Brevet FR3024903A1 — publié le 20160219

Procédé de quantification d'au moins un groupe de microorganismes par spectrométrie de masse La présente invention concerne le domaine de la bactériologie. Plus précisément, l'invention concerne la quantification de microorganismes issus d'un échantillon en utilisant la spectrométrie de masse. Depuis la découverte des microbes par Pasteur, les microorganismes sont étudiés par microscopie et analyses biochimiques et quantifiés par cultures quantitatives. Ces méthodes traditionnelles sont souvent longues et fastidieuses et des alternatives analytiques ont très tôt été recherchées. C'est ainsi que l'analyse de bactéries par spectrométrie de masse a été initiée dès 1975 par J. Anhalt et C. Fenselau [1] Ces travaux préliminaires ont été suivis par l'étude en chromatographie en phase gazeuse couplée à la spectrométrie de masse (GC-MS) d'acides gras de la paroi des microorganismes [2]. Cette méthode a été popularisée sous l'appellation anglo-saxonne de FAME pour Fatty Acid Methyl Ester. Elle constitue actuellement une méthode de référence pour les études taxonomiques. Son utilisation reste cependant limitée à certains laboratoires spécialisés maîtrisant le traitement de l'échantillon par saponification, hydrolyse et dérivation. En 1996, les travaux de M. Claydon et al [3] ainsi que de T. Krishnamurthy et P. Ross [4] ont montré la possibilité d'identifier différentes espèces bactériennes avec un spectromètre de masse de type MALDI-TOF (acronyme de l'anglais Matrix Assisted Laser Desorption Ionization - Time Of Flight). L'analyse associe l'acquisition d'un spectre de masse et l'interprétation d'un logiciel expert. Elle est extrêmement simple et peut être effectuée en quelques minutes. Cependant elle ne se diffuse que depuis très peu de temps dans les laboratoires d'analyses médicales [5]. Son utilisation clinique est actuellement limitée à l'identification d'espèces bactériennes et de levures. Elle n'est pas utilisée pour la quantification. Or la quantification des microorganismes est fondamentale tant dans le domaine 3024903 2 clinique que le domaine industriel. Ainsi, par exemple, la quantification de bactéries est un élément essentiel dans le diagnostic de certaines infections, afin d'assurer une prise en charge optimale des patients. De même, la quantification de bactéries est importante dans l'étude de la quantité de certaines protéines exprimées par la bactérie. De nombreuses applications ont été développées dans la quantification absolue ou relative de protéines microbiennes par spectrométrie de masse MS/MS, mais aucune application dans la quantification de microorganismes par spectrométrie de masse MS/MS. [6] Les méthodes standards pour l'analyse quantitative de microorganismes sont, la méthode de dénombrement sur boite et la méthode d'analyse de la turbidité par spectrophotométrie. 15 La méthode de dénombrement sur boite consiste en des dilutions en série d'un échantillon dans du sérum physiologique ensemencées sur des boites de Petri, jusqu'à l'obtention d'une boite sur laquelle les colonies sont dénombrables de manière précise. L'analyse par spectrophotométrie consiste à analyser la densité optique d'un 20 échantillon, qui sert d'indicateur de croissance de la bactérie, mais ne permet pas une quantification absolue de tous les groupes bactériens présents [7]. D'autres techniques utilisées dans la quantification de bactéries ont été développées mettant en oeuvre des méthodes de biologie moléculaires. (Polymerase Chain Reaction, 25 microarray) [8]. Cependant, la technique de PCR qui peut être utilisée en laboratoire de microbiologie clinique, ne permet pas facilement de multiplexer la quantification d'au moins un groupe bactérien avec un autre ou avec la quantification de protéines pouvant apporter un intérêt clinique quant au phénotype de résistance dudit groupe bactérien. 30 Plus récemment des techniques de cytométrie en flux ont proposé un procédé pouvant répondre aux besoins cliniques concernant la quantification [9]. 5 10 3024903 3 Ces techniques sont toutefois difficilement applicables à une utilisation clinique de routine. Elles mettent en oeuvre des instruments nécessitant un personnel qualifié. Les temps d'analyse, souvent supérieurs à une heure par échantillon, sont incompatibles avec la charge de travail d'un laboratoire d'analyse microbiologique. 5 Dans ce contexte, l'objectif de la présente invention est de proposer un procédé de quantification spécifique de microorganismes, à savoir identification et détermination de la quantification d'au moins un groupe de microorganismes qui permette de palier les inconvénients des procédés de l'art antérieur, à savoir fournir un procédé peu 10 coûteux, sans réactifs spécifiques à chaque espèce, notamment par rapport aux procédés de biologie moléculaire, donnant un résultat en un temps court, inférieur à une heure, et utilisable en clinique de routine, sans nécessiter un personnel hautement qualifié. De plus, l'ensemble du procédé de quantification spécifique du groupe bactérien ainsi que des protéines d'intérêt dans la caractérisation dudit groupe bactérien, peut être 15 avantageusement réalisé avec un même spectromètre de masse, ce qui simplifie l'instrumentation du laboratoire d'analyse microbiologique. A cette fin, l'objet de l'invention concerne un nouveau procédé de quantification d'au moins un groupe de microorganismes par analyse en spectrométrie de masse, ledit 20 procédé comprenant une étape consistant à mesurer la quantité d'au moins un peptide représentatif ou d'au moins une protéine représentative dudit groupe de microorganismes jouant le rôle de marqueur(s) de quantification, la quantité dudit ou desdits marqueur(s) de quantification étant directement corrélable à la quantité du au moins un groupe de microorganismes. 25 Les groupes de microorganismes qui peuvent être quantifiés par le procédé de l'invention sont tous des groupes de microorganismes représentant une famille, un genre ou une espèce de microorganismes, pathogènes ou non. 30 L'échantillon sur lequel le procédé de l'invention peut être mis en oeuvre est tout échantillon susceptible de contenir un microorganisme cible. L'échantillon peut être d'origine biologique, animale (vétérinaire), végétale ou humaine (clinique). Il peut alors 3024903 4 correspondre à un prélèvement de fluide biologique (prélèvements bronchiques, sang total, sérum, plasma, urine, liquide céphalo-rachidien, sécrétion organique, par exemple), un prélèvement tissulaire ou des cellules isolées. Ce prélèvement peut être utilisé tel quel dans la mesure où les marqueurs de caractérisation des microorganismes 5 sont disponibles dans l'échantillon testé, ou bien il peut subir préalablement à l'analyse, une préparation de type extraction, concentration, purification, culture, selon des méthodes connues de l'homme du métier. L'échantillon peut être d'origine industrielle dans le cas d'un contrôle microbiologique. 10 Selon une liste non exhaustive, il peut s'agir d'un prélèvement d'air, d'un prélèvement d'eau, d'un prélèvement effectué sur une surface, une pièce ou un produit manufacturé, un produit d'origine alimentaire. Parmi les échantillons d'origine alimentaire, on peut citer de façon non exhaustive un échantillon de produit lacté (yaourts, fromages, etc...), de viande, de poisson, d'oeuf, de fruit, de légume, d'eau, de boisson (lait, jus de fruits, 15 soda, etc...). Ces échantillons d'origine alimentaire peuvent aussi provenir de sauces ou de plats élaborés. Un échantillon alimentaire peut enfin être issu d'une alimentation destinée aux animaux, telle que notamment des farines animales. Par microorganismes, on entend en particulier les bactéries, les levures, les moisissures 20 ou les virus. Par marqueurs de l'identité et de la quantité d'au moins un groupe de microorganismes, on entend des molécules, d'origine protéique, qui sont caractéristiques desdites propriétés. Selon un mode de réalisation préféré du procédé selon l'invention, celui-ci comporte une étape consistant à réaliser l'identification du au moins un groupe de microorganismes simultanément à la quantification dudit au moins un groupe de microorganismes. 25 30 Par identification d'un groupe de microorganismes, on entend la différentiation de plusieurs espèces au sein d'un même genre ou bien d'autres genres de 3024903 5 microorganismes, la différentiation de plusieurs genres au sein d'une même famille ou bien de différentes familles de microorganismes, la différentiation de plusieurs familles au seins d'une même classe ou bien de différentes classes de microorganismes. 5 Par quantification d'au moins un groupe de microorganismes dans un échantillon, on entend la quantification d'un marqueur protéique, peptidique ou représentatif de la quantité du ou des groupe(s) de microorganismes dans un échantillon. Une molécule marqueur de quantification d'au moins un groupe de microorganismes est une molécule dont la quantité produite ou exprimée ne varie pas en fonction de la phase de croissance 10 dans laquelle se trouve le dit groupe de microorganismes, ni en fonction du type de culture (gélose ou bouillon) ayant subi ledit groupe de microorganismes, ni en fonction des souches utilisées faisant partie d'un seul et même groupe de microorganismes. Un autre objet de l'invention concerne un procédé de mesure du taux d'expression d'au 15 moins un peptide et/ou d'au moins une protéine d'intérêt d'un groupe de microorganismes, par spectrométrie de masse, ledit procédé comprenant les étapes suivantes : a) Mesurer la quantité du au moins un peptide d'intérêt et/ou de la au moins une protéine d'intérêt, 20 b) mesurer la quantité d'au moins un peptide représentatif ou d'au moins une protéine représentative dudit groupe de microorganismes jouant le rôle de marqueur(s) de quantification, la quantité dudit ou desdits marqueur(s) de quantification étant directement corrélable à la quantité du au moins un groupe de microorganismes, 25 c) déduire le taux d'expression du au moins un peptide et/ou de la au moins une protéine d'intérêt dudit groupe de microorganismes. De façon avantageuse, le procédé selon l'invention comporte une étape complémentaire bi) consistant à déterminer la quantité du au moins un groupe de microorganismes à 30 partir de la quantité dudit ou desdits marqueur(s) de quantification, obtenue à l'étape b). Il convient de noter que les marqueurs de quantification spécifiques d'un groupe de 3024903 6 microorganismes sont également utilisables comme marqueur d'identification dudit groupe de microorganismes. Les buts et avantages de la présente invention seront mieux compris à la lumière de la 5 description détaillée qui suit, en lien avec le dessin dans lequel : - La figure 1 montre, pour une souche d'Escherichia colt, l'évolution en fonction du temps de culture de la quantité de bactéries mesurée par dénombrement sur boites de Petri après dilutions successives (axe de gauche) et par spectrométrie de masse MRM (axe de droite). Dans cet exemple, le signal MRM représentatif 10 de la quantité de bactérie est le signal du peptide de séquence SEQ ID N° 2 spécifique d'Escherichia colt Il est mesuré par le ratio de l'aire sous le pic chromatographique du peptide naturel divisé par l'air sous le pic chromatographique d'un