Brevet FR3136556A1 — publié le 20231215

La présente invention a pour objet un modèle dynamique, permettant l’étude in vitro de la perméabilité intestinale d’une molécule d’intérêt ou substance active, de préférence, couplé en continu à un dispositif de dissolution ou de digestion artificielle, ainsi que l’utilisation et le procédé de mise en œuvre dudit dispositif. Modèle dynamique d’étude in vitro de la perméabilité intestinale d’une molécule d’intérêt couplé en continu à un dispositif de dissolution ou de digestion La présente invention a pour objet un modèle dynamique permettant l’étude in vitro de la perméabilité intestinale d’une molécule d’intérêt ou substance active, de préférence couplé en continu à un dispositif de dissolution ou de digestion artificielle, ainsi que l’utilisation et le procédé de mise en œuvre dudit dispositif. La présente invention trouve par exemple des applications dans le domaine de l’industrie pharmaceutique ou agroalimentaire. Etat de la technique Le développement de plus en plus important de compléments alimentaires et la part grandissante du marché des médicaments génériques imposent des études d’évaluation de l’innocuité et de l’efficacité de ces produits. Cependant, l’efficacité physiologique ou clinique respectivement d’un nutriment ou d’un principe actif après administration par voie orale, est un processus complexe résultant de nombreuses étapes depuis la libération de la molécule d’intérêt de sa matrice alimentaire ou de sa forme galénique jusqu’à son absorption par la muqueuse intestinale. Le recours à l’expérimentation animale est couramment utilisé mais dans le contexte actuel d’une évolution progressive des perceptions culturelles, d’une sensibilité sociale plus forte du bien-être animal et des droits des animaux, il s’avère indispensable de développer des méthodes alternatives in vitro à l’expérimentation animale et humaine. Des systèmes de dissolution (appareil à palettes tournantes, à paniers, à cylindres réciproques ou cellules à flux continu) et des systèmes plus complexes reproduisant au mieux les paramètres physiologiques de la digestion (TIM-1, ESIN) ont donc été développés. Ces systèmes sont particulièrement utiles pour étudier la libération de molécules d’intérêt à partir d’une forme pharmaceutique ou d’une matrice alimentaire. Par contre, ils comportent une limite en termes d’absorption (perméabilité), cette dernière n’étant pas prise en compte avec les systèmes de dissolution et seule l’absorption passive étant simulée dans les systèmes plus complexes. La détermination de la perméabilité des substances alimentaires ou pharmaceutiques est réalisée le plus souvent à l’aide d’un modèle de cellules Caco-2, généralement reconnu comme un bon modèle prédictif. Néanmoins, ce type de d’étude ne peut être réalisé qu’avec une substance ( i.e. molécule d’intérêt, substance active) pure et totalement dissoute, limitant la possibilité d’explorer l’impact de toute matrice, alimentaire ou pharmaceutique. Or certains métabolites formés au cours de la digestion ou certains excipients ( e.g. caprate de sodium) entrant dans la composition des médicaments ou des aliments peuvent considérablement influencer la perméabilité et la biodisponibilité des molécules d’intérêt ou substances actives. Par conséquent il existe un besoin pour le développement d’un système associant des moyens de dissolution ou de digestion de molécules d’intérêt ou principes actifs au sein de matrice alimentaire ou pharmaceutique à des moyens de perméabilité desdites molécules d’intérêt ou substances actives dissoutes ; ce qui permettrait d’évaluer la perméabilité de molécules d’intérêt ou substances actives en tenant compte de l’effet potentiel de la matrice les comprenant ou des excipients y associés. Description de l’invention Les inventeurs ont mis au point un nouveau système associant des moyens de dissolution ou de digestion artificielle à des moyens d’étude de perméabilité intestinale de cellules en co-culture reproduisant le plus fidèlement possible l’épithélium digestif d’un animal (en particulier d’un mammifère, plus particulièrement de l’Homme), où les molécules d’intérêt ou substances actives issues de l’outil de dissolution ou de digestion artificielle sont perfusées en continu sur ces co-cultures cellulaires, afin d’évaluer leur perméabilité en associant l’effet potentiel de la matrice pharmaceutique ou alimentaire les