Brevet FR3124522A1 — publié le 20221230

L’invention concerne un complexe moléculaire comprenant - une première molécule d’acides nucléiques simple brin comprenant au moins deux demi-sites de liaison d’une transposase, et - une deuxième molécule d’acides nucléiques simple brin au moins un demi-site de liaison d’une transposase, ledit complexe étant tel que les première et deuxième molécules d’acides nucléiques simple brin sont appariées selon la complémentarité des bases définie par Watson et Crick de sorte à définir deux sites double brin de liaison de ladite transposase. L’invention concerne par ailleurs l’utilisation de ce complexe, en particulier pour l’édition de l’ADN. Figure pour l’abrégé : Fig. 10 Composition et méthode permettant l’édition génomique L’invention concerne une composition et une méthode permettant l’édition génomique. La volonté de comprendre les effets de modifications de l’information génétique des cellules vivantes remonte aux premiers pas de la génétique. Tout d’abord la génétique classique a tenté de comprendre les modifications génétiques, et le phénotype qui en découle, en sélectionnant des sites génétiques déterminés. Par la suite, les biochimistes ont utilisé des rayonnements et des agents mutagènes chimiques pour augmenter la probabilité de mutations génétiques dans les organismes expérimentaux. Bien que très utiles, ces méthodes sont couteuses, et ne permettent pas de contrôler simplement les modifications introduites dans le matériel génétique. La biologie moléculaire et la connaissance des mécanismes moléculaires de réparation ou de défense des cellules contre des organismes hôte a permis de développer de nombreuses technologies, permettant le développement d’une génétique dite inverse, dont l’objectif est à l’opposé des criblages génétiques dits classiques. La génétique inverse a pour but d’introduire des mutations au sein des matériels génétiques dans le but de mesurer et d’analyser les effets phénotypiques qui en découlent. Les stratégies d'édition du génome ont évolué au cours des trois dernières décennies, et la plus récente innovation et révolution dans le cadre de la modification génique ciblée correspond au Système CRISPR/CRISPR associé à la protéine 9 (Cas9) (CRISPR/Cas-9). A ce titre on peut citer les deux brevets EP 3 144 390 B1 et US 8 697 359 B1, qui décrivent tous deux cette technologie. Le système CRISPR/Cas-9 s’est dès lors imposé comme l’outil de référence pour les modifications génétiques. Néanmoins cette révolution CRISPR s’apparente à des ciseaux moléculaires, ce qui n’est pas suffisant pour permettre une recombinaison totale d’un exon entier. Plus récemment, la transposase encodée par le système CRISPR (Transposon-encoded CRISPR–Cas systems) est une demi-réponse aux manques de la technologie CRISPR. En effet, cette technologie utilise à la fois une intégration ciblée par l’intermédiaire du transposon Tn7 puis un ajout de séquence dans le génome par la technologie CRISPR. Mais en aucun cas il ne s’agit d’une recombinaison. La technologie du Prime Editing est également une possibilité de remplacement génétique associant l’outil CRISPR avec une reverse transcriptase. Cette dernière évolution dans l’édition du génome permet un remplacement, dépendant de la taille, d’un des deux brins d’ADN, ce qui reste une limitation forte inhérente et tributaire du système d’intégration et de réparation cellulaire. Aussi, l’invention a-t-elle pour but de pallier ces inconvénients de l’art antérieur. Un des buts de l’invention est de fournir un outil de recombinaison permettant l’édition du génome. Un autre but de l’invention est que ce nouvel outil ne soit pas dépendant de la taille de la séquence manipulée, et que ce système soit contrôlé et contrôlable par l’utilisateur. Encore un autre but de l’invention est de fournir un outil qui permette, au bon vouloir de l’utilisateur un remplacement simple brin ou double brin d’une molécule d’intérêt, et en faisant appel au système de réparation de l’ADN de manière contrôlée et limitée. L’invention concerne une première molécule d’acides nucléiques simple brin comprenant ou constituée essentiellement d’une séquence A permettant l’insertion d’une séquence complémentaire d’un acide nucléique d’intérêt, ladite séquence A étant liée en 5’ à une première séquence riches en T de 40 à 60 nucléotides de long et en 3’ à une deuxième séquence riches en T de 40 à 60 nucléotides de long, lesdites première et deuxième séquence riches en T comprenant respectivement un premier et un deuxième domaine de 6 à 12 nucléotides riches en G-C, la séquence du premier domaine étant complémentaire de la séquence du deuxième domaine, ledit premier et deuxième domaine étant positionnés de 15 à 52 nucléotides de ladite séquence A, ladite première molécule comprenant en son extrémité 5’ une première séquence orientés 5’-3’ de reconnaissance d’une transposase et en son extrémité 3’ au moins une deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase Aussi l’invention concerne-t-elle un complexe moléculaire comprenant : - une première molécule d’acides nucléiques simple brin comprenant ou constituée essentiellement d’une séquence A permettant l’insertion d’une séquence complémentaire d’un acide nucléique d’intérêt, ladite séquence A étant liée en 5’ à une première séquence riches en A/T, notamment riches en T, de 40 à 60 nucléotides de long et en 3’ à une deuxième séquence riches en A/T, notamment riches en T, de 40 à 60 nucléotides de long, lesdites première et deuxième séquence riches en A/T, notamment riches en T, comprenant respectivement un premier et un deuxième domaine de 6 à 12 nucléotides riches en G-C, la séquence du premier domaine étant complémentaire de la séquence du deuxième domaine, ledit premier et deuxième domaine étant positionnés de 15 à 52 nucléotides de ladite séquence A, ladite première molécule comprenant en son extrémité 5’ une première séquence orientés 5’-3’ de reconnaissance d’une transposase et en son extrémité 3’ au moins une deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase ; et - une deuxième molécule d’acides nucléiques simple brin comprenant ou constituée essentiellement en son extrémité 5’ d’au moins une séquence complémentaire de ladite deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase, ledit complexe étant tel que les première et deuxième molécules d’acides nucléiques simple brin sont appariées selon la complémentarité des bases définie par Watson et Crick de sorte à définir deux sites double brin de liaison de ladite transposase. Cela signifie que l’invention concerne un complexe moléculaire comprenant une première molécule d’acides nucléiques simple brin et une deuxième molécule d’acides nucléiques simple brin, ladite deuxième molécule d’acides nucléiques simple brin comprenant ou constituée essentiellement en son extrémité 5’ d’au moins une séquence complémentaire de ladite deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase, ledit complexe étant tel que les première et deuxième molécules d’acides nucléiques simple brin sont appariées selon la complémentarité des bases définie par Watson et Crick de sorte à définir deux sites double brin de liaison de ladite transposase. L’invention repose sur l’observation inattendue faite par l’inventeur que l’utilisation de guides simples brins spécifiques capables de cibler une région d’un acide nucléique d’intérêt permettent de mobiliser de manière contrôlée et « site spécifique » des transposases, et ainsi utiliser les propriétés de recombinaison desdites pour réaliser du remplacement de séquences dans des molécules d’intérêt. Le complexe moléculaire susmentionné est en fait l’unité de base de la technologie définie dans l’invention. Cette unité de base sert à guider les recombinases sur un site spécifique où doit avoir lieu la recombinaison, et donc le remplacement de séquence. Contrairement au système CRISPR/Cas9 qui requiert la présence de séquences de type PAM (NGG), l’outil moléculaire défini ici peut être utilisé sur n’importe quelle séquence cible, quelle qu’en soit sa séquence. Le complexe moléculaire susmentionné est donc l’unité de base qui devra être complétée par : - une région homologie de la séquence cible et - une région de remplacement de la séquence cible. Il s’agit donc ici d’un produit intermédiaire de l’outil tel que décrit ci-après. Le complexe moléculaire est constitué de deux molécules d’acides nucléiques simples brins, qui peuvent être des molécules d’ADN, des molécules d’ARN ou des molécules mixtes d’ARN et d’ADN. Ces deux molécules sont partiellement complémentaires entre elle, selon la complémentarité des bases d’acides nucléiques définie par Watson et Crick, c’est-à-dire qu’une Adénine s’apparie à un Thymidine ou un Uracile, et une Cytosine s’apparie à une Guanine, et réciproquement. Plus particulièrement les deux molécules formant le complexe susmentionné comprennent chacune la séquence d’un des brins d’une molécule double brin correspondant à la séquence de fixation d’une transposase. Aussi, chaque molécule simple brin comprend donc une « demie séquence » de fixation de transposase et ne peut donc pas permettre une interaction avec ladite transposase correspondante. En revanche, lors que les deux molécules du complexe interagissent ensemble, par appariement des bases tel que défini ci-dessus, une molécule double brin est ainsi formée, reconstituant un site de liaison double brin de ladite transposase, celle-ci pouvant ainsi interagir avec la molécule formée. La première molécule. La première molécule du complexe est la molécule qui comprendra, une fois modifiée, une séquence d’acide nucléique qui permettra de cibler spécifiquement une région d’intérêt d’une molécule d’acide nucléique d’intérêt. Cette séquence d’intérêt sera choisie par l’utilisateur du système selon la cible choisie. Cette séquence d’intérêt sera insérée dans la première molécule dudit complexe au niveau de la région A. Cette région A correspond a minima à deux acides nucléiques entre lesquels sera inséré la séquence permettant de cibler la molécule cible. Au vu de la structure orientée des acides nucléiques (sens 5’-3’), il est important que la séquence permettant de cibler la région d’intérêt soit positionnée dans le bon sens, afin que l’appariement soit possible avec la séquence cible. Aussi, avantageusement, la région A comprend un ou plusieurs sites reconnaissant des enzymes de restrictions afin de favoriser une insertion orientée. Évidemment, dans le cadre d’une synthèse chimique de la première molécule, il n’est pas nécessaire de disposer de sites de clonage (ou d’insertion) de la séquence permettant de cibler la région cible, mais de bien prendre la précaution de donner une séquence correctement orientée. La première molécule est en outre constituée de part et d’autre de la région A, de séquences riches en A/T, ou s’il s’agit d’ARN en A/U, afin de permettre une certaine flexibilité de la structure. Par riche en A/T, ou en A/U, on entend dans l’invention une séquence qui comprend plus de 50% de A ou T, ou U, de préférence plus de 50% de T ou de U, par rapport au nombre total de nucléotides constituant la séquence. Ces séquences de part et d’autre de la région A ont une taille en nucléotides variant de de 40 nucléotides à 60 nucléotides. La flexibilité de ces séquences flanquantes de la région A, du fait de la présence de nombreux A, T ou U, peut avoir pour effet de permettre une recombinaison par l’intermédiaire des recombinases trop peu contrôlée, voire même lors que le complexe n’a pas encore reconnu la molécule cible. Aussi, afin de pallier ce problème, des séquences riches en GC sont introduites dans chacune des séquences riches en A/T, notamment riches en T, ou A/U, bordant la région A. Ces régions riches en G/C sont constituée de 6 à 12 nucléotides, dont la quantité de C ou de G est supérieur à 50% des nucléotides contenus dans ladite séquence riche en G/C. Pour stabiliser la structure de la première molécule, et comme décrit ci-dessus éviter une recombinaison intempestive, les régions riches en G/C sont positionnées de 15 à 52 nucléotides par rapport à l’extrémité de la région A. Pour plus de clarté, si la région A consiste en 3 nucléotides, le nucléotide central correspondant à la position 0, la région riche en A/T ou A/U débutera à gauche en position -2, et à droite en position +2. Dès lors, à gauche, la région riche en G/C sera positionnée de la position -17 à la position -54, et du côté droit de la position +17 à la position +54. Autre élément important, la séquence riche en G/C à droite (ou 5’) de la région A est nécessairement complémentaires (selon le principe d’appariement de Watson et Crick) de la région riche en G/C de la région à droite (ou 3’) de la région A. Aussi, la première molécule simple brin s’apparie-t-elle avec elle-même