Brevet FR3107709A1 — publié le 20210903

La présente invention concerne un procédé d’obtention de cellules souches mésenchymateuses (MSC) équines à partir de cellules induites à la pluripotences (iPSC) équines comprenant les étapes de : amplification desdites iPSC, et différenciation desdites iPSC en MSC équines. PROCEDE DE PRODUCTION DE CELLULES SOUCHES MESENCHYMATEUSES COMPETENTES POUR LA REGENERATION DU CARTILAGE A PARTIR DE CELLULES SOUCHES PLURIPOTENTES EQUINES DOMAINE DE L'INVENTION La présente invention concerne le domaine des biothérapies innovantes, plus particulièrement le sous-domaine de la thérapie cellulaire par injection. L’invention concerne notamment un procédé de préparation de cellules souches mésenchymateuses (MSC) équines à partir de cellules souches induites à la pluripotence (iPSC) équines. Lesdites MSC selon invention sont compétentes pour régénérer ou protéger le cartilage et sont destinées à une administration allogénique, chez d’autres chevaux que le cheval donneur, pour prévenir et/ou traiter les atteintes articulaires. ETAT DE LA TECHNIQUE Les maladies dégénératives des articulations, dont l’arthrose, représentent l'une des principales causes d’interruption de carrière et de mise en retraite des équidés de sport et de loisir. L’arthrose est provoquée par l’apparition de mécanismes inflammatoires intra-articulaires aboutissant à l’érosion du cartilage et provoquant une douleur qui évolue vers la boiterie. Environ 25% des chevaux seront confrontés au cours de leur vie à une maladie dégénérative des articulations (1, 2). Si l’on considère qu’environ 5,7 millions de chevaux sont enregistrés dans les bases de données officielles en Europe (3) et 9,2 millions aux États-Unis (4), et qu’environ 25% vont consulter un vétérinaire, environ 356 000 chevaux européens et 575 000 chevaux américains qui visitent un vétérinaire souffriraient d'arthrose à un certain moment de leur vie. Plusieurs traitements locaux ou systémiques ont été décrits. Ils visent à améliorer la viscosité de l’espace intra-articulaire par supplémentation (infiltration d’acide hyaluronique), à diminuer l’inflammation (infiltration de corticoïdes, stanozol, glycosaminoglycanes polysulfatés) ou à améliorer le renouvellement du cartilage (perfusion de biphosphonates). Récemment, des produits d’origine sanguine (Interleukin-1 Receptor Antagonist Protein (IRAP), Plasma Riche en Plaquettes (PRP)) ont été utilisés, le plus souvent de manière autologue. Ils visent aussi à diminuer localement l’inflammation et à soulager la douleur. Tous les traitements actuellement disponibles visent donc principalement à réduire douleur et inflammation. Cependant, aucun de ces traitements n’est réellement curatif. Depuis quelques années, des traitements innovants basés sur l’injection de cellules souches mésenchymateuses (ci-après «MSC», acronyme utilisé dans le domaine, dérivé de «Mesenchymal Stem Cells») dans l’articulation sont à l’essai avec comme objectif a minima de stopper l’évolution de la dégénérescence cartilagineuse, voire de permettre une reconstruction du cartilage synovial. Les MSC sont des cellules souches dites multipotentes. Elles ont la propriété d’autorenouvèlement, appelée aussi clonalité, c’est-à-dire la capacité de se diviser à l’identique un nombre élevé de fois, tout en conservant le même potentiel de différenciation. In vitro , elles peuvent se différencier et permettent d’obtenir du tissu osseux, du tissu cartilagineux et du tissu adipeux. In vivo , les MSC peuvent être récoltées à partir de différents tissus dont la moelle osseuse, le tissu adipeux, le sang périphérique, la gencive, le sang de cordon ou le placenta (5-9). Les préparations autologues dérivées de moelle osseuse ou de tissu adipeux ont été les premières à être introduites en orthopédie équine (10). La préparation et la culture de cellules autologues prenant du temps et étant coûteuses, l'utilisation thérapeutique des MSC sur un mode allogénique a également été explorée (11-15). Cependant, l’abondance des MSC ainsi que leurs propriétés anti-inflammatoire et régénératrice sont intrinsèquement différentes en fonction du tissu prélevé (10, 15). Cette variabilité est aggravée par les procédures de préparation des produits de thérapie cellulaire, qui sont elles aussi diversifiées et ne respectent pas toujours les bonnes pratiques de fabrications. Il existe donc un besoin pour une ressource fiable, illimitée et robuste de MSC, pouvant être produites en suivant les bonnes pratiques de laboratoire, sans laquelle le développement d’un traitement efficace, sécurisé et de qualité certifiée des maladies articulaires chez le cheval n’est pas possible. Comme toutes les cellules souches, cellules fondatrices des tissus, les cellules souches pluripotentes possèdent une capacité d’autorenouvèlement illimitée. Ceci permet de les amplifier efficacement in vitro sans modifier leur génome et d’obtenir une masse cellulaire significative. Le terme pluripotent caractérise leur potentiel à produire à terme tous les types cellulaires présents dans un organisme après la naissance (16). Depuis 2007 et les travaux séminaux du Pr Shinya Yamanaka, des cellules souches pluripotentes peuvent être produites au laboratoire à partir de cellules somatiques telles que des fibroblastes du derme ou des cellules sanguines (17, 18). De telles cellules, dites induites à la pluripotences (ci-après «iPSC»), ont depuis été générées chez plusieurs espèces dont le cheval (19). De telles cellules pluripotentes ne sont cependant pas bien adaptées à une injection intra-articulaire directe chez le cheval. Notamment, les cellules de type iPSC sont connues pour être capables de former des tératomes en cas d’injection in vivo . Tirant partie de la possibilité de générer des cellules souches induites à la pluripotence chez le cheval, la demanderesse a pu développer une méthode permettant de produire, de manière reproductible et respectant les bonnes pratiques de fabrications, une quantité illimitée de MSC à partir d’iPSC équines. De manière avantageuse, les MSC ainsi obtenues sont compétentes pour produire du cartilage et peuvent donc être utilisées dans le cadre d’une thérapie cellulaire chez le cheval atteint de pathologies dégénératives des articulations, notamment par l’injection intra-articulaire allogénique desdites cellules. Un premier objet de l’invention porte donc