Brevet FR3116063A1 — publié le 20220513

UTILISATION ET PROCÉDÉS DE PRODUCTION D’ACIDE HYDROXYCARBOXYLIQUE INTÉGRÉ À LA DÉPOLYMÉRISATION BIOTECHNOLOGIQUE DE POLY(TÉRÉPHTALATE D'ÉTHYLÈNE) La présente invention concerne des modes de réalisation d’un procédé biotechnologique de production d’acide glycolique à partir d’éthylène glycol provenant d’emballages, de barquettes, de textiles, de câbles ou de cordes de poly(téréphtalate d'éthylène) (PET) postconsommation. Des enzymes commerciales ou le système enzymatique présent dans la levure Yarrowia lipolytica sont utilisées pour la réalisation de la dépolymérisation biotechnologique du PET, et cette même levure est utilisée pour la biotransformation de l’éthylène glycol ainsi formé en acide glycolique. L’invention s’applique également à d’autres polyesters, tels que le poly(butylène succinate) (PBS), formant ainsi d’autres acides hydrocarboxyliques, tels que l’acide γ-hydroxybutyrique. UTILISATION ET PROCÉDÉ DE PRODUCTION D’ACIDE HYDROXYCARBOXYLIQUE INTÉGRÉ À LA DÉPOLYMÉRISATION BIOTECHNOLOGIQUE DE POLY(TÉRÉPHTALATE D'ÉTHYLÈNE) Domaine de l’invention La présente invention concerne des procédés de production d'acide glycolique à partir d’éthylène glycol ainsi que l’utilisation du système enzymatique provenant de la levure Yarrowia lipolytica ou du champignon filamenteux Humicola insolens pour la réalisation de la dépolymérisation biotechnologique de poly(téréphtalate d'éthylène) (PET) ou d’autres polyesters et de la biotransformation de l’éthylène glycol ou du diol, ainsi formé, en acide glycolique et/ou autres acides hydrocarboxyliques. Les acides hydrocarboxyliques sont des composés présentant un grand intérêt industriel, qui peuvent être utilisés dans différentes industries, comme dans la composition d’emballages biodégradables, la fabrication d’adhésifs et de composés pour le collage de tissus, parmi bien d’autres utilisations dans l’industrie du textile, l’industrie alimentaire, l’industrie cosmétique, l’industrie dermatologique et l’industrie du pétrole et du gaz. Contexte de l’invention Le poly(téréphtalate d'éthylène) est un polyester aromatique formé par des liaisons ester entre l’acide téréphtalique (TPA) et l’éthylène glycol (EG). La production mondiale de PET a dépassé les 30 millions de tonnes en 2017 et on estime que le PET est responsable de plus de 12 % du volume de déchets solides produits au niveau mondial [BARTH, M. ; OESER, T. WEI, R ; THEN, J. ; SCHMIDT, J. ; ZIMMERMANN, W. Effect of hydrolysis products on the enzymatic degradation of polyethylene terephthalate nanoparticles by a polyester hydrolase from Thermobifida fusca. Biochemical Engineering Journal, v. 93, p. 222-228. 2015 ; PLASTICSINSIGHT. Polyethylene Terephthalate Production, Price and Market, em plasticsinsight]. Actuellement, une grande quantité de PET est déversé dans des décharges et des mesures doivent être prises afin de réduire ces déchets en les orientant vers des traitements adéquats. Des processus de recyclage sont à l’étude et la dépolymérisation enzymatique (catalysée par des enzymes telles que les estérases, les cutinases, les lipases ou les PETases) se pose comme une alternative aux procédés chimiques plus traditionnels, lesquels exigent un apport énergétique important avec génération de divers sous-produits [CASTRO, A. M. et al. High-fold improvement of assorted post-consumer poly (ethylene terephthalate)(PET) packages hydrolysis using Humicola insolens cutinase as a single biocatalyst. Process Biochemistry, v. 81, p. 85-91, 2019 ; KAWAI, F ; KAWABATA, T ; ODA, M. Current knowledge on enzymatic PET degradation and its possible application to waste stream management and other fields. Applied microbiology and biotechnology, v. 103, n. 11, p. 4253-4268, 2019]. Comme produits de l’hydrolyse enzymatique du PET, lors du processus de biodépolymérisation, on dispose du TPA et de l’EG, qui à leur tour peuvent être