Brevet FR3110574A1 — publié le 20211126

CAPTURE DE BACTERIES A L’AIDE DE BACTERIOPHAGES OU DE PROTEINES DE BACTERIOPHAGE La présente invention concerne l’utilisation d’une solution comprenant un cation et/ou une protéine, pour la capture et/ou pour la détection et/ou la quantification d’une bactérie par un bactériophage ou protéine de bactériophage, ladite protéine de bactériophage étant préférentiellement une protéine de liaison au récepteur (RBP) et ladite solution comprenant préférentiellement un cation et une protéine. Figure de l’abrégé: Fig. 1 CAPTURE DE BACTERIES A L’AIDE DE BACTERIOPHAGES OU DE PROTEINES DE BACTERIOPHAGE DOMAINE DE L’INVENTION La présente invention concerne un dispositif et une méthode de détection rapide de bactéries dans un échantillon. ÉTAT DE LA TECHNIQUE Les infections bactériennes sont responsables de nombreuses pathologies, notamment dans les élevages et plus particulièrement dans les élevages ovins ou bovins. Pour cela, il est essentiel de pouvoir détecter la présence de la bactérie responsable de l’infection notamment dans le milieu d’élevage, et plus particulièrement les méthodes de détection rapide afin de traiter et prévenir les infections bactériennes. Cependant, à ce jour, aucune méthode de détection n’est pleinement satisfaisante. Par exemple, les dispositifs de diagnostic présents sur le marché, notamment, les dispositifs de détection de la mammite sont principalement basés sur le dépistage des cellules somatiques qu’on retrouve dans le lait. Or, cette méthode ne permet pas d’identifier la ou les bactérie(s) responsable(s) de l’infection. D’autre part ces dernières peuvent constituer une trace d’une infection plus ou moins ancienne et donc constituer un indicateur non-spécifique d’une infection en cours. Cela conduit donc les éleveurs à utiliser des antibiothérapies de façon massive et non ciblée. D’autres méthodes de détection des bactéries peuvent être utilisées telles que la réaction en chaîne par polymérase (PCR) ou la méthode de culture. Toutefois, celles-ci nécessitent d’envoyer les échantillons au laboratoire et donc l’intervention de personnes qualifiées pour mettre en oeuvre la méthode de détection et pour analyser les résultats. De plus, l’utilisation de la méthode de culture nécessite un temps d’incubation de 24h à 48h, ce qui représente une attente trop longue des résultats, compte tenu des enjeux du secteur. Concernant l’approche par la biologie moléculaire (PCR et/ou PCR quantitative), bien que plus rapide et plus spécifique, celle-ci est bien plus onéreuse. De plus, la technique de PCR détecte seulement la présence d’ADN des bactéries et non la présence de bactéries viables, ce qui peut entraîner la détection de faux positifs (bactéries mortes et déjà prises en charge par le système immunitaire de l’hôte). Ces méthodes ont donc pour inconvénients d’être longues, fastidieuses, de mettre en œuvre des composés chimiques souvent toxiques pour le manipulateur et pour l’environnement, de nécessiter des matériels couteux, tels que des hottes aspirantes, des gants de protection, des centrifugeuses, etc, et d’être mises en œuvre dans des locaux adaptés, tels que des laboratoires. Elles ne répondent pas ne répondent pas aux besoins des utilisateurs de terrain, notamment des éleveurs. A titre d’exemple particulièrement illustratif, il peut être cité le cas du vétérinaire souhaitant identifier rapidement un agent pathogène infectieux directement sur le lieu où se trouve l’animal malade. Cette approche dite « point-of-care testing » (POCT) fait l’objet d’une attention toute particulière auprès des professionnels concernés. Il existe donc un besoin de mettre à disposition des moyens permettant une détection de bactéries rapide, peu couteuse, peu nocive pour le manipulateur et pour l’environnement, et ne nécessitant pas la contrainte d’une mise en œuvre dans un laboratoire dédié. Il existe également un besoin de mettre à disposition des moyens permettant une détection de bactéries « universelle », quelle que soit la nature de l’échantillon d’origine contenant lesdites bactéries. Une telle méthode de détection de bactéries pourra également être appliquée dans différents domaines comme par exemple dans la sécurité alimentaire, le contrôle des eaux ou en santé humaine. RÉSUMÉ L’invention concerne donc l’utilisation d’une solution comprenant un cation et/ou une protéine, pour la capture et/ou pour la détection et/ou la quantification d’une bactérie par un bactériophage ou protéine de bactériophage, ladite protéine de bactériophage étant préférentiellement une protéine de liaison au récepteur (RBP) et ladite solution comprenant préférentiellement un cation et une protéine. L’invention a également pour objet l’utilisation d’une solution pour la capture et/ou pour la détection et/ou la quantification d’une bactérie par un bactériophage ou protéine de bactériophage comprenant un cation et/ou une protéine dans laquelle la protéine est une protéine de lait en particulier l’albumine, encore plus particulièrement l’albumine de sérum bovin (BSA), un sérum, plus particulièrement le sérum de poulet ou un anticorps. Dans une autre mise en œuvre, la solution telle qu’utilisée comprend un cation choisi parmi des cations contenant un cation bivalent ou dication, notamment le Mg 2+ ou Ca 2+ ou encore contenant Na + , K + , Fe 2+ , Fe 3+ , K + , Zn + , Au 3+ , Cu + , Carbocation, Mn + , Ag + , plus particulièrement comprenant les sels MgSO 4 , Na 2 SO 4 , MgCl 2 , CaCl 2 , CaSO 4 , K 2 SO 4 ou KCl. Dans une mise en œuvre particulière, la solution contenant un cation et une protéine est telle que la concentration en cation, en particulier MgSO 4 , comprise entre 5 mM et 300 mM de façon inclusive et la concentration en protéine, en particulier en BSA, est comprise entre 0,1 mg/mL à 5 mg/mL de façon inclusive. Dans une autre mise en œuvre particulière la solution contenant un cation et une protéine est utilisée pour la fixation entre Staphylococcus aureus un bactériophage est spécifique de Staphylococcus aureus . Dans une mise en œuvre particulière ledit bactériophage est choisi parmi les bactériophages spécifiques de S. aureus tels que déposés à la CNCM sous les numéros CNCM I-5408, CNCM I-5409, CNCM I-5410, CNCM I-5491 et CNCM I-5492, ou est un mélange de ces bactériophages Dans une autre mise en œuvre, la protéine de bactériophage est une protéine de liaison au récepteur (RBP), en particulier spécifique de Staphylococcus aureus , plus préférentiellement choisie parmi une RBP du bactériophage CNCM I-5408, en particulier une RBP de séquence SEQ ID NO :1, une RBP du bactériophage CNCM I-5409, en particulier une RBP de séquence SEQ ID NO :2, une RBP du bactériophage CNCM I-5410, en particulier une RBP de séquence SEQ ID NO : 3, ou un mélange de celles-ci. Un autre aspect de l’invention concerne un procédé de préparation d'un dispositif comprenant un support solide, ledit dispositif étant préférentiellement une plaque de microtitration ou une bandelette, ledit procédé comprenant : une étape a) de couplage d’un bactériophage ou d’une combinaison de bactériophages ou d’une protéine de bactériophages ou d’une combinaison de protéines de bactériophages sur le support solide, ladite étape de couplage consistant à mettre en contact le support avec un bactériophage ou une combinaison de bactériophages et/ou une protéine de bactériophages ou une combinaison de protéines de bactériophages en présence d’une solution comprenant un cation et/ou une protéine, la protéine de bactériophage étant préférentiellement une RBP, le procédé comprend optionnellement une étape b) d'élimination du ou des bactériophages et / ou de la ou des protéines de bactériophages non liés au support solide, et optionnellement une étape c) de rinçage, laquelle peut être renouvelée au moins une fois. Dans une mise en œuvre particulière, le dispositif obtenu selon le procédé de préparation de l’invention est préférentiellement une plaque de microtitration ou une bandelette et le support étant préférentiellement constitué de polystyrène, polypropylène, polycarbonate, cellulose acétate, cellulose, verre, et/ou silicium. Dans un autre aspect, l’invention concerne un dispositif choisi parmi une plaque de microtitration ou une bandelette comprend un support solide sur lequel est fixé au moins une protéine de liaison au récepteur (RBP), le support étant préférentiellement constitué de polystyrène, polypropylène, polycarbonate, cellulose acétate, cellulose, verre, et/ou silicium, le support est notamment précoaté avec au moins une protéine. Dans un autre aspect, l’invention a pour objet l’utilisation du dispositif selon l’invention pour la détection et/ou la quantification d’une ou plusieurs bactéries présente(s) dans un échantillon. Dans un autre aspect, l’invention concerne un procédé pour la détection et/ou la quantification d’une ou plusieurs bactéries présente(s) dans un échantillon avec un dispositif de type bandelette ou ELISA, comprenant les étapes suivantes mise en contact de l’échantillon susceptible de contenir des bactéries avec un dispositif selon l’invention, optionnellement élimination des bactéries non liées aux bactériophages et / ou aux protéines de bactériophages, détection des bactéries liées aux bactériophages et / ou aux protéines de bactériophages avec un ligand spécifique de la bactérie. Dans une mise en œuvre particulière, le procédé pour la détection et/ou la quantification d’une ou plusieurs bactéries présente(s) dans un échantillon dans lequel, ligand spécifique de la bactérie de l’étape c) comprend un bactériophage spécifique de la bactérie marqué, une protéine de bactériophage spécifique de la bactérie marquée, un bactériophage spécifique de la bactérie couplé à un anticorps marqué ou une protéine de bactériophage couplé à un anticorps marqué, et dans lequel ladite étape c) est réalisée en présence d’une solution comprenant un cation et/ou une protéine, de préférence un cation et une protéine ou le ligand spécifique de la bactérie est un anticorps marqué ou un aptamer marqué dirigé contre la bactérie. Dans un aspect particulier, l’invention a pour objet un procédé pour la détection et/ou la quantification d’une ou plusieurs bactéries présente(s) dans un échantillon avec un dispositif d’immunodétection de type bandelette ou ELISA, comprenant les étapes suivantes : mise en contact de l’échantillon susceptible de contenir des bactéries avec un dispositif d’immuno détection, sur lequel est fixé un ligand spécifique de la bactérie, de préférence un anticorps spécifique de la bactérie ou un aptamère spécifique de la bactérie, optionnellement élimination des bactéries non liées au ligand spécifique de la bactérie, détection des bactéries liées au ligand spécifique de la bactérie à l’aide d’une solution comprenant un bactériophage marqué spécifique de la bactérie, une protéine de bactériophage marquée spécifique de la bactérie, un bactériophage spécifique de la bactérie