au niveau des régions riches en G/C, ce qui empêche toute recombinaison par les transposases, tant qu’il n’y aura pas d’interaction avec la séquence cible complémentaire de la région qui sera insérée dans la région A de la première molécule. Enfin la première molécule comprend à son extrémité 5’ une séquence correspondant à un premier site de liaison à une transposase, et à son extrémité 3’ un deuxième site de liaison à ladite transposase. Le premier site de liaison et le deuxième site de liaison sont avantageusement les mêmes, et surtout correspondent tous les deux au même brin du site de liaison double brin de ladite transposase. Cela signifie que le premier site de liaison à la transposase présent dans la région 5’ de la première molécule ne peut s’apparier intégralement, et donc de manière stable avec le site de liaison à la transposase présent dans la région 3’. Le premier site de liaison et le deuxième site de liaison sont avantageusement les mêmes, mais correspondent chacun à un brin différent du site double brin de liaison à la transposase. Aussi, par exemple, si le premier site de liaison à la transposase correspond au brin sens, le deuxième site de liaison à la transposase correspond à la séquence du brin complémentaire. Il est alors possible d’avoir deux configurations : i) soit le deuxième site de liaison qui correspond au brin complémentaire est orienté dans le sens 3’-5’, dans ce cas il pourra s’apparier avec le premier site de liaison à la transposase et former le site double brin, ii) soit le deuxième site de liaison qui correspond au brin complémentaire est orienté dans le sens 5’-3’, et dans ce cas ne pourra pas s’apparier avec la première séquence de liaison à la transposase, les séquences, du fait de leur orientation n’étant pas complémentaires. Dans le cas i) susmentionné, si la première molécule simple brin s’auto-apparie au niveau des premier et deuxième site de liaison, il ne sera pas possible de former le complexe susmentionné, car il n’y aura plus de région complémentaire simple brin disponible pour s’apparier avec la deuxième molécule de sorte à former deux sites de liaison double brin à la transposase. Aussi, la première molécule, lorsqu’elle est dépourvue de séquence complémentaire de la région cible dans la partie A, ou lorsqu’elle contient une telle séquence cible mais que cette dernière n’interagit pas (ne s’apparie pas) avec ladite séquence cible, forme une structure tridimensionnelle où toute la molécule est simple brin à l’exception de la région correspondant aux régions riches en G/C qui s’apparient entre elles. Une représentation schématique linéaire de la première molécule est représentée en , et une représentation schématique de sous forme appariée est représentée en . La deuxième molécule. La deuxième molécule du complexe susmentionné est plus simple que la première. Elle comprend, dans sa partie 5’, un site de liaison à la transposase qui est complémentaire du site de liaison à ladite transposase présent dans la partie 3’ de la première molécule. De ce fait, lorsque le complexe sera formé, le ½ site de liaison à la transposase (simple brin) localisé en 3’ de la première molécule pourrait s’apparier avec le ½ site de liaison (simple brin) à la transposase localisé en 5’ de la deuxième molécule de sorte à former un site de liaison double brin à la transposase, site double brin sur lequel la transposase pourra venir se fixer. Dans la partie 3’ de la deuxième molécule se trouve une région similaire à la région A de la première molécule, cette région permettant de recevoir une séquence spécifique, qui correspond à la séquence que l’on souhaite insérer à la place de la molécule cible d’intérêt. Par la suite, il sera décrit plus en détail comment préparer une deuxième molécule permettant cette substitution. Le complexe Le complexe formé de la première molécule et de la deuxième molécule est représenté schématiquement en . Le complexe est tel que lorsque la première et la deuxième molécule sont appariées, par l’intermédiaire des demi-sites de liaison à la transposasse, le complexe est capable de fixer un dimère de transposase, dimère fonctionnel qui permettra la recombinaison. Aussi, l’une ou l’autre des première ou deuxième molécule comprend en outre une séquence complémentaire du demi-site de liaison à la transposase localisé en 5’ de la première molécule. Cette région complémentaire du site de liaison de la transposase localisé en 5’ de la première molécule peut être localisé en 5’ ou en 3’ de la première molécule, ou encore en 5’ de la deuxième molécule, de préférence en 5’ de la séquence complémentaire du site de liaison à la transposase localisé en 3’ de la première molécule. Deux options, qui sont détaillées ci-après sont représentées schématiquement en . De manière avantageuse, l’invention concerne le complexe susmentionné, où ladite séquence A comprend une séquence complémentaire d’un acide nucléique d’intérêt. Comme mentionné précédemment, la région A peut contenir une séquence complémentaire d’un acide nucléique d’intérêt. Plus particulièrement, la séquence contenue dans la région A de la première molécule du complexe susmentionnée est complémentaire d’une séquence en 5’ ou en 3’ d’une séquence d’une molécule d’intérêt, de sorte que la complexe permet la reconnaissance spécifique de cette région de la molécule d’acide nucléique, et permettre au complexe de remplacer une région adjacente à la région complémentaire de la région complémentaire de la séquence contenue dans la région A. En d’autres termes, l’invention concerna avantageusement le complexe susmentionné, ledit complexe comprenant : - une première molécule d’acides nucléiques simple brin comprenant ou constituée essentiellement d’une séquence A comprenant une séquence complémentaire d’un acide nucléique d’intérêt, ladite séquence complémentaire étant liée en 5’ à une première séquence riches en A/T, notamment riches en T, de 40 à 60 nucléotides de long et en 3’ à une deuxième séquence riches en A/T, notamment riches en T, de 40 à 60 nucléotides de long, lesdites première et deuxième séquence riches en A/T, notamment riches en T, comprenant respectivement un premier et un deuxième domaine de 6 à 12 nucléotides riches en G-C, la séquence du premier domaine étant complémentaire de la séquence du deuxième domaine, ledit premier et deuxième domaine étant positionnés de 15 à 52 nucléotides de ladite séquence A, ladite première molécule comprenant en son extrémité 5’ une première séquence orientés 5’-3’ de reconnaissance d’une transposase et en son extrémité 3’ au moins une deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase ; et - une deuxième molécule d’acides nucléiques simple brin comprenant ou constituée essentiellement en son extrémité 5’ au moins une séquence complémentaire de ladite deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase, les première et deuxième molécules d’acides nucléiques simple brin étant appariées selon la complémentarité des bases définie par Watson et Crick de sorte à définir deux sites double brin de liaison de ladite transposase. Dans un mode de réalisation avantageux, l’invention concerne un complexe susmentionné, où ladite première molécule comprend en son extrémité 5’ une première séquence orientée 5’-3’ de reconnaissance d’une transposase et en son extrémité 3’ une deuxième séquence orientée 5’-3’ de reconnaissance de ladite transposase et où la deuxième molécule comprend son extrémité 5’ une première séquence complémentaire de ladite première séquence de reconnaissance de ladite transposase suivi d’une deuxième séquence complémentaire de ladite deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase. Dans ce mode avantageux du complexe de l’invention, la première molécule comprend une première séquence de reconnaissance de la transposase en position 5’ et une deuxième séquence de reconnaissance de la transposase en position 3’. La deuxième molécule comprend quant à elle en position 5’ une première séquence complémentaire de la première séquence reconnaissance de la transposase de la première molécule, suivie d’une deuxième séquence complémentaire de la deuxième séquence reconnaissance de la transposase de la première molécule. Aussi, chaque molécule du complexe comprend deux demi-sites de liaison à la transposase, de sorte que lors que le complexe est formé, c’est-à-dire lorsque la première molécule s’apparie avec la deuxième molécule, deux sites double brin adjacents de fixation de la transposase sont reformés, et un dimère de transposase peut alors s’y fixer. La représente schématiquement ce mode de réalisation. De manière avantageuse l’invention concerne le complexe susmentionné, où ladite première molécule comprend en son extrémité 5’ une première séquence orientée 5’-3’ de reconnaissance d’une transposase et en son extrémité 3’ une deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase, suivie d’une première séquence complémentaire de ladite première séquence de reconnaissance de ladite transposase et où la deuxième molécule comprend son extrémité 5’ une séquence complémentaire de ladite deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase. Dans ce mode avantageux du complexe de l’invention, la première molécule comprend une première séquence de reconnaissance de la transposase en position 5’ et une deuxième séquence de reconnaissance de la transposase en position 3’ cette dernière étant suivie immédiatement par une première séquence complémentaire de la séquence de reconnaissance de la transposase localisée dans en 5’ de la première molécule. La deuxième molécule comprend quant à elle en position 5’ une deuxième séquence complémentaire de la deuxième séquence reconnaissance de la transposase de la première molécule. Aussi, dans ce mode de réalisation, la première molécule peut reformer un site de liaison double brin de reconnaissance de la transposase, par appariement de la première séquence de reconnaissance en 5’ de la première molécule et la première séquence de reconnaissance en 3’ de la molécule. La deuxième molécule quant à elle devra s’apparier avec la première molécule pour reconstituer le deuxième site de liaison double brin de la transposase à l’aide de la deuxième séquence de reconnaissance en 3’ de la première molécule et la deuxième séquence complémentaire de reconnaissance de la transposase localisée en 5’ de deuxième molécule. La représente schématiquement ce mode de réalisation. Il est également possible de d’envisager un autre mode de réalisation avantageux du complexe selon l’invention dans lequel la première molécule comprend en 5’ une première séquence complémentaire de d’un premier site de reconnaissance de la transposase, suivi par premier site de reconnaissance de la transposase. En outre, en 3’, la première molécule comprend un deuxième site de reconnaissance de la transposase. La deuxième molécule quant à elle reste inchangée par rapport au mode de réalisation précédemment décrit. Ici, la partie 5’ de la première molécule se repliera sur elle-même de sorte à reconstituer, par appariement, un site double brin de reconnaissance de la transposase à l’aide du premier site de reconnaissance et de la séquence complémentaire immédiatement adjacente. Ce mode de réalisation est présenté en . Un mode réalisation similaire additionnel existe où la première molécule comprend en 5’ la première séquence complémentaire du premier site de la transposase suivi immédiatement par le premier site de reconnaissance de la première transposase. De manière avantageuse, la transposase susmentionné est une transposase de type bactérienne choisie parmi la transposase du transposon Tn5, la transposase du transposon Tn9, la transposase du transposon Tn10, Tn903, Tn602 ou encore la transposase du transposon Tc1, ou plus généralement de la superfamille des transposons mariner. D’autres exemples de transposases qui peuvent être utilisés dans le cadre de l’invention sont : la transposase de Vibrio harveyi (transposase caractérisée par Agilent et utilisé dans le produit SureSelect QXT), la transposase MuA et un site de reconnaissance de la transposase Mu comprenant les séquences terminales R1 et R2, la transposase du transposon Tn552 de Staphylococcus aureus, la transposase du transposon Tn7, la transposase Tn/O et IS10, la transposase du transposon Tn3. La transposase de Tn5 est la plus connue. Elle est codée par le gène Tnp du transposon Tn5. La transposase initie la transposition en formant un dimère de transposase qui se fixe sur ses séquences cibles. Dans le contexte de ce complexe, la transposase catalyse ensuite quatre réactions de transfert de phosphoryle (coupure d'ADN, formation en épingle à cheveux d'ADN, résolution en épingle à cheveux et transfert de brin dans l'ADN cible) entraînant l'intégration du transposon dans son nouveau site