réorientés vers une voie de synthèse de nouveau PET, ou bien devenir une source potentielle de carbone pour les microorganismes. Il est souhaitable que ces monomères soient orientés vers d’autres processus biotechnologiques permettant une valorisation de ces produits. Par exemple, à partir d’éthylène glycol, il est possible de produire de l’acide glycolique via biotransformation, un acide hydrocarboxylique présentant une forte valeur ajoutée et différentes applications. La valorisation de ces déchets permettra d’encourager la collecte adéquate de ces matériaux, la réduction de la pollution de l’environnement et l’économie circulaire du secteur [SALVADOR, Manuel et al. Microbial genes for a circular and sustainable Bio-PET economy. Genes, v. 10, n. 5, p. 373, 2019]. Le PET est présent dans différents types de produits tels que les bouteilles d’eau, les barquettes plastiques (par exemple alimentaires), les vêtements, le matériel de base des câbles d’ancrage de plateformes et d’accostage de navires. Quant aux acides hydrocarboxyliques, ils constituent un groupe chimique important, certains des membres dudit groupe étant commercialisés à grande échelle et présentant toute une série d’applications. On peut citer à titre d’exemple l’acide glycolique (acide α-hydroxyacétique) qui possède un potentiel industriel appréciable car il peut être utilisé dans le traitement de tissus et du cuir, le nettoyage et le revêtement métallique, la production de détergents et d’adhésifs, la construction de polymères biodégradables, ladite construction de polymères biodégradables constituant son utilisation commerciale la plus importante. L’acide glycolique présente également des effets antirides, ce qui a entraîné une augmentation de sa demande en tant que matière première pour l’industrie dermocosmétique [COTELESSA, C. ; PERIS, K. ; CHIMENTI, S. Glycolic acid and its use in dermatology. Journal of the Eur. Acad. of Dermato. Venereol., v. 5, n. 3, p. 215–217, 1995 ; DATTA, R. Hydroxycarboxylic Acids. In: Kirk-Othmer Encyclopedia of Chemical Technology.2004]. La production industrielle d’acide glycolique est réalisée par synthèse chimique et principalement via la réaction entre le formaldéhyde et le monoxyde de carbone dans de l’eau. Elle peut également être réalisée par l’hydrolyse de l’acide chloroacétique dans une solution aqueuse d’hydroxyde de sodium. Ces deux processus requièrent une température et une pression élevées, ce qui pose problème en termes de coûts et de pollution de l’environnement. D’un autre côté, les modes de production biochimiques peuvent présenter des avantages du fait qu'ils sont mis en œuvre dans des conditions favorables de réaction, de sélectivité, de grande pureté, réduisant les coûts énergétiques et de séparation. Il est possible de produire de l’acide glycolique à partir de la culture de microorganismes avec un système enzymatique capable d’oxyder l’éthylène glycol [SALUSJÄRVI, L. et al. Biotechnological production of glycolic acid and ethylene glycol: current state and perspectives. Applied Microbiology and Biotechnology, v. 103, n. 6, p. 2525–2535]. Dans l’état de la technique, la littérature des brevets rend compte de procédés de production d’acide glycolique à partir de la culture de microorganismes, utilisant l’éthylène glycol comme matière première : Aikawa et collaborateurs (1978) ont décrit un procédé de production à l’aide de Candida tropicalis 4415 ; Inukai et collaborateurs (1996) ont utilisé des lignées appartenant aux genres Pichia, Sporobolomyces, Torulpsis, Rhodotorula et Kluyveromyces ; Inukai et collaborateurs (1996b) ont utilisé des lignées appartenant aux genres Nocardia, Rhodococcus et Escherichia coli B ; Askar et collaborateurs (2004) ont utilisé des lignées appartenant aux genres Candida, Pichia, Rhodotorula et Cryptocossu s ; et enfin, Nakahama et collaborateurs (1979) ont utilisé des lignées appartenant au genre Nocardia . [AIKAWA, Takashi ; MOTOMATSU, Narikazu ; SATO, Akio ; TAKAHARA, Yoshimasa. Microbial preparation of glycolic acid. JPS54119089A. Déposant : Agency of Ind Science & Technol. Dépôt : 3 sept. 1978. Octroi : 14 sept. 1979 ; INUKAI, Tadahiko ; INUKAI, Michihiko ; KAWASE, Mitsuo ; KAWASE, Yuji ; SHIMIZU, Akira. Production of glycolic acid by yeast. JPH10174593A. Déposant : Biseiken:Kk, Ngk Insulators. Dépôt : 17 déc. 1996. Octroi : en cours ; INUKAI, Tadahiko ; INUKAI, Michihiko ; KAWASE, Mitsuo ; KAWASE, Yuji ; SHIMIZU, Akira. Production of glycolic by microorganism. JPH10174594A. Déposant : Biseiken:Kk, Ngk Insulators. Dépôt : 17 déc. 1996 (B). Octroi : en cours ; ASKAR, Dalal ; FURUYA, Kaoru ; TAMAKI, Akira. Method for producing glycolic acid using microorganism under condition of using no buffer. Déposant : Asahi Kasei Corp. JP2006067823A. Dépôt : 15 mars 2006. Octroi : en cours ; NAKAHAMA, Tetsuro ; TAKAYANAGI, Yasuyuki ; TAKAYANAGI, Ichiro. Microbial preparation of monohydroxycarboxylic acid. JPS5621593A. Déposant : Nitto Chem Ind Co Ltd. Dépôt : 27 juill. 1979. Octroi : 28 févr. 1981]. D’autres procédés de production d’acide glycolique à partir de l’oxydation d’éthylène glycol sont également décrits, mais dans ces cas il s’agit de microorganismes recombinants, lesquels sont modifiés afin d’exprimer des enzymes d’intérêt lors de la réaction [WADA, Mitsufumi ; MOCHIZUKI, Daisuke ; TAKAHASHI, Hitoshi ; MORISHIGE, Takashi ; TAKAHASHI Katsuyuki. Process for porducing hydroxycarboxylic acid. WO2005106005A1. Déposant : Mitsui Chemicals Inc. Dépôt : 19 avr. 2005. Octroi : 10 nov. 2005] ou de l’expression augmentée de la coenzyme qui agit lors de la réaction d’oxydation [MORISHIGE, Takashi ; WADA, Mitsufumi ; TAKAHASHI, Hitoshi ; MOCHIZUKI, Daisuke ; TOKUDA, Junko. Method for producing hydroxycarboxylic acid by enhancing synthesis of coenzyme. US9133444B2. Déposant : Mitsui Chenicals Inc. Dépôt : 14 sept. 2012. Octroi : 15 sept. 2015]. Il est également possible de produire de l’acide glycolique via un processus de fermentation à partir de carbohydrates, en utilisant des microorganismes génétiquement modifiés, étant donné qu’il n’existe pas de voies métaboliques microbiennes qui soient naturellement destinées à la production d’acide glycolique. Par conséquent, différentes voies synthétiques pour la production d’acide glycolique à partir de pentoses, d’hexoses ou d’éthanol ont été établies en utilisant Escherichia coli, Saccharomyces cerevisiae ou Kluyveromhyces lactis comme hôtes [SALUSJÄRVI, L. et al. Biotechnological production of glycolic acid and ethylene glycol: current state and perspectives. Applied Microbiology and Biotechnology, v. 103, n. 6, p. 2525–2535. 2019]. Certains documents de la littérature des brevets font état de telles approches pour la modification du cycle du glyoxylate, via l’expression d’enzymes hétérologues, la superexpression et/ou la cassure d’enzymes endogènes dans des champignons du groupe Kluyveromyces lactis, Candida krusei, Aspergillus niger et Saccharomyces cerevisiae [KOIVISTOINEN, Outi ; KUIVANEN, Joosu ; RICHARD, Peter ; PENTILLÄ, Merja. Eukariotic cell and method for producing glycolic acid. Déposant : Teknologian tutkimuskeskus VTT. US9783809B2. Dépôt : 4 août 2012. Octroi : 10 août 2017], entre autres [TOIVARI, Mervi ; ILMÉN, Marja ; PENTTILÄ, Merja. Improved production of oxalyl-coa, glyoxylate and/or glycolic acid. WO2019020870A1. Déposant : Teknologian Tutkimuskeskus Vtt Ov. Dépôt : 27 juill. 2018. Octroi : 31 jan 2019] et dans la bactérie E. coli [SOUCAILLE, Philippe. Glycolic acid production by fermentation from renewable resources. WO2007140816A1. Déposant : Metabolic Explorer. Dépôt : 9 juin 2006. Octroi : 13 déc. 2007 ; DISCHERT, Wanda ; COLOMB, Cédric ; SOUCAILLE, Philippe. Fermentation process for producing glycolic acid. US20120178136A1 Déposant : Metabolic Explorer. Dépôt : 23 sept. 2010. Octroi : 12 juill. 