Brevet FR3101887A1 — publié le 20210416

La présente invention concerne une cellule souche humaine génétiquement modifiée, dans laquelle ladite cellule souche humaine comprend un acide nucléique exogène comprenant une région codant pour une protéine de fusion comprenant une protéine cytochrome P450 2B6 humaine mutante (CYP2B6*) de SEQ ID No.1 ou un variant ou un fragment de celle-ci et une protéine NADPH-cytochrome P450 réductase de SEQ ID No.2 ou un variant ou un fragment de celle-ci, liée de manière fonctionnelle à un promoteur, ledit acide nucléique exogène ayant été intégré dans le chromosome 17 de ladite cellule souche humaine. L’invention concerne également l’utilisation de ladite cellule pour le traitement du cancer et/ou des métastases associées, notamment les tumeurs solides, et en particulier les carcinomes hépatocellulaires, et/ou les récidives de cancer et/ou des métastases associées. Cellule souche humaine génétiquement modifiée exprimant une protéine cytochrome P450 2B6 humaine mutante et son utilisation dans le traitement du cancer La présente invention concerne une cellule souche humaine génétiquement modifiée, dans laquelle ladite cellule souche humaine comprend un acide nucléique exogène comprenant une région codant pour une protéine de fusion comprenant une protéine cytochrome P450 2B6 humaine mutante (CYP2B6*) de SEQ ID No.1 ou un variant ou un fragment de celle-ci et une protéine NADPH-cytochrome P450 réductase de SEQ ID No.2 ou un variant ou un fragment de celle-ci, liée de manière fonctionnelle à un promoteur, ledit acide nucléique exogène ayant été intégré dans le chromosome 17 de ladite cellule souche humaine. L’invention concerne également l’utilisation de ladite cellule pour le traitement du cancer, notamment les tumeurs solides, et en particulier les carcinomes hépatocellulaires. Les cancers du foie représentent mondialement plus de 841 080 nouveaux cas par année, dont 90% sont des carcinomes hépatocellulaires. Le carcinome hépatocellulaire est la troisième cause de mortalité par cancer dans le monde. L'infection chronique par les virus de l'hépatite C (VHC) et de l'hépatite B (VHB) ou encore la cirrhose alcoolique sont les principales causes du carcinome hépatocellulaire. Par ailleurs, depuis ces 10 dernières années, l'émergence de la stéatohépatite non alcoolique (NASH) liée à l'augmentation de l'obésité, des états pré-diabétique et du diabète de type 2, est une cause émergeante d'hépatocarcinome. Le traitement du carcinome hépatocellulaire est indispensable sous peine d'une évolution fatale. Au regard de l'augmentation des patients atteints de stéatohépatites non-alcooliques, il est fort probable que le nombre de patients atteints de carcinome hépatocellulaire augmentera dans les années à venir. La survie spontanée des patients atteints de carcinome hépatocellulaire n'excède pas 15 mois. La classification BCLC (Barcelona Cancer Liver Center) permet de distinguer 5 types de situation clinique. Les stades 0 et A (précoce) (15% des patients) définissent des patients avec une maladie précocement diagnostiquée, en bon état général et porteur d'un carcinome hépatocellulaire inférieur à 3 cm. Ces patients sont éligibles aux seuls traitements curatifs que sont la chirurgie de résection tumorale et transplantation hépatique. La survie à 5 ans est de 60%. Le stade B (intermédiaire) concerne des patients dont l'état général est conservé mais présentant un ou des carcinome(s) hépatocellulaire(s) dont la taille dépasse les 3 cm, sans envahissement du tronc porte ou de métastases. Ces patients peuvent bénéficier de chimioembolisation hépatique à la doxorubicine. La