sur un procédé d’obtention de cellules souches mésenchymateuses (MSC) équines à partir de cellules induites à la pluripotences (iPSC) équines, comprenant les étapes successives suivantes : 1) amplification desdites iPSC, et 2) différenciation desdites iPSC en MSC équines. Le procédé d’obtention selon l’invention peut en outre comprendre une ou plusieurs étapes additionnelles telles que la vérification de la qualité desdites iPSC entre l’étape 1) et l’étape 2) et/ou des cellules MSC obtenues à l’issue de l’étape 2 et/ou la cryoconservation des MSC équines obtenues à l’issue l’étape 2 (et éventuellement d’un contrôle qualité des MSC), à -195°C dans l’azote liquide. DESCRIPTION DETAILLEE DE L'INVENTION Dans la description détaillée qui suit, les modes de réalisation pourront être pris seuls ou combinés de manière appropriée par l’Homme du métier. Dans la présente description, le terme «comprise entre la valeur x et la valeur y » doit être compris comme englobant les bornes (i.e. lesdites «valeur x» et «valeur y»). Dans le but de développer des méthodes sécurisées et de qualité certifiée pour prévenir et/ou traiter les atteintes articulaires chez le cheval, les inventeurs ont développé un nouveau procédé, susceptible d’être réalisé conformément aux bonnes pratiques de fabrication nécessaires à un usage vétérinaire (qualité «GMP» pour «good manufacturing practices») permettant de produire de manière fiable et robuste une quantité illimitée de MSC équines ayant une qualité prévisible et garantie. La possibilité d’obtenir une quantité illimitée de MSC équines repose sur le matériau de départ utilisé (iPSC équines), qui permet de mettre en œuvre le procédé de manière illimitée, mais également sur la forte amplification du nombre de cellules au cours du procédé, qui permet en outre de générer en une seule fois un nombre suffisamment élevé de MSC équines pour permettre plusieurs administrations à partir du même lot de MSC. Un même lot de MSC peut ainsi être divisé en plusieurs échantillons, qui sont ensuite congelés, cryoconservés, puis décongelés les uns après les autres en fonction des besoins. Contrairement aux procédés de l’art antérieur utilisant des MSC, il n’est donc pas nécessaire avec le procédé selon l’invention de retourner chez un cheval donneur pour prélever de nouvelles MSC. Procédé d’obtention de cellules souches mésenchymateuses Selon un premier aspect, l’invention porte sur un procédé d’obtention de cellules souches mésenchymateuses (MSC) équines à partir de cellules induites à la pluripotences (iPSC) équines comprenant les étapes successives suivantes : 1) amplification desdites iPSC, et 2) différenciation desdites iPSC en MSC équines. Le procédé selon l’invention est réalisé in vitro , de préférence en suivant les bonnes pratiques de fabrication. Selon certains modes de réalisation, les 2 étapes principales du procédé de l’invention s’accompagnent d’une ou plusieurs étapes secondaires de contrôle de la qualité des cellules, et/ou d’une étape 3) finale de cryoconservation des échantillons. La présente invention utilise donc comme matériau de départ des iPSC. On entend par « iPSC » ou « cellules induites à la pluripotences » un type de cellules souches pluripotentes qui peuvent être générées directement à partir d'une cellule somatique. Avantageusement, les iPSC peuvent donc être générées directement à partir de tissus adultes. Les iPSC sont capables d’autorenouvellement, mais aussi de se différencier dans chacun des types cellulaires matures et fonctionnels d’un organisme. Contrairement aux cellules multipotentes, elles sont également capables de régénérer un organisme entier et de former des tératomes en cas d’injection in vivo . Les méthodes pour produire des iPSC sont connues de l’Homme du métier. Chez le cheval, il a été notamment montré qu’il était possible d’obtenir des iPSC à partir de fibroblastes en induisant l’expression des facteurs de reprogrammation de Yamanaka (Oct4, Sox2, Klf4 et c-Myc) (19). Ce procédé peut donc être utilisé pour produire les iPSC équines utilisées comme matériau de départ dans le procédé selon l’invention. Du fait de leur capacité d’autorenouvellement, il est possible de constituer une banque d’iPSC équines congelées, dont les échantillons sont utilisés pour la mise en œuvre du procédé selon l’invention. Ainsi, dans un mode de réalisation préféré, les iPSC amplifiées à l’étape 1) du procédé selon l’invention sont issues d’une banque d’iPSC congelées. Dans ce cas, les iPSC sont décongelées dans des conditions appropriées avant amplification à l’étape 1) du procédé. Le procédé selon l’invention permet avantageusement d’obtenir une grande quantité de MSC équines à partir desdites iPSC. Les « MSC » ou « cellules souches mésenchymateuses » aussi appelées « CSM » sont des cellules immatures, multipotentes, d’apparence fibroblastique, capables de s’autorenouveler mais aussi de se différencier et de générer plusieurs types cellulaires matures et fonctionnels. Notamment, les «MSC» sont capables de se diviser pendant plusieurs générations in vitro sans changement de morphologie ni perte de leur pouvoir de différenciation. Les «MSC» sont également capables de se différencier et peuvent alors produire plusieurs types de cellules tels que les ostéoblastes (cellules osseuses), les chondrocytes (cellules cartilagineuses), les myocytes (cellules musculaires) et les adipocytes (cellules graisseuses qui donnent naissance au tissu adipeux de la moelle). Les «MSC» peuvent être isolées à partir de différents tissus dont notamment la moelle épinière, le tissu adipeux ou le sang périphérique. Dans le procédé selon l’invention, elles sont obtenues par différenciation in vitro d’iPSC équine préalablement amplifiées in vitro . Amplification des iPSC (étape 1) Le procédé selon l’invention se caractérise par une première étape d’amplification des iPSC, au cours de laquelle la quantité de cellules est multipliée par un facteur au moins égal à 10, de préférence au moins égal à 50, de préférence encore au moins égal à 100, sans pour autant altérer le caractère pluripotent des iPSC. Selon un mode de réalisation préféré, l’étape 1) d’amplification comprend une sous-étape 1a) d’ensemencement des iPSC dans un contenant de culture et une sous-étape 1b) de culture et amplification des iPSC. Contenant de culture Lors de l’étape 1), l’amplification des iPSC peut