2012 ; DISCHERT, Wanda ; SOUCAILLE, Philippe. Method for producting high amount of glycolic acid by fermentation. WO2010108909A1. Déposant : Metabolic Explorer. Dépôt : 23 mars 2010. Octroi : 30 sept. 2010 ; DISCHERT, Wanda ; BESTEL-CORRE, Gwenaëlle. Methods and microorganisms for the production of glycolic acid and/or glyoxylic acid. EP3354742A1. Déposant : Metabolic Explorer. Dépôt : 26 janv. 2017. Octroi : 1er août 2018]. Un des brevets suggère une série de champignons en tant qu’éventuels hôtes pour la modification génétique proposée, dont la Yarrowia . Elle a en effet été efficace avec des lignées de Pichia kudriavzevii pour la construction de ses exemples (TOIVARI et al., 2017). Mais dans le cas présent, a été envisagée l’introduction d’une nouvelle voie métabolique via le génie génétique, pour la modification de levures, qui utilise une voie métabolique naturelle et ne prévoit aucune modification génétique de la souche. L’utilisation de microorganismes génétiquement modifiés suppose un investissement technologique plus conséquent dans la génération de souches et l’entretien de ces dernières. De plus, la production d’acide glycolique à partir de carbohydrates en tant que matière première est réalisée par des voies métaboliques complexes, impliquant la production de biomasse simultanément au processus de production d’acide glycolique et la nécessité de recourir à des milieux de culture plus complexes. Un milieu riche en nutriments et la génération d’autres sous-produits métaboliques entraînent des coûts supérieurs lors des étapes de downstream pour l’obtention d’acide glycolique de grande pureté. Constituant déjà un processus de bioconversion d’éthylène glycol en acide glycolique, dont le milieu réactionnel n’utilise pas nécessairement de nutriments et dont la quantité de polluants est réduite, les étapes de downstream voient leurs coûts et leur complexité réduits. Ainsi, en dépit des efforts présentés dans l’état de la technique pour la construction via le génie génétique de microorganismes susceptibles de produire l’acide glycolique, il est néanmoins nécessaire d’identifier une voie naturelle de biotransformation par l’intermédiaire de levures sauvages afin de pouvoir mettre au point une méthodologie permettant une dépolymérisation et une biotransformation efficaces du PET en acide glycolique. Brève description de l'invention La présente invention se base donc sur un microorganisme biotransformateur, plus particulièrement des levures et/ou des champignons filamenteux, capables de produire des acides hydrocarboxyliques à partir de glycols, et sur des procédés de production d’acide glycolique à partir d’éthylène glycol provenant, de préférence, du processus de dépolymérisation enzymatique ou biologique de PET. Le microorganisme utilisé de préférence pour la biotransformation est la Yarrowia lipolytica IMUFRJ 50682, une lignée sauvage isolée de la baie de Guanabara, située dans la ville de Rio de Janeiro au Brésil. Le microorganisme a été déposé à l’Institut de microbiologie Paulo de Góes de l’UFRJ [HAGLER, A. N. ; MENDONÇA-HAGLER, L. C. Yeasts from Marine and Estuarine Waters with Different Levels of Pollution in the State of Rio de Janeiro, Brazil. Applied microbiology and biotechnology, v. 41, p. 173–178, 1981]. Il s’agit d’une souche sauvage qui comporte déjà un système enzymatique qui, d’après le groupe de la présente invention, est en mesure d’oxyder des glycols. Cela procure une certaine robustesse à ce procédé, comparé au procédé réalisé via des microorganismes recombinants, dont la stabilité génétique est plus sensible dans les procédés industriels. C’est la première fois qu’une espèce du genre Yarrowia est décrite comme pouvant oxyder sélectivement un des hydroxyles de glycols pour la production d’acides hydrocarboxyliques, comme l’acide glycolique. Une voie biochimique présente dans ce microorganisme constitue une alternative aux