Brevet FR3118773A1 — publié le 20220715

L'invention a pour objet un polypeptide comprenant un peptide d'ancrage membranaire bactérien et une aldolase apte à catalyser une réaction d'aldolisation entre un deux composés choisis pour former un sucre par condensation. L'aldolase peut être dépendante du dihydroxyacétone-phosphate (DHAP) ou du dihydroxyacétone (DHA). L'invention concerne également une bactérie génétiquement modifiée pour produire des sucres, en particulier des sucres rares, phosphorylés ou non, et un procédé de production et de sécrétion de ces sucres, par culture de ladite bactérie dans un milieu de culture M1 convenable comprenant deux composés aptes à former un sucre par une réaction d'aldolisation. PRODUCTION DE SUCRES PAR ALDOLISATION PERIPLASMIQUE Domaine technique de l'invention La présente invention appartient au domaine de la production de molécules d'intérêt par des microorganismes génétiquement modifiés, et concerne plus particulièrement l'obtention de sucres par biocatalyse. Elle a pour objet un polypeptide apte à catalyser une réaction d'aldolisation dans le périplasme d'une bactérie, à partir de substrats choisis pour former un sucre par condensation. L'invention a également pour objet un procédé de production et de sécrétion de sucres, en particulier de sucres rares, phosphorylés ou non. Arrière-plan technologique Les sucres rares sont des sucres très peu représentés dans la nature (moins de 1% des sucres totaux). Leurs propriétés sont multiples et ils peuvent être utilisés dans différents domaines. Ils peuvent être employés comme édulcorant dans l'alimentation mais aussi servir de base à la synthèse de molécules d'intérêt thérapeutique. Certains sucres sont pressentis pour avoir une activité anti-cancéreuse, antivirale ou antidiabétique. Toutefois, en raison de leur rareté, l'approvisionnement par extraction à partir de sources végétales est absolument insuffisant. Il est certes possible de synthétiser de nombreux sucres rares par isomérisation ou épimérisation de sucres plus communs, mais certains d'entre eux ne s'y prêtent pas, comme c'est le cas par exemple du L-fucose. Il est alors intéressant de se tourner vers la voix enzymatique, et plus particulièrement vers l'utilisation d'aldolases qui sont capables de former un sucre par condensation de substrats adéquats. Les sucres phosphorylés sont également des produits du métabolisme des êtres vivants. Leur potentiel est prometteur mais difficile à évaluer en raison des obstacles existant pour en obtenir de grandes quantités. Or, cette classe de composés présente un intérêt majeur pour la synthèse de nouvelles molécules, y compris des sucres rares, ayant des propriétés chimiques originales utilisables dans des applications pharmaceutiques ou la production de biomatériaux. Différentes méthodes de production des sucres phosphorylés ont été explorées, sans donner totalement satisfaction. En effet, ces molécules sont particulièrement difficiles à produire par voie chimique car leur structure comporte généralement un ou plusieurs centres d'asymétrie, ce qui constitue certes un intérêt essentiel, mais pose des problèmes de stéréospécificité des réactions et de séparation des isomères. De plus, les intermédiaires chimiques à phosphoryler sont coûteux. La catalyse enzymatique in vitro des sucres présente l'avantage d'une plus grande spécificité stérique. Un schéma possible pour la synthèse de sucres phosphorylés, le plus utilisé actuellement mais aussi très coûteux, est la phosphorylation par une kinase du sucre. Un autre schéma réactionnel utilisable pour l'obtention de sucres rares, phosphorylés ou non, repose sur la condensation d'un composé accepteur tel qu'un aldéhyde avec un composé donneur, qui peut être un composé phosphorylé ou non, la réaction étant catalysée par une aldolase. Les aldolases sont des enzymes capables de condenser deux molécules chimiques en créant un lien carbone-carbone, ce qui pourrait être mis à profit dans de nombreux procédés industriels (Windle C.L. et coll. (2014) ; Curr Opin Chem Biol ; 19 : 25-33). Par exemple, le document CN111041018 décrit la synthèse de D-psicose à partir de D-glycéraldéhyde et de dihydroxyacétone phosphate (DHAP), sous l'action d'une aldolase et d'une phosphorylase. On connait également des réactions enzymatiques d'aldolisation mettant en œuvre un donneur non-phosphorylé, tel que le dihydroxyacétone (DHA), l'hydroxyacétone ou l'hydroxybutanone (Windle C.L. et coll. ). Cependant, ces techniques demandent une production d’enzymes et de cofacteurs spécifiques. Là aussi, le matériel de base est très onéreux. Plus récemment, les recherches se sont tournées vers la production par voie microbienne. Dans ce cas, on cherche à modifier génétiquement un microorganisme pour qu'il produise la molécule d'intérêt et la sécrète dans le milieu. On sait que certaines aldolases microbiennes peuvent condenser le DHAP avec un aldéhyde pour former différents sucres phosphorylés en position 1 (Li A. et coll. (2017) ; Carbohydr Res ; 452 : 108-115). Cependant, les sucres phosphorylés ne peuvent pas être sécrétés par le microorganisme, car la charge négative de la membrane cellulaire repousse la charge négative du phosphate du sucre. Pour surmonter ce problème, il a été proposé de transformer des cellules E. coli de manière à ce qu'elles co-expriment une aldolase et une phosphatase. Le DHAP formé dans la cellule réagit alors rapidement avec un aldéhyde puis l'aldol obtenu est déphosphorylé. Les molécules de sucre peu chargées peuvent alors passer la membrane cellulaire (Aimin Li et coll . (2017) ; Carbohydr Res ; 452 : 108-115). Cette technique permet d'orienter le métabolisme cellulaire vers la production de sucre déphosphorylé, mais en quantité limitée par la production cellulaire des substrats DHAP et aldéhyde, d'autant que les aldéhydes sont toxiques pour la cellule. Elle se limite au demeurant à la production de sucres rares mais ne peut pas être étendue à la production de sucres phosphorylés. Il apparait ainsi qu'aucune technique satisfaisante n'a à ce jour été mise au point qui permette de produire des sucres rares, phosphorylés ou non, accessibles en quantité importante et à un prix abordable. Objectifs de l'invention La présente invention propose une approche inédite consistant à synthétiser ces sucres hors de la cellule proprement dite, c'est-à-dire hors du cytoplasme et plus précisément dans l'espace périplasmique, en faisant intervenir les outils enzymatiques cellulaires pour condenser deux composés extracellulaires, à savoir un aldéhyde et un composé donneur éventuellement phosphorylé. Cependant, dans la mesure où les