Brevet FR3002355A1 — publié le 20140822

L'invention se rapporte au domaine de la culture de microorganismes. En particulier, la présente invention se rapporte à des systèmes et procédés de surveillance de culture de microorganismes photosynthétiques, par exemple pour surveiller plusieurs cultures de microalgues. Les microalgues sont des organismes unicellulaires, ubiquistes des environnements aquatiques, et présents sur toute la planète et par tous les climats. La diversité de ces organismes unicellulaires est estimée à plusieurs centaines de milliers à plusieurs millions d'espèces. Comme pour les plantes supérieures, ces cellules ont la particularité de réaliser la photosynthèse autotrophe en mobilisant des pigments chlorophylliens pour capter des photons. Leur importante diversité, ainsi que des taux de croissance nettement supérieurs aux plantes terrestres, et un métabolisme similaire à ces plantes terrestres (accumulation de lipides, d'amidon, protéines...), les positionnent avantageusement pour les applications des filières biomasse ou bioénergie. Une culture des microalgues peut être réalisée dans des systèmes dits ouverts, tels que des lagunes ou des étangs ou dans des systèmes fermés, par exemple des photobioréacteurs. Les cultures en photobioréacteur sont notamment dédiées à la production de microorganismes à haute valeur ajoutée ou à la recherche et développement en raison des coûts de fonctionnement et des investissements nécessaires élevés pour un tel système. Ces photobioréacteurs peuvent être déployés en extérieur ou dans un laboratoire. W02011060107 décrit un système et un procédé selon lesquels une algue est cultivée dans un photobioréacteur. Des capteurs sont utilisés pour contrôler la turbidité de la culture d'algue afin de surveiller la densité de la culture. Un colorimètre et/ou un capteur de fluorescence de la chlorophylle peuvent être utilisés. Selon un mode de réalisation, l'invention fournit un procédé de surveillance d'une culture de microorganismes photosynthétiques, le procédé comportant : - capturer une image numérique en couleurs de la culture de microorganismes à l'aide d'un dispositif de capture d'images numériques, - calculer une composante de couleur d'une zone de l'image numérique, - déterminer une distribution de la composante de couleur dans le temps et/ou dans l'espace de la zone de l'image numérique, - analyser la distribution de la composante de couleur pour détecter une anomalie de développement de la culture de microorganismes. Selon des modes de réalisation, un tel procédé peut comporter une ou plusieurs des caractéristiques suivantes. Selon des modes de réalisation, l'organe de capture d'image est une caméra numérique ou un appareil photo numérique. Selon des modes de réalisation, la composante de couleur est sélectionnée dans le groupe consistant en la luminance L*, la chrominance a* et la chrominance b*, le calcul de la composante comportant une étape de conversion des informations de couleur de ladite zone de l'image numérique vers le modèle L*a*b*. Selon des modes de réalisation, le procédé comporte : - sélectionner des informations de couleur d'une seconde zone de ladite image numérique, les informations de couleur de la première zone de l'image numérique correspondant à une première culture de microorganismes, les informations de couleur de la deuxième zone de l'image numérique correspondant à une deuxième culture de microorganisme indépendante de la première culture de microorganismes, - calculer une deuxième composante de couleur à partir des informations de couleur de ladite deuxième zone à l'aide de ladite loi de conversion, - déterminer une deuxième distribution de la composante de couleur dans le temps et/ou dans l'espace de la deuxième zone de l'image numérique, - analyser la deuxième distribution de la composante de couleur pour détecter une anomalie de composante de couleur de la deuxième culture de microorganismes. Selon des modes de réalisation, l'étape consistant à calculer une composante de couleur comporte une étape de calcul d'une composante de couleur moyennée dans l'espace de la zone de l'image numérique, et l'étape de détermination d'une distribution de la composante de couleur comporte une étape d'enregistrement d'une évolution temporelle de la composante de couleur moyennée associée à une indication temporelle de mesure dans une mémoire. Selon des modes de réalisation, l'étape consistant à analyser la distribution de la composante de couleur comporte une étape consistant à comparer l'évolution temporelle de la composante de couleur à une évolution temporelle de référence de la distribution de la composante de couleur. Selon des modes de réalisation, l'étape consistant à analyser la distribution de la composante de couleur comporte une étape consistant à calculer une dérivée de l'évolution temporelle de la composante de couleur dans le temps et à détecter une anomalie de développement de la culture