. Lorsque ces dernières atteignent une saturation, la nucléation des nanofils se produit tout d’abord aux interfaces gouttelettes/substrat, puis aux interfaces gouttelettes/nanofils en formation. Le procédé n’est pas limité à l’utilisation d’or en tant que catalyseur. D’autres catalyseurs peuvent être utilisés, par exemple Ga. Lorsque le catalyseur est Ga et que Ga constitue également un élément constituant le semi-conducteur, on parle de croissance de nanofils autocatalysée. Ce procédé permet par exemple une croissance de nanofils en utilisant As, Ga ainsi que C et Si respectivement comme dopant p et n, la température de mise en œuvre étant de 610°C. Le procédé se poursuit jusqu’à ce que les nanofils atteignent une hauteur prédéterminée. Cf. . Suite à l’étape représentée sur la , la couche d’encapsulation 15 est formée entre les nanofils, par exemple par spin-coating. La couche d’encapsulation permet d’isoler électriquement les nanofils les uns des autres, et confère une meilleure tenue mécanique à l’ensemble. Une gravure plasma et/ou un pollissage peut être effectuée au niveau de l’extrémité des nanofils opposée au substrat, de façon à éliminer les résidus du catalyseur et homogénéiser la hauteur des nanofils et de la couche d’encapsulation 15. La couche conductrice 22, puis la couche d’interface 23, sont ensuite successivement déposées sur l’ensemble formé par les nanofils et la couche d’encapsulation 15. Dans le mode de réalisation décrit sur les figures 2A à 2E, la formation des nanopuits sur le substrat 10 permet de maîtriser la position des nanofils. Ainsi, les nanofils peuvent être agencés régulièrement, comme représenté sur les figures 3A et 3B. Sur les figures 3A et 3B, on a représenté des positions de nanofils sur le substrat 10 selon des motifs de maille respectivement carrée ou hexagonale. Le pas entre deux nanofils adjacents peut être faible, de l’ordre de deux fois le diamètre, ou être plus élevé, par exemple quelques à plusieurs centaines de nm. Un autre avantage de l’approche montante, décrite en lien avec les figures 2A à 2E est qu’elle permet un contrôle plus précis de la structure cristalline des nanofils. L’approche montante permet une incorporation maîtrisée de boites quantiques (quantum dots) ou de puits quantiques, en contrôlant leur position, en particulier selon l’axe Z. La figure 3C illustre une configuration selon laquelle les nanofils sont agencés en formant des grappes 35, ou clusters. Les nanofils d’un même cluster sont rapprochés les uns des autres, la distance entre deux nanofils adjacents d’une même grappe étant de préférence supérieure ou égale au diamètre des nanofils. La distance entre deux grappes adjacentes peut être égale ou supérieure à deux fois la distance d . Chaque grappe peut présenter un arrangement régulier, comme représenté sur les figures 3A et 3B. L’agencement des nanofils en clusters 35 peut être combiné avec une structuration de la surface de fonctionnalisation en nanopuits 27, comme décrit en lien avec la . Dans ce cas, chaque nanopuits 27 s’étend face aux nanofils appartenant à un même cluster 35. La disposition des nanofils selon un agencement prédéfini sur le substrat 10 n’est pas nécessaire. Selon une possibilité, des gouttes de catalyseur métallique sont réparties de façon aléatoire sur le substrat 10. Suite à l’adjonction, en phase vapeur, des molécules constituant le nanofil, par exemple Ga, As et des dopants, par exemple C, Si, les nanofils se développent à partir des positions initialement occupées, sur le substrat, par les gouttes de catalyseur. Selon une autre possibilité, les nanofils sont obtenus par gravure, selon une approche dite descendante (ou top down). Selon une telle possibilité, on forme, sur le substrat 10, une première couche 13 1 d’un semi-conducteur d’un premier dopage, par exemple dopage n, puis une deuxième couche 13 2 , d’un semi-conducteur d’un autre dopage, par exemple dopage p. Cf. . Les nanofils sont formés par gravure de la première couche 131 et de la deuxième couche 132. Cf. . Une couche d’encapsulation 15 est ensuite formée autour des nanofils, comme précédemment décrit. La couche conductrice 22 est ensuite déposé sur l’extrémité libre des nanofils 30, pour former les électrodes 21c. La couche d’interface 23 est formée