s’effectuer dans n’importe quel format de contenant de culture permettant un attachement des cellules, allant de boites de pétri de 1 cm 2 jusqu’aux contenants multicouches tel que les CellStack® de Corning® (> 25 000 cm 2 ). Toutefois, les grands formats, à partir de 75 cm 2 , sont privilégiés. Selon certains modes de réalisation, la culture peut aussi mettre en jeu des bioréacteurs perfusés ou non, avec ou sans microporteur. Densité d’ensemencement Lors de l’étape 1a), les iPSC sont de préférence ensemencées dans un ou plusieurs contenant(s) de culture à une densité comprise entre 10000 et 20000 cellules par centimètre carré, de préférence entre 12000 et 18000 cellules par centimètre carré, et de manière encore préférée entre 14000 et 16000 cellules par centimètre carré, notamment à 15000 cellules par centimètre carré. Matrice d’attachement Afin de favoriser l’amplification des iPSC ces dernières sont de préférence ensemencées dans un contenant revêtu d’une matrice d’attachement. Ainsi, selon un mode de réalisation préféré, les iPSC sont ensemencées à l’étape 1a) dans un contenant revêtu d’une matrice d’attachement comprenant au moins de la laminine et/ou de la vitronectine. Les méthodes de préparation d’une matrice d’attachement sont connues de l’Homme du métier. Notamment la matrice est préparée initialement sous forme d’une solution qui est ensuite versée dans le(s) contenant(s) de culture afin d’en revêtir la(leur) surface. Dans le contexte de l’invention, ladite solution de matrice d’attachement utilisée pour revêtir les contenants de culture est préparée initialement sous forme d’une solution comprenant de la laminine en une concentration comprise entre 5 et 50 µg/cm 3 , de préférence entre 10 et 40 µg/cm 3 et de préférence encore entre 20 et 30 µg/cm 3 et/ou de la vitronectine en une concentration comprise entre 0,5 et 10 µg/cm 3 , de préférence entre 1 et 8 µg/cm 3 , de préférence encore entre 2 et 5 µg/cm 3 . Une matrice d’attachement complexe, comprenant au moins de la laminine et/ou de la vitronectine, telle que le Matrigel™ ou le Geltrex™ (disponibles commercialement de plusieurs fournisseurs) peut également être utilisée. Milieu de culture Lors de l’étape 1), les iPSC sont ensemencées et cultivées dans un milieu de culture adapté pour conserver la pluripotence des cellules. De tels milieux sont connus de l’Homme du métier, et sont accessibles commercialement. Notamment le milieu de culture utilisé à l’étape 1) comprend de préférence des acides aminés, des sels inorganiques (par exemple calcium, magnésium, potassium, et/ou sodium), des minéraux sous formes de traces (par exemple du sélénium), des nutriments (par exemple du glucose), des lipides (par exemple acide arachidonique et/ou cholestérol), des vitamines (par exemple de l’acide ascorbique), au moins un anti-oxydant (par exemple du 2-mercaptoéthanol), de l’insuline, de la transferrine, du FGF-2 et du TGF-bêta. De préférence, le FGF2 est présent dans le milieu de culture en une concentration comprise entre 5 ng/mL et 50 ng/mL, de préférence entre 10 ng/mL et 40 ng/mL, de préférence encore entre 20 ng/mL et 30 ng/mL et/ou le TGF-bêta est présent en une concentration comprise entre 1 ng/mL et 20 ng/mL, de préférence entre 1,5 ng/mL et 10 ng/mL, de préférence encore entre 2 ng/mL et 5 ng/mL. Un tel milieu de culture disponible commercialement est, par exemple, le milieu TeSR1 (STEMCELL Technologies). Les techniques de culture cellulaire sont bien connues de l’Homme du métier, notamment ce dernier sait que le milieu de culture doit être régulièrement changé afin de favoriser la survie et la croissance des cellules. Durée de culture Suite à l’ensemencement, les iPSC sont cultivées à l’étape 1b) pendant une durée de 10 à 25 jours, de préférence 12 à 25 jours et de préférence encore de 15 à 25 jours, de façon à obtenir un facteur de multiplication des cellules au moins égal à 10, de préférence au moins égal à 50, de préférence encore au moins égal à 100. Le facteur de multiplication peut notamment être compris entre 10 et 200, de préférence entre 50 et 150. L’Homme du métier sait que la vitesse d’amplification des cellules peut varier selon les paramètres de mise en culture, notamment densité d’ensemencement des cellules et/ou format des contenants de culture, il saura donc adapter la durée de l’étape 1) dudit procédé d’obtention de MSC en fonction de l’amplification cellulaire effectivement constatée. Passage des iPSC En outre, pour des facteurs d’amplification élevés (par exemple au moins 100), il pourra également être nécessaire d’effectuer au moins un «passage» des iPSC afin de favoriser leur amplification en évitant leur confluence. Par« passage » des iPSC ou, de façon plus générale « passage » des cellules, on entend détacher et dissocier des cellules de leur contenant de culture, les récolter puis réensemencer un ou plusieurs nouveaux contenants de culture avec lesdites cellules détachées et dissociées, à une densité plus faible que celle atteinte dans le contenant initial. Par exemple, lorsque le même type de contenant que celui utilisé lors de la première phase d’amplification est utilisé lors du passage, plusieurs nouveaux contenants seront ensemencés chacun avec une partie des cellules détachées et dissociées d’un contenant initial, et on pourra choisir pour chaque nouveau contenant une densité d’ensemencement égale ou similaire à la densité d’ensemencement utilisée lors du premier ensemencement, c’est-à-dire pour l’étape 1), une densité comprise entre 10000 et 20000 cellules par centimètre carré, de préférence entre 12000 et 18000 cellules par centimètre carré, et de manière encore préférée entre 14000 et 16000 cellules par centimètre carré et notamment 15000 cellules par centimètre carré. De manière alternative, au lieu d’augmenter le nombre de contenants, il est possible de changer de contenant et de réensemencer toutes les cellules détachées et dissociées d’un contenant initial dans un contenant de plus large surface, diminuant ainsi la densité des cellules et permettant leur amplification supplémentaire. Les techniques de «passage» de cellules sont bien connues de l’Homme du métier, il est notamment connu que le milieu de culture doit être renouvelé lorsque que les cellules sont réensemencées. En cas de passage, le(s) nouveau(x) contenant(s) utilisé(s) est(sont) également de préférence