en réponse à un changement de signe de ladite dérivée en fonction du temps. Selon des modes de réalisation, on détermine une distribution spatiale de la composante de couleur dans l'espace de la zone de l'image numérique, la distribution spatiale comportant une pluralité de valeurs de composante de couleurs, correspondants à des portions différentes de la zone de l'image numérique. Selon des modes de réalisation, l'étape consistant à analyser la distribution spatiale de la composante de couleur comporte une étape consistant à déterminer un écart-type ou une variance de ladite pluralité de valeurs de composante de couleur. Selon des modes de réalisation, l'étape consistant à analyser la distribution spatiale de la composante de couleur comporte une étape consistant à comparer la distribution spatiale de ladite composante de couleur à une distribution spatiale de référence. Selon des modes de réalisation, l'étape consistant à analyser la distribution spatiale de la composante de couleur comporte une étape consistant à déterminer un gradient moyen de la distribution spatiale de la composante de couleur et une étape de comparaison du gradient moyen à un gradient moyen maximum admissible. Selon des modes de réalisation, le procédé comporte une étape consistant à détecter une décantation ou une sédimentation de la culture en réponse au résultat de l'analyse de la distribution spatiale de la composante de couleur. Selon des modes de réalisation, le procédé comporte une étape consistant à détecter la formation d'un biofilm ou une floculation dans la culture en réponse au résultat de l'analyse de la distribution spatiale de la composante de couleur. Selon des modes de réalisation, le procédé comporte en outre une étape consistant à déterminer une densité cellulaire de la culture de microorganismes en fonction d'une composante de luminance de la zone d'image. Selon des modes de réalisation, le procédé comporte en outre une étape consistant à déterminer une concentration de pigments de la culture de microorganismes en fonction d'une composante de chrominance de la zone d'image. Selon des modes de réalisation, le procédé comporte en outre une étape de calibration des informations de couleur, l'étape de calibration des informations de couleur comportant : - sélectionner des informations de couleur d'une mire dans une zone de référence de l'image numérique, - comparer les informations de couleur de la mire à une information de couleur de référence, - modifier les informations de couleur en fonction du résultat de ladite comparaison. Selon des modes de réalisation, l'invention fournit aussi un dispositif de surveillance d'une culture de microorganismes photosynthétiques, le dispositif comportant : - un dispositif de capture d'image numérique apte à capturer une image numérique en couleur de la culture de microorganismes, - un système de traitement apte à recevoir l'image numérique capturée par le dispositif et comportant un module d'analyse apte à calculer une composante de couleur d'une zone de l'image numérique, déterminer une distribution de la composante de couleur dans le temps et/ou dans l'espace de la zone de l'image numérique, et analyser la distribution de la composante de couleur pour détecter une anomalie de développement de la culture de microorganismes. L'invention part du constat que les cultures de microorganismes photosynthétiques nécessitent d'avoir un accès à une source lumineuse artificielle ou naturelle permettant la multiplication des microorganismes. Par exemple cet accès peut être une portion transparente d'un photobioréacteur permettant au microorganisme du photobioréacteur de capturer la lumière d'une source lumineuse artificielle, ou peut être une partie supérieure d'une culture ouverte recevant la lumière du soleil. Cela implique qu'il est généralement possible d'observer directement la culture au travers de ce même accès. Une idée à la base de l'invention est de surveiller l'état physiologique d'une culture de microorganismes en capturant une image numérique en couleur de la culture et en réalisant une analyse de couleur sur une zone de l'image, l'analyse étant réalisée en calculant de composantes de couleurs à partir d'informations de couleurs correspondant à ladite zone de l'image numérique, par exemple les données de couleurs associées aux pixels de l'image numérique. Certains aspects de l'invention partent de l'idée de surveiller plusieurs cultures à l'aide d'un unique appareil numérique comportant un champ de vision suffisamment large pour capturer une image numérique desdites cultures. Certains aspects de l'invention partent de l'idée de surveiller une culture en surveillant l'évolution des composantes de couleur de la zone analysée en fonction du temps ou en fonction de la position de la composante de couleur dans ladite zone. Certains aspects de l'invention partent de l'idée de fournir un tel système de suivi avantageux économiquement et