aldolases sont produites dans le cytoplasme de la cellule, elles ne peuvent pas opérer en l'état la catalyse souhaitée. La solution proposée consiste à fixer au à la membrane d'une bactérie une aldolase fonctionnelle, apte à catalyser la réaction d'aldolisation hors du cytoplasme. Il a ainsi été développé un polypeptide formé de la séquence d'une aldolase et d'un peptide signal ayant une affinité pour la membrane d'une bactérie. Une souche bactérienne transformée génétiquement de manière à exprimer ce polypeptide a également été développée. Dès lors, il est possible de réaliser une production bactérienne de sucres d'intérêt, en particulier des sucres rares et/ou phosphorylés dans le périplasme, lesquels diffusent naturellement dans le milieu de culture et peuvent être facilement récupérés. La présente invention repose sur la découverte qu'une cellule bactérienne génétiquement transformée peut produire une aldolase apte à être exportée dans l'espace périplasmique et à s'ancrer à la membrane, ceci en conservant ses capacités catalytiques vis-à-vis de composés donneurs et accepteurs, en dépit de l'origine extracellulaire de ces derniers. La démarche adoptée est d'autant plus originale que la production des substrats phosphorylés nécessaires à l'obtention de sucres phosphorylés était jusqu'à très récemment particulièrement onéreuse, de l'ordre de 1000 euros/gramme. La mise au point par la Demanderesse d'une technologie de production de ces composés par voie microbienne permet désormais de disposer de réactifs phosphorylés, et notamment du dihydroxyacétone phosphate (DHAP), à un coût abordable, ouvrant de ce fait la voie à la production en grandes quantités de sucres phosphorylés par aldolisation microbienne. Pour permettre la réaction d'aldolisation périplasmique, un polypeptide de synthèse a été conçu. Celui-ci comprend une aldolase fusionnée à un peptide signal de la membrane cellulaire. De manière surprenante, il a été constaté que cette protéine de fusion est correctement adressée à la membrane et ancrée à celle-ci, et que ce faisant, elle est fonctionnelle pour catalyser l'aldolisation à partir de ses réactifs spécifiques qu'elle reconnait. Les composés sucrés, qui sont normalement synthétisés dans la cellule et sont produits en quantité limitée par la disponibilité réduite des molécules de base, sont difficiles à extraire. Au contraire, selon la présente invention, on utilise la machinerie biochimique de la cellule, qu'on déplace à l'extérieur du cytoplasme bactérien de sorte que l'espace périplasmique est le siège de la synthèse des sucres qui sont ensuite excrétés vers le milieu de culture, d'où ils peuvent aisément être extraits. C'est pourquoi, selon un premier aspect, la présente invention a pour objet un polypeptide comprenant une aldolase apte à catalyser une réaction d'aldolisation entre un deux composés, l'un accepteur et l'autre donneur, et un peptide d'ancrage membranaire bactérien. Une aldolisation est une réaction de condensation électrophile au cours de laquelle une liaison C-C est formée. Les réactifs (substrats de l'enzyme opérant la catalyse) sont des composés, l'un nucléophile (donneur d'électron) et l'autre électrophile (accepteur d'électron), désignés ainsi en raison du mécanisme réactionnel en jeu. Lorsque les deux réactifs sont différents, l'aldolisation est dite croisée ou mixte. De manière générale, dans ce qui suit, le composé accepteur sera un aldéhyde. Le nucléophile pourra être un composé phosphorylé ou pas. Différents couples de composés donneur phosphorylé - aldéhyde peuvent interagir dans une réaction d'aldolisation enzymatiquement catalysée pour former un sucre phosphorylé. De nombreux exemples sont fournis dans la littérature (voir notamment la revue faite par Windle C.L. et coll. (2014) ; Curr Opin Chem Biol ; 19 : 25-33). Ainsi, AldoB, une aldolase du foie est capable d’utiliser du DHAP et du glycéraldéhyde pour former du D-fructose-1-phosphate. La même enzyme est aussi capable de fournir du D-xylulose-1-phosphate à partir de glycolaldéhyde (Cam Y. et coll. , (2016) ; ACS Synth Biol 5(7): 607-618). De même, FbaB est capable de condenser du DHAP avec du glycéraldehyde-3-phosphate pour former du fructose-1,6-biphosphate. Des couples donneur non phosphorylé - aldéhyde peuvent aussi interagir dans une réaction d'aldolisation pour former un sucre. Par exemple, l'aldolase FSA est capable d’utiliser le DHA et le lactaldéhyde pour générer du fuculose, un isomère du L-fucose très peu disponible commercialement. À noter que le DHAP peut également via FucA réagir avec le L-lactaldéhyde pour donner du L-fuculose-1-phosphate qui, une fois déphosphorylé et isomérisé, redonnera du L-fucose. Ainsi, selon une caractéristique préférée de la présente invention, le polypeptide comprend une aldolase dépendante du dihydroxyacétone-phosphate (DHAP) apte à catalyser une réaction de condensation entre un aldéhyde et le DHAP ou une aldolase dépendante du dihydroxyacétone (DHA) apte à catalyser une réaction de condensation entre un aldéhyde et le DHA. De façon générale, toutes sortes d'aldolases peuvent être mises en œuvre dans la présente invention, dans la mesure où elles ne nécessitent pas de cofacteurs particuliers. Lorsque le donneur est le DHAP, les sucres obtenus sont phosphorylés en position 1. Selon un mode de réalisation particulièrement préféré de la présente invention, l'aldolase est choisie parmi AldoB, RhaD, YdjI, FSA ou FbaB. Ces enzymes sont aptes à prendre en charge le DHAP ou le DHA. L'aldolase AldoB (ou protéine fructose-bisphosphate) est une aldolase capable d’utiliser le DHAP avec différents aldéhydes. En variant l'aldéhyde, différents sucres phosphorylés peuvent être synthétisés. Ainsi, à partir du glycéraldéhyde, on obtient du D-fructose-1-phosphate, tandis qu'à partir du glycolaldéhyde, on peut produire du D-xylulose-1P. Également, à partir de D-glycéraldéhyde-3-P, on obtient du D-fructose-1,6-bi-phosphate. En particulier, l'aldolase AldoB peut être d'origine humaine, et peut avoir la séquence d'acides aminés SEQ ID NO 1. L'aldolase RhaD (ou aldolase rhamnulose-1-phosphate) est capable de synthétiser de nombreux sucres phosphorylés à partir de différents aldéhydes. On peut citer le L-fructose-1-phosphate, le L-rhamnulose-1-P et le L-xylulose-1-P (Chen et coll. (2020) ; ACS Synth Biol ; 5(7): 607-618). De même, on peut obtenir du D-psicose-1-phosphate et D-sorbose-1-phosphate (à partir du DHAP et du D-glycéraldéhyde dans les deux cas), du L-fructose-1-phosphate ou du D-tagatose-1-P (à partir du DHAP et du L-glycéraldéhyde pour les deux), du L-rhamnulose-1-phosphate (à partir du DHAP et du lactaldéhyde), ou