revêtu(s) d’une matrice d’attachement comprenant au moins de la laminine et/ou de la vitronectine, tel que décrit ci-dessus. De même, le même milieu de culture que lors de la première phase d’amplification sera de préférence utilisé. De préférence, le(s) passage(s) s’effectue(nt) à l’étape 1) en détachant et dissociant les iPSC par une méthode « douce » notamment au moyen d’EDTA et/ou d’accutase ou de toute méthode équivalente connue de l’Homme du métier. Selon un mode de réalisation préféré, l’étape 1) d’amplification comprend en outre au moins une sous-étape 1c) de passage des iPSC et une sous-étape 1d) de culture des cellules passées. Un seul passage sera généralement suffisant pour obtenir une amplification d’un facteur au moins 10, au moins 50, voire au moins 100, mais plusieurs passages (par exemple 2 passages) peuvent être envisagés si nécessaire. Afin de limiter la durée du procédé et le risque de perte de qualité des iPSC, 0, 1 ou 2 passages sont préférés, avantageusement 1 passage. Contrôle de la qualité des iPSC Afin de s’assurer que la qualité des iPSC (notamment leur pluripotence) est préservée au cours de l’étape d’amplification, le procédé peut comprendre en outre une sous-étape 1e) de vérification de la qualité desdites iPSC. De préférence, cette étape consiste à vérifier que lesdites iPSC expriment les marqueurs NANOG, OCT4, SSEA1, SSEA4, TRA1-60 et TRA1-81, phénotype caractéristique des iPSC équines. Modes de réalisation préférés de l’étape 1) Ainsi, selon un premier mode de réalisation préféré, l’étape 1) d’amplification des iPSC comprend les étapes successives suivantes: 1a) ensemencement des iPSC, 1b) culture des iPSC, 1c) passage des iPSC, et 1d) culture des cellules passées. Selon un second mode de réalisation préféré, l’étape 1) d’amplification des iPSC comprend les étapes successives suivantes: 1a) ensemencement des iPSC, 1b) culture des iPSC, 1c) passage des iPSC, 1d) culture des cellules passées, et 1e) vérification de la qualité des iPSC amplifiées. Différenciation en MSC (étape 2) Après une première étape d’amplification des iPSC, le procédé selon l’invention comprend une seconde étape dont le but est de différencier les iPSC équines en MSC, différenciation qui s’accompagne d’une multiplication des cellules. A l’issue de cette étape, la quantité finale de MSC obtenue est de préférence au moins 2 fois supérieure, de préférence au moins 5 fois supérieure et de préférence encore au moins 10 fois supérieure au nombre d’iPSC mis en culture au début de ladite étape 2) de différenciation. Selon un mode de réalisation préféré, l’étape 2) de différenciation comprend au moins une sous-étape 2a) d’ensemencement des iPSC issues de l’amplification effectuée à l’étape 1) et une sous-étape 2b) de culture et différenciation des iPSC ensemencées. Contenant de culture Lors de l’étape 2), la différenciation des iPSC en MSC peut s’effectuer dans n’importe quel format de contenant de culture permettant un attachement des cellules, allant de boites de pétri de 1 cm 2 jusqu’aux contenants multicouches tel que les CellStack® de Corning® (> 25 000 cm 2 ). Toutefois, les grands formats, à partir de 75 cm 2 , sont privilégiés. Selon certains modes de réalisation, la culture peut aussi mettre en jeu des bioréacteurs perfusés ou non, avec ou sans microporteur. Densité d’ensemencement Les iPSC obtenues à l’issue de l’étape 1) sont de préférence ensemencées à l’étape 2) dans un ou plusieurs contenant(s) de culture à une densité comprise entre 50000 et 60000 cellules par centimètre carré, de préférence entre 52000 et 55000 cellules par centimètre carré, notamment à 53000 cellules par centimètre carré. Matrice d’attachement Afin de favoriser l’amplification des cellules et la production de MSC, les iPSC sont de préférence mises en culture sur une matrice d’attachement. Ainsi, selon un mode de réalisation préféré lesdites iPSC sont ensemencées à l’étape 2) sur une matrice d’attachement comprenant au moins de la gélatine. De préférence, ladite matrice d’attachement comprend au moins de la gélatine en une concentration comprise entre 0,1% et 1%, de préférence entre 0,2% et 0,7 %, de préférence encore entre 0,3% et 0,5% volume pour volume (v/v). Une matrice d’attachement complexe, comprenant au moins de la gélatine, telle que le Matrigel™ (disponible commercialement de plusieurs fournisseurs) peut également être utilisée. Milieu de culture Les iPSC sont cultivées à l’étape 2) dans un milieu de culture adapté à leur différenciation en MSC. Ce milieu comprend un milieu de base (comme par exemple le milieu MEM-alpha ou le milieu DMEM), qui comprend au moins des acides aminés, des sels inorganiques (par exemple calcium, magnésium, potassium, et/ou sodium), des vitamines (par exemple de l’acide ascorbique), et des nutriments (par exemple du glucose), et auquel sont ajoutés des minéraux sous formes de traces (par exemple du sélénium), des lipides (par exemple acide arachidonique et/ou cholestérol), au moins un anti-oxydant (par exemple du 2-mercaptoéthanol), de l’insuline, et de la transferrine. En outre, afin de permettre la différenciation des iPSC en MSC, ledit milieu de base est complémenté par de la glutamine, du sérum de veau fœtal (SVF), du FGF-2 et du PDGF. Selon un mode préféré, la glutamine est présente en une concentration comprise entre 2 millimolaire et 5 millimolaire, de préférence entre 2,5 millimolaire et 4 millimolaire, de préférence encore entre 3 millimolaire et 3,5 millimolaire, et/ou le SVF est présent en une concentration comprise entre 10% et 20%, de préférence entre 12% et 18%, de préférence encore entre 14% et 16%, et/ou le FGF2 est présent en une concentration comprise entre5 ng/mL et 50 ng/mL, de préférence entre 10 ng/mL et 40 ng/mL, de préférence encore entre 20 ng/mL et 30 ng/mL, et/ou le PDGF est présent en une concentration comprise entre 3 ng/mL et 100 ng/mL, de préférence entre 10 ng/mL et 80 ng/mL, de préférence encore entre 30 ng/mL et 50 ng/mL. En particulier, la présence dans le milieu de culture de facteurs de croissance tels que le FGF-2 ou le PDGF permet d’améliorer la différenciation des MSC et leur capacité d’autorenouvellement. Outre le FGF-2 et le PDGF, ledit milieu de base peut être complémenté par d’autres facteurs de croissance ayant le même effet sur la différenciation des iPSC équines en MSC équines et leur capacité d’autorenouvellement. Durée