adaptable à la plupart des systèmes de culture de microorganismes photosynthétiques. L'invention sera mieux comprise, et d'autres buts, détails, caractéristiques et avantages de celle-ci apparaîtront plus clairement au cours de la description suivante de plusieurs modes de réalisation particuliers de l'invention, donnés uniquement à titre illustratif et non limitatif, en référence aux dessins annexés. Sur ces dessins : - La figure 1 est une représentation schématique d'un système de suivi de culture de microalgues réalisée dans des photobioréacteurs. - La figure 2 est une représentation schématique d'une image prise par une caméra du système de suivi de la figure 1. - La figure 3 est un graphique représentant une courbe de l'évolution de la 15 Luminance L* et une courbe d'absorbance à 680nm mesurée pour une culture d'un photobioréacteur de la figure 2 en fonction du temps. - La figure 4 est un graphique représentant la même courbe de Luminance que la figure 3 ainsi qu'une courbe d'absorbance à 680nm mesurée pour la même culture. - La figure 5 est un graphique représentant une courbe de l'évolution de la 20 Chrominance a* et le dosage de chlorophylle mesuré pour la culture correspondant à la figure 3 pour le même intervalle de temps. - Les figures 6 et 7 sont des graphiques de la chrominance a* et de la luminance L* mesurées au cours du temps d'une culture où aucun incident de culture n'a eu lieu. - Les figures 6 et 7 sont des graphiques de la chrominance a* et de la luminance 25 L* mesurées au cours d'une culture similaire dans laquelle un incident de culture a eu lieu. - La figure 10 est une représentation schématique d'une zone de surveillance observée par la caméra illustrant une décantation dans une culture. - La figure 11 est un graphique de la chrominance a* en fonction de la hauteur dans la zone de surveillance de la figure 10. 30 - La figure 12 est une représentation schématique d'une zone de surveillance observée par la caméra illustrant la présence d'un biofilm - La figure 13 est un graphique de la chrominance a* en fonction de la hauteur dans la zone de surveillance de la figure 12. La figure 1 représente de manière schématique un système de surveillance de culture de microorganismes photosynthétiques. Sur cette figure on peut observer une pluralité de photobioréacteurs cylindriques 1. Une caméra numérique 2 est positionnée en face des photobioréacteurs 1 et permet de capturer des images numériques en couleur des photobioréacteurs 1 à intervalles réguliers. En effet, la caméra est positionnée à une distance suffisante des photobioréacteurs 1 et possède un champ de vision 3 suffisamment large pour observer les photobioréacteurs 1 sur chaque image capturée. Les photobioréacteurs 1 sont chacun constitués d'une enveloppe tubulaire transparente 5 remplie en partie d'une culture de microalgues vertes 6 destinées à se multiplier dans un effluent urbain. Ces photobioréacteurs 1 sont soumis à une source lumineuse artificielle favorisant la multiplication des cellules qui peut être interne au tube 5 ou externe. Un système d'agitation, non représenté, est présent dans chaque photobioréacteur 1 afin d'homogénéiser la répartition des microalgues dans le fluide. Les cultures de microalgues 6 sont réalisées en mode batch sur un effluent urbain. La caméra 2 est reliée à un ordinateur 4 qui permet d'enregistrer les images capturées et de réaliser une analyse logicielle des images numériques au travers d'un module d'analyse. Une image 58 capturée par la caméra 2 est représentée schématiquement sur la figure 2. On peut voir sur cette image 58 que la caméra 2 permet de suivre dix photobioréacteurs 1 alignés. Pour cela, la caméra 2 est orientée selon une direction oblique par rapport à l'alignement des photobioréacteurs 1. Des cadres 7 sont représentés sur la figure 2. Ces cadres 7 délimitent des zones de surveillance 8 de l'image 58 qui sont suivies par le module d'analyse. En particulier, le module d'analyse sélectionne la zone 9 dans l'image 58 qui est délimité par le premier cadre 10 pour surveiller le statut de la culture 6 présente dans le photobioréacteur 1 correspondant. Le module d'analyse surveille donc les zones de surveillance 8 correspondant chacune à une culture 6 différente et indépendante. Ainsi, on remarque que le module d'analyse suit l'état des six photobioréacteurs 1 situés dans un premier plan de l'image 58 au travers de six zones de surveillance 8. Ces zones de surveillance sont chacune illustrées et délimitées sur la figure 2 par un cadre 7. Ces zones de surveillance sont déterminées par un opérateur humain à l'aide de l'ordinateur 4, par exemple à l'aide de coordonnées en pixels des cadres 7 dans l'image 58 numérique. Plus précisément, le module d'analyse surveille l'évolution de chaque culture 6 en fonction des couleurs mesurées dans les zones de surveillance 8. En particulier, le système de surveillance permet de suivre la croissance de chacune des cultures