comprenant ou des excipients qui leur sont associés. Afin de reproduire le plus fidèlement possible l’épithélium digestif de l’Homme, des co-cultures de cellules Caco-2 et HT-29 MTX ont été utilisées afin de pallier les limites individuelles de chacune d’entre elles, par la sécrétion de mucus intestinal et en développant un tapis cellulaire ayant une résistance électrique trans-épithéliale proche de celle retrouvée in vivo chez l’Homme (Walter et al., 1996) [1]. En effet, la lignée cellulaire Caco-2 bien que couramment utilisée ne sécrète pas de mucus intestinal et établit un tapis cellulaire hautement jointif pouvant modifier la réelle perméabilité des molécules d’intérêt testées. Afin de corriger ces limites, la lignée cellulaire HT-29 MTX sécrétant du mucus intestinal et développant un tapis cellulaire plus lâche, a donc été associée à la lignée cellulaire Caco-2 pour reproduire plus fidèlement l’épithélium digestif de l’Homme. Ce système permet donc l’étude in vitro de la perméabilité intestinale d’une molécule d’intérêt ou substance active en tenant compte des paramètres ( i.e. quantité de molécule d’intérêt (soluté) incorporé dans le milieu (solvant) pour former un mélange homogène, et vitesse à laquelle la dissolution se produit) de la dissolution ou de la digestion artificielle y associés lorsque couplé à un dispositif de dissolution ou de digestion artificielle bien connu des industries pharmaceutiques ou alimentaires. Par exemple, il s’agit du modèle doté d’un appareil de digestion artificielle (TIM) afin de simuler la partie haute de l’appareil digestif humain. La présente invention a donc pour objet un dispositif dynamique d’étude in vitro de la perméabilité intestinale d’une molécule d’intérêt ou substance active, ledit dispositif comprenant : - un compartiment apical (A) étanche comprenant une voie d’entrée (E1) et une voie de sortie (S1), la voie d’entrée (E1) et la voie de sortie (S1) étant reliés à au moins une pompe péristaltique (P1) permettant de mettre en circulation un fluide liquide (FL1) dans ledit compartiment apical ; - un compartiment basal (B) étanche comprenant une voie d’entrée (E2) et une voie de sortie (S2), la voie d’entrée (E2) et la voie de sortie (S2) étant reliés à au moins une pompe péristaltique (P2) permettant de mettre en circulation un fluide liquide (FL2) dans ledit compartiment basal ; - un support (S) séparant le compartiment apical et le compartiment basal ; dans lequel les compartiments apical et basal sont capables de contenir un fluide liquide (FL1, FL2) ; et dans lequel le support (S) est perméable au fluide liquide (FL1) et capable de reproduire, une fois ensemencé par au moins une lignée cellulaire intestinale et en présence du fluide liquide (FL1) en circulation dans le compartiment apical, un environnement semblable à celui d’un épithélium digestif d’un animal. On entend par « animal » au sens de la présente invention, par exemple un mammifère, en particulier l’Homme. On entend par « molécule d’intérêt ou substance active » au sens de la présente invention, toute molécule capable de conduire à un effet nutritionnel ou thérapeutique chez l’animal. Selon un mode de réalisation particulier de la présente invention, lesdites au moins une pompe péristaltique (P1 et P2) peuvent être une même pompe ou des pompes différentes avec des voies différentes et séparées selon le fluide liquide concerné (FL1, FL2). Selon un mode de réalisation particulier de la présente invention, le compartiment apical (A) est couplé, via ladite au moins une pompe péristaltique (P1) et l’entrée (E1), à un dispositif de dissolution ou de digestion artificielle capable de produire le fluide liquide (FL1) devant être mis en circulation dans le compartiment apical (A). Selon un mode de réalisation particulier de la présente invention, le compartiment apical (A) et/ou le compartiment basal (B) comprend une vanne de régulation (Ve) de la pression à l’intérieur dudit au moins un compartiment apical (A) et/ou basal (B). Selon un mode de réalisation particulier de la présente invention, le support perméable est ensemencé par ladite au moins une lignée cellulaire intestinale sous forme d’une monocouche cellulaire. Selon un mode de réalisation particulier de la présente invention, le support (S) comprend ou consiste en une membrane perméable de polycarbonate ou polyester. En particulier, la membrane perméable comprend des pores