encore du L-xylulose-1-phosphate (à partir du DHAP avec du glycolaldéhyde). On peut également obtenir un sucre en C4, tel que l'érythrose-1-phosphate avec du DHAP et du formaldéhyde. L'aldolase YdjI permet d'obtenir une très grande gamme de sucres. Comme AldoB et RhaD, elle prend en charge le DHAP, mais elle offre un large spectre permettant d'atteindre des chaînes carbonées plus longues. Des aldolases basées sur l'utilisation du DHA telles que FSA (fructose-6-phosphate aldolase) ou FbaB utilisant le GAP (glycéraldéhyde-3-P aldolase), peuvent être utilisées de la même manière. Selon une autre caractéristique préférée de la présente invention, le peptide d'ancrage membranaire comprend un peptide signal d'une lipoprotéine d' Escherichia coli . Un peptide signal est une chaîne peptidique d'une protéine servant à adresser celle-ci à un compartiment cellulaire particulier ou dans le périplasme chez les procaryotes. En l'espèce, le peptide d'ancrage sera choisi parmi ceux qui ont la faculté d'orienter le polypeptide selon l'invention vers l'espace périplasmique et de s'y ancrer à l'une des membranes, de sorte que la partie enzymatique du polypeptide est maintenue dans une configuration active dans l'espace périplasmique. Comme la membrane est la double couche lipidique délimitant la cellule, le peptide signal est avantageusement composé d'une lipoprotéine. L’ancrage périplasmique d'une protéine présente plusieurs problèmes touchant à l’adressage de la protéine, son repliement et l’effet sur la structure du périplasme. Selon un mode de réalisation original, il a été choisi d'utiliser un système d'ancrage périplasmique désigné par l'acronyme APEx, décrit par Guo et al. (2014) dans Biotechnol Lett ; 36, n. 3, p. 609-616. Celui-ci est formé du peptide leader de la lipoprotéine NlpA associé avec le peptide de six acides aminés de la protéine mature NlpA de séquence CDQSSS, ce dernier segment n'étant pas intégré dans l'épaisseur de la membrane, mais dépassant vers le périplasme. Ainsi, les six acides aminés sont une partie périplasmique de NlpA et constituent le segment par lequel se fait la fusion avec la séquence de l'aldolase. Ce système présente en effet de ce fait l’intérêt d’avoir un adressage efficace à la membrane cytoplasmique et de permettre un repliement protéique satisfaisant, de sorte que l'enzyme est fixée à la membrane dans une conformation active. Ainsi, selon un mode de réalisation particulier de l'invention, le peptide d'ancrage périplasmique comprend le peptide leader de la lipoprotéine NlpA et le peptide de six acides aminés de la protéine mature NlpA de séquence CDQSSS. Le peptide d'ancrage selon l'invention peut comprendre la séquence d'acines aminés SEQ ID NO 2. De manière usuelle, l'aldolase et le peptide d'ancrage périplasmique peuvent être produits liés ensemble sous la forme d'une protéine de fusion. Les deux segments de la protéine de fusion peuvent être liés par un peptide de liaison, rôle qui est ici joué par la séquence des six acides aminés de la protéine NlpA de séquence CDQSSS. La séquence d'une protéine de fusion formée d'AldoB et NlpA est présentée en SEQ ID NO 3. Selon un deuxième aspect, la présente invention a pour objet une séquence nucléotidique codant un polypeptide comprenant une aldolase et un peptide d'ancrage périplasmique bactérien, tel que décrit ci-dessus. La séquence de nucléotides peut en outre coder la séquence d'un peptide de liaison convenable pour lier l'aldolase et le peptide d'ancrage. En l'occurrence, il s'agit du peptide de séquence CDQSSS. De préférence, selon l'invention la séquence nucléotidique peut comprendre la séquence SEQ ID NO 4. Il existe pour chacune des séquences d'acides aminées et de nucléotides exposées dans la présente demande, des séquences homologues, équivalentes ou dérivées. Il est précisé que l'invention vise toutes les molécules d'acides nucléiques ayant une séquence substantiellement identique aux séquences décrites, de même qu'elle inclut les polypeptides dont la séquence est substantiellement identique aux séquences d'acides aminés décrites. En outre, une personne appartenant au domaine technique concerné sait que les séquences nucléotidiques ici définies peuvent présenter des variants, comme il en existe dans la nature du fait des différences entre souches. Les variations peuvent reposer sur des additions, des substitutions et/ou des délétions. Des variants peuvent aussi découler du caractère dégénéré du code génétique. De préférence, les variants sont substantiellement identiques aux séquences d'acides nucléiques décrites. Plus précisément, les variants en question ont au moins 80% d'identité avec les séquences décrites, de préférence au moins 90% d'identité, encore de préférence au moins 95%, ou au moins 99% d'identité avec les séquences décrites. Il est souhaitable que les séquences substantiellement identiques aient un degré d'identité plus élevé avec les séquences décrites qu'avec toute autre séquence connue dans l'art antérieur. La séquence nucléotidique selon l'invention peut être codon optimisée pour une expression optimale dans la cellule bactérienne hôte, par exemple dans E. coli . La séquence peut également comprendre des séquences additionnelles nécessaires pour l'expression du polypeptide codé, tels que des séquences promoteur, des sites de liaison aux ribosomes et des séquences de nucléotides pour induire l'expression de la protéine. La personne du métier connait ces séquences et sait comment les mettre en œuvre. Pour pouvoir exprimer le polypeptide selon l'invention, la séquence nucléotidique doit être insérée dans un hôte adéquat. C'est pourquoi, selon un troisième aspect, la présente invention a pour objet vecteur comprenant une séquence nucléotidique codant un polypeptide qui comprend une aldolase et un peptide d'ancrage périplasmique bactérien, tel que décrit précédemment. Un vecteur est un véhicule qui va permettre de transférer la séquence nucléotidique d'intérêt dans la cellule hôte. Il peut être choisi parmi les différents types de vecteurs connus de la personne du métier, comme par exemple les plasmides, les vecteurs viraux, les chromosomes artificiels de levures ou de bactéries. À noter qu'une intégration génomique de la séquence nucléotidique selon l'invention est possible également. Le vecteur comprenant la séquence nucléotidique d'intérêt doit être transformé dans un hôte convenable. Il existe de nombreuses techniques de transformation, transfection ou transduction pouvant être employées pour introduire le vecteur dans la cellule hôte, que l'homme de l'art saura choisir en fonction de la nature du vecteur et de l'hôte utilisés. Ainsi, selon