sur la couche conductrice 22. Un tel mode de fabrication peut aussi permettre la formation de nanofils comportant une jonction métal – semi-conducteur : la première couche 131 ou la deuxième couche 132 est formée d’un métal, tandis que l’autre couche est formée d’un semi-conducteur. L’approche descendante permet d’obtenir des nanofils dont la composition est homogène en termes de dimensions et de profil de dopage. Cela est favorable à une intégration dans des dispositifs à grande échelle. Adressage électrique Comme décrit en lien avec les figures 1A à 1C, chaque nanofil s’étend entre une première extrémité, sur une première surface 11 du substrat 10 et une deuxième extrémité, sur une deuxième surface 21 de la structure multicouche 20. La première surface 11 et la deuxième surface 21 sont conductrices au moins au niveau de chaque intersection avec un nanofil. Ainsi, au niveau de chaque intersection avec un nanofil, la première surface comporte une première électrode 11 c et la deuxième surface comporte une deuxième électrode 21 c . Dans l’exemple représenté sur les figures 1A à 1C, la première surface 11 et la deuxième surface 21 sont formées d’un matériau conducteur. Elles sont conductrices selon toute leur aire. Les première et deuxième surfaces peuvent être structurées, et comporter différentes électrodes 11 c , 21 c isolées les unes des autres. Sur la , chaque électrode est matérialisée par une ligne en pointillés. Sur la première surface 11, chaque première électrode 11 c décrit une ligne, parallèle à l’axe longitudinal X. Sur la deuxième surface 21, chaque deuxième électrode 21 c décrit une colonne, parallèle à l’axe latéral Y. Chaque nanofil est fonctionnel lorsque les électrodes 11 c , 21 c , entre lesquelles il s’étend, sont polarisées. La structuration des électrodes en lignes / colonnes permet de sélectionner les nanofils fonctionnels, ces derniers s’étendant entre deux électrodes polarisées : selon cet agencement, les nanofils reliés à une ligne et à une colonne polarisées sont fonctionnels. Par nanofil fonctionnel, on entend un nanofil polarisé pour effectuer une détection de photons de fluorescence. Plusieurs lignes et/ou plusieurs colonnes peuvent être polarisées simultanément ou successivement. Le circuit de détection 40 comporte : une unité d’adressage 40 X , destinée à polariser tout ou partie des premières électrodes 11 c , parallèles à l’axe X, et une unité d’adressage 40 Y destinée à polariser tout ou partie des deuxièmes électrodes 21 c parallèles à l’axe Y. Lorsque les nanofils sont répartis en clusters, comme décrit en lien avec la , les nanofils d’un même cluster sont de préférence raccordés à une même électrode, à la fois sur le substrat 10 et sur la structure multicouche 20. Les nanofils d’un même cluster sont ainsi simultanément fonctionnels. Les nanofils non reliés au circuit de détection ne sont pas fonctionnels. Fonctionnalisation - fluorescence La fonctionnalisation de la surface de fonctionnalisation 25 est assurée par le greffage de sondes biologiques de détection 26 sur la surface de fonctionnalisation 25. Les sondes biologiques de détection 26 sont destinées à capturer sélectivement une biomolécule d’intérêt 3. Selon un mode de réalisation, en multiplexage, différentes sondes biologiques de détection 26, adressant respectivement différentes biomolécules d’intérêt, sont séparées sur la surface de fonctionnalisation 25. En référence avec la , la partie de la surface de fonctionnalisation située en vis-à-vis d’un même cluster 35 peut être fonctionnalisée par une même sonde biologique de détection 26, de façon à adresser une même biomolécule d’intérêt 3. On tire alors profit de la détection potentielle, par plusieurs nanofils adjacents, d’une même biomolécule d’intérêt. Deux parties différentes 25 1 25 2 de la surface de fonctionnalisation 25, respectivement disposées en vis-à-vis de deux clusters différents, peuvent être fonctionnalisées par deux sondes biologiques de détection différentes, de façon à adresser deux biomolécules d’intérêt différentes. Une telle configuration convient particulièrement à la détection de différentes séquences de nucléotides cibles. La sonde biologique de détection comporte alors une séquence de nucléotides complémentaire de la séquence de