de diamètre compris entre 0,4 et 8 µm. Selon un mode de réalisation particulier de la présente invention, ledit dispositif est thermostaté, par exemple en le plaçant dans une étuve de culture cellulaire. Ainsi, le dispositif peut fonctionner par exemple à une température d’environ 37°C et une atmosphère contenant environ 5% de CO 2 . Selon un mode de réalisation particulier du dispositif de l’invention, le compartiment (A) et/ou le compartiment (B) comprend au moins un orifice additionnel. Par exemple, ledit au moins un orifice additionnel est utilisé pour réaliser des prélèvements ou des mesures de paramètres spécifiques (température, pH, osmolarité, etc…). La présente invention a également pour objet l’utilisation du dispositif selon la présente invention pour l’évaluation de la perméabilité intestinale d’une molécule d’intérêt ou substance active. De préférence, ledit dispositif est couplé en continu à un dispositif de dissolution ou de digestion artificielle. La présente invention a également pour objet un procédé in vitro d’évaluation de la perméabilité intestinale d’une molécule d’intérêt au moyen du dispositif de la présente invention, comprenant : - une perfusion en continu via l’entrée (E1) du fluide liquide (FL1) comprenant ladite molécule d’intérêt dans le compartiment apical (A) qui comporte une sortie (S1) ; - une perfusion en continu via l’entrée (E2) du fluide liquide (FL2) dans le compartiment basal (B) qui comporte une sortie (S2) ; - la récupération, après passage à travers le support perméable (S), de la molécule d’intérêt dans le fluide liquide (FL2) dans le compartiment basal ; - l’analyse de la concentration en molécule d’intérêt du fluide liquide (FL2) récupéré dans le compartiment basal ; - la comparaison de la concentration de la molécule d’intérêt du fluide liquide (FL2) récupéré dans le compartiment basal par rapport à la concentration de la molécule d’intérêt du fluide liquide (FL1) injecté dans le compartiment apical ; - détermination de la perméabilité intestinale de la molécule d’intérêt. Selon un mode de réalisation particulier du procédé de la présente invention, le dispositif de la présente invention est couplé en continu à un dispositif de dissolution ou de digestion artificielle de sorte que l’étude de perméabilité intestinale tient compte des paramètres de dissolution ou de digestion artificielle. Selon un mode de réalisation particulier de la présente invention, le fluide liquide (FL1), dans lequel la molécule d’intérêt ou la substance active test est ajoutée, dissoute (dissolution) ou libérée (digestion), est un fluide intestinal simulé (FIS), éventuellement additionné de glucose, de chlorure de calcium, de chlorure de sodium, et de sulfate de magnésium. Par exemple, le fluide FL1 comprend de 0.1 à 0.45% de glucose, de 0.4 à 0.58 % de chlorure sodium, de 0.005 à 0.01% chlorure de calcium, et de 0.005 à 0.009% sulfate de magnésium. On entend par « fluide intestinal simulé (FIS) » au sens de la présente invention, un milieu de dissolution de pH 6.8 décrit par la Pharmacopée Européenne 10.1, ce milieu comprend 0.4% de phosphate de potassium monobasique et 0.0896 % d’hydroxyde de sodium. Selon un mode de réalisation particulier de la présente invention, le fluide liquide (FL2) est le fluide liquide (FL1) à son entrée dans le compartiment basal, au début de l’expérience. A sa sortie du compartiment basal, à l’issue de l’expérience, le fluide liquide (FL2) est le fluide liquide (FL1) dans lequel la molécule d’intérêt ou la substance active test est présente en fonction de sa perméabilité suite à son absorption sur la monocouche cellulaire du support perméable. Selon un mode de réalisation particulier de la présente invention, ladite au moins une lignée cellulaire comprend une co-culture d’une lignée cellulaire d’adénocarcinome colique et d’une lignée cellulaire caliciforme. De préférence, la lignée cellulaire d’adénocarcinome colique est la lignée cellulaire Caco-2. De préférence, la lignée cellulaire caliciforme est la lignée cellulaire HT29-MTX. Selon un mode de réalisation particulier de la présente invention, le ratio lignée cellulaire Caco-2 et lignée cellulaire HT29-MTX est de 70/30. BREVE DESCRIPTION DES FIGURES représente le schéma d’un dispositif de l’invention, hors couplage avec un système de dissolution ou de digestion artificielle. représente l’intégrité d’une monocouche cellulaire de (noir) cellules Caco-2 sous un débit de 10 mL/min de milieu de culture, (gris clair) cellules Caco-2/HT29-MTX sous un ratio de 70/30 sous un débit de 10 mL/min ; (gris foncé) cellules Caco-2 sous un débit de 20 mL/min, (pointillé gris) cellules Caco-2/HT29-MTX sous un ratio de 70/30 sous un débit de 20 mL/min. représente la résistance/intégrité de la couche de mucus à un débit de 10 ml/mn de milieu de culture sur une monocouche de cellules Caco-2/HT29-MTX selon un ratio 70/30. représente la viabilité d’une monocouche de cellules Caco-2/HT29-MTX selon un ratio 70/30 en présence d’un milieu mimant le liquide intestinal : (noir) tampon SIF 6,8 en condition statique ; (pointillé gris) tampon SIF 6,8 en condition dynamique ; (gris foncé) tampon SIF 6,8 modifié en condition statique ; (pontillé noir) tampon SIF 6,8 modifié en condition dynamique. représente les paramètres de dissolution et de perméabilité d’une tablette de 50 mg d’aténolol dans un dispositif de l’invention. représente les paramètres de dissolution et de perméabilité de 1000 mg de caféine dans un dispositif de l’invention. représente les paramètres de perméabilité de 6000 mg d’aténolol dans un dispositif de l’invention couplé à un appareil de digestion artificielle (TIM). [Figure 8] représente les paramètres de perméabilité de 8000 mg de caféine dans un dispositif de l’invention couplé à un appareil de digestion artificielle (TIM). EXEMPLES EXEMPLE 1 : DISPOSITIF DE L’INVENTION POUR EVALUER LA PERMEABILITE INTESTINALE D’UNE MOLECULE D’INTERET OU SUBSTANCE ACTIVE Une enceinte en polycarbonate formée d’un compartiment apical (A) et d’un compartiment basal (B) séparé par une membrane semi-perméable (S) de polyester de 44 cm 2 sur laquelle repose des cellules Caco-2/HT29-MTX en co-culture, de préférence selon un ratio 70/30, a été réalisée ( ). Le compartiment apical (A) a été relié à un dispositif de dissolution (USP1, 2 ou 4) à l’aide d’une pompe péristaltique (P1) assurant grâce à une première voie (voie d’entrée E1) la circulation du milieu de dissolution à un débit de 10 mL/min sur la monocouche cellulaire. La même pompe péristaltique (P1) a également assuré le retour de milieu grâce à une seconde voie (voie de sortie S1) avec le même débit. Le milieu de dissolution FIS (Fluide Intestinal Simulé) décrit dans la pharmacopée européenne a été modifié pour être utilisé dans ce couplage et a formé le fluide liquide (FL1), afin de garantir une viabilité/adhésion optimale durant l’expérience. Ainsi du glucose a été ajouté comme source de carbone pour assurer le métabolisme cellulaire, du chlorure de sodium a été ajouté pour atteindre une osmolarité favorable à une bonne viabilité cellulaire, et du sulfate de magnésium et du chlorure de calcium ont été ajoutés pour garantir l’adhésion cellulaire pendant toute la durée de l’expérimentation. Les molécules d’intérêt ajoutées ou dissoutes dans le milieu de dissolution modifié (FL1) ont été absorbées in vitro au niveau de la monocouche de cellules Caco-2/HT-29 MTX du support perméable. Le compartiment basal qui contient le fluide liquide (FL2) a été placé sous agitation continue d’un débit de 10 mL/min à l’aide de la même pompe péristaltique (P1) pour récupérer les molécules d’intérêt ayant traversé la monocouche cellulaire du support perméable. La pompe (P1) a assuré l’homogénéisation de tout le volume du fluide liquide (FL2) contenu dans le compartiment basal par mise en circulation dudit fluide sous la monocouche cellulaire à un débit de 10 ml/mn. Le fluide liquide (FL2) (alors identique au fluide liquide (FL1) au début de l’expérience) est entré dans le compartiment basal par l’entrée (E2) et, après récupération des molécules d’intérêt ayant traversé la monocouche cellulaire du support perméable, est sorti par la sortie (S2) grâce à une deuxième voie de la pompe (P1). L’évaluation de la perméabilité de la molécule d’intérêt a été effectuée en dosant sa concentration dans le fluide liquide (FL2) à la sortie du compartiment basal, et en la comparant à sa concentration dans le fluide liquide (FL1). EXEMPLE 2 : VALIDATION DU DISPOSITIF SELON L’INVENTION Résistance et intégrité de la monocouche cellulaire à l’exposition au flux Test de viabilité cellulaire en condition dynamique d’une culture de cellules Caco-2 ou d’une coculture de cellules Caco-2 et HT29-MTX Un flacon de culture cellulaire a été ensemencé avec une culture pure de cellules Caco-2 