peptide de calibration synthétique, ayant la même séquence que le peptide naturel, mais synthétisé avec de la lysine et de 15 l'arginine alourdis à l'aide d'azote 15 (15N) et de carbone 13 ("C). - La figure 2 montre, pour une souche d'Escherichia colt, l'évolution en fonction du temps de culture de la quantité de bactéries mesurée par dénombrement sur boites de Petri après dilutions successives (axe de gauche) et par spectrométrie 20 de masse MRM (axe de droite). Dans cet exemple, le signal MRM représentatif de la quantité de bactérie est le signal du peptide de séquence SEQ ID N° 4 spécifique de Staphylococcus aureus. Il est mesuré par le ratio de l'aire sous le pic chromatographique du peptide naturel divisé par l'air sous le pic chromatographique d'un peptide de calibration synthétique, ayant la même 25 séquence que le peptide naturel, mais synthétisé avec de la lysine et de l'arginine alourdis à l'aide d'azote 15 (15N) et de carbone 13 ("C). - La figure 3 montre, pour une souche de Pseudomonas aeruginosa, l'évolution en fonction du temps de culture de la quantité de bactéries mesurée par 30 dénombrement sur boites de Petri après dilutions successives (axe de gauche) et par spectrométrie de masse MRM (axe de droite). Dans cet exemple, le signal MRM représentatif de la quantité de bactérie est le signal du peptide de 3024903 7 séquence SEQ ID N° 6 spécifique de Pseudomonas aeruginosa. Il est mesuré par le ratio de l'aire sous le pic chromatographique du peptide naturel divisé par l'air sous le pic chromatographique d'un peptide de calibration synthétique, ayant la même séquence que le peptide naturel, mais synthétisé avec de la lysine 5 et de l'arginine alourdis à l'aide d'azote 15 (15N) et de carbone 13 (13C). - La figure 4 montre, pour une souche de Staphylococcus aureus, l'évolution en fonction du temps de culture de la quantité de bactéries mesurée par dénombrement sur boites de Petri après dilutions successives (axe de gauche) et 10 par spectrométrie de masse MRM (axe de droite). Dans cet exemple, le signal MRM représentatif de la quantité de bactérie est le signal du peptide de séquence SEQ ID N° 8 spécifique de la famille des Entérobactéries. Il est mesuré par le ratio de l'aire sous le pic chromatographique du peptide naturel divisé par l'air sous le pic chromatographique d'un peptide de calibration 15 synthétique, ayant la même séquence que le peptide naturel, mais synthétisé avec de la lysine et de l'arginine alourdis à l'aide d'azote 15 (15N) et de carbone 13 (13C). La figure 5 montre, pour Pseudomonas aeruginosa, la corrélation entre la concentration de bactéries présentes dans l'échantillon et la quantité de peptide de séquence SEQ ID N° 6 mesurée par spectrométrie de masse MRM 20 pour plusieurs souches de Pseudomonas aeruginosa. La droite de corrélation tracée sur cette figure permet de calculer la quantité de bactérie à partir du signal MRM mesuré comme indiqué figure 3. - La figure 6 montre, pour Escherichia colt, la corrélation entre la concentration 25 de bactéries présentes dans l'échantillon et la quantité de peptide de séquence SEQ ID N° 2 mesurée par spectrométrie de masse ESI-MS/MS pour plusieurs souches de Escherichia cou. La droite de corrélation tracée sur cette figure permet de calculer la quantité de bactérie à partir du signal MRM mesuré comme indiqué figure 1. 30 - La figure 7 montre, pour Staphylococcus aureus, la corrélation entre la concentration de bactéries présentes dans l'échantillon et la quantité de peptide 3024903 8 de séquence SEQ ID N° 4 mesurée par spectrométrie de masse ESI-MS/MS pour plusieurs souches de Staphylococcus aureus. La droite de corrélation tracé sur cette figure permet de calculer la quantité de bactérie à partir du signal MIRM mesuré comme indiqué figure 2. 5 Le procédé de l'invention peut être mis en oeuvre pour quantifier des espèces bactériennes. Ainsi, par exemple, à titre d'espèces bactériennes pouvant être quantifiées selon le 10 procédé de l'invention, on peut citer Escherichia colt en utilisant l'alcool déshydrogénase ADHE comme marqueur de quantification ou un peptide appartenant à cette protéine. La séquence de la protéine ADHE est la séquence SEQ ID N° 1 : SEQ ID N° 1 : 15 MAVTNVAELNALVERVKKAQREYASF TQEQVDKIFRAAALAAADARIPLAKM AVAE S GMGIVEDKVIKNHF A SEYIYNAYKDEK TC GVL SEDD TF GTITIAEPIGIIC GIVPTTNPTSTAIFKSLISLKTRNAIIF SPHPRAKDATNKAADIVLQAAIAAGAPK DL IGWID QP SVEL SNALMHHPDINL IL AT GGP GMVKAAY S SGKPAIGVGAGNT PVVIDETADIKRAVASVLMSKTFDNGVICASEQ SVVVVD SVYDAVRERFATHG 20 GYLLQGKELKAVQDVILKNGALNAAIVGQPAYKIAELAGF SVPENTKILIGEVT VVDESEPFAHEKL SPTLAMYRAKDFEDAVEKAEKLVAMGGIGHT SCLYTDQD NQPARV S YF GQKMKTARILINTPA S Q GGIGDLYNFKLAP SL TL GC GSWGGN S I S ENVGPKHLINKKTVAKRAENMLWHKLPKSIYFRRGSLPIALDEVITDGHKRALI VTDRFLFNNGYADQIT S VLKAAGVETEVFFEVEADP TL S IVRKGAELAN SFKPD 25 VIIALGGGSPMDAAKIMWVMYEHPETHFEELALRFMDIRKRIYKFPKMGVKAK MIAVT TT SGTGSEVTPFAVVTDDATGQKYPLADYALTPDMAIVDANLVMDMP KSLCAFGGLDAVTHAMEAYVSVLASEF SDGQALQALKLLKEYLPASYHEGSK NPVARERVHSAATIAGIAFANAFLGVCHSMAHKLGSQFHIPHGLANALLICNVI RYNANDNPTKQTAF SQYDRPQARRRYAEIADHLGL SAPGDRTAAKIEKLLAW 30 LETLKAELGIPKSIREAGVQEADFLANVDKL SEDAFDDQCTGANPRYPLISELK QILLDTYYGRDYVEGETAAKKEAAPAKAEKKAKKSA 3024903 9 Un peptide issu de la protéine ADHE est de préférence le peptide de séquence SEQ ID N° 2, tel que défini ci-après : Peptide Séquence d'acides Position du peptide dans ADHE SEQ ID N° aminés SEQ ID DYVEGETAAK 866-875 N°2 5 Un autre exemple d'espèces bactériennes pouvant être quantifiées selon le procédé de l'invention, est constitué par Staphylococcus aureus en utilisant la protéine GUAASTAAN GMP synthase (glutamine-hydrolyzing) comme marqueur de quantification ou un peptide appartenant à cette protéine. La séquence de la protéine GUAA-STAN est la séquence SEQ ID N° 3 : 10 SEQ ID N° 3 : MEMAKEQELILVLDFGSQYNQLITRRIREMGVYSELHDHEISIEEIKKMNPKGII L SGGPNSVYEEGSFTIDPEIYNLGIPVLGICYGMQLTTKLLGGKVERANEREYG KAIINAKSDELFAGLPAEQTVWMSHSDKVIEIPEGFEVIADSP STDYAAIEDKKR 15 RIYGVQFHPEVRHTEYGNDLLNNFVRRVCD CKGQWTMENF IEIEIEKIRQRVG DRRVLCAMSGGVDSSVVAVLLHKAIGDQLTCIFVDHGLLRKGEGDMVMEQFG EGFNMNIIRVNAKDRFMNKLKGVSDPEQKRKIIGNEFVYVFDDEASKLKGVDF LAQGTLYTDVIESGTKTAQTIKSHENVGGLPEDMEFELIEPINTLFKDEVRKLGI ELGIPEHLVWRQPFPGPGLGIRVLGEITEDKLEIVRESDAILRQVIREEGLEREIW 20 QYFTVLPNIQ SVGVMGDYRTYDHTVGIRAVTSIDGMT SDFARIDWEVLQKIS SR IVNEVDHVNRVVYDIT SKPP STIEWE Un peptide issu de la protéine GUAA-STAN est de préférence le peptide de séquence SEQ ID N° 4, tel que défini ci-après : 25 Peptide Séquence d'acides Position du peptide dans GUAA-STAN SEQ ID N° aminés 3024903 10 SEQ ID LGIELGIPEHLVWR 375-388 N°4 Un autre exemple d'espèces bactériennes pouvant être quantifiées selon le procédé de l'invention, est constitué par Pseudomonas aeruginosa en utilisant la protéine A3LLDO PSEAI Insulin-cleaving metalloproteinase comme marqueur de 5 quantification ou un peptide appartenant à cette protéine. La séquence de la protéine A3LLDO PSEAI est la séquence SEQ ID N° 5 : SEQ ID N° 5 : MTRIVIPLATASLLALAISLAGCGDDKKAEAPATPAASTQPAAPAAAPAAKVDE 10 AAAKAVIKNYADLAEATF ADAL S TAKDLQKAIDAFLAKPDAETLKAAKEAWF AARTPYSQSEAFRFGNAIIDDWEGQVNAWPLDEGLIDYVAKDYQHALGNPGA TANIVANTEIQVGEDKIDVKEITGEKLASLNELGGSEANVATGYHAIEFLLWGQ DLNGTGPGAGNRPATDYAQGKDCTGGHCDRRAAYLKAVTDLLVSDLEYMAG QWKAGVADNYRAKLEAEPVD T GLRKMFF GMGSL SLGELAGERM KVALEANS 15 TEDEHD CF SDDTHHTLFFNGKSIRNIYLGEYKRIDGSVVKGP SLADLVAKAD A AANDTLKADLADTEAKLQAIVD SAEKDGVHFDQMIAPDNKDGQQKIRDAIAA LVKQTGAIEQAAGKLGIQDLKPDNADHEF Un peptide issu de la protéine A3LLDO PSEAI est de préférence le peptide de 20 séquence SEQ ID N° 6, tel que défini ci-après : Peptide Séquence d'acides Position du peptide dans SEQ ID N° aminés A3LLDO PSEAI SEQ ID ADAAANDTLK 363-372 N°6 A titre d'autres groupes bactériens pouvant être quantifiés selon le procédé de l'invention, on peut citer comme exemple de famille de bactéries, les 25 Enterobacteriaceae, en utilisant comme marqueur de quantification la protéine EFG 3024903 11 (Elongation Factor G) ou un peptide appartenant à cette protéine. La séquence de la protéine EFG est la séquence SEQ ID N° 7 : SEQ ID N° 7 : 5 MARTTPIARYRNIGISAHIDAGKTTTTERILFYTGVNHKIGEVHDGAATMDWM EQEQERGITITSAATTAFWSGMAKQYEPHRINIIDTPGHVDF T IEVER SMRVLD G AVMVYCAVGGVQPQ SETVWRQANKYKVPRIAF VNKMDRMGANFLKVVNQI KTRLGANPVPLQLAIGAEEHF TGVVDLVKMKAINWNDADQGVTFEYEDIPAD MVELANEWHQNLIESAAEASEELMEKYLGGEELTEAEIKGALRQRVLNNEIIL 10 VTCGSAFKNKGVQAMLDAVIDYLP SPVDVPAINGILDDGKDTPAERHASDDEP F S ALAFKIATDPF VGNL TFFRVY S GVVN S GD TVLN S VKAARERF GRIVQMHAN KREEIKEVRAGDIAAAIGLKDVTTGDTLCDPDAPIILERMEFPEPVISIAVEPKTK AD QEKMGL AL GRLAKEDP SFRVWTDEESNQTIIAGMGELHLDIIVDRM KREFN VEANVGKPQVAYRETIRQKVTDVEGKHAKQ SGGRGQYGHVVIDMYPLEPGSN 15 PKGYEFINDIKGGVIP GEYIPAVDKGIQEQLKAGPLAGYPVVDMGIRLHF GS YH D VD S SEL AFKL AASIAFKEGFKKAKP VLLEPIMK VEVE TPEENT GD VIGDL SRR RGMLKGQESEVTGVKIHAEVPLSEMIGYATQLRSLTKGRASYTMEFLKYDEA P SNVAQAVIEARGK 20 Un peptide issu de la protéine EFG est de préférence le peptide de séquence SEQ ID N° 8, tel que défini ci-après : Peptide Séquence d'acides Position du peptide dans EFG SEQ ID N° aminés SEQ ID AGDIAAAIGLK 379-389 N°8 D'autres groupes de microorganismes peuvent être quantifiés avec le procédé selon 25 l'invention. En particulier, certaines protéines connues comme étant relativement ubiquitaires peuvent être utilisées pour quantifier des microorganismes obtenus à partir de cultures pures. 3024903 12 De manière tout à fait intéressante, selon le second objet de l'invention, de telles protéines peuvent également permettre de mesurer le taux d'expression de protéines ou peptides d'intérêt, tels que par exemple des enzymes bactériennes impliquées dans des 5 mécanismes de résistance aux antibiotiques. Les protéines ou peptides jouant le rôle de marqueurs de quantification permettent de corréler le quantité de protéines d'intérêt avec la quantité de bactéries qui les expriment. C'est le cas par exemple des protéines RL29, RL 22 et RS 19 qui sont des protéines 10 ribosomales, constitutivement exprimées. Ces protéines ou des peptides issues de ces protéines peuvent permettre de quantifier par exemple Enterococcus faecalis. La protéine ribosomale RL29 fait partie de la sous-unité 50S. Elle est impliquée dans l'étape de traduction. La séquence de la protéine RL29 est la séquence SEQ ID N° 9 : 15 SEQ ID N° 9 : MKVKEIRELTTAEMLDKEKQLKEELFNLRF QL AT GQLENTARIKEVRQ SIARIK TVLREQAN 20 Un peptide issu de la protéine RL29 est de préférence le peptide de séquence SEQ ID N° 10, tel que défini ci-après : Peptide Séquence d'acides Position du peptide dans RL29 SEQ ID N° aminés SEQ ID FQLATGQLENTAR 30-42 N° 10 La protéine ribosomale RL22 fait également partie de la sous-unité 50S. Cette protéine 25 se lie spécifiquement à l'ARN ribosomal 23S. Elle joue un rôle important dans les premières étapes de l'assemblage des deux sous-unités du ribosome. La séquence de la protéine RL22 est la séquence SEQ ID N° 11: 3024903 13 SEQ ID N° 11: MSEQITSAKATAKTVRTSPRKARLVIDLIRGKSVADAISILKFTPNKSAGIIEKVL MSAVANAENNFDLDVESLVVSEAFVNEGPTMKRFRPRAKGSASPINKRTSHIT VVVTEK 5 Un peptide issu de la protéine RL22 est de préférence le peptide de séquence SEQ ID N° 12, tel que défini ci-après : Peptide Séquence d'acides Position du peptide dans RL22 SEQ ID N° aminés SEQ ID LVIDLIR 24-30 N°12 10 La protéine ribosomale RS19 fait partie de la sous-unité 30S. Cette protéine forme un complexe avec la protéine