de culture Lors de l’étape 2), afin de permettre la différenciation des iPSC en MSC, les iPSC sont cultivées pendant une durée de 5 à 25 jours, de façon à ce que la quantité finale de MSC obtenue soit au moins 2 fois supérieure, de préférence au moins 5 fois supérieure et de préférence encore au moins 10 fois supérieure au nombre d’IPSC mis en culture au début de ladite étape 2) de différenciation. L’Homme du métier saura adapter la durée de l’étape 2) en fonction de la vitesse d’amplification des cellules, dépendante notamment de la densité d’ensemencement des cellules et du format des contenants de culture, mais aussi en fonction de leur état de différenciation en MSC et en particulier de leur différenciation en MSC pré-chondrogéniques. Passage des cellules (iPSC intermédiaires ou MSC) En outre, afin de favoriser l’amplification et la différenciation des iPSC en MSC il pourra également être nécessaire d’effectuer au moins un « passage » des cellules pendant l’étape 2). Un premier passage peut notamment être réalisé lorsque le nombre total de cellules du(des) contenant(s) ensemencé(s) au début de l’étape 2) a été multiplié par un facteur compris entre 1,5 et 3, notamment un facteur 2. A ce stade, les cellules sont qualifiées d’«iPSC intermédiaires», c’est-à-dire des iPSC en cours de différenciation en MSC. Dans ce cas, on pourra choisir une densité d’ensemencement dans le(s) nouveau(x) contenant(s) de culture comprise entre 30000 et 60000 cellules par centimètre carré, de préférence entre 40000 et 45000 cellules par centimètre carré, et de manière encore préférée entre 42000 et 48000 cellules par centimètre carré et notamment 45000 cellules par centimètre carré. Il est également possible, en sus ou à la place d’un passage d’iPSC intermédiaires, de prévoir ultérieurement un ou plusieurs passage(s) des iPSC effectivement différenciées en MSC. Lors du passage des MSC, on pourra choisir une densité comprise entre 50000 et 75000 cellules par centimètre carré, de préférence entre 55000 et 70000 cellules par centimètre carré, et de manière encore préférée entre 55000 et 60000 cellules par centimètre carré. De préférence, les passages s’effectuent à l’étape 2) par dissociation enzymatique des cellules notamment au moyen de Trypsine ou de TrypLE ou par toute méthode équivalente connue de l’Homme du métier. Selon un mode de réalisation préféré, l’étape 2) de différenciation des iPSC en MSC comprend un outre au moins une sous-étape 2c) de passage des iPSC intermédiaires et/ou des MSC et une sous-étape 2d) de culture des cellules passées. En cas de passage, le(s) nouveau(x) contenant(s) utilisé(s) est(sont) également de préférence revêtu(s) d’une matrice d’attachement comprenant au moins de la gélatine, tel que décrit ci-dessus. De même, le même milieu de culture que lors de la première phase de différenciation sera de préférence utilisé. Contrôle de la qualité des cellules obtenues Afin de s’assurer que les iPSC ont bien été différenciées en MSC (il ne reste de préférence pas d’iPSC), en particulier en MSC pré-chondrogénique, et de s’assurer de la qualité de ces dernières, le procédé selon l’invention peut comprendre en outre une sous-étape 2e) de caractérisation du phénotype des cellules obtenues. Ladite étape 2e) consiste de préférence à vérifier que: - il ne reste pas de cellules exprimant les marqueurs NANOG, OCT4, SSEA1, SSEA4, TRA1-60 et TRA1-81, phénotype caractéristique des iPSC; et - une majorité des cellules obtenues: expriment au moins les marqueurs CD90 et CD44, de préférence qu’elles expriment les marqueurs CD90, CD44, CD73, CD29, , et CMH1; et/ou n’expriment pas les marqueurs CD45, CD34 et CMH2. Ce phénotype est en effet caractéristique des MSC pré-chondrogéniques, c’est à dire compétentes pour former du cartilage. Des étapes complémentaires de contrôle de stérilité dans les cellules obtenues peuvent en outre être réalisées. Modes de réalisation préférés de l’étape 2) Selon un mode de réalisation préféré, l’étape 2) de différenciation des iPSC en MSC équines comprend les étapes successives suivantes: 2a) ensemencement des iPSC obtenues à l’étape 1), 2b) culture et différenciation des iPSC ensemencées, 2c) passage des iPSC intermédiaires et/ou des MSC, et 2d) culture des cellules passées. Selon un autre mode de réalisation préféré, l’étape 2) de différenciation des iPSC en MSC équines comprend les étapes de: 2a) ensemencement des iPSC obtenues à l’étape 1), 2b) culture et différenciation des iPSC ensemencées, 2c) passage des iPSC intermédiaires et/ou des MSC, 2d) culture des cellules passées, et 2e) caractérisation du phénotype des cellules obtenues. Etape optionnelle de cryoconservation des MSC équines De manière avantageuse, le procédé de production selon l’invention permet de générer une grande quantité de MSC. Il permet donc la constitution d’une banque congelée. Ainsi, selon un mode de réalisation préféré, le procédé selon l’invention peut donc également comprendre une étape 3) de cryoconservation des MSC équines à -195°C dans l’azote liquide. Les techniques et protocoles de cryoconservation de cellules vivantes sont connues de l’Homme du métier. De préférence, en vue de leur cryoconservation, les MSC sont suspendues dans un mélange de DMSO et de sérum de veau fœtal (SVF), de préférence dans un ratio (volume/volume) compris entre 5: 95 et 10: 90. Ainsi, selon mode de réalisation préféré, l’invention porte sur un procédé d’obtention de cellules souches mésenchymateuses (MSC) équines à partir de cellules induites à la pluripotences (iPSC) équines comprenant les étapes successives suivantes : - amplification desdites iPSC, - différenciation desdites iPSC en MSC équines, et - cryoconservation des MSC équines à -195°C dans l’azote liquide. Modes de réalisation préférés du procédé selon l’invention Dans le procédé selon l’invention, tout mode réalisation décrit ici pour l’étape 1) peut être combiné avec tout mode de réalisation décrit ici pour l’étape 2), les étapes 1) et 2) pouvant en outre être de manière optionnelle suivies d’une étape 3) de cryoconservation des MSC. Cependant, les modes de réalisation préférés de l’étape 1) sont de préférence combinés avec les modes de réalisation préférés de l’étape 2), et une étape additionnelle de cryoconservation des MSC est avantageusement présente. Ainsi, selon un premier mode de réalisation préféré, l’invention porte