d'ADN : il s’agit de la tagmentation. C’est sur le principe de cette tagmentation que l’invention repose. En utilisant les propriétés de tagmentation des transposases, il est possible d’insérer une séquence dans une autre de manière ciblée, grâce au complexe susmentionné. Aussi dans le cadre de l’invention, lorsqu’il est fait référence à une transposase, il est fait référence à l’une des transposases susmentionnées, à savoir les transposases des transposons Tn5, Tn9, Tn10 ou Tc1/mariner (ou transposases mutées afin d’augmenter leur activité de transposition ou de tagmentation). Dans l’invention, lorsque plusieurs transposases sont utilisées simultanément, l’une se liant au complexe formé par la première molécule et à la troisième molécule, et l’autre se liant au complexe formé par la deuxième molécule et la troisième molécule, on privilégiera les couples de transposases issus de transposons Tn5 et Tn10. Dans un mode de réalisation avantageux, l’invention concerne un kit comprenant un vecteur permettant l’expression de la première molécule du complexe susmentionné, et un vecteur permettant l’expression de la deuxième molécule susmentionnée. Dans le cadre de ce kit, les vecteurs sont des molécules préférentiellement circulaires, d’ADN double brin qui possèdent tous les éléments permettant leur réplication dans des cellules hôtes (procaryotes et ou eucaryotes) et qui disposent d’éléments permettant l’expression de la première ou de la deuxième molécule du complexe susmentionnés. Dans l’hypothèse où une première molécule et une deuxième molécule doivent être sous la forme de molécules d’ADN simple brin, la séquence de chacune desdites première et deuxième molécules sont sous contrôle d’une permettant la synthèse d’ADN simple brin à partir d’ADN double brin. C’est le cas par exemple de la séquence d’origine de réplication du bactériophage f1 contenue dans les vecteurs de type phagemide. E présence d’un phase auxiliaire M13, qui porte tous les gènes nécessaires pour l’activation de la séquence f1, le vecteur va donc produire de l’ADN simple brin à partir de l’ADN de plasmide double brin. Le kit peut donc contenir soit deux vecteurs indépendant contenant chacun la séquence de l’une ou l’autre des première et deuxième molécules formant le complexe susmentionné, soit un seul vecteur comprenant les deux séquences, mais isolées génétiquement entre elles. Le kit susmentionné peut également contenir d’autres éléments tels qu’une transposase permettant la transposition. De manière avantageuse, le complexe susmentionné est tel que la première et la deuxième séquence de reconnaissance de la transposase est une séquence de reconnaissance de la transposase de Tn5 ayant l’une des séquences suivantes : - CTGtCTCTTataCAcAtcT (SEQ ID NO : 1), - CTGACTCTTataCACAagT (SEQ ID NO : 2), et - CTGtCTCTTgatCAgATCT (SEQ ID NO : 3). En conséquence les séquences complémentaires correspondantes sont les suivantes : - AgaTgTGtatAAGAGaCAG (SEQ ID NO : 4), - ActTGTGtatAAGAGTCAG (SEQ ID NO : 5), et - AGATcTGatcAAGAGaCAG (SEQ ID NO : 6). De manière avantageuse, le premier domaine riche en G/C de la première molécule correspond à la séquence suivante GGCGATCGC de sorte que le deuxième domaine riche en G/C, qui est complémentaire à la séquence suivante GCGATCGCC Dans un mode de réalisation avantageux, les séquences riches en A/T de la première molécule dudit complexe sont constituées essentiellement, ou constituées de A ou de T. De manière encore plus avantageuse, la séquence riche en A/T de la première molécule dudit complexe est constituée de T. De manière encore plus avantageuse, le complexe susmentionné est tel qu’il comprend la séquence suivante correspondant à la première molécule : 5’-TGCAGCTGCTGTCTCTTATACACATCTTTTTTTTTTTTTTTTTTTTTTTTTTTTGGCGATCGCTTTTTTTTTTTTTTTTTTTT X TTTTTTTTTTTTTTTTTTTTGCGATCGCCTTTTTTTTTTTTTTTTGATACATGTTT AGATGTGTATAAGAGACAG CTGTAAGC-3’ (SEQ ID NO : 7), où X représente aucun nucléotide, deux nucléotides ou au moins un site de restriction. En encadré est représentée le premier site de liaison à la transposase et le deuxième site de liaison à la transposase est représenté souligné. De manière encore plus avantageuse, le complexe susmentionné est tel qu’il comprend la séquence suivante correspondant à la deuxième molécule : 5’- AGATGTGTATAAGAGACAG CAGCTGCAGACAAAGCTTACAGCTGTCTCTTATACACATCTTTTTTTTTTTTTTTTTTTTTTTcatatgccaagt Y -3’ (SEQ ID NO : 8) où Y représente aucun nucléotide, deux nucléotides ou au moins un site de restriction. En encadré est représentée le premier site de liaison à la transposase et le deuxième site de liaison à la transposase est représenté souligné. De manière avantageuse, le complexe susmentionné est tel qu’il comprend la séquence suivante correspondant à la première molécule : 5’-ATCATCCTGTCTCTTATACACATCTTTTTTTTTTTTTTTTTTGATAGTAG CTGTCTCTTATACACATCT TTTTTTTTTTTTTTTTTTTTTTGGCGATCGCTTTTTTTTTTTTTTTT X TTTTTTTTTTTTTTTTGCGATCGCCTTTTTTTTTTTTTGATACATTT AGATGTGTATAAGAGACAG GATGAT-3’ (SEQ ID NO : 9) où X représente aucun nucléotide, deux nucléotides ou au moins un site de restriction. En encadré est représentée la séquence complémentaire du premier site de liaison transposase et le deuxième site de liaison à la transposase est représenté souligné, et en italique souligné le premier site de liaison à la transposase. Dans ce mode de réalisation, le complexe susmentionné est tel qu’il comprend la séquence suivante correspondant à la deuxième molécule : 5’- Y acttggTTAATTAATTTTTTTTTTTTTTTTTTTTTTGATGTGTATA AGAGACAGCTACTATC -3’ (SEQ ID NO : 10) où Y représente aucun nucléotide, deux nucléotides ou au moins un site de restriction. La séquence complémentaire du deuxième site de liaison à la transposase est représenté souligné. Dans un autre aspect, l’invention concerne un ensemble comprenant - une première molécule d’acides nucléiques simple brin comprenant ou constituée essentiellement d’une séquence A permettant l’insertion d’une séquence complémentaire d’un acide nucléique d’intérêt, ou comprenant une séquence complémentaire d’un acide nucléique d’intérêt, ladite séquence complémentaire étant liée en 5’ à une première séquence riches en A/T, notamment riches en T, de 40 à 60 nucléotides de long et en 3’ à une deuxième séquence riches en A/T, notamment riches en T, de 40 à 60 nucléotides de long, lesdites première et deuxième séquences riches en A/T, notamment riches en T, comprenant respectivement un premier et un deuxième domaine de 6 à 12 nucléotides riches en G-C, la séquence du premier domaine étant complémentaire de la séquence du deuxième domaine, ledit premier et deuxième domaine étant positionnés de 15 à 52 nucléotides de ladite séquence A, ladite première molécule comprenant en son extrémité 5’ au moins une première séquence orientés 5’-3’ de reconnaissance d’une transposase et en son extrémité 3’ une deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase, - une deuxième molécule d’acides nucléiques simple brin comprenant ou constituée essentiellement d’une séquence B permettant l’insertion d’une séquence complémentaire d’un acide nucléique d’intérêt, ou comprenant une séquence complémentaire d’un acide nucléique d’intérêt, ladite séquence B complémentaire étant liée en 5’ à une troisième séquence riche en T de 40 à 60 nucléotides de long et en 3’ à une quatrième séquence riche en T de 40 à 60 nucléotides de long, ladite troisième et quatrième séquence riche en T comprenant respectivement un troisième et un quatrième domaine de 6 à 12 nucléotides riches en G-C, la séquence du troisième domaine étant complémentaire de la séquence du quatrième domaine, ledit troisième et quatrième domaine étant positionnés de 15 à 52 nucléotides de ladite séquence B, ladite deuxième molécule comprenant en son extrémité 5’ au moins la première séquence orientés 5’-3’ de reconnaissance de ladite transposase et en son extrémité 3’ la deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase, ladite séquence B étant une séquence complémentaire dudit acide nucléique d’intérêt, la séquence A étant positionnée en 5’ d’une région d’intérêt dudit acide nucléique d’intérêt et la séquence B positionnée en 3’ de la région d’intérêt dudit acide nucléique d’intérêt, et - une troisième molécule simple brin comprenant dans sa partie 5’, au moins une séquence complémentaire de ladite deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase (de la première molécule), dans sa partie 3’ au moins une séquence complémentaire de ladite première séquence de reconnaissance de ladite transposase (de la deuxième molécule), et - une région située entre séquence complémentaire de ladite deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase (de la première molécule) et la séquence complémentaire de ladite première séquence de reconnaissance de ladite transposase (de la deuxième molécule) permettant l’insertion d’une molécule d’acide nucléique de remplacement (simple brin), les première et troisième molécules d’acides nucléiques simple brin étant appariées selon la complémentarité des bases définie par Watson et Crick de sorte à définir deux sites double brin de liaison de ladite transposase et les deuxième et troisième molécules d’acides nucléiques simple brin étant appariées selon la complémentarité des bases définie par Watson et Crick de sorte à définir deux sites double brin de liaison de ladite transposase. L’ensemble susmentionné comprend donc le complexe moléculaire décrit ci-dessus. Aussi tous les modes de réalisation et détails techniques décrits ci-dessus pour le complexe moléculaire s’appliquent mutatis mutandis à l’ensemble susmentionné. Dans cet aspect de l’invention il est décrit un ensemble de trois molécules permettant de réaliser un remplacement précis d’une séquence contenue dans un acide nucléique d’intérêt par une séquence choisie. L’ensemble selon l’invention est basé sur le complexe sus-décrit, celui-ci étant complété d’une troisième molécule similaire à la première molécule. La illustre schématiquement l’ensemble selon l’invention La première molécule du complexe correspond à la première molécule de l’ensemble, la deuxième molécule du complexe correspond à la troisième molécule de l’ensemble et la troisième molécule de l’ensemble est ajoutée et est structurellement similaire à la première molécule de l’ensemble ou du complexe. L’ensemble selon l’invention, lorsque les trois molécules sont correctement appariées, comprend deux paires de sites de liaison double brin de reconnaissance d’une transposase : - la première paire étant obtenue par l’hybridation de la première molécule avec la troisième molécule, et - la seconde paire étant obtenue par l’hybridation de la deuxième molécule avec la troisième molécule. La séquence A contenue dans la première molécule de l’ensemble est complémentaire du même brin de l’acide nucléique qui est complémentaire de la séquence B contenu dans la deuxième molécule. En d’autres termes, la séquence A contenu dans la première molécule et la séquence B contenue dans la deuxième molécule sont capable de s’hybrider au même acide nucléique simultanément, car les deux séquences A et B ne reconnaissent pas la même séquence. Pour clarifier encore plus le propos, l’intérêt de l’ensemble défini dans la présente invention est de proposer une première molécule et une deuxième molécule, toutes deux telles que définies ci-dessus, les séquences A et B respectives étant telles qu’elles sont capables de reconnaître pour l’une, une séquence localisée en 5’ de la séquence cible de l’acide nucléique d’intérêt et pour l’autre, une séquence localisée en 3’ de la même séquence cible de l’acide nucléique d’intérêt. Les séquences A et B sont donc complémentaires de régions bordant la séquence d’intérêt, que l’on souhaite remplacer, de la molécule d’acide nucléique d’intérêt. Les première et deuxièmes molécules d’intérêt sont donc essentielles pour cibler spécifiquement la molécule d’intérêt, afin d’encadrer la séquence à remplacer. La troisième molécule de l’ensemble, quant à elle, est celle qui apporte la molécule d’acide nucléique qui contient la séquence de remplacement. D’un point de vue mécanistique, l’ensemble selon l’invention est tel qu’il est constitué de ses trois molécules, la première et la deuxième molécule étant structurellement organisées dans l’espace de sorte que leurs régions riches en G/C soient appariées. De part et d’autre de la troisième molécule, c’est à dire en 5’ et en 3’, du faite de l’hybridation avec les première et deuxième molécules, deux paires de site de liaison à une transposase permettent, lorsqu’elle est présente, à des dimères de transposases de lier à l’ensemble. On notera que les sites de liaison à la transposase de la première molécule peuvent être les mêmes que ceux de la deuxième molécule, ou être différents. Dans le cas où les séquences de liaison sont les mêmes, les