RS13 se liant fortement à l'ARN ribosomale 16S. La séquence de la protéine RS19 est la séquence SEQ ID N° 13 : SEQ ID N° 13: 15 MGRSLKKGPFVDDHLMKKVEAQQGAEKKKVIKTWSRRSTIFPSFVGFTIAVYD GRKHVPVYIQEDMVGHKLGEFAPTRTYRGHVADDKKTKR Un peptide issu de la protéine RS19 est de préférence le peptide de séquence SEQ ID N° 14, tel que défini ci-après : 20 Peptide Séquence d'acides Position du peptide dans RL19 SEQ ID N° aminés SEQ ID LGEFAPTR 71-78 N° 14 Lorsque les marqueurs de quantification des groupes de microorganismes sont d'origine protéique, en amont de la détection par spectrométrie de masse, l'échantillon 3024903 14 à analyser est préférentiellement traité au préalable pour générer des peptides à partir de l'ensemble des protéines présentes dans l'échantillon pour fragmenter ces protéines en peptides, par exemple par digestion avec une enzyme protéolytique (protéase), ou par action d'un réactif chimique. En effet, le clivage des protéines peut être fait par un 5 traitement physico-chimique, par un traitement biologique ou par une combinaison des deux traitements. Parmi les traitements utilisables, on peut citer le traitement par des radicaux hydroxyle, notamment avec de l'H202. Le traitement par les radicaux hydroxyle provoque une coupure des liaisons peptidiques qui se fait de manière aléatoire sur n'importe quelle liaison peptidique de la protéine. La concentration en 10 radicaux hydroxyle conditionne le nombre de clivages opérés et donc la longueur des fragments peptidiques obtenus. D'autres traitements chimiques peuvent également être utilisés comme, par exemple, le traitement au bromure de cyanogène (CNBr) qui scinde spécifiquement les liaisons peptidiques au niveau du groupe carboxylique des résidus méthionyles. Il est également possible de réaliser un clivage acide partiel au niveau des 15 résidus aspartyle par chauffage à 1000°C d'une solution de protéines dans de l'acide trifluoroacétique. Le traitement des protéines par digestion enzymatique est néanmoins préféré par rapport au traitement physico-chimique car il préserve davantage la structure des 20 protéines, et est plus facile à contrôler. Par « digestion enzymatique », on entend l'action simple ou combinée d'une ou de plusieurs enzymes dans des conditions de réaction appropriées. Les enzymes effectuant la protéolyse, appelées protéases, coupent les protéines à des endroits spécifiques. Chaque protéase reconnaît généralement une séquence d'acides aminés au sein desquels elle effectue toujours la même coupure. 25 Certaines protéases reconnaissent un seul acide aminé ou une séquence de deux acides aminés entre lesquels elles opèrent un clivage, d'autres protéases ne reconnaissent que des séquences plus longues. Ces protéases peuvent être des endoprotéases ou des exoprotéases. Parmi les protéases connues on peut citer, comme décrit dans WO-A-2005/098017 : 30 les enzymes spécifiques comme la trypsine qui scinde la liaison peptidique au niveau du groupe carboxylique des résidus Arg et Lys, l'endolysine qui clive la liaison peptidique du groupe -CO des lysines, la chymotrypsine qui hydrolyse la 3024903 15 liaison peptidique au niveau du groupe carboxylique des résidus aromatiques (Phe, Tyr et Trp), la pepsine qui coupe au niveau du groupe NH2 des résidus aromatiques (Phe, Tyr et Trp), la protéase V8 de la souche V8 de Staphylococcus aureus qui clive la liaison peptidique au niveau du groupe 5 carboxylique du résidu Glu ; les enzymes non-spécifiques comme la thermolysine provenant de la bactérie Bacillus thermoproteolyticus qui hydrolyse la liaison peptidique du groupe NH2 des acides aminés hydrophobes (Xaa-Leu, Xaa-Ile, Xaa-Phe), la subtili sine et la pronase qui sont des protéases bactériennes qui hydrolysent pratiquement toutes 10 les liaisons et peuvent transformer les protéines en oligopeptides dans des conditions de réaction contrôlées (concentration en enzyme et durée de réaction). Plusieurs protéases peuvent être utilisées de façon simultanée, si leurs modes d'action 15 sont compatibles. Elles peuvent également être utilisées de façon successive. Dans le cadre de l'invention, la digestion de l'échantillon est, de préférence, réalisée par action d'une enzyme protéase, par exemple la trypsine. La génération de peptides à l'aide d'un réactif chimique ou d'une protéase, peut être 20 obtenue par simple réaction en solution. Elle peut également être mise en oeuvre avec un four à micro-ondes [11], ou sous pression [12], ou bien encore avec un dispositif à ultrasons [13]. Dans ces trois derniers cas, le protocole sera beaucoup plus rapide. Parmi les peptides ainsi obtenus, les peptides spécifiques de la protéine, sont nommés peptides protéotypiques. Ce sont eux qui seront dosés par spectrométrie de masse. 25 Selon un mode de réalisation de l'invention, les marqueurs de quantification sont des peptides correspondants à une protéine du groupe bactérien à quantifier. En particulier, lesdites protéines sont digérées en peptides, de préférence par une enzyme, de préférence encore par la trypsine. 30 De même, l'échantillon contenant des marqueurs de quantification d'origine protéique peut également être préalablement traité à des fins de purification. Lorsque les marqueurs sont d'origine protéique, ce traitement préalable de purification peut être 3024903 16 mis en oeuvre avant ou après l'étape de génération de peptides tels que décrits précédemment. Le traitement préalable de purification d'échantillon est largement connu de l'homme 5 du métier et pourra notamment mettre en oeuvre des techniques de centrifugation, de filtration, d'électrophorèse ou de chromatographie. Ces techniques séparatives peuvent être utilisées seules ou combinées entre elles pour obtenir une séparation multidimensionnelle. Par exemple, une chromatographie multidimensionnelle peut être utilisée en associant une séparation par chromatographie d'échange d'ions à une 10 chromatographie en phase inverse, comme décrit par T. Fortin et al. [14], ou H. Keshishian et al. [15]. Dans ces publications, le milieu chromatographique peut être en colonne ou en cartouche (extraction en phase solide). La fraction électrophorétique ou chromatographique (ou le temps de rétention en 15 chromatographie mono ou multidimensionnelle) des peptides protéotypiques est caractéristique de chaque peptide et la mise en oeuvre de ces techniques permet donc de sélectionner le ou les peptides protéotypiques à doser. Un tel fractionnement des peptides générés permet d'accroître la spécificité du dosage ultérieur par spectrométrie de masse. 20 Une alternative aux techniques d'électrophorèse ou de chromatographie, pour le fractionnement des peptides, consiste à purifier spécifiquement les N-glycopeptides ([16] et demande de brevet WO-A-2008/066629). Néanmoins, une telle purification ne permet que la quantification des peptides ayant subi une modification post- 25 traductionnelle de type N-glycosylation. Or toutes les protéines ne sont pas glycosylées, ce qui limite donc son utilisation. La spectrométrie de masse à mettre en oeuvre dans le procédé de l'invention est largement connue de l'homme du métier comme un outil puissant pour l'analyse, la 30 détection et la quantification de différents types de molécules. De façon générale, tout type de molécule pouvant être ionisée peut être détecté et quantifié en fonction de sa masse moléculaire à l'aide d'un spectromètre de masse. Selon la nature de la molécule 3024903 17 à détecter, d'origine protéique ou métabolique, certaines technologies de spectrométrie de masse peuvent être plus adaptées. Néanmoins, quelle que soit la méthode de spectrométrie de masse utilisée pour la détection, cette dernière comprend une étape d'ionisation de la molécule cible en ions dits moléculaires, dans le cas présent une 5 étape d'ionisation des marqueurs de quantification, et une étape de séparation des ions moléculaires obtenus en fonction de leur masse. Tous les spectromètres de masse comportent donc : - une source d'ionisation destinée à ioniser les marqueurs présents dans 10 l'échantillon à analyser, c'est-à-dire à conférer une charge positive ou négative à ces marqueurs; - un analyseur de masse destiné à séparer les marqueurs ionisés, ou ions moléculaires, en fonction de leur ratio masse sur charge (m /z) ; - un détecteur destiné à mesurer le signal produit soit directement par les ions 15 moléculaires, soit par des ions produits à partir des ions moléculaires. Ce signal peut être utilisé de façon qualitative ou quantitative, comme détaillés ci-après. L'étape d'ionisation nécessaire pour la mise en oeuvre d'une spectrométrie de masse peut être mise en oeuvre par tout procédé connu de l'homme du métier. La source 20 d'ionisation permet d'amener les molécules à doser sous un état gazeux et ionisé. Une source d'ionisation peut être utilisée soit en mode positif pour étudier les ions positifs, soit en mode négatif pour étudier les ions négatifs. Plusieurs types de sources existent et seront utilisés en fonction du résultat recherché et des molécules analysées. On peut citer, notamment : 25 - l'ionisation électronique (ET), l'ionisation chimique (CI) et la désorption- ionisation chimique (DCI) - le bombardement par atomes rapides (FAB), atomes métastables (MAB) ou ions (SIMS, LSIMS) - le couplage plasma inductif (ICP) 30 - l'ionisation chimique à pression atmosphérique (APCI) et la photoionisation à pression atmosphérique (APPT) - l'électronébulisation ou électrospray (EST) 3024903 18 - la désorption-ionisation laser assistée par matrice (MALDI), activée par une surface (SELDI) ou sur silicium (DIOS) - l'ionisation par désorption électrospray (DESI) ou nano-électrospray (nanoDESI) 5 - l'ionisation électrospray par ablation laser (LAESI) - l'ionisation par évaporation rapide (REIMS) - l'ionisation-désorption par interaction avec espèces métastables (DART). Notamment, l'ionisation peut être mise en oeuvre comme suit : l'échantillon contenant 10 les molécules cibles est introduit dans une source d'ionisation, où les molécules sont ionisées à l'état gazeux et ainsi transformées en ions moléculaires qui correspondent aux molécules initiales. Une source d'ionisation de type électrospray (EST pour ElectroSpray Ionisation) permet d'ioniser une molécule tout en la faisant passer d'un état liquide à un état gazeux. Les ions moléculaires obtenus correspondent alors aux 15 molécules présentes à l'état liquide, avec en mode positif un, deux, voire trois protons supplémentaires ou plus et sont donc porteurs de une, deux, voire trois charges ou plus. Par exemple, lorsque la molécule cible est une protéine, une ionisation des peptides protéotypiques obtenus après fractionnement de la protéine cible, grâce à une source de type Electrospray fonctionnant en mode positif, conduit à des ions polypeptidiques à 20 l'état gazeux, avec un, deux, voire trois protons supplémentaires ou plus et qui sont donc porteurs de une, deux, voire trois charges ou plus, et permet un passage d'un état liquide à un état gazeux [17]. Ce type de source est particulièrement bien adapté, lorsque les molécules cibles ou peptides protéotypiques obtenus sont préalablement séparées par chromatographie liquide en phase inverse. Néanmoins, le rendement 25 d'ionisation des molécules présentes dans l'échantillon peut varier en fonction