sur un procédé d’obtention de cellules souches mésenchymateuses (MSC) équines à partir de cellules induites à la pluripotences (iPSC) équines comprenant les étapes successives suivantes : amplification desdites iPSC, ladite amplification comprenant les étapes successives suivantes: 1a) ensemencement des iPSC, 1b) culture des iPSC, 1c) passage des iPSC, et 1d) culture des cellules passées; différenciation desdites iPSC en MSC équines, comprenant les étapes successives suivantes: 2a) ensemencement des iPSC obtenues à l’étape 1), 2b) culture des iPSC ensemencées, 2c) passage des iPSC intermédiaires et/ou des MSC, et 2d) culture des cellules passées. Selon un autre mode de réalisation préféré, l’invention porte sur un procédé d’obtention de cellules souches mésenchymateuses (MSC) équines à partir de cellules induites à la pluripotences (iPSC) équines comprenant les étapes successives suivantes : amplification desdites iPSC, ladite amplification comprenant les étapes successives suivantes: 1a) ensemencement des iPSC, 1b) culture des iPSC, 1c) passage des iPSC, 1d) culture des cellules passées, et 1e) vérification de la qualité des iPSC amplifiées; différenciation desdites iPSC en MSC équines, comprenant les étapes successives suivantes: 2a) ensemencement des iPSC obtenues à l’étape 1), 2b) culture des iPSC ensemencées, et 2c) passage des iPSC intermédiaires et/ou des MSC, 2d) culture des cellules passées, et 2e) caractérisation du phénotype des cellules obtenues. Chacun des deux modes de réalisation préférés ci-dessus peut en outre avantageusement comprendre une étape 3) de cryoconservation des MSC équines à -195°C dans l’azote liquide. Utilisation thérapeutique des MSC et Méthode de traitement Les cellules souches mésenchymateuses produites par le procédé selon l’invention sont de type pré-chondrogéniques, c’est à dire qu’elles sont compétentes pour former du cartilage et peuvent donc être utilisées pour régénérer ou protéger le cartilage. Ainsi, les MSC obtenues selon l’invention peuvent être utilisées pour prévenir et/ou traiter les atteintes articulaires chez le cheval. De manière avantageuse les cellules MSC obtenues selon l’invention peuvent être utilisées pour une administration allogénique, et donc pour prévenir et/ou traiter les atteintes articulaires d’autres chevaux que le cheval donneur. Ainsi, un autre objet de l’invention porte sur une méthode pour le traitement ou la prophylaxie des maladies dégénératives des articulations chez le cheval comprenant: l’obtention de cellules souches mésenchymateuses (MSC) équines à partir de cellules induites à la pluripotences (iPSC) par le procédé selon l’invention décrit ici, et l’administration à un sujet en ayant besoin d’une quantité efficace de MSC obtenues à l’étape A). Par « traitement », on entend le fait de diminuer l’atteinte articulaire. Une telle diminution peut être mise en évidence par le biais d’analyse clinique ou par une diminution des symptômes de l’atteinte articulaire (notamment boiterie). Avantageusement, le traitement permet d’éliminer complètement l’atteinte articulaire, mais le terme «traitement» recouvre toute diminution significative de de l’atteinte articulaire. Dans le cadre de la présente méthode de traitement des maladies dégénératives des articulations, l’administration des MSC selon l’invention peut être associée à un autre traitement usuel des atteintes articulaires, notamment visant à diminuer localement l’inflammation et à soulager la douleur et bien connus de l’homme du métier. Par « prophylaxie », on entend le fait de diminuer la probabilité de survenue d’une maladie dégénérative des articulations. Cependant, le terme «prophylaxie» recouvre également la possibilité de diminuer significativement la fréquence de survenue de maladie dégénérative des articulations dans une population de sujets à qui est injecté une quantité efficace de MSC, par rapport à une population de sujets similaires ne recevant pas l’injection desdites MSC. Pour une telle comparaison, les populations comparées doivent être similaires, notamment concernant la proportion de sujets ayant usuellement une maladie dégénérative des articulations. Le traitement ou la prophylaxie selon l’invention concernent de préférence les articulations synoviales c’est-à-dire les articulations des membres et intervertébrales. Par « maladie dégénérative des articulations » on entend toute atteinte articulaire aboutissant à l’érosion ou à la destruction du cartilage qu’elle soit en lien avec une inflammation de l’articulation comme par exemple l’arthrite, ou qu’elle soit en lien avec une altération mécanique de l’articulation telle que par exemple l’arthrose. Par « administrer » ou « administration » on entend l'acte d'injecter ou de délivrer physiquement les MSC selon l’invention ou une composition en comprenant à un sujet, par exemple par voie intra-articulaire, intradermique, intraveineuse, intramusculaire et/ou toute autre méthode de délivrance physique décrite dans le présent document ou connue de l’Homme du métier. L’administration est de préférence réalisée par voie intra-articulaire. Par « sujet », on entend un cheval qui a développé ou est à risque de développer une maladie dégénérative des articulations et qui peut être soumis aux méthodes de la présente invention. Par « sujet » il est donc fait référence à un « cheval » de préférence un cheval domestiqué, notamment ceux de la sous-espèce Equus ferus caballus ou Equus caballus. La méthode pour le traitement ou la prophylaxie des maladies dégénératives des articulations est destinée et dirigée vers le traitement chez toute race de cheval, y compris, mais sans s'y limiter, le cheval arabe, le Quarter Horse, le pur-sang, le Tennessee Walker, le Morgan, le Paint, l'Appaloosa, le cheval miniature, le Warmblood tel que le Hanovrien, le Holsteiner, l'Oldenburg et le Trakhner ; Andalou, Hackney, cheval de trait belge, poney Shetland, Gypsy Vanner, Frison, Clydesdale, Standardbred, Haflinger, Paso Fino, Welsh Pony. En outre, la méthode de traitement ou de prophylaxie selon l’invention peut comprendre une étape supplémentaire A’), comprise entre l’étape A) et l’étape B), de préparation d’un produit thérapeutique comprenant les MSC obtenues à l’étape A). Ainsi, selon un mode de réalisation préféré, l’invention porte sur une méthode pour le traitement ou la prophylaxie des maladies dégénératives