voies chimiques déjà en place, créant un processus qui réduit les coûts énergétiques et les dommages environnementaux. En outre, le procédé de production ici présenté, dans lequel l’acide glycolique est produit à partir d’éthylène glycol, d’agents tampons et de cellules, réduit les étapes de séparation et de purification, augmentant l’efficacité de production, ce qui entraîne une baisse des coûts. De cette manière, dans le premier mode de réalisation de la présente invention, est établi un processus de production d’acide glycolique à partir d’éthylène glycol, via l’action du système enzymatique présent dans la Yarrowia lipolytica . La mise à disposition de l’éthylène glycol, par hydrolyse, première étape du procédé intégré, peut être effectuée préalablement ou simultanément à l’étape de biotransformation de l’éthylène glycol en acide glycolique conformément aux modalités suivantes : (1) dépolymérisation enzymatique de PET, à l’aide d’enzymes isolées (estérases, cutinases, lipases, PETases), lesquelles peuvent provenir de fournisseurs commerciaux ou de la culture de la propre levure Y. lipolytica , et qui agissent comme catalyseur de la réaction d’hydrolyse du PET (étape 1 des modes 1 ou 3 de la ) ; ou (2) dépolymérisation in vivo impliquant la culture de Y. lipolytica, en présence d’un milieu nutritif et de PET, où l’hydrolyse est catalysée par les enzymes produites in locu via la levure, libérant les monomères du PET (acide téréphtalique et éthylène glycol) (mode 2 ou étape 1 du mode 4 de la ). Dans la seconde étape du procédé intégré, l’éthylène glycol ou autre diol, issu de la dépolymérisation avec enzymes isolées, ou en présence de cellules de levures ou de champignons filamenteux, peut être : (1) converti en acide glycolique ou autre acide hydroxylé durant la culture de cellules actives de Y. lipolytica , en présence d’éthylène glycol dans un milieu nutritif, simultanément à la production de biomasse microbienne (c’est-à-dire des cellules actives qui croissent lors de la biotransformation) (étape 2 du mode 1, ou mode 2 de la ), ou (2) converti à partir de la réaction de biocatalyse à cellules entières ( whole cell biocatalysis ) qui n’en sont pas à l’étape de croissance, où il n’y a qu’une solution aqueuse contenant de l’éthylène glycol en tant que substrat, un système tampon et une forte concentration de cellules de Y. lipolytica. Dans ce mode de réalisation, les cellules font office de support pour les enzymes qui agissent lors de la réaction, mais il n’y a pas de nutriments favorisant leur croissance cellulaire, laquelle a lieu dans une étape antérieure à l’étape de biocatalyse (étape 2 des modes 3 ou 4 de la ). Brève description des figures Les figures décrites ci-après servent à guider la présente invention : : Organigramme contenant les modes de réalisation optionnels du procédé de la présente invention. : Libération d’EG via la dépolymérisation enzymatique de PET ; et : Production d’acide glycolique lors de la culture de Yarrowia lipolytica dans un milieu YP (1 % (p/v) d’extrait de levure et 2 % de peptone) auquel sont ajoutés 6 % d’éthylène glycol (EG). PROCÉDÉ DE PRODUCTION D’ACIDE GLYCOLIQUE, caractérisé en ce qu’il utilise le système catalytique naturellement présent dans la levure Yarrowia lipolytica ou dans le champignon filamenteux Humicola insolens pour la production biotechnologique de l’éthylène glycol à partir de la dépolymérisation de plastiques et, de manière intégrée ou séquentielle, de la biotransformation de ses monomères en acides hydrocarboxyliques, ledit procédé comprenant les étapes suivantes : dépolymérisation enzymatique ou biologique du PET/polyester ou d’autres plastiques/polymères, suivie de la biotransformation in vitro ou in vivo de l’éthylène glycol en acide glycolique ou autres acides hydroxylés, à l’aide d’agents tampons et de cellules en phase de croissance ou non, et enfin de la séparation et/ou purification