Brevet FR3106830A1 — publié le 20210806

Anticorps anti-protéine G alpha L’invention concerne des anticorps ou fragment d’anticorps capable de se lier à la protéine G alpha, des séquence d’acides nucléiques codant pour l’anticorps, des vecteurs comprenant la séquence d’acides nucléiques, des cellules comprenant le vecteur ou la séquence d’acides nucléiques et une trousse de réactifs comprenant (i) l’anticorps ou le fragment d’anticorps ou la composition et (ii) une source de GTP marqué avec un membre d’un couple de partenaires de RET. Anticorps anti-protéine G alpha La présente invention concerne des nouveaux anticorps ou fragments d’anticorps, capable de se lier à la protéine G alpha. Les récepteurs couplés aux protéines G (RCPG ou GPCR en anglais) sont une famille de récepteurs membranaires chez les mammifères et dans tout le règne animal. Les protéines G sont des protéines hétérotrimériques (3 sous unités : alpha, bêta et gamma) qui sont activées par les RCPG. Au travers des RCPG, les protéines G ont un rôle de transduction d’un signal de l’extérieur de la cellule vers l’intérieur de la cellule (i.e. réponse cellulaire à un stimulus externe). Leur mécanisme d’action communément décrit est résumé ci-après : - dans son état inactif, de repos, la sous unité alpha de la protéine G est liée au nucléotide GDP (protéine G pleine liée au GDP) ; - après activation du RCPG, ce dernier se lie à la sous unité alpha de la protéine G et enclenche un processus d'activation de la protéine G constitué de deux étapes : 1) la sortie du GDP de la protéine G pour donner une protéine G vide, et la formation d'un complexe RCPG / protéine-G-vide inactif, et 2) la fixation du GTP qui conduit à la formation d'une protéine G active, sous forme GTP (protéine G pleine liée au GTP). Dans la première étape, la protéine G liée au récepteur est sous une forme appelée « forme vide ». Cet état est décrit dans la littérature comme étant transitoire puisqu’il est décrit que le nucléotide GTP se lie rapidement à la sous unité alpha de la protéine G. Par ailleurs, les sous unités bêta/gamma de la protéine G activée se dissocient de la sous unité alpha ; - la sous unité alpha de la protéine G pleine liée au GTP se fixe alors aux effecteurs pour les activer. Les effecteurs activent à leur tour des voies de signalisation entraînant une réponse cellulaire ; - le GTP est ensuite hydrolysé en GDP par la sous unité alpha de la protéine G et la sous unité alpha se réassocie aux sous unité bêta/gamma pour reformer la protéine G pleine liée au GDP (état inactif). Etant donné l’implication des RCPG dans de nombreuses voies de signalisation des outils ont été générés dans l’art antérieur pour étudier leur activité, avec souvent pour objectif l’identification de nouveaux ligands de ces récepteurs ayant une potentielle activité thérapeutique. On peut citer à titre d’exemple de ces outils, l’utilisation d’un dérivé radioactif non hydrolysable ou lentement hydrolysable du GTP, notamment le GTP-gamma-S, qui se fixe sur la protéine G alpha lorsque le récepteur est activé. Il existe également des systèmes recombinants basés sur la mesure d’une activité enzymatique telle que la luciférase dont l’expression est contrôlée par les seconds messagers produits par l’activation du récepteur. Des anticorps ont également étés synthétisés pour détecter l’activation des RCPG au niveau de la surface cellulaire [1]. On peut également faire référence au brevet EP2723764 B1 qui propose des nano-anticorps qui se lient à l’interface entre la protéine G alpha et la protéine G bêta/gamma, permettant de stabiliser le complexe RCPG/protéine G. Toutefois, l’art antérieur ne décrit pas d’anticorps ou de fragments d’anticorps capable de générer un signal de RET lorsqu’il est marqué avec un membre d’un couple de partenaires de RET et utilisés avec un GTP marqué par un membre d’un couple de partenaires de RET. Les inventeurs ont mis au point des anticorps ou fragments d’anticorps pour détecter l’activation d’un RCPG par la mise en œuvre d’un procédé de RET qui utilise un GTP marqué par un membre d’un couple de partenaires de RET. Les inventeurs ont également montré que ces anticorps ou fragments d’anticorps ont ces propriétés car ils sont capables de se lier à la protéine G alpha dans une zone très particulière. Un premier objet de la présente invention concerne un anticorps ou un fragment d’anticorps capable de se lier à la protéine G alpha, qui comprend : - un domaine variable d’une chaîne lourde comprenant un CDR1 de séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 1, un CDR2 de séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 2, et un CDR3 de séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 3, et - un domaine variable d’une chaîne légère comprenant un CDR1 de séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 4, un CDR2 de séquence d’acides aminés DTS (soit les trois acides aminés Asp Thr Ser), et un CDR3 de séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 5. Un deuxième objet de la présente invention concerne un anticorps ou un fragment d’anticorps qui entre en compétition pour la liaison à la protéine G alpha avec l’anticorps ou fragment d’anticorps du premier objet de l’invention. Un troisième objet de la présente invention concerne une composition comprenant l’anticorps ou le fragment d’anticorps selon l’invention. Un quatrième objet de la présente invention concerne un kit-of-parts (trousse de réactifs en français) comprenant (i) l’anticorps ou le fragment d’anticorps selon l’invention ou la composition selon l’invention et (ii) une source de GTP marqué avec un membre d’un couple de partenaires de RET. Un cinquième objet de la présente invention concerne une séquence d’acides nucléiques codant pour l’anticorps ou le fragment d’anticorps selon l’invention. Un sixième objet de la présente invention concerne un vecteur comprenant la séquence d’acides nucléiques selon l’invention. Un septième objet de la présente invention concerne une cellule comprenant le vecteur selon l’invention ou la séquence d’acides nucléiques selon l’invention. Description détaillée Définitions Les termes « anticorps anti-protéine G alpha », « anticorps anti-G alpha » ou « anticorps capables de se lier à la protéine G alpha » (ou fragment d’anticorps) sont interchangeables et désignent un anticorps (ou un fragment d’anticorps) qui se lie à la protéine G alpha avec une affinité suffisante pour être utilisé comme agent de détection (ex. pour la mise en œuvre d’un RET), de diagnostic et/ou thérapeutique en ciblant la protéine G alpha. Le terme « anticorps », également appelé « immunoglobuline » désigne un hétérotétramère constitué de deux chaînes lourdes d'environ 50-70 kDa chacune (dites les chaînes H pour Heavy) et de deux chaînes légères d'environ 25 kDa chacune (dites les chaînes L pour Light), liées entre elles par des ponts disulfures intra et intercaténaires. Chaque chaîne est constituée, en position N-terminale, d'une région ou domaine variable, dit VL pour la chaîne légère, VH pour la chaîne lourde, et en position C-terminale, d'une région constante, constitué d'un seul domaine dit CL pour la chaîne légère et de trois ou quatre domaines nommés CH1, CH2, CH3, CH4, pour la chaîne lourde. Chaque domaine variable comprend généralement 4 « régions charnières » (appelées FR1, FR2, FR3, FR4) et 3 régions directement responsables de la liaison avec l’antigène, dites « CDR » (appelées CDR1, CDR2, CDR3). L’anticorps peut être, par exemple, un anticorps de mammifère, tel qu’un anticorps murin, un anticorps chimérique, un anticorps humanisé ou un anticorps humain. Par « anticorps chimérique », on entend un anticorps dont les séquences des régions variables des chaînes légères et des chaînes lourdes appartiennent à une espèce différente de celle des séquences de régions constantes des chaînes légères et des chaînes lourdes. Aux fins de l'invention, les séquences des régions variables des chaînes lourdes et légères sont préférentiellement d'origine murine tandis que les séquences des régions constantes des chaînes lourdes et légères appartiennent à une espèce non-murine. A cet égard, pour les régions constantes, toutes les espèces de mammifères non-murins sont susceptibles d'être utilisées, et en particulier l'homme, le singe, les suidés, les bovidés, les équidés, les félidés, les canidés ou encore les oiseaux, cette liste n'étant pas exhaustive. De façon préférée, les anticorps chimériques selon l'invention contiennent des séquences de régions constantes des chaînes lourdes et légères d'origine humaine et les séquences de régions variables des chaînes lourdes et légères d'origine murine. Par « anticorps humanisé », on entend un anticorps dont tout ou partie des séquences des régions impliquées dans la reconnaissance de l'antigène (les régions hypervariables ou CDR : Complementarity Determining Région) et parfois certains acides aminés des régions FR (régions Framework) sont d'origine non-humaine tandis que les séquences des régions constantes et des régions variables non-impliquées dans la reconnaissance de l'antigène sont d'origine humaine. Par « anticorps humain », on entend un anticorps contenant uniquement des séquences humaines, aussi bien pour les régions variables et constantes des chaînes légères que pour les régions variables et constantes des chaînes lourdes. On entend par « fragment d'anticorps », toute partie d'une immunoglobuline obtenue par digestion enzymatique ou obtenue par bioproduction comprenant au moins un pont disulfure et qui est capable de se lier à l’antigène reconnu par l’anticorps entier, par exemple Fab, Fab’, F(ab') 2 , Fab'-SH. La digestion enzymatique des immunoglobulines par la papaïne génère deux fragments identiques, qu'on appelle les fragments Fab (Fragment antigen binding), et un fragment Fc (Fragment cristallisable). La digestion enzymatique des immunoglobulines par la pepsine génère un fragment F(ab') 2 et un fragment Fc scindé en plusieurs peptides. F(ab') 2 est formé de deux fragments Fab' liés par des ponts disulfures intercaténaires. Les parties Fab sont constituées des régions variables et des domaines CH1 et CL. Le fragment Fab' est constitué de la région Fab et d'une région charnière. Fab'-SH fait référence à un fragment Fab' dans lequel le résidu cystéine de la région charnière porte un groupe thiol libre. Le terme « affinité » fait référence à la force de l’ensemble des interactions non-covalentes entre une molécule, par exemple un anticorps ou un fragment d’anticorps et l’antigène reconnu, par exemple un antigène tel que la protéine G alpha. L’affinité est généralement représentée par la constante de dissociation (Kd). La constante de dissociation (Kd) peut être mesurée par des méthodes bien connues, par exemple en FRET ou en SPR. Au sens de la présente invention, « l'identité » ou « l’homologie » est calculée en comparant deux séquences alignées dans une fenêtre de comparaison. L'alignement des séquences permet de déterminer le nombre de positions (nucléotides ou acides aminés) en commun pour les deux séquences dans la fenêtre de comparaison. Le nombre de positions en commun est donc divisé par le nombre total de positions dans la fenêtre de comparaison et multiplié par 100 pour obtenir le pourcentage d'identité. La détermination du pourcentage d'identité de séquence peut être effectuée manuellement ou grâce à des programmes informatiques bien connus. Dans un mode de réalisation particulier de l’invention, l’identité ou l’homologie correspond à au moins une substitution, par exemple 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10 substitutions, d’un résidu d’acide aminé, de préférence au moins une substitution d’un résidu d’acide aminé réalisée de façon conservative. La « substitution d’un résidu d’acide aminé réalisée de façon