nucléotides cible. Du fait de la sensibilité élevée de chaque nanofil, le nombre de nanofils composant une même grappe peut être relativement faible. Ainsi, la surface, dans le plan P XY , de chaque grappe, est faible, chaque grappe adressant sélectivement une séquence de nucléotides cible différente d’une autre grappe. Il est ainsi possible de disposer un grand nombre de grappes, adressant respectivement différentes séquences de nucléotides cibles, dans un même dispositif compact. Selon une possibilité, représentée sur la , chaque biomolécule d’intérêt 3 fait l’objet d’un marquage par un marqueur fluorescent 6, comme précédemment décrit. Dans ce cas, l’accumulation de biomolécules d’intérêt 3 capturées au voisinage de la surface de fonctionnalisation 25 engendre une lumière de fluorescence détectable par les nanofils 30 les plus proches. La capture des biomolécules d’intérêt entraîne une augmentation de la lumière de fluorescence, qui est perceptible par le circuit de détection 40. Sur la , la biomolécule d’intérêt 3 est une séquence d’ADN complémentaire d’un brin d’ADN formant la sonde biologique de détection 26. La capture de la biomolécule d’intérêt est obtenue par hybridation du brin complémentaire sur le brin formant la sonde biologique de détection 26. Selon une autre possibilité, représentée sur les figures 6B et 6C, la sonde biologique de détection 26 est marquée à l’aide d’un marqueur fluorescent 6. Elle est également liée à une structure complémentaire 26’ portant un désactivateur de fluorescence 6’. Le désactivateur de fluorescence est usuellement désigné par le terme « quencher », le terme « quench » signifiant éteindre. En présence d’un désactiveur (cf. ), un transfert d’énergie est effectué entre le fluorophore et le désactivateur. La sonde biologique de détection 26 présente plus d’affinité à l’égard de la biomolécule d’intérêt qu’à l’égard de la structure complémentaire 26’. En l’absence de biomolécule d’intérêt 3, ou d’une quantité suffisante de la biomolécule d’intérêt, dans l’échantillon 2, l’action du quencher induit une émission négligeable d’une fluorescence par la sonde biologique de détection 26. En présence d’une biomolécule d’intérêt 3 adsorbée sur la sonde de détection 26 (cf. ), cette dernière tend à se fixer sur la sonde biologique de détection 26, à la place de la structure complémentaire 26’. La disparition du quencher 6’ entraîne une émission d’une lumière de fluorescence par le marqueur fluorescent 6, traduisant la capture de la biomolécule d’intérêt 3. Selon une autre possibilité, représentée sur les figures 6D et 6E, chaque sonde de détection biologique 26 est liée à un marqueur fluorescent 6 et la biomolécule d’intérêt 3 est liée à un quencher. En l’absence de biomolécule d’intérêt 3 couplée à la sonde de détection 26, une lumière de fluorescence 8 est émise. Cf. . En présence d’une biomolécule d’intérêt 3 adsorbée sur la sonde de détection 26, le quencher bloque l’émission de la lumière de fluorescence. Ainsi, la capture d’une biomolécule d’intérêt se traduit par une diminution de la lumière de fluorescence. Cf. . Les figures 7A et 7B schématisent une structure préférentielle de sonde de détection biologique 26. Un telle structure est usuellement désignée balise moléculaire, ou « molecular beacon ». Ce type de sonde est destiné à une capture d’une séquence monobrin de nucléotides. Sur la , la sonde de détection 26 comporte deux bras complémentaires 26 a , 26 b s’étendant parallèlement l’une à l’autre, à partir d’une boucle 26 0 . Un marqueur fluorescent est greffé par liaison covalente à l’extrémité d’un bras 26 a tandis qu’un quencher est greffé par liaison covalente à l’extrémité sur le bras complémentaire 26 b . La boucle 26 0 est constituée d’une séquence complémentaire de la biomolécule d’intérêt 3. En l’absence de biomolécule d’intérêt 3, la sonde de détection reste fermée, en forme d’épingle à cheveux. La présence du quencher 6’ évite ou limite l’émission d’une lumière de fluorescence par le marqueur fluorescent 6. L’adsorption d’une biomolécule d’intérêt 3 au niveau de la boucle 26 0 entraîne une ouverture de la balise moléculaire, comme représenté sur la . L’éloignement du marqueur fluorescent 6 vis-à-vis quencher 6’ empêche le transfert d’énergie conduisant à