de l’acide glycolique produit. PROCÉDÉ selon la revendication 1, caractérisé en ce qu’il est facultativement initié par dépolymérisation enzymatique du PET/polyester ou autres polymères, dont l’hydrolyse génère de l’acide téréphtalique et de l’éthylène glycol, puis par biotransformation avec des cellules de levure de l’éthylène glycol produit en acide glycolique ou autres acides hydroxylés. PROCÉDÉ selon la revendication 1, caractérisé en ce qu’il est facultativement initié par dépolymérisation du PET/polyester ou autres polymères avec des cellules entières et actives (in vitro) et biotransformation simultanée du diol en acide hydroxylé (in vivo), comprenant la production d’acide glycolique. PROCÉDÉ selon la revendication 1, caractérisé en ce qu’il est facultativement initié par dépolymérisation via des enzymes isolées (in vitro) du PET/polyester ou autres polymères, puis par biotransformation avec des cellules entières qui ne sont pas en phase de croissance. PROCÉDÉ selon la revendication 1, caractérisé en ce qu’il est facultativement initié par dépolymérisation avec des cellules actives (in vivo) du PET/polyester ou autres polymères, générant de l’éthylène glycol et des diols, puis par biotransformation avec des cellules qui ne sont pas en phase de croissance. PROCÉDÉ selon les revendications 1 à 5, caractérisé en ce que le système catalytique présent dans les cellules utilisées met en place une voie biochimique capable d’oxyder les glycols et est constitué au moins d’enzymes de type estérases, PETases, cutinases et/ou lipases. PROCÉDÉ selon les revendications 1 à 6, caractérisé en ce que les cellules utilisées peuvent être des levures ou des champignons filamenteux. PROCÉDÉ selon la revendication 7, caractérisé en ce que les levures ou champignons filamenteux sont de préférence la Yarrowia lipolytica ou l’Humicola insolens. PROCÉDÉ selon la revendication 8, caractérisé en ce que la levure est de préférence la Y. lipolytica IMUFRJ 50682. PROCÉDÉ selon les revendications 1 à 5, caractérisé en ce que les autres plastiques ou polymères sont facultativement le poly(butylène succinate) ou d’autres polyesters. PROCÉDÉ selon les revendications 1 à 5 et selon la revendication 10, caractérisé en ce que les plastiques et polymères utilisés sont de préférence le PET postconsommation provenant d’emballages, de barquettes, de textiles, de câbles, de cordes ou autres. PROCÉDÉ selon les revendications 1 à 11, caractérisé en ce qu’un premier mode de réalisation (mode 1) dudit procédé comprend les étapes préférentielles suivantes : a. Dépolymérisation des échantillons de PET postconsommation par le biais d’enzymes isolées de microorganismes comme l’Humicola insolens, dans une concentration de 0,003 à 0,5 genzime/gPET, sur une période de 6 à 300 heures, à une température de 25 à 80 °C, à un pH de 6 à 9, dans une concentration de PET de 10 à 450 g/L et sous agitation de 25 à 1000 rpm ; b. Maintien du pH de la réaction à l’aide d’une solution tampon ou en ajoutant une solution alcaline au milieu ; c. Obtention d’un milieu hydrolysé contenant des monomères du PET, dont l’éthylène glycol, dans des concentrations de 0,2 à 150 g/L ; d. Parallèlement, mise en croissance des cellules de Yarrowia lipolytica dans un réacteur adéquat contenant un milieu aqueux avec de 1 à 3 % p/v d’extrait de levure, de 1 à 3 % de peptone bactériologique et de 0 à 5 % de glucose ; e. Réalisation du procédé à une température de 20 à 40 °C, pendant 20 à 150 heures, sous agitation de 50 à 1000 rpm ; f. Après la mise en croissance, séparation des cellules de Yarrowia lipolytica via un procédé de centrifugation ou de filtration ; g. Transfert des cellules au réacteur adéquat contenant le milieu hydrolysé contenant les monomères de l’étape c, ou de 0,01 à 30 % d’éthylène glycol, auquel sont ajoutés de 1 à 3 % p/v d’extrait de levure, de 1 à 3 % de peptone bactériologique et de 0 à 3 % de