de la concentration et de la nature des différentes espèces en présence. Ce phénomène se traduit par un effet matrice bien connu de l'homme de l'art. Une source d'ionisation MALDI permettra d'ioniser des molécules, à partir d'un 30 échantillon à l'état solide. L'analyseur de masse dans lequel est mis en oeuvre l'étape de séparation des marqueurs 3024903 19 ionisés en fonction de leur rapport masse/charge (m/z) est tout analyseur de masse connu de l'homme du métier. On peut citer les analyseurs basse résolution, du type quadripôle ou quadrupôle (Q), piège à ions 3D (IT) ou linéaire (LIT), également appelés trappe ionique, et les analyseurs haute résolution, permettant de mesurer la 5 masse exacte des analytes et qui utilisent notamment le secteur magnétique couplé à un secteur électrique, le temps de vol (TOF), l'orbitrap, la résonance cyclotronique à transformée de Fournier (FT-ICR) . La séparation des ions moléculaires en fonction de leur ratio m/z peut être mise en 10 oeuvre une seule fois (spectrométrie de masse simple ou MS), ou bien plusieurs séparations MS successives peuvent être menées. Lorsque deux séparations MS successives sont réalisées, l'analyse est appelée MS/MS ou MS2. Lorsque trois séparations MS successives sont réalisées, l'analyse est appelée MS/MS/MS ou MS' et plus généralement, lorsque n séparations MS successives sont réalisées, l'analyse est 15 appelée MS. Parmi les techniques mettant en oeuvre plusieurs séparations successives, les modes SRM (Selected Reaction Monitoring) en cas de détection ou dosage d'une seule molécule cible, ou bien MIRM (Multiple Reaction Monitoring) en cas de détection ou 20 dosage de plusieurs molécules cibles, sont des utilisations particulières de séparation MS2. De même le mode MRIVI3 est une utilisation particulière de séparation en MS/MS/MS. On parle alors de spectrométrie de masse ciblée. Dans le cas d'une détection en mode MS simple, c'est le rapport masse/charge des ions 25 moléculaires obtenus qui est corrélé à la molécule cible à détecter. Dans le cas d'une détection en mode MS/MS, essentiellement deux étapes sont ajoutées, par rapport à un dosage MS qui sont : une fragmentation des ions moléculaires, alors appelés ions précurseurs, pour donner 30 des ions dit ions fragments de lère génération, et une séparation des ions dit ions fragments de 1 ère génération en fonction de leur masse (m/z)2, le rapport (m/z)i correspondant au rapport (m/z) des ions précurseurs. 3024903 20 C'est alors le rapport masse/charge des ions fragments de lère génération ainsi obtenus qui est corrélé à la molécule cible à détecter. Par ion fragment de première génération, on entend un ion issu de l'ion précurseur, suite à une étape de fragmentation et dont le 5 rapport masse sur charge m/z est différent de l'ion précurseur. Les couples (m/z)i et (m/z)2 sont baptisés transitions et sont représentatifs des ions caractéristiques à détecter. 10 Le choix des ions caractéristiques qui sont détectés pour être corrélés à la molécule cible est effectué par l'homme du métier selon les méthodes standards. Leur sélection conduira avantageusement aux dosages les plus sensibles, les plus spécifiques et les plus robustes possibles, en termes de reproductibilité et fiabilité. Dans les méthodes développées pour la sélection de peptides protéotypiques (m/z)i, et de fragment de 15 première génération (m/z)2, le choix est essentiellement basé sur l'intensité de la réponse. Pour plus de détails, on pourra se référer à V. Fusaro et al. [18]. Des logiciels commerciaux, tels que les logiciels MIDAS et MRM Pilote d'Applied Biosytems ou encore MRMaid [19] pourront être utilisés par l'homme de l'art pour lui permettre de prédire tous les couples de transitions possibles. Il pourra également être fait appel à 20 une base de données nommée PeptideAtlas, construite par F. Desiere et al. [20] pour compiler l'ensemble des transitions MRM de peptides décrites par la communauté scientifique. Cette base PeptideAtlas est disponible en accès libre sur internet. Pour des molécules non protéiques, il est également possible d'utiliser des bases de données, telles que par exemple celle accessible au travers du logiciel Cliquid de la société AB 25 Sciex (Framingham, Massachusetts, Etats Unis d'Amérique). Une approche alternative pour sélectionner les peptides protéotypiques, (m/z)i et (m/z)2, consiste à utiliser les spectres de fragmentation MS/MS obtenus à l'occasion d'autres travaux. Ces travaux peuvent être, par exemple, les phases de découverte et 30 d'identification des biomarqueurs par analyse protéomique. Cette approche a été proposée par Thermo Scientific lors de réunion utilisateurs [19]. Elle permet de générer une liste de transitions candidates à partir des peptides identifiés expérimentalement par 3024903 21 le logiciel SIEVE (Thermo Scientific). Certains critères ont été détaillés par J. Mead et al. [19] pour le choix des ions (m/z)i et (m/z)2 et sont détaillés ci-après : Les peptides avec des sites de clivage interne, c'est-à-dire avec de la Lysine ou de 5 l'Arginine interne, doivent être évités, sauf si la Lysine ou l'Arginine est suivie par de la Proline, Les peptides avec de l'Asparagine ou de la Glutamine doivent être évités car ils peuvent se désaminer, Les peptides avec de la Glutamine ou de l'Acide Glutamique en N-terminal doivent être évités car ils peuvent se cycliser spontanément, Les peptides avec de la Méthionine doivent être évités car ils peuvent être oxydés, Les peptides avec de la Cystéine doivent être évités car ils peuvent être modifiés de façon non reproductible lors d'une éventuelle étape de dénaturation, réduction et blocage des fonctions thiols. 20 Les peptides avec de la Proline peuvent être considérés comme favorables parce qu'ils produisent généralement des fragments intenses en MS/MS avec un seul pic très majoritaire. Cependant, un seul fragment très majoritaire ne permet pas de valider l'identité de la transition dans un mélange complexe. En effet, seule la présence simultanée de plusieurs fragments caractéristiques permet de vérifier que l'ion 25 précurseur recherché est bien détecté. Les peptides ayant une Proline adjacente au C-terminal (position n-1) ou en seconde position par rapport au C-terminal (position n-2) sont à éviter car, dans ce cas, la taille du peptide fragment de première génération est généralement considérée comme trop 30 petite pour être suffisamment spécifique. 10 15 La sélection de fragments ayant une masse supérieure au précurseur est à privilégier 3024903 22 pour favoriser la spécificité. Pour cela, il faut sélectionner un ion précurseur dichargé et sélectionner l'ion fragment de première génération le plus intense ayant une masse supérieure au précurseur, c'est à dire un ion fragment de première génération monochargé. 5 La fragmentation des ions précurseurs sélectionnés est mise en oeuvre dans une cellule de fragmentation telle que les modèles de type triple quadripôle [21], ou de type trappe ionique [22], ou encore de type temps de vol (TOF) [23], lesquels permettent également la séparation des ions. La ou les fragmentations seront classiquement réalisées par 10 collision avec un gaz inerte tel que l'argon ou l'azote, au sein d'un champ électrique, par photo-excitation ou photodissociation à l'aide d'une source lumineuse intense, collision avec des électrons ou espèces radicalaires, par application d'une différence de potentiel, par exemple dans un tube de temps de vol, ou par tout autre mode d'activation. Les caractéristiques du champ électrique conditionnent l'intensité et la 15 nature de la fragmentation. Ainsi, le champ électrique appliqué en présence d'un gaz inerte, par exemple dans un quadripôle, conditionne l'énergie de collision apportée aux ions. Cette énergie de collision sera optimisée, par l'homme du métier, pour accroître la sensibilité de la transition à doser. A titre d'exemple, il est possible de faire varier l'énergie de collision entre 5 et 180 e-V en q2 dans un spectromètre de masse 20 QTRAPe 5500 de la société AB Sciex (Framingham, Massachusetts, Etats Unis d'Amérique).. De même, la durée de l'étape de collision et l'énergie d'excitation au sein, par exemple, d'une trappe ionique seront optimisées, par l'homme du métier, pour conduire au dosage le plus sensible. A titre d'exemple, il est possible de faire varier cette durée, baptisée temps d'excitation, entre 0,010 et 50 ms et l'énergie d'excitation 25 entre 0 et 1 (unité arbitraire) en Q3 dans un spectromètre de masse QTRAPe 5500. Enfin, la détection des ions caractéristiques sélectionnés se fait de façon classique, notamment grâce à un détecteur et à un système de traitement. Le détecteur collecte les ions et produit un signal électrique dont l'intensité dépend de la quantité d'ions 30 collectée. Le signal obtenu est ensuite amplifié pour qu'il puisse être traité informatiquement. Un ensemble informatique de traitement des données permet de transformer les informations reçues par le détecteur en spectre de masse. 3024903 23 Le principe du mode SRM, ou encore du mode MRM, est de sélectionner spécifiquement un ion précurseur, de le fragmenter, puis de sélectionner spécifiquement l'un de ses ions fragments. Pour de telles applications, des dispositifs du type triple quadripôle ou des hybrides triple quadripôle à trappe ionique sont 5 généralement utilisés. Dans le cas d'un dispositif triple quadripôle (Q1q2Q3) utilisé en mode MS2, en vue du dosage ou de la détection d'une protéine cible, le premier quadripôle (Q1) permet de filtrer les ions moléculaires, correspondant aux peptides protéotypiques caractéristiques 10 de la protéine à doser et obtenus lors d'une étape antérieure de digestion, en fonction de leur ratio masse sur charge (m/z). Seuls les peptides ayant le ratio masse/charge du peptide protéotypique recherché, ratio appelé (m/z)i, sont transmis dans le deuxième quadripôle (q2) et jouent le rôle d'ions précurseurs pour la fragmentation ultérieure. L'analyseur q2 permet de fragmenter les peptides de ratio masse/charge (m/z)i en ions 15 fragments de première génération. La fragmentation est généralement obtenue par collision des peptides précurseurs avec un gaz inerte, comme de l'azote ou de l'argon dans q2. Les ions fragments de première génération sont transmis dans un troisième quadripôle (Q3) qui filtre les ions fragments de première génération en fonction d'un ratio masse sur charge spécifique, ratio appelé (m/z)2. Seuls les ions fragments de 20 première génération ayant le ratio masse/charge d'un fragment caractéristique du peptide protéotypique recherché (m/z)2 sont transmis dans le détecteur pour être détectés, voire quantifiés. Ce mode de fonctionnement présente une double sélectivité, en relation avec la 25 sélection de l'ion précurseur d'une part et de la sélection de l'ion fragment de première génération d'autre part. La spectrométrie de masse en mode SRM ou MRM est donc avantageuse pour la quantification Lorsque la spectrométrie de masse mise en oeuvre dans le procédé de l'invention est 30 une spectrométrie de masse en tandem (M52, MS', MS4 ou M55), plusieurs analyseurs de masse peuvent être couplés entre eux. Par exemple, un premier analyseur sépare les ions, une cellule de collision permet de fragmenter les ions, et un second analyseur 3024903 24 sépare les ions fragments. Certains analyseurs, comme les pièges à ions ou le FT-ICR, constituent plusieurs analyseurs en un et permettent de fragmenter les ions et d'analyser les fragments directement. 