dimères de transposases en 5’ de la troisième molécule (par hybridation de la partie 5’ de la troisième molécule avec la première molécule), et en 3’ de la troisième molécule (par hybridation de la partie 3’ de la troisième molécule avec la deuxième molécule) seront les mêmes. Aussi, à titre d’exemple, si les sites de liaison sont tous des sites de liaison de la transposase de Tn5, l’ensemble sera associé à 2 dimères de transposases de Tn5. Il est également possible que les sites de liaison de la première molécule et de la deuxième molécule ne reconnaissent pas la même transposase. Dans ce cas, et selon la définition de l’ensemble donnée ci-dessus, la partie 5’ de la troisième molécule formera par hybridation avec la première molécule deux sites double brin de liaison à une première transposase, et partie 3’ de la troisième molécule formera par hybridation avec la deuxième molécule deux sites double brin de liaison à une deuxième transposase. Si maintenant l’ensemble susmentionné, lié à deux dimères de transposase est mis en présence d’une molécule d’acide nucléiques d’intérêt dont la partie 5’ est complémentaire de la séquence A de la première molécule de l’ensemble et dont la partie 3’ est complémentaire de la séquence B de la deuxième molécule de l’ensemble, alors il y aura appariement entre la molécule d’acide nucléiques d’intérêt et l’ensemble au niveau des régions A et B sus-décrites. Cette interaction aura pour conséquence de rompre l’interaction des deux séquences riches en G/C de chacune des première et deuxième molécules de l’ensemble. Dès lors, la troisième molécule et la molécule d’acide nucléiques d’intérêt seront rapprochée spatialement et les transposases pourront exercer leur activité de tagmentation, dont le résultat sera le remplacement de la séquence de la molécule d’intérêt, bordée par les séquences complémentaires des séquences A et B, par la séquence de la troisième molécule de de l’ensemble, qui se trouve entre les demi-sites de liaison à la /aux transposases en 5’ et en 3’. Dans l’invention, les premières molécules, deuxièmes molécules et troisième molécule de l’ensemble sont avantageusement des molécules constituées de désoxyribonucléotides, afin de former des molécules d’ADN simple brin. De manière encore plus avantageux, les premières molécules, deuxièmes molécules et troisième molécule de l’ensemble sont des molécules hybrides ADN/ARN, où, le « squelette » des molécules est de l’ADN, et les séquences de reconnaissance A et B de la molécule d’acide nucléique d’intérêt, et la région centrale de la troisième molécule sont de l’ARN. Ceci est particulièrement avantageux lors que le remplacement de séquence que permet l’invention doit se faire directement sur une molécule d’ARN. La - A illustre l’interaction entre la molécule d’intérêt et l’ensemble selon l’invention. Dans un aspect particulier, de l’invention, la première molécule de l’ensemble peut contenir dans sa partie 5’, plus précisément entre le premier site de liaison à la transposase et la région A, un ou plusieurs nucléotides modifiés. De la même manière la troisième molécule de l’ensemble peut contenir dans sa partie 3’, plus précisément entre le premier site de liaison à la transposase et la région 3, un ou plusieurs nucléotides modifiés. Ce nucléotide modifié est notamment modifié par greffage d’une chaine carbonée substituée avec une étiquette protéique, ou tag en anglais, ou encore une molécule permettant une interaction spécifique telle que la streptavidine ou la biotine. De telles modifications permettent alors de lier spécifiquement à la première molécule de l’ensemble des enzymes qui peuvent servir à favoriser la tagmentation, et le remplacement de séquence. Il sera particulièrement avantageux d’avoir par exemple un greffage steptatvidine, qui permettra de greffer une hélicase biotinylée (inversement hélicase greffée à la streprepatvidine et nucléotide biotinylé) servant à ouvrir une molécule double brin. Il est également possible d’envisager le greffage avec une ligase biotinylée (ou couplé à la steptavidine), afin de relier le brin recombiné coté 3’. Il est également possible d’associer à la première molécule ou à la deuxième molécule de l’ensemble un oligonucléotide, de sorte que ledit oligonucléotide s’appariera sur une région prédéterminée de la dite première ou deuxième molécule. Cet oligonucléotide est alors avantageusement couplé à une molécule de greffage comme expliqué ci-dessus. L’ensemble sus-décrit est approprié pour un remplacement de séquence simple brin, comme par exemple le remplacement d’une séquence sur une molécule d’ADN simple brin ou d’un ARN. Pour remplacer les deux brins d’une molécule double brin, il sera alors utile d’utiliser deux en ensemble susmentionnés, ces deux ensembles étant tels que - le premier ensemble comprend la première la deuxième et la troisième molécule telles que définis ci-dessus, - le deuxième ensemble comprend une quatrième, une cinquième et une sixième séquence, de sorte que : - la troisième et la sixième séquence comprennent chacune un brin de la séquence de remplacement, ces séquences étant complémentaires selon l’appariement de Watson et Crick ; - la première et la quatrième séquence comprennent, dans la région A et la région A’ (la région A’ étant l’équivalent de la quatrième molécule de la région A de la première molécule) une séquence reconnaissant la partie 5’ de la région à remplacer et la partie 3’ du brin complémentaire de la région à remplacer, respectivement, et - la deuxième et la cinquième séquence comprennent, dans la région B et la région B’ (la région B’ étant l’équivalent de la cinquième molécule de la région B de la deuxième molécule) une séquence reconnaissant la partie 3’ de la région à remplacer et la partie 5’ du brin complémentaire de la région à remplacer, respectivement, Ce double complexe ou ce double ensemble est alors représenté en - A. Dans encore un autre aspect, l’invention concerne un kit, ou une trousse, comprenant au moins un vecteur permettant l’expression d’une recombinase et les première, deuxième et troisième molécules de l’ensemble tel que défini ci-dessus. Le kit est composé soit d’un contenant comprenant les 3 molécules de l’ensemble, ou plusieurs contenant séparés. La transposase contenu dans le kit susmentionné est une transposase capable de reconnaître les sites de liaison formés par l’interaction entre la première molécule et la troisième molécule du complexe, et/ou la deuxième molécule et la troisième molécule du complexe. Dans l’hypothèse ou le complexe est tel qu’il contient deux sites de liaison pour deux transposases différentes, le kit comprendra alors deux vecteurs différents chacun codant une des transposases. Le kit peut également contenu en outre, comme discuté plus haut, d’autres enzymes, comme par exemple une hélicase, ou une ligase. Le kit selon l’invention avantageusement comprend de quoi former deux ensembles tels que défini ci-dessus. L’invention concerne également l’utilisation de l’ensemble tel que défini ci-dessus, pour l’ingénierie des acides nucléiques, notamment pour la substitution d’une séquence cible par une séquence d’intérêt. L’utilisation susmentionnée est notamment sous réserve qu’elle ne comprenne pas un procédé pour la modification de l’identité génétique germinale d’êtres humains et/ou que ladite utilisation ne soit pas une méthode pour le traitement du corps humain ou animal par une chirurgie ou une thérapie. Comme expliqué ci-dessus l’ensemble susmentionné permet de cibler spécifiquement une région cible et de la remplacer par une séquence d’intérêt, en utilisant les propriétés de tagmentation des transposases. L’ensemble selon l’invention est notamment avantageux dans le pour réaliser des modifications géniques ciblées (et en particulier des remplacements de gène, ou de séquences non codantes) chez différents organismes vivants, par exemple chez la plante pour obtenir des plantes transgéniques, ou chez l’animal pour réaliser des modèles de maladies humaines, ou des outils thérapeutiques vivants, permettant de tester des médicaments sous réserve qu’il ne s’agisse pas d’un procédé pour la modification de l’identité génétique germinale d’êtres humains et qu’il ne s’agisse pas d’une méthode pour le traitement du corps humain ou animal par une chirurgie ou une thérapie. En outre l’invention concerne l’ensemble susmentionné, pour son utilisation en tant que médicament, plus particulièrement en tant que médicament de thérapie génique, notamment pour traiter ou prévenir une maladie liée à une modification d’un acide nucléique Puisque l’ensemble susmentionné permet la substitution de séquence de manière spécifique, il est possible de concevoir des premières et deuxièmes molécules reconnaissant spécifiquement un gène muté, par une modification telle qu’une substitution, une délétion ou une insertion, et de concevoir une troisième molécule comprenant la séquence sauvage de référence dudit gène muté. Aussi, en présence de la transposase appropriée, il sera possible de remplacer la séquence du gène muté par la séquence sauvage, et ainsi traiter un individu atteint d’une maladie, dont la cause est la mutation dudit gène. L’invention concerne également l’utilisation du complexe susmentionné, pour la fabrication d’un médicament pour traiter ou prévenir une maladie liée à une modification d’un acide nucléique. Ces médicaments ne sont pas destinés à modifier l’identité germinale des êtres humains, et ne sont pas non plus destinés à créer de la souffrance injustifiée chez les animaux. L’invention concerne par ailleurs une méthode, notamment in vitro, de remplacement d’une région cible d’une molécule d’acide nucléique par une région d’intérêt d’une autre molécule d’acide nucléique, de sorte à obtenir une molécule d’acide nucléique hybride, ladite méthode comprenant : - la mise en contact d’un ensemble tel que défini ci-dessus, avec l’acide nucléique comprenant la région cible, ledit ensemble étant tel que la séquence A de ladite première molécule comprend une séquence complémentaire de la région immédiatement en 5’ de la région cible, la séquence B de ladite première molécule comprend une séquence complémentaire de la région immédiatement en 3’ de la région cible, et la troisième molécule comprend ladite région d’intérêt dans la région située entre séquence complémentaire de ladite deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase de la première molécule et la séquence complémentaire de ladite première séquence de reconnaissance de ladite transposase de la deuxième molécule, afin d’obtenir un complexe de remplacement, - la mise en présence du complexe de remplacement avec une transposase reconnaissant les sites double brin de liaison de ladite transposase contenus dans ledit ensemble, pour obtenir un complexe de recombinaison, et - la recombinaison du complexe de combinaison pour obtenir la molécule d’acide nucléique hybride comprenant la région d’intérêt à la place de la région cible. Il est à noter que lors du remplacement, c’est à dire la tagmentation par la transposase, l’extrémité 3’ du fragment de remplacement sera lié par liaison phosphodiester à l’extrémité 5’ de la séquence qui suit immédiatement la séquence qui a été remplacée. Cette ligation est opérée lors de la tagmentation. A l’inverse, l’extrémité 3’ de la séquence localisée juste avant la séquence remplacée et l’extrémité 5’ du brin de remplacement ne seront pas liées entre elles. Aussi, pour finaliser le remplacement, il sera nécessaire, à l’aide d’une ligase, de relier ces deux extrémités. Il est à noter par ailleurs qu’au niveau du site de remplacement la molécule de remplacement est bordée en 3’ et en 5’ par une séquence de reconnaissance de la transposase. Le mécanisme de remplacement pour une cible simple brin est représenté à la . Dans un premier temps, l’ensemble constitué e la première, de la deuxième et de la troisième molécule, comprenant respectivement la région complémentaire de la partie 5’ de la séquence cible, la respectivement la région complémentaire de la partie 3’ de la séquence cible, et la séquence d’intérêt, sont organisées dans l’espace de sorte que les régions complémentaires riches en G-C de la première molécule sont appariées entre elles et celles de la deuxième molécule sont appariées entre elles ( - A). En présence de la séquence cible, les régions complémentaires de la partie 5’ et de la partie 3’ de la séquence cible, contenues respectivement dans les première et deuxième molécules vont s’apparier avec leur région complémentaire respective de sorte à former un complexe quatrimoléculaire contenant la molécule cible, et les trois molécules de l’ensemble. L’interaction (ou l’appariement) enter les premières et deuxièmes molécules et leurs cibles a pour effet de rompre l’interaction des régions riches en