couplé à un anticorps marqué ou une protéine de bactériophage couplé à un anticorps marqué, et un cation et/ou une protéine, de préférence un cation et une protéine L’invention concerne également une protéine de liaison au récepteur (RBP) d’un bactériophage spécifique de S. aureus , ladite RBP étant choisie parmi une RBP du bactériophage CNCM I-5408, en particulier une RBP de séquence SEQ ID NO :1, une RBP du bactériophage CNCM I-5409, en particulier une RBP de séquence SEQ ID NO :2, et une RBP du bactériophage CNCM I-5410, en particulier une RBP de séquence SEQ ID NO : 3. DÉFINITIONS Dans la présente invention, les termes ci-dessous sont définis de la manière suivante : Un“ bactériophage spécifique d’une bactérie” est un bactériophage capable de se lier spécifiquement à cette bactérie. Cette spécificité peut être déterminée par la méthode des spots décrite dans la présente demande. Il s’agit en particulier d’un bactériophage spécifique de S. aureus , plus particulièrement, d’un bactériophage choisi parmi les bactériophages spécifiques de S. aureus tels que déposés à la CNCM sous les numéros CNCM I-5408, CNCM I-5409, CNCM I-5410, CNCM I-5491 et CNCM I-5492. En particulier, le bactériophage spécifique de S. aureus est un mélange de bactériophages spécifiques de S. aureus choisis parmi les souches déposées à la CNCM sous les numéros CNCM I-5408, CNCM I-5409, CNCM I-5410 CNCM I-5491 et CNCM I-5492. “Bactériophage” et “phage” sont utilisés indifféremment et désignent la même entité. “Protéine d’un bactériophage”, spécifique d’une bactérie est une protéine capable de se lier spécifiquement à cette bactérie. “X conjugué à Y” et “Y conjugué à X” sont utilisés indifféremment. “Cation bivalent” et “dication” sont utilisés indifféremment. “Solution contenant des phages ” et “suspension contenant des phages ” sont utilisés indifféremment. Un “ligand spécifique d’une bactérie” est un ligand capable de se lier spécifiquement à la bactérie. Cette spécificité peut être déterminée par la méthode des billes magnétiques par exemple. Un “marqueur conjugué” peut être une molécule colloïdale par exemple : une nanoparticule d’or (AuNP) ou or colloïdale, une nanoparticule de carbone ou carbone colloïdal, une bille de latex colorée, une particule magnétique, ou une molécule fluorescente, une molécule luminescente ou une enzyme telles que la peroxydase de raifort qui catalyse la conversion de substrats chromogènes en composés colorés, ou qui produit de la lumière à partir de substrats chimioluminescents. Un élément “ marqué” est élément (protéine, bactérie, molécule) conjugué à une molécule pouvant être détectée visuellement. Le marqueur est utilisé pour marquer une bactérie. Un “surfactant” est une molécule amphiphile permettant d’abaisser la tension superficielle d’une solution aqueuse. A titre d’exemple le surfactant est le Tween 20. Une “ bandelette” désigne un dispositif de détection chromatographie de flux latéral également connus sous le nom d’immunochromatographie à flux latéral est une méthode reposant sur le mouvement d’un échantillon liquide par capillarité à travers une bandelette. Elle a précédemment été décrite pour la détection immunologique d’un analyte d’intérêt dans un échantillon liquide, grâce à un anticorps primaire et un anticorps secondaire (EP1086372B1). Ce sont de simples dispositifs à base de papier destinés à détecter la présence (ou l'absence) d'un analyte cible dans un échantillon liquide (matrice). Une “plaque de microtritration” désigne un dispositif comprenant un ensemble de puits, il s’agit d’un outil standard dans la recherche et l'analyse clinique des tests de diagnostic des laboratoires. Leur utilisation est très fréquente dans l'Enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA). DESCRIPTION DÉTAILLÉE La présente invention concerne l’utilisation d’une solution comprenant un cation et/ou une protéine, pour la capture et/ou pour la détection et/ou la quantification d’une bactérie par un bactériophage ou protéine de bactériophage, ladite protéine de bactériophage étant préférentiellement une protéine de liaison au récepteur (RBP) et ladite solution comprenant préférentiellement un cation et une protéine. Dans le cadre de la présente invention, les bactériophages ou les protéines de bactériophages sont en solution, ladite solution comprenant un cation et/ou une protéine, de préférence un cation et une protéine. L’utilisation d’une telle solution comprenant un cation et/ou une protéine, de préférence un cation et une protéine. L’utilisation de la solution permet d’augmenter la capture d’une bactérie par le phage ou la protéine de phage. La solution peut être utilisée pour la procédure de capture, détection et/ou quantification d’une bactérie par des bactériophages ou par protéine de bactériophage. La protéine de cette solution est notamment choisie parmi les protéines de lait en particulier l’albumine, encore plus particulièrement l’albumine de sérum bovin (BSA), ou une protéine de sérum, plus particulièrement de sérum de poulet ou encore un anticorps. Dans un mode de réalisation particulier, le cation est choisi parmi un cation bivalent, notamment le Mg 2+ ou Ca 2+ ou encore contenant Na + , K + , Fe 2+ , Fe 3+ K + , Zn +, Au 3+ , ou encore Cu +, carbocation, Mn + , Ag + , plus particulièrement comprenant les sels MgSO 4 , Na 2 SO 4 , MgCl 2 , CaCl 2 , CaSO 4 , K 2 SO 4 ou KCl. Dans un mode de réalisation particulier, la concentration en cation dans la solution est comprise entre 5 mM et 300 mM de façon inclusive. Dans un mode de réalisation plus particulier, la solution comprend de MgSO 4 dont la concentration est comprise entre 5 mM et 300 mM de façon inclusive. Dans un mode de réalisation particulier, la concentration en protéine dans la solution est comprise entre 0,1 mg/mL à 5 mg/mL de façon inclusive. Dans un mode de réalisation plus particulier encore la protéine est la BSA et sa concentration est comprise entre 0,1 mg/mL à 5 mg/mL. Dans un mode de réalisation, la solution comprend de la BSA à la concentration de 0,1 mg/mL à 5 mg/mL et du MgSO 4 à la concentration de 5 mM et 300 mM de façon inclusive. Dans un mode de réalisation particulier, la solution comprend de la BSA à la concentration de 2 mg/mL et du MgSO 4 à la concentration de 50 mM. Dans un mode de réalisation particulier, ladite composition comprend en outre un agent stabilisant, comme le glycérol et/ou un sucre par exemple sorbitol et/ou sucrose. Dans le cadre de la présente invention, tout type de bactériophage spécifique d’une bactérie peut être utilisé. Il s’agit en particulier d’un bactériophage spécifique de S. aureus, plus particulièrement, d’un bactériophage choisi parmi les bactériophages spécifiques de S. aureus tels que déposés à la CNCM sous les numéros CNCM I-5408, CNCM I-5409, CNCM I-5410, CNCM I-5491 et CNCM I-5492. En particulier, le bactériophage spécifique de S. aureus est un mélange de bactériophages spécifiques de S. aureus choisis parmi les souches déposées à la CNCM sous les numéros CNCM I-5408, CNCM I-5409, CNCM I-5410 CNCM I-5491 et CNCM I-5492 Dans le cadre de la présente invention, tout type de protéine de bactériophage spécifique d’une bactérie peut être utilisé Il s’agit en particulier d’une protéine de liaison au récepteur des phages (Receptor Binding Protein ou RBP ; RBP). Il s’agit en particulier d’une protéine d’un bactériophage spécifique de S. aureus, ledit bactériophage spécifique de S. aureus étant en particulier choisi parmi les bactériophages spécifiques de S. aureus tels que déposés à la CNCM sous les numéros CNCM I-5408, CNCM I-5409, CNCM-I-5410, CNCM I-5491 et CNCM I-5492. Plus particulier, il s’agit d’une RBP du bactériophage CNCM I-5408, en particulier une RBP de séquence SEQ ID NO :1, une RBP du bactériophage CNCM-I-5409, en particulier une RBP de séquence SEQ ID NO : 2, une RBP du bactériophage CNCM I-5410, en particulier une RBP de séquence SEQ ID NO : 3. En particulier, ladite protéine d’un bactériophage spécifique de S. aureus est un mélange de RBPs de bactériophages spécifiques de S. aureus , lesdits bactériophages spécifiques de S. aureus étant choisis parmi les souches déposées à la CNCM sous les numéros CNCM I-5408, CNCM I-5409, CNCM I-5410 CNCM I-5491 et CNCM I-5492. Par exemple, il s’agit d’un mélange d’une RBP du bactériophage CNCM I-5408 et d’une RBP du bactériophage CNCM I-5409, d’une RBP du bactériophage CNCM I-5408 et d’une RBP du bactériophage CNCM I-5410, d’une RBP du bactériophage CNCM- I-5409 et d’une RBP du bactériophage CNCM I-5410 ou d’une RBP du bactériophage CNCM I-5408, d’une RBP du bactériophage CNCM I-5409 et d’une RBP du bactériophage CNCM I-5410. Plus particulièrement, il s’agit d’un mélange d’une RBP de séquence SEQ ID NO : 1 et d’une RBP de séquence SEQ ID NO : 2, d’une RBP de séquence SEQ ID NO : 1 et d’une RBP de séquence SEQ ID NO :3, d’une RBP de séquence SEQ ID NO : 2 et d’une RBP de séquence SEQ ID NO : 3, ou d’une RBP de séquence SEQ ID NO : 1, d’une RBP de séquence SEQ ID NO : 1 et d’une RBP de séquence SEQ ID NO : 3. Dans le cadre de la présente invention, l’utilisation de la solution comprenant un cation et/ou une protéine est mise en œuvre en présence d’un support. Notamment, dans le cadre de la procédure de détection selon l'invention, les bactériophages ou protéines bactériophages sont immobilisées sur des supports, par exemple des plaques de microtitration, des bandelettes d'essai, des lames, des plaquettes, des matériaux filtrants ou des chambres cellulaires à flux continu. Les structures de support peuvent par exemple comprendre du polystyrène, du polypropylène, du polycarbonate, du PMMA, de l'acétate de cellulose, de la nitrocellulose, du verre ou une plaquette de silicium. Dans le cadre de la mise en œuvre sur un support de type bandelette, le support est un dispositif à base de papier. La présente invention a pour objet un procédé de préparation d'un dispositif comprenant un support solide, ledit dispositif étant préférentiellement une plaque de microtitration ou une bandelette, ledit procédé comprend une étape a) de couplage d’un bactériophage ou d’une combinaison de bactériophages ou d’une protéine de bactériophages ou d’une combinaison de protéines de bactériophages sur le support solide, ladite étape de couplage consistant à mettre en contact le support avec un bactériophage ou une combinaison de bactériophages ou une protéine de bactériophages ou une combinaison de protéines de bactériophages en présence d’une solution comprenant un cation et/ou une protéine, la protéine de bactériophage étant préférentiellement une RBP, optionnellement une étape b) d'élimination du ou des bactériophages ou de la ou des protéines de bactériophages non couplés/liés au support solide, et optionnellement une étape c) de rinçage, laquelle peut être renouvelée au moins une fois. Dans une mise en œuvre particulière, l’invention a pour objet un procédé de préparation d’une bandelette comprenant une