médiane de survie de ces patients est de 20 mois. Le stade C (avancé) défini un patient atteint d'un hépatocarcinome avec envahissement portal, des métastases ganglionnaires et pulmonaires associées à une altération modérée de son état général. Le traitement de référence à ce stade avancé est le Sorafénib, inhibiteur multikinases anti-angiogénique administré par voie orale, commercialisé sous le nom de Nexavar® par Onyx/Bayer. Chez ces patients, la médiane de survie est de 11 mois. D'autres traitements de seconde ligne ont été récemment approuvés. Il s'agit du Regorafenib (inhibiteur de kinase) commercialisé sous le nom de Stivarga® par Bayer et le Nivolumab (anticorps anti-PD1) commercialisé sous le nom d’Opdivo®, par BMS. Tous ces traitements ont une efficacité limitée et sont responsables d'effets indésirables majeurs (diarrhées, perte de poids, syndrome main-pied et hypophosphatémie, hypertension artérielle) souvent à l'origine d'une mauvaise observance du traitement aboutissant à des résultats suboptimaux. Le stade D concerne les patients arrivés au stade palliatif pour lequel seuls des soins de support peuvent être proposés. Ainsi, il existe donc un besoin de nouvelles formes efficaces de traitement du cancer, notamment les tumeurs solides et en particulier des carcinomes hépatocellulaires, en particulier des traitements pouvant fournir une thérapie contrôlée et soutenue, seule ou en combinaison avec d’autres thérapies, tout en améliorant la qualité de vie du patient et en diminuant les effets secondaires liés au traitement. Afin de prévenir et/ou traiter le cancer et/ou les métastases associées, et en particulier les tumeurs solides, et notamment le carcinome hépatocellulaire et/ou les métastases associées, les inventeurs ont mis au point une nouvelle cellule souche humaine génétiquement modifiée capable de métaboliser le cyclophosphamide et d’induire la mort immunologique des cellules tumorales en provoquant une forte réponse immunitaire anti-tumorale. FIGURES La figure 1 est une représentation schématique de l’acide nucléique comprenant l’acide nucléique vectorisé (SEQ ID NO.8). La figure 2 représente la détermination de l’IC50 des cellules TC1, après transfert des surnageants des cellules souches mésenchymateuses humaines (hMSC), des cellules souches mésenchymateuses humaines ayant intégré le gène codant pour la protéine de fusion CYP2B6* (hMSC*), des clones 3, 4 et 10, lesdites cellules ayant été préalablement traitées pendant 24h avec des concentrations croissantes de cyclophosphamide (CPA). La figure 3 représente l’exposition de la calréticuline (CRT) à la surface des cellules TC1 traitées pendant 24h avec les surnageants des cellules souches mésenchymateuses humaines (hMSC), des cellules TC1 ayant intégré le gène codant pour la protéine de fusion CYP2B6* (TC1 CYP2B6*), des cellules souches humaines génétiquement modifiées selon l’invention (hMSC-CYP2B6*) et cellules souches mésenchymateuses murines (mMSC) ayant intégré le gène codant pour la protéine de fusion CYP2B6* (mMSC-CYP2B6*), lesdites cellules ayant été préalablement traitées pendant 24h avec une dose de 250 µM de cyclophosphamide (CPA). La figure 4 représente la quantification par FACS de la population de TC1 mourantes traitées pendant 48h avec les surnageants des cellules souches mésenchymateuses humaines (hMSC), des cellules TC1 ayant intégré le gène codant pour la protéine de fusion CYP2B6* (TC1 CYP2B6*), des cellules souches humaines génétiquement modifiées selon l’invention (hMSC-CYP2B6*) et cellules souches mésenchymateuses murines ayant intégré le gène codant pour la protéine de fusion