l’extinction de l’émission fluorescente. Ainsi, la lumière de fluorescence émise par le marqueur fluorescent 6 est émise et peut être détectée par un nanofil. Avec ce type de sonde de détection, la capture d’une biomolécule d’intérêt se traduit par une augmentation de la lumière de fluorescence. Le fonctionnement d’une balise moléculaire telle que schématisée sur les figures 7A et 7B suppose que l’affinité de la boucle 26 0 vis-à-vis de la biomolécule d’intérêt soit suffisamment élevée pour que les deux bras complémentaires 26 a , 26 b puissent être découplés. Ce type de balise moléculaire peut être greffé sur la surface de fonctionnalisation 25 en formant des liaisons carboxyles sur la surface de détection. Lorsque la couche de contact est formée de PMMA, les fonctions carboxyles peuvent être formées en surface par un traitement plasma oxygène. Les balises peuvent comporter une fonction amine. La fonctionnalisation de la surface de détection est obtenue par la formation de liaisons covalentes avec la fonction carboxyle à la surface de fonctionnalisation 25. Structure des nanofils Les figures 8A et 8B représentent d’autres structures de nanofils pouvant être mises en œuvre dans un dispositif selon l’invention. La représente un nanofil similaire aux nanofils précédemment décrits. La jonction 33 est disposée axialement, en s’étendant entre deux parties 31, 32, de dopage différents, espacées l’une de l’autre selon l’axe transversal Z. Dans l’exemple de la , une gaine de passivation 34 contourne le nanofil. Dans l’exemple de la , la jonction 33 s’étend radialement entre deux zones de dopage différents. Ainsi, la jonction 33 s’étend autour de l’axe transversal Z, parallèlement à ce dernier. La première partie 31 et la deuxième partie 32 sont séparées radialement, la séparation entre les deux parties correspondant à un rayon de séparation. La première partie s’étend entre l’axe du nanofil et la jonction 33, tandis que la deuxième partie s’étend autour de la jonction 33. Une structure axiale, est considérée comme avantageuse car elle favorise une incorporation de puits quantiques ou de points quantiques à l’intérieur des nanofils afin d’ajuster le spectre d’absorption. Une structure radiale permet de disposer d’une jonction 33 s’étendant selon une hauteur importante selon l’axe Z, ce qui permet d’augmenter la sensibilité de détection. De façon optionnelle, la structure radiale représentée sur la comporte une gaine annulaire 34 telle que décrite en lien avec la . Les structures de nanofils décrites en lien avec la peuvent être réalisées selon une approche descendante, par exemple par gravure, comme décrit en lien avec les figures 4A et 4B, en adaptant la constitution les couches déposées sur le substrat 10. Les structures de nanofils décrites en lien avec la peuvent être réalisées par croissance de nanofils. Applications Le dispositif précédemment décrit peut être utilisé pour la détection d’hybridation entre deux fragments complémentaires d’ADN, l’un formant la sonde de détection, l’autre formant la biomolécule cible. Les applications peuvent concerner l’amplification par PCR (Polymerase Chain Reaction – Réaction en Chaîne Polymérase). On estime que le dispositif permet une détection plus rapide d’une amplification : en effet, la sensibilité du dispositif permet de distinguer entre une copie et deux copies de la même biomolécule fluorescente, soit dès la première séquence d’amplification par duplication, par opposition aux dispositifs à l’état de l’art qui nécessitent au moins 5 cycles d’amplification (2 5 copies). Le dispositif peut être utilisé dans le séquençage, par exemple le séquençage haut débit d’ADN. On tire profit de la sensibilité des nanofils, permettant de diminuer le nombre de copies d’une séquence de nucléotides examinée. De plus, comme préalablement décrit, le dispositif permet de disposer de plusieurs grappes de nanofils adressant respectivement différentes séquences de nucléotides. Cela permet d’effectuer plusieurs détections en parallèle. Chaque grappe de nanofils est alors associée à un nanopuits 27 formé dans la couche d’interface 23. Chaque nanopuits est ensemencé par un seul brin d’ADN issu d’une librairie précédemment préparée suivant des techniques connues. Chaque brin est simultanément et