un quatrième aspect, la présente invention a pour objet une bactérie génétiquement modifiée pour produire des sucres d'intérêt, phosphorylés ou pas, ladite bactérie étant génétiquement modifiée pour exprimer un polypeptide qui comprend une aldolase et un peptide d'ancrage périplasmique bactérien, comme décrit précédemment. Grâce au peptide d'ancrage, le polypeptide produit par la bactérie génétiquement modifiée est adressé vers à la membrane cytoplasmique par les mécanismes naturels de la cellule. Un hôte convenable selon la présente invention est une bactérie munie d'une enveloppe, appelé périplasme, formée d'une double membrane, l'une interne à l'interface avec le cytoplasme, et l'autre externe à l'interface avec le milieu extérieur. Cette double membrane définit l'espace périplasmique dans lequel la synthèse des sucres d'intérêt pourra se réaliser. Un tel hôte est typiquement une cellule bactérienne Gram négatif. La présente invention peut par conséquent être mise en œuvre dans différentes bactéries Gram négatives dans la mesure où elles sont dotées d'un périplasme. Un grand nombre de souches bactériennes peuvent être utilisées, comme par exemple Pseudomonas, Klebsiella, Enterobacter, Helicobacter, Salmonella. De préférence, la bactérie est choisie dans l'espèce Escherichia coli . Conformément à une caractéristique préférée de l'invention, la bactérie est modifiée génétiquement pour exprimer une aldolase dépendante du dihydroxyacétone-phosphate (DHAP) ou du dihydroxyacétone (DHA) dans l'espace périplasmique de ladite bactérie. Une telle aldolase est capable de prendre en charge le DHAP ou le DHA et de catalyser une réaction de condensation électrophile avec un aldéhyde pour former un sucre d'intérêt, phosphorylé ou pas selon le donneur choisi. Ce mode de réalisation est avantageux car le DHAP et le DHA peuvent être pris en charge par de nombreuses aldolases. En ce qui concerne plus particulièrement la production des sucres phosphorylés, on a vu plus haut qu'une contrainte majeure est de pouvoir disposer de DHAP extracellulaire en quantité suffisante alors qu'il est très coûteux à produire par les techniques conventionnelles. Cet obstacle peut maintenant être surmonté grâce à une technologie développée par la Demanderesse qui permet produire du DHAP de façon microbienne et de l'excréter hors de la cellule dans le milieu de culture. Cette technologie est décrite dans la demande WO2020/074582. Comme exposé plus haut, selon l'aldéhyde utilisé, différents sucres peuvent être obtenus grâce à une aldolase particulière, et inversement un aldéhyde donné peut aboutir à plusieurs sucres ou à plusieurs isomères d'un sucre en fonction de l'aldolase catalysant la réaction. Selon un mode de réalisation particulier de l'invention, ladite bactérie est modifiée pour exprimer une aldolase choisie parmi AldoB, RhaD, YdjI, FSA ou FbaB. Par exemple, lorsque l'on utilise l'aldolase AldoB, la bactérie exprime la séquence d'acides aminés SEQ ID NO 1 (incluse dans SEQ ID NO 3). Selon un cinquième aspect, la présente invention a pour objet un procédé de production d'un sucre d'intérêt qui comprend une étape consistant à cultiver une bactérie telle que décrite précédemment dans un milieu de culture M1 convenable comprenant deux composés aptes à former ledit sucre par une réaction d'aldolisation. Les conditions de culture peuvent varier en fonction de la souche bactérienne utilisée et peuvent être optimisées par une personne maîtrisant ces techniques pour assurer un taux de production maximum de composés d'intérêt. Les cultures peuvent en particulier se dérouler à des températures allant d'environ 20°C à environ 45°C, de préférence comprises entre 30°C et 37°C et de manière encore préférée autour de 37°C. Elles peuvent être soumises à une agitation favorisant l'oxygénation, à une vitesse comprise par exemple entre 100 rpm et 250 rpm, et de préférence entre 180 rpm et 220 rpm. Le protocole de culture peut être réalisé de manière habituelle, avec une production de colonies isolées de la bactérie génétiquement modifiée selon l'invention sur plaques de gélose solide, suivie par la production d'un milieu de culture de démarrage inoculé avec une colonie bactérienne, la culture de démarrage servant ensuite à inoculer un volume plus important de milieu liquide. Les cultures peuvent être conduites à différentes échelles allant de volumes de 500 ml à 2000 litres selon les objectifs de production (usage de laboratoire ou production industrielle). Un grand nombre de milieux différents conviennent à la culture des bactéries. Tel qu'utilisé ici, le terme "milieu" se rapporte à un support solide, liquide ou semi-solide dans lequel des microorganismes peuvent être cultivés, par exemple un gel. Les milieux peuvent être complétés par des composants supplémentaires afin d'améliorer la croissance bactérienne, par exemple des acides aminés, des sucres, du lactose, du glucose, du mannose, du glycérol, du calcium, du magnésium, du fer, du phosphate, des sulfates, des chlorures, des acétates, des citrates, etc. Les milieux peuvent également être complétés par des antibiotiques ou des antimicrobiens tels que l'ampicilline, la tétracycline, la kanamycine, la streptomycine, la carbénicilline, l'érythromycine et le chloramphénicol. Ces antimicrobiens peuvent être utilisés afin de cultiver sélectivement certaines bactéries qui contiennent un gène de résistance à un antibiotique donné. Des exemples non limitatifs de milieux qui peuvent être utilisés pour cultiver les bactéries selon l'invention comprennent le milieu LB (lysogeny broth), le milieu TB (terrific broth), le milieu 2xYT, le milieu SOB (Super Optimal Broth), le milieu SOC (Super Optimal Broth with Catabolite repression), les milieux M9 (minimal salts media), le milieu NZCYM, ou le milieu amine NZ. Selon l'invention, le milieu de culture comprend les réactifs mis en jeu dans l'aldolisation conduisant à un sucre d'intérêt, tel qu'un sucre rare ou un sucre phosphorylé. Ces réactifs sont les substrats de l'aldolase membranaire agissant dans le périplasme, typiquement une aldolase et un composé donneur, lequel peut comporter un substituant phosphore. Différentes concentrations peuvent convenir, que l'homme de l'art saura mettre en rapport avec la population cellulaire en présence. Par exemple, le milieu peut comprendre un composé donneur à une teneur allant de 0,1 mM à 12 mM, de préférence comprise entre 1,2 mM et 9 Mm. Plus particulièrement, lorsqu'on utilise le DHAP comme donneur, celui-ci peut avoir une concentration d'environ 1,2 mM à environ 9 mM. L'aldéhyde est ajouté au milieu de sorte que le rapport molaire avec le