étape a) de couplage d’un bactériophage ou d’une combinaison de bactériophages ou d’une protéine de bactériophages ou d’une combinaison de protéines de bactériophages sur ladite bandelette comprenant un support solide, ladite étape de couplage consistant à mettre en contact le support avec un bactériophage ou une combinaison de bactériophages ou une protéine de bactériophages ou une combinaison de protéines de bactériophages en présence d’une solution comprenant un cation et une protéine, la protéine de bactériophage étant préférentiellement une RBP, optionnellement une étape b) d'élimination du ou des bactériophages ou de la ou des protéines de bactériophages non couplés/liés au support solide, et optionnellement une étape c) de rinçage, laquelle peut être renouvelée au moins une fois. Un des objets de la présente invention est une bandelette obtenue par le procédé décrit ci-dessus, ainsi ladite bandelette comprend un bactériophage ou une combinaison de bactériophages ou une protéine de bactériophages ou une combinaison de protéines de bactériophages fixés à sa surface de ladite bandelette et plus particulièrement à la surface du conjugate pad ou de la une zone de détection de la bactérie d’intérêt de la membrane de nitrocellulose située après le conjugate pad. Ces mises en œuvre sont plus particulièrement décrites dans les exemples ci-après. Un autre objet de l’invention est une plaque de microtitration obtenue par le procédé décrit ci-dessus mettant en œuvre une solution comprenant un cation ou une protéine, ainsi ladite plaque de microtitration comprend un bactériophage ou une combinaison de bactériophages ou une protéine de bactériophages ou une combinaison de protéines de bactériophages fixés à sa surface ( i.e. , surface du support solide). Dans une mise en œuvre particulière, la plaque de microtitration est obtenue par le procédé décrit ci-dessus mettant en œuvre une solution comprenant un cation et une protéine, ainsi ladite plaque de microtitration comprend un bactériophage ou une combinaison de bactériophages ou une protéine de bactériophages ou une combinaison de protéines de bactériophages fixés à sa surface ( i.e. , surface du support solide). Dans une autre mise en œuvre selon l’invention, le dispositif obtenu selon le procédé de préparation est une plaque de microtitration ou une bandelette et le support étant préférentiellement constitué de polystyrène, polypropylène, polycarbonate, cellulose acétate, cellulose, verre, et/ou silicium. Dans une mise en œuvre particulière de l’invention, le dispositif selon l’invention est une plaque de microtitration ou une bandelette qui comprend un support solide sur lequel est fixé une protéine de liaison au récepteur (RBP), le support étant préférentiellement constitué de polystyrène, polypropylène, polycarbonate, cellulose acétate, cellulose, verre, et/ou silicium, le support est notamment précoaté avec une protéine. L'immobilisation, capture ou liaison du bactériophage ou de la protéine de bactériophage est un des aspects de l’invention. Ce qui est important à cet égard, c'est l'immobilisation fonctionnelle, c'est-à-dire que les bactériophages ou protéines de bactériophages, anticorps ou aptamères aient des structures accessibles aux bactéries, malgré la liaison au matériau de support. Pour supprimer une réaction non spécifique des bactéries à étudier avec le matériau du support, il est possible de mettre en œuvre notamment préalablement au couplage ou postérieurement au couplage sur un support solide, un blocage avec une protéine, notamment de la sérum-albumine bovine ou du Tween 20 ou des substances similaires connues, comme par exemple du lait en poudre ou encore un anticorps non spécifique de la bactérie. L'immobilisation peut être obtenue sur un support nu ou sur un support précoaté avec une protéine et notamment l’albumine ou un anticorps. Ces supports peuvent être produits, préalablement à leur utilisation et être stockés en vue de leur utilisation. À cette fin, une solution comprenant un cation et/ou une protéine et des bactériophages ou protéines bactériophage en particulier des protéines RBP est appliquée sur le support. Après adsorption, par exemple à 4-20°C pendant la nuit ou à 30-65°C pendant 2-4 h, la solution est éliminée et la structure de support est séchée. Selon un aspect particulier, l’invention porte sur une bandelette de chromatographie pour détecter une bactérie d’intérêt dans un échantillon. La particularité de la bandelette de détection de l’invention est le blocage de la migration des bactéries sur le support. Les modes de réalisation de bandelette sont décrits dans les Figures 1 à 6. Les modes de réalisation de bandelette décrits ci-après sont décrits avant utilisation de ladite bandelette, c’est-à-dire avant mise en contact avec l’échantillon à analyser. Ainsi, la présente invention concerne notamment une bandelette pour détecter une bactérie d’intérêt, en particulier S. aureus , dans un échantillon, comprenant au moins une partie qui comprend au moins un bactériophage spécifique de la bactérie d’intérêt et/ou au moins une protéine d’un bactériophage spécifique de la bactérie d’intérêt. Dans un mode de réalisation particulier, ladite bandelette de chromatographie à flux latéral comprend dans l’ordre au moins : une partie de contact (sample pad) comprenant une zone de contact avec l’échantillon ; une partie de détection comprenant une zone de détection de la bactérie d’intérêt qui comprend au moins un bactériophage spécifique de ladite bactérie d’intérêt et/ou au moins une protéine d’au moins un bactériophage spécifique de ladite bactérie d’intérêt, une partie absorbante. La partie de contact (sample pad) comprend une zone de contact destinée à être mise en contact avec l’échantillon. Sa fonction est de répartir uniformément l'échantillon pour que la migration de l’échantillon par capillarité vers les parties suivantes soit lisse, continue et homogène. La partie de contact et la zone de contact sont une matrice capillaire. Par exemple, la partie de contact et la zone de contact sont en cellulose ou de fibres de verre. La partie de marquage (conjugate ou conjuguée pad) comprend une zone de marquage où les bactéries sont marquées avec un marqueur lorsque le flux d’échantillon à analyser la traverse. Leur rôle est de maintenir le marqueur jusqu’à utilisation de la bandelette et de libérer le marqueur lorsqu’il y a reconnaissance entre le marqueur et une bactérie, au passage du flux d’échantillon. Par exemple la partie de marquage et la zone de marquage sont en fibres de verre, cellulose ou polyesters La partie de détection (detection pad) comprend une zone de détection où la bactérie d’intérêt, si elle est présente dans l’échantillon analysé, est captée sur la bandelette grâce à un ligand spécifique de celle-ci qui y est immobilisé. Le rôle de la partie de détection est donc de fournir un bon support et une bonne liaison pour l’immobilisation des ligands spécifiques, tout en limitant les adsorptions non spécifiques. Par exemple, la partie de détection et la zone de détection sont une membrane de nitrocellulose. Au sens de la présente demande un ligand spécifique d’une bactérie est choisi parmi un anticorps dirigé contre la bactérie, un bactériophage spécifique de la bactérie, une protéine d’un bactériophage spécifique de la bactérie, un bactériophage spécifique de la bactérie couplé à un anticorps dirigé contre la bactérie, une protéine d’un bactériophage spécifique de la bactérie couplée à un anticorps dirigé contre la bactérie En particulier, il s’agit d’un ligand spécifique de S. aureus et est donc choisi parmi un anticorps dirigé contre S. aureus (ou anti- S . aureus ), un bactériophage spécifique de S. aureus , une protéine d’un bactériophage spécifique de S. aureus , un bactériophage spécifique de S. aureus couplé à un anticorps anti- S . aureus , une protéine d’un bactériophage spécifique de S. aureus couplée à un anticorps anti- S . aureus . La partie absorbante (absorbent pad) a un rôle d’absorption. Elle contribue ainsi à maintenir le débit du flux au travers de la bandelette et permet de récupérer les excédents d’échantillon et de réactifs, évitant ainsi le reflux d’échantillon. Par exemple, la partie absorbante est en coton. Au sens de la présente demande « dans l’ordre » signifie l’ordre dans lequel les différentes parties qui composent la bandelette vont être traversées par le flux contenant l’échantillon, mais ce terme ne signifie pas que ces parties sont forcément contiguës. Dans un mode de réalisation particulier, l’une des extrémités de la partie de contact est superposée avec l’une des extrémités de la partie en aval de celle-ci pour former une première zone de superposition, l’une des extrémités de la partie de détection est superposée avec l’une des extrémités de la partie en amont de celle-ci pour former une deuxième zone de superposition et l’autre extrémité de la partie de détection est superposée avec l’une des extrémités de la partie en aval de celle-ci pour former une troisième zone de superposition, et l’une des extrémités de la partie absorbante est superposée avec l’une des extrémités de la partie en aval de celle-ci pour former une quatrième zone de superposition. En particulier, la première, la deuxième et la troisième zone de superposition sont distinctes les unes des autres. En particulier, la zone de contact est distincte de la première zone de superposition. En particulier, la zone de détection est distincte de la deuxième et de la troisième zone de superposition. Dans un mode de réalisation particulier, l’une des extrémités de la partie de détection est superposée avec l’une des extrémités de la partie de contact et l’autre extrémité de la partie de détection est superposée avec l’une des extrémités de la partie absorbante. Dans un mode de réalisation plus particulier, l’une des extrémités de la partie de détection est superposée avec l’une des extrémités de la partie de contact pour former une première zone de superposition, et l’autre extrémité de la partie de détection est superposée avec l’une des extrémités de la partie absorbante pour former une deuxième zone de superposition. En particulier, la première, la deuxième et la troisième zone de superposition sont séparées les unes des autres. En particulier, la zone de contact est distincte de la première zone de superposition. En particulier, la zone de détection est distincte de la première et de la deuxième zone de superposition. Dans un mode de réalisation particulier, la zone de détection est une zone où les phages/protéines de phages sont déposés (Figures 1, 3). Dans un mode de réalisation particulier, la zone de détection est répartie après la zone de dépôt de l’échantillon (sample pad) et après la zone de conjugaison (conjugate pad) si elle est présente ( ) ou si elle est absente ( ) mais avant la zone d’adsorption Dans un mode de réalisation particulier, la zone de détection se confond