conservative » consiste à remplacer un résidu d’acide aminé par un autre résidu d’acide aminé, ayant une chaîne latérale possédant des propriétés similaires. Les familles d’acides aminés possédant des chaines latérales avec des propriétés similaires sont bien connues, on peut citer par exemple les chaines latérales basiques (e.g., lysine, arginine, histidine), les chaines latérales acides (e.g., aspartic acid, glutamic acid), les chaînes latérales polaires et non chargées (e.g., glycine, asparagine, glutamine, serine, threonine, tyrosine, cysteine), les chaînes latérales apolaires (e.g., glycine, cysteine, alanine, valine, leucine, isoleucine, proline, phenylalanine, methionine, tryptophan), les chaînes latérales beta-ramifiées (e.g., threonine, valine, isoleucine) et les chaînes latérales aromatiques (e.g., tyrosine, phenylalanine, tryptophan, histidine). Les anticorps ou fragments d’anticorps homologues ou « variants d’anticorps ou de fragments d’anticorps » (c’est-à-dire des anticorps ou fragments d’anticorps ayant la même fonction) possèdent donc certains acides aminés qui peuvent être substitués par d’autres acides aminés au niveau des régions constantes et/ou des régions variables, sans perdre la capacité de liaison à l’antigène. Il est préférable que cette substitution soit réalisée au sein de la séquence d’ADN qui code pour l’anticorps ou le fragment d’anticorps, c’est-à-dire que la substitution soit conservative en nature. L’Homme du métier utilise ses connaissances générales pour déterminer le nombre de substitutions qui peuvent être réalisés et leur localisation afin de pouvoir conserver la fonction de l’anticorps ou du fragment d’anticorps. Afin de déterminer la capacité d’un ou plusieurs variants d’anticorps ou de fragment d’anticorps à se lier spécifiquement à un antigène, plusieurs méthodes appropriées, bien connues de l’homme du métier et décrites dans l’art antérieur, peuvent être utilisées. Les anticorps ou les fragments d’anticorps peuvent donc être testés par les méthodes de liaison, comme par exemple la méthode ELISA, la méthode par chromatographie d’affinité, etc. Les variants d’anticorps ou de fragments d’anticorps peuvent être générés par exemple par la méthode de « phage display » permettant de générer une librairie de phage. Un grand nombre de méthodes sont connues afin de générer une librairie de « phage display » et cibler les variants d’anticorps ou de fragments d’anticorps ayant les caractéristiques fonctionnelles recherchées. Par « purifié » et « isolé », on entend, en se référant à un anticorps ou un fragment d’anticorps selon l'invention, que l’anticorps est présent en l'absence substantielle d'autres macromolécules biologiques du même type. Le terme "purifié" tel qu'utilisé ici signifie de préférence au moins 75% en masse, plus préférablement au moins 85% en masse, encore plus préférablement au moins 95% en masse, et le plus préférablement au moins 98% en masse d’anticorps, par rapport à l’ensemble des macromolécules présentes. Le terme « protéine G » désigne une protéine hétéro-trimérique composée de trois sous-unités appelées protéine G alpha, protéine G bêta et protéine G gamma. Le terme « Protéine G alpha » ou « G alpha » désigne la sous-unité alpha de la protéine G. La protéine G alpha possèdent deux domaines, le domaine GTPase, et le domaine hélice alpha. Il existe au moins 20 protéines G alpha différentes, qui peuvent se classer parmi les principales familles de protéines suivantes : G alphas (connu pour activer l'adénylate cyclase afin d'augmenter la synthèse de l'AMPc), G alphai (connu pour inhiber l'adénylate cyclase), G alphaolf (associé aux récepteurs olfactifs), G alphat (connu pour la transduction des signaux visuels dans la rétine en conjonction avec la rhodopsine), G alphaq (connu pour stimuler la phospholipase C) ou la famille G alpha12 / 13 (connue pour réguler le cytosquelette, les jonctions cellulaires, et d’autres processus liés au mouvement de la cellule). La protéine G alpha peut être choisie parmi la protéine G alphai, G alphao et/ou G alphaz. La protéine G alphai peut être choisie parmi la protéine G alphai1, G alphai2 et G alphai3. La protéine G alphai peut être d’origine humaine ou animale. Avantageusement, l’anticorps ou le fragment d’anticorps selon l’invention se lie à la protéine G alphai, G alphao et/ou G alphaz, par exemple il se lie à la protéine G alphai1, à la protéine G alphai2 et/ou à la protéine G alphai3. La protéine G alphai1 d’origine humaine porte l’identifiant UniProt P63096-1 pour l’isoforme 1 et l’identifiant UniProt P63096-2 pour l’isoforme 2. Le gène codant pour la protéine G alphai1 d’origine humaine est connu sous le nom de « GNAI1 » (Gene ID : 2770, NCBI). Le terme « GTP » désigne la guanosine triphosphate. Le terme « GTP non hydrolysable ou lentement hydrolysable » désigne un analogue du GTP qui n’est pas hydrolysé ou peu hydrolysé en GDP. On peut citer par exemple le GTPgammaS (CAS no. 37589-80-3), le GppNHp (CAS no. 148892-91-5) ou le GppCp (CAS no. 10470-57-2). Les termes « GTP non hydrolysable ou lentement hydrolysable marqué par un membre d’un couple de partenaire de RET » ou « GTP non hydrolysable ou lentement hydrolysable marqué » sont interchangeables et désignent soit un GTP non hydrolysable ou lentement hydrolysable marqué par un membre d’un couple de partenaire de RET donneur (« GTP-donneur »), soit un GTP non hydrolysable ou lentement hydrolysable marqué par un membre d’un couple de partenaire de RET accepteur (« GTP-accepteur »). Le terme « RET » (de l’anglais « Resonance Energy Transfer ») désigne les techniques de transfert d'énergie, dont le FRET et le BRET. Le terme « FRET » (de l’anglais « Fluorescence Resonance Energy Transfer ») désigne le transfert d'énergie entre deux molécules fluorescentes. Le FRET est défini comme un transfert d’énergie non radiatif résultant d’une interaction dipôle–dipôle entre un donneur et un accepteur d’énergie. Ce phénomène physique nécessite une compatibilité énergétique entre ces molécules. Cela signifie que le spectre d’émission du donneur doit recouvrir, au moins partiellement, le spectre d’absorption de l’accepteur. En accord avec la théorie de Förster, le FRET est un processus qui dépend de la distance séparant les deux molécules, donneur et accepteur : lorsque ces molécules sont à proximité l’une de l’autre, un signal de FRET sera émis. Par exemple, la constante de dissociation (Kd) entre un anticorps et sa cible peut être mesurée par FRET, par exemple comme décrit dans les exemples. Le terme « BRET » (de l’anglais « Bioluminescence Resonance Energy Transfer ») désigne le transfert d'énergie entre une molécule bioluminescente et une molécule fluorescente. Anticorps ou fragment d’anticorps selon l’invention Un premier objet de l’invention concerne un anticorps ou un fragment d’anticorps capable de se lier à la protéine G alpha, qui comprend : - un domaine variable d’une chaîne lourde comprenant un CDR1 de séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 1, un CDR2 de séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 2, et un CDR3 de séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 3, et - un domaine variable d’une chaîne légère comprenant un CDR1 de séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 4, un CDR2 de séquence d’acides aminés DTS (soit les trois acides aminés « Asp Thr Ser», c’est à dire les trois acides aminés acide aspartique, thréonine et sérine), et un CDR3 de séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 5. Le domaine variable de la chaîne lourde peut comprendre : - un FR1 présentant au moins 80% d’homologie, de préférence au moins 90% d’homologie, par exemple au moins 95% d’homologie, au moins 96%, au moins 97%, au moins 98%, au moins 99% ou même 100% d’homologie avec la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 6, - un FR2 présentant au moins 80% d’homologie, de préférence au moins 90% d’homologie, par exemple au moins 95% d’homologie, au moins 96%, au moins 97%, au moins 98%, au moins 99% ou même 100% d’homologie avec la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 7, - un FR3 présentant au moins 80% d’homologie, de préférence au moins 90% d’homologie, par exemple au moins 95% d’homologie, au moins 96%, au moins 97%, au moins 98%, au moins 99% ou même 100% d’homologie avec la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 8, et/ou - un FR4 présentant au moins 80% d’homologie, de préférence au moins 90% d’homologie, par exemple au moins 95% d’homologie, au moins 96%, au moins 97%, au moins 98%, au moins 99% ou même 100% d’homologie avec la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 9. Le domaine variable de la chaîne légère peut comprendre : - un FR1 présentant au moins 80% d’homologie, de préférence au moins 90% d’homologie, par exemple au moins 95% d’homologie, au moins 96%, au moins 97%, au moins 98%, au moins 99% ou même 100% d’homologie avec la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 10, - un FR2 présentant au moins 80% d’homologie, de préférence au moins 90% d’homologie, par exemple au moins 95% d’homologie, au moins 96%, au moins 97%, au moins 98%, au moins 99% ou même 100% d’homologie avec la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 11, - un FR3 présentant au moins 80% d’homologie, de préférence au moins 90% d’homologie, par exemple au moins 95% d’homologie, au moins 96%, au moins 97%, au moins 98%, au moins 99% ou même 100% d’homologie avec la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 12, et/ou - un FR4 présentant au moins 80% d’homologie, de préférence au moins 90% d’homologie, par exemple au moins 95% d’homologie, au moins 96%, au moins 97%, au moins 98%, au moins 99% ou même 100% d’homologie avec la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 13. Dans un mode de réalisation particulier de l’anticorps selon l’invention : ● le domaine variable de la chaîne lourde comprend : - un FR1 de séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 6 (i.e. 100% d’homologie avec la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 6), - un FR2 de séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 7, - un FR3 de séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 8, et - un FR4 de séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 9 ; et ● le domaine variable de la chaîne légère comprend : - un FR1 de séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 10, - un FR2 de séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 11, - un FR3 de séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 12, et - un FR4 de séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 13. Dans un mode de réalisation particulier de l’anticorps selon l’invention, le domaine variable de la chaîne lourde peut présenter au moins 80% d’homologie, de préférence au moins 90% d’homologie, par exemple au moins 95% d’homologie, au moins 96%, au moins 97%, au moins 98%, au moins 99% ou 100% d’homologie avec la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 14, et le domaine variable de la chaîne légère peut présenter d’homologie au moins 80% d’homologie, de préférence au moins 90% d’homologie, par exemple au moins 95% d’homologie, au moins 96%, au moins 97%, au moins 98%, au moins 99% ou 100% d’homologie avec la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 15. Ainsi, l’invention concerne un anticorps ou fragment d’anticorps dans lequel : - le domaine variable de la chaîne lourde présente au moins 80% d’homologie, de préférence au moins 90% d’homologie, par exemple au moins 95% d’homologie, au moins 96%, au moins 97%, au moins 98%, au moins 99% ou 100% d’homologie d’homologie avec la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 14 ; - le domaine variable de la chaîne légère présente au moins 80% d’homologie, de préférence au moins 