G-C, de sorte que les sites de liaison à la transposase, sur lesquelles sont positionnés les dimères de transposases se retrouvent spacialement proche de la molécule cible. Les transposases vont alors pouvoir exercer leur activité et couper à la fois la molécule cible et la molécule d’intérêt (entre les deux sites de liaison) comme le montre la - B. Dès lors la tagmentation va s’opérer de sorte que - l’extremité 3’ de la troisième molécule va être liée à l’extrémité 5’ libre générée par la transposase dans la région en 3’ de la séquence cible. Cette jonction sera covalente par ligation des deux extrémités, - l’extrémité 5’ de la troisième molécule va être mise en regard de l’extrémité 3’ libre générée par la transposase dans la région en 5’ de la séquence cible. Une délétion de 9 paires de bases est générée par la transposase région en 5’ de la séquence cible (représentée par le cercle en pointillés sur la - C). Afin de recouvrer une molécule entière avec une la séquence d’intérêt située entre les régions en 5’ et en 3’ de la séquence cible initiale, une ligation sera nécessaire. La molécule finale, issue de la tagmentation, sera constituée, dans le sens 5’->3’ d’une partie de la région 5’ de la séquence cible initiale, en partie délétée de 9 paires de bases, suivie de la deuxième séquence de liaison à la transposase, suivi de la séquence d’intérêt elle-même suivie de la première séquence de liaison à la transposase et enfin une partie de la région 5’ de la séquence cible initiale. Dans encore un autre aspect, l’invention concerne une méthode, notamment in vitro ou ex vivo, d’édition du génome d’une cellule, permettant de remplacer un fragment spécifique de l’ADN double brin dudit génome de ladite cellule par un autre fragment d’ADN double brin d’intérêt, pour obtenir un génome hybride recombiné comprenant l’autre fragment d’ADN double brin d’intérêt à la place du fragment spécifique de l’ADN double brin, ladite méthode comprenant : - la préparation d’un premier ensemble tel que défini ci-dessus, où la séquence A de la première molécule comprend une séquence complémentaire de la région adjacente en 5’ du fragment spécifique ; où la séquence B de la deuxième molécule comprend une séquence complémentaire de la région adjacente en 3’ du fragment spécifique ; et où la troisième molécule comprend, entre la région située entre séquence complémentaire de ladite deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase de la première molécule et la séquence complémentaire de ladite première séquence de reconnaissance de ladite transposase de la deuxième molécule, une séquence d’un des brins dudit fragment spécifique ; - et éventuellement la préparation d’un deuxième ensemble tel que défini ci-dessus, où la séquence A de ladite région complémentaire de la première molécule du deuxième ensemble comprend une séquence complémentaire de la région adjacente en 5’ du fragment spécifique ; où la séquence B de ladite région complémentaire de la deuxième molécule du deuxième ensemble comprend une séquence complémentaire de la région adjacente en 3’ du fragment spécifique ; et où la troisième molécule du deuxième ensemble comprend, entre la région située entre séquence complémentaire de ladite deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase de la première molécule du deuxième ensemble et la séquence complémentaire de ladite première séquence de reconnaissance de ladite transposase de la deuxième molécule du deuxième ensemble, la séquence du brin complémentaire dudit fragment spécifique contenu dans le troisième séquence du premier ensemble ; où la séquence complémentaire de la région adjacente en 5’ du fragment spécifique contenue dans la région A de la première molécule du premier ensemble est au plus complémentaire à 95% de la séquence complémentaire de la région adjacente en 5’ du fragment spécifique contenue dans la région A de la première molécule du deuxième ensemble ; et où la séquence complémentaire de la région adjacente en 3’ du fragment spécifique contenue dans la région B de la première molécule du premier ensemble est au plus complémentaire à 95% de la séquence complémentaire de la région adjacente en 3’ du fragment spécifique contenue dans la région B de la première molécule du deuxième ensemble ; pour obtenir un complexe de recombinaison ; - la mise en contact de ladite cellule avec ledit complexe de recombinaison, pour obtenir une cellule prête à être éditée, - l’expression dans ladite cellule prête à être éditée de ladite transposase, pour obtenir une cellule éditée, - la sélection de la cellule éditée, où le génome de ladite cellule éditée comprend à la place du fragment spécifique de l’ADN double brin l’autre fragment d’ADN double brin d’intérêt, sous réserve que ladite méthode ne soit pas un procédé pour la modification de l’identité génétique germinale d’êtres humains et que ladite méthode ne soit pas une méthode pour le traitement du corps humain ou animal par une chirurgie ou une thérapie. De manière avantageuse, l’invention concerne une méthode d’édition du génome d’une cellule, permettant de remplacer un fragment spécifique de l’ADN double brin dudit génome de ladite cellule par un autre fragment d’ADN double brin d’intérêt, pour obtenir un génome hybride recombiné comprenant l’autre fragment d’ADN double brin d’intérêt à la place du fragment spécifique de l’ADN double brin, ladite méthode comprenant : - la préparation d’un premier ensemble tel que défini ci-dessus, où la séquence A de la première molécule comprend une séquence complémentaire de la région adjacente en 5’ du fragment spécifique ; où la séquence B de la deuxième molécule comprend une séquence complémentaire de la région adjacente en 3’ du fragment spécifique ; et où la troisième molécule comprend, entre la région située entre séquence complémentaire de ladite deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase de la première molécule et la séquence complémentaire de ladite première séquence de reconnaissance de ladite transposase de la deuxième molécule, une séquence d’un des brins dudit fragment spécifique ; - et la préparation d’un deuxième ensemble tel que défini ci-dessus, où la séquence A de ladite région complémentaire de la première molécule du deuxième ensemble comprend une séquence complémentaire de la région adjacente en 5’ du fragment spécifique ; où la séquence B de ladite région complémentaire de la deuxième molécule du deuxième ensemble comprend une séquence complémentaire de la région adjacente en 3’ du fragment spécifique ; et où la troisième molécule du deuxième ensemble comprend, entre la région située entre séquence complémentaire de ladite deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase de la première molécule du deuxième ensemble et la séquence complémentaire de ladite première séquence de reconnaissance de ladite transposase de la deuxième molécule du deuxième ensemble, la séquence du brin complémentaire dudit fragment spécifique contenu dans le troisième séquence du premier ensemble ; où la séquence complémentaire de la région adjacente en 5’ du fragment spécifique contenue dans la région A de la première molécule du premier ensemble est au plus complémentaire à 95% de la séquence complémentaire de la région adjacente en 5’ du fragment spécifique contenue dans la région A de la première molécule du deuxième ensemble ; et où la séquence complémentaire de la région adjacente en 3’ du fragment spécifique contenue dans la région B de la première molécule du premier ensemble est au plus complémentaire à 95% de la séquence complémentaire de la région adjacente en 3’ du fragment spécifique contenue dans la région B de la première molécule du deuxième ensemble ; pour obtenir un complexe de recombinaison ; - la mise en contact de ladite cellule avec ledit complexe de recombinaison, pour obtenir une cellule prête à être éditée, - l’expression dans ladite cellule prête à être éditée de ladite transposase, pour obtenir une cellule éditée, - la sélection de la cellule éditée, où le génome de ladite cellule éditée comprend à la place du fragment spécifique de l’ADN double brin l’autre fragment d’ADN double brin d’intérêt, sous réserve que ladite méthode ne soit pas un procédé pour la modification de l’identité génétique germinale d’êtres humains et que ladite méthode ne soit pas une méthode pour le traitement du corps humain ou animal par une chirurgie ou une thérapie. Dans la mesure où cette méthode d’édition du génome repose sur la méthode de replacement d’une molécule simple ci-dessus décrite, et utilisant un ensemble sus-décrit, toutes les caractéristiques détaillées précédemment et toutes les variantes s’appliquent ici mutatis mutandis . Dans cet aspect de l’invention, il est à noter que la première molécule de l’ensemble considéré (premier ou deuxième) est toujours positionnée en 5’ de la troisième molécule dudit ensemble considéré. Aussi, la première molécule du premier ensemble se retrouvera « au-dessus » de la deuxième molécule du deuxième ensemble, et réciproquement. Aussi, les orientation 5’->3’ susmentionnées permettent de positionner correctement la séquence d’intérêt par rapport à la séquence cible. L’édition du génome (de l’anglais genome editing ) consiste à modifier le génome d’une cellule avec une grande précision. Il est possible d’inactiver un gène, d’introduire une mutation ciblée, de corriger une mutation particulière ou d’insérer un nouveau gène. Cette technique de génie génétique fait appel à des nucléases, ici la transposse, capable de couper des acides nucléiques au niveau des liaisons phosphodiesters. Dans le cadre de l’invention, et comme expliqué précédemment, les première et deuxième molécules de l’ensemble selon l’invention permettent de positionner l’ensemble au niveau de la région cible de sorte à encadrer la région cible pour qu’elle soit remplacée par la séquence d’intérêt contenue dans la troisième séquence. Dans le cadre de l’édition d’une molécule double brin, il est nécessaire de disposer, pour remplacer simultanément les deux brins de la molécule cible de disposer de deux ensembles selon l’invention, chaque ensemble ciblant spécifiquement l’un des deux brins de la molécule cible. Il est à noter que la séquence complémentaire contenu dans la séquence A de la première molécule du premier ensemble n’est complémentaire de la séquence complémentaire contenu dans la séquence A de la première molécule du deuxième ensemble. De même, la séquence B de la deuxième molécule du premier ensemble n’est complémentaire de la séquence complémentaire contenu dans la séquence B de la deuxième molécule du deuxième ensemble. En outre, il est avantageux que la séquence complémentaire contenue dans la séquence A de la première molécule du premier ensemble soit décalée par rapport à la séquence complémentaire contenue dans la séquence B de la deuxième molécule du premier ensemble, ces deux molécules étant l’une « au-dessus » de l’autre. Cela signifie que la région de reconnaissance de ces séquences complémentaires est au maximum de 95%. Autrement dit, si la séquence complémentaire contenue dans ladite séquence A et ladite séquence B fait vingt nucléotides, les séquences complémentaires ne seront complémentaires entre elles qu’au plus de 19 nucléotides. Il est toutefois préférable que ces régions complémentaires soient le moins possible complémentaires entre elles, voire pas du tout complémentaires entre elles. Afin de bien illustrer ce propos, si l’on considère la partie 5’ de la séquence cible comme comprenant 40 nucléotides, alors il serait approprié que la région complémentaire contenue dans la séquence A de la première molécule du premier ensemble soit complémentaire des 20 premiers nucléotides, alors que la région complémentaire contenue dans la séquence B de la deuxième molécule du deuxième ensemble soit complémentaire des 20 derniers nucléotides de la séquence complémentaire la partie 5’ de la séquence cible. Ce décalage, même si les orientations de séquences ne le permettent pas, évitent toute mauvaise orientation de la séquence d’intérêt. La séquence des étapes de tagmentation et la résultante sont décrites en . Afin d’obtenir la molécule finale, et du fait de la délétion de 9 paires de base en 5’ suite à la tagmentation, il sera nécessaire que la cellule mobilise le système de réparation, afin de combler le trou, notamment en utilisant une ADN polymérase qui recopiera le brin complémentaire dont l’extrémité 3’ a été liée lors de la tagmentation. Brève description des figures L'invention sera mieux comprise à la lecture des exemples et des figures suivantes : la est une représentation schématique de la première molécule d’acide nucléique sous forme linéaire. Les rectangles avec des tête de flèche représentent des sites de liaison à une transposase, et les rectangles avec