avec la zone de conjugaison (conjugate pad) ( et 6). Dans un mode de réalisation particulier, ladite bandelette comprend en outre, entre la partie de contact et la partie de détection, une partie de marquage qui comprend une zone de marquage comprenant un marqueur. La partie de marquage (conjugate pad) comprend une zone de marquage où les bactéries sont marquées avec un marqueur lorsque le flux d’échantillon à analyser la traverse. Leur rôle est de maintenir le marqueur jusqu’à utilisation de la bandelette et de libérer le marqueur lorsqu’il y a reconnaissance entre le marqueur et une bactérie, au passage du flux d’échantillon. Par exemple la partie de marquage et la zone de marquage sont en fibres de verre, cellulose ou polyesters. Pour la détection de la capture des bactéries par les bactériophages ou protéines de bactériophages, différents types de marqueurs peuvent être utilisés. Ainsi, dans un mode de réalisation particulier, le marqueur peut être tout marqueur apte à marquer une bactérie, un bactériophage, une protéine, en particulier une protéine de bactériophage, un anticorps ou un aptamère. Les marqueurs de bactéries sont bien connus de l’Homme du métier. Le terme « marqueur » englobe les marqueurs non conjugués et les marqueurs conjugués. Au sens de la présente demande, un marqueur non conjugué est un marqueur libre, c’est-à-dire qu’il n’est pas lié à un ligand pour marquer la bactérie. Dans la présente demande, les marqueurs utilisés peuvent être des molécules colloïdales en particulier les nanoparticules d’or (AuNP). A titre d’exemple, il peut s’agit de nanosphères d’or ou de nanobâtonnets d’or. L’agrégation des nanoparticules d’or entraine l’apparition d’une couleur, en particulier d’une couleur rose, détectable dans le visible, en raison de la longueur d’onde d’absorbance des nanoparticules d’or. Dans le cadre d’un dispositif de type ELISA l’élément marqué peut être un anticorps spécifique à la bactérie couplé avec un substrat par exemple la peroxydase de raifort, qui catalyse la conversion de substrats chromogènes en composés colorés, ou qui produit de la lumière à partir de substrats chimioluminescents ; on peut noter l'ABTS, l'OPD, le DAB (en), l'AEC (en) ou encore le TMB (3,3',5,5'-Tétraméthylbenzidine). Dans la présente demande, il s’agit un anticorps couplé avec une enzyme peroxydase et la révélation de la couleur est faite grâce à l’ajout du TMB. Au sens de la présente demande, un marqueur conjugué signifie que le marqueur est lié à un ligand pour marquer la bactérie. En particulier, le marqueur conjugué est un marqueur conjugué à au moins un ligand spécifique de la bactérie d’intérêt. Par « conjugué à au moins un ligand spécifique », on entend qu’un marqueur peut être conjugué à un ligand spécifique ou à plusieurs ligands spécifiques différents. Sauf mention contraire, au sens de la présente invention, ledit au moins un ligand spécifique de la bactérie d’intérêt peut être au moins un anticorps dirigé contre la bactérie d’intérêt, au moins un aptamère spécifique de la bactérie d’intérêt, au moins un bactériophage spécifique de la bactérie d’intérêt, au moins une protéine d’au moins un bactériophage spécifique de la bactérie d’intérêt, au moins un bactériophage spécifique de la bactérie d’intérêt couplé à un anticorps dirigé contre la bactérie d’intérêt, au moins une protéine d’un bactériophage spécifique de la bactérie d’intérêt couplée à un anticorps dirigé contre la bactérie d’intérêt. En particulier, la bactérie d’intérêt est S. aureus et ces ligands spécifiques se lisent comme des ligands spécifiques de S. aureus ou dirigés contre S. aureus . En particulier, lorsque le ligand est spécifique de S. aureus , ledit au moins un bactériophage spécifique de S. aureus est un bactériophage CNCM I-5408, un bactériophage CNCM I-5409 et/ou un bactériophage CNCM I-5410, et/ou un bactériophage CNCM I-5491, et/ou un bactériophage CNCM I-5492 et ladite au moins protéine d’au moins un bactériophage, en particulier une RBP, est au moins protéine du bactériophage CNCM I-5408, au moins protéine du bactériophage CNCM I-5409 et/ou au moins protéine du bactériophage CNCM I-5410 au moins protéine du bactériophage CNCM I-5491, au moins protéine du bactériophage CNCM I-5492. Ainsi, le marqueur conjugué à un ligand spécifique de la bactérie d’intérêt, en particulier S. aureus , peut être un marqueur conjugué à un anticorps dirigé contre la bactérie d’intérêt, un marqueur conjugué à un aptamère spécifique de la bactérie d’intérêt, un marqueur conjugué à un phage spécifique de la bactérie d’intérêt, un marqueur conjugué à une protéine d’un phage spécifique de la bactérie d’intérêt, un marqueur conjugué à un phage spécifique de la bactérie d’intérêt couplé à un anticorps dirigé contre la bactérie d’intérêt, un marqueur conjugué à une protéine d’un phage spécifique de la bactérie d’intérêt couplée à un anticorps dirigé contre la bactérie d’intérêt, un marqueur conjugué à un anticorps dirigé contre la bactérie d’intérêt couplé à un phage spécifique de la bactérie d’intérêt ou un marqueur conjugué à une protéine d’un phage spécifique de la bactérie d’intérêt couplée à un anticorps dirigé contre la bactérie d’intérêt. Dans un mode de réalisation plus particulier, la présente invention porte sur une bandelette pour détecter S. aureus dans un échantillon, comprenant dans l’ordre au moins : une partie de contact comprenant une zone de contact avec l’échantillon ; une partie de marquage comprenant une zone de marquage qui comprend un marqueur conjugué à au moins un ligand spécifique de S. aureus , en particulier une nanoparticule d’or conjuguée à au moins un ligand spécifique de S. aureus ; une partie de détection comprenant une zone de détection de S. aureus qui comprend au moins un bactériophage spécifique de S. aureus et/ou une protéine d’au moins un bactériophage spécifique de S. aureus , en particulier une protéine RBP, une partie absorbante. En particulier, la zone de marquage comprend un marqueur conjugué à un anticorps anti- S . aureus ou marqueur conjugué à un aptamère spécifique de S. aureus , plus particulièrement une nanoparticule d’or conjugué à un anticorps anti- S . aureus ou une nanoparticule d’or conjugué à un aptamère spécifique de S. aureus . En particulier, la zone de marquage comprend un marqueur conjugué à au moins un bactériophage spécifique de S. aureus . En particulier, elle comprend un marqueur conjugué au phage CNCM I-5408, un marqueur conjugué au phage CNCM I-5409, et/ou un marqueur conjugué au phage CNCM I-5410, et/ou un marqueur conjugué au phage CNCM I-5491, et/ou un marqueur conjugué au phage CNCM I-5492. En particulier, elle comprend ces trois marqueurs conjugués à des phages. Plus particulièrement, ledit marqueur conjugué à ces phages est une nanoparticule d’or. En particulier, la zone de marquage comprend un marqueur conjugué à au moins une protéine d’au moins un bactériophage spécifique de S. aureus . En particulier, ladite au moins une protéine est une RBP. En particulier, elle comprend un marqueur conjugué à au moins une protéine du phage CNCM I-5408, un marqueur conjugué à au moins une protéine du phage CNCM I-5409, et/ou un marqueur conjugué à au moins une protéine du phage CNCM I-5410, et/ou un marqueur conjugué à au moins une protéine du phage CNCM I-5491, et/ou un marqueur conjugué à au moins une protéine du phage CNCM I-5492. En particulier, elle comprend ces trois marqueurs conjugués à des protéines de phages. Encore plus particulièrement, ledit marqueur conjugué à ces protéines de phages est une nanoparticule d’or. En particulier, la zone de marquage comprend un marqueur conjugué au phage CNCM I-5408 couplé à un anticorps anti- S . aureus , un marqueur conjugué au phage CNCM I-5409 couplé à un anticorps anti- S . aureus , un marqueur conjugué au phage CNCM I-5410 couplé à un anticorps anti- S . aureus , un marqueur conjugué au phage CNCM I-5491 couplé à un anticorps anti- S . aureus et/ou un marqueur conjugué au phage CNCM I-5492couplé à un anticorps anti- S . aureus . En particulier, elle comprend un marqueur conjugué à une protéine du phage CNCM I-5408 couplé à un anticorps anti- S . aureus , un marqueur conjugué à une protéine du phage CNVM I-5409 couplé à un anticorps anti- S . aureus et/ou un marqueur conjugué à une protéine du phage CNCM I-5410 couplé à un anticorps anti- S . aureus et/ou un marqueur conjugué à une protéine du phage CNCM I-5491 couplé à un anticorps anti- S . aureus , et/ou un marqueur conjugué à une protéine du phage CNCM I-5492 couplé à un anticorps anti- S . aureus . En particulier, il s’agit d’un marqueur conjugué à un anticorps anti- S . aureus couplé au phage CNCM I-5408, un marqueur conjugué à un anticorps anti- S . aureus couplé au phage CNCM I-5409 et/ou un marqueur conjugué à un anticorps anti- S . aureus couplé au phage CNCM I-5410, et/ou un marqueur conjugué à un anticorps anti- S . aureus couplé au phage CNCM I-5491, et/ou un marqueur conjugué à un anticorps anti- S . aureus couplé au phage CNCM I-5492. En particulier, il s’agit d’un marqueur conjugué à un anticorps anti- S . aureus couplé à une protéine du phage CNCM I-5408, un marqueur conjugué à un anticorps anti- S . aureus couplé à une protéine du phage CNCM I-5409 et/ou un marqueur conjugué à un anticorps anti- S . aureus couplé à une protéine du phage CNCM I-5410, et/ou un marqueur conjugué à un anticorps anti- S . aureus couplé à une protéine du phage CNCM I-5491, et/ou un marqueur conjugué à un anticorps anti- S . aureus couplé à une protéine du phage CNCM I-5492. En particulier, la zone de détection comprend un phage CNCM I-5408, un phage CNCM I-5409 et/ou un phage CNCM I-5410, et/ou un phage CNCM I-5491 et/ou un phage CNCM I-5492. En particulier, la zone de détection comprend un phage CNCM I-5408, un phage CNCM I-5409 et un phage CNCM I-5410. En particulier, la zone de détection comprend un phage CNCM I-5408, un phage CNCM I-5409, un phage CNCM I-5410, En particulier, la zone de détection comprend un phage CNCM I-5408, un phage CNCM I-5409, un phage CNCM I-5491 et un phage CNCM I-5492. En particulier, la zone de détection comprend au moins une protéine du phage CNCM I-5408, au moins une protéine du phage CNCM I-5409, et/ou au moins une protéine du phage CNCM I-5410, et/ou au moins une protéine du phage CNCM I-5491, et/ou au moins une protéine du phage CNCM I-5492. En particulier, la zone de détection comprend au moins une protéine du phage CNCM I-5408, au moins une protéine du phage CNCM I-5409 et au moins une protéine du phage CNCM I-5410. En particulier, la zone de détection comprend au moins une protéine du phage CNCM I-5408, au moins une protéine du phage CNCM I-5409 et au moins une protéine du phage CNCM I-5410, et au moins une protéine du phage CNCM I-5491 et au moins une protéine du phage CNCM I-5492. Dans un autre mode de réalisation, ladite bandelette (de chromatographie à flux latéral) comprend dans l’ordre au moins : une partie de contact comprenant une zone de contact avec l’échantillon ; une partie de marquage comprenant une zone de marquage qui comprend un marqueur conjugué à au moins un ligand spécifique de la bactérie d’intérêt choisi parmi au moins un bactériophage spécifique de la bactérie d’intérêt, au moins une protéine d’au moins un bactériophage spécifique de la bactérie d’intérêt, au moins un bactériophage spécifique de la bactérie d’intérêt couplé à un anticorps dirigé contre la bactérie d’intérêt, au moins une protéine d’un bactériophage spécifique de la bactérie d’intérêt couplée à un anticorps dirigé contre la bactérie d’intérêt, une partie de détection comprenant une zone de détection de la bactérie d’intérêt qui comprend au moins un ligand spécifique de la bactérie d’intérêt, une partie absorbante. En particulier, ledit au moins un ligand spécifique de la bactérie d’intérêt compris dans la zone de détection est au moins un anticorps dirigé contre la bactérie d’intérêt, au moins un aptamère spécifique de la bactérie d’intérêt, au moins un bactériophage spécifique de la bactérie d’intérêt, au moins une protéine d’au moins un bactériophage spécifique de la bactérie d’intérêt, au moins un bactériophage spécifique de la bactérie d’intérêt couplé à un anticorps dirigé contre la bactérie d’intérêt, au moins une protéine d’un bactériophage spécifique de la bactérie d’intérêt couplée à un anticorps dirigé contre la bactérie d’intérêt. Dans un mode de réalisation plus particulier, la présente invention porte sur une bandelette pour détecter S. aureus dans un échantillon, comprenant dans l’ordre au moins : une partie de contact comprenant une zone de contact avec l’échantillon ; une partie de marquage comprenant une zone de marquage qui comprend un marqueur conjugué à au moins un ligand spécifique de S. aureus choisi parmi : au moins un bactériophage spécifique de S. aureus , au moins une protéine d’au moins un bactériophage spécifique S. aureus, au moins un bactériophage spécifique de S . aureus couplé à un anticorps dirigé contre S. aureus , au moins une protéine d’un bactériophage spécifique de S. aureus couplée à un anticorps dirigé contre S. aureus ; une partie de détection comprenant une zone de détection de S. aureus qui comprend au moins un ligand spécifique de S. aureus , ; une partie absorbante. En particulier, la zone de marquage comprend un marqueur conjugué à au moins un bactériophage spécifique de S. aureus . En particulier, elle comprend un marqueur conjugué au phage CNCM I-5408, un marqueur conjugué au phage CNCM I-5409, et/ou un marqueur conjugué au phage CNCM I-5410, et/ou un marqueur conjugué au phage CNCM I-5491, et/ou un marqueur conjugué au phage CNCM I-5492. Plus particulièrement, elle comprend un marqueur conjugué au phage CNCM I-5408, un marqueur conjugué au phage CNCM I-5409, un marqueur conjugué au phage CNCM I-5410, un marqueur conjugué au phage CNCM I-5491 et un marqueur conjugué au phage CNCM I-5492. Plus particulièrement, elle comprend un marqueur conjugué au phage CNCM I-5408, un marqueur conjugué au phage CNCM I-5409 et un marqueur conjugué au phage CNCM I-5410. Encore plus particulièrement, ledit marqueur conjugué à ces phages est une nanoparticule d’or. En particulier, la zone de marquage comprend un marqueur conjugué à au moins une protéine d’au moins un bactériophage spécifique de S. aureus. En particulier, ladite au moins une protéine est une RBP. En particulier, elle comprend un marqueur conjugué à au moins une protéine du phage CNCM I-5408, un marqueur conjugué à au moins une protéine du phage CNCM I-5409, et/ou un marqueur conjugué à au moins une protéine du phage CNCM I-5410, et/ou un marqueur conjugué à au moins une protéine du phage CNCM I-5491, et/ou un marqueur conjugué à au moins une protéine du phage CNCM I-5492. Plus particulièrement, elle comprend un marqueur conjugué à au moins une protéine du phage CNCM I-5408, un marqueur conjugué à au moins une protéine du phage CNCM I-5409 et un marqueur conjugué à au moins une protéine du phage CNCM I-5410. Plus particulièrement, elle comprend un marqueur conjugué à au moins une protéine du phage CNCM I-5408, un marqueur conjugué à au moins une protéine du phage CNCM I-5409, un marqueur conjugué à au moins une protéine du phage CNCM I-5410, un marqueur conjugué à au moins une protéine du phage CNCM I-5491 et un marqueur conjugué à au moins une protéine du phage CNCM I-5492. Encore plus particulièrement, ledit marqueur conjugué à ces protéines de phages est une nanoparticule d’or. En particulier, la zone de détection comprend un anticorps anti- S aureus ou un aptamère spécifique de S. aureus. En particulier, la zone de détection comprend au moins un bactériophage spécifique de la bactérie d’intérêt, plus particulièrement un bactériophage CNCM I-5408, un bactériophage CNCM I-5409 et/ou un bactériophage CNCM I-5410, et/ou un bactériophage CNCM I-5491, et/ou un bactériophage CNCM I-5492. Plus particulièrement, elle comprend ces trois bactériophages. Encore plus particulièrement, Plus particulièrement, elle comprend ces cinq bactériophages. En particulier, la zone de détection comprend au moins une protéine d’au moins un bactériophage spécifique de S. aureus , en particulier une RBP. Plus particulièrement, elle comprend au moins protéine du bactériophage CNCM I-5408, au moins protéine du bactériophage CNCM I-5409 et/ou au moins protéine du bactériophage CNCM I-5410, et/ou au moins protéine du bactériophage CNCM I-5491, et/ou au moins protéine du bactériophage CNCM I-5492. Encore plus particulièrement, elle comprend au moins protéine du bactériophage CNCM I-5408, au moins protéine du bactériophage CNCM I-5409 et au moins protéine du bactériophage CNCM I-5410. Encore plus particulièrement, elle comprend au moins protéine du bactériophage CNCM I-5408, au moins protéine du bactériophage CNCM I-5409, au moins protéine du bactériophage CNCM I-5410, au moins protéine du bactériophage CNCM I-5491 et au moins protéine du bactériophage CNCM I-5492. En particulier, la zone de détection comprend au moins un bactériophage spécifique de S . aureus couplé à un anticorps dirigé contre S. aureus et/ou au moins une protéine d’un bactériophage spécifique de S. aureus couplée à un anticorps dirigé contre S. aureus , en particulier dans lesquels ledit bactériophage est choisi parmi les bactériophages CNCM I-5408, CNCM I-5409, CNCM I-5410, CNCM I-5410, CNCM I-5491 et CNCM I-5492 et ladite protéine est choisie parmi les protéines de ces phages. Dans un mode de réalisation particulier, lorsque la bandelette comprend au moins quatre parties, l’une des extrémités de la partie de contact est superposée avec l’une des extrémités de la partie en aval de celle-ci pour former une première zone de superposition ; l’une des extrémités de la partie de marquage est superposée avec l’une des extrémités de la partie en amont de celle-ci pour former une deuxième zone de superposition et l’autre extrémité de la partie de marquage est superposée avec l’une des extrémités de la partie en aval de celle-ci pour former une troisième zone de superposition ; l’une des extrémités de la partie de détection est superposée avec l’une des extrémités de la partie en amont de celle-ci pour former une quatrième zone de superposition et l’autre extrémité de la partie de détection est superposée avec l’une des extrémités de la partie en aval de celle-ci pour former une cinquième zone de superposition ; et l’une des extrémités de la partie absorbante est superposée avec l’une des extrémités de la partie en aval de celle-ci pour former une sixième zone de superposition. En particulier, la première, la deuxième, la troisième, la quatrième, la cinquième et la sixième zone de superposition sont séparées les unes des autres. En particulier, la zone de contact est distincte de la première zone de superposition. En particulier, la zone de marquage est distincte de la deuxième et de la troisième zone de superposition. En particulier, la zone de détection est distincte de la quatrième et de la cinquième zone de superposition. Dans un mode de réalisation particulier, l’une des extrémités de la partie de marquage est superposée à l’une des extrémités de la partie de contact et l’autre extrémité de la partie de marquage est superposée à l’une des extrémités de la partie de détection ; l’autre extrémité de la partie de détection étant superposée avec l’une des extrémités de la partie absorbante. Dans un mode de réalisation particulier, l’une des extrémités de la partie de marquage est superposée à l’une des extrémités de la partie de contact pour former une première zone de superposition, et l’autre extrémité de la partie de marquage est superposée à l’une des extrémités de la partie de détection pour former une deuxième zone de superposition ; l’autre extrémité de la partie de détection étant superposée avec l’une des extrémités de la partie absorbante pour former une troisième zone de superposition. En particulier, la première, la deuxième et la troisième zone de superposition sont séparées les unes des autres. En particulier, la zone de contact est distincte de la première zone de superposition. En particulier, la zone de marquage est distincte de la première et de la deuxième zone de superposition. En particulier, la zone de détection est distincte de la deuxième et de la troisième zone de superposition. Dans un mode de réalisation particulier, la zone de détection est une ligne transversale à la bandelette, formant ainsi une ligne de détection ou ligne de test (test line). Dans un mode de réalisation particulier, la zone de détection est répartie et est limitée par une ligne transversale à la bandelette. Optionnellement, la partie de détection peut comprendre en outre une zone de contrôle comme décrit précédemment. Test ELISA Le principe de l’ELISA consiste à piéger, entre un « anticorps de capture » et un « anticorps de détection », les analytes (antigènes, bactéries, virus, etc…). La spécificité du système de détection de la présente invention par rapport au système ELISA classique est le remplacement d’un ou des deux anticorps par les phages ou les protéines de phages. Dans le cadre de mise en œuvre de la présente invention sous la forme d’un test ELISA, la détection et/ou quantification des bactéries dans un échantillon est réalisée par le remplacement d’un des deux anticorps ou des deux anticorps du test ELISA classique par les phages ou les protéines de phages. Dans un mode de réalisation particulier de l’invention, il est possible de remplacer l’anticorps couplé à un marqueur par protéines de phages ou des phages couplé directement ou indirectement à un marqueur (or ou d’autre sonde). Il est possible d’utiliser un anticorps pour la révélation et /ou de la détection de la présence de bactérie dans l’échantillon. Il est possible d’utiliser plusieurs phages ou protéines de phages ou de les combiner avec les anticorps afin de capter plusieurs