90% d’homologie, par exemple au moins 95% d’homologie, au moins 96%, au moins 97%, au moins 98%, au moins 99% ou 100% d’homologie d’homologie avec la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 15 ; et - le CDR1 du domaine variable de la chaîne lourde consiste en la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 1, le CDR2 du domaine variable de la chaîne lourde consiste en la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 2, le CDR3 du domaine variable de la chaîne lourde consiste en la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 3, le CDR1 du domaine variable de la chaîne légère consiste en la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 4, le CDR2 du domaine variable de la chaîne légère consiste en la séquence d’acides aminés DTS, et le CDR3 du domaine variable de la chaîne légère consiste en la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 5. Avantageusement, le domaine variable de la chaîne lourde consiste en la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 14 (i.e. le domaine variable de la chaîne lourde présente 100% d’homologie avec la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 14) et le domaine variable de la chaîne légère consiste en la séquence d’acide aminé SEQ ID NO : 15. L’anticorps décrit dans les exemples sous la référence DSV36S comprend un domaine variable de la chaîne lourde qui consiste en la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 14 et un domaine variable de la chaîne légère qui consiste en la séquence d’acide aminé SEQ ID NO : 15. L’anticorps ou fragment d’anticorps selon le premier objet décrit ci-dessus est appelé « anticorps ou fragment d’anticorps de référence » ci-après. Un second objet de l’invention concerne un anticorps ou un fragment d’anticorps qui entre en compétition pour la liaison à la protéine G alpha avec l’anticorps ou fragment d’anticorps de référence, ci-après « anticorps ou fragment d’anticorps compétiteur ». La capacité d’un anticorps ou d’un fragment d’anticorps à entrer en compétition avec l’anticorps ou fragment d’anticorps de référence pour la liaison à la protéine G alpha peut être testée par une méthode par compétition. Une « méthode par compétition » consiste à tester un anticorps (ou un fragment d’anticorps) pour ses capacités à bloquer la liaison entre un anticorps ou fragment d’anticorps de référence et un antigène ou à entrer en compétition avec un anticorps ou fragment d’anticorps de référence pour la liaison à l’antigène. En d’autres termes, un anticorps qui entre en compétition avec l’anticorps ou fragment d’anticorps de référence se lie au même épitope que l’anticorps ou fragment d’anticorps de référence ou à un épitope qui est suffisamment proches de l'épitope reconnu par l’anticorps ou fragment d’anticorps de référence pour empêcher la liaison de l’anticorps ou fragment d’anticorps de référence pour des raisons d’encombrements stériques. De nombreux types de méthodes par compétition peuvent être utilisés pour déterminer si un anticorps ou un fragment d’anticorps entre en compétition avec un anticorps ou fragment d’anticorps de référence, par exemple: par test ELISA par compétition, par la méthode du sandwich direct ou indirect, par dosage radio-immunologique (RIA) direct ou indirect en phase solide, par dosage immuno-enzymatique en phase solide directe ou indirecte (EIA), etc. Par exemple, la méthode ELISA par compétition implique l'utilisation d'un antigène purifié lié à une surface solide ou à des cellules, l’anticorps à tester qui se lie à l'antigène non marqué et un anticorps ou fragment d’anticorps de référence marqué. Habituellement, l’anticorps ou fragment d’anticorps de référence est présent en concentration non saturante (par rapport à sa constante de dissociation Kd pour la protéine Galpha) et on mesure le signal à des concentrations croissantes de l’anticorps ou du fragment d’anticorps à tester. Lorsqu’un anticorps est présent en excès, il peut bloquer ou inhiber (par exemple réduire) la liaison spécifique d’un anticorps ou fragment d’anticorps de référence à un antigène d’au moins 40-45%, 45-50%, 50-55%, 55-60%, 60-65%, 65-70%, 70-75% ou 75% ou plus. Dans certains cas, la liaison est inhibée d'au moins 80 à 85%, 85 à 90%, 90 à 95%, 95 à 97% ou 97% ou plus. Les anticorps ou fragments d’anticorps compétiteurs selon l’invention peuvent, par exemple, être obtenus avec l’anticorps ou fragment d’anticorps de référence par la mise en œuvre du protocole décrit dans l’Exemple 1. L’anticorps DSV38S est un anticorps compétiteur selon l’invention. Dans un mode de réalisation particulier, l’anticorps DSV38S et/ou l’anticorps DSV36S est/sont exclu(s) des anticorps ou fragments d’anticorps compétiteur(s) selon l’invention. Les anticorps ou fragments d’anticorps de référence et les anticorps ou fragments d’anticorps compétiteurs tels que définis ci-dessus sont appelés conjointement « anticorps ou fragments d’anticorps selon l’invention » ci-après. L’anticorps ou le fragment d’anticorps selon l’invention peut se lier a la protéine G alpha sous une forme isolée et/ou présente dans un environnement membranaire, par exemple il peut se lier a une protéine G alpha présente dans une préparation de membranes portant un ou plusieurs RCPG et une ou plusieurs protéines G alpha. Il n’est pas nécessaire que la protéine G alpha soit complexée avec le RCPG pour que l’anticorps selon l’invention puisse se lier à la protéine G alpha. L’anticorps ou le fragment d’anticorps selon l’invention peut se lier à la protéine G alpha avec une constante de dissociation (Kd) mesurée en FRET inférieure ou égale à 20 nM. Une constante de dissociation inférieure à 20 nM est préférable pour la bonne mise en œuvre d’un RET. Avantageusement, l’anticorps ou le fragment d’anticorps selon l’invention peut se lier à la protéine G alpha avec une constante de dissociation (Kd) mesurée en FRET inférieure ou égale à 20 nM, par exemple une constante d’affinité inférieure ou égale à 10 nM ou encore inférieure ou égale à 5 nM, par exemple allant de 0 à 20 nM (0 étant exclu), allant de 0 à 10 nM (0 étant exclu), allant de 0 à 5 nM (0 étant exclu). Un procédé pour mesurer le Kd d’un anticorps ou d’un fragment d’anticorps selon l’invention en FRET est décrit à l’Exemple 2. L’anticorps ou le fragment d’anticorps selon l’invention peut être utilisé dans un procédé de RET avec un GTP marqué par un membre d’un couple de partenaires de RET. L’anticorps ou le fragment d’anticorps selon l’invention est particulièrement avantageux dans la mise en œuvre d’un RET, en particulier d’un FRET, notamment pour détecter l’activation d’une protéine G alpha. Ainsi, l’anticorps ou le fragment d’anticorps selon l’invention peut être couplé à une molécule permettant sa détection. Avantageusement, l’anticorps ou le fragment d’anticorps selon l’invention peut être marqué avec un membre d’un couple de partenaires de RET. Par exemple, des anticorps ou fragments d’anticorps selon l’invention peuvent être obtenus par la mise en œuvre du protocole décrit dans l’Exemple 1. Les inventeurs ont également montrés que les anticorps ou fragments d’anticorps selon l’invention se lient au domaine SwitchII de la protéine G alpha, et plus particulièrement au peptide 215-294 de la protéine G alpha. Marquage de l’anticorps ou du fragment d’anticorps selon l’invention L’anticorps ou le fragment d’anticorps selon l’invention peut être marqué de manière directe ou indirecte selon des méthodes bien connues de l’homme du métier, par exemple comme décrit ci-après, mais de manière préférée, l’anticorps est marqué de manière directe, par liaison covalente avec un membre d’un couple de partenaires de RET. Le terme « couple de partenaires de RET » désigne un couple constitué d’un composé donneur d'énergie (ci-après « composé donneur ») et d’un composé accepteur d'énergie (ci-après « composé accepteur »); lorsqu’ils sont à proximité l’un de l’autre et lorsqu’ils sont excités à la longueur d’onde d’excitation du composé donneur, ces composés émettent un signal de RET. Il est connu que pour que deux composés soient partenaires de RET, le spectre d’émission du composé donneur doit recouvrir partiellement le spectre d’excitation du composé accepteur. Par exemple, on parle de « couples de partenaires de FRET » lorsqu’on utilise un composé fluorescent donneur et un composé accepteur ou de « couple de partenaires de BRET » lorsqu’on utilise un composé bioluminescent donneur et un composé accepteur. Le marquage direct de l’anticorps ou du fragment d’anticorps par un membre d’un couple de partenaires de RET, par exemple un composé fluorescent quand on met en œuvre un FRET, peut être effectué par les méthodes classiques connues de l’homme du métier, reposant sur la présence de groupes réactifs sur l’anticorps ou le fragment d’anticorps. Par exemple, les groupes réactifs suivants peuvent être utilisés : le groupe amino terminal, les groupes carboxylates des acides aspartique et glutamique, les groupes amines des lysines, les groupes guanidines des arginines, les groupes thiols des cystéines, les groupes phénols des tyrosines, les cycles indoles des tryptophanes, les groupes thioéthers des méthionines, les groupes imidazoles des histidines. Les groupes réactifs peuvent former une liaison covalente avec un groupe réactif porté par l’anticorps ou le fragment d’anticorps. Les groupes réactifs appropriés, portés par l’anticorps ou le fragment d’anticorps, sont bien connus de l’homme du métier, par exemple un composé donneur ou un composé accepteur fonctionnalisé par un groupe maléimide sera par exemple capable de se lier de manière covalente avec les groupes thiols portés par les cystéines portées par l’anticorps ou le fragment d’anticorps. De même, un composé donneur / accepteur portant un ester de N-hydroxysuccinimide sera capable de se fixer de manière covalente à une amine présente sur l’anticorps ou le fragment d’anticorps. L’anticorps ou le fragment d’anticorps selon l’invention peut également être marqué par un composé fluorescent ou bioluminescent de manière indirecte, par exemple en introduisant dans le milieu de mesure un anticorps ou un fragment d’anticorps, lui-même lié de manière covalente à un composé accepteur / donneur, ce deuxième anticorps ou fragment d’anticorps reconnaissant de manière spécifique l’anticorps ou le fragment d’anticorps selon l’invention. Un autre moyen de marquage indirect très classique consiste à fixer de la biotine sur l’anticorps ou le fragment d’anticorps à marquer, puis d’incuber cet anticorps ou fragment d’anticorps biotinylé en présence de streptavidine marquée par un composé accepteur / donneur. Des anticorps ou fragment d’anticorps biotinylés appropriés peuvent être préparés par des techniques bien connues de l’homme du métier ; la société Cisbio Bioassays commercialise par exemple de la streptavidine marquée avec un fluorophore dont la dénomination commerciale est « d2 » (réf. 610SADLA). Dans le cadre de l’invention, l’anticorps ou le fragment d’anticorps est marqué par (i) un composé fluorescent donneur ou luminescent donneur, ou (ii) un composé fluorescent accepteur ou un composé accepteur non fluorescent (quencher). De préférence, l’anticorps ou le fragment d’anticorps est marqué par un composé fluorescent accepteur ou un composé accepteur non fluorescent (quencher). Selon un mode de réalisation de l’invention, l’anticorps ou le fragment d’anticorps est marqué par un composé fluorescent accepteur, par exemple choisi parmi les allophycocyanines, les rhodamines, les cyanines, les squaraines, les coumarines, les proflavines, les acridines, les fluorescéines, les dérivés du boron-dipyrrométhène, le nitrobenzoxadiazole et un quantum dot, la GFP, les variants GFP choisis parmi GFP10, GFP2 et eGFP, la YFP, les variants YFP choisis parmi eYFP, YFP topaz, YFP