CYP2B6* (mMSC-CYP2B6*), lesdites cellules ayant été préalablement traitées pendant 24h avec une dose de 250 µM de cyclophosphamide (CPA). La figure 5 représente la quantification par ELISA de la concentration en HMGB1 relarguée par les cellules TC1 mourantes traitées pendant 48h avec les surnageants des cellules souches mésenchymateuses humaines (hMSC), des cellules TC1 ayant intégré le gène codant pour la protéine de fusion CYP2B6* (TC1 CYP2B6*), des cellules souches humaines génétiquement modifiées selon l’invention (hMSC-CYP2B6*) et cellules souches mésenchymateuses murines ayant intégré le gène codant pour la protéine de fusion CYP2B6* (mMSC-CYP2B6*), lesdites cellules ayant été préalablement traitées pendant 24h avec une dose de 250 µM de cyclophosphamide (CPA). La figure 6 représente l’augmentation du ratio des cellules souches humaines génétiquement modifiées selon l’invention (hMSC-CYP2B6*) traitées avec une dose de 250µM de cyclophosphamide (CPA) sur six lignées cellulaires différentes Huh7, SNU398, SNU 387, SNU 878, MHCC97H et PLC/PRF/5. EXEMPLES Exemple 1 : Procédé d’obtention des cellules souches humaines selon l’invention Les cellules utilisées sont des cellules souches mésenchymateuses humaines (hMSC) vendues par PromoCell, issues de tissu adipeux et cultivées dans un milieu spécial vendu par le fabricant, le Mesenchymal Stem Cell Growth Medium 2, contenant seulement 2% de Sérum de Veau Fœtal (SVF). A J-1 de la transduction, les hMSC sont décollées avec de l’accutase (StemPro® Accutase®, GIBCO), un produit moins stringent que la trypsine et ensemencées à 7,5.10 4 cellules dans différents puits d’une plaque 6 puits (9,6 cm 2 ). Le jour J, les cellules sont transduites avec 50 particules lentivirales exprimant l’acide nucléique exogène codant pour la protéine de fusion CYP2B6* par cellule (50 MOI). La dilution des particules lentivirales se fait dans un volume de milieu de culture, PromoCell Growth Medium 2, de 800 µL par puits. Les cellules sont ensuite incubées à 37°C. Après de 4 heures, 1,2 mL de milieu (PromoCell Growth Medium 2) est ajouté dans chaque puits. L’arrêt de la transduction se fait à J+1, en enlevant le milieu contenant les lentivirus et en rinçant au PBS. Puis, 2 mL de milieu sont ajoutés dans chaque puits. Selon la vitesse de croissance des cellules transduites, celles-ci sont récupérées et transférées en T75 (flasque de 75 cm 2 ) soit à J+2 ou J+3. Une fois amplifiées, les cellules sont alors marquées avec l’Anticorps anti-CD34 et triées au FACS. Exemple 2 : Détermination du nombre de copies de l’acide nucléique exogène codant pour la protéine de fusion CYP2B6* intégré dans les cellules souches humaines selon l’invention Les cellules transduites possèdent un marquage CD34 à la surface plus ou moins important permettant la discrimination des cellules contenant l’acide nucléique exogène codant pour la protéine de fusion CYP2B6* ou non. Les cellules mortes sont visualisées grâce à l’iodure de propidium (PI) et exclues. Un pool de cellules transduites a été créé à partir d’une fluorescence minimale de 2 x 103 « Arbitrary Unit » (A.U.) de CD34 correspondant à environ 5% des cellules totales tandis qu’une sélection plus stringente à partir de 104 A.U de CD34, correspondant à environ 3% des cellules, a été effectuée pour obtenir un clone en ensemençant ces cellules à raison d’une cellule par puits (plaque de 96 puits). À partir du pool de cellules transduites, 5 plaques de 96 puits (P96P) ont été ensemencées pour isoler des clones (1 cellule par puits), et en les cultivant pour trois plaques avec le milieu des hMSC et pour deux plaques avec du milieu conditionné