des articulations chez le cheval comprenant: A) l’obtention de cellules souches mésenchymateuses (MSC) équines à partir de cellules induites à la pluripotences (iPSC) par le procédé selon l’invention décrit ici, A’) la préparation d’un produit thérapeutique comprenant lesdites MSC obtenues à l’étape A), et B) l’administration à un sujet en ayant besoin d’une quantité efficace de MSC obtenues à l’étape A). Préparation du produit thérapeutique Les MSC équines fraiches (obtenues à l’issue de l’étape 2) du procédé selon l’invention) ou congelées (obtenues à l’issue de l’étape 3) du procédé selon l’invention), sont rincées dans un milieu approprié (par exemple le D-PBS) puis centrifugées. Le culot cellulaire est alors repris dans un milieu approprié (par exemple le D-PBS ou du milieu de Ringer, de préférence dans du milieu de Ringer) et l’échantillon cellulaire est transféré dans une seringue prête à l’emploi. De préférence, une seringue prête à l’emploi selon l’invention comprend entre 9.10 6 et 15.10 6 cellules, de préférence entre 10.10 6 et 12.10 6 cellules, notamment 10 7 cellules. Injection intra-articulaire des MSC L’injection est de préférence réalisée par voie intra-articulaire. La seringue, telle que décrite ci-dessus, contenant des MSC diluées dans du milieu nutritif, de préférence du milieu de Ringer, est réchauffée, de préférence au bain-marie, jusqu’à atteindre comprise entre 35°C et 38°C, de préférence entre 36°C et 37°C et de préférence encore 37°C. Les techniques d’injection intra-articulaires, notamment chez le cheval, sont connues de l’Homme du métier. Brièvement, une aiguille est insérée dans l’articulation, de préférence une aiguille de 20 Gauge. Selon certains modes de réalisation, du liquide synovial est prélevé, notamment en vue d’effectuer une analyse cytologique. De préférence, la quantité de liquide synovial prélevée est comprise entre 1 et 3 mL, comme par exemple 2 mL. Après homogénéisation, la seringue est connectée à l’aiguille et les cellules sont injectées de manière régulière pendant une durée au moins égale à 10 secondes et de préférence inférieure ou égale à 20 secondes, comme par exemple 10, 11, 12, 13, 14, 15, 16, 17, 18, 19 ou 20 secondes. De préférence, un temps de latence (entre la fin de l’injection et le retrait de l’aiguille) est respecté afin d’éviter le reflux. De préférence, ce temps de latence est compris entre 10 et 20 secondes comme par exemple 10, 11, 12, 13, 14, 15, 16, 17, 18, 19 ou 20 secondes. Un bandage septique est de préférence posé pour une durée minimale 24 h. EXEMPLES Les exemples suivants sont donnés à titre d'illustration et n'ont pas vocation à être limitatifs. Exemple 1: Différenciation des iPSC en MSC compétentes pour former du cartilage et constitution d’une banque congelée. Etape 1 : amplification des iPSC Environ 10 6 iPSC sont décongelées puis ensemencées à une densité d’environ 15 000 cellules/cm² dans un contenant de culture de 75cm2 (T75). Les cellules sont cultivées pendant environ 10 jours avec des changements de milieu régulier pour permettre une première amplification par un facteur 10 (de 10 6 vers 10 7 cellules). Les 10 7 cellules sont détachées et dissociées (Accutase à la concentration 1x) puis ensemencées à la même densité (15 000 cellules/cm²) dans 10 contenants de culture T75. De nouveau, les cellules sont cultivées pendant 10 jours pour atteindre un nombre final de 10 8 iPSC en vue d’une utilisation pour une étape de différenciation en MSC. Après un total de 20 jours de culture, la qualité des iPSC est vérifiée par l’expression des marqueurs NANOG, OCT4, SSEA1, SSEA4, TRA1-60 et TRA1-81 par immunofluorescence. Condition d’amplification des iPSC équines Les cellules (iPSC) sont cultivées et d’amplifiées dans un contenant de culture (T75) préalablement recouvert d’une matrice d’attachement Matrigel™ (Sigma) et contenant un milieu de culture mTeSR TM 1 (Stemcell TM Technologies) supplémenté en FGF-2 (5 ng/mL) et en TGF-beta (2 ng/mL). Etape 2 : Différenciation et amplification des iPSC vers les MSC Environ 10 8 cellules (iPSC) obtenues après la première étape d’amplification sont ensemencées à une densité d’environ 50000 cellules/cm² dans 25 contenants de culture de 75cm2 (T75) dans du milieu MEM-alpha complémenté avec 2 mM de Glutamine, 10% (v/v) de sérum de veau fœtal, 5ng/mL de FGF-2 et 3 ng/mL de PDGF afin de permettre la différenciation des iPSC en MSC. Après 10 jours de culture, les cellules en cours de différenciation (environ 2.10 8 «iPSC intermédiaires ») sont collectées et ensemencées de nouveau en les diluant dans 25 contenants de cultures de 175 cm2 (T175) à la densité d’environ 45000 cellules/cm², puis les cellules sont cultivées dans du milieu renouvelé (MEM-alpha complémenté avec 2 mM de Glutamine, 10% (v/v) de sérum de veau fœtal, 5ng/mL de FGF-2 et 3 ng/mL de PDGF). Après 10 jours de culture on obtient une quantité de 4.10 8 MSC. Un dernier passage est effectué en ensemençant les MSC à la densité de 10 7 cellules par T175 dans 40 T175 à la densité d’environ 55000 cellules/cm². A l’issue de cette dernière étape d’amplification on obtient une quantité de 1,2.10 9 MSC. 20% des MSC obtenue à l’issue de l’étape 2) sont utilisées pour les contrôles de qualité. Contrôle de la qualité des MSC équines obtenue à l’issue de l’étape 2 Après un total de 25 jours de culture, la qualité des MSC est vérifiée par cytométrie en flux (ou «FACS» pour «Fluorescence-activated cell sorting») par l’expression des marqueurs de surface CD90, CD44, CD73, CD29, et CMH1. En outre l’absence des marqueurs d’iPSC: NANOG, OCT4, SSEA1, SSEA4, TRA1-60 et TRA1-81 est vérifiée afin de s’assurer qu’il ne reste plus d’iPSC à la fin de cette étape. Une fois la qualité des MSC équines contrôlées, ces dernières sont rincées au D-PBS, centrifugées, puis suspendues dans un milieu contenant (95% de SVF et 5% de DMSO) puis elles sont congelées dans l’azote liquide à -195°C dans l’attente de leur utilisation. Exemple 2 : Méthode de traitement des maladies dégénératives des articulations chez le cheval Préparation du produit thérapeutique A la commande, les MSC équines obtenues dans l’Exemple 1 sont décongelées au laboratoire, le DMSO rincé par centrifugation puis le culot cellulaire repris dans du milieu de Ringer. Les cellules sont transférées dans une seringue prête à l’emploi. Les seringues sont transportées sur la