ou une coculture de cellules Caco-2/HT29-MTX selon un ratio 70/30 (la concentration est de 50 000 cellules/ml), et incubé pendant 21 jours dans un milieu de culture EMEM (Eagle's Minimum Essential Medium) + SVF (Sérum de veau fœtal) + AANE (acides aminés non essentiels) + AB (Antibiotique-antimycotique), au sein d’une étuve de culture cellulaire sous une température de 37°C en chambre humidifiée et une atmosphère contenant 5% de CO 2 . La viabilité cellulaire a été déterminée par la méthode d’expulsion du bleu trypan (Nadova et al., 2008) [2] pendant 6 heures, sous un débit de 10 ou 20 mL/min appliqué via une pompe péristaltique. Les résultats sont représentés dans la et ont montré que la culture pure et la co-culture ont mieux supporté un débit de 10 mL/min. Le ratio de cellules Caco-2/HT29-MTX de 70/30 a été utilisé dans la suite des expérimentations. Intégrité de la monocouche de mucus Un flacon de culture cellulaire a été ensemencé avec une coculture de cellules Caco-2/HT29-MTX selon un ratio 70/30, et incubé pendant 21 jours jusqu’à confluence (obtention d’une monocouche cellulaire) dans un milieu de culture EMEM + SVF + AANE + AB, au sein d’une étuve de culture cellulaire sous une température de 37°C en chambre humidifiée et une atmosphère contenant 5% de CO 2. La résistance de la couche de mucus secrétée par les cellules HT29-MTX de la coculture à une exposition au flux de 10 ml/mn de milieu de culture a été évaluée par dosage spectrophotométrique. Les résultats sont présentés dans la et ont montré seulement 16% (0,17 ± 0,02 à 0,14 ± 0,01 mg/cm 2 ) de détachement au bout de 6 heures de culture. Résistance électrique transépithéliale (TEER) Le tableau 1 ci-dessous représente la résistance électrique transépithéliale (TEER) mesurée à l’aide d’un voltampèremètre de type EVOM2, d’une monocouche de cellules Caco-2/HT29-MTX selon un ratio 70/30 (Ω/cm 2 ), en condition statique dans des supports perméables (Transwell®) de 1,2 ou 44 cm2, après 14, 18 et 21 jours d’incubation dans un milieu de culture EMEM + SVF + AANE + AB. 14 jours 18 jours 21 jours Support Transwell® : 1,2 cm 2 288 ± 18,12 545 ± 51,1 660 ± 81,5 Support Transwell® : 44 cm 2 166 ± 46,35 217 ± 27,02 285 ± 37,15 Le tableau 2 ci-dessous représente la comparaison de la résistance électrique transépithéliale (TEER) en conditions dynamique (pendant 6 heures à un flux de 10 mL/min) et statique de la monocouche cellulaire (Ω/cm 2 ) de cellules Caco-2/HT29-MTX selon un ratio 70/30, dans des supports perméables (Transwell®) de 1,2 ou 44 cm2, après 21 jours d’incubation dans un milieu de culture EMEM + SVF + AANE + AB. Condition statique Condition dynamique Support Transwell® : 1,2 cm 2 620 ± 45 ND Support Transwell® : 44 cm 2 285 ± 23 240 ± 32 Les résultats ont montré que les valeurs de TEER étaient plus élevées chez les cellules cultivées dans les supports Transwell® de 1,2 cm 2 , et que les valeurs observées étaient plus élevées après 21 jours d’incubation. Les résultats ont montré qu’en système dynamique, les tests peuvaient être menés jusqu’à 6 heures. Perméabilité intestinale in vitro en conditions dynamiques Un support perméable Transwell® de 44 cm 2 a été ensemencé avec une co-culture de cellules Caco-2/HT29-MTX selon un ratio 70/30, et incubé pendant 21 jours dans un milieu de culture EMEM + SVF + AANE + AB, dans une étuve de culture cellulaire jusqu’à l’obtention d’une monocouche cellulaire. Le support a alors été placé entre (i) le compartiment apical comprenant le milieu de culture additionné soit d’aténolol (50 mg/l) soit de caféine (1000 mg/l) mis en circulation (à un flux de 10 mL/min) entre le compartiment apical et un flacon incubé à 37 C° et (ii) le compartiment basal comprenant le milieu de culture et la molécule d’intérêt à tester après passage à travers la monocouche cellulaire. Des prélèvements ont été réalisés dans les compartiments apical et basal après 1, 2, 3, 4, 5 et 6 heures d’incubation. Perméabilité de l’aténolol : indicateur d’une faible perméabilité paracellulaire Le tableau 3 ci-dessous représente la détermination de la perméabilité de l’aténolol vis-à-vis d’un support Transwell® de 1,2 ou 44 cm 2 ensemencé avec une monocouche de cellules Caco-2/HT29-MTX selon différents ratios, en conditions statique et dynamique. Co-culture % Caco-2/HT29-MTX Perméabilité Apparente (Papp) (10 -6 cm/s) Perméabilité % TEER Ω/cm2 Transwell® (cm2) Statique/ dynamique