par des hMSC. Ce milieu conditionné est en fait un mélange 1/1 de milieu frais et de milieu ayant été en contact avec des hMSC en prolifération. Parallèlement à cette vérification, un test cytotoxique utilisant le 3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-5-(3-carboxymethoxyphenyl)-2-(4-sulfophenyl)-2H-tetrazolium (MTS) a été réalisé. Ce test consiste à mesurer la viabilité cellulaire en présence de CPA. Le MTS est réduit par les mitochondries des cellules viables en un produit soluble et coloré, le formazan. La mesure de l’absorbance à 490 nm permet une estimation, par rapport à un puits contrôle, de l’effet cytotoxique du CPA. Le pool et chacun des clones ont été incubés pendant 72h avec des doses croissantes de CPA afin d’identifier les clones sensibles. Ce test a permis de montrer que le pool était bien sensible au CPA (IC50= 2mM), d’identifier 2 clones sensibles au CPA (clone 3, IC50= 300µM ; clone 10, IC50=450µM) alors que tous les autres ne l’étaient pas. Nous avions vérifié, au préalable, que les hMSC naïves n’étaient pas sensibles au CPA. Un autre clone, le clone 4 avait sélectionné (IC50 >3 mM) pour comprendre pourquoi les cellules exprimaient du CD34 à leur surface mais n’étaient pas sensibles au CPA. Nous avons analysé par « Polymérase Chain Reaction » (PCR) digitale, les hMSC, hMSC* (hMSC ayant intégré le gène codant pour la protéine de fusion CYP2B6*), le clone 3 (C3) le clone 4 (C4) et le clone 10 (C10) afin de déterminer le nombre de copies du gène inséré. En effet, la PCR digitale a été optimisée afin de de pouvoir détecter l’ADN tumoral circulant. Son principe repose sur la génération d’une multitude de gouttes contenant au maximum une molécule d’ADN avec une distribution statistique suivant la loi de Poisson. Chaque goutte contenant de l’ADN va alors subir une PCR, avec 2 couples d’amorces et 2 sondes Taqman™. La première sonde va reconnaitre une référence interne, en l’occurrence la ribonucléase P (ou « RNase P ») chez l’Homme, couplée au fluorochrome VIC® « 2'-chloro-7'phenyl-1,4-dichloro-6-carboxyfluorescéine ». La seconde sonde, spécialement désignée pour notre gène suicide, est couplée au fluorochrome FAM™ « 6-carboxyfluorescéine ». Ces 2 fluorochromes vont être inhibés dans leurs sondes par le (tétraméthylrhodamine) TAMRA™ quencher. Ainsi, les résultats de l’expérience peuvent être catégorisés selon 3 possibilités : Une goutte sans ADN, ou avec un ADN qui ne possède pas de séquence cible, sera une goutte considérée vide ; ou Une goutte contenant une séquence cible va alors être détectée comme FAM positive ou VIC positive ; ou Une goutte contenant les 2 séquences cibles sera alors détectée comme FAM et VIC positive avec un mélange de couleur des 2 Les gouttes VIC positives vont déterminer le nombre de copies de la référence interne de l’échantillon permettant de transformer une quantité d’ADN théorique en nombre de molécules d’ADN réel. Le rapport des gouttes FAM positives sur les gouttes VIC positives permettra alors de déterminer le nombre copies en le multipliant par 2. En effet, la référence interne contenant 2 copies du gène par génome. Cette analyse nous a permis de détecter une seule copie de notre transgène dans les 3 différents clones C3, C4 et C10 mais également dans le pool de cellules transduites. Dans le but de tester ces clones, de nouveaux tests MTS, où cette fois-ci, les clones humains sont traités 24h avec des concentrations croissantes de CPA ont été réalisés. Le surnageant est alors prélevé et transféré sur des cellules TC1. Les cellules souches mésenchymateuses humaines (hMSC) et le clone 4 possèdent une IC50 > 3 mM de CPA, la