citrine, YFP venus et YPet, le mOrange et le DsRed. Selon un autre mode de réalisation de l’invention, l’anticorps ou le fragment d’anticorps est marqué par un composé fluorescent donneur, par exemple choisi parmi un cryptate d’europium, un chélate d’europium, un chélate de terbium, un cryptate de terbium, un chélate de ruthénium, un quantum dot, les allophycocyanines, les rhodamines, les cyanines, les squaraines, les coumarines, les proflavines, les acridines, les fluorescéines, les dérivés du boron-dipyrrométhène et le nitrobenzoxadiazole, de préférence choisi parmi : un cryptate d’europium; un chélate d’europium ; un chélate de terbium ; un cryptate de terbium ; un chélate de ruthénium ; et un quantum dot ; les chélates et les cryptates d’europium et de terbium étant particulièrement préférés. Selon un autre mode de réalisation de l’invention, l’anticorps ou le fragment d’anticorps est marqué par un composé luminescent donneur, par exemple choisi parmi la Luciférase (luc), Renilla Luciférase (Rluc), les variants de Rénilla Luciférase (Rluc8) et la Firefly Luciférase. Les méthodes de marquage et les marqueurs qui peuvent être utilisés dans le cadre de la présente invention sont décrits dans la demande de brevet français déposée le 30/01/2019 sous le numéro FR1900880. Composition d’anticorps ou de fragment d’anticorps Un troisième objet de l’invention concerne une composition comprenant l’anticorps ou le fragment d’anticorps décrit ci-dessus. La composition selon l’invention peut comprendre en outre une source de GTP marqué avec un membre d’un couple de partenaires de RET. Le GTP marqué avec un membre d’un couple de partenaires de RET est décrit ci-après dans la partie « kit-of-parts ». Trousse de réactifs (Kit-of-parts) Un quatrième objet de l’invention concerne une trousse de réactifs (kit-of-parts) comprenant (i) l’anticorps ou le fragment d’anticorps selon l’invention (de référence ou compétiteur tels que définis ci-dessus) et (ii) une source de GTP marqué avec un membre d’un couple de partenaires de RET (ci-après « GTP marqué »). Le GTP peut être un GTP non-hydrolysable ou lentement hydrolysable, tel que le GTPgammaS (GTPγS ou GTPgS), le GppNHp et le GppCp. Le GTP peut être marqué de manière directe ou indirecte. De préférence, le GTP est marqué de manière directe. Le marquage direct du GTP par un membre d’un couple de partenaires de RET, par exemple un composé fluorescent quand on met en œuvre un FRET, peut être effectué par les méthodes reposant sur la présence de groupes réactifs sur le GTP. Les groupes réactifs peuvent former une liaison covalente avec un groupe réactif porté par un membre d’un couple de partenaires de RET. Les groupes réactifs appropriés, portés par le membre d’un couple de partenaires de RET, sont bien connus de l’homme du métier, par exemple un composé donneur ou un composé accepteur fonctionnalisé par un groupe maléimide sera par exemple capable de se lier de manière covalente avec les groupes thiols. De même, un composé donneur / accepteur portant un ester de N-hydroxysuccinimide sera capable de se fixer de manière covalente à une amine. Dans le cadre de l’invention, le GTP est marqué par (i) un composé fluorescent donneur, ou (ii) un composé fluorescent accepteur ou un composé accepteur non fluorescent (quencher). De préférence, le GTP est marqué par un composé fluorescent donneur. Dans un mode de réalisation particulier, le GTP marqué est un GTP non-hydrolysable ou lentement hydrolysable marqué par un composé fluorescent donneur choisi parmi GTPgN-C2 (GTP-gamma-N-C2), GTPgN-C3 (GTP-gamma-N-C3), GTPgN-octyl-C2 (GTP-gamma-N-octyl-C2), GTPgN-octyl-C11 (GTP-gamma-N-octyl-C11), GTPgN-octyl-C3 (GTP-gamma-N-octyl-C3), GTPgO-hexyl-C2 (GTP-gamma-O-hexyl-C2), GTPgO-hexyl-C3 (GTP-gamma-O-hexyl-C3) ou GTP-gN-octyl-thiosuccinimidyl-C2 (GTP-gamma-N-octyl-thiosuccinimidyl-C2), de préférence GTP-gN-octyl-thiosuccinimidyl-C2. Selon l’invention, le GTP marqué est un GTP non-hydrolysable ou lentement hydrolysable marqué par un composé fluorescent accepteur choisi parmi GTPgN-octyl-Cy5, GTPgN-octyl-AF488, GTPgN-L15-Fluorescein, GTPgO-Linker-Cy5(P) ou GTPgS-Linker-Cy5(R). Le GTP peut également être marqué par un composé accepteur non fluorescent (quencher). Le GTP-gN-octyl-thiosuccinimidyl-C2 est représenté ci-dessous. Dans un mode de réalisation particulier de l’invention, le GTP est marqué par un composé fluorescent donneur et l’anticorps ou le fragment d’anticorps est marqué par un composé fluorescent accepteur ou un composé accepteur non fluorescent (quencher). Dans un autre mode de réalisation particulier, le GTP est marqué par un composé fluorescent accepteur ou un composé accepteur non fluorescent (quencher) et l’anticorps ou le fragment d’anticorps est marqué par un composé fluorescent donneur ou luminescent donneur. Les autres GTP marqués susmentionnés et leur mode de préparation sont décrits dans la demande de brevet français déposée le 30/01/2019 sous le numéro FR1900856. Avantageusement, (i) est un anticorps qui comprend un domaine variable de la chaîne lourde qui consiste en la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 14 et un domaine variable de la chaîne légère qui consiste en la séquence d’acide aminé SEQ ID NO : 15 et (ii) est le GTP-gN-octyl-thiosuccinimidyl-C2. Autres objets Un cinquième objet de la présente invention concerne une séquence d’acides nucléiques codant pour l’anticorps ou le fragment d’anticorps selon l’invention (de référence ou compétiteur). Un sixième objet de la présente invention concerne un vecteur comprenant une séquence d’acides nucléiques selon l’invention. Tout type de vecteur adapté à la production d’anticorps peut être utilisé dans le cadre de l’invention. En particulier, le vecteur est un vecteur recombinant. Le vecteur comprendra les séquences nucléiques nécessaires pour produire l’anticorps selon l’invention, par exemple des séquences promotrices, des séquences régulatrices, etc. La préparation d’un vecteur approprié est largement décrite dans la littérature. Un septième objet de l’invention concerne une cellule comprenant un vecteur selon l’invention ou une séquence d’acides nucléiques selon l’invention. La cellule selon l’invention peut être obtenue par des méthodes largement décrites dans la littérature, par exemple en transfectant un clone cellulaire avec un vecteur selon l’invention ou une séquence d’acides nucléiques. L’invention n’est pas limitée à un type cellulaire particulier. Toute cellule capable de produire des anticorps peut être utilisée dans le cadre de l’invention. Il peut s’agir de cellules eucaryotes, telles que les cellules de mammifères, par exemple les cellules humaines ou de souris ou de cellules procaryotes, par exemple les bactéries ou encore les levures. L'invention sera davantage illustrée par les figures et exemples suivants. Cependant, ces exemples et ces figures ne doivent en aucun cas être interprétés comme limitant la portée de l'invention. Brève description des figures La Figure 1 représente le schéma réactionnel d’un FRET permettant de mesurer le Kd d’un anticorps anti-protéine G alphai1. La Figure 2 représente des courbes qui illustrent l’affinité des anticorps SC13533, DSV36S et DSV38S marqués au d2 pour la protéine Gαi1 humaine. En présence de la protéine Gαi1, un signal HTRF très significatif est obtenu avec tous les anticorps en présence et en absence de nucléotide (GTPgS ou GDP). Les résultats indiquent que les anticorps DSV36S, DSV38S et SC13533 sont capables de lier la protéine Gαi1. Les courbes permettent de calculer l’affinité (Kd) de ces différents anticorps pour la protéine Gαi1 (Tableau 1). La Figure 3 est une courbe qui illustre la capacité des anticorps non marqués DSV36S, DSV38S et SC 13533 à inhiber la liaison de l’anticorps SC13533-d2 sur la protéine Gi1 humaine. De manière logique, l’anticorps SC 13533 non marqué a inhibé complétement le signal HTRF obtenu avec de l’anticorps SC 13533-d2. A l’inverse, les anticorps DSV36S et DV38S n’ont pas été capables d’inhiber le signal généré par le SC 13533-d2. Ceci démontre que ces 2 anticorps ne se lient pas sur la même région de la protéine Gαi1 que l’anticorps SC 13533. En conclusion les anticorps DSV36S et DSV38S reconnaissent des épitopes différents de l’anticorps SC 13533. La Figure 4 est une courbe qui illustre la capacité des anticorps non marqués DSV36S et DSV38S à inhiber la liaison de l’anticorps DSV36S-d2 sur la protéine Gαi1. De manière logique, l’anticorps DSV36S non marqué a inhibé complétement le signal HTRF obtenu avec l’anticorps DSV36S-d2. L’anticorps DSV38S a aussi inhibé complètement le signal généré par le DSV36S-d2. Ceci démontre que ces 2 anticorps se lient sur la même région de la protéine G αi1. En conclusion l’anticorps DSV38S entre en compétition pour la liaison à la protéine G alphai avec l’anticorps DSV36S. [Fig. 5A-5B] Les Figures 5A et 5B représente le schéma réactionnel d’un FRET permettant de mesurer la sélectivité des anticorps DSV36S, DSV38S et SC13533 pour différents types de protéines Gα. La Figure 6 est un diagramme qui représente le signal FRET pour différents types de protéines Gα obtenu avec une paire d’anticorps Anti-Twin-Strep-tag-Lumi4 Tb / Anti-FLAG-d2, ce qui permet de vérifier que toutes les protéines Gα encodées par les plasmides étaient bien sur-exprimées dans les HEK293. En effet, le signal HTRF obtenu avec chacune d’entre elles était très supérieur au signal HTRF obtenu avec la condition négative (« MOCK ») qui correspond à des HEK293 transfectées avec un plasmide contrôle ne codant pour aucun protéine taggée FLAG+ Twin-Strep-tag. La Figure 7 est un diagramme qui illustre la sélectivité des anticorps DSV36S, DSV38S et SC13533 pour les différents types de protéines Gα. Les anticorps DSV36S et DSV38S ont donné un signal HTRF positif lorsque les protéines Gαi1, Gαi2, Gαi3, Gαo et Gαz étaient surexprimées mais n’ont pas donné de signal HTRF lorsque les protéines Gαs, Gαq, Gα12 et Gα13 étaient surexprimées. L’anticorps SC13533 a donné un signal HTRF positif lorsque les protéines Gαi1 et Gαi3, étaient surexprimées mais n’a pas donné de signal HTRF lorsque les protéines Gαi2, Gαo, Gαz, Gαs, Gαq, Gα12 et Gα13 étaient surexprimées. Ces résultats confirment que les anticorps DSV36S et DSV38S reconnaissent le même épitope sur les protéines Gα (ils ont le même profil de sélectivité et sont compétitifs). Cet épitope est différent de celui reconnu par l’anticorps SC13533 qui reconnait un plus petit nombre de protéines Gα. La Figure 8 est un diagramme qui illustre la capacité des anticorps DSV36S, DSV38S et SC13533 à générer un signal de TR-FRET lorsqu’ils sont associés à un analogue fluorescent du GTP (GTPgN-octyl-C2-Cryptate d’europium) sur des préparations membranaires sur-exprimant un GPCR. La condition « GTPgS » représente le signal non spécifique de l’essai (NS) dans lequel l’excès de GTPgS non marqué (100µM) a inhibé la liaison du GTPgN-octyl-C2-Cryptate d’europium sur les protéines Gα et a donc empêché l’apparition d’un signal de FRET. La condition « tampon » a montré qu’il était possible d’obtenir un signal de FRET modéré mais significatif entre le GTPgN-octyl-C2-Cryptate d’europium et les anticorps DSV36S et DSV 38S marqués au d2. Lors de l’ajout du SNC162 qui a provoqué l’activation des récepteurs DOR sur-exprimés dans les membranes, on a observé une augmentation de ce signal de FRET liée à une augmentation de la liaison de l’analogue GTP fluorescent sur tout ou partie des protéines Gαi1, Gαi2, Gαi3, Gαo et Gαz reconnues par les anticorps DSV36S et DSV38S. A l’inverse, malgré sa capacité à lier les protéines Gαi1et Gαi3 qui sont exprimées de manière endogène dans les cellules HEK293 [2], l’anticorps SC 13533 n’a donné aucun signal de FRET lorsqu’il a été associé avec le GTPgN-octyl-C2-Cryptate d’europium