Référence 100/0 0.2 3 ND 1,2 statique Caldwell et al ., 1989 [3] 70/30 0,25 ND 650 1,2 statique Hilgendorf et al., 2000 [4] 0/100 5.93 ND ND 1.2 statique Fedi et al., 2021 [5] 70 0.18 0.87 685 1,2 statique cette étude 70 0.055 0.58 288 44 statique cette étude 70 0.57 0.054 272 44 dynamique cette étude La surface du support perméable et le système dynamique ont montré une influence sur la perméabilité de l’aténolol. Le modèle dynamique a donc été validé par la substance active (SA) à faible perméabilité. Perméabilité de la caféine : indicateur d’une haute perméabilité Le tableau 4 ci-dessous représente la détermination de la perméabilité de la caféine vis-à-vis d’un support Transwell® de 1,2 ou 44 cm 2 ensemencé avec une monocouche de cellules Caco-2/HT29-MTX selon différents ratios, en conditions statique et dynamique comme précédemment décrit. Co-culture % Caco2/ HT29-MTX Perméabilité Apparente (Papp) cm/s) (10 -6 ) Perméabilité % TEER Ω/cm2 Transwell® (cm2) Statique/ dynamique Référence 100/0 50.5 ND ND 1,2 statique Youhanna, et al., 2021 [6] 90/10 30.5 ND ND 1,2 statique Fedi et al., 2021 [5] 0/100 60.3 ND ND 1.2 statique Agullo et al.,2017 [7] 70 15.10 73,1 655 1,2 statique cette étude 70 4.96 52,42 268 44 statique cette étude 70 128.3 12,2 272 44 dynamique cette étude La surface du support perméable et le système dynamique ont montré une influence sur la perméabilité de la caféine. Le modèle dynamique a donc été validé par la substance active (SA) à haute perméabilité. Couplage de la perméabilité intestinale in vitro à la dissolution Viabilité cellulaire Une monocouche de cellules Caco-2/HT29-MTX selon un ratio 70/30 a été incubée, en conditions statique ou dynamique (débit 10 mL/min), en présence d’un milieu mimant le liquide intestinal : milieu SIF (Simulated Intestinal Fluid) : tampon 6,8 (Pharmacopée européenne 10.1) : 4 g/l KH 2 PO 4 , 0,896 g/l NaOH ; ou milieu SIF complémenté avec 97,7 mg/l MgSO 4 (adhésion cellulaire), 100 mg/l CaCl 2 (adhésion cellulaire), 5,8 g/l NaCl (ajustement osmolarité de 24 à 305) et 4,5 g/l glucose (source de carbone). Les résultats sont présentés dans la et ont montré une mortalité élevée dans des conditions dynamiques et statiques de culture cellulaire en présence du milieu SIF 6,8. En revanche, les cultures cellulaires ont montré une haute viabilité en conditions dynamiques et statiques lorsqu’exposées 6 heures au tampon SIF 6,8 modifié. Le milieu SIF 6,8 modifié a donc été utilisé pour les expériences de couplage dissolution/perméabilité. Dissolution/perméabilité de l’aténolol Un support perméable Transwell® de 44 cm 2 a été ensemencé avec une co-culture de cellules Caco-2/HT29-MTX selon un ratio 70/30, et incubé pendant 21 jours dans un milieu de culture EMEM + SVF + AANE + AB, dans une étuve de culture cellulaire jusqu’à l’obtention d’une monocouche cellulaire. Le support a alors été placé entre (i) le compartiment apical comprenant le milieu de dissolution SIF 6,8 modifié et additionné d’aténolol (dissolution d’une tablette de 50 mg) mis en circulation (à un flux de 10 mL/min) et (ii) le compartiment basal comprenant le milieu de dissolution après passage à travers le support, du dispositif de l’invention. Des prélèvements ont été réalisés dans les compartiments apical et basal après 1, 2, 3, 4, 5 et 6 heures d’incubation. Le tableau 5 ci-dessous et la représentent les paramètres de dissolution et de perméabilité de la tablette de 50 mg d’aténolol. Temps (min) 0 60 120 180 240 300 360 [aténolol] dans compartiment apical 0 ± 0 40,73 ± 7,07 49,07 ± 1,32 49,41 ± 0,93 50,02 ± 0,63 48,98 ± 0,99 49,64 ± 0,81 [aténolol] dans compartiment basal 0 ± 0 0 ± 0 0,057 ± 0,005 0,053 ± 0,002 0,073 ± 0,006 0,083 ± 0,006 0,107 ± 0,006 Perméabilité % 0 ± 0 0 ± 0 0,02 ±0,0011 0,019 ±0,0015 0,027 ±0,0056 0,03 ±0,0021 0,039 ±0,0056 Dissolution/perméabilité de la caféine Un support perméable Transwell® de 44 cm 2 a été ensemencé avec une co-culture de cellules Caco-2/HT29-MTX selon un ratio 70/30, et incubé pendant 21 jours dans un milieu de culture EMEM + SVF + AANE + AB, dans une étuve de culture cellulaire jusqu’à l’obtention d’une monocouche cellulaire. Le support a alors été placé entre (i) le compartiment apical comprenant le milieu de dissolution SIF 6,8 modifié et additionné de caféine (1000 mg) mis en circulation circulation (à un flux de 10 mL/min) et (ii) le compartiment basal comprenant le milieu de