dose maximum testée, tandis qu’un IC50 d’environ 500, 150 et 200 µM correspond aux hMSC*, au clone 3 et au clone 10 respectivement (voir Figure 2). Exemple 3: Détermination du site d’insertion de l’acide nucléique exogène codant pour la protéine de fusion CYP2B6* Les clones 3, 4 et 10 ont été séquencés, afin de découvrir le site d’insertion exact de l’acide nucléique exogène codant pour la protéine de fusion CYP2B6* dans ces clones. Cette insertion a eu lieu dans le chromosome 11 pour le clone 4 mais avec une délétion de 490 nucléotides au milieu de l’acide nucléique exogène, expliquant ainsi pourquoi ce clone n’était pas du tout sensible au CPA. En plus d’une IC 50 légèrement supérieure au clone 3, le clone 10 a montré une fragilité à bien proliférer dans le temps et une évolution morphologique des cellules. Le séquençage a révélé une insertion de l’acide nucléique exogène dans le chromosome 6 du clone 10. Cette zone d’insertion est sujette à de nombreux remaniements chromosomiques expliquant sûrement la difficulté des cellules à proliférer dans le temps. Le clone 3 possède une insertion de l’acide nucléique exogène codant pour la protéine de fusion CYP2B6* dans le gène ZZEF1 (« Zinc Finger ZZ-Type And EF-Hand Domain Containing 1 ») du chromosome 17. Suite à ces résultats, le clone 3 a été sélectionné afin de continuer les tests in vitro . Nous avons alors comparé les cellules souches mésenchymateuses humaines (hMSC), les cellules souches humaines génétiquement modifiées selon l’invention (hMSC-CYP2B6*) (clone 3), les cellules souches mésenchymateuses murines (mMSC) ayant intégré le gène codant pour la protéine de fusion CYP2B6* (mMSC-CYP2B6*), et les cellules tumorales TC1 ayant intégré le gène codant pour la protéine de fusion CYP2B6* (TC1-CYP2B6*). La présence d’une copie du l’acide nucléique exogène codant pour la protéine de fusion CYP2B6* a été vérifiée par PCR digitale, au sein des TC1-CYP2B6* et un rapport des IC 50 a été établi afin d’avoir une comparaison au plus juste. Sur la base de l’ICD, les 3 profils moléculaires associés à un dommage (DAMPs ou Damage Associated Molecular Pattern) majeurs ont été testés. L’exposition à la calréticuline (CRT) a été mesurée par FACS 24h après le transfert sur des TC1 du surnageant de cellules souches mésenchymateuses préalablement traitées 24h avec la dose de 250 µM de CPA. Le surnageant des cellules souches mésenchymateuses humaines ou des cellules souches mésenchymateuses murines, traitées au CPA induisent la translocation de CRT à la surface des cellules tumorales (voir Figure 3). Les cellules TC1 ont ensuite été mises en contact 48h avec du surnageant des cellules préalablement traitées 24h avec la dose de 250 µM de CPA. Les cellules TC1 sont récupérées et marquées à la quinacrine afin de visualiser l’ATP intracellulaire. Les « cellules mourantes » possèdent des taux d’ATP intracellulaire très faibles et cette diminution correspond au relargage de l’ATP lors de la mort immunogénique des cellules (ICD ou Immunogenic cell death). Les différentes populations de cellules mourantes retrouvées sont présentées dans la Figure 4. Parallèlement, le surnageant est récupéré et testé grâce à un test ELISA pour détecter la quantité extracellulaire d’HMGB1 (high mobility goup box1). La Figure 5 regroupe les résultats des différentes concentrations d’HMGB1 selon le surnageant testé. Les TC1-CYP2B6* ont montré un moins bon effet cytotoxique sur les TC1 que les hMSC-CYP2B6* ou les mMSC-CYP2B6*. Mais plus important encore, les TC1-CYP2B6* démontrent une efficacité moindre à déclencher la mort immunogénique des cellules tumorales, un point clef