5 Selon des modes de réalisation préférés de l'invention, le procédé de l'invention comprend une ou plusieurs des caractéristiques suivantes : - la spectrométrie de masse, mise en oeuvre pour la quantification d'un groupe bactérien, est une spectrométrie de type MS/MS, ce qui a pour avantage de générer un fragment spécifique de la molécule à détecter ou à quantifier, et ainsi 10 d'apporter une grande spécificité à la méthode de dosage ; - la spectrométrie MS/MS est une méthode de spectrométrie de masse quantitative, étant une méthode de DIA (Data Independent Analysis) [25] comprenant entre autre, le SWATH (Sequential Windows Acquisition of All THeoretical fragment) [26], ou la MSE [27], une méthode DDA (Data 15 Dependent Acquisition), une méthode de PRM (Post Reaction Monitoring), de SRM ou de MIRM. La MRM, qui a pour avantage d'utiliser un temps de cycle d'analyse dans le spectromètre de masse de quelques dizaines de millisecondes, qui permet de détecter ou 20 de quantifier avec une grande sensibilité, et de façon multiplexée, un grand nombre de molécules différentes ; Le DIA qui a pour avantage de permettre l'identification de molécules et la quantification avec une bonne sensibilité, et spécificité, et avec une capacité de 25 multiplexage encore plus importante. Un des avantages de l'utilisation de la spectrométrie de masse réside en ce qu'elle est particulièrement utile pour quantifier des molécules, dans le cas présent les marqueurs de quantification d'au moins un groupe bactérien. Pour ce faire, on utilise l'intensité de 30 courant détectée, laquelle est proportionnelle à la quantité de molécule cible. L'intensité de courant ainsi mesurée pourra servir de mesure quantitative permettant de déterminer la quantité de molécule cible présente, laquelle est caractérisée par son 3024903 25 expression en unités du Système International (SI) de type mol/m3 ou kg/m3, ou par les multiples ou sous-multiples de ces unités, ou par les dérivées usuelles des unités SI, y compris leurs multiples ou sous-multiples. A titre d'exemple non limitatif, les unités telles que ng/ml ou fmo1/1 sont des unités caractérisant une mesure quantitative. 5 Un calibrage est néanmoins nécessaire pour pouvoir corréler l'aire du pic mesurée, correspondant à l'intensité de courant induit par les ions détectés, à la quantité de molécule cible à doser. Pour cela, les calibrages classiquement utilisés en spectrométrie de masse pourront être mis en oeuvre, dans le cadre de l'invention. Les dosages MRM sont classiquement calibrés à l'aide de standards externes ou, de préférence, à l'aide de 10 standards internes tels que décrits par T. Fortin et al. [14]. Dans le cas où la molécule cible est un peptide protéotypique, permettant de doser une protéine d'intérêt, la corrélation entre la mesure quantitative et la quantité de peptide protéotypique cible, et par la suite de la protéine d'intérêt, est obtenue en étalonnant le signal mesuré par rapport à un signal étalon pour lequel la quantité à doser est connue. L'étalonnage peut 15 être réalisé au moyen d'une courbe d'étalonnage, par exemple obtenue par injections successives de peptide protéotypique étalon à différentes concentrations (étalonnage externe), ou de façon préférentielle, par étalonnage interne en utilisant un peptide lourd, comme standard interne, par exemple conformément aux méthodes AQUA, QconCAT ou PSAQ détaillées ci-après. Par « peptide lourd », on entend un peptide correspondant 20 au peptide protéotypique, mais dans lequel un ou plusieurs atomes de carbone 12 (12C) est (sont) remplacé(s) par du carbone 13 (13C), et/ou un ou plusieurs atomes d'azote 14 (14N) est (sont) remplacé(s) par de l'azote 15 (15N). L'utilisation de peptides lourds, comme standards internes (AQUA), a également été 25 proposée dans la demande de brevet US 2004/0229283. Le principe est de synthétiser artificiellement des peptides protéotypiques avec des acides aminés comportant des isotopes plus lourds que les isotopes naturels usuels. De tels acides aminés sont obtenus, par exemple, en remplaçant certains des atomes de carbone 12 (12C) par du carbone 13 (13C), ou en replaçant certains des atomes d'azote 14 (14N) par de l'azote 15 30 ('5N). Le peptide artificiel, encore appelé peptide lourd ou peptide AQUA, ainsi synthétisé a rigoureusement les mêmes propriétés physicochimiques que le peptide naturel, encore appelé peptide léger ;la seule différence entre ces deux peptides réside 3024903 26 dans leur masse, plus élevée pour le peptide lourd et plus faible pour le peptide léger). Il est généralement ajouté, à une concentration donnée, à l'échantillon, en amont du dosage par spectroscopie de masse, par exemple entre le traitement entrainant le clivage des protéines de l'échantillon d'intérêt et le fractionnement des peptides obtenus après 5 l'étape de traitement. De ce fait, le peptide AQUA est co-purifié avec le peptide naturel à doser, lors du fractionnement des peptides. Les deux peptides sont donc injectés simultanément dans le spectromètre de masse, pour le dosage. Ils subissent alors les mêmes rendements d'ionisation dans la source. La comparaison des aires de pic des peptides naturels et AQUA, dont la concentration est connue, permet de calculer la 10 concentration du peptide naturel et de remonter ainsi à la concentration de la protéine à doser. Une variante de la technique AQUA a été proposée par J.-M. Pratt et al. [35] sous le nom de QconCat. Cette variante est également décrite dans la demande de brevet WO 2006/128492. Elle consiste à concaténer différents peptides AQUA et à produire le polypeptide artificiel sous forme de protéine recombinante lourde. La 15 protéine recombinante est synthétisée avec des acides aminés comportant des isotopes lourds. De cette façon, il est possible d'obtenir un standard pour calibrer le dosage simultané de plusieurs protéines à moindre coût. Le standard QconCAT est ajouté dès le début, en amont du traitement entrainant le clivage des protéines et avant les étapes de fractionnement des protéines, de dénaturation, de réduction puis de blocage des 20 fonctions thiols des protéines, si celles-ci sont présentes. Le standard QconCAT subit donc le même cycle de traitement entrainant le clivage des protéines que la protéine naturelle, ce qui permet de tenir compte du rendement de l'étape de traitement entrainant le clivage des protéines. En effet, le traitement, notamment par digestion, de la protéine naturelle peut ne pas être complet. Dans ce cas l'utilisation d'un standard 25 AQUA conduirait à sous-estimer la quantité de protéine naturelle. Pour un dosage absolu, il peut donc être important de tenir compte des rendements de traitement entrainant le clivage des protéines. Cependant, V. Brun et al. [36] ont montré que, parfois, les standards QconQAT ne reproduisaient pas exactement le rendement de traitement notamment par digestion de la protéine naturelle, sans doute du fait d'une 30 conformation tridimensionnelle différente de la protéine QconCAT. V. Brun et al. [36] ont alors proposé d'utiliser une méthode baptisée PSAQ et décrite 3024903 27 dans la demande de brevet WO 2008/145763. Dans ce cas, le standard interne est une protéine recombinante, ayant la même séquence que la protéine naturelle mais synthétisée avec des acides aminés lourds. La synthèse est réalisée ex-vivo avec des acides aminés lourds. Ce standard a rigoureusement les mêmes propriétés 5 physicochimiques que la protéine naturelle (à l'exception d'une masse plus élevée). Il est ajouté dès le début, avant l'étape de fractionnement des protéines, lorsque cette dernière est présente. Il est donc co-purifié avec la protéine native, lors de l'étape de fractionnement des protéines. Il présente le même rendement de traitement, notamment par digestion, que la protéine native. Le peptide lourd obtenu après clivage est 10 également co-purifié avec le peptide naturel, si une étape de fractionnement des peptides est réalisée. Les deux peptides sont donc injectés simultanément dans le spectromètre de masse, pour être dosé quantitativement. Ils subissent alors les mêmes rendements d'ionisation dans la source. La comparaison des aires de pic des peptides naturels et des peptides de référence dans la méthode PSAQ permet de calculer la 15 concentration de la protéine à doser en tenant compte de la totalité des étapes du procédé de dosage. L'ensemble de ces techniques, à savoir AQUA, QconCAT ou PSAQ ou toute autre technique de calibrage, utilisée dans des dosages par spectrométrie de masse et en 20 particulier dans les dosages MRM ou MS, pourront être mises en oeuvre pour effectuer le calibrage, dans le cadre de l'invention. Dans le cadre de l'invention, une droite de calibration externe pourra être réalisée, avec une gamme de concentrations variables connues du groupe de microorganismes à 25 quantifier. La quantification d'au moins un groupe de microorganismes se fera par interpolation de la quantité du marqueur d'au moins un groupe de microorganismes à quantifier dans un échantillon, sur une ou plusieurs droites de calibrations externes du ou des marqueurs protéiques ou peptidiques desdits groupes de microorganismes à quantifier. La gamme de calibration externe réalisée peut par exemple être réalisée avec 30 des échantillons de culture pures du au moins un groupe de microorganismes à quantifier. 3024903 28 La quantité de bactérie contenue dans une gamme de calibration est caractérisée par son expression en nombre de bactérie par litre ou en g/1 ou par un multiple ou un sous-multiple de ces unités, ou par les dérivées usuelles de ces unités, y compris leurs multiples ou leurs sous-multiples. Ainsi, l'homme du métier exprime fréquemment la 5 quantité de bactérie dans un échantillon liquide en CFU/mL ou par un multiple ou un sous-multiple de cette unité. CFU est l'acronyme anglais de « Colony-Forming Units » pour Unité Faisant Colonie. Cette unité usuelle correspond au nombre de bactéries ayant formées une colonie après culture sur une boite de Petri (à condition que l'isolement des colonies soit suffisant pour que chaque colonie soit clairement séparée 10 des colonies adjacentes). L'homme du métier utilise également l'unité de McFarland (McF). Cette unité correspond à la mesure de la turbidité d'une suspension bactérienne mesurée à 600 nm par néphélométrie, calibré par des standards McFarland réalisés avec un mélange de 15 chlorure de baryum et d'acide sulfurique réalisé de la façon suivante (TABLEAU 1): Numero du standard McFarland 0.5 1 2 3 4 Volume de chlorure de Barium à 1.0% ene au (ml) 0.05 0.1 0.2 0.3 0.4 Volume d'acide sulfurique à 1.0% ene au (ml) 9.95 9.9 9.8 9.7 9.6 Densité cellulaire approximative (108 CFU/mL) 1.5 3.0 6.0 9.0 12.0 Pourcentage de transmittance à 600nm 74.3 55.6 35.6 26.4 21.5 Absorbance à 600nm 0.08 à 0.1 0.257 0.451 0.582 0.669 TABLEAU 1 L'unité de McFarland est ainsi proportionnel à une quantité de bactérie, mais il 20 convient de noter que cette correspondance dépend de l'espèce bactérienne, du fait d'une turbidité propre à chaque espèce. Pour utiliser de façon quantitative un dosage bactérien effectué en McF, il convient donc d'étalonner au préalable la quantité observée en McF avec des solutions dont la quantité de bactérie est caractérisées, par exemple, par une dose en CFU/ml. 25 Dans le cadre de l'invention, la quantité de bactérie peut également être mesurée de façon relative et utilisée pour effectuer une quantification relative. Dans ce cas, il n'est pas nécessaire de corréler une mesure caractérisant la quantité de bactérie à une 3024903 29 quantité de bactérie exprimée dans l'une des unités caractéristiques mentionnées ci-dessous. De façon avantageuse, le procédé selon l'invention permet de mesurer au sein de la même analyse des signaux correspondant à des peptides, ou des protéines caractéristiques respectivement de la quantité de microorganisme et de la quantité du 5 ou des peptides d'intérêt et/ou du ou des protéines d'intérêt. Le ratio entre le signal des peptides ou des protéines d'intérêt et des peptides, ou des protéines caractéristiques de la quantité de microorganisme, permet d'obtenir une quantification relative du taux d'expression des peptides et/ou des protéines d'intérêt sans avoir à utiliser une droite d'étalonnage comme mentionné ci-dessus. 