dissolution après passage à travers le support, d’un dispositif de l’invention. Des prélèvements ont été réalisés dans les compartiments apical et basal après 1, 2, 3, 4, 5 et 6 heures d’incubation. Le tableau 6 ci-dessous et la représentent les paramètres de dissolution et de perméabilité d’une quantité de 1000 mg de caféine. Temps (min) 0 60 120 180 240 300 360 [caféine] dans compartiment apical 0 978,82 ± 36,70 941,14 ± 21,22 915,27 ± 25,05 879,23 ± 34,17 843,43 ± 32,57 810,16 ± 22,24 [caféine] dans compartiment basal 0 49,21 ± 33,45 262,87 ± 44,89 315,44 ± 58,71 389,19 ± 21,22 542,83 ± 60,19 612,67 ± 41,93 Perméabilité % 0 0,91 ± 0,61 4,86 ±0,83 5,83 ±1,08 7,21 ±0,39 10,04 ±1,11 11,33 ±0,77 Couplage de la perméabilité intestinale in vitro à la digestion artificielle Viabilité cellulaire L’absorption intestinale in vivo a lieu dans le jéjunum et le duodénum, d’où l’analyse de la toxicité des efflux digestifs vis-à-vis de la co-culture Caco-2/HT29-MTX. Le tableau 7 ci-dessous représente la toxicité des efflux digestifs vis-à-vis d’une culture de cellules de Caco-2/HT29-MTX au ratio 70/30, en présence d’effluents jéjunal et iléal (avec ou sans bile) et de dialysat jéjunal et iléal (avec ou sans bile), pendant 1 à 6 heures. Effluents jéjunal Effluents iléal Dialysat jéjunal Dialysat iléal bile Avec bile Sans bile Avec bile Sans bile Avec bile Sans bile Avec bile Sans bile Dtc Adh /temps(h) Dtc/1 Dtc/1 Dtc/1 Adh/3 Adh/2 Adh/4 Adh/6 Adh/6 Viabilité cellulaire (%) 0 0 0 56 58 71 94 95 Dtc : détachement cellulaire Adh : adhésion cellulaire Les résultats ont montré qu’une bonne viabilité/adhésion cellulaire a été obtenue après six heures d’exposition au dialysat iléal. Les fibres de dialyse qui ne laissent pas passer les enzymes, et la dilution de la bile obtenue au niveau de l’iléon sont à l’origine de l’intégrité de la monocouche cellulaire. Le dialysat iléal avec bile a donc été utilisé pour le couplage digestion/perméabilité afin de garantir une bonne viabilité cellulaire et mimer au plus près les conditions in vivo . Digestion/perméabilité de l’aténolol et de la caféine 6000 mg d’aténolol ou 8000 mg de caféine comme marqueur de la haute et de la faible perméabilité, respectivement, ont été introduits dans appareil de digestion artificielle type TIM-1. Les deux substances actives ont subi les différentes étapes de la digestion artificielle avant d’arriver au niveau de l’iléon. Le couplage a été mis en place entre le dialysat iléal et le dispositif de l’invention avec un débit de 10 ml/mn. Des prélèvements ont été effectué du compartiment apical et du compartiment basal pendant six heures de couplage pour étudier simultanément les paramètres de digestion artificielle (vitesse et quantité) et la perméabilité intestinale in vitro . Digestion/perméabilité de l’aténolol Le tableau 8 ci-dessous et la représentent les paramètres de digestion et de perméabilité (par rapport à la quantité disponible dans le dialysat iléal) d’une quantité de 6000 mg d’aténolol. Temps (min) 0 60 120 180 240 300 360 [SA] (mg/l) APP 0 300,83 243,17 245,66 235,51 234,59 224,48 BL 0 0 2,71 6,11 5,5 9,06 12,62 SA (mg) APP 0 180,49 291,80 294,72 282,61 281,50 629,37 BL 0 0 0,48 1,10 0,99 1,63 2,27 %/quantité initiale APP 0 3,01 4,86 4,91 4,71 4,69 4,78 BL 0 0 0,0008 0,018 0,016 0,027 0,037 Perméabilité (%) BL 0 0 0,16 0,37 0,35 0,58 0,84 Digestion/perméabilité de la caféine Le tableau 9 ci-dessous et la [Figure 8] représentent les paramètres de digestion et de perméabilité (par rapport à la quantité disponible dans le dialysat iléal) d’une quantité de 8000 mg de caféine. Temps (min) 0 60 120 180 240 300 360 [SA] (mg/l) APP 0 200,92 167,85 161,79 160,3 158,01 158,89 BL 0 4,36 16,26 26,79 35,73 43,04 50,35 SA (mg) APP 0 120,55 201,42 194,14 192,36 189,6 190,66 BL 0 0,78 2,93 4,83 6,44 7,76 9,08 %/quantité initiale APP 0 1,50 2,51 2,42 2,40 2,37 2,38 BL 0 0,010 0,036 0,060 0,080 0,090 0,11 Perméabilité (%) BL 0 0,65 1,45 2,49 3,35 4,09 4,76 En conclusion Couplage Perméabilité dynamique Dissolution Perméabilité Digestion Perméabilité (TIM) Caféine 12,2% 11,33% 4,76% Aténolol 0,05% 0,04% 0,84% LISTE DE REFERENCES Walter et al., J. Pharm. Sci., 85(10) : 1070-1076, 1996 Nadova et al., Neuro. Endocrinol. Lett., 29(5) : 649-652, 2008 Caldwell et al ., J. Mass Spectrom., 33(7) : 607-614,1998 Hilgendorf et al., J. Pharm. Sci., 89(1) : 63-75, 2000 Fedi et al., J. Control. Release, 335 : 