souches bactériennes (spectre de détection). Dans ce système au lieu d’utiliser l’anticorps couplé au HRP, il est possible d’utiliser l’anticorps couplé à une molécule colloïdale telle que l’or ou une autre molécule d marqueur afin de mesurer l’absorbance directement sans besoin de l’étape de la révélation par TMB. Selon un mode de réalisation, les phages ou les protéines de phages sont utilisés pour la capture des bactéries (analytes) et un anticorps est utilisé pour la détection ( ). Dans cette mise en œuvre particulière, les phages ou protéines de phage sur fixées sur le support à l’aide d’une solution comprenant un cation et une protéine (en particulier une solution de MgSO4 et BSA). Dans une autre mise en œuvre de l’invention les protéines de phage, en particulier les RBP sont fixées sur le support à l’aide d’une solution comprenant un cation ou une protéine. Il est aussi possible de remplacer l’anticorps couplé à un marqueur par des protéines de phages ou des phages couplés directement ou indirectement à un marqueur (or ou autre sonde) pour la détection des bactéries (Figure 7 B). Dans une autre mise en œuvre de l’invention les protéines de phage, en particulier les RBP, sont utilisées pour la détection des bactéries et sont utilisées dans une solution comprenant un cation et une protéine ou dans une solution comprenant un cation ou une protéine (en particulier une solution de MgSO4 et BSA). Ainsi, des modes de réalisation alternatifs de la présente invention incluent l’utilisation des phages ou protéines de phages pour la capture et la détection des bactéries ou l’utilisation d’un anticorps pour la capture des bactéries et l’utilisation de phages ou protéines de phages pour la détection ( ). Dans une autre mise en œuvre de l’invention les protéines de phage, en particulier les RBP, sont utilisées pour la capture et la détection des bactéries et sont utilisées dans une solution comprenant un cation et une protéine ou dans une solution comprenant un cation ou une protéine (en particulier une solution de MgSO4 et BSA) Il est également possible d’utiliser plusieurs phages ou protéines de phages ou de les combiner avec les anticorps afin de capter plusieurs souches bactériennes (spectre de détection). BRÈVE DESCRIPTION DES FIGURES est un schéma représentation d’un mode de réalisation M1 dans lequel A est un marqueur à la bactérie cible, exemples : anticorps spécifique à la bactérie couplé à un marquage ou phage/protéine de phages couplé à un marquage ou un marqueur qui colore la bactérie et l’ovale plein est une bactérie. Le marqueur est déposé sur la partie de marquage. Les phages/protéines de phages sont déposés sur une ligne à la membrane cellulose. est un schéma représentation d’un mode de réalisation M2 dans lequel A est un marqueur de la bactérie cible, exemples : anticorps spécifique à la bactérie couplé à un marquage ou phage/protéine de phages couplé à un marquage ou un marqueur qui colore la bactérie Le marqueur est déposé sur la partie de marquage. Les phages/protéines de phages sont déposés sur tout au long du bas de la membrane cellulose. est un schéma représentation d’un mode de réalisation M3 identique à M1 mais dans lequel les bactéries sont colorées dans la solution par un marqueur dans lequel A est un marqueur à la bactérie cible, exemples : anticorps spécifique à la bactérie couplé à un marquage ou phage/protéine de phages couplé à un marquage ou un marqueur qui colore la bactérie dans la solution. Les phages/protéines de phages sont déposés sur une ligne à la membrane cellulose. est un schéma représentation d’un mode de réalisation M4 identique à M2 mais dans lequel les bactéries sont colorées dans la solution par un marqueur et dans lequel A est un marqueur de la bactérie cible, par exemple : un anticorps spécifique à la bactérie couplé à un marquage ou phage/protéine de phages couplé à un marquage ou un marqueur qui colore la bactérie. Les phages/protéines de phages sont déposés sur tout au long du bas de la membrane cellulose. est un schéma représentation d’un mode de réalisation M5 identique que M1 mais les phages/protéines de phages et le marqueur des bactéries sont déposés sur la partie de marquage (Conjuguée PAD) et dans lequel A est un marqueur de la bactérie cible, par exemple un anticorps spécifique à la bactérie couplé à un marquage ou phage/protéine de phages couplé à un marquage ou un marqueur qui colore la bactérie. Les phages/protéines de phages sont déposés aussi sur la partie de marquage (Conjuguée PAD). est un schéma représentation d’un mode de réalisation M6 identique que M5 mais les phages/protéines de phages sur la partie de marquage (Conjuguée PAD) et non le marqueur. Les bactéries sont colorées dans la solution et dans lequel A est un marqueur de la bactérie cible, par exemple : un anticorps spécifique à la bactérie couplé à un marquage ou phage/protéine de phages couplé à un marquage ou un marqueur qui colore la bactérie dans la solution. représente un mode de réalisation de l’invention dans un dispositif de type ELISA. représente un mode de réalisation de l’invention dans un dispositif de type ELISA. représente un mode de réalisation de l’invention dans un dispositif de type ELISA. est une photographie montrant la détection de S. aureus sur une bandelette sur laquelle sont fixée des protéines de bactériophages. L’effet de la solution A seule est testée (solution contenant du MgSO4), de la solution B (BSA) ou de la combinaison des solutions A et B. est une photographie montrant la détection de S. aureus sur une bandelette sur laquelle sont fixée des protéines de bactériophages. Différentes concentrations de phages sont testées ainsi que l’absence de bactérie dans l’échantillon est une photographie montrant une plaque de microtitration montrant la présence de S. aureus. est un graphique montrant le seuil de détection de S. aureus sur une bandelette sur laquelle sont fixée des protéines de bactériophages. est un histogramme présentant le lien entre la densité optique mesurée (OD) et la concentration en bactérie exprimée en UFC/mL, un témoin sans bactérie est présent (TM (sans bactérie)). est une photo montrant que l’expression des protéines RBP des phages 2, 3 et 7 dans les bactéries BL21 a été vérifiée sur gel ( ). est un histogramme qui montre que les protéines RBPs des phages 2, 3 et 7 ont une affinité pour l’espèce S. aureus, i.e., pas d’affinité pour les bactéries S. epidermis ou S. algenitis EXEMPLES La présente invention se comprendra mieux à la lecture des exemples suivants qui illustrent non-limitativement l’invention. Exemple 1 : Activité des bactériophages 1.1. Détermination de l’activité d’un bactériophage sur une souche bactérienne Pour identifier si un bactériophage est spécifique d’une bactérie, on utilise la méthode des spots. Sur une boite de Pétri où est étalée une culture de bactérie en phase exponentielle, au moins un spot comprenant le bactériophage est déposé. Si une plage de lyse est observée autour du spot, cela signifie que le bactériophage est actif pour cette bactérie, autrement dit que le bactériophage est spécifique de cette bactérie. 1.2. Bactériophages utilisés Cinq phages ont été testés dans la présente demande : Souches de bactériophages La présente invention concerne la souche de bactériophage déposée à la Collection Nationale de Cultures de Microorganismes (CNCM) sous le numéro CNCM I-5408. La présente invention concerne également la souche de bactériophage déposée à la CNCM sous le numéro CNCM I-5409. La présente invention concerne également la souche de bactériophage déposée à la CNCM sous le numéro CNCM I-5410. La présente invention concerne également la souche de bactériophage déposée à la CNCM sous le numéro CNCM I-5491. La présente invention concerne également la souche de bactériophage déposée à la CNCM sous le numéro CNCM I-5492. Détermination du spectre d’activité des phages isolés Selon les profils de digestion, neuf phages ont finalement été sélectionnés pour tester leur activité sur différentes souches de S. aureus isolées à partir des échantillons d’élevage. Pour les phages 2 à 7, l’activité des phages isolés est comparée à celle du phage de référence qui est le phage K (phage 1). Résultats Le spectre d’activité a été testé sur les 30 souches de S. aureus (Tableau 1) ou sur 25 souches bactériennes dont 19 souches de S. Aureus et 6 souches non S. Aureus (Tableau 2) par la méthode de spot. L’intensité de lyse de ces phages sur chacune des souches bactériennes est détaillée dans le tableau 1 et le tableau 2. Le tableau 1 représente donc le spectre d’activité des phages isolés sur les souches de S. aureus bovine et le tableau 2 représente le spectre d’activité des phages isolés sur différentes souches bactériennes. La lyse obtenue par la méthode de spot est notée de (-) = pas d’activité à (++++) = très active. Bactéries/phages 1 2 3 4 5 6 7 Cocktail de 3 phages (2, 3, et 7) 1 76.25 +++++ ++++ - ++ + - +++ +++ 2 79 +++++ +++++ ++++ +++++ ++++ +++++ ++++ ++++ 3 80 +++++ +++++ ++++ ++++ +++ ++++ ++ 4 81 +++++ +++++ ++++ +++++ +++ ++ C ++ C ++++ 5 Q7 +++++ ++++ ++ + ++ - +++ ++++ 6 Q12.b +++++ ++++ +++ + +++ - -(+) +++ 7 Q14.b - ++ - + + - +++ +++ 8 C24.b +++++ ++++ ++ - ++ - ++ ++++ 9 F8.a1 ++++ ++++ +++ - +++ - ++ ++++ 10 F2.b +++++ +++ +++ - ++ - ++ ++++ 11 F5.a +++++ ++++ +++ - +++ - + +++ 12 F8c +++++ +++++ ++ ++ - - +++ ++++ 13 L1.a +++++ +++++ - ++ - - +++ +++ 14 L1.b +++++ +++ - ++ - - +++ +++ 15 L3.b +++++ ++++ - + - - +++ +++ 16 L3c +++++ ++++ + + - - +++ +++ 17 L5.a +++++ ++++ - + - - +++ +++ 18 L5b +++++ ++++ - +++ - - ++++ ++++ 19 G6.b - - + + +++ - ++ +++ 20 U22b +++++ ++++ ++++ +++ - +++ +++ ++++ 21 Z12c2 ++++ ++++ +++ C - - ++C +++C ++++ 22 U7b2 +++++ ++++ +++ C +C - + -(+) ++++ 23 U20b +++++ ++++ ++++ +++ ++ ++ C ++++ ++++ 24 U18b +++++ +++++ +++ C +C - ++ C ++ C ++++ 25 U1b2 +++++ +++++ ++++ + - ++ ++ ++++ 26 U4a +++++ +++++ ++++ + - ++ ++ ++++ 27 U11a +++++ +++++ +++ C +C +C ++ C +++ C ++++ 28 U6d +++++ +++++ ++++ + - +++ +++ ++++ 29 U5a +++++ +++++ +++ C +++ C - + ++ ++++ 30 3 +++++ +++++ - ++ - ++ +++ ++++ 28/30 29/30 22/30 25/30 14/30 14/30 28/30 30/30 93% 97% ¨73% 83% 47% 47% 93% 100% Phage/ Souche Souches bactériennes/Phages Phage 6 Phage 3 Phage 8 Phage 9 Phage10 Phage 2 Phage 5 Phage 7 Mix 1 (2/3/7) Mix 2 (2/9/10) 79 1 S. aureus ++++ ++++ ++++ +++++ +++++ +++++ - ++++ ++++ ++++ 81 2 S. aureus +++ +++ +++++ +++++ +++++ +++++ ++ ++ ++++ ++++ C24.b 3 S. aureus - +++ ++ ++ +++ +++++ + ++ ++++ ++++ F1.a 4 S. aureus - +++ ++ ++ +++ +++++ ++ - ++++ ++++ L5.a 5 S. aureus - - - - - ++++ +++ +++++ ++++ ++++ Q12.b 6 S. aureus - ++ ++ ++ +++ +++++ + +++++ ++++ ++++ Q14.b 7 S. aureus - - - - - - + ++ + ++ U5a.a 8 S. aureus ++ +++ +++++ +++++ ++++ +++++ ++ ++++ ++++ ++++ F2.a 9 S. aureus - +++ ++ ++ +++ +++++ + - +++ ++++ L1.a 10 S. aureus ++ ++ - ++ ++ +++++ ++ ++++ ++++ ++++ G6.b 11 S. aureus - - - - - +++ ++ ++ ++ +++ a 12 S. aureus - ++++ ++ ++ +++ +++++ + - +++ ++++ 3 13 S. aureus ++ - - - - +++++ - +++ ++++ ++++ R8c2 14 S. aureus - ++ ++ ++ +++ +++++ + - ++++ ++++ 1Da2 15 S. aureus - - - + ++ - + - + ++ Z12c2b 16 S. aureus ++ ++ ++++ +++++ ++++ +++++ + +++++ +++ +++ 5S.d 17 S. aureus - - ++ +++ ++ ++++ - ++ +++ +++ 9L.a 18 S. aureus - +++ ++ ++ ++++ +++++ ++ ++ +++ ++++ Moqueuse 19 S. aureus - - ++ ++ +++ +++++ ++ - ++++ ++++ 31,50% 63,00% 68,40% 79% 79% 89% 68,40% 100% 100% L’appréciation de l’intensité de lyse est appréciée de 0 (-) à ++++). La notation « C » signifie que quelques colonies sont observées dans la plage de lyse. Ces résultats montrent que : Le phage K (ATCC 19685-B1) (phage 1) infecte 28 souches sur les 30 souches testées, soit 93 % (Tableau 1). Le bactériophage déposé à la CNCM sous le numéro CNCM I-5408 (phage 2) infecte 29 souches sur les 30 souches testées, soit 97 % (Tableau 1) ; Le bactériophage déposé à la CNCM sous le numéro CNCM I-5409 (phage 3) infecte 22 souches sur les 30 souches testées, soit 73 % (Tableau 1) ; Le bactériophage 4 infecte 25 souches sur les 30 souches testées, soit 83 % (Tableau 1) ; Le bactériophage 5 infecte 14 souches sur les 30 souches testées, soit 47 % (Tableau 1) ; Le bactériophage 6 infecte 14 souches sur les 30 souches testées, soit 47 % (Tableau 1) ; Le bactériophage déposé à la CNCM sous le numéro CNCM I-5410 (phage 7) infecte 28 souches sur les 30 souches testées soit 93 % (Tableau 1) ; Le cocktail des trois phages (2, 3 et 7) infecte 30 souches sur les 30 souches testées, soit 100 % (Tableau 1) ; Le bactériophage 8 infecte 14 souches sur 19 souches S. aureus, soit 68.4% (Tableau 2) Le bactériophage déposé à la CNCM sous le numéro CNCM I-5491 (phage 9) infecte 15 souches sur 19 souches S. aureus soit 79% (Tableau 2) ; Le bactériophage déposé à la CNCM sous le numéro CNCM I-5492 (phage 10) infecte 15 souches sur 19 souches S. aureus soit 79% (Tableau 2) ; Le cocktail des trois phages (2, 9 et 10) infecte 19 souches sur 19 souches S. aureus soit 100% des souches S. aureus testées (Tableau 2). Le spectre d’activité du phage 2 (CNCM I-5408) est le plus large et comparable au phage K (phage référence). Cependant, le phage K ne peut pas infecter toutes les souches testées. En revanche, certains mélanges de bactériophages selon l’invention permettent d’infecter plus de souches de S. aureus que le phage K, voire 100% des souches de S. aureus testées. En particulier, il a été montré que le mélange des phages n°CNCM I-5408 (phage 2), n°CNCM I-5409 (phage 3), et n°CNCM I-5410 (phage 7) permettait d’infecter la totalité des 30 souches, soit 100 % des souches testées (Tableau 1). Il a été également montré que le mélange des phages n°CNCM I-5408 (phage 2), n°CNCM I-5491 (phage 9), et n°CNCM I-5492 (phage 10) permettait d’infecter la totalité des 19 souches S Aureus , soit 100 % des souches S. Aureus testées (Tableau 2). Les phages selon l’invention ont un large spectre d’activité sur l’infection de souches de S. aureus et ont aussi été sélectionnées pour leur vitesse d’élimination de S. aureus (après 3 h d’incubation à 37°C en BHI). Exemple 2 : Sélection des protéines de bactériophages 2.1. Choix des protéines de bactériophages L’adsorption des bactériophages dans la bactérie hôte s’effectue grâce à la reconnaissance spécifique à la surface bactérienne, des protéines de liaison des phages (Receptor Binding Protein ou RBP), localisées à la base (« baseplate ») de la queue des phages ( ). Afin de déterminer la spécificité de liaison des différents types de protéines de phages à S. aureus , les protéines suivantes ont été sélectionnées et synthétisées : une RBP du phage 2, une RBP du phage 3, une RBP du phage 7. Pour cela, les phages 2, 3 et 7 ont été séquencés. La recherche des RBPs a été réalisée à partir des annotations complètes des génomes des phages 2, 3 et 7 en ciblant sur les séquences de la région « base plate ». L’alignement des séquences « base plate » de chaque phage a été réalisé un utilisant la technique BlastX des ORFs (open reading frame) des phages. Les protéines RBPs ont été retrouvées au niveau du cluster des gènes de la queue aux alentours de 55000 pb à 84000 pb et plus précisément au niveau de la partie « base plate ». Les protéines RBPs des phages 2, 3 et 7 ont ensuite été produites dans la bactérie BL21 par la technique de clonage. Pour cela, les gènes correspondants aux protéines de phages ont été clonés dans un vecteur d’expression bactérien permettant la synthèse des protéines en fusion avec l’enzyme Glutathione-S-Transférase (GST) par la bactérie hôte BL21. Évaluation de la spécificité de liaison des protéines de phages à S. aureus Après purification, les protéines ont été séparément conjuguées avec des billes magnétiques de manière à ce que la surface de ces billes soit par l’une des protéines RBP. Pour évaluer la spécificité de liaison de chacune de ces protéines à l’espèce bactérienne S. aureus, les billes magnétiques conjuguées aux protéines à tester ont été séparément ajoutées à un mélange de bactéries comprenant différentes espèces de Staphylocoques (Staphylococcus aureus, Staphylococcus epidermidis et Staphylococcus algnetis ). S’il y a une interaction spécifique (une affinité) entre la protéine testée et une ou plusieurs espèces bactériennes du mélange, la protéine va capturer le ou les bactéries. Les billes sont ensuite séparées de la phase liquide grâce à un support aimanté, et lavées plusieurs fois avec une solution tampon afin d’éliminer les interactions non spécifiques. Les billes sont ensuite récupérées et étalées en boite de Pétri sur une gélose spécifique (Baird Parker). Après incubation, les espèces bactériennes fixées par les protéines sont identifiées visuellement selon la morphologie et la couleur des colonies se développant sur gélose. Le nombre de bactéries retenues est également déterminé par dénombrement des colonies sur la gélose. L’affinité ou l’interaction de la protéine testée avec la bactérie cible ( S. aureus ) est évaluée par le nombre de bactéries retenues. Plus le nombre de bactéries cibles sur la gélose est élevé, plus l’affinité de la protéine pour la bactérie cible est grande. 2.3. Résultats L’expression des protéines RBP des phages 2, 3 et 7 dans les bactéries BL21 a été vérifiée sur gel ( ). Les tailles respectives des RBPs des phages 2, 3 et 7 sont 78,1 kDa, 100,8 kDa et 79,5 kDa. La spécificité de liaison de ces protéines à l’espèce bactérienne S. aureus a ensuite été étudiée. Les résultats ont montré que la protéine RBP gp68 du phage 2 a une affinité pour la bactérie Staphylococcus aureus et uniquement pour cette espèce de Staphylocoque. De plus, les résultats en montrent que les protéines RBPs des phages 2, 3 et 7 ont une affinité pour l’espèce S. aureus. Exemple 3 : différents modes de réalisation Selon un mode de réalisation, la bandelette de détection d’une bactérie, en particulier de S. aureus , par une bandelette, est composée de 4 parties, avec dans l’ordre : une partie de contact (sample pad) ; une partie de marquage (conjugate pad) ; une partie de détection (test pad) ; une partie absorbante (absorption pad) ; destinée à absorber l’excès des réactifs ou des solutions ; dans laquelle l’une des extrémités de la partie de marquage est superposée à l’une des extrémités de la partie de contact, l’autre extrémité de la partie de marquage est superposée avec l’une des extrémités de la partie de détection, et l’autre extrémité de la partie de détection est superposée avec l’une des extrémités de la partie absorbante, pour former respectivement une première, une seconde et une troisième zone de superposition, lesdites zones de superposition étant séparées les unes des autres. La partie de contact (sample pad) comprend une zone de contact destinée à être mise en contact avec l’échantillon. En particulier, cette zone de contact est distincte de la première zone de superposition. En particulier, la partie de contact et la zone de contact ont la même composition. Elles sont composées d’une matrice capillaire destinée à promouvoir et à répartir uniformément l'échantillon pour sa migration par capillarité. En effet, lors de la mise en contact de la zone de contact avec l’échantillon, un flux de migration de l’échantillon par capillarité, de la partie de contact jusqu’à la partie absorbante, s’instaure. La partie de marquage (Conjugate pad) comprend une zone de marquage où est déposée un ligand conjugué à un marqueur et capable de se lier spécifiquement à la bactérie d’intérêt. En particulier, le marqueur est une nanoparticule d’or (AuNP). En particulier, le ligand est un anticorps dirigé contre la bactérie d’intérêt. En particulier, la zone de marquage est sur la partie de marquage, entre la première et la deuxième zone de superposition. Lorsque le liquide de l’échantillon au travers de la zone de marquage, le ligand marqué se fixe sur la bactérie, formant ainsi un complexe bactérie/ligand marqué. Ledit complexe est ensuite entrainé par le flux de migration au travers de la partie de marquage, puis au travers de la partie de détection. La partie de détection comprend une zone de détection, où est immobilisé un phage spécifique de la bactérie d’intérêt ou une protéine d’un phage spécifique de la bactérie d’intérêt. En particulier, la zone de détection est sur la partie de détection, entre la deuxième et de la troisième zone de superposition. Dans un mode de réalisation particulier, la zone de détection est une ligne transversale à la bandelette, lors le liquide est dirigé vers la zone de test, les bactéries colorées par un marquage sont captées par les phages/protéines de phages entrainant une zone de coloration liée au blocage des bactéries à la ligne de test. En particulier, la partie de détection et la zone de détection ont la même composition. Elles sont composées d’une membrane, plus particulièrement d’une membrane de nitrocellulose. Au passage de la ligne de test, les complexes bactérie/ligand marqué sont immobilisés par la ligne de test. La présence de l’analyte est alors révélée grâce au marqueur, par l’apparition d’un signal visuel sur la bandelette. En particulier, lorsque le marqueur est une nanoparticule d’or, l’accumulation des AuNP sur la zone de migration jusqu’à la ligne de test entraine l’apparition d’un signal visuel, en particulier de couleur rose. La illustre un mode de réalisation d’une bandelette de détection de S. aureus dans un échantillon, comprenant dans l’ordre les quatre parties suivantes : une partie de contact comprenant une zone de contact avec l’échantillon à tester ; une partie de marquage comprenant une zone de marquage où est déposée un anticorps dirigé contre S. aureus marqué avec une nanoparticule d’or (AuNP) ; une partie de détection comprenant une zone de détection de S. aureus, où est immobilisé un bactériophage spécifique de S. aureus ou une protéine d’un bactériophage spécifique de S. aureus , une partie absorbante. En particulier le premier ligand est marqué avec