composé donneur peut être compris entre 3/1 et 20/1. De préférence, on ajoute 10 équivalents d'aldéhyde. Il est bien entendu que ces concentrations sont celles du milieu au début de la culture, et qu'elles sont amenées à évoluer au fur et à mesure que l'aldolisation consomme les réactifs et forme le sucre visé. Pour les raisons évoquées plus haut, le composé donneur présent dans le milieu de culture M1 peut être avantageusement le DHAP ou le DHA. Ainsi, Selon une caractéristique préférée du procédé objet de l'invention, le milieu de culture M1 comprend d'une part un aldéhyde et d'autre part du DHAP ou du DHA. De nombreux aldéhydes peuvent être mis en œuvre selon l'invention, notamment ceux déjà cités précédemment, sans que ce soit limitatif. Le composé donneur peut être acheté auprès d'un distributeur ou préparé dans une étape préalable pour être ajouté tel quel dans le milieu M1. Cependant, de manière originale, il peut être apporté sous la forme d'un surnageant issu d'une culture microbienne menée précédemment ou d'une solution dérivée dudit surnageant. Ce mode de production est tout particulièrement indiqué pour la production de sucres phosphorylés utilisant le DHAP. En effet, une souche microbienne transformée de manière à synthétiser du DHAP et à l'exporter dans son milieu de culture Mo peut être cultivée dans des conditions telles que décrites dans WO 2020/074582. Après élimination de la biomasse, on dispose du surnageant So de culture riche en DHAP. Cette solution de DHAP microbien peut alors servir de base à la fabrication d'un nouveau milieu de culture, à savoir le milieu M1. Ainsi, dans un mode de réalisation particulièrement intéressant du procédé objet de la présente invention, le milieu de culture M1 est préparé par le protocole suivant lequel : - une bactérie apte à produire du DHAP et à le sécréter est cultivée dans un milieu de culture Mo, - à l'issue de cette culture, le surnageant So contenant le DHAP bactérien est séparé de la biomasse, et - le surnageant So est utilisé pour préparer le milieu de culture M1. Selon un mode de réalisation du procédé objet de l'invention, on réalise à partir du surnageant So une solution contenant de 250 mg/l à 1500 mg/l de DHAP, de préférence 300 mg/l à 1000 mg/l de DHAP, on y ajoute un aldéhyde dans un ratio de 3 moles à 20 moles par mole de DHAP, de préférence de 8 à 12 équivalents d'aldéhyde, puis on introduit dans le milieu M1 ainsi obtenu une bactérie selon l'invention. La membrane périplasmique externe de la bactérie étant perméable aux solutés, le composé phosphorylé et l'aldéhyde présents dans le milieu de culture se trouvent également dans l'espace périplasmique où ils réagissent sous l'action catalytique de l'aldolase. Grâce à l'ancrage périplasmique de l’aldolase, le composé phosphorylé, par exemple le DHAP, et l’aldéhyde forment un sucre phosphorylé dans le périplasme, lequel peut alors être exporté vers le milieu de culture. Le sucre phosphorylé peut alors être récupéré, par une des techniques à la disposition de l'homme du métier. Le même processus est à l'œuvre pour la production d'autres sucres par aldolisation d'un aldéhyde en présence de DHA, notamment des sucres rares, qui seront ainsi extraits sans difficulté du milieu. Ainsi, le procédé selon l'invention comprend avantageusement en outre une étape dans laquelle on extrait le sucre obtenu du milieu de culture M1. L'extraction peut être réalisée de diverses manières. Une étape clé est la séparation des cellules bactériennes du milieu liquide qui peut être effectuée par centrifugation, filtration ou sédimentation. Une fois que la culture liquide a été séparée des cellules bactériennes, le composé d'intérêt peut ensuite être purifié en utilisant des techniques standard telles que la chromatographie sur colonne, la chromatographie liquide haute performance, la chromatographie d'échange d'ions, la chromatographie sur couche mince et la chromatographie en phase inverse. Grâce à la présente invention, il est possible de réaliser une production bactérienne de sucres phosphorylés par l'expression périplasmique d'une enzyme synthétisée à partir d'une séquence d'acides nucléiques. La localisation de la réaction d'aldolisation dans le périplasme bactérien s'est avérée être une stratégie optimale de production, combinant une bonne accessibilité à des substrats extracellulaires au catalyseur et une récolte élevée de produits d'intérêt. Ceux-ci peuvent être sécrétés dans le milieu de culture et facilement récupérés, sans qu'il soit nécessaire de recourir à une lyse cellulaire. Les quantités synthétisées par la technologie objet de la présente invention sont utilisables pour la vente de molécules à haute valeur ajoutée. Description détaillée de modes de réalisation de l'invention La présente invention sera mieux comprise, et des détails en relevant apparaîtront, à la lumière de la description qui va être faite de différentes variantes de réalisation. Exemple 1 : Plasmides Deux plasmides bactériens commerciaux ont été utilisés. - Le plasmide pACT3 commercialisé par Addgene, a été choisi pour l’expression in vivo sous le contrôle du promoteur pTac inductible à l’IPTG. Il présente une résistance au chloramphénicol. - Le plasmide pET28b commercialisé par Novagen, a été utilisé pour exprimer des enzymes étiquetées polyhistidine dans la souche BL21(DE3) en vue de leur purification. Il présente une résistance à la kanamycine. - Construction du plasmide pBC_P_001 Le plasmide pBC_P_001 est construit à partir du plasmide pET28 et porte le gène aldoB d’ Homo sapiens . Le gène humain aldoB a été codon optimisé pour une expression optimale dans E.coli et synthétisé par Eurofins. Le fragment aldoB a été amplifié par PCR avec les amorces aldoB_pET_F (GTTTAACTTTAAGAAGGAGATATACCATGGCACATCGCTTTCCGG), et aldoB_pET_R (ATCTCAGTGGTGGTGGTGGTGGTGCTCATACGTGTAACAGGCCGTAA ACA). Puis, il a été assemblé dans le vecteur pET28b préalablement linéarisé par digestion avec les enzymes de restriction NcoI/XhoI avec le kit NEBuilder HiFi assembly (Réf. E2621). Le plasmide pBC_P_001 résultant a été validé par séquençage par la société Eurofins genomics. - Construction du plasmide BC_099 Le plasmide est construit à partir du plasmide pACT3 et porte le gène aldoB d’ Homo sapiens fusionné à la séquence du peptide signal de la lipoprotéine NlpA d’ Escherichia coli. Le gène humain aldoB a été codon optimisé pour une expression optimale dans E.coli et synthétisé par Eurofins. Le plasmide pACT3 est utilisé dans cette étude pour l’expression in vivo de l’aldolase AldoB fusionnée en N-terminal avec le peptide signal de la lipoprotéine NlpA d’ E.coli pour son adressage au périplasme. La