10 Les exemples qui suivent sont fournis uniquement à titre illustratif et ne constituent en rien une limitation de l'invention. EXEMPLES 15 Exemple 1 : Quantification bactéries issues de culture pures, par identification des peptides représentatifs par 1VIR1V1 1. Mise en culture de bactéries sur milieux de culture géloses : Les milieux de culture optimaux et les conditions de culture optimales sont différents 20 selon les espèces de microorganisme. Pour les microorganismes utilisés, la milieu de culture utilisé est une gélose Columbia au sang de mouton (gélose COS - référence bioMérieux 43041). Un isolement est réalisé sur ce milieu de culture puis ce dernier est incubé pendant 18 à 24 h à 37°C, en atmosphère aérobie ou anaérobie selon les espèces. 25 2. Mise en culture des bactéries en bouillon : a) Une ou plusieurs colonies isolées selon le protocole décrit dans l'étape 1, sont sélectionnées. b) Ces colonies sont mises en suspension dans un bouillon TSB (référence 30 bioMérieux 42100) de 9mL, puis mises en culture à 37°C pendant 15-18 heures. c) Une fraction de la suspension obtenue à l'étape b) est prélevée à l'aide d'une pipette pasteur stérile et mise dans un tube contenant 3,0 mL de solution saline 3024903 30 stérile aqueuse (à 0,45-0,50 % de NaC1, de pH 4,5 à 7,0). La concentration en bactéries dans cette nouvelle suspension est ensuite ajustée entre 0,50 et 0,8 McFarland avec un DENSIMAT (commercialisé par la demanderesse) étalonné (cette densité permet d'obtenir une quantité entre 1,5x108 et 2,4x108 CFU/mL 5 chez E. cou). Cette solution est notée « HO ». d) A partir d' 1 mL de solution HO, six dilutions sérielles au 1/10ème sont alors effectuées dans des tubes contenant 9mL Trypton Sel étalonnés (commercialisé par la demanderesse). e) Un étalement de 10Opt de chacun des deux derniers tubes de dilution est 10 ensuite réalisé sur trois géloses COS pour déterminer la concentration bactérienne de la solution « HO ». Les géloses sont mises en culture pendant 12-18 heures à 37°C. f) lmL de la dilution au 1/100ème de la solution « HO » préparée à l'étape d) est à nouveau diluée dans 10 tubes contenant 9mL de bouillons TSB. 15 g) Neuf des dix tubes de bouillon TSB sont mis dans un incubateur-agitateur à 37°C. lmL du bouillon contenu dans le dernier tube, noté « Hl », est prélevé et mis dans un tube de 1,5mL afin d'être utilisé pour l'obtention de protéines digérées à partir des bactéries en suspension. h) Régulièrement dans la journée (environ une fois par heure), chacun des neuf 20 tubes de bouillon TSB est sorti de l'incubateur. Il est noté « Hx » (avec x allant de 2 à 10). Chacun des tubes subit le même protocole que le tube « Hl », comme décrit à l'étape g). 3. Obtention des protéines digérées : 25 Classiquement le protocole suivant est mis en oeuvre en 15 étapes : a) Prélèvement d'l mL de Bouillon « Hx » cité précédemment. b) Centrifugation 10minutes à 6000G. c) Elimination du surnageant. d) Reprise du culot dans 1501.it de tampon bicarbonate 50mM pH=8. 30 e) Ajout de 10 !IL d'un pool de peptides lourds (peptides correspondant aux peptides protéotypiques, mais dans lequel un ou plusieurs atomes de carbone 12 (12C) est (sont) remplacé(s) par du carbone 13 (13C), et/ou un ou 3024903 31 plusieurs atomes d'azote 14 (14N) est (sont) remplacé(s) par de l'azote 15 (15N)). f) Ajout de dithiothréitol (DTT) pour obtenir une concentration finale de 5mM. 5 g) Ajout de 150mg de billes de verre de lmm de diamètre et 50mg de billes de zirconium/silice de 0,1mm de diamètre (Biospec Product (Bartlesville, OK, USA)). h) Lyse des bactéries et réduction des protéines en mettant les tubes dans une sonde à ultrasons pendant 5 minutes (95°C). 10 i) Refroidissement des tubes dans la glace pendant 1 minute. j) Ajout d'iodoacétamide pour obtenir une concentration finale de 12,5 mM. k) Alkylation pendant 5minutes à température ambiante et à l'obscurité. 1) Ajout de 2001.1g de trypsine. m) Digestion à 50°C pendant 15 minutes dans un Thermomixere à 850 rpm. 15 n) Ajout d'acide formique à 0,5% jusqu'à obtention d'un pH inférieur à 4 pour stopper la réaction. o) Centrifugation 20 minutes à 10000G. 4. Caractérisation d'échantillons de bactéries 20 Chaque échantillon est traité selon le protocole du paragraphe 3, puis un volume de 50111 de protéines digérées est injecté et analysé selon les conditions suivantes : - Chaîne chromatographique Nexera de la société SHIMADZU (Kyoto, Japon). - Colonne Waters (Waters, Saint-Quentin en Yvelines, France) BEH C18, 2,1mm de diamètre interne, 100mm de long, taille de particule de 3,5p.m. 25 - Solvant A : H20 + 0,1% acide formique. - Solvant B : ACN + 0,1% acide formique. - Gradient HPLC défini au TABLEAU 2 ci-après : Temps Débit (ul) Solvent A (%) Solvent B (%) 0 300 98 2 3 300 98 2 25 300 67 33 3024903 32 25.1 300 0 100 300 0 100 35.1 300 98 2 45 300 98 2 TABLEAU 2 L'éluât en sortie de colonne chromatographique est directement injecté dans la source d'ionisation du spectromètre de masse de type QTRAPe 5500 de la société AB Sciex 5 (Framingham, Massachusetts' Etats Unis d'Amérique). Les peptides, issues de la digestion des protéines de la bactérie, sont analysés par le spectromètre de masse en mode MRM. Les peptides suivis et détectés permettent l'identification d'un groupe de microorganisme grâce à leur 10 caractère spécifique d'un groupe de microorganismes. Pour cela, le ou les fragments indiqués dans le TABLEAU 3 sont détectés. Espèce Référence Séquence du Ion fragment nezi nez2 Uniprot peptide QI Q3 de la protéine Psedomonas aeruginosa A3LLDO ADAAANDTLK y6 monochargé 495.249 661.352 y7 monochargé 495.249 732.389 y8 monochargé 495.249 803.426 Escherichia coli ADHE DYVEGETAAK y6 monochargé 541.754 576.299 y7 monochargé 541.754 705.341 y8 monochargé 541.754 804.41 Staphylococcus aureus GUAA LGIELGIPEHLVWR y3 monochargé 544.64 460.266 y7 dichargé 544.64 468.756 y7 monochargé 544.64 936.505 Enterobacteriaceae EFG AGDIAAAIGLK y6 monochargé 500.295 572.377 y7 monochargé 500.295 643.414 Y5monochargé 500.295 501.339 TABLEAU 3 3024903 33 Le ratio de l'aire sous le pic représentatif du peptide étudié par rapport à l'aire sous le pic du peptide lourd de synthèse correspondant est considéré comme la réponse observée, et sera mis en corrélation avec la quantité de bactéries observée. Les autres paramètres machine utilisés sont les suivants : 5 Type de balayage: MRM Polarité: Positive Source d'ionisation: Turbo VTM (AB Sciex) - Réglage Ql: Filtrage avec résolution unitaire - Réglage Q3: Filtrage avec résolution unitaire 10 Pause inter-scan: 3.00 msec Vitesse de balayage: 10 Da/s Gaz rideau: 50,00 psi Tension de cône: 5500,00 V - Température de source: 550,00 °C 15 - Gaz de nébulisation: 50,00 psi - Gaz chauffant: 50,00 psi - Remplissage dynamique: activé Potentiel d'entrée avant QO (EP): 10,00 V Potentiel en sortie de cellule de collision : 15 V 20 (en anglais cell exit potential (CXP)) - Temps de cycle total: 1.2 sec 5. Identification des peptides représentatifs de la quantité de bactéries : a. Peptides dont l'expression ne dépend pas de la phase de culture 25 Différentes souches des espèces listées ci-dessous, provenant du souchier de la demanderesse) sont traitées et analysées comme décrit précédemment (paragraphes 2, 3 et 4). 30 Pseudomonas aeruginosa : Souche 1 et souches 4 à 6 Escherichia colt : souches 2 et 14 Staphylococcus aureus : souches 3 et 23 3024903 34 Les coefficients de corrélation entre la mesure de la quantité de bactéries et la quantité de peptide mesurée en masse, au cours du temps, c'est-à-dire quelle que soit la phase de croissance de la bactérie sont représentés dans le TABLEAU 4 ci-dessous. Espèce Protéine Peptide R2 P.aeruginosa A3LLDO ADAAANDTLK 0.93 E.coli ADHE DYVEGETAAK 0.98 Enterobacteriaceae EFG AGDIAAAIGLK 0.98 S.aureus GUAA LGIELGIPEHLVWR 0.97 TABLEAU 4 Les résultats sont présentés sur les figures 1 à 4. Ces figures illustrent la corrélation entre la quantité de bactéries mesurée par culture quantitative (dénombrement sur boite 15 de Petri après dilutions successives) et la quantité de bactéries mesurée par spectrométrie de masse en mesurant l'aire sous le pic chromatographique d'un peptide spécifique de l'espèce bactérienne à quantifier. Cette corrélation est illustrée dans cet exemple, en fonction du temps de croissance de la bactérie. 20 Pour les peptides représentés ici, la quantité mesurée dépend uniquement de la quantité de bactéries en présence, et non de la phase de croissance dans laquelle se trouve la bactérie. b. Peptides dont l'expression ne dépend pas de la souche utilisée 25 Après mise en culture de souche conformément à ce qui décrit au paragraphe 1 supra, une suspension de quelques colonies est réalisée dans 9 mL de bouillon TSB , et mis à incuber entre 12h et 15h à 37°C. La concentration en bactéries de la solution est réalisée par mesure de McFarland avec 30 un Densimat étalonné. 5 10 3024903 35 Les solutions sont comprises entre 3 et 7 McFarland cette densité permet d'obtenir une quantité entre 9x108 et 2,1x109 CFU/mL chez E. colt) Sept dilutions successives au 1/10ème sont réalisées et 1001.it de chacune des deux dernières dilutions sont étalées sur trois géloses COS. Les géloses sont mise à l'étuve à 5 37°C pendant 18h dans le but de permettre une quantification exacte du nombre de CFU/ml présent dans le bouillon de départ. Le protocole décrit supra, utilisé pour obtenir les protéines digérées est reproduit avec lmL du bouillon de départ ainsi que les cinq premiers tubes de dilution. Six points de gamme de chacune des souches utilisées ont été suivis par la méthode de 10 caractérisation propre à chaque groupe bactérien. Autrement dit, chaque espèce est suivi en MRM par détection des peptides propres à l'espèce ou à la famille. Liste des échantillons analysés : Pseudomonas aeruginosa : Souche 1 et Souches 4 à 11. 