une nanoparticule d’or. Le signal visuel sera l’apparition d’une couleur rose le long de la bandelette. Exemple 4 : système bandelette Le système bandelette de détection de la bactérie selon l’invention est une bandelette que les phages et les protéines de phages peuvent être utilisés. Dans le système de bandelette selon l’invention, la fixation des phages ou les protéines de phages en utilisant la solution spécifique qui entraine une réponse de la présence de la bactérie par un blocage de la migration due aux phages ou à la protéine fixée sur la membrane. La fixation des protéines des phages peut capter les bactéries. La présence de la bactérie est traduite par le blocage de la migration ( ). Dans le cadre de cet exemple le composé A est BSA. Il est utilisé à la concentration de 2 mg/mL, le composé B est MgSO 4 . Il est utilisé à la concentration de 50 mM. La présente un exemple où les protéines de phages ont été immobilisées dans une solution contenant de A sans B (à gauche) ; ou une solution contenant de B sans A (au milieu) et dans une solution contenant de A et de B (à droite). Les bandelettes ont été trempées dans le lait cru sans bactérie (à gauche) ou avec des bactéries (à droite) de chaque condition. Lorsque les protéines de phages préparées dans la solution contenant à la fois le composé A et B, les bactéries ont été captées à la zone où les protéines ont été immobilisées. Le système de bandelette a permis de détecter les bactéries à 10 3 UFC/mL dans un échantillon de lait cru ( ). Le signal est différent lorsque la bactérie est présente dans le milieu et l’absence de la bactérie. Conclusion : Le système de bandelette selon l’invention est basé sur la fixation des phages ou des protéines de phages utilisant la formulation spécifique de fixation des phages ou des protéines de phages ; le signal traduisant la présence de la bactérie n’est pas représenté par une ligne de couleur comme dans le système classique mais par un blocage de la migration. Ce type de signal n’est jamais observé dans la littérature et ni sur le marché. La sensibilité de détection fait la différence essentielle entre le système classique et le système de l’invention. Exemple 5 : mode de réalisation ELISA Le principe de l’ELISA consiste à piéger, entre un « anticorps de capture » et un « anticorps de détection », les analytes (antigènes, bactéries, virus, etc…). La spécificité du système de détection de la présente invention par rapport au système ELISA classique est le remplacement d’un ou des deux anticorps par les phages ou les protéines de phages. Les phages ou les protéines de phages sont préparés dans un tampon de coating contenant du MgSO 4 (50 mM) et BSA (2 mg/mL). La solution est répartie dans les puits d’une plaque de microtitration. La plaque est ensuite couverte et placée dans une enceinte à 4°C durant une nuit. Le lendemain chaque puit plusieurs fois (au moins 3 fois) avec un tampon de rinçage (Tampon PBS contient optionnellement Tween 0,5%). Optionnellement, les interactions non spécifiques sont ensuite bloquées avec un tampon de saturation. L’échantillon contenant potentiellement des bactéries est distribué à raison de 100 µl d’échantillon dans chaque puits. Une incubation d’une heure à température ambiante suit. L’échantillon est éliminé et les puits sont rincés au moins 3 fois fois avec le Tampon de rinçage (Tampon PBS contient optionnellement du Tween 0,5%). L’anticorps anti- S . aureus , Staphylococcus aureus Rabbit Polyclonal Antibody fourni par Thermofisher (Réf. 11578351), conjugué à HRP est ajouté. Une incubation au moins 30 min à T° de 4°C à 37°C. La solution d’anticorps est éliminée et les puits sont rincés au moins 3 fois avec le tampon de rinçage (Tampon PBS qui contient optionnellement Tween 0,5%). La révélation de la présence de bactérie est faite par l’ajout de TMB (prêt à l’emploi). La réaction est stoppée par ajout de 100 µL d’acide sulfurique à 1 M. Une lecture de la densité optique est faite (Figure 10). La fixation des phages où des protéines de phages ont été effectuée dans la solution contenant à la fois les deux composés A et B (Formulation spécifique). Les principales étapes du test : INTERPRETATION DES RESULTATS/ANALYSE Le lecteur de plaque donne des densités optiques (DO) correspondantes à chaque puit, à extraire dans un tableur pour le traitement. La détermination des concentrations se fait selon les étapes suivantes : Soustraire de chaque DO à la DO correspondant au 0 (DO du tampon) Déterminer l’équation de la gamme (qui généralement est linéaire, avec les concentrations de gamme X et les DO correspondantes en Y) : DO=A*[C] + B À partir de cette équation de gamme (Figure 11) déterminer les concentrations en introduisant les valeurs de DO obtenues pour les échantillons. Ramener ces concentrations aux valeurs réelles en fonction de la dilution de l’échantillon opérée. La détection de S. aureus en utilisant la protéine de phages S. aureus pour la capture (fixé au puits des plaques) et un anticorps anti-S. aureus couplé au HRP pour la révélation par TMB. Le système a permis d’une détection de S. aureus à un seuil entre 102 à 103 bactéries/mL (Figure 10). Références à du matériel biologique déposé Dans la présente demande, il est fait référence aux souches de bactériophages suivantes, déposées à la CNCM le 21 Mars 2019 par Vetophage SAS: phage 2, référence d’identification auprès de la CNCM « Vetophage – phi 2 », dont le numéro d’enregistrement est « CNCM I-5408 » ; phage 3, référence d’identification auprès de la CNCM « Vetophage – phi 3 », dont le numéro d’enregistrement est « CNCM I-5409 ». Dans la présente demande, il est fait référence aux souches de bactériophages suivantes, déposées à la CNCM le 12 février 2020 par Vetophage SAS, : phage 9, référence d’identification auprès de la CNCM « Vetophage – phi 9 », dont le numéro d’enregistrement est « CNCM I-5491 » ; phage 10, référence d’identification auprès de la CNCM « Vetophage – phi 10 », dont le numéro d’enregistrement est « CNCM I-5492 ».     Utilisation d’une solution comprenant un cation et une protéine, pour la détection ou la quantification d’une bactérie par un bactériophage ou une protéine de bactériophage. Utilisation d’une solution comprenant un cation et une protéine, pour la détection ou la quantification d’une bactérie par un bactériophage ou une protéine de bactériophage selon la revendication 1, dans laquelle ladite protéine de bactériophage est une protéine de liaison au récepteur (RBP). Utilisation selon la revendication 1 ou 2 dans laquelle la protéine est une protéine de lait, l’albumine, l’albumine de sérum bovin (BSA), un sérum, le sérum de poulet ou un anticorps. Utilisation selon l’une des revendications 1 à 3 dans laquelle le cation est choisi parmi des cations bivalents, incluant le Mg2 + ou Ca 2+ ou encore les cations Na + , K + , Fe 2+ , Fe 3+ , K + , Zn + , Au 3+ , Cu + , carbocation, Mn + , Ag + , ou les sels MgSO4, Na2SO4, MgCl2, CaCl2, CaSO4, K2SO4 ou KCl. Utilisation selon l’une quelconque des revendications 1 à 4 dans laquelle la concentration en cation, en particulier MgSO4, dans la solution est comprise entre 5 mM et 300 mM de façon inclusive, et la concentration en protéine, en particulier en BSA, dans la solution est comprise entre 0,1 mg/mL à 5 mg/mL de façon inclusive. Utilisation selon l’une quelconque des revendications 1 à 5 , dans laquelle ladite bactérie est Staphylococcus aureus et ledit bactériophage est spécifique de Staphylococcus aureus . Utilisation selon la revendication 6 caractérisée en ce que ledit bactériophage est choisi parmi les bactériophages spécifiques de S. aureus tels que déposés à la CNCM sous les numéros CNCM I-5408, CNCM I-5409, CNCM I-5410, CNCM I-5491 et CNCM I-5492, ou est un mélange de ces bactériophages Utilisation selon l’une quelconque des revendications 1 à 7 , dans laquelle la protéine de bactériophage est une protéine de liaison au récepteur (RBP), spécifique de Staphylococcus aureus . Utilisation selon la revendication 8 dans laquelle la protéine de liaison au récepteur (RBP) est choisie parmi une RBP du bactériophage CNCM I-5408, une RBP du bactériophage CNCM I-5409, une RBP du bactériophage CNCM I-5410 ou un mélange de celles-ci. Utilisation selon la revendication 9 dans laquelle la protéine de liaison au récepteur (RBP) est choisie parmi une RBP de séquence SEQ ID NO :1, une RBP de séquence SEQ ID NO :2, une RBP de séquence SEQ ID NO : 3, ou un mélange de celles-ci Procédé de préparation d'un dispositif comprenant un support solide pour la détection ou la quantification d’une bactérie par un bactériophage ou une protéine de bactériophage, ledit procédé comprenant : une étape a) de couplage d’un bactériophage ou d’une combinaison de bactériophages ou d’une protéine de bactériophages ou d’une combinaison de protéines de bactériophages sur le support solide, ladite étape de couplage consistant à mettre en contact le support avec un bactériophage ou une combinaison de bactériophages ou une protéine de bactériophages ou une combinaison de protéines de bactériophages en présence d’une solution comprenant un cation et une protéine, la protéine de bactériophage étant préférentiellement une RBP, optionnellement une étape b) d'élimination du ou des bactériophages ou de la ou des protéines de bactériophages non liés au support solide, et optionnellement une étape c) de rinçage, laquelle peut être renouvelée au moins une fois. Dispositif obtenu selon le procédé de préparation selon la revendication 11 , ledit dispositif étant une plaque de microtitration ou une bandelette. Dispositif selon la revendication 12 comprenant un support solide sur lequel est fixé une protéine de liaison au récepteur (RBP), le support étant pré-enduit avec une protéine. Utilisation du dispositif selon l’une quelconque des revendications 12 ou 13 pour la détection ou la quantification d’une ou plusieurs bactéries présente(s) dans un échantillon. Procédé pour la détection ou la quantification d’une ou plusieurs bactéries présente(s) dans un échantillon avec un dispositif de type bandelette ou ELISA, comprenant les étapes suivantes mise en contact de l’échantillon susceptible de contenir des bactéries avec un dispositif selon l’une quelconque des revendications 12 ou 13 , optionnellement élimination des bactéries non liées aux bactériophages ou aux protéines de bactériophages, détection des bactéries liées aux bactériophages ou aux protéines de bactériophages avec un ligand spécifique de la bactérie choisi parmi un bactériophage spécifique de la bactérie marqué, une protéine de bactériophage spécifique de la bactérie marquée, un bactériophage spécifique de la bactérie couplé à un anticorps marqué ou une protéine de bactériophage couplé à un anticorps marqué, et dans lequel ladite étape c) est réalisée en présence d’une solution comprenant un cation et une protéine, ou choisi parmi un anticorps marqué ou un aptamère marqué dirigé contre la bactérie.