glucose, dans un milieu aqueux ; h. Ajout intégral du milieu hydrolysé ou de la solution d’éthylène glycol au début du processus (charge simple) ou progressivement tout au long du processus (charge alimentée) ; i. Réalisation du procédé à une température de 20 à 45 °C, pendant 12 à 200 heures, sous agitation de 50 à 1000 rpm ; j. Analyse chromatographique du surnageant pour déterminer des concentrations du substrat consommé et du produit formé ; et k. Séparation et récupération des produits formés. PROCÉDÉ selon les revendications 1 à 11, caractérisé en ce qu’un second mode de réalisation (mode 2) dudit procédé comprend les étapes préférentielles suivantes : a. Mise en croissance des cellules de Yarrowia lipolytica dans un réacteur adéquat contenant un milieu aqueux avec de 1 à 3 % p/v d’extrait de levure, de 1 à 3 % de peptone bactériologique et de 0 à 5 % de glucose ; b. Transfert des cellules mises en croissance dans un réacteur contenant du PET postconsommation dans une concentration de 2 à 450 g/L, le PET étant soumis à la dépolymérisation par le biais d’enzymes produites in situ par des microorganismes tels que Yarrowia lipolytica, sur une période de 6 à 300 heures, à une température de 20 à 45 °C, à un pH de 5 à 9, et sous agitation de 25 à 1000 rpm ; c. Maintien du pH de la réaction à l’aide d’une solution tampon ou en ajoutant une solution acide ou alcaline au milieu ; d. Simultanément, dépolymérisation du PET et biotransformation de l’éthylène glycol libéré en acide glycolique, dans le cadre d’un procédé one-pot, dans un seul réacteur ; e. Analyse chromatographique du surnageant pour déterminer des concentrations du produit formé ; et f. Séparation et récupération des produits formés. PROCÉDÉ selon les revendications 1 à 11, caractérisé en ce qu’un troisième mode de réalisation (mode 3) dudit procédé comprend les étapes préférentielles suivantes : a. Dépolymérisation des échantillons de PET postconsommation par le biais d’enzymes isolées de microorganismes comme l’Humicola insolens, dans une concentration de 0,003 à 0,5 genzime/gPET, sur une période de 6 à 300 heures, à une température de 25 à 80 °C, à un pH de 6 à 9, dans une concentration de PET de 10 à 450 g/L et sous agitation de 25 à 1000 rpm ; b. Maintien du pH de la réaction à l’aide d’une solution tampon ou en ajoutant une solution alcaline au milieu ; c. Obtention d’un milieu hydrolysé contenant des monomères du PET, dont l’éthylène glycol, dans des concentrations de 0,2 à 150 g/L ; d. Parallèlement, activation des cellules de Yarrowia lipolytica dans un réacteur adéquat contenant un milieu aqueux avec de 1 à 3 % p/v d’extrait de levure, de 1 à 3 % de peptone bactériologique et de 0 à 5 % de glucose ; e. Réalisation du procédé à une température de 20 à 45 °C, pendant 20 à 150 heures, sous agitation de 50 à 1000 rpm ; f. Après l’activation, séparation des cellules de Yarrowia lipolytica via un procédé de centrifugation ou de filtration ; g. Transfert des cellules activées au réacteur adéquat contenant le milieu hydrolysé de l’étape c, ou de 0,01 à 30 % d’éthylène glycol, dans un milieu aqueux ; h. Maintien du pH du milieu aqueux à l’aide d’une solution tampon ou en ajoutant une solution alcaline ; i. Ajout intégral du milieu hydrolysé ou de la solution d’éthylène glycol au début du procédé (charge simple) ou progressivement tout au long du procédé (charge alimentée) ; j. Réalisation du procédé à une température de 20 à 45 °C, pendant 12 à 200 heures, sous agitation de 50 à 1000 rpm ; k. Analyse chromatographique du surnageant pour déterminer des concentrations du substrat consommé et du produit formé ; et l. Séparation et récupération des produits formés. PROCÉDÉ selon la revendication 1, caractérisé en ce qu’un quatrième mode de réalisation (mode 4) dudit procédé comprend les étapes préférentielles suivantes : a. Mise en croissance des cellules de Yarrowia lipolytica dans un réacteur