15 Escherichia colt : Souche 2 et Souches 12 à 20. Staphylococcus aureus : Souche 3 et Souches 21 à 24. Echantillons inconnus : Liquide 1 à Liquides 15 Des courbes de corrélations des peptides sont réalisées pour les différentes souches 20 d'une même espèce, de manière à déterminer les peptides conservant le même comportement quelle que soit la souche utilisée. Ces courbes sont obtenues avec les peptides présentés dans le TABLEAU 2 supra. Les figures 5, 6 et 7 illustrent pour chacune des espèces, la corrélation entre la 25 concentration de bactéries présentes dans l'échantillon et la quantité de peptide mesurée par spectrométrie de masse MRM. Cette corrélation est mesurée entre au moins cinq souches différentes par espèce. Les coefficients de corrélation et les équations des droites de calibration correspondantes figurent dans le TABLEAU 5 ci-dessous. Dans l'équation, x est la quantité de peptide mesurée par MRM en réalisant le ratio de l'aire 30 sous pic chromatographique du peptide naturel divisé par l'aire sous le pic chromatographique du peptide lourd ; Y est la quantité de bactérie calculée en CFU/mL ; ln(x) représente le logarithme népérien de x. 3024903 36 Espèce Protéine Peptide R2 Equation P.aeruginosa A3LLDO ADAAANDTLK 0.96 y e(1.041n(x)+21.1) E.coli ADHE DYVEGETAAK 0.97 y e(0.881n(x)+17.1) S.aureus GUAA LGIELGIPEHLVWR 0.96 y e(1.081n(x)+21.5) TABLEAU 5 Les deux exemples précédents nous permettent de valider l'utilisation de ces peptides pour la quantification de bactéries par spectrométrie de masse MRM, en réalisant une 5 quantification par étalonnage externe avec une gamme de souche pure. Ces exemples nous permettent aussi de valider que les peptides choisis sont représentatifs de la quantité de bactéries présente dans un échantillon. L'équation calculée pour la droite d'étalonnage externe permet ainsi de calculer en 10 CFU/mL la quantité de bactérie présente dans un échantillon inconnu. Echantillon Concentration Concentration d'E. cou i (CFU/ml) Concentration de P. aeruginosa de S. aureus (CFU/ml) (CFU/ml) Liquide1 7.18 107 0 0 Liquide2 1.64 107 0 0 Liquide3 0 0 2.7 107 Liquide4 0 0 4.0 108 Liquide5 1.00 109 0 0 Liquide6 0 0 1.0 109 Liquide7 0 0 5.0 108 Liquide8 0 0 3.5 108 Liquide9 1.39 108 0 0 Liquide10 0 0 3.0 108 Liquide11 1.23 108 0 0 Liquide12 0 0 4.2 108 Liquide13 0 0 3.0 107 Liquide14 0 0 5.0 108 Liquide15 0 0 0 TABLEAU 6 3024903 37 De façon particulièrement avantageuse, le procédé ainsi développé permet de quantifier au moins trois espèces bactériennes dans un échantillon inconnu. Exemple 2 : Mesure du taux d'expression de l'enzyme VanA 5 1. Mise en culture de l'échantillon sur milieu de culture en absence d'antibiotique : Les milieux de culture optimaux et les conditions de culture optimales sont différents selon les espèces de microorganisme. Par défaut l'échantillon est ensemencé sur 10 différents milieux : o gélose Columbia au sang de mouton (référence bioMérieux 43041) pendant 18 à 24 h à 35°C, en atmosphère aérobie ou anaérobie ; o gélose TSA (référence bioMérieux 43011) pendant 18 à 24 h à 37°C. 15 2. Obtention de protéines digérées à partir de microorganismes a) Le protocole suivant est mis en oeuvre en 17 étapes : b) Prélèvement d'une colonie de microorganisme, obtenue selon l'exemple 2 ou 3, ou d'un échantillon enrichi selon l'exemple 1, et mise en suspension 20 dans 10 à 1041 d'une solution d'hydrochlorure de guanidine 6M, 50 mM Tris-HC1, pH=8,0. c) Ajout de dithiothréitol (DTT) pour obtenir une concentration finale de 5mM. d) Réduction pendant 20 minutes à 95°C dans un bain-marie. 25 e) Refroidissement des tubes à température ambiante. f) Ajout d'iodoacétamide pour obtenir une concentration finale de 12,5 mM. g) Alkylation pendant 40 minutes à température ambiante et à l'obscurité. h) Dilution d'un facteur 6 avec une solution de NH4HCO3 50 mM, pH=8.0 pour obtenir une concentration finale en hydrochlorure de guanidine de 1M. 30 i) Ajout de 1 tg de trypsine. j) Digestion à 37°C pendant 6 heures jusqu'à une nuit. k) Ajout d'acide formique à 0,5% jusqu'à un pH inférieur à 4 pour stopper la réaction. 3024903 38 1) Le volume d'échantillon est complété à lmL avec eau/acide formique 0,5% (v/v) m) Equilibrage des colonnes HLB Oasis Waters avec lml de méthanol puis 1 ml H20/acide formique 0,1% (v/v) 5 n) Dépôt de l'échantillon qui s'écoule par gravité o) Lavage avec 1 mL H20/acide formique 0,1% (v/v) p) Elution avec lmL d'un mélange 80% de méthanol et 20% d'eau/acide formique 0,1% (v/v) q) L'éluat est évaporé avec un évaporateur de type SpeedVace SPD2010 10 (Thermo Electron Corporation, Waltham, Massachusetts, Etats-Unis d'Amérique), durant 2 heures, afin d'obtenir un volume d'environ 1041. r) L'éluat est ensuite repris dans une solution eau/acide formique 0,5% (v/v) quantité suffisante pour (QSP) 200111 15 3. Quantification du taux d'expression de l'enzyme VanA L'enzyme VanA confère la résistance à la Vancomycine chez les entérocoques. Le taux d'expression de cet enzyme peut être induit par la présence de la Vancomycine. Sans induction le taux d'expression est également très variable selon les souches 20 bactériennes. Pour mesurer le taux d'expression de VanA, il faut mesurer la quantité de VanA et la quantité de bactéries présentes dans l'échantillon. Le ratio entre ces deux quantités permettra de mesurer le taux d'expression de la protéine VanA. La quantité de VanA présente dans les échantillons est mesurée en utilisant des peptides décrits dans la demande de brevet WO-A-2014/020276. La quantité de bactéries présentes 25 dans les échantillons est mesurée en utilisant des peptides issus des 3 protéines RL29, R519 et RL22. L'enzyme Van A est quantifiée dans 3 échantillons d'Enterococcus faecalis (Echl à Ech3), obtenus à partir de cultures pures, selon la méthode suivante : 30 3024903 39 La colonie de microorganismes est obtenue conformément au paragraphe a), traitée selon le paragraphe b), puis un volume de 541 de protéines digérées est injecté et analysé selon les conditions suivantes : - Chaîne chromatographique Dionex Ultimate 3000 de la société Dionex 5 Corporation (Sunnyvale, Etats Unis d'Amérique). - Colonne Waters BEH130 C18, 2,1mm de diamètre interne, 100mm de long, taille de particule de 3,51.1m (Waters, Saint-Quentin en Yvelines, France). - Solvant A: H20 + 0,1% acide formique. - Solvant B : ACN + 0,1% acide formique. 10 Gradient HPLC défini dans le TABLEAU 7 ci-après. Temps (min) Débit (g1) Solvant A (%) Solvant B (%) 0 300 98 2 3 300 98 2 28 300 63 37 30 300 0 100 38 300 0 100 38.1 300 98 2 45 300 98 2 TABLEAU 7 15 L'éluat en sortie de colonne chromatographique est directement injecté dans la source d'ionisation du spectromètre de masse de type QTRAPe 5500 de la société AB Sciex (Framingham, Massachusetts' Etats Unis d'Amérique). - Les peptides, issus de la digestion des protéines du microorganisme, sont analysés par le spectromètre de masse en mode MRM. Seuls les peptides 20 indiqués dans le TABLEAU 8 sont détectés. Pour cela, le ou les fragments indiqués dans le TABLEAU 8 sont détectés. 3024903 Transition Protéine Peptide Etat de Ion fragment de numéro charge du première précurseur génération 1 VanA IHQEVEPEK 2 y5 monochargé 2 VanA IHQEVEPEK 2 y6 monochargé 3 VanA IHQEVEPEK 2 y7 monochargé 4 VanA LIVLALK 2 y4 monochargé 5 VanA LIVLALK 2 y5 monochargé 6 VanA LIVLALK 2 y6 monochargé 7 VanA LQYGIFR 2 y4 monochargé 8 VanA LQYGIFR 2 y5 monochargé 9 VanA LQYGIFR 2 y6 monochargé 10 VanA MHGLLVK 2 b5 monochargé 11 VanA MHGLLVK 2 y5 monochargé 12 VanA MHGLLVK 2 y6 monochargé 13 VanA MMAAAGIALPELIDR 2 y6 monochargé 14 VanA MMAAAGIALPELIDR 2 y7 monochargé 15 VanA MMAAAGIALPELIDR 2 y8 monochargé 16 VanA NAGIATPAFWVINK 2 y10 monochargé 17 VanA NAGIATPAFWVINK 2 y8 monochargé 18 VanA NAGIATPAFWVINK 2 y9 monochargé 19 VanA SAIEIAANINK 2 y6 monochargé 20 VanA SAIEIAANINK 2 y7 monochargé 21 VanA SAIEIAANINK 2 y8 monochargé 22 VanA SGSSFGVK 2 y5 monochargé 23 VanA SGSSFGVK 2 y6 monochargé 24 VanA SGSSFGVK 2 y7 monochargé 25 VanA SLTYIVAK 2 y4 monochargé 26 VanA SLTYIVAK 2 y5 monochargé 27 VanA SLTYIVAK 2 y6 monochargé 28 VanA VDMFLQDNGR 2 y6 monochargé 3024903 41 29 VanA VDMFLQDNGR 2 y7 monochargé 30 VanA VDMFLQDNGR 2 y8 monochargé 31 VanA VNSADELDYAIESAR 2 y6 monochargé 32 VanA VNSADELDYAIESAR 2 y7 monochargé 33 VanA VNSADELDYAIESAR 2 y8 monochargé 34 VanA YEPLYIGITK 2 y7 monochargé 35 VanA YEPLYIGITK 2 y8 monochargé 36 VanA YEPLYIGITK 2 y8 dichargé 37 RL22 LVIDLIR 2 y4 monochargé 38 RL22 LVIDLIR 2 y5 monochargé 39 RL22 LVIDLIR 2 y6 monochargé 40 RL29 FQLATGQLENTAR 2 y10 monochargé 41 RL29 FQLATGQLENTAR 2 y8 monochargé 42 RL29 FQLATGQLENTAR 2 y9 monochargé 43 RS19 LGEFAPTR 2 y5 monochargé 44 RS19 LGEFAPTR 2 y6 monochargé RS19 LGEFAPTR 2 y7 monochargé TABLEAU 8 Les transitions mentionnées dans le TABLEAU 8 sont détectées en utilisant les paramètres figurant dans les TABLEAUX 9 et 10, ci-dessous. Transition numéro Temps de (m/z) filtré en (m/z) filtré en Energie de rétention Q1 Q3 collision (eV) 1 8,75 554,79 601,32 29 2 8,75 554,79 730,36 29 3 8,75 554,79 858,42 29 4 19,71 385,28 444,32 22 5 19,71 385,28 543,39 22 6 19,71 385,28 656,47 22 7 17,91 448,75 492,29 25 3024903 42 8 17,91 448,75 655,36 25 9 17,91 448,75 783,41 25 10 13,32 399,24 552,3 23 11 13,32 399,24 529,37 23 12 13,32 399,24 666,43 23 13 23,29 786,42 742,41 32 14 23,29 786,42 855,49 31 15 23,29 786,42 926,53 34 16 22,44 751,41 1146,63 38 17 22,44 751,41 974,55 38 18 22,44 751,41 1075,59 38 19 15,89 572,32 630,36 25 20 15,89 572,32 743,44 26 21 15,89 572,32 872,48 25 22 10,67 384,7 537,3 20,5 23 10,67 384,7 624,34 18,5 24 10,67 384,7 681,36 19,5 25 15,29 447,77 430,3 25 26 15,29 447,77 593,37 25 27 15,29 447,77 694,41 25 28 16,64 597,78 702,35 29 29 16,64 597,78 849,42 29 30 16,64 597,78 980,46 27 31 18,52 826,89 646,35 41 32 18,52 826,89 809,42 41 33 18,52 826,89 924,44 41 34 19,2 598,83 807,5 31 35 19,2 598,83 904,55 22 36 19,2 598,83 452,78 25 37 20.55 421.28 516.31 24 38 20.55 421.28 629.4 24 3024903 43 39 20.55 421.28 728.47 24 40 16.75 724.88 1060.54 37 41 16.75 724.88 888.45 37 42 16.75 724.88 989.5 37 43 13.45 445.74 591.32 25 44 13.45 445.74 720.37 25 45 13.45 445.74 777.39 25 TABLEAU 9 Transition numéro Potentiel d'orifice potentiel Potentiel en sortie de cellule de collision Seuil de d'entrée positivité avant QO 1 80 10 35 2000 2 80 10 35 2000 3 80 10 35 2000 4 80 10 35 1400 5 80 10 35 2000 6 80 10 35 2000 7 80 10 35 2000 8 80 10 35 2000 9 80 10 35 1500 10 80 10 35 4000 11 80 10 35 4000 12 80 10 35 4000 13 120 10 18 2000 14 120 10 18 2000 15 120 10 18 2000 16 80 10 35 2000 17 80 10 35 2000 18 80 10 35 2000 19 90 10 15 2000 3024903 44 20 90 10 15 2000 21 90 10 15 2000 22 85 10 24 2000 23 85 10 24 2000 24 85 10 24 2000 25 80 10 35 2000 26 80 10 35 1500 27 80 10 35 2000 28 100 10 17 2000 29 100 10 17 2000 30 100 10 17 2000 31 80 10 35 1000 32 80 10 35 2000 33 80 10 35 2000 34 105 10 20 1400 35 105 10 20 2000 36 105 10 20 2000 37 100 4 35 2000 38 100 4 35 2000 39 100 4 35 2000 40 100 4 35 2000 41 100 4 35 2000 42 100 4 35 2000 43 100 4 35 2000 44 100 4 35 2000 45 100 4 35 2000 TABLEAU 10 - Les autres paramètres machine utilisés sont les suivants : Type de balayage : MRM 5 MRM planifié : oui 3024903 45 Polarité : Positive Source d'ionisation : Turbo VTM (AB Sciex) Réglage Q1 : Filtrage avec résolution unitaire Réglage Q3 : Filtrage avec résolution unitaire 5 Pause inter-scan : 5.00 msec Vitesse de balayage : 10 Da/s Gaz rideau : 50,00 psi Tension de cône : 5500,00 V Température de source : 550,00 °C 10 Gaz de nébulisation : 50,00 psi Gaz chauffant : 40,00 psi Gaz de collision induisant dissociation : 9,00 psi Remplissage dynamique : inactivé Temps de cycle total : 1.2 sec 15 Fenêtre de détection : 90 sec Les aires obtenues pour chacune des transitions et pour chacun des microorganismes étudiés ont été mesurées. Lorsque l'aire d'une transition est supérieure ou égale au seuil de positivité décrit dans le TABLEAU 10, la détection de la transition est considérée 20 comme positive et son signal en unité arbitraire est reporté dans TABLEAU 11. Lorsque l'aire d'une transition est inférieure au seuil de positivité décrit dans le TABLEAU 10, la détection de la transition est considérée comme négative et est notée « 0 » dans le TABLEAU 11. Transition numéro Ech1 Ech2 Ech3 Ech4 Ech5 Ech6 Ech7 Ech8 Ech9 Ech10 Ech11 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 4 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1463 0 5 0 0 0 0 0 0 0 0 0 13020 0 6 2915 0 5471 0 0 0 0 0 0 2647 0 7 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2836 0 8 0 11040 0 0 0 0 0 0 0 10590 0 9 0 6243 0 0 0 0 0 0 0 1869 0 3024903 46 10 0 0 0 0 0 0 0 0 0 8169 0 11 0 0 8101 4026 0 4572 4169 0 0 25590 0 12 0 0 0 0 0 0 0 0 0 8767 0 13 0 2090 0 0 0 0 0 0 0 0 0 14 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 15 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 16 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 17 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 18 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 19 0 0 9028 0 0 0 0 0 0 389800 5610 20 0 0 6689 0 0 0 0 0 0 274700 4391 21 0 11610 7003 0 0 0 0 0 0 245300 4541 22 3069 0 18170 0 0 0 11340 0 0 53270 9942 23 0 0 7476 0 0 0 0 0 0 153400 5372 24 0 0 3490 0 0 0 0 0 0 68260 2667 25 2782 2536 4446 3109 3545 0 4009 2208 3027 3292 4181 26 0 2421 0 0 0 0 0 0 0 1625 0 27 0 0 2153 0 0 0 0 0 0 5453 0 28 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2409 0 29 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 30 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 31 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1028 0 32 0 2210 0 0 0 0 0 0 0 2794 0 33 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2540 0 34 0 0 2089 0 0 2317 0 0 0 33950 1416 35 0 0 7596 0 0 0 0 0 0 179600 5836 36 2158 0 13690 0 0 0 0 0 0 290000 9278 37 1623000 4407000 3504000 694600 1063000 3283000 1951000 774400 294600 935300 949800 38 5766000 14880000 12010000 2500000 3820000 10980000 6640000 2710000 1067000 3290000 3417000 39 690300 1884000 1437000 306600 462500 1389000 813000 317900 124500 393800 398200 40 525500 624600 588800 236800 297600 430300 326400 117700 139800 210800 170400 41 1005000 1169000 1122000 448000 569300 810600 626100 225900 260300 417500 321500 42 749600 926300 861500 336700 436500 635000 481100 175700 206800 316100 256300 43 3261000 3658000 3390000 1286000 1685000 3011000 2298000 954400 607700 1409000 1154000 44 1239000 1442000 1346000 497800 680500 1194000 900600 346300 232900 535000 462900 45 3836000 4295000 4080000 1542000 2065000 3715000 2668000 1079000 727500 1616000 1400000 TABLEAU 11 Lorsque les trois transitions d'un même peptide sont notées supérieure à « 0 », la détection du peptide est considérée comme positive. L'aire de l'ensemble des 5 transitions des peptides positifs VanA est sommé pour mesuré la quantité de protéine 3024903 47 VanA. De même l'ensemble des aires des peptides des protéines RL22, RL29 et RS19 est sommé pour mesuré la quantité de bactérie. Le ratio de la somme des aires des peptides VanA sur la somme des aires des peptides des protéines RL22, RL29 et RS19 permet de mesurer le taux d'expression relative de la protéine VanA dans la souche 5 bactérienne de l'échantillon testé. Ce taux d'expression relatif peut également être exprimé en pourcentage du taux d'expression de l'échantillon ayant le plus fort taux d'expression relatif de VanA, ici l'échantillon Ech10. Echantillon Quantité de Quantité de Taux Taux d'expression de VanA VanA bactérie d'expression exprimé en pourcentage du (unité (unité relatif de VanA taux d'expression de arbitraire) arbitraire) l'échantillon Ech10 Ech1 0 18695400 0 0 Ech2 0 33285900 0 0 Ech3 75231 28339300 0,002654653 1,43 Ech4 0 7848500 0 0 Ech5 0 11079400 0 0 Ech6 0 25447900 0 0 Ech7 0 16704200 0 0 Ech8 0 6701300 0 0 Ech9 0 3661100 0 0 Ech10 1688280 9123500 0,185047405 100 Ech11 49053 8530100 0,005750577 3,11 TABLEAU 12 10 De façon particulièrement avantageuse, les quantités de VanA et de bactérie ont été mesurées de façon simultanée à l'aide de la même méthode MRM et nous avons ainsi pu mesurer en une seule analyse le taux d'expression relatif de VanA. Il est ainsi possible de constater très facilement que l'échantillon Ech10 à un taux d'expression 15 très élevé de VanA par rapport aux autres échantillons, que les échantillons Ech3 et Echl 1 ont un taux d'expression faible et tous les autres échantillons ont un taux d'expression nul. 3024903 48 Références bibliographiques [1] J. Anhalt & C. Fenselau, 1975, Anal. Chem., 47(2) :219-225. [2] A. Fox et al, ed., 1990, Analytical microbiology methods : chromatography and 5 mass spectrometry, Plenum Press, New York, N.Y. [3] M. Claydon et al, 1996, Nature Biotech. 14 :1584-1586. [4] T. Krishnamurthy & P. Ross, 1996, Rapid Com. Mass Spec., 10 :1992-1996. [5] P. Seng et al. 2009, Clin. Infect. Dis., 49 :543-551. [6] A. Otto et al. 2012, Curr Opin Microbiol. 15(3):364-72. 10 [7] P. Dalgaard et al. 1994, Int J Food Microbiol, 23(3-4):391-404. [8] TJ. Gentry et al. 2006, Microb Ecol., 52(2):159-75. [9] CY. Cohen et al. 1989, J Clin Microbiol, 27(6): 1250-1256. [10] R. Everley et al., 2009, J. Microbiol. Methods, 77:152-158. [11] W.-J. Chen et al., 2008, Anal. Chem., 80 : 9612-9621 15 [12] D. Lopez-Ferrer et al., 2008, Anal. Chem., 80 :8930-8936 [13] D. Lopez-Ferrer et al., 2005, J. Proteome res., 4(5) : 1569-1574 [14] T. Fortin et al., 2009, Mol. Cell Proteomics, 8(5) : 1006-1015. [15] H. Keshishian et al., 2007, Mol. Cell Proteomics, 2212-2229. [16] J. Stal-Zeng et al., 2007, Mol. Cell Proteomics, 1809-1817. 20 [17] Gaskell, Electrospray: principles and practise, 1997, J. Mass Spectrom., 32, 677- 688). [18] V. Fusaro et al., 2009, Nature Biotech. 27, 190-198. [19] J. Mead et al., 15 nov 2008, Mol. Cell Proteomics, E-pub. [20] F. Desiere et al., 2006, Nucleic Acids Res., 34(database issue) : D655-8). 25 [21] L. Anderson & C. Hunter, 2006, Mol. Cell Proteomics, 573-588). [22] B. Han & R. Higgs, 2008, Brief Funct Genomic Proteomic.,7(5):340-54). [23] K.-Y. Wang et al., 2008, Anal Chem, 80(16) 6159-6167). [24] J. Bundy & C. Fenselau, 1999, Anal. Chem. 71: 1460-1463. [25] JD. Venable et al. 2004, Nat Methods.1(1):39-45. 30 [26] HL. Riist et al.2014 Nat Biotechnol. 32(3):219-23. [27] RS. Plumb et al, 2006, Rapid Commun Mass Spectrom. 20(13):1989-94. [28] K-C Ho et al., 2004, Anal. Chem. 76 : 7162-7268. 3024903 49 [29] Y.S. Lin et al., 2005, Anal. Chem., 77: 1753-1760. [30] S. Vaidyanathan et al., 2001, Anal. Chem., 73 :4134-4144. [31] P. Seng et al., 2009, Clin. Infect. Dis., 49 :543-551. [32] Manes N. et al., 2007, Mol. & Cell. Proteomics, 6(4): 717-727. 5 [33] R. Nandakumar et al., 2009, Oral Microbiology Immunology, 24 :347-352). [34] L. Hernychova et al., 2008, Anal. Chem., 80 :7097-7104. [35] J.-M. Pratt et al., 2006, Nat. Protoc., 1:1029-1043. [36] V. Brun et al., 2007, Mol. Cell Proteomics, 2139-2149. REVENDICATIONS1. Procédé de quantification d'au moins un groupe de microorganismes par analyse en spectrométrie de masse, ledit procédé comprenant une étape consistant à mesurer la quantité d'au moins un peptide représentatif ou d'au moins une protéine représentative dudit groupe de microorganismes jouant le rôle de marqueur(s) de quantification, la quantité dudit ou desdits marqueur(s) de quantification étant directement corrélable à la quantité du au moins un groupe de microorganismes. 2. Procédé selon la revendication 1, comprenant une étape consistant à réaliser l'identification du au moins un groupe de microorganismes simultanément à la quantification dudit au moins un groupe de microorganismes. 3. Procédé selon la revendication 1 ou 2, dans lequel la spectrométrie de masse est de type MS, MS/MS ou MS suivie d'une spectrométrie de type MS/MS. 4. Procédé selon la revendication précédente, dans lequel la spectrométrie de masse de type MS est une spectrométrie de masse de type MALDI-TOF. 5. Procédé selon la revendication 3, dans lequel la spectrométrie de masse de type MS/MS est une spectrométrie de masse de type PRM, SRM, MRM, DDA (data dependent acquisition) ou DIA (data independent acquisition). 6. Procédé selon l'une des revendications précédente, dans lequel les microorganismes sont pris dans le groupe comportant : les baetéries, les levures, les moisissures, les virus. 7. Procédé selon l'une des revendications précédentes, dans lequel le groupe de microorganismes est constitué par une espèce, un genre ou une famille de microorganismes. 8. Procédé selon l'une des revendications précédentes, dans lequel un groupe de 3024903 51 microorganismes est constitué par l'espèce Pseudomonas aeruginosa. 9. Procédé selon la revendication précédente, dans lequel au moins un marqueur de quantification est le peptide de séquence SEQ ID N°6. 5 10. Procédé selon l'une des revendications 1 à 7, dans lequel un groupe de microorganismes est constitué par l'espèce Escherichia cou. 11. Procédé selon la revendication précédente, dans lequel le au moins un marqueur 10 de quantification est le peptide de séquence SEQ ID N°2. 12. Procédé selon l'une des revendications 1 à 7, dans lequel un groupe de microorganismes est constitué par l'espèce Staphylococcus aureus. 15 13. Procédé selon la revendication précédente, dans lequel le au moins un marqueur de quantification est le peptide de séquence SEQ ID N°4. 14. Procédé selon l'une des revendications 1 à 7, dans lequel un groupe de microorganismes est constitué par la famille des Entérobactéries. 20 15. Procédé selon la revendication précédente, dans lequel le au moins un marqueur de quantification est le peptide de séquence SEQ ID N°8. 16. Procédé de mesure du taux d'expression d'au moins un peptide et/ou d'au 25 moins une protéine d'intérêt d'un groupe de microorganismes, par spectrométrie de masse, ledit procédé comprenant les étapes suivantes : a) Mesurer la quantité du au moins un peptide d'intérêt et/ou de la au moins une protéine d'intérêt, b) mesurer la quantité d'au moins un peptide représentatif ou d'au moins 30 une protéine représentative dudit groupe de microorganismes jouant le rôle de marqueur(s) de quantification, la quantité dudit ou desdits marqueur(s) de quantification étant directement corrélable à la quantité du au moins un groupe de microorganismes, 3024903 52 c) déduire le taux d'expression du au moins un peptide et/ou de la au moins une protéine d'intérêt dudit groupe de microorganismes. 17. Procédé selon la revendication précédente, comportant une étape 5 complémentaire b1) consistant à déterminer la quantité du au moins un groupe de microorganismes à partir de la quantité dudit ou desdits marqueur(s) de quantification, obtenue à l'étape b). 18. Procédé selon l'une des revendications 1 ou 17, dans lequel ledit ou lesdits 10 marqueur(s) de quantification est (sont) pris dans le groupe des peptides de séquence SEQ ID N° 10, 12 ou 14.