de notre stratégie. Si au niveau de la translocation de CRT, le traitement par le surnageant (SN) des TC1-CYP2B6* n’est que légèrement mais significativement (p En effet, les 3 DAMPs majeurs de l’ICD, sont moins bien détectés dans les TC1, après incubation avec le surnageant des TC1-CYP2B6* qu’avec le surnageant des hMSC-CYP2B6* ou des mMSC-CYP2B6* possédant le gène. Ces résultats montrent ainsi que plus qu’une vectorisation, les cellules souches mésenchymateuses offrent un vrai avantage cytotoxique direct et potentialisent le déclenchement du système immunitaire. Exemple 4 : Évaluation de l’effet cytotoxique des cellules souches humaines selon l’invention sur des cellules de carcinomes hépatocellulaires Des tests cytotoxiques utilisant le 3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-5-(3-carboxymethoxyphenyl)-2-(4-sulfophenyl)-2H-tetrazolium (MTS) ont été réalisés sur le surnageant des hMSC, des hMSC*, des mMSC et des mMSC-CYP2B6* obtenues à partir de 6 lignées cellulaires différentes (Huh7, SNU398, SNU 387, SNU 878, MHCC97H et PLC/PRF/5). Toutes les IC 50 des mMSC et hMSC sans le gène codant pour la protéine de fusion CYP2B6* se sont retrouvées supérieures à 3 mM de cyclophosphamide (CPA) pour les 6 lignées. Les différentes IC 50 des cellules souches mésenchymateuses murines ayant intégré le gène codant pour la protéine de fusion CYP2B6* (mMSC-CYP2B6*) et des cellules souches humaines génétiquement modifiées selon l’invention (hMSC-CYP2B6*) envers les lignées sont répertoriées dans la Figure 6. Toutes les lignées sont sensibles au surnageant des mMSC-CYP2B6* alors que le clone hMSC-CYP2B6* semble avoir des difficultés à déclencher un effet cytotoxique sur les lignées SNU387 et PLC/PRF/5. Pour chaque lignée, les mMSC-CYP2B6* démontrent une IC 50 plus faible que les hMSC-CYP2B6*. Cette différence systématique peut s’expliquer par le nombre de copies intégrées dans le génome cible. En effet, contrairement aux hMSC-CYP2B6* qui ne possèdent qu’une copie du gène, les mMSC-CYP2B6* en contiennent 4. Afin de compenser cet écart, nous avons augmenté le nombre de cellules souches humaines génétiquement modifiées selon l’invention (hMSC-CYP2B6*) par rapport aux cellules tumorales pour accroître artificiellement le nombre de copies même si cette logique ne permet pas une comparaison parfaite. En effet, un plus grand nombre de CYP2B6* à l’intérieur d’une seule cellule ne correspond pas au même nombre de CYP2B6* dispersé dans plusieurs cellules. Un plus grand nombre de cellules traitées peut également influencer l’effet cytotoxique.  Néanmoins, nous avons réalisé de nouveaux tests MTS avec une dose de cyclophosphamide (CPA) fixe de 250 µM avec des quantités croissantes de cellules (1, 2, 3 et 4 fois plus de cellules que les mMSC-CYP2B6*). Ce nouveau test a permis de mettre en évidence que les surnageants des cellules selon l’invention (hMSC-CYP2B6*) provoquaient un effet cytotoxique sur toutes les lignées. La quantité croissante de cellules selon l’invention (hMSC-CYP2B6*) mène à un effet de plus en plus puissant. La multiplication par 4 permet d’être sensiblement au même niveau que les mMSC-CYP2B6*. Cellule souche humaine génétiquement modifiée, dans laquelle ladite cellule souche humaine comprend un acide nucléique exogène comprenant une région codant pour une protéine de fusion comprenant une protéine cytochrome P450 2B6 humaine mutante (CYP2B6*) de SEQ ID No.1 ou un variant ou un fragment de celle-ci, ledit variant ou fragment ayant au moins 80% d’identité avec la séquence d’acides aminés SEQ ID No.1 et comprenant les résidus 114V, 199M et 477W tels que représentés dans la