construction du plasmide BC_099 a été réalisée avec le kit NEBuilder HiFi assembly (Réf. E2621), à partir de trois fragments : - le plasmide pACT3 linéarisé par PCR avec les amorces pACT3_F (TAGAGTCG ACCTGCAGGCAT) et pACT3_R (ATTCTGTTTCCTGTGTGAAA) ; - le gène aldoB amplifié par PCR avec les amorces aldoB_F (ATGGCACATCG CTTTCCGG) et aldoB_R (ATGCCTGCAGGTCGACTCTATTAATACGTGTAACAGGCCGTAAACA) ; - le fragment nucléotidique codant pour le peptide de 6 acides aminés de la protéine NlpA d’ E.coli amplifié par PCR à partir d’ADN génomique avec les amorces NlpA_F (TTTCACACAGGAAACAGAATATGAAACTGACAACACATCATCTA) et NlpA_R (GCCGGAAAGCGATGTGCCATGCTGCTACTCTGGTCGCAAC). Les régions d’homologie entre ces trois fragments, apportées par les queues flottantes des amorces, permettent la recombinaison homologue. Le plasmide BC_099 résultant a été validé par séquençage par Eurofins genomics. La séquence d'acides aminés de la protéine de fusion de l'aldolase AldoB avec le peptide d'ancrage NlpA est fournie en SEQ ID NO 3 et la séquence de nucléotidique correspondante est fournie en SEQ ID NO 4. Exemple 2 : Souches Deux souches parentales d' Escherichia coli fournies par la société NEB, ont été utilisées : - la souche BL21 (DE3) (Réf. C2527H) dont le génotype est fhuA2 [ lon ] ompT gal (λ DE3) [ dcm ] ∆ hsdS ; - la souche NEB5-alpha (NEB®- Réf. C2987I) de génotype fhuA2 Δ(argF-lacZ)U169 phoA glnV44 Φ80 Δ(lacZ)M15 gyrA96 recA1 relA1 endA1 thi-1 hsdR17. Les souches commerciales BL21(DE3) et NEB5-alpha ont été transformées en suivant les protocoles fournis par NEB, pour obtenir les souches dérivées suivantes. - Souche BC_ST_008, contenant pBC_P_001 ; La souche d’ E.coli compétente BL21(DE3) a été utilisée pour la production de l'aldolase AldoB-6*His avec le plasmide pBC_P_001. Cette souche est adaptée à une production très élevée de protéines car elle exprime la T7 ARN polymérase compatible avec l’expression du plasmide pET28. De plus, elle est déficiente en protéase B ce qui limite la dégradation des protéines lors de la procédure de purification. - Souche BC_092, contenant pACT3 La souche d’ E.coli compétente NEB5-alpha dérivée de la souche DH5α a été utilisée avec le plasmide pACT3 pour fournir un contrôle sans aldolase. - Souche BC_093, contenant pBC_099 La souche d’ E.coli compétente NEB5-alpha dérivée de la souche DH5α a été utilisée pour exprimer l’aldolase AldoB de façon périplasmique avec le plasmide pBC_099. Cette souche est résistante aux phages T1 et ne possède pas le gène endA codant pour l’endonucléase périplasmique EndA. Exemple 3 : Milieux de culture Les cellules ont été cultivées sur milieu riche LB (Luria-Bertani) pendant les manipulations génétiques, en culture solide ou liquide, et pendant la première culture de démarrage des cellules prélevées dans le stock de glycérol. Milieu LB Le milieu riche LB est composé de 10 g/L de tryptone, 5 g/L d’extraits de levure et 5 g/L de NaCl. De l'agar à hauteur de 15 g/L est ajouté pour l’obtention d'un milieu solide. Le milieu LB, avec ou sans agar, est stérilisé par autoclavage 20 mn à 110°C avant utilisation. Milieu M9 Les cultures pour la production de DHAP sont réalisées en milieu minéral M9 contenant 10 g/l de glucose. Sa composition est la suivante : 18 g/L Na 2 HPO 4 * 12 H 2 O ; 3 g/L KH 2 PO 4 ; 0,5 g/L NaCl ; 2 g/L NH 4 Cl ; 0,5 g/L MgSO 4 * 7 H 2 O ; 0,015 g/L CaCl 2 * 2 H 2 O ; 0,01 g/L FeCl 3 ; 6,0.10 -3 g/L Thiamine HCl ; 0,49.10 -3 g/L NaEDTA ; 1,8.10 -3 g/L CoCl 2 * 6 H 2 O ; 1,8.10 -3 g/L ZnCl2SO 4 * 7 H2O ; 0,4.10 -3 g/L Na 2 MO 4 * 2 H 2 O ; 0,1.10 -3 g/L H 3 BO 3 ; 1,2.10 -3 g/L MnSO 4 * H 2 O ; 1,2.10 -3 g/L CuCl 2 * 2 H 2 O. Exemple 4 : Procédé de production de D-fructose-1-phosphate et D-xylulose-1-phosphate à partir de DHAP commercial La souche BC_093 est reprise sur boîte LB agar et laissée à 37 °C durant une nuit à partir de stocks glycérol où elle a est conservée à -80°C. Un clone isolé sur boîte est prélevé et mis en culture dans du milieu LB liquide à 200 rpm, à 37°C, une nuit. Le lendemain, une dilution est faite dans un milieu LB frais liquide à 37°C à 200 rpm. Après 6 heures, on ajoute 0,1 mM d’IPTG au milieu pour induire l’expression de la protéine fusion NlpA-aldoB dans le périplasme pour la souche BC_093. La culture est maintenue toute la nuit à 200 rpm, 30°C. La souche BC_092 est reprise sur boîte LB agar et laissée à 37 °C durant une nuit à partir de stocks glycérol où elle a est conservée à -80°C. Un clone isolé sur boîte est prélevé et mis en culture dans du milieu LB liquide à 200 rpm, à 37°C une nuit. Le lendemain, une dilution est réalisée dans un milieu LB frais liquide à 37°C à 200 rpm. Après 6 heures, on ajoute 0,1 mM d’IPTG au milieu puis, la culture est maintenue toute la nuit à 200 rpm, 30°C. La culture de la souche bactérienne BC_093 exprimant l’aldolase AldoB dans son périplasme est centrifugée à 4000 rpm pendant 10 min. Le culot cellulaire est remis en suspension dans une solution d’HEPES 50 Mm tamponné à PH 7.5 contenant 500 mg/L de DHAP (SIGMA-Réf 51269) et 10 eq d’aldéhyde. Le DL-glycéraldéhyde (SIGMA G5001) est utilisé pour la production de D-fructose-1-phosphate tandis que le glycolaldéhyde (SIGMA G6805) est utilisé pour la production de D-xylulose-1-phosphate. Le volume du mélange réactionnel est calculé de façon à concentrer les cellules d’un facteur 2, pour un volume de culture bactérienne initial de 10 ml le volume réactionnel sera de 5 ml. Ce mélange est placé à 30°C, 200 rpm à minima pendant 4 heures. Des échantillons sont prélevés en cours de réaction, ils sont filtrés (0,22 µm) et conservés à -20°C. La souche BC_092 est utilisée pour fournir un contrôle sans aldolase. Pour les autres contrôles, le mélange réactionnel a été adapté, le DHAP ou l’aldéhyde a été remplacé par de l’eau. Exemple 5 : Procédé de production de D-fructose-1-phosphate et D-xylulose-1-phosphate à partir de DHAP microbien Production de DHAP microbien Une culture bactérienne permettant la production de DHAP est réalisée selon la méthode présentée dans WO 2020/074582. La souche E. coli transformée YC20 est cultivée dans le milieu M9 dans les conditions décrites dans WO 2020/074582. La culture est centrifugée à 10 000 rpm et stérilisée avec un filtre 0,22 µm. La biomasse est éliminée pour ne conserver que le surnageant So de culture contenant le DHAP. La solution (surnageant So) contient de 300 mg/L à 1000 mg/L de DHAP. Elle est tamponnée à pH 7,5 et conservée à -20°C. La souche BC_093 est sur boîte LB agar et laissée à 37 °C une nuit à partir de stocks glycérol où elle a est conservée à -80°C. Un clone isolé sur boîte est prélevé et mis en culture dans du milieu LB liquide