de microalgues 6 ainsi que leur état physiologique à partir des couleurs mesurées par la caméra 2 en fonction de l'état pigmentaire de la culture correspondante. En effet, on constate une variation de la turbidité et de la couleur de la culture de microalgues 6 lors de son développement au cours du temps dans un photobioréacteur. L'évolution de la turbidité est associée à la fois à la multiplication des cellules et à l'évolution des pigments. L'évolution de la couleur est principalement associée à la pigmentation de la culture, notamment aux pigments chlorophylliens ainsi qu'aux pigments intracellulaires secondaires. Les pigments secondaires varient en fonction de l'espèce, et sont à titre illustratif l'astaxanthine ou le béta-carotène. De plus, l'évolution de la couleur est fonction de la turbidité. L'état des pigments photosynthétiques et des pigments secondaires dépendent à la fois de l'espèce de la cellule et du métabolisme cellulaire. Ainsi, les conditions de culture ont un effet sur l'état pigmentaire. Ces conditions concernent par exemple les nutriments, la température et l'intensité lumineuse auxquelles est soumise la culture 6. Par exemple, en cas de carence azotée de la culture de microalgues vertes 6, la pigmentation disparait des microalgues en passant progressivement du vert au blanc jaune. Indépendamment de l'état pigmentaire, l'augmentation de la concentration en microalgues se traduit par une augmentation de la turbidité de la culture mais aussi une variation de la couleur. La couleur est donc un bon indicateur de la croissance et de l'état physiologique des cellules. Ainsi, le module d'analyse traite les couleurs mesurées dans les zones de surveillances 8 pour surveiller l'état de croissance et l'état physiologique des cultures 6. A cet effet, le module d'analyse utilise les images capturées par la caméra 2 numérique et détermine des valeurs de composantes de couleur pour chacune des cultures 6 surveillées. Afin de suivre l'évolution d'une culture 6 au cours du temps, ces composantes de couleur sont mesurées à des intervalles de temps réguliers. En particulier, le module d'analyse surveille l'évolution de la couleur de la première culture 6 au cours du temps, afin d'identifier des accidents de culture à l'aide de composantes de couleur de la zone de surveillance 9. Le module d'analyse peut ainsi identifier une floculation, une décantation, une lyse cellulaire, une invasion de prédateur ou même la formation d'un biofilm. A cet effet, la caméra 2 réalise des prises de vue à un intervalle régulier, par exemple de 15 minutes. Les images numériques obtenues suite à ces prises de vue sont enregistrées dans l'ordinateur 4. Le module d'analyse sélectionne ensuite les données de couleurs correspondant à la zone de surveillance 9 dans les images numériques enregistrées. Les données de couleurs comportent, pour chaque pixel de la zone surveillée, des données de couleur associées à ce pixel. Trois types de surveillance réalisés simultanément par le module d'analyse pour surveiller la première culture 6 vont maintenant être présentés. Ces trois types de surveillance sont réalisés par le module d'analyse à l'aide des données de couleurs de la zone de surveillance 9. Détection de lyse Un premier type de surveillance permet d'identifier une lyse des cellules. Pour cela, le module d'analyse étudie temporellement l'évolution de composantes de couleur L* et a* dans la zone 9. En effet, le système de surveillance calcule une couleur moyenne de la zone 9 en fonction des données de couleur de chacun des pixels de cette zone 9. Ensuite, le module d'analyse décompose la couleur moyenne selon trois composantes L*, a* et b* correspondant au modèle de représentation des couleurs CIE Lab. Les composantes L*, a* et b* caractérisent une couleur à l'aide d'un paramètre de Luminance L* correspondant à l'intensité et de deux paramètres de Chrominance a* et b* qui décrivent la couleur. Ainsi, la luminance L* décrit la clarté et varie de 0, correspondant au noir, à 100, correspondant au blanc. La composante a* représente la gamme de couleur évoluant depuis le rouge, qui correspond à une chrominance a* positive, à une couleur verte, qui correspond à une chrominance a* négative. La composante b* représente quant à elle la gamme de couleur évoluant depuis le jaune, qui correspond à une chrominance b* positive, à une couleur bleue, qui correspond à une chrominance b* négative. Une valeur nulle pour la chrominance a* et/ou la chrominance b* correspond au gris. Dans le modèle de représentation des couleurs CIE Lab, les distances entre les couleurs correspondent aux différences perçues par l'oeil humain. Ainsi, ce modèle est proche de la perception humaine des couleurs. Les figures 3 à 5 mettent en évidence l'avantage d'une telle décomposition des couleurs en composantes de couleur L*, a* et b*. Ces figures illustrent l'évolution de certaines de ces composantes mesurées et correspondant