des barres obliques représentent les régions riches en G/C. la est une représentation schématique de la première molécule d’acide nucléique sous forme structurée. Les légendes sont les mêmes que pour la . la est une représentation schématique du complexe selon l’invention. Les légendes sont les mêmes que pour la . la est une représentation schématique de deux versions du complexe selon l’invention. Les légendes sont les mêmes que pour la . En pointillés sont représentés les différentes options. la est une représentation schématique d’un premier mode de réalisation du complexe selon l’invention. Les légendes sont les mêmes que pour la . la est une représentation schématique d’un deuxième mode de réalisation du complexe selon l’invention. Les légendes sont les mêmes que pour la . la est une représentation schématique d’un troisième mode de réalisation du complexe selon l’invention. Les légendes sont les mêmes que pour la . la est une représentation schématique d’un ensemble selon l’invention. Les légendes sont les mêmes que pour la . la est une représentation schématique de la séquence de certaines étapes de remplacement d’une séquence cible d’une molécule simple brin par une séquence d’intérêt. A : représente la molécule cible et l’ensemble non appariés. B : représente la molécule cible et l’ensemble appariés. Les transposases sont représentées en pointillés, et les coupures sont représentées par des ciseaux. Notons que la coupure sur la troisième molécule de l’ensemble se fait entre les deux sites de liaison à la transposase, de part et d’autre de la molécule (deux coupures). C : représente la molécule résultante de la tagmentation. En pointillés est représentée la délétion de 9 bases en 5’ de la région remplacée. la est une représentation schématique de la séquence de certaines étapes de remplacement d’une séquence cible d’une molécule double brin par une séquence d’intérêt, elle-même double brin. A : représente la molécule cible et l’ensemble non appariés. B : représente la molécule cible et l’ensemble appariés. Les transposases sont représentées en pointillés, et les coupures sont représentées par des ciseaux. Notons que la coupure sur la troisième molécule de l’ensemble se fait entre les deux sites de liaison à la transposase, de part et d’autre de la molécule (deux coupures). C : représente la molécule résultante de la tagmentation. En pointillés est représentée la délétion de 9 bases en 5’ de la région remplacée. la représente des gels d’agaroses montrant la tagmentation selon l’invention. a. Gel d’agarose avec 3 groupes d’échantillons ; test des différents complexes de transposases (contrôle négatif, Tn5 WT, Tn5 Me et Tn5 DREAMT, i.e. selon l’invention) avec plasmide mCherry-CD9, PCR amplification des ARNm totaux de HEK293T, et PCR amplification des ARNm totaux de HEK 293T transfectées avec le plasmide mCherry-CD9 (ajout de contrôle PCR +/-). b Gel d’agarose des différents mix de transposases (voir a.) dix fois plus concentrés sur plasmides mCherry-CD9. la représente le résultat de séquençage selon la méthode de Sanger de la bande amplifiée positive (Gel a) pour le mix Tn5 DREAMT. La séquence obtenue et le chromatogramme correspondant sont présentés. la représente un gel d’agarose avec 3 groupes d’échantillons ; test des différents complexes de transposases (contrôle négatif, Tn5 WT, Tn5 Me et Tn5 DREAMT) avec plasmide mCherry-CD9, PCR amplification d’ADNc total de HEK293T, et PCR amplification d’ADNc total de HEK 293T transfectées avec plasmide mCherry-CD9 (ajout de contrôle PCR +/-). la montre le résultat de séquençage selon la méthode de Sanger de la bande amplifiée positive (Gel ) pour le mix Tn5 DREAMT. La séquence obtenue et le chromatogramme correspondant sont présentés. la représente un gel d’agarose avec 3 groupes d’échantillons ; test des différents complexes de transposases (contrôle négatif, Tn5 WT, Tn5 Me et Tn5 DREAMT) avec plasmide mCherry-CD9, PCR amplification d’ADNc total de HEK293T, et PCR amplification d’ADNc total de HEK 293T transfectées avec plasmide mCherry-CD9 (ajout de contrôle PCR +/-). la représente le résultat de séquençage selon la méthode de Sanger de la bande amplifiée positive (Gel ) pour le mix Tn5 DREAMT. La séquence obtenue et le chromatogramme correspondant sont présentés. la représente le test du complexe UVRD-mSA/Tn5/DREAMT « nouveau design » sur le plasmide mcherry-CD9. Injection (transfection) du plasmide mCherry-CD9 aux cellules HEK 293T puis de la technologie DREAMT, recherche de changement de couleur visible (Rouge->vert comme mentionné sur la figure) la représente la transfection de la technologie selon l’invention dans la lignée cellulaire HEK 293T exprimant de manière stable mCherry-CD9, puis recherche de changement de couleur visible (Rouge->vert comme mentionné sur la figure). la représente les résultats de séquençage selon la méthode de Sanger du fragment GFP amplifié de la banque d’ADNc provenant de la lignée cellulaire mCherry-CD9+ de cellules HEK 293T transfectée avec la technologie DREAMT « nouveau design » (Cellules utilisées à J18). Exemples Exemple 1 - Mise en œuvre de l’invention in vitro . Le but de cet exemple est de montrer que l’ensemble selon l’invention permet facilement et spécifiquement de remplacer une séquence d’une molécule d’acide nucléique simple brin (ARN ou ADNc) par une séquence d’intérêt. Dans cet exemple le but est de remplacer la séquence de mCherry-CD9 par la séquence de la GFP. - Préparation de l’ensemble de recombinaison ciblant mCherry-CD9. Préparation de deux tubes séparés contenant : - pour le Tube 1 (10µL) : + 10µM l’oligonucléotide loop A (première molécule) comprenant dans la région A une séquence de reconnaissance de la séquence de mCherry ; + 10µM l’oligonucléotide A (troisième molécule) comprenant en 3’ un demi site de restriction + l’oligo reverse BSPEi Frag (10µM) -pour le Tube 2 (10µL), + 10µM l’oligonucléotide loop B (deuxième molécule) comprenant dans la région B une séquence de reconnaissance de la séquence de CD9 ; + 10µM l’oligonucléotide A (troisième molécule) comprenant en 3’ un demi site de restriction + l’oligo Nde I Frag (10µM). Les deux tubes sont alors chauffés à 95°C pendant 5 min puis laissés 1h à température ambiante. Une fois à température ambiante, le contenu des tubes est mis en présence soit de l’enzyme NdeI soit de l’enzyme BSPEi afin de permettre la digestion des sites de restriction. Les produits de digestion sont ensuite purifiés avec un kit PCR purification (élution 20µL). En parallèle, une séquence codant la GFP est amplifiée afin de disposer en 5’ et en 3’ des sites de restriction Nde I et BSPEi. Le produit de PCR est ensuite soumis à une digestion avec les eux enzymes de restriction et le produit de digestion est purifié avec un kit PCR purification (élution 20µL). Les contenus des Tubes 1 et 2 sont ensuite combinés avec le fragment GFP (amplifié et digéré) en présence de ligase du phage T4 (4µL, soit 100U) avec 5µL de T4 Buffer (10X) et 1µL ddH20, pour un volume total de réaction de 50µL. La solution est alors laissée 1h à température ambiante, puis une purification sur gel est alors réalisée pour isoler le fragment GFP le plus important, supérieur à 1kilo bases (kb), et comportant les deux molécules simple brin (première et deuxième molécules de l’ensemble) à ses extrémités 5’ et 3’, pour former un complexe de recombinaison. Le complexe de recombinaison est alors prêt à être incubé avec des dimères de transposases. En contrôle, des oligonucléotides MeA et MeB à 10µM chacun ont été préparés avec le fragment MERev (préalablement décrit par S. Picelli et al Genome Res 2014) : Tn5MErev, 5′-[phos]CTGTCTCTTATACACATCT-3′ (SEQ ID NO : 11) Tn5ME-A (Illumina FC-121-1030), 5′-TCGTCGGCAGCGTCAGATGTGTATAAGAGACAG-3′; (SEQ ID NO : 12) et Tn5ME-B (Illumina FC-121-1031), 5′-GTCTCGTGGGCTCGGAGATGTGTATAAGAGACAG-3′ (SEQ ID NO : 13) par appariement à 95°C pendant 5 min puis laissés 1h à température ambiante. Ces oligos servent de contrôle positif pour la réaction de tagmentation. Concernant la production de la transposase Tn5, elle est produite via les recommandations de la publication suivante : S. Picelli et al Genome res 2014. Les deux précédentes préparations, complexe de recombinaison et les oligos de contrôle positif ont ensuite été mélangé avec la production de transposase Tn5 via le protocole suivant : 0,125 Vol de la solution à 10µM de complexe de recombinaison ou des oligos de contrôle (ou juste de la Dialysis buffer (cf S. Picelli et al Genome res 2014) pour le Tn5 sauvage dit WT) + 0,4 Vol de solution 100% glycérol + 0,24 Vol de Dialysis buffer (cf S. Picelli et al Genome res 2014) + 0,36 Vol de solution Tn5. La réaction est alors mise 30 min de 45°C à 37°C en diminuant de 1°C toutes les 4 minutes dans un thermocycleur. Dans le même temps, plusieurs cibles ont été produites pour tester la technologie selon l’invention. Un plasmide mCherry-CD9 a été utilisé comme contrôle négatif ainsi qu’une production d’une banque d’ARNm et d’ADNc provenant de cellules HEK293T préalablement transfectées par lipofectamine 3000 avec le vecteur mCherry-CD9. Quarante-huit heures après transfection et contrôle visuel (membrane rouge du fait de l’expression de la mCherry) des cellules HEK, la population totale des ARNm est alors extraite et reverse transcrite en ADNc. Ces banques d’ARNm ou d’ADNc sont alors utilisées pour notre test « en tube » de la technologie DREAMT. Afin de caractériser et tester la technologie selon l’invention, différentes cibles d’ARNm/ADNc et plasmide ont été mises en contact avec - les dimères Tn5 WT : sans oligo, - Tn5 Me : avec oligo Me (contrôle positif) et - Tn5 Complexe : avec l’ensemble selon l’invention. Trois types de cibles ont été testées, le plasmide mCherry-CD9 et la banque d’ARNm ou d’ADNc avec ou sans transfection de mCherry-CD9. Les solutions d’ADN/ARN double ou simple brin ont été mises en contact avec les différentes solutions de Tn5 activées via la réaction suivante : - concentration X ou 10X de solution Tn5 WT, Tn5 Me, Tn5 Complexe ou même volume de ddH20 + 500ng de plasmide mCherry-CD9 ou 2µL de cDNA ou ARNm + 5X tagmentation buffer (100mM HEPES, 50 mM MgCl2, 40% PEG 3500) + ddH20 QSP 20µL. Chaque réaction de tagmentation est réalisée dans un thermocycleur à 55°C durant 7 min, puis 0.5µL de solution de protéinase k (20µg/µL) est ajoutée avant un second temp d’incubation à 55°C durant 7 min afin d’inactiver la transposase. Ainsi comme présenté sur la , une sédimentation (ligation) du bout 3’ du GFP a été effectuée vers la séquence cible mCherry. Sur le gel d’agarose , le plasmide mCherry-CD9 (Davidson Lab) a été mis en contact avec deux concentrations (X et 10X) de solution de Tn5. Comme attendu, à forte concentration (10X), le mix WT Tn5 et le contrôle positif Me Tn5 ont réalisés leur tagmentation, illustré par une dégradation du plasmide ( smear ou trainée de dégradation, disparition de la bande plasmidique). De plus, comme attendu, l’ensemble seul n’a pas pu réaliser de tagmentation (dégradation du plasmide), illustré par la préservation de la bande d’ADN sur le gel d’agarose ( ) [car elle ne comporte pas de molécule pour ouvrir le double brin d’ADN plasmidique (Hélicases) afin de réaliser un appariment sur la cible mCherry-CD9 ce qui libèrerait les molécules de Tn5 et permettrait la tagmentation]. Cette donnée permet de conclure en l’emprisonnement des dimères de Tn5 Complexe qui ne peuvent réaliser leur activité de tagmentation que par l’appariement du brin à recombiner avec le simple brin cible, ici le fragment d’ARNm mCherry-CD9. La même concentration de solution de Tn5 (X) a été utilisée avec 2µL de la banque d’ARNm (provenant des cellules HEK293T normales ou transfectées avec du mCherry CD9). Puis une PCR avec les primers Forward mCherry et Forward GFP a été réalisée (cf Tableau 1). Table 1 : Oligos utilisés pour les réactions de PCR et les contructions plasmidiques Noms Séquences 5' to 3' GFP For CTGGTCGAGCTGGACGGCGACG (SEQ ID NO : 14) GFP Rev CACGAACTCCAGCAGGACCATG (SEQ ID NO : 15) mCherry For AAGGGCGAGGAGGATAACATG (SEQ ID NO : 16) CD9 Rev GACCATCTCGCGGTTCCT (SEQ ID NO : 17) GFP Nde1 For ACTTGGCATATGATGGTGAGCAAGGGCGAGGA (SEQ ID NO : 18) GFP Nde1 Rev ACTTGGCATATGCTTGTACAGCTCGTCCAT (SEQ ID NO : 19) GFP bspei For TACAAGTCCGGAATGGTGAGCAAGGGCGAGGA (SEQ ID NO : 20) GFP bspei Rev TACAAGTCCGGACTTGTACAGCTCGTCCAT (SEQ ID NO : 21) CMV Nde1 For ACTTGGCATATGCCAAGTACGCCCCCTATTGA (SEQ ID NO : 22) UVRD For CTCTTCGCTAGCTGCCACCATGACGCGTGGCCCCAAGAAAAAGCGGAAAGTGGGACCGGCCACCATGGACGTTTCTTACCTGCTCG (SEQ ID NO : 23) UVRD Rev AACAACACGTGCCGGTGATACCCGCTTCCGCGCCTGATCCACCACCACCTGACCCACCACCAGCCACCGACTCCAGCCGGG (SEQ ID NO : 24) mSA For CTCTTCGCTAGCGCGGAAGCGGGTATCAC (SEQ ID NO : 25) mSA Rev AACAAGAATTCTTATTATTTAACTTTGGTGAAGGT (SEQ ID NO : 26) Tn5 For CTCTTCGCTAGCATGATTACCAGTGCACTGCAT (SEQ ID NO : 27) Tn5 Rev AACAAGAATTCTTATTAGATTTTAATGCCCTGCGCCA (SEQ ID NO : 28) Comme attendu, aucun signal n’a été détecté pour la banque d’ARNm obtenue à partir de cellules sans transfection du vecteur mCherry-CD9. De même, aucune amplification n’a également pas été détectée pour les contrôles négatifs (fragments ARNm seuls, ARNm + Tn5 WT, ARNm + Tn5 Me) et les échantillons de banque d’ARNm avec transfection du mCherry-CD9. Néanmoins, toujours sur ce même lot d’échantillons, une bande franche a été détectée au bon poids moléculaire ≈1kb ( ) pour l’échantillon correspondant à un remplacement du mCherry-CD9 par la séquence GFP (Tn5 Complexe). Cette bande souligne une coupure du bout 3’ mCherry (ARNm anti-sens) avec insertion du bout 3’ GFP (brin sens) ou autrement dit, une ligation du brin antisens mCherry ARNm au brin sens GFP dans un sens 3’ vers 5’. Le produit d’amplification a été séquencé et la séquence obtenue est présentée en . Comme attendu, nous avons détecté une amplification de mCherry vers le coté 3’ GFP avec une détection des deux séquences reliées par ligation. Le chromatogramme de ce séquençage montre clairement la zone de sédimentation (tagmentation) à 10 pb de la séquence cible ( ). La même analyse a été répétée mais cette fois-ci en changeant le design pour une ligation vers le cote 3’ : CD9 du brin sens d’DNAc ( ). Ainsi, les mêmes résultats ont été obtenus avec un gel d’amplification montrant une bande attendue vers ≈1kb ( ) pour la banque d’ADNc avec transfection mCherry-CD9 et mise en contact avec l’ensemble selon l’invention (Tn5 Complexe), et un séquençage du fragment obtenu a été réalisé ( ). Comme attendu, ce séquençage nous a permis d’identifier la séquence du brin sens CD9 d’ADNc sédimenté a de multiples séquences du brin sens GFP coté 5’ (ligation en 3’ de la séquence sens du GFP ; ), à 5pb de la séquence cible. Exemple 2 – Mise en œuvre de l’invention in cellulo Fort de ces résultats encourageants, le design a été modifié afin d’obtenir une version compatible avec une transfection directe de l’ensemble, du plasmide Tn5 et la protéine d’ouverture de brin, le plasmide de l’hélicase bactérienne UVRD qui fusionne avec la streptavidine monomérique (plasmide UVRD-mSA) afin que cette dernière s’attache in situ au à l’une des molécules de l’ensemble via des oligos préalablement biotinylés. Pour ce faire, une nouvelle version de l’ensemble a été développée pour une mise en place plus facile et permettant un contrôle du design proche des 100% (réduction des dimères de Tn5 non emprisonnés par le système de sarcophage Beacon et de ce fait des possibles « off target » associées). Ainsi, pour ce « Ensemble New design », le même type de protocole que le précèdent a été réalisé avec certains changements majeurs. En termes de design lui-même, les oligos Loop nDREAMT A, B, C et D (un par dimère de Tn5 et par cible pour une tagmentation des quatre zones cibles – remplacement double brin complet–) sont plus longs avec trois séquences d’attachement à la transposase. Cela permet un appariement rapide et contrôlé avec juste un ajout de la dernière séquence d’attache à la transposase reliée aux fragments GFP de remplacement du fragment cible mCherry-CD9 (Oligos nDREAMT A, B, C et D). De plus, d’autres oligos nDREAMT Bio A et B (oligos biotinylés) sont ajoutés pour permettre un assemblage in cellulo du de l’ensemble avec la protéine de fusion UVRD-mSA. Dans deux tube séparés 1 et 2 ont été mélangés les oligos suivants ; pour le tube 1 (10µL), loop nDREAMT A et C (10µM) + oligos nDREAMT A et C (10µM) + oligo nDREAMT Bio A (10µM), pour le tube 2 10µL), loop nDREAMT B et D (10µM) + oligos nDREAMT B et D (10µM) + oligo nDREAMT Bio B (10µM). Les deux tubes sont alors chauffés à 95°C pendant 5 min puis laissés 1h à température ambiante puis chaque tube est alors digéré avec les enzymes de restriction correspondantes et purifié par PCR purification kit (élution 20µL). Dans le même temps, une séquence amplifiée du GFP comprenant comme bouts flanquant les séquences d’enzymes de restriction Nde I en 5’ et BSPEi en 3’ (oligos avec architecture de site de restriction digérés après PCR) fut amplifiée puis digérée avec les enzymes de restriction correspondantes et purifiée par kit PCR purification élué à un volume de 20µL. Les contenus des Tubes 1 et 2 sont ensuite mixés avec le Fragment GFP néo amplifié et digéré, une solution de T4 ligase (4µL soit 100U), 5µL de T4 Buffer (10X) et 1µL ddH20, pour un volume total de réaction de 50µL. La solution est laissée 1h à température ambiante, puis une purification sur gel est réalisée pour isoler le fragment GFP le plus important, supérieur à 1Kb, et comportant les quatre sarcophages A, B, C et D à ses extrémités 5’ et 3’. Le fragment de remplacement GFP avec ses quatre sarcophages positionnés aux extrémités 5’ et 3’ est alors prêt à recevoir les dimères de transposase ( ). Avant de tester ce système au niveau cellulaire, le nouveau design a été testé via la même série d’expériences que précédemment avec un ligation du coté 3’ GFP (Brin sens) vers le coté CD9 d’ADNc cible mCherry-CD9 (Brin sens). Ainsi, le même type de résultat que précédemment fut obtenu (tous les contrôles négatifs restants sont non détectables) avec après amplification via les primers PCR Forward GFP et Reverse CD9, une bande attendue vers les 0.5 kb ( ). Apres séquençage de Sanger de cette bande, comme attendu, une détection du fragment CD9 dans le sens 5’ vers 3’ fut faite avec une ligation de séquence multiple de GFP à son extrémité 3’ ( ), à 2 bases près de la séquence cible originelle ( ). Après cette vérification positive de ce nouveau design, test in situ dans des cellules HEK293T exprimant du mCherry-CD9 a été réalisé. Pour ce faire, deux plasmides d’expression protéique intracellulaire pour les protéines de transposase Tn5 et UVRD-mSA ont été créés. Pour le plasmide Tn5, la séquence Tn5 a été amplifiée par PCR via le plasmide PTXB1-Tn5 (S. Picelli et al Genome Res 2014). A noté que l’étiquette queue intéine permettant la purification de la transposase Tn5 via une liaison avec des billes de chitine et un auto-clivage ne laissant aucun élément du tag sur la protéine Tn5 (S. Picelli et al Genome Res 2014), a été remplacée par un codon stop. Le tout a été cloné à la place du fragment mCherry-CD9 du plasmide mCherry-CD9 (Davidson Lab) via les enzymes de restriction BMT1 et EcoR1, pour obtenir, finalement, un plasmide promoteur CMV-Tn5. L’amplification par PCR du fragment mSA a été réalisée (Table 1) via le plasmide pRSET-mSA (Sheldon Park Lab) avec un ajout des sites de restriction BMT1 en 5’ et EcoR1 en 3’ (Table 1). Une première étape de clonage a été réalisée dans le plasmide mCherry-CD9 via les enzymes BMT1 et EcoR1 avec un remplacement du fragment mCherry-CD9 par le fragment mSA obtenant un plasmide promoteur CMV-mSA. Pour le fragment UVRD, une banque d’ADNc de bactéries E-coli a été générée (DH5α). Une amplification de l’ADNc UVRD par PCR a été réalisée avec des oligonucléotides précis (Table 1). En coté 5’, on retrouve les éléments habituels comme la séquence BMT1 pour le clonage et la séquence Kozac mais également la séquence d’importation nucléaire NLS pour permettre d’avoir un complexe complet Complexe + Tn5 + UVRD-mSA importé dans le noyau cellulaire. En 3’, une partie flexible a été ajoutée (queue poly glycine type GGGSx3), un bout de la séquence 5’ mSA jusqu’à une enzyme de restriction précise contenue dans la séquence 5’mSA PMiI. Une deuxième étape de clonage a alors été réalisée utilisant les enzymes de restriction BMT1 et PMiI permettant un ajout en 5’ de la séquence UVRD et obtenant un plasmide final de type promoteur CMV-UVRD-mSA. La transfection des cellules HEK 293T a été réalisée par lipofectamine 3000 avec le plasmide mCherry-CD9. Après une attente de 24h et une vérification par microscope confocal du signal rouge sur la membrane cytoplasmique, les cellules ont été transfectées avec les trois composés : les plasmides CMV-Tn5 et CMV-UVRD-mSA et le complexe New design. Ce complexe complet permet un remplacement double brin de la séquence située entre les quatre cibles (quadruplet de cibles ; deux cotés mCherry et deux cotés CD9) par une séquence CMV-GFP. Ainsi, par cette expérience, une diminution voire un remplacement du signal membranaire rouge par un signal cytoplasmique vert était attendu. Comme attendu et présenté à la , à 5 jours de la deuxième transfection avec la technologie selon l’invention, des cellules vertes ont été détectées. Ces cellules ont été isolées par tri cellulaire par cytométrie et sachant que le fragment CMV-GFP a remplacé la partie mCherry-CD9 du plasmide CMV-mCherry-CD9, ce nouveau plasmide CMV-GFP devrait contenir une séquence de sélection antibiotique de création de lignée cellulaire NeoR/KanR. Après plus de 6 jours de transfection, ces cellules encore vertes ont été placées dans un milieu comprenant 2mg/ml de G418 changée tous les jours pendant 14 jours puis maintenue à concentration 0.5mg/ml pendant 3 mois. Comme attendu, après 19 jours post transfection, une nouvelle lignée cellulaire verte GFP+ fut obtenue, très stable malgré les congélations et décongélations répétées (cf ). Afin de reconfirmer ce résultat in situ avec plus de certitudes, une lignée cellulaire stable HEK293T rouge membranaire a été créée par une transfection avec le plasmide CMV-mCherry-CD9 et traitement G418 2mg/ml comme réalisé précédemment. Après deux semaines de traitement, une lignée cellulaire HEK 293T rouge membranaire a été obtenue. Cette lignée cellulaire a été transfectée comme précédemment avec la technologie susmentionnée. Après trois jours de transfection, les premières cellules vertes ont commencé à apparaitre (cf ). Après 14 jours post transfection, certains groupes de cellules vertes ont été identifiés et isolés pour une analyse plus approfondie (cf ). Après isolement de ces cellules, une reverse transcription a été réalisée à partir de ces cellules 18 jours post transfection, afin d’obtenir une banque d’ADNc. Une amplification de la séquence GFP a alors été faite par PCR et le fragment amplifié a alors été séquencé en selon la méthode de Sanger. Comme attendu, après analyse par confrontation avec les bases de données de séquence (NCBI blast), on retrouve une similitude très proche avec le fragment GFP théorique de remplacement de la séquence mCherry-CD9, . De plus, après presque un mois, les cellules vertes obtenues restent stables avec un fort signal vert ( ). Ces résultats confirment l’efficacité in cellulo de la technologie selon l’invention, permettant un remplacement de la séquence cible mCherry-CD9 par la séquence de remplacement GFP illustrée par le changement de couleur du rouge membranaire vers le vert cytoplasmique. Ce changement de couleur permet de valider l’importation nucléaire du complexe new design + Tn5 + UVRD-mSA (avec le NLS sur la séquence N-Term de l’UVRD) l’ouverture des brins d’ADN réalisée par les deux hélicases coté 5’ et 3’, l’appariement aux quatre endroits cibles voulus (deux coté mCherry et deux coté CD9) et le remplacement de la séquence mCherry-CD9 par le fragment CMV-GFP par la technologie selon l’invention. Complexe comprenant - une première molécule d’acides nucléiques simple brin comprenant ou constituée essentiellement d’une séquence A permettant l’insertion d’une séquence complémentaire d’un acide nucléique d’intérêt, ladite séquence A étant liée en 5’ à une première séquence riches en A/T, notamment riches en T, de 40 à 60 nucléotides de long et en 3’ à une deuxième séquence riches en A/T, notamment riches en T, de 40 à 60 nucléotides de long, lesdites première et deuxième séquences riches en A/T, notamment riches en T, comprenant respectivement un premier et un deuxième domaine de 6 à 12 nucléotides riches en G-C, la séquence du premier domaine étant complémentaire de la séquence du deuxième domaine, ledit premier et deuxième domaine étant positionnés de 15 à 52 nucléotides de ladite séquence A, ladite première molécule comprenant en son extrémité 5’ une première séquence orientés 5’-3’ de reconnaissance d’une transposase et en son extrémité 3’ au moins une deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase ; et - une deuxième molécule d’acides nucléiques simple brin comprenant ou constituée essentiellement en son extrémité 5’ d’au moins une séquence complémentaire de ladite deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase, ledit complexe étant tel que les première et deuxième molécules d’acides nucléiques simple brin sont appariées selon la complémentarité des bases définie par Watson et Crick de sorte à définir deux sites double brin de liaison de ladite transposase. Complexe selon la revendication 1, où ladite séquence A comprend une séquence complémentaire d’un acide nucléique d’intérêt. Complexe