à 200 rpm, à 37°C une nuit. Le lendemain, une dilution est faite dans un milieu LB frais liquide à 37°C à 200 rpm. Après 6 heures, on ajoute 0,1 mM d’IPTG au milieu pour induire l’expression de la protéine fusion NlpA-aldoB dans le périplasme pour la souche BC_093. La culture est maintenue toute une nuit à 200 rpm, 30°C. La culture de la souche bactérienne BC_093 exprimant l’aldolase AldoB dans son périplasme est centrifugée à 4000 rpm pendant 10 mn. Le culot cellulaire est remis en suspension dans le surnageant So contenant 650 mg/L de DHAP microbien tamponnée à pH 7,5 auquel on a ajouté 10 eq d’aldéhyde. Le D-glycéraldéhyde (SIGMA G5001) est utilisé pour la production de D-fructose-1-phosphate, le glycolaldéhyde (SIGMA G6805) est utilisé pour la production de D-xylulose-1-phosphate. Ce mélange est ensuite placé à 30°C, 200 rpm au moins pendant 4 heures. Des échantillons sont prélevés en cours de réaction, ils sont filtrés (0,22 µm) et conservés à - 20°C. Exemple 6 : Production de D-fructose-1-phosphate à partir de DHAP microbien Les bactéries recombinantes BC_093 obtenues à l'exemple 2 ont été cultivées conformément au procédé décrit à l'exemple 5 ci-dessus. En fin de culture, 621 mg/L de fructose-1-P ont été produits, comme le montrent les résultats présentés dans le Tableau 1 : Mesure de la production de D-fructose-1-phosphate (mg/L) à partir de DHAP microbien par la souche BC_093, en présence et en absence de glycéraldéhyde . Temps (h) avec glycéraldéhyde sans glycéraldéhyde 0 0 0 2 173 0 4 559 0 6 606 0 23 704 0 28 621 0 Ces résultats indiquent que l’aldolase est bien active dans le périplasme. La capacité à la souche à produire du fructose-1-P en présence de DHAP et d’aldéhyde est démontrée. Exemple 7 : Production de D-fructose-1-phosphate à partir de DHAP commercial Le même protocole que ci-dessus a été mis en œuvre pour produire du D-fructose-1-phosphate à partir de DHAP commercial. Des tests de contrôle ont été réalisés dans les mêmes conditions, avec le DHAP seul et avec le glycéraldéhyde seul. Un autre test a été conduit en remplaçant la souche bactérienne BC-093 par la souche BC_092 n’exprimant pas AldoB en présence de glycéraldéhyde. Les résultats sont présentés dans : - le Tableau 2 : Mesure de la production de D-fructose-1-phosphate (mg/L) à partir de 500 mg/L DHAP commercial par la souche BC_093 en présence de glycéraldéhyde. Contrôles : DHAP seul, glycéraldéhyde seul ) et - le Tableau 3 : Contrôle de production de D-fructose-1-phosphate (mg/L) à partir de 500 mg/L DHAP commercial par la souche BC_092 n’exprimant pas AldoB en présence de glycéraldéhyde . Temps (h) DHAP seul Glycéraldéhyde seul Glycéraldéhyde et DHAP 0 0 0 0 3 0 0 4,67 4 0 0 6,8 22 0 0 14 26 0 0 16,9 Temps (h) Glycéraldéhyde et DHAP 0 0 3 0 4 0 22 0 26 0 Ces résultats montrent que la production de D-fructose-1-phosphate est bien corrélée à la présence de l’aldolase AldoB, du DHAP et du glycéraldéhyde. Ils permettent en outre d'affirmer que la production du sucre phosphorylé observée en présence le glycéraldéhyde et le DHAP microbien (exemple 6) est bien liée à l’aldolisation entre ces deux substrats, et n'est pas due à un composé non identifié dans le milieu de culture de production du DHAP microbien. Exemple 8 : Production de D-xylulose-1-phosphate à partir de DHAP commercial Les bactéries recombinantes BC_093 obtenues à l'exemple 2 ont été cultivées conformément au procédé décrit à l'exemple 4 ci-dessus, en prenant pour substrat le glycolaldéhyde au lieu du glycéraldéhyde. En fin de culture, plus de 80 mg/L de D-xylulose-1-P ont été produits. Des tests de contrôle ont été réalisés dans les mêmes conditions, avec le DHAP seul, et avec le glycolaldéhyde seul. Un autre test a été conduit en remplaçant la souche bactérienne BC-093 par la souche BC_092 n’exprimant pas AldoB en présence de glycolaldéhyde. Les résultats sont présentés dans - le Tableau 4 : Mesure de la production de D-xylulose-1-phosphate (mg/L) à partir de 500 mg/L de DHAP commercial par la souche BC_093 en présence de glycolaldéhyde . Contrôles : DHAP seul, glycolaldéhyde seul et - le Tableau 5 : Contrôle de production de D-xylulose-1-phosphate (mg/L) à partir de 500 mg/L DHAP commercial par la souche BC_092 n’exprimant pas AldoB en présence de glycolaldéhyde . Temps (h) DHAP seul Glycolaldéhyde seul Glycolaldéhyde et DHAP 0 0 0 0 3 0 0 26 4 0 0 41 22 0 0 75 26 0 0 80,2 Temps (h) Glycolaldéhyde et DHAP 0 0 3 0 4 0 22 0 26 0 La production de D-xylulose-1-P à partir de DHAP et de glycolaldéhyde montre qu'AldoB est capable d’utiliser le DHAP avec différents aldéhydes. Ceci montre qu'en utilisant un aldéhyde différent, un sucre phosphorylé différent peut être synthétisé. La technologie mise au point peut ainsi permettre de synthétiser toute une gamme de sucres phosphorylés, notamment des sucres rares et/ou difficiles à produire en grandes quantités, revêtant un intérêt dans des applications médicales ou industrielles. Exemple 9 : Analyse quantitative des métabolites L’acétonitrile de qualité HPLC et les standards (Dihydroxyacétone, DHAP, D-fructose-1-phosphate, D-xylulose-5-phosphate) ont été achetés chez Sigma sauf pour le C13 Glycérol-3-Phosphate qui provient d’Omicron Biochemicals, Inc. Pour confirmer la nature des métabolites produits par la bactérie, des analyses sont effectuées selon Mathon et coll. , 2017 avec des modifications. Le DHAP et le G3P sont analysés en utilisant l'appareil de chromatographie liquide Dionex de Thermo Scientific UltiMate 3000 BioRS Systems couplé au spectromètre de masse Thermo Scientific™ MSQ Plus™ Single Quadrupole Mass Detector. La chromatographie a été réalisée en utilisant une colonne amide Acquity UPLC BEH (Waters, 130Å, 1,7 µm, 2,1 mm x 150 mm) et une colonne amide Acquity UPLC BEH VanGuard Pre-column (Waters, 130Å, 1,7 µm, 2,1 mm x 5 mm) utilisant un gradient binaire. Le solvant A est composé de 5 mM d’acide méthylphosphonique (Sigma-Aldrich, 289868-1g) en phase aqueuse et le solvant B est de l’acétonitrile avec 3,5 mM de triéthylamine (Fluka-Sigma-Aldrich, 65897-50 ml-F) et 1,3 mM d’acide formique (Fisher Chemical, A117-50-50 ml). Le volume d’injection des échantillons préfiltrés (avec un filtre de 0,2 μms) est de 2 μl et un débit de 0,35 ml/mn est appliqué. Une température de 15°C est utilisée pour l’échantillonneur automatique. Le contrôle de l’instrument, l’acquisition de données, la conception et la génération du rapport d’analyse est effectué via Chromeleon™ Chromatography Data System (CDS) Software. Le spectromètre de masse est équipé avec une source d’ionisation par électronébuliseur (ESI) utilisé en mode d’ionisation négative. La température