compétitivement amplifié (par exemple par amplification par pont) afin de coloniser toute la surface du nanopuits avec des brins monoclonaux, formant ainsi des grappes de brins d’ADN monoclonaux alignés avec les grappes de nanofils. Les brins d’ADN sont ensuite hybridés base par base avec des bases complémentaires suivant un protocole dit « one-channel » (un canal) comportant deux cycles : Lors du premier cycle, par exemple, les bases A (adénine) et T (thymine) du brin à séquencer sont hybridées à une base complémentaire sur laquelle est greffé un fluorophore émettant dans la longueur d’onde détectée par les nanofils. La fluorescence est alors enregistrée, correspondant aux bases A ou T. Le second cycle permet de cliver le fluorophore ayant permis d’identifier les bases A, de le conserver sur les bases T, et de greffer un fluorophore les bases C (cytosine). La fluorescence est à nouveau enregistrée, correspondant cette fois aux bases T ou C. Par combinaison des deux enregistrements, on en déduit la base hybridée pour chaque cluster monoclonal : base A si un signal fluorescent a été enregistré lors du premier cycle mais pas lors du second ; base T si un signal fluorescent a été enregistré lors des deux cycles ; base C si un signal fluorescent a été enregistré lors du second cycle mais pas lors du premier ; base G (guanine) si aucun fluorescence n’a été détectée lors des premier et second cycles. Cette séquence est répétée autant de fois qu’il y a de bases à séquencer. Lors de l’utilisation du dispositif pour la détection d’hybridation d’ADN, on préfèrera marquer les sondes de détection plutôt que les cibles. En cela, le recours à des balises moléculaires, ne nécessitant pas de marquage des cibles, est préféré. Le dispositif peut également être appliqué à une détection d’un greffage de type anticorps – antigène. Le dispositif tire profit d’un temps de réponse rapide, typiquement de l’ordre de la ns. De plus, l’utilisation de différentes sondes biologiques, adressant respectivement différentes biomolécules cibles, isolées les unes des autres sur la surface de détection, permet d’adresser simultanément différentes biomolécules cibles. On peut obtenir, pour chaque échantillon, une réponse dite digitale : la présence et l’absence des différentes biomolécules cibles est obtenue simultanément, la réponse étant 1 en cas de présence et 0 en cas d’absence de quantité détectable. On observe que le dispositif ne nécessite pas le recours à des composants optiques volumineux. De plus, la réponse du dispositif est stable, et peu sensibles aux variations environnementales : pH de l’échantillon, température, présence de molécules ou d’ions différents de la biomolécule d’intérêt. Cela est dû au fait que les nanofils ne sont pas au contact de l’échantillon, mais isolés, physiquement et électriquement, de ce dernier par la couche d’interface 23. Enfin, le dispositif permet d’effectuer des mesures sans étalonnage systématique. Par exemple lors de tests ELISA (enzyme-linked immunosorbent assay - technique d'immunoabsorption par enzyme liée), il est typiquement nécessaire d’étalonner les systèmes existants à chaque mesure sur une gamme de dilution, afin de s’affranchir de l’instabilité globale du système (composants optiques…). Notre système, par sa stabilité, permet de n’être étalonné qu’une fois pour toutes les mesures effectuées dans un délai garantissant la stabilité des réactifs : ces derniers deviennent le seul élément limitant nécessitant une recalibration périodique. Enfin, le dispositif étant basé sur des nanophotodétecteurs, il permet d’obtenir une plateforme d’analyse compacte. Le dispositif peut être obtenu en mettant en œuvre un procédé de fabrication collective, ce qui permet d’abaisser le coût. Dispositif (1) de détection d’au moins une biomolécule d’intérêt (3) dans un échantillon (2), le dispositif comportant : un substrat (10), comportant au moins une première électrode (11 c ) ; une structure multicouches (20), comportant au moins une deuxième électrode (21 c ) ; des nanofils (30), s’étendant entre la première électrode (11 c ) et la deuxième électrode (21 c ), parallèlement à un axe transversal (Z) ; une couche d’encapsulation (15) s’étendant autour des nanofils, entre le substrat et la structure multicouches (20), la couche d’encapsulation étant formée d’un matériau isolant ; la structure multicouches comportant : une couche conductrice (22), formant chaque deuxième électrode; une couche d’interface (23), électriquement isolante, recouvrant chaque deuxième électrode (21 c ), chaque deuxième électrode étant interposée entre la couche d’interface et un nanofil, la couche d’interface étant délimitée par une surface de fonctionnalisation (25), la couche d’interface étant configurée pour être disposée entre l’échantillon et la deuxième électrode, de telle sorte que la surface de fonctionnalisation forme une interface entre le dispositif et l’échantillon ; la structure multicouche étant telle que la surface de fonctionnalisation est configurée pour capturer sélectivement la biomolécule d’intérêt; la deuxième électrode et la couche d’interface sont transparentes dans une bande spectrale de détection ; le dispositif étant tel que : chaque nanofil (30) comporte une jonction (33) de type homojonction, ou une hétérojonction, ou une jonction Schottky entre la première électrode et la deuxième électrode ; la première électrode et la deuxième électrode sont configurées pour être raccordées à un circuit de détection (40); de telle sorte que chaque nanofil forme un nanophotodétecteur d’une lumière émise au niveau de la surface de fonctionnalisation, la lumière détectée par chaque nanofil induisant un signal électrique de détection dans le circuit de détection. Dispositif selon la revendication 1, dans lequel chaque nanofil comporte : une homojonction de type pn ; ou une hétérojonction ; ou une jonction Schottky de type p-métal ou n-métal. Dispositif selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel au moins un nanofil comporte une première partie (31) et une deuxième partie (32), séparées par la jonction, la première partie étant formée d’un semi-conducteur dopé n, la deuxième partie étant formée d’un semi-conducteur dopé p, la jonction formant une homojonction ou une hétérojonction. Dispositif selon la revendication 2, dans lequel au moins un nanofil comporte une première partie (31) et une deuxième partie (32), séparées par la jonction, la première partie étant formée d’un semi-conducteur, la deuxième partie, adjacente d’une électrode, étant formée d’un métal, la jonction formant une jonction Schottky. Dispositif selon l’une quelconque des revendications 3 ou 4, dans lequel la première partie et la deuxième partie s’étendent, selon l’axe transversal, de part et d’autre de la jonction. Dispositif selon l’une quelconque des revendications 3 ou 4, dans lequel la deuxième partie entoure la première partie, autour de l’axe transversal. Dispositif selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel au moins un nanofil comporte un puits quantique ou un point quantique au niveau de la jonction. Dispositif selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel la surface de fonctionnalisation (25) est segmentée en différentes surfaces élémentaires, chaque surface élémentaire formant un site de capture de la biomolécule d’intérêt. Dispositif selon la revendication 8 dans lequel : la couche d’interface comporte deux sous-couches (23 1 , 23 2 ), empilées l’une sur l’autre, formant une sous-couche inférieure et une sous-couche supérieure, la sous-couche inférieure étant interposée entre la couche conductrice (22) et la sous-couche supérieure ; la sous-couche supérieure comporte des puits, débouchant dans la sous-couche inférieure, chaque puits étant disposé face à un nanofil, chaque puits formant une partie de la surface de fonctionnalisation ; la surface de fonctionnalisation est segmentée au niveau de chaque puits, de façon que chaque puits forme un site de capture de la biomolécule d’intérêt., Dispositif selon l’une quelconque des revendications précédentes, comportant plusieurs nanofils, s’étendant entre une même première électrode et une même deuxième électrode, les nanofils formant une grappe de nanofils. Dispositif selon la revendication 10, comportant plusieurs grappes de nanofils (35), distantes les unes des autres, de telle sorte qu’un nanofil d’une grappe est plus proche d’un autre nanofil de ladite grappe que d’un autre nanofil d’une autre grappe, les nanofils d’une même grappe s’étendant entre une même