selon l’une quelconque des revendications 1 à 2, où ladite première molécule comprend en son extrémité 5’ une première séquence orientée 5’-3’ de reconnaissance d’une transposase et en son extrémité 3’ une deuxième séquence orientée 5’-3’ de reconnaissance de ladite transposase et où la deuxième molécule comprend son extrémité 5’ une première séquence complémentaire de ladite première séquence de reconnaissance de ladite transposase suivi d’une une deuxième séquence complémentaire de ladite deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase. Complexe selon l’une quelconque des revendications 1 à 3, où ladite première molécule comprend en son extrémité 5’ une première séquence orientée 5’-3’ de reconnaissance d’une transposase et en son extrémité 3’ une deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase, suivie d’une première séquence complémentaire de ladite première séquence de reconnaissance de ladite transposase et où la deuxième molécule comprend son extrémité 5’ une séquence complémentaire de ladite deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase. Complexe selon l’une quelconque des revendications 1 à 4, où ladite transposase est une transposase bactérienne, notamment une transposase choisie parmi Tn5, Tn9, Tn10 ou Tc1/mariner. Ensemble comprenant - une première molécule d’acides nucléiques simple brin comprenant ou constituée essentiellement d’une séquence A permettant l’insertion d’une séquence complémentaire d’un acide nucléique d’intérêt, ou comprenant une séquence complémentaire d’un acide nucléique d’intérêt, ladite séquence complémentaire étant liée en 5’ à une première séquence riches en T de 40 à 60 nucléotides de long et en 3’ à une deuxième séquence riches en T de 40 à 60 nucléotides de long, lesdites première et deuxième séquences riches en T comprenant respectivement un premier et un deuxième domaine de 6 à 12 nucléotides riches en G-C, la séquence du premier domaine étant complémentaire de la séquence du deuxième domaine, ledit premier et deuxième domaine étant positionnés de 15 à 52 nucléotides de ladite séquence A, ladite première molécule comprenant en son extrémité 5’ au moins une première séquence orientés 5’-3’ de reconnaissance d’une transposase et en son extrémité 3’ une deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase, - une deuxième molécule d’acides nucléiques simple brin comprenant ou constituée essentiellement d’une séquence B permettant l’insertion d’une séquence complémentaire d’un acide nucléique d’intérêt, ou comprenant une séquence complémentaire d’un acide nucléique d’intérêt, ladite séquence B complémentaire étant liée en 5’ à une troisième séquence riche en T de 40 à 60 nucléotides de long et en 3’ à une quatrième séquence riche en T de 40 à 60 nucléotides de long, ladite troisième et quatrième séquence riche en T comprenant respectivement un troisième et un quatrième domaine de 6 à 12 nucléotides riches en G-C, la séquence du troisième domaine étant complémentaire de la séquence du quatrième domaine, ledit troisième et quatrième domaine étant positionnés de 15 à 52 nucléotides de ladite séquence B, ladite deuxième molécule comprenant en son extrémité 5’ au moins la première séquence orientés 5’-3’ de reconnaissance de ladite transposase et en son extrémité 3’ la deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase, ladite séquence B étant une séquence complémentaire dudit acide nucléique d’intérêt, la séquence A étant positionnée en 5’ d’une région d’intérêt dudit acide nucléique d’intérêt et la séquence B positionnée en 3’ de la région d’intérêt dudit acide nucléique d’intérêt, et - une troisième molécule simple brin comprenant dans sa partie 5’, au moins une séquence complémentaire de ladite deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase (de la première molécule), dans sa partie 3’ au moins une séquence complémentaire de ladite première séquence de reconnaissance de ladite transposase (de la deuxième molécule), et - une région située entre séquence complémentaire de ladite deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase (de la première molécule) et la séquence complémentaire de ladite première séquence de reconnaissance de ladite transposase (de la deuxième molécule) permettant l’insertion d’une molécule d’acide nucléique de remplacement (simple brin), les première et troisième molécules d’acides nucléiques simple brin étant appariées selon la complémentarité des bases définie par Watson et Crick de sorte à définir deux sites double brin de liaison de ladite transposase et les deuxième et troisième molécules d’acides nucléiques simple brin étant appariées selon la complémentarité des bases définie par Watson et Crick de sorte à définir deux sites double brin de liaison de ladite transposase. Kit comprenant au moins un vecteur permettant l’expression d’une recombinase et - d’une première molécule d’acides nucléiques simple brin comprenant ou constituée essentiellement d’une séquence A permettant l’insertion d’une séquence complémentaire d’un acide nucléique d’intérêt, ou comprenant une séquence complémentaire d’un acide nucléique d’intérêt, ladite séquence complémentaire étant liée en 5’ à une première séquence riches en T de 40 à 60 nucléotides de long et en 3’ à une deuxième séquence riches en T de 40 à 60 nucléotides de long, lesdites première et deuxième séquences riches en T comprenant respectivement un premier et un deuxième domaine de 6 à 12 nucléotides riches en G-C, la séquence du premier domaine étant complémentaire de la séquence du deuxième domaine, ledit premier et deuxième domaine étant positionnés de 15 à 52 nucléotides de ladite séquence A, ladite première molécule comprenant en son extrémité 5’ au moins une première séquence orientés 5’-3’ de reconnaissance d’une transposase et en son extrémité 3’ une deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase, - d’une deuxième molécule d’acides nucléiques simple brin comprenant ou constituée essentiellement d’une séquence B permettant l’insertion d’une séquence complémentaire d’un acide nucléique d’intérêt, ou comprenant une séquence complémentaire d’un acide nucléique d’intérêt, ladite séquence B complémentaire étant liée en 5’ à une troisième séquence riche en T de 40 à 60 nucléotides de long et en 3’ à une quatrième séquence riche en T de 40 à 60 nucléotides de long, ladite troisième et quatrième séquence riche en T comprenant respectivement un troisième et un quatrième domaine de 6 à 12 nucléotides riches en G-C, la séquence du troisième domaine étant complémentaire de la séquence du quatrième domaine, ledit troisième et quatrième domaine étant positionnés de 15 à 52 nucléotides de ladite séquence B, ladite deuxième molécule comprenant en son extrémité 5’ au moins la première séquence orientés 5’-3’ de reconnaissance de ladite transposase et en son extrémité 3’ la deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase, ladite séquence B étant une séquence complémentaire dudit acide nucléique d’intérêt, la séquence A étant positionnée en 5’ d’une région d’intérêt dudit acide nucléique d’intérêt et la séquence B positionnée en 3’ de la région d’intérêt dudit acide nucléique d’intérêt, et - d'une troisième molécule simple brin comprenant dans sa partie 5’, au moins une séquence complémentaire de ladite deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase (de la première molécule), dans sa partie 3’ au moins une séquence complémentaire de ladite première séquence de reconnaissance de ladite transposase (de la deuxième molécule). Utilisation de l’ensemble tel que défini à la revendication 6, pour l’ingénierie des acides nucléiques, notamment pour la substitution d’une séquence cible par une séquence d’intérêt, sous réserve que l’utilisation ne comprenne pas un procédé pour la modification de l’identité génétique germinale d’êtres humains et que ladite utilisation ne soit pas une méthode pour le traitement du corps humain ou animal par une chirurgie ou une thérapie. Méthode de remplacement in vitro d’une région cible d’une molécule d’acide nucléique par une région d’intérêt d’une autre molécule d’acide nucléique, de sorte à obtenir une molécule d’acide nucléique hybride, ladite méthode comprenant : - la mise en contact d’un ensemble tel que défini dans la revendication 6, avec l’acide nucléique comprenant la région cible, ledit ensemble étant tel que la séquence A de ladite première molécule comprend une séquence complémentaire de la région immédiatement en 5’ de la région cible, la séquence B de ladite première molécule comprend une séquence complémentaire de la région immédiatement en 3’ de la région cible, et la troisième molécule comprend ladite région d’intérêt dans la région située entre séquence complémentaire de ladite deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase de la première molécule et la séquence complémentaire de ladite première séquence de reconnaissance de ladite transposase de la deuxième molécule, afin d’obtenir un complexe de remplacement, - la mise en présence du complexe de remplacement avec une transposase reconnaissant les sites double brin de liaison de ladite transposase contenus dans ledit ensemble, pour obtenir un complexe de recombinaison, et - la recombinaison du complexe de combinaison pour obtenir la molécule d’acide nucléique hybride comprenant la région d’intérêt à la place de la région cible. Méthode in vitro ou ex vivo d’édition du génome d’une cellule, permettant de remplacer un fragment spécifique de l’ADN double brin dudit génome de ladite cellule par un autre fragment d’ADN double brin d’intérêt, pour obtenir un génome hybride recombiné comprenant l’autre fragment d’ADN double brin d’intérêt à la place du fragment spécifique de l’ADN double brin, ladite méthode comprenant : - la préparation d’un premier ensemble tel que défini dans la revendication 6, où la séquence A de la première molécule comprend une séquence complémentaire de la région adjacente en 5’ du fragment spécifique ; où la séquence B de la deuxième molécule comprend une séquence complémentaire de la région adjacente en 3’ du fragment spécifique ; et où la troisième molécule comprend, entre la région située entre séquence complémentaire de ladite deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase de la première molécule et la séquence complémentaire de ladite première séquence de reconnaissance de ladite transposase de la deuxième molécule, une séquence d’un des brins dudit fragment spécifique ; - et éventuellement la préparation d’un deuxième ensemble tel que défini dans la revendication 6, où la séquence A de ladite région complémentaire de la première molécule du deuxième ensemble comprend une séquence complémentaire de la région adjacente en 5’ du fragment spécifique ; où la séquence B de ladite région complémentaire de la deuxième molécule du deuxième ensemble comprend une séquence complémentaire de la région adjacente en 3’ du fragment spécifique ; et où la troisième molécule du deuxième ensemble comprend, entre la région située entre séquence complémentaire de ladite deuxième séquence de reconnaissance de ladite transposase de la première molécule du deuxième ensemble et la séquence complémentaire de ladite première séquence de reconnaissance de ladite transposase de la deuxième molécule du deuxième ensemble, la séquence du brin complémentaire dudit fragment spécifique contenu dans le troisième séquence du premier ensemble ; où la séquence complémentaire de la région adjacente en 5’ du fragment spécifique contenue dans la région A de la première molécule du premier ensemble est au plus complémentaire à 95% de la séquence complémentaire de la région adjacente en 5’ du fragment spécifique contenue dans la région A de la première molécule du deuxième ensemble ; et où la séquence complémentaire de la région adjacente en 3’ du fragment spécifique contenue dans la région B de la première molécule du premier ensemble est au plus complémentaire à 95% de la séquence complémentaire de la région adjacente en 3’ du fragment spécifique contenue dans la région B de la première molécule du deuxième ensemble ; pour obtenir un complexe de recombinaison ; - la mise en contact de ladite cellule avec ledit complexe de recombinaison, pour obtenir une cellule prête à être éditée, - l’expression dans ladite cellule prête à être éditée de ladite transposase, pour obtenir une cellule éditée, - la sélection de la cellule éditée, où le génome de ladite cellule éditée comprend à la place du fragment spécifique de l’ADN double brin l’autre fragment d’ADN double brin d’intérêt, sous réserve que ladite méthode ne soit pas un procédé pour la modification de l’identité génétique germinale d’êtres humains et que ladite méthode ne soit pas une méthode pour le traitement du corps humain ou animal par une chirurgie ou une thérapie.