adéquat contenant un milieu aqueux avec de 1 à 3 % p/v d’extrait de levure, de 1 à 3 % de peptone bactériologique et de 0 à 5 % de glucose ; b. Transfert des cellules mises en croissance dans un réacteur contenant du PET postconsommation dans une concentration de 2 à 450 g/L, le PET étant soumis à la dépolymérisation par le biais d’enzymes produites in situ par des microorganismes tels que Yarrowia lipolytica, sur une période de 6 à 300 heures, à une température de 20 à 45 °C, à un pH de 5 à 9, et sous agitation de 25 à 1000 rpm ; c. Maintien du pH de la réaction à l’aide d’une solution tampon ou en ajoutant une solution acide ou alcaline au milieu ; d. À l’issue de l’étape c, obtention d’un milieu hydrolysé contenant des monomères du PET, dont de 0,2 à 150 g/L d’éthylène glycol ; e. Parallèlement, activation des cellules de Yarrowia lipolytica dans un réacteur adéquat contenant un milieu aqueux avec de 1 à 3 % p/v d’extrait de levure, de 1 à 3 % de peptone bactériologique et de 0 à 5 % de glucose ; f. Réalisation du procédé à une température de 20 à 45 °C, pendant 20 à 150 heures, sous agitation de 50 à 1000 rpm ; g. Après l’activation, séparation des cellules de Yarrowia lipolytica via un processus de centrifugation ou de filtration ; h. Transfert des cellules activées au réacteur adéquat contenant le milieu hydrolysé de l’étape d, ou de 0,01 à 30 % d’éthylène glycol, dans un milieu aqueux ; i. Maintien du pH du milieu aqueux à l’aide d’une solution tampon ou en ajoutant une solution alcaline ; j. Ajout intégral du milieu hydrolysé ou de la solution d’éthylène glycol au début du procédé (charge simple) ou progressivement tout au long du procédé (charge alimentée) ; k. Réalisation du procédé à une température de 20 à 45 °C, pendant 12 à 200 heures, sous agitation de 50 à 1000 rpm ; l. Analyse chromatographique du surnageant pour déterminer des concentrations du substrat consommé et du produit formé ; et m. Séparation et récupération des produits formés. PROCÉDÉ selon les revendications 12 à 15, caractérisé en ce que la solution tampon est de préférence un tampon phosphate de sodium ou un tampon Tris-HCl. PROCÉDÉ selon les revendications 12 à 15, caractérisé en ce que la solution alcaline est de préférence une solution de NaOH et/ou une solution de KOH. PROCÉDÉ selon les revendications 12 à 15, caractérisé en ce que la solution acide est de préférence une solution de H2SO4. PROCÉDÉ selon les revendications 12 à 15, caractérisé en ce qu’il utilise des nutriments à faible coût pour la croissance et la biotransformation par la levure, tels que la mélasse de canne et le liquide de maïs. PROCÉDÉ selon toutes les revendications précédentes, caractérisé en ce que le système catalytique peut être utilisé de manière isolée ou via l’insertion des cellules de Y. lipolytica dans le milieu réactionnel contenant le système tampon. UTILISATION DU SYSTÈME CATALYTIQUE PROVENANT DE LA LEVURE Yarrowia lipolytica, caractérisée en ce qu’elle est appliquée aux procédés des revendications 1 à 20 et en ce qu’elle permet la dépolymérisation biotechnologique de polymères et la biotransformation de l’éthylène glycol ou du diol, ainsi formés, en acide glycolique et/ou en autres acides hydrocarboxyliques pouvant être utilisés dans la fabrication de divers produits des industries chimique, pétrochimique, alimentaire, cosmétique, pharmaceutique, entre autres. UTILISATION DU SYSTÈME CATALYTIQUE PROVENANT DU CHAMPIGNON FILAMENTEUX Humicola insolens, caractérisée en ce qu’elle est appliquée aux procédés des revendications 1 à 20 et en ce qu’elle permet la dépolymérisation biotechnologique de polymères et la biotransformation de l’éthylène glycol ou du diol, ainsi formés, en acide glycolique et/ou en autres acides hydrocarboxyliques pouvant être utilisés dans la fabrication de divers produits des industries chimique, pétrochimique, alimentaire, cosmétique, pharmaceutique, entre autres.