que ce soit en absence ou en présence de SNC162. Ces résultats confirment que seuls les anticorps selon l’invention ont été capables de générer un signal de FRET. [Fig. 9A-9B] Les Figures 9A et 9B illustrent 2 formats de FRET qui peuvent être mis en œuvre avec les anticorps selon l’invention (Formats 2A et 2B). Les Figures 10A et 10B, illustrent un test d’activation selon le format 2A sur RCPG Delta Opioïde avec le couple de détection : GTPgN-octyl-C2 + DSV36S-d2. Les Figures 11A et 11B illustrent un test d’activation selon le format 2A sur RCPG Delta Opioïde avec le couple de détection : GTPgN-octyl-C2 + DSV36S-d2. Les Figures 12A et 12B illustrent un test d’activation selon le format 2A sur RCPG Delta Opioïde avec le couple de détection : GTPgN-octyl-C2 + DSV38S-d2. Les Figures 13A et 13B illustrent un test d’activation selon le format 2A sur RCPG Delta Opioïde avec le couple de détection : GTPgN-octyl-C11 + DSV36S-d2. Les Figures 14A et 14B illustrent un test d’activation selon le format 2A sur RCPG Delta Opioïde avec le couple de détection : GTPgO-hexyl-C2 + DSV36S-d2. Les Figures 15A et 15B illustrent un test d’activation selon le format 2A sur RCPG Delta Opioïde avec le couple de détection : GTPgN-C2 + DSV36S-d2. Les Figures 16A, 16B illustrent un test d’activation selon le format 2A sur RCPG Dopamine D2S avec le couple de détection : GTPgN-octyl-C2 + DSV36S-d2. Les Figures 17A et 17B illustrent un test d’activation selon le format 2A sur RCPG Dopamine D2S avec le couple de détection : GTPgN-octyl-C2 + DSV36S-d2. Les Figures 18A et 18B illustrent un test d’activation selon le format 2A sur RCPG Dopamine D2S avec le couple de détection : GTPgN-octyl-C2 + DSV36S-d2. Les Figures 19A et 19B illustrent un test d’activation selon le format 2B sur RCPG Delta Opioïde avec le couple de détection : GTPgN-octyl-Cy5 + DSV36S-Lumi4Tb. Les Figures 20A et 20B illustrent un test d’activation selon le format 2B sur RCPG Delta Opioïde avec le couple de détection : GTPgN-octyl-AF488 + DSV36S-Lumi4Tb. Les Figures 21A et 21B illustrent un test d’activation selon le format 2A sur RCPG Delta Opioïde avec le couple de détection : GTP-gN-octyl-thiosuccinimidyl-C2 + DSV36S-d2. Exemples Matériel Les préparations membranaires de cellules exprimant le récepteur Delta Opioïd (DOR) ont été achetées chez Euroscreen via une prestation de service. Les anticorps DSV36S et DSV38S ont été générés par Cisbio Bioassays et sont disponibles auprès de Cisbio Bioassays sur demande (sous les références respectives DSV36S et DSV38S). L’anticorps DSV36S comprend un domaine variable de la chaîne lourde qui consiste en la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 14 et un domaine variable de la chaîne légère qui consiste en la séquence d’acide aminé SEQ ID NO : 15. Les anticorps ont été marqués avec les sondes fluorescentes compatibles pour une détection TR-FRET (accepteur rouge – d2 ou donneur Lumi4Tb). L’anticorps SC13533 a été acheté chez Santa Cruz Biotechnology (ref SC13533). L’anticorps anti Twin-Strep-tag a été acheté chez IBA Lifesciences (ref 2-1517-001) et marqué avec une sonde fluorescente compatible avec une détection TR-FRET (donneur Lumi4Tb). L’anticorps anti-FLAG-d2 est disponible auprès de Cisbio Bioassays (Ref 61FG2DLF) Les nucléotides GDP et GTPγS ont été achetés chez Sigma Aldrich (références catalogues respectives G7127 et G8634). L’agoniste des RCPG Delta Opioïde (SNC162) a été acheté chez Tocris Biosciences (référence 1529). Les plaques 384 puits Low volume, blanches à fond blanc et des plaques 96 puits noires (à fond noir) adaptées à la culture cellulaire ont été achetées chez Greiner Bio One (références Catalogue 784075 et 665086 respectivement). L’analogue de GTP non hydrolysable / lentement hydrolysable (GTPgN-octyl-C2) marqué avec un fluorophore donneur (cryptate d’europium) a été synthétisé par Cisbio Bioassays. La protéine G alphai1 humaine recombinante fusionnée en N-terminal à un Tag Twin-Strep-tag a été produite et purifiée par Cisbio Bioassays Les plasmides codant pour les différentes protéines G humaines, Gαi1, Gαi2, Gαi3, Gαo, Gαz, Gαs, Gαq, Gα12 et Gα13 fusionnées dans leur partie N-terminale aux tags Twin-Strep-tag et FLAG ont été synthétisés et amplifiés par la société Genecust (prestation de service). Les cellules HEK293 ont été achetées à l’ATCC. Les réactifs et milieux utilisés dans les expériences cellulaires, milieu Opti-MEM, Lipofectamine 2000 et poly-ornithine ont été achetés respectivement chez Thermo Fisher Scientific (réf. 51985-026 et 11668-019) et Sigma Aldrich (réf. P4957). Méthode Lecture du signal FRET (Technologie HTRF) Le signal HTRF a été mesuré sur le lecteur PHERAstar (BMG Labtech) avec la configuration suivante : ● Module : HTRF (Excitation 337nm, Emission 665nm et 620nm) ● Excitation : laser, 40 flashs ou lamp, 100 flashs ● Fenêtre de lecture : délais : 60µs – Intégration : 400µs. Traitement du signal HTRF A partir des signaux bruts à 665nm et 620nm, le Ratio HTRF a été calculé selon la formule suivante : Ratio HTRF = Signal à 665nm / Signal à 620nm * 10,000. Exemple 1 : Protocole pour obtenir des anticorps anti-protéine G alphai1 selon l’invention Immunisation de souris La protéine TST-G alphai1 recombinantes (protéine G alphai1 de séquence UniProt P63096-1 tagguée en N-terminal avec le tag TwinStreptag (TST) (IBA) via un linker TEV) a été produite dans des cellules d’insectes Sf9 (infection avec un baculovirus codant ladite protéine) puis purifiée sur une colonne d’affinité via le tag TwinStreptag (TST) (Strep-Tactin Superflow high capacity resin (IBA, Catalogue : 2-1208-002)). Des souris BALB/c ont été immunisées par injection de la protéine TST-G alphai1 préalablement diluée dans du tampon contenant du GTPgS (HEPES 20mM pH8, NaCl 100mM, MgCl2 3mM, CHAPS 11mM, GTPgS 100µM). La primo-injection a été suivie de trois rappels à intervalle d’un mois. Quinze jours après chaque injection, des ponctions sanguines sur les souris ont permis de vérifier la présence d’une réponse immunitaire. Pour cela, un test de type ELISA a été mis en place. La protéine TST-G alphai1 préalablement diluée à 20µg/mL dans du tampon contenant du GTPgS (Tris HCl 20mM pH8.5, NaCl 140mM, EDTA 2mM, MgCl2 10mM, BSA 0.1%, GTPgS 1µM) a été adsorbée via le tag TwinStreptag sur des plaques 96 puits contenant de la Strep-Tactin®XT (IBA, Catalogue : 2-4101-001). Pour cela, 100µl de protéine ont été ajoutés dans chaque puits puis incubées pendant 2h à 37°C suivi de trois lavages en tampon PBS 1X, 0.05% Tween20. Les dilutions sérielles d’un facteur 10 à 100 millions des ponctions sanguines ont ensuite été ajoutées à hauteur de 100µL / puits et incubées pendant 2h à 37°C. Les anticorps non fixés à la protéine ont été éliminés par trois étapes de lavages en tampon PBS 1X, 0.05% Tween20 puis la détection des anticorps fixés a été réalisée à l’aide d’un anticorps secondaire anti-Fc de souris lié à la HRP (horseradish peroxidase) (Sigma #A0168 dilué au 1/10 000 dans du PBS, BSA 0.1%). Après 1h d’incubation à 37°C puis trois lavages en tampon PBS 1X, 0.05% Tween20, la révélation de la HRP a été réalisé par dosage colorimétrique à 450nm suite à l’incubation de son substrat TMB (3,3',5,5'-Tétraméthylbenzidine, Sigma #T0440) pendant 20min à température ambiante sous agitation. Afin de s’assurer que les anticorps détectés par le test ELISA étaient bien dirigés contre la protéine G alphai1 et non contre le tag TwinStrepTag, les mêmes ponctions ont été testés sur le test ELISA après pré-incubation avec un excès d’une autre protéine orthogonale tagguée avec le TwinStrepTag (SNAPTag-TwinStrpeTag). Ainsi, les anticorps anti tag se fixent sur la protéine orthogonale taguée et donc pas sur la protéine G alphai1 attachée au fond des puits ; auquel cas aucun signal HRP ou une diminution du signal HRP est détecté. Les souris présentant les meilleurs titres d’anticorps et le moins de baisse de signal dans le cas contrôle anti tag ont été sélectionnées pour l’étape suivante d’hybridation lymphocytaire, aussi appelée fusion. La rate des souris a été récupérée et un mélange des lymphocytes et plasmocystes issus de cette rate a été fusionné in vitro avec une lignée cellulaire de myélome en présence d’un catalyseur de la fusion cellulaire du type polyéthylène glycol. Une lignée cellulaire de myélome mutante, manquant l’enzyme HGPRT (Hypoxanthine Guanosin Phosphoribosyl Transferase) a été utilisée pour permettre une sélection des cellules hybrides, appelées hybridomes. Ces cellules ont été cultivées dans un milieu contenant de l’hypoxanthine, de l’aminopterine (methotrexate) et de la thyamine (milieu HAT) pour permettre l’élimination des cellules de myélome non fusionnées et ainsi sélectionner les hybridomes d’intérêt. Les cellules de rate non fusionnées quant à elle meurent puisqu’elles sont incapables de proliférer in vitro. Ainsi, seuls les hybridomes ont survécu. Ces hybridomes ont alors été cultivés dans des plaques de culture. Les surnageants de ces hybridomes ont ensuite été testés pour évaluer leur capacité à produire des anticorps anti protéine G alphai1. Pour cela, un test ELISA comme décrit ci-dessus a été réalisé. Afin d’évaluer la sélectivité des anticorps entre les différentes formes de la protéine Galpahi1 (forme pleine liée au GDP vs forme pleine liée au GTPgS vs forme vide), le test a été réalisé en parallèle sur des conditions de protéine TST-G alphai1 pré-incubée dans le tampon contenant soit du GDP à 1µM, soit du GTPgS à 1µM soit sans nucléotide. Les meilleurs hybridomes ont ensuite été clonés avec une étape de dilution limite afin d’obtenir des clones d’hybridome. Les clones d’hybridomes d’intérêt ont ensuite été injectés dans des souris (injection intra péritonéale) afin de permettre la production des anticorps en grande quantité dans le liquide d’ascite. Les anticorps ont ensuite été purifiés par chromatographie d’affinité sur des colonnes avec des résines présentant de la protéine A. Capacité des anticorps purifiés ci-dessus à entrer en compétition pour la liaison à la protéine G alpha avec l’anticorps DSV36S Tous les réactifs sont dilués dans du tampon TrisHCl 50mM pH 7,4, MgCl2 10mM, BSA 0,1%, NaCl 10mM. La protéine Gαi1 est préparée 2X pour obtenir une concentration finale dans les puits de 2.5nM. Le nucléotide GTPgS est préparé 2X pour obtenir une concentration finale dans les puits de 10µM. Ces 2 réactifs sont préparés dans une même solution et pré-incubés 30 minutes à température ambiante avant d’être distribués dans les puits. Les anticorps purifiés ci-dessus sont préparés 4X pour viser des concentrations finales dans les puits comprises entre 0.01 et 1µM. L’anticorps DSV36S-d2 est préparé 4X pour viser une concentration finale de 10nM.L’anticorps anti Twin-Strep-tag-Lumi4 Tb est préparé 4X pour obtenir une concentration finale dans les puits de 0.5nM. Les réactifs sont distribués dans les plaques 384 puits de la manière suivante : 1. 10µl du mélange pré-incubé de protéine G αi1 + GTPgS sont placés dans chaque puit, 2. 5µl de l’anticorps purifié sont rajoutés dans chaque puit 3. Les plaques sont incubées pendant 30 minutes à température ambiante 4. 