nuit à une température comprise entre 2 à 10°C et utilisées dans les 18h. Injection intra-articulaire des MSC Le sujet est un cheval présentant une inflammation chronique au niveau du boulet antérieur (articulation métacarpo-phalangienne) ou postérieur (articulation métatarso-phalangienne). L’injection est effectuée sous anesthésie locale et sédation légère du cheval, sous contrôle échographique qui permet de localiser avec précision la lésion. L’injection est faite par voie intra-articulaire sous conditions d’asepsie (tonte, désinfection). La seringue contenant 10 millions (10 7 ) de MSC pré-chondrogéniques diluées dans 1,5 mL de milieu nutritif (milieu de Ringer) est réchauffée au bain-marie jusqu’à atteindre 37°C. Une aiguille de 20 Gauge est insérée dans l’articulation. Deux ml de liquide synovial sont prélevés pour l’analyse cytologique. La seringue est homogénéisée par inversion 8 à 10 fois puis branchée sur l’aiguille. Les cellules sont injectées lentement (pendant une durée de 15 secondes). La seringue et l’aiguille sont retirées lentement après 10 secondes de latence pour éviter le reflux. Un bandage septique est posé pour au moins 24 h. Un protocole de retour progressif à l’activité est établi sur au moins 6 semaines. Critères d’évaluation d’efficacité L’efficacité du traitement est évaluée sur la base d’au moins un critère choisi parmi: critère clinique, critère cytologique et critère radiologique. Critères cliniques : Le critère d’efficacité clinique principal est la diminution voire la disparition de la boiterie associée à l’atteinte arthrosique de l’articulation concernée. La qualification du score de boiterie est réalisée en suivant une échelle de gradation reconnue comme l’échelle de l’AAEP (American Association of Equine Practitioners). Cette échelle quantifie l’importance de la boiterie selon 5 grades allant de 0 (aucune boiterie) à 5 (Boiterie évidente, très peu ou pas d’appui au repos, incapacité à se déplacer). L’évaluation est faite : au repos, au pas puis au trot en ligne droite sur sol dur, avant et après une période de flexion ou d’extension de l’articulation sensée aggraver la boiterie. Les critères secondaires d’amélioration pourront sont : l’effusion de liquide autour de l’articulation ainsi que la douleur et la chaleur à la palpation accompagnant l’inflammation de l’articulation (synovite). Critères cytologiques : L’évaluation de l’efficacité comprend également une analyse cytologique du liquide synovial, réalisée avant et puis quelques semaines après traitement, notamment afin d’évaluer l’amélioration de la synovite. Critères radiologiques : L’évaluation de l’efficacité comprend également la réalisation de plusieurs clichés radiologiques dans plusieurs axes avant puis plusieurs semaines après le traitement. Ils sont de préférence couplés à l’échographie ou à l’IRM pour évaluer l’évolution de la présence d’ostéophytes, la taille de l’espace intra-articulaire et l’état de l’os sous-chondral. REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES 1. Neundorf RH, Lowerison MB, et al. (2010). Determination of the prevalence and severity of metacarpophalangeal joint osteoarthritis in Thoroughbred racehorses via quantitative macroscopic evaluation. Am J Vet Res 71:1284–1293. [PubMed] 2. Van Weeren PR. and de Grauw JC. (2010). Pain in osteoarthritis. Vet Clin North Am Equine Pract 26:619–642. [PubMed] 3. 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Procédé selon l’une quelconque des revendications 1 à 3, caractérisé en ce que lesdites iPSC sont cultivées à l’étape 1) dans un milieu de culture comprenant des acides aminés, des sels inorganiques, des minéraux sous formes de traces, du glucose, des lipides, des vitamines, au moins un anti-oxydant, de l’insuline, de la transferrine, du FGF-2 et du TGF-bêta. Procédé selon la revendication 4, caractérisé en ce que le FGF2 est présent en une concentration comprise entre 5 ng/mL et 50 ng/mL et/ou le TGF-bêta est présent en une concentration comprise entre1 ng/mL et 20 ng/mL. Procédé selon l’une quelconque des revendications 1 à 5, caractérisé en ce que lesdites iPSC sont cultivées à l’étape 1) pendant une durée de 10 à 25 jours. Procédé selon l’une quelconque des revendications 1 à 6, caractérisé en ce que ledit procédé comprend en outre une étape 1c) de vérification de la qualité desdites iPSC, consistant à vérifier que lesdites iPSC expriment les marqueurs NANOG, OCT4, SSEA1, SSEA4, TRA1-60 et TRA1-81. Procédé selon l’une quelconque des revendications 1 à 7, caractérisé en ce que lesdites iPSC sont ensemencées à l’étape 2) à une densité comprise entre 50000 et 60000 cellules par centimètre carré. Procédé selon l’une quelconque des revendications 1 à 8, caractérisé en ce que lesdites iPSC sont ensemencées à l’étape 2) sur une matrice d’attachement comprenant au moins de la gélatine. Procédé selon l’une quelconque des revendications 1 à 9, caractérisé en ce que lesdites iPSC sont cultivées à l’étape 2 dans un milieu de culture comprenant des acides aminés, des sels inorganiques, des minéraux sous formes de traces, du glucose, des lipides, des vitamines, au moins un anti-oxydant, de l’insuline, de la transferrine, de la glutamine, du sérum de veau fœtal (SVF), du FGF-2 et du PDGF. Procédé selon la revendication 10, caractérisé en ce que: la glutamine est présente en une concentration comprise entre 2 millimolaire et 5 millimolaire, et/ou le SVF est présent en une concentration comprise entre 10% et 20%, et/ou le FGF2 est présent en une concentration comprise entre 5 ng/mL et 50 ng/mL, et/ou le PDGF est présent en une concentration comprise entre 3 ng/mL et 100 ng/mL. Procédé selon l’une quelconque des revendications 1 à 11, caractérisé en ce que lesdites iPSC sont cultivées à l’étape 2) pendant une durée de 5 à 25 jours. Procédé selon l’une quelconque des revendications 1 à 12, caractérisé en ce que ledit procédé comprend en outre une étape 2b) de caractérisation du phénotype des cellules différenciées consistant à vérifier que lesdites MSC expriment au moins les marqueurs CD90 et CD44, de préférence au moins les marqueurs CD90, CD44, CD73, CD29, et CMH1 et/ou n’expriment pas les marqueurs CD45, CD34 et CMH2. Procédé selon l’une quelconque des revendications 1 à 13, caractérisé en ce que ledit procédé comprend en outre une étape 3) de cryoconservation des MSC équines à -195°C dans l’azote liquide.