première électrode et une même deuxième électrode. Dispositif selon l’une quelconque des revendications précédentes, comportant plusieurs nanofils, le dispositif étant tel que : plusieurs premières électrodes sont formées sur le substrat, et plusieurs deuxièmes électrodes sont formées sur la structure multicouche, chaque nanofil s’étendant entre une première électrode et une deuxième électrode ; chaque première électrode est reliée à une première unité d’adressage (40 X ), configurée pour sélectionner au moins une première électrode ; chaque deuxième électrode est reliée à une deuxième unité d’adressage (40 Y ), configurée pour sélectionner au moins une deuxième électrode ; de telle sorte que le circuit de détection (40) détecte un signal de détection induit par chaque nanofil s’étendant entre la première électrode et la deuxième électrode sélectionnées. Dispositif selon la revendication 12, dans lequel : la première unité d’adressage est configurée pour sélectionner successivement plusieurs premières électrodes ; la deuxième unité d’adressage est configurée pour sélectionner successivement plusieurs deuxièmes électrodes. Dispositif selon la revendication 12 ou la revendication 13, dans lequel le substrat et la structure multicouche s’étendent parallèlement à un axe longitudinal (X) et un axe latéral (Y), l’axe latéral et l’axe longitudinal étant sécants l’un de l’autre, dans un plan sécant de l’axe transversal (Z); chaque première électrode est disposée parallèlement à l’axe longitudinal ; chaque deuxième électrode est disposée parallèlement à l’axe latéral. Dispositif selon l’une quelconque des revendications précédentes, dans lequel : la surface de fonctionnalisation est fonctionnalisée par une sonde biologique de détection, la sonde biologique de détection étant configurée pour capturer sélectivement une biomolécule d’intérêt ; de telle sorte qu’une capture de la biomolécule d’intérêt entraîne une variation de la lumière de fluorescence détectée par au moins un nanofil lorsque la surface de fonctionnalisation est éclairée par une lumière d’excitation d’un marqueur fluorescent greffé sur la biomolécule d’intérêt ou sur la sonde biologique de détection. Dispositif selon la revendication 15, dans lequel la sonde biologique de détection (26) est une balise moléculaire. Dispositif selon l’une quelconque des revendications 15 ou 16, dans lequel : la surface de fonctionnalisation est segmentée en plusieurs portions (25 1 , 25 2 ) ; chaque portion de la surface de fonctionnalisation s’étend face à au moins un nanofil ; différentes portions de la surface de fonctionnalisation (25 1 , 25 2 ) sont respectivement fonctionnalisées par des sondes biologiques de détection (26 1 , 26 2 ) configurées pour capturer sélectivement différentes biomolécules d’intérêt. Procédé de détection d’au moins une biomolécule d’intérêt (3) à l’aide d’un dispositif selon l’une quelconque des revendications précédentes, la surface de fonctionnalisation étant préalablement fonctionnalisée avec une sonde biologique de détection configurée pour capturer sélectivement la biomolécule d’intérêt, le dispositif comportant : disposition d’un échantillon, susceptible de contenir la biomolécule d’intérêt, au contact de la surface de fonctionnalisation ; connexion du circuit de détection aux bornes d’une première électrode et d’une deuxième électrode ; exposition de la surface de fonctionnalisation à une lumière d’excitation, dans une bande spectrale d’excitation d’un marqueur fluorescent, le marqueur fluorescent étant greffé sur la sonde biologique de détection ou sur la biomolécule d’intérêt, le marqueur fluorescent étant susceptible d’émettre une lumière de fluorescence, dans la bande spectrale de détection, lorsqu’il est illuminé par la lumière d’excitation ; en fonction du signal de détection, détection d’une variation d’une lumière de fluorescence détectée par au moins un nanofil, la variation traduisant une capture de la biomolécule d’intérêt par une sonde biologique de détection. Procédé selon la revendication 18, dans lequel : le dispositif est un dispositif selon la revendication 12 ; les étapes b) à d) sont réitérées, en modifiant, entre deux itérations successives, la première électrode sélectionnée ou la deuxième électrode sélectionnée.