5µl du mélange anticorps anti Twin-Strep-tag- Lumi4 Tb et anticorps DSV36S-d2 sont rajoutés dans chaque puit. Les plaques sont incubées 1H à température ambiante avant de lire le signal HTRF. Les anticorps selon l’invention sont capables d’inhiber le signal HTRF obtenu avec de l’anticorps DSV36S-d2. A l’inverse, les anticorps qui ne sont pas selon l’invention ne sont pas capables d’inhiber le signal généré par le DSV36S-d2. Exemple 2 : Détermination de l’affinité des anticorps SC13533, DSV36S, DSV38S marqués au d2 pour la protéine Gαi1 Protocole expérimental Tous les réactifs ont été dilués dans du tampon TrisHCl 50mM pH 7,4, MgCl2 10mM, BSA 0,1%, NaCl 10mM. La protéine Gαi1 a été préparée 2X pour obtenir une concentration finale dans les puits de 2.5nM. Le nucléotide GTPgS a été préparé 2X pour obtenir une concentration finale dans les puits de 100µM. Ces 2 réactifs ont été préparés dans une même solution et pré-incubés 30 minutes à température ambiante avant d’être distribués dans les puits. Les anticorps DSV36S-d2, DSV38S-d2 et SC13533-d2 ont été préparés 4X pour viser les concentrations finales dans les puits comprises entre 0.01 et 10nM selon les anticorps. L’anticorps anti Twin-Strep-tag-Lumi4 Tb a été préparé 4X pour obtenir une concentration finale dans les puits de 0.25nM. Les réactifs ont été distribués dans les plaques 384 puits de la manière suivante : 1) 10µl du mélange pré-incubé de protéine Gαi1 + tampon seul ou GTPgS ou GDP ont été placés dans chaque puit, 2) 5µl de l’anticorps DSV36S ou DSV38S ou SC13533 marqué au d2 ont été rajoutés dans chaque puit, 3) 5µl de l’anticorps anti Twin-Strep-tag- Lumi4 Tb ont été rajoutés dans chaque puit. Les plaques ont été incubées 24H à température ambiante avant de lire le signal HTRF. Le schéma réactionnel est illustré à la Figure 1. Résultats La Figure 2 montre les résultats obtenus avec les anticorps DSV36S, DSV38S et SC13533 marqués au d2. En présence de la protéine Gαi1, un signal HTRF très significatif est obtenu avec tous ces anticorps en présence et en absence de nucléotide (GTPgS ou GDP). Ces résultats indiquent que les anticorps DSV36S, DSV38S et SC13533 sont capables de lier la protéine Gαi1. De plus les courbes de titration en anticorps réalisées permettent de calculer l’affinité (Kd) de ces différents anticorps pour la protéine Gαi1. Ceci a été effectué au travers du logiciel GraphPad Prism en appliquant un modèle « one site specific binding » aux données HTRF. Les valeurs de Kd obtenues sont présentées dans le Tableau 1. Condition Kd de l’anticorps DSV36S (nM) Kd de l’anticorps DSV38S (nM) Kd de l’anticorps SC13533 (nM Tampon seul 0,82 0,65 0,16 GDP 10µM 0,48 0,29 0,22 GTP 10µM 0,31 0,14 0,26 Les valeurs de Kd montrent que les 3 anticorps ont une excellente affinité pour la protéine Gαi1, les valeurs de Kd étant comprises entre 0.1 et 1nM quel que soit l’état de la protéine. On peut toutefois noter que les anticorps DSV36S et DSV38S présentaient un signal et une affinité plus élevés lorsque la protéine Gαi1 était liée à un nucléotide (notamment GTPgS). A l’inverse, l’anticorps SC13533 présentait un signal et une affinité similaires quel que soit l’état de la protéine Gαi1. Ceci suggère que l’anticorps SC13533 ne se lie pas de la même manière que les anticorps DSV36S et DSV38S sur la protéine Gαi1. Exemple 3 : Capacité des anticorps non marqués DSV36S, DSV38S et SC 13533 à inhiber la liaison de l’anticorps SC13533-d2 sur la protéine Gi1 Protocole expérimental Tous les réactifs ont été dilués dans du tampon TrisHCl 50mM pH 7,4, MgCl2 10mM, BSA 0,1%, NaCl 10mM. La protéine Gαi1 a été préparée 2X pour obtenir une concentration finale dans les puits de 2.5nM. Le nucléotide GTPgS a été préparé 2X pour obtenir une concentration finale dans les puits de 10µM. Ces 2 réactifs ont été préparés dans une même solution et pré-incubés 30 minutes à température ambiante avant d’être distribués dans les puits. Les anticorps froids DSV36S, DSV38S et SC13533 ont été préparés 4X pour viser les concentrations finales dans les puits comprises entre 0.01 et 100nM. L’anticorps SC 13533-d2 a été préparé 4X pour viser une concentration finale de 10nM.L’anticorps anti Twin-Strep-tag-Lumi4 Tb a été préparé 4X pour obtenir une concentration finale dans les puits de 0.5nM. Les réactifs ont été distribués dans les plaques 384 puits de la manière suivante : 1) 10µl du mélange pré-incubé de protéine Gαi1 + GTPgS ont été placés dans chaque puit, 2) 5µl de l’anticorps DSV36S ou DSV38S ou SC13533 non-marqué ont été rajoutés dans chaque puit, 3) Les plaques ont été incubées pendant 30 minutes à température ambiante, 4) 5µl de l’anticorps anti Twin-Strep-tag- Lumi4 Tb et de l’anticorps SC13533-d2 ont été rajoutés dans chaque puit. Les plaques ont été incubées 1H à température ambiante avant de lire le signal HTRF. Résultats La Figure 3 montre les résultats obtenus. De manière logique, l’anticorps SC 13533 non marqué a inhibé complétement le signal HTRF obtenu avec de l’anticorps SC 13533-d2. A l’inverse, les anticorps DSV36S et DV38S n’ont pas été capables d’inhiber le signal généré par le SC 13533-d2. Ceci démontre que ces 2 anticorps ne se lient pas sur la même région de la protéine Gαi1 que l’anticorps SC 13533. En conclusion les anticorps DSV36S et DSV38S reconnaissent des épitopes différents de l’anticorps SC 13533. Exemple 4 : Capacité des anticorps non marqués DSV36S et DSV38S à inhiber la liaison de l’anticorps DSV36S-d2 sur la protéine Gαi1 Protocole expérimental Tous les réactifs ont été dilués dans du tampon TrisHCl 50mM pH 7,4, MgCl2 10mM, BSA 0,1%, NaCl 10mM. La protéine Gαi1 a été préparée 2X pour obtenir une concentration finale dans les puits de 2.5nM. Le nucléotide GTPgS a été préparé 2X pour obtenir une concentration finale dans les puits de 100µM. Ces 2 réactifs ont été préparés dans une même solution et pré-incubés 30 minutes à température ambiante avant d’être distribués dans les puits. Les anticorps froids DSV36S, DSV38S ont été préparés 4X pour viser les concentrations finales dans les puits comprises entre 0.001 et 1µM. L’anticorps DSV36S-d2 a été préparé 4X pour viser une concentration finale de 10nM.L’anticorps anti Twin-Strep-tag-Lumi4 Tb a été préparé 4X pour obtenir une concentration finale dans les puits de 0.25nM. Les réactifs ont été distribués dans les plaques 384 puits de la manière suivante : 1) 10µl du mélange pré-incubé de protéine Gαi1 + GTPgS ont été placés dans chaque puit, 2) 5µl de l’anticorps DSV36S ou DSV38S non-marqué ont été rajoutés dans chaque puit, 3) Les plaques ont été incubées pendant 30 minutes à température ambiante, 4) 5µl de l’anticorps anti Twin-Strep-tag- Lumi4 Tb et de l’anticorps DSV36S-d2 ont été rajoutés dans chaque puit. Les plaques ont été incubées 1H à température ambiante avant de lire le signal HTRF. La Figure 4 montre les résultats obtenus. De manière logique, l’anticorps DSV36S non marqué a inhibé complétement le signal HTRF obtenu avec l’anticorps DSV36S-d2. L’anticorps DSV38S a aussi inhibé complètement le signal généré par le DSV36S-d2. Ceci démontre que ces 2 anticorps se lient sur la même région de la protéine Gαi1. En conclusion l’anticorps DSV38S entre en compétition pour la liaison à la protéine G alphai avec l’anticorps DSV36S. Exemple 5 : Sélectivité des anticorps DSV36S, DSV38S et SC13533 pour les différents types de protéines Gα lorsque celles-ci sont sur-exprimées dans des cellules HEK293 Jour 1 : transfection des cellules HEK293 par des plasmides codant pour les différentes protéines Gαi1, Gαi2, Gαi3, Gαo, Gαz, Gαs, Gαq, Gα12 et Gα13 humaines Une solution contenant 1 million de cellules HEK/ml a été préparée en milieu OptiMEM. Des mélanges plasmides / Lipofectamine contenant 150ng/puits de plasmides et 0.375µl de lipofectamine ont été préparés dans du milieu OptiMEM 30 minutes avant leur ajout dans la plaque 96 puits à fond noir. Distribution des réactifs dans chaque puits de la microplaque noire adaptée à la culture cellulaire : 1) 50µl par puits de poly-ornithine ont été incubés 30 minutes à température ambiante puis la solution a été retirée de chaque puits par aspiration. 2) 50µl de la préparation de HEK293 (densité cellulaire de 50000 cellules par puits) ont été rajoutés dans chaque puit 3) 50µl du mélange plasmides codant pour une protéine G + lipofectamine ont été rajoutés dans chaque puit. Les microplaques ont été incubées 24H à 37°C et 5%CO2 (étuve régulée). Jour 2 : test HTRF de mesure de la sélectivité des anticorps DSV36S, DSV38S et SC 13533 Tous les réactifs ont été dilués dans du tampon TrisHCl 50mM pH 7,4, MgCl2 10mM, BSA 0,1%, Triton X100 0.02%. Les anticorps DSV36S-d2, DSV38S-d2 et SC13533-d2 ont été préparés 4X pour viser une concentration finale dans les puits de 10nM. L’anticorps anti Twin-Strep-tag-Lumi4 Tb a été préparé 4X pour obtenir une concentration finale dans les puits de 0.5nM. Les nucléotides GDP et GTPgS ont été préparés 4X pour obtenir une concentration finale dans les puits de 10µM. Les réactifs ont été distribués sur les plaques 384 puits de la manière suivante : 1) Le milieu de culture OptiMEM a été aspiré, 2) 25µl de tampon ou GDP ou GTP ont été rajoutés dans chaque puit, 3) 25µl de tampon ont été rajoutés à chaque puit, 4) 25µl d’anticorps DSV36S-d2 ou DSV38S-d2 ou SC13533-d2 ou anti-FLAG-d2 ont été rajoutés dans chaque puit, 5) 25µl d’anticorps anti Twin-Strep-tag- Lumi4 Tb ont été rajoutés dans chaque puit. Les microplaques ont été incubées 20H à température ambiante avant de lire le signal HTRF. Le schéma réactionnel est illustré aux Figures 5A et 5B. Résultats Les Figures 6 et 7 montrent les résultats obtenus lors de cette expérience. L’utilisation d’une paire d’anticorps Anti-Twin-Strep-tag-Lumi4 Tb / Anti-FLAG-d2 permet de vérifier que toutes les protéines Gα encodées par les plasmides étaient bien sur-exprimées dans les HEK293. En effet, le signal HTRF obtenu avec chacune d’entre elles était très supérieur au signal HTRF obtenu avec la condition négative (« MOCK ») qui correspond à des HEK293 transfectées avec un plasmide contrôle ne codant pour aucun protéine taggée FLAG+ Twin-Strep-tag. La surexpression de toutes les protéines Gα étant validée on a pu alors déterminer le profil de sélectivité des anticorps DSV36S, DSV38S et SC 13533 en mesurant un éventuel FRET entre ces anticorps marqués au d2 et l’anticorps Anti-Twin-Strep-tag-Lumi4 Tb. Les anticorps DSV36S et DSV38S ont donné un signal HTRF positif lorsque les protéines Gαi1, Gαi2, Gαi3, Gαo et Gαz étaient surexprimées mais n’ont pas donné de signal HTRF lorsque les protéines Gαs, Gαq, Gα12 et Gα13 étaient surexprimées. L’anticorps SC13533 a donné un signal HTRF positif lorsque les protéines Gαi1 et Gαi3, étaient surexprimées mais n’a pas donné de signal HTRF lorsque les protéines Gαi2, Gαo, Gαz, Gαs, Gαq, Gα12 et Gα13 étaient surexprimées. Ces résultats confirment que les anticorps DSV36S et DSV38S reconnaissent le même épitope sur les protéines Gα (ils ont le même profil de sélectivité et sont compétitifs). Cet épitope est différent de celui reconnu par l’anticorps SC13533 qui reconnait un plus petit nombre de protéines Gα. Exemple 6 : Capacité des anticorps DSV36S, DSV38S et SC13533 à générer un signal de TR-FRET lorsqu’ils sont associés à un analogue fluorescent du GTP sur des préparations membranaires sur-exprimant un GPCR Tous les réactifs ont été dilués dans du tampon TrisHCl 50mM pH 7,4, MgCl2 10mM, BSA 0,1%, NaCl 300mM et 0.5µM GDP. Des membranes HEK293 exprimant le récepteur DOR ont été préparés 4X pour viser une quantité finale dans les puits de 10µg. Les anticorps DSV36S-d2, DSV38S-d2, SC13533-d2 et anti-FLAG-d2 ont été préparés 4X pour viser une concentration finale dans les puits de 10nM. Le GTPgN-octyl-C2 marqué par un cryptate d’europium a été préparé 4X pour obtenir une concentration finale dans les puits de 6nM. Les nucléotides GTPgS et GDP ont été préparé 4X pour obtenir une concentration finale dans les puits de 100µM. Le SNC 162 a été préparé 4X pour obtenir une concentration finale dans les puits de 10µM. Les réactifs ont été distribués dans les plaques 384 puits de la manière suivante : 1) 5µl de membranes DOR ont été placé dans chaque puit, 2) 5µl de GTPgN-octyl-C2 marqué au cryptate d’europium ont été rajoutés dans chaque puit, 3) 5µl d’anticorps DSV36S ou DSV38S ou SC13533 marqué au d2 ont été rajoutés dans chaque puit, 4) 5µl de tampon ou SNC 162 ou GTPgS ont été rajoutés dans chaque puit. Les plaques ont été incubées 20H à température ambiante