247-268, 2021 Youhanna, et al., J. Pharm. Sci., 110(1) : 50-65, 2021 Lozoya-Agullo et al., Mol. Pharm., 14(4) : 1264-1270, 2017 Dispositif in vitro d’étude de perméabilité intestinale d’une molécule d’intérêt, ledit dispositif comprenant : - un compartiment apical (A) étanche comprenant une voie d’entrée (E1) et une voie de sortie (S1), la voie d’entrée (E1) et la voie de sortie (S1) étant reliés à au moins une pompe péristaltique (P1) permettant de mettre en circulation un fluide liquide (FL1) dans ledit compartiment apical ; - un compartiment basal (B) étanche comprenant une voie d’entrée (E2) et une voie de sortie (S2), la voie d’entrée (E2) et la voie de sortie (S2) étant reliés à au moins une pompe péristaltique (P2) permettant de mettre en circulation un fluide liquide (FL2) dans ledit compartiment basal ; - un support (S) séparant le compartiment apical et le compartiment basal ; dans lequel les compartiments apical et basal sont capables de contenir un fluide liquide (FL1, FL2) ; et dans lequel le support (S) est perméable au fluide liquide (FL1) et capable de reproduire, une fois ensemencé par au moins une lignée cellulaire intestinale et en présence du fluide liquide (FL1) en circulation dans le compartiment apical, un environnement semblable à celui d’un épithélium digestif d’un animal. Dispositif selon la revendication 1, où le compartiment apical (A) est couplé, via ladite au moins une pompe péristaltique (P1) et l’entrée E1, à un dispositif de dissolution ou de digestion artificielle capable de produire le fluide liquide (FL1) devant être mis en circulation dans le compartiment apical. Dispositif selon la revendication 1 ou 2, dans lequel le compartiment apical et/ou le compartiment basal comprend une vanne de régulation (Ve) de la pression à l’intérieur dudit au moins un compartiment apical et/ou basal. Dispositif selon l’une quelconque des revendications 1 à 3, dans lequel le support perméable est ensemencé par ladite au moins une lignée cellulaire intestinale sous forme d’une monocouche cellulaire. Dispositif selon l’une quelconque des revendications 1 à 4, dans lequel le support (S) comprend une membrane perméable de polycarbonate ou de polyester. Dispositif selon la revendication 5, dans lequel la membrane perméable comprend des pores de diamètre compris entre 0,4 et 8 µm. Dispositif selon la revendication 6, où la concentration du glucose est de 0.1 à 0.45%, la concentration du chlorure de calcium est de 0.005 à 0.01%, la concentration en chlorure de sodium et de 0.4 à 0.58 %, et la concentration du sulfate de magnésium est de 0.005 à 0.009%. Dispositif selon la revendication 4, où ladite au moins une lignée cellulaire comprend une co-culture d’une lignée cellulaire d’adénocarcinome colique et d’une lignée cellulaire caliciforme. Dispositif selon la revendication 8, où la lignée cellulaire d’adénocarcinome colique est la lignée cellulaire Caco-2. Dispositif selon la revendication 8 ou 9, où la lignée cellulaire caliciforme est la lignée cellulaire HT29-MTX. Dispositif selon la revendication 10, où le ratio lignée cellulaire Caco-2 et lignée cellulaire HT29-MTX est de 70/30. Procédé in vitro d’évaluation de la perméabilité intestinale d’une molécule d’intérêt au moyen d’un dispositif tel que défini dans l’une quelconque des revendications 1 à 11, comprenant: - une perfusion en continu via l’entrée (E1) du fluide liquide (FL1) comprenant ladite molécule d’intérêt dans le compartiment apical (A); - la récupération, après passage à travers le support perméable (S), de la molécule d’intérêt dans le fluide liquide (FL2) dans le compartiment basal; - l’analyse de la concentration en molécule d’intérêt du fluide liquide (FL2) récupéré dans le compartiment basal; - la comparaison de la concentration de la molécule d’intérêt du fluide liquide (FL2) récupéré dans le compartiment basal par rapport à la concentration de la molécule d’intérêt du fluide liquide (FL1) injecté dans le compartiment apical; - détermination de la perméabilité intestinale de la molécule d’intérêt. Procédé selon la revendication 12, où le fluide liquide (FL1) est un fluide intestinal simulé (FIS), éventuellement additionné de glucose, de chlorure de calcium, de chlorure de sodium, et de sulfate de magnésium. Utilisation d’un dispositif selon l’une quelconque des revendications 1 à 11, pour l’évaluation de la perméabilité intestinale d’une molécule d’intérêt.