à la source est de 550°C, le voltage à l’aiguille est de -3,5 kV et le voltage du cône de -45 V. Le DHAP, le D-fructose-1P, le D-xylulose-1P ont été analysés en utilisant un suivi simple ion (SIM) avec un ratio masse pour charge (m/z) de 169, 259, 229, respectivement et pour le standard interne 13C Glycérol-3-Phosphate, le ratio m/z est de 174. Les échantillons ont été quantifiés en utilisant le facteur de réponse du DHAP et du glycérol-3-P avec le standard interne. Tous les stocks de solution standard pour chaque analyte individuel ont été préparés par eau déionisée (D.I. water, 18,2 MΩ-cm -1 , Millipore) en solution acétonitrile. Les échantillons ont été dilués dans de l’acétonitrile avant analyse (1:1, v:v). SEQ ID NO 1 : séquence d'acides aminés de la fructose-bisphosphate aldolase ( AldoB ) issue d' Homo sapiens MAHRFPALTQ EQKKELSEIA QSIVANGKGI LAADESVGTM GNRLQRIKVE NTEENRRQFR EILFSVDSSI NQSIGGVILF HETLYQKDSQ GKLFRNILKE KGIVVGIKLD QGGAPLAGTN KETTIQGLDG LSERCAQYKK DGVDFGKWRA VLRIADQCPS SLAIQENANA LARYASICQQ NGLVPIVEPE VIPDGDHDLE HCQYVTEKVL AAVYKALNDH HVYLEGTLLK PNMVTAGHAC TKKYTPEQVA MATVTALHRT VPAAVPGICF LSGGMSEEDA TLNLNAINLC PLPKPWKLSF SYGRALQASA LAAWGGKAAN KEATQEAFMK RAMANCQAAK GQYVHTGSSG AASTQSLFTA CYTY SEQ ID NO 2 : séquence d'acides aminés de la lipoprotéine NlpA d' E.coli MKLTTHHLRT GAALLLAGIL LAGCDQSSSD AKHIKVGVIN GAEQDVAEVA KKVAKEKYGL DVELVGFSGS LLPNDATNHG ELDANVFQHR PFLEQDNQAH GYKLVAVGNT FVFPMAGYSK KIKTVAQIKE GATVAIPNDP TNLGRALLLL QKEKLITLKE GKGLLPTALD ITDNPRHLQI MELEGAQLPR VLDDPKVDVA IISTTYIQQT GLSPVHDSVF IEDKNSPYVN ILVAREDNKN AENVKEFLQS YQSPEVAKAA ETIFNGGAVP GW SEQ ID NO 3 : Séquence d'acides aminés de la protéine de fusion de AldoB et NlpA Caractères gras : peptide signal NlpA comprenant le peptide de liaison de six acides aminés, repéré par le double soulignement) - Caractères soulignés : enzyme AldoB codon optimisé MKLTTHHLRTGAALLLAGILLAG CDQSSS MAHRFPALTQEQKKELSEIAQSIVANGKGILAADESVGTMGNRLQRIKVENTEENRRQFREILFSVDSSINQSIGGVILFHETLYQKDSQGKLFRNILKEKGIVVGIKLDQGGAPLAGTNKETTIQGLDGLSERCAQYKKDGVDFGKWRAVLRIADQCPSSLAIQENANALARYASICQQNGLVPIVEPEVIPDGDHDLEHCQYVTEKVLAAVYKALNDHHVYLEGTLLKPNMVTAGHACTKKYTPEQVAMATVTALHRTVPAAVPGICFLSGGMSEEDATLNLNAINLCPLPKPWKLSFSYGRALQASALAAWGGKAANKEATQEAFMKRAMANCQAAKGQYVHTGSSGAASTQSLFTACYTY SEQ ID NO 4 : Séquence de nucléotides codon optimisée de E. coli , codant la protéine de fusion de AldoB et NlpA La séquence codant le peptide signal NlpA est en caractères gras, la séquence ALDOB codon optimisée est soulignée. ATGAAACTGACAACACATCATCTACGGACAGGGGCCGCATTATTGCTGGCCGGAATTCTGCTGGCAGGTTGCGACCAGAGTAGCAGC ATGGCACATCGCTTTCCGGCTCTGACGCAAGAACAGAAGAAAGAATTGTCAGAGATTGCGCAGTCCATCGTGGCGAATGGCAAAGGTATTCTGGCCGCAGATGAGAGCGTGGGAACCATGGGTAATCGGCTTCAACGCATCAAAGTGGAGAACACCGAAGAAAATCGGCGTCAGTTTCGCGAAATCCTCTTTAGCGTCGACAGTAGCATCAATCAGTCCATTGGCGGGGTGATTCTGTTTCACGAAACGCTGTACCAGAAAGACTCGCAAGGGAAACTGTTCCGCAACATTCTGAAAGAGAAAGGCATTGTGGTGGGCATCAAACTGGATCAGGGTGGCGCACCCTTAGCTGGCACTAATAAGGAGACAACGATTCAAGGCCTCGATGGGCTTTCTGAACGTTGTGCCCAGTATAAGAAGGATGGTGTTGACTTTGGCAAATGGCGCGCGGTACTGCGTATCGCTGATCAGTGCCCTAGCAGTCTGGCCATTCAGGAAAACGCGAATGCGTTAGCACGCTATGCGAGCATTTGCCAACAGAACGGCCTGGTTCCCATTGTCGAGCCGGAAGTAATCCCGGATGGCGATCATGACCTGGAACACTGCCAGTATGTCACCGAGAAAGTTCTGGCGGCGGTGTATAAAGCCCTGAATGACCATCACGTGTACTTGGAAGGTACCCTCTTGAAACCGAACATGGTAACTGCCGGACATGCCTGCACCAAGAAATACACCCCTGAACAAGTCGCCATGGCAACAGTTACGGCTTTACACCGCACTGTTCCAGCGGCGGTTCCGGGTATTTGCTTCCTGTCAGGTGGCATGTCGGAAGAAGATGCCACCCTCAACCTGAATGCGATCAACTTGTGTCCACTGCCGAAGCCGTGGAAACTGTCATTCTCCTATGGACGTGCCCTTCAGGCCAGTGCGTTAGCGGCATGGGGTGGGAAAGCGGCAAACAAAGAAGCTACCCAGGAAGCCTTCATGAAACGTGCAATGGCGAACTGTCAAGCTGCGAAAGGCCAGTACGTCCATACCGGTTCTAGCGGTGCTGCATCGACACAATCTCTGTTTACGGCCTGTTACACGTATTAA Polypeptide comprenant une aldolase apte à catalyser une réaction d'aldolisation entre un deux composés, et un peptide d'ancrage membranaire bactérien. Polypeptide selon la revendication 1, caractérisé en ce qu'il comprend une aldolase dépendante du dihydroxyacétone-phosphate (DHAP) apte à catalyser une réaction de condensation entre un aldéhyde et le DHAP, ou une aldolase dépendante du dihydroxyacétone (DHA) apte à catalyser une réaction de condensation entre un aldéhyde et le DHA. Polypeptide selon la revendication 1 ou 2, caractérisé en ce que l'aldolase est choisie parmi AldoB, RhaD, YdjI, FSA ou FbaB. Polypeptide selon l'une des revendications précédentes, caractérisé en ce que le peptide d'ancrage membranaire comprend le peptide signal d'une lipoprotéine d' Escherichia coli . Polypeptide selon la revendication précédente, caractérisé en ce que le peptide d'ancrage membranaire comprend le peptidique leader de la lipoprotéine NlpA et le peptide de six acides aminés de la protéine mature NlpA de séquence CDQSSS. Séquence nucléotidique codant un polypeptide selon l'une des revendications précédentes. Vecteur comprenant une séquence nucléotidique selon la revendication précédente. Bactérie génétiquement modifiée pour produire des sucres phosphorylés, caractérisée en ce que ladite bactérie est génétiquement modifiée pour exprimer un polypeptide selon l'une des revendications 1 à 5. Bactérie génétiquement modifiée selon la revendication précédente, caractérisée en ce que ladite bactérie est Escherichia coli . Bactérie selon l'une des revendications 8 ou 9, caractérisée en ce qu'elle est modifiée génétiquement pour exprimer une aldolase dépendante du dihydroxyacétone-phosphate (DHAP) ou du dihydroxyacétone (DHA) dans l'espace périplasmique de ladite bactérie Bactérie génétiquement modifiée selon l'une des revendications 8 à 10, caractérisée en ce que ladite bactérie est modifiée pour exprimer une aldolase choisie parmi AldoB, RhaD, YdjI, FSA ou FbaB. Procédé de production d'un sucre, caractérisé en ce qu'il comprend une étape consistant à cultiver une bactérie selon l'une des revendications 8 à 11 dans un milieu de culture M1 convenable comprenant deux composés aptes à former ledit sucre par une réaction d'aldolisation. Procédé selon la revendication précédente, caractérisé en ce que le milieu de culture M1 comprend d'une part un aldéhyde et d'autre part du DHAP ou du DHA. Procédé selon la revendication précédente, caractérisé en ce qu'il le milieu de culture M1 est préparé par le protocole suivant lequel : - une bactérie apte à produire du DHAP et à le sécréter est cultivée dans un milieu de culture Mo, - à l'issue de cette culture, le surnageant So contenant le DHAP bactérien est séparé de la biomasse, et - le surnageant So est utilisé pour préparer le milieu de culture M1. Procédé selon la revendication précédente, caractérisé en ce qu'il comprend en outre une étape dans laquelle on extrait le sucre obtenu du milieu de culture M1.