avant de lire le signal HTRF. Le schéma réactionnel est illustré à la Figures 5A. Résultats La Figure 8 montre les résultats obtenus lorsque l’on associe l’analogue GTPgN-octyl-C2-Cryptate d’europium avec les différents anticorps. La condition « GTPgS » représente le signal non spécifique de l’essai (NS) dans lequel l’excès de GTPgS non marqué (100µM) a inhibé la liaison du GTPgN-octyl-C2-Cryptate d’europium sur les protéines Gα et a donc empêché l’apparition d’un signal de FRET. La condition « tampon » a montré qu’il était possible d’obtenir un signal de FRET modéré mais significatif entre le GTPgN-octyl-C2-Cryptate d’europium et les anticorps DSV36S et DSV 38S marqués au d2. Lors de l’ajout du SNC162 qui a provoqué l’activation des récepteurs DOR sur-exprimés dans les membranes, on a observé une augmentation de ce signal de FRET liée à une augmentation de la liaison de l’analogue GTP fluorescent sur tout ou partie des protéines Gαi1, Gαi2, Gαi3, Gαo et Gαz reconnues par les anticorps DSV36S et DSV38S. A l’inverse, malgré sa capacité à lier les protéines Gαi1et Gαi3 qui sont exprimées de manière endogène dans les cellules HEK293 [2], l’anticorps SC 13533 n’a donné aucun signal de FRET lorsqu’il a été associé avec le GTPgN-octyl-C2-Cryptate d’europium que ce soit en absence ou en présence de SNC162. Ces résultats confirment que seuls les anticorps selon l’invention ont été capables de générer un signal de FRET. Exemple 7 : mesure de l’activation d’un GPCR par la mise en œuvre d’un FRET avec un anticorps selon l’invention marqué. Matériel Les préparations membranaires de cellules exprimant les récepteurs étudiés et la protéine G alphai ont été achetées chez Perkin Elmer ou Euroscreen. Le tableau ci-dessous liste les fonds cellulaires et références des différents échantillons utilisés : Fond cellulaire Fournisseur Référence Delta Opioïde HEK293 Perkin Elmer 6110549400UA Delta Opioïde CHO-K1 Euroscreen Service Dopamine D2S CHO-K1 Euroscreen Service L’anticorps DSV36S a été marqué avec les sondes fluorescentes compatibles pour une détection TR-FRET (accepteur rouge – d2 ou donneur Lumi4Tb). les nucléotides GTP, GDP et GTPγS ont été achetés chez Sigma Aldrich (références catalogues respectives G8877, G7127 et G8634). les agonistes des RCPG Delta Opioïde (SNC162) et Dopamine D2S (PPHT) et l’antagoniste du RCPG Delta Opioïde (Naltrindole) ont été achetés chez Tocris (références catalogues respectives 1529 et 0740). les plaques 384 puits Low volume, blanches à fond blanc ont été achetées chez Greiner Bio One (référence Catalogue 784075). Les analogues de GTP non hydrolysable / lentement hydrolysable marqués avec des fluorophores donneurs ou accepteurs (GTPgN-C2 ; GTPgN-C3 ; GTPgN-octyl-C2 ; GTPgN-octyl-C11 ; GTPgN-octyl-C3 ; GTPgO-hexyl-C2 ; GTPgO-hexyl-C3 ; GTP-gN-octyl-thiosuccinimidyl-C2 ; GTPgN-octyl-Cy5 ; GTPgN-octyl-AF488) ont été synthétisés par Cisbio Bioassays. Les analogues de GTP non hydrolysable / lentement hydrolysable marqués avec des fluorophores accepteurs GTPgO-Linker-Cy5(P) et GTPgS-Linker-Cy5(R) ont été achetés chez Jena Bioscience sous les références respectives NU-834-CY5 et NU-1610-CY5. Méthode Préparation des réactifs Tous les réactifs ont été dilués dans du tampon TrisHCl 50mM pH 7,4, MgCl2 10mM, BSA 0,1%, NaCl 10mM ou 100mM ou 300mM ou 500mM (concentration spécifiée dans la légende de chaque figure), 0 ou 0.5 ou 1µM GDP (concentration spécifiée dans la légende de chaque figure). Les membranes ont été préparées 4X pour distribuer 1 ou 10µg/puits (quantité spécifiée dans la légende de chaque figure). Le nucléotide GTPgS (condition signal non spécifique) a été préparé 6.67X pour obtenir une concentration finale dans les puits de 100µM. Les composés à tester (agonistes ou antagonistes) ont été préparés 10X pour obtenir les concentrations finales dans les puits mentionnées dans les graphiques. Les anticorps anti-G alphai utilisés pour la détection ont été préparés 4X pour viser les concentrations finales dans les puits suivantes : anticorps DSV36S-d2 (10nM) ; anticorps DSV36S-Lumi4Tb (0.5 ou 1nM) ; anticorps DSV38S-d2 (10nM). Les analogues GTP non hydrolisables / lentement hydrolisables marqués avec des sondes fluorescentes donneur ou accepteur ont été préparés 4X pour viser les concentrations finales dans les puits mentionnées dans les légendes de chaque figure. Distribution des réactifs dans les plaques 384 puits : ● Membranes exprimant le RCPG et la protéine G alphai : 5µL ● Tampon ou nucléotide GTPgS (pour la condition signal non spécifique) : 3µL ● Analogue GTP non hydrolisables / lentement hydrolisables – donneur ou accepteur : 5µL ● Anticorps anti G alphai-donneur ou accepteur : 5µL ● Tampon ou Composés à tester (agonistes et / ou antagonistes) : 2µL. Le signal non spécifique (bruit de fond de fluorescence) a été mesuré avec des puits contenant un excès de GTPgS (100µM). Lecture du signal HTRF Les plaques ont été incubées à 21°C pendant 20h (hormis si autrement spécifié dans les figures) puis le signal HTRF a été mesuré sur le lecteur PHERAstar (BMG Labtech) avec la configuration suivante : ● Module : HTRF (Excitation 337nm, Emission 665nm et 620nm) ● Excitation : laser, 40 flashs ou lamp, 100 flashs ● Fenêtre de lecture : délais : 60µs – Intégration : 400µs. Traitement du signal A partir des signaux bruts à 665nm (pour accepteur rouge - Cy5) ou 520nm (pour accepteurs verts – AF488 ou Fluorescéine) et 620nm, le Ratio HTRF a été calculé selon la formule suivante : Ratio HTRF = Signal à 665nm ou Signal à 520nm / Signal à 620nm * 10,000. Formats d’essais La Figure 9A illustre le principe d’essai utilisant un analogue non hydrolysable / lentement hydrolysable du GTP marqué avec un partenaire de RET donneur et un anticorps anti protéine G alpha marqué avec un partenaire de RET accepteur dans lequel l’activation du RCPG avec un composé agoniste induit une augmentation de la liaison de l’analogue GTP-donneur à la protéine G et donc une augmentation du signal de RET (format 2A). La Figure 9B illustre le principe d’essai utilisant un analogue non hydrolysable / lentement hydrolysable du GTP marqué avec un partenaire de RET accepteur et un anticorps anti protéine G alpha marqué avec un partenaire de RET donneur dans lequel l’activation du RCPG avec un composé agoniste induit une augmentation de la liaison de l’analogue GTP-accepteur à la protéine G et donc une augmentation du signal de RET (format 2B). Test d’activation selon le format 2A sur RCPG Delta Opioïde (DOR) : augmentation du signal TR-FRET entre GTP-donneur et Anticorps anti-protéine G alphai-accepteur sous stimulation d’un agoniste. Dans un premier temps, la capacité des couples GTP-donneur / Anticorps anti-G alphai accepteur à générer un signal TR-FRET spécifique en se liant sur la protéine G a été mise en évidence en utilisant des préparations membranaires de cellules CHO-K1 exprimant le RCPG Delta Opioïde et la protéine G alphai. Les conditions expérimentales suivantes ont été utilisées : - Figure 10A : GTPgN-octyl-C2 (6nM final dans le puits) ; DSV36S-d2 (10nM final dans le puits) ; 10µg membranes CHO-DOR / puits ; Tampon : TrisHCl 50mM pH7,4 ; MgCl2 10mM ; NaCl 500mM ; BSA 0,1%. - Figure 11A : GTPgN-octyl-C2 (6nM final dans le puits) ; DSV36S-d2 (10nM final dans le puits) ; 10µg membranes CHO-DOR / puits ; Tampon : TrisHCl 50mM pH7,4 ; MgCl2 10mM ; NaCl 300mM ; GDP 0.5µM ; BSA 0,1%. - Figure 12A : GTPgN-octyl-C2 (6nM final dans le puits) ; DSV38S-d2 (10nM final dans le puits) ; 10µg membranes CHO-DOR / puits ; Tampon : TrisHCl 50mM pH7,4 ; MgCl2 10mM ; NaCl 300mM ; GDP 0.5µM ; BSA 0,1%. - Figure 13A : GTPgN-octyl-C11 (6nM final dans le puits) ; DSV36S-d2 (10nM final dans le puits) ; 10µg membranes CHO-DOR / puits ; Tampon : TrisHCl 50mM pH7,4 ; MgCl2 10mM ; NaCl 300mM ; GDP 0.5µM ; BSA 0,1%. - Figure 14A : GTPgO-hexyl-C2 (6nM final dans le puits) ; DSV36S-d2 (10nM final dans le puits) ; 10µg membranes CHO-DOR / puits ; Tampon : TrisHCl 50mM pH7,4 ; MgCl2 10mM ; NaCl 300mM ; GDP 0.5µM ; BSA 0,1%. - Figure 15A : GTPgN-C2 (6nM final dans le puits) ; DSV36S-d2 (10nM final dans le puits) ; 10µg membranes CHO-DOR / puits ; Tampon : TrisHCl 50mM pH7,4 ; MgCl2 10mM ; NaCl 300mM ; GDP 0.5µM ; BSA 0,1%. Les membranes ont été incubées en absence ou en présence d’un fort excès de GTPgS (100µM). La différence de signal TR-FRET (Ratio HTRF) observée entre ces deux conditions montre que les analogues GTPgN-octyl-C2, GTPgN-octyl-C11, GTPgO-hexyl-C2, GTPgN-C2 sont capables de se lier à la protéine G alphai et générer un signal TR-FRET avec l’anticorps anti G alphai-accepteur (Figures 11A à 15A). Dans un second temps, la capacité d’un agoniste du RCPG à moduler la proportion de protéine G alpha liée au GTP-donneur a été testée avec les mêmes membranes et conditions expérimentales mentionnées ci-dessus. L’augmentation du signal TR-FRET (Ratio HTRF) engendrée par la stimulation avec l’agoniste signifie que la proportion de forme protéine G alpha liée au GTP-donneur augmente (i.e. que la forme de la protéine G alpha vide diminue). Ainsi, le récepteur RCPG activé par son agoniste entraine la liaison du GTP-donneur à la protéine G qui passe alors sous forme GTP-donneur et entraîne l’augmentation du signal TR-FRET. Ces résultats sont représentés sur les Figures 10B, 11B, 12B, 13B, 14B et 15B. Par ailleurs, la Figure 11B montre une deuxième condition où l’activation par une concentration fixe d’agoniste du RCPG SNC162 (200nM) a été inhibée par une concentration croissante d’antagoniste du RCPG (Naltrindole). Cette inhibition d’activation est observée par la diminution du signal TR-FRET (Ratio HTRF). Test d’activation selon le format 2A sur RCPG Dopamine D2S (D2S) : augmentation du signal TR-FRET entre GTP-donneur et Anticorps anti-protéine G alphai-accepteur sous stimulation d’un agoniste. Dans un premier temps, la capacité des couples GTP-donneur / Anticorps anti-G alphai accepteur à générer un signal TR-FRET spécifique en se liant sur la protéine G a été mise en évidence en utilisant des préparations membranaires de cellules CHO-K1 exprimant le RCPG Dopamine D2S et la protéine G alphai. Les conditions expérimentales suivantes ont été utilisées : - Figure 16A : GTPgN-octyl-C2 (6nM final dans le puits) ; DSV36S-d2 (10nM final dans le puits) ; 10µg membranes CHO-D2S / puits ; Tampon : TrisHCl 50mM pH7,4 ; MgCl2 10mM ; NaCl 10mM ; GDP 1µM ; BSA 0,1%. - Figure 17A : GTPgN-octyl-C2 (6nM final dans le puits) ; DSV36S-d2 (10nM final dans le puits) ; 10µg membranes CHO-D2S / puits ; Tampon : TrisHCl 50mM pH7,4 ; MgCl2 10mM ; NaCl 100mM ; BSA 0,1%. - Figure 18A : GTPgN-octyl-C2 (6nM final dans le puits) ; DSV36S-d2 (10nM final dans le puits) ; 10µg membranes CHO-D2S / puits ; Tampon : TrisHCl 50mM pH7,4 ; MgCl2 10mM ; NaCl 100mM ; GDP 1µM ; BSA 0,1%. Les membranes ont été incubées en absence ou en présence d’un fort excès de GTPgS (100µM). La différence de signal TR-FRET (Ratio HTRF) observée entre ces deux conditions montre que l’analogue GTPgN-octyl-C2 est capable de se lier à la protéine G alphai et générer un signal TR-FRET avec l’anticorps anti G alphai-accepteur (Figures 16A à 18A). Dans un second temps, la capacité d’un agoniste du RCPG à moduler la proportion de protéine G alpha liée au GTP-donneur a été testée avec les mêmes membranes et conditions expérimentales mentionnées ci-dessus. L’augmentation du signal TR-FRET (Ratio HTRF) engendrée par la stimulation avec l’agoniste signifie que la proportion de forme protéine G alpha liée au GTP-donneur augmente (i.e. que la forme de la protéine G alpha vide diminue). Ainsi, le récepteur RCPG activé par son agoniste entraine la liaison du GTP-donneur à la protéine G qui passe alors sous forme GTP-donneur et entraîne l’augmentation du signal TR-FRET. Ces résultats sont représentés sur les Figures 16B, 17B et 18B. Test