séquence d’acides aminés SEQ ID No.1 ; et une protéine NADPH-cytochrome P450 réductase de SEQ ID No.2 ou un variant ou un fragment de celle-ci, ledit variant ou fragment ayant au moins 80% d’identité avec la séquence d’acides aminés SEQ ID No.2, liée de manière fonctionnelle à un promoteur, ledit acide nucléique exogène ayant été inséré dans le chromosome 17 de ladite cellule souche humaine, et caractérisée en ce que ladite cellule souche humaine génétiquement modifiée n’étant pas une cellule souche humaine d’origine embryonnaire. Cellule souche humaine génétiquement modifiée selon la revendication 1, dans laquelle ladite cellule souche humaine est choisie parmi les cellules souches mésenchymateuses (MSC), les cellules souches pluripotentes induites (iPSC) et les cellules souches mésenchymateuses induites (iMSC). Cellule souche humaine génétiquement modifiée selon l’une des revendications 1 à 2, dans laquelle l’acide nucléique exogène est inséré dans le gène ZZEF1. Cellule souche humaine génétiquement modifiée selon la revendication 3, dans laquelle l’acide nucléique exogène est inséré dans l’intron situé entre l’exon 3 et l’exon 4 du gène ZZEF1. Cellule souche humaine génétiquement modifiée selon l’une quelconque des revendications 1 à 4, dans laquelle le promoteur est un promoteur constitutif, de préférence le promoteur EF1-α. Cellule souche humaine génétiquement modifiée selon l’une quelconque des revendications 1 à 5, dans laquelle ledit acide nucléique exogène comprend en outre un gène marqueur de sélection. Cellule souche humaine génétiquement modifiée selon l’une quelconque des revendications 1 à 6, dans laquelle la cellule souche humaine a été obtenue par transduction rétrovirale avec un vecteur viral comprenant l’acide nucléique exogène. Cellule souche humaine génétiquement modifiée selon l’une quelconque des revendications 1 à 7 pour son utilisation en tant que médicament. Cellule souche humaine génétiquement modifiée pour son utilisation selon la revendication 8 caractérisée en ce qu’elle est sous une forme adaptée pour son administration par voie trans-artérielle. Procédé de sélection de cellules souches génétiquement modifiées selon l’une quelconque des revendications 1 à 7, caractérisé en ce qu’il comprend les étapes de : a) transduction des cellules souches humaines avec un vecteur viral comprenant l’acide nucléique exogène, b) mise en culture des cellules souches humaines dans un milieu de culture prédéfini, c) sélection les cellules souches humaines génétiquement modifiées exprimant le gène marqueur de sélection à leur surface membranaire. Composition pharmaceutique comprenant la cellule souche humaine génétiquement modifiée selon l’une quelconque des revendications 1 à 7 comme principe actif et au moins un excipient pharmaceutiquement acceptable. Composition pharmaceutique selon la revendication 11, comprenant en outre au moins un second principe actif. Composition pharmaceutique selon la revendication 12, dans laquelle le second principe actif est un agent anti-cancéreux. Composition pharmaceutique selon l’une quelconque des revendications 11 à 13 caractérisée en ce qu’elle est sous une forme adaptée pour son administration par voie trans-artérielle. Cellule souche humaine génétiquement modifiée selon l’une quelconque des revendications 1 à 7 ou composition pharmaceutique selon l’une quelconque des revendications 11 à 14 pour son utilisation dans la prévention et/ou le traitement du cancer et/ou des métastases associées, de préférence des tumeurs solides, de préférence les carcinomes hépatocellulaires, et/ou les récidives de cancer et/ou des métastases associées.