d’activation selon le format 2B sur RCPG Delta Opioïde (DOR) : augmentation du signal TR-FRET entre GTP-accepteur et Anticorps anti-protéine G alphai-donneur sous stimulation d’un agoniste. Dans un premier temps, la capacité des couples GTP-accepteur / Anticorps anti-G alphai donneur à générer un signal TR-FRET spécifique en se liant sur la protéine G a été mise en évidence en utilisant des préparations membranaires de cellules CHO-K1 exprimant le RCPG Delta Opioïde et la protéine G alphai. Les conditions expérimentales suivantes ont été utilisées : - Figure 19A : GTPgN-octyl-Cy5 (50nM final dans le puits) ; DSV36S-Lumi4Tb (1nM final dans le puits) ; 10µg membranes CHO-DOR / puits ; Tampon : TrisHCl 50mM pH7,4 ; MgCl2 10mM ; NaCl 300mM ; GDP 0.5µM ; BSA 0,1%. Lecture après 3h d’incubation à 21°C. - Figure 20A : GTPgN-octyl-AF488 (50nM final dans le puits) ; DSV36S-Lumi4Tb (1nM final dans le puits) ; 10µg membranes CHO-DOR / puits ; Tampon : TrisHCl 50mM pH7,4 ; MgCl2 10mM ; NaCl 300mM ; GDP 0.5µM ; BSA 0,1%. Lecture après 3h d’incubation à 21°C. Les membranes ont été incubées en absence ou en présence d’un fort excès de GTPgS (100µM). La différence de signal TR-FRET (Ratio HTRF) observée entre ces deux conditions montre que les analogues GTPgN-octyl-Cy5 et GTPgN-octyl-AF488 sont capables de se lier à la protéine G alphai et générer un signal TR-FRET avec l’anticorps anti G alphai-donneur (Figures 19A à 20A). Dans un second temps, la capacité d’un agoniste du RCPG à moduler la proportion de protéine G alpha liée au GTP-accepteur a été testée avec les mêmes membranes et conditions expérimentales mentionnées ci-dessus. L’augmentation du signal TR-FRET (Ratio HTRF) engendrée par la stimulation avec l’agoniste signifie que la proportion de forme protéine G alpha liée au GTP-accepteur augmente (i.e. que la forme de la protéine G alpha vide diminue). Ainsi, le récepteur RCPG activé par son agoniste entraine la liaison du GTP-accepteur à la protéine G qui passe alors sous forme GTP-accepteur et entraîne l’augmentation du signal TR-FRET. Ces résultats sont représentés sur les Figures 19B et 20B. Test d’activation selon le format 2A sur RCPG Delta Opioïde (DOR) : augmentation du signal TR-FRET entre GTP-donneur et Anticorps anti-protéine G alphai-accepteur sous stimulation d’un agoniste. Dans un premier temps, la capacité des couples GTP-donneur / Anticorps anti-G alphai accepteur à générer un signal TR-FRET spécifique en se liant sur la protéine G a été mise en évidence en utilisant des préparations membranaires de cellules CHO-K1 exprimant le RCPG Delta Opioïde et la protéine G alphai. Les conditions expérimentales suivantes ont été utilisées : - Figure 21A : GTP-gN-octyl-thiosuccinimidyl-C2 (7.5nM final dans le puits) ; DSV36S-d2 (10nM final dans le puits) ; 10µg membranes CHO-DOR / puits ; Tampon : TrisHCl 50mM pH7,4 ; MgCl2 60mM ; NaCl 150mM ; BSA 0,1%. Les membranes ont été incubées en absence ou en présence d’un fort excès de GTPgS (100µM). La différence de signal TR-FRET (Ratio HTRF) observée entre ces deux conditions montre que l’analogue GTP-gN-octyl-thiosuccinimidyl-C2 est capable de se lier à la protéine G alphai et générer un signal TR-FRET avec l’anticorps anti G alphai-accepteur (Figure 21A). Dans un second temps, la capacité d’un agoniste du RCPG à moduler la proportion de protéine G alpha liée au GTP-donneur a été testée avec les mêmes membranes et conditions expérimentales mentionnées ci-dessus. L’augmentation du signal TR-FRET (Ratio HTRF) engendrée par la stimulation avec l’agoniste signifie que la proportion de forme protéine G alpha liée au GTP-donneur augmente (i.e. que la forme de la protéine G alpha vide diminue). Ainsi, le récepteur RCPG activé par son agoniste entraine la liaison du GTP-donneur à la protéine G qui passe alors sous forme GTP-donneur et entraîne l’augmentation du signal TR-FRET. Ces résultats sont représentés sur la Figure 21B. Listage de séquences Numéro de séquence Type de séquences Séquence en acides aminés SEQ ID NO : 1 VH – CDR1 GFNIKDYY SEQ ID NO : 2 VH – CDR2 IDPENGNT SEQ ID NO : 3 VH – CDR3 TRGGGYYSDWYFDV SEQ ID NO : 4 VL – CDR1 SSVSY SEQ ID NO : 5 VL – CDR3 QQWSSNPPIT SEQ ID NO : 6 VH – FR1 EVQLQQSGAELVRPGALVKLSCKAS SEQ ID NO : 7 VH – FR2 MHWVKQRPEQGLEWIGW SEQ ID NO : 8 VH – FR3 IYDPKFQGKASITADTSSNTAYLQLSSLTSEDTAVYYC SEQ ID NO : 9 VH – FR4 WGAGTTVTVSS SEQ ID NO : 10 VL – FR1 QIVLTQSPAIMSASPGEKVTMTCSAS SEQ ID NO : 11 VL – FR2 MHWYQQKSGTSPKRWIY SEQ ID NO : 12 VL – FR3 KLASGVPARFSGSGSGTSYSLTISSMEAEDAATYYC SEQ ID NO : 13 VL – FR4 FGAGTKLELK SEQ ID NO : 14 VH EVQLQQSGAELVRPGALVKLSCKASGFNIKDYYMHWVKQRPEQGLEWIGWIDPENGNTIYDPKFQGKASITADTSSNTAYLQLSSLTSEDTAVYYCTRGGGYYSDWYFDVWGAGTTVTVSS SEQ ID NO : 15 VL QIVLTQSPAIMSASPGEKVTMTCSASSSVSYMHWYQQKSGTSPKRWIYDTSKLASGVPARFSGSGSGTSYSLTISSMEAEDAATYYCQQWSSNPPITFGAGTKLELK Références citées [1] Damien Maurel, Oligomérisation des récepteurs couplés aux protéines G: deux ou plus? Application des technologies de FRET en temps résolu au cas du récepteur GABAB . Biologie cellulaire. Université Montpellier I, 2006. [2] Atwood et al., BMC Genomics, 2011, 12:14 Anticorps ou fragment d’anticorps capable de se lier à la protéine G alpha, qui comprend : - un domaine variable d’une chaîne lourde comprenant un CDR1 de séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 1, un CDR2 de séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 2, et un CDR3 de séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 3 ; et - un domaine variable d’une chaîne légère comprenant un CDR1 de séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 4, un CDR2 de séquence d’acides aminés DTS, et un CDR3 du domaine variable de la chaîne légère consiste en la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 5. Anticorps ou fragment d’anticorps selon la revendication 1, dans lequel : - le domaine variable de la chaîne lourde comprends un FR1 présentant au moins 80% d’homologie avec la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 6, un FR2 présentant au moins 80% d’homologie avec la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 7, un FR3 présentant au moins 80% d’homologie avec la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 8, un FR4 présentant au moins 80% d’homologie avec la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 9 ; et - le domaine variable de la chaîne légère comprends un FR1 présentant au moins 80% d’homologie avec la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 10, un FR2 présentant au moins 80% d’homologie avec la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 11, un FR3 présentant au moins 80% d’homologie avec la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 12, un FR4 présentant au moins 80% d’homologie avec la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 13. Anticorps ou fragment d’anticorps selon l’une quelconque des revendications 1 ou 2, dans lequel : - le domaine variable de la chaîne lourde présente au moins 80% d’homologie avec la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 14 ; - le domaine variable de la chaîne légère présente au moins 80% d’homologie avec la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 15 ; et - le CDR1 du domaine variable de la chaîne lourde consiste en la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 1, le CDR2 du domaine variable de la chaîne lourde consiste en la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 2, le CDR3 du domaine variable de la chaîne lourde consiste en la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 3, le CDR1 du domaine variable de la chaîne légère consiste en la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 4, le CDR2 du domaine variable de la chaîne légère consiste en la séquence d’acides aminés DTS, et le CDR3 du domaine variable de la chaîne légère consiste en la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 5. Anticorps ou fragment d’anticorps selon l’une quelconque des revendications 1 ou 3, dans lequel le domaine variable de la chaîne lourde consiste en la séquence d’acides aminés SEQ ID NO : 14 et le domaine variable de la chaîne légère consiste en la séquence d’acide aminé SEQ ID NO : 15. Anticorps ou fragment d’anticorps qui entre en compétition pour la liaison à la protéine G alpha avec l’anticorps ou le fragment d’anticorps selon l’une quelconque des revendications 1 à 4. Anticorps ou fragment d’anticorps selon l’une quelconque des revendications 1 à 5, dans lequel l’anticorps ou le fragment d’anticorps est marqué avec un membre d’un couple de partenaires de RET. Anticorps ou fragment d’anticorps selon la revendication 6, dans lequel le membre d’un couple de partenaires de RET est (i) un composé fluorescent donneur ou un composé luminescent donneur, ou (ii) un composé fluorescent accepteur ou un composé accepteur non fluorescent (quencher). Anticorps ou fragment d’anticorps selon l’une quelconque des revendications 6 ou 7, dans lequel : - le membre d’un couple de partenaires de RET est un composé fluorescent accepteur choisi parmi les allophycocyanines, les rhodamines, les cyanines, les squaraines, les coumarines, les proflavines, les acridines, les fluorescéines, les dérivés du boron-dipyrrométhène, le nitrobenzoxadiazole et un quantum dot, la GFP, les variants GFP choisis parmi GFP10, GFP2 et eGFP, la YFP, les variants YFP choisis parmi eYFP, YFP topaz, YFP citrine, YFP venus et YPet, le mOrange et le DsRed ;ou - le membre d’un couple de partenaires de RET est un composé fluorescent donneur choisi parmi : un cryptate d’europium, un chélate d’europium, un chélate de terbium, un cryptate de terbium, un chélate de ruthénium, un quantum dot, les allophycocyanines, les rhodamines, les cyanines, les squaraines, les coumarines, les proflavines, les acridines, les fluorescéines, les dérivés du boron-dipyrrométhène et le nitrobenzoxadiazole ; ou - le membre d’un couple de partenaires de RET est un composé luminescent donneur choisi parmi : la Luciférase (luc), Renilla Luciférase (Rluc), les variants de Rénilla Luciférase (Rluc8) et la Firefly Luciférase. Composition comprenant un anticorps ou un fragment d’anticorps selon l’une quelconque des revendications 1 à 8. Séquence d’acides nucléiques codant pour un anticorps ou un fragment d’anticorps selon l’une quelconque des revendications 1 à 5. Vecteur comprenant la séquence d’acides nucléiques selon la revendication 10. Cellule comprenant le vecteur selon la revendication 11 ou la séquence d’acides nucléiques selon la revendication 10. Trousse de réactifs comprenant (i) un anticorps ou un fragment d’anticorps selon l’une quelconque des revendications 1 à 8 ou une composition selon la revendication 9 et (ii) une source de GTP marqué avec un membre d’un couple de partenaires de RET. Trousse de réactifs selon la revendication 13 ou composition selon la revendication 9, dans lequel le GTP est un GTP non-hydrolysable ou lentement hydrolysable, tel que le GTPgammaS (GTPγS ou GTPgS), le GppNHp et le GppCp. Trousse de réactifs selon l’une quelconque des revendications 13 ou 14, ou composition selon la revendication 9, dans lequel le GTP marqué est un GTP non-hydrolysable ou lentement hydrolysable marqué par : - un composé fluorescent donneur, par exemple choisi parmi GTPgN-C2 (GTP-gamma-N-C2), GTPgN-C3 (GTP-gamma-N-C3), GTPgN-octyl-C2 (GTP-gamma-N-octyl-C2), GTPgN-octyl-C11 (GTP-gamma-N-octyl-C11), GTPgN-octyl-C3 (GTP-gamma-N-octyl-C3), GTPgO-hexyl-C2 (GTP-gamma-O-hexyl-C2), GTPgO-hexyl-C3 (GTP-gamma-O-hexyl-C3) ou GTP-gN-octyl-thiosuccinimidyl-C2 (GTP-gamma-N-octyl-thiosuccinimidyl-C2), de préférence GTP-gN-octyl-thiosuccinimidyl-C2 ; ou - un composé fluorescent accepteur, par exemple choisi parmi GTPgN-octyl-Cy5, GTPgN-octyl-AF488, GTPgN-L15-Fluorescein, GTPgO-Linker-Cy5(P) ou GTPgS-Linker-Cy5(R), ou un composé accepteur non fluorescent (quencher).