à la zone de surveillance 9. Ces mesures sont réalisées lors de l'évolution de la culture 6 et notamment lors de la multiplication des cellules dans l'effluent urbain à partir d'un état initial dans lequel une quantité peu importante de cellules photosynthétiques est présente. La figure 3 représente une courbe 11 de l'évolution de la Luminance L* qui correspond à la couleur moyenne dans la zone 9 au cours du temps. L'axe des ordonnées 12 représente la Luminance L*, pour laquelle la graduation est indiquée par l'échelle 13. L'axe des abscisses 14 correspond au temps en jours. On remarque, lors des trois premiers jours de la culture 6, une première phase 15 durant laquelle la luminance de la culture est élevée (supérieure à 45). A partir du troisième jour on remarque une phase de chute de la luminance 16, suivie d'un palier 17 à partir de t=4,5 jours dans lequel la luminance varie entre 20 et 30. A titre informatif, une courbe 18 est représentée sur la figure 3. Cette courbe 18 rapporte l'absorbance à une longueur d'onde de 680nm mesurée au cours de la période de mesure de la Luminance L*. L'échelle 19 indique la graduation de l'absorbance. L'absorbance est mesurée grâce à des prélèvements quotidiens réalisés dans la culture 6. On observe que les différentes phases 15, 16 et 17 identifiables sur la courbe de luminance 11 sont identifiables sur la courbe d'absorbance 18. Ainsi, un premier palier 20, dans lequel l'absorbance est d'environ 0.5, correspond à la première phase 15. Ce palier 20 est suivi d'une brusque montée de l'absorbance 21 à partir du troisième jour. Cette montée de l'absorbance 21 correspond à la phase de chute de luminance 16. Finalement, à partir du quatrième jour, l'augmentation de l'absorbance se stabilise 22, ce qui correspond au palier 17 de la courbe 11. Une telle observation peut également être faite en comparant la courbe de luminance 11 au nombre de cellules mesuré dans la culture 6 comme cela est notamment apparent sur la figure 4. En effet, la figure 4 représente la courbe de luminance 11 de la figure 3 ainsi qu'une courbe 23 de densité de cellules mesurée durant la phase de multiplication des cellules photosynthétiques. Le nombre de cellules est également mesuré grâce à des prélèvements quotidiens réalisés dans la culture 6. On remarque sur cette figure une corrélation entre une phase de croissance 24 du nombre de cellules et la première phase 15 et la chute de luminance 16 de la courbe 11. Cette phase de croissance est suivie d'une stabilisation du nombre de cellules 25 à partir du quatrième jour, ce qui correspond au palier 17 de la courbe 11. Le graphique de la figure 4 permet d'établir un tableau de corrélation quantitatif entre la luminance et la densité cellulaire Un tel tableau de corrélation peut être exploité par la suite pour estimer automatiquement la densité cellulaire et son évolution au cours du temps à partir de mesures de luminance. Cette corrélation entre les grandeurs physiques de la culture et une composante de couleur peut également être observée dans la figure 5. Cette figure illustre une courbe d'évolution de la chrominance a* 26 dont l'échelle est représentée sur la gauche du graphique. On peut observer sur cette courbe que la chrominance a* est faible (entre -17 et -10) dans une première phase 27 jusqu'au troisième jour et diminue ensuite fortement jusqu'à environ -25 à t=4,5 jours comme cela est indiqué par le numéro 28. La chrominance a* se stabilise ensuite à une valeur d'environ -28 dans une phase 29. La figure 5 présente en outre une courbe du dosage de chlorophylle 24 réalisé par prélèvements quotidiens dans la même culture 6 et dont l'échelle est représentée sur la droite du graphique. On remarque que le profil général du dosage de chlorophylle correspond au profil de la chrominance a* car celle-ci comporte également un premier palier 31 dans lequel le dosage de chlorophylle est entre 0 et 1 itg/mL. Le premier palier 31 est suivi d'une forte augmentation de la chlorophylle 32 à partir du troisième jour, et finalement un palier 33 dans lequel le dosage en chlorophylle est environ égal à 4 ilg/mL. Ainsi, on peut observer sur les figures 3 à 5 que l'analyse de la couleur d'une zone de la culture permet d'obtenir des profils d'évolution de composantes de couleur similaires aux profils d'évolution de l'absorbance, de la densité cellulaire ou de la concentration en chlorophylle. Ainsi, il est possible de surveiller l'état de croissance de la culture 6 sans réaliser de prélèvement directement dans la culture 6. Plus précisément, il est possible de déterminer à partir d'images numériques des cultures 6 une approximation de la densité optique, de la turbidité et/ou de la densité cellulaire grâce à la Luminance L* et donc de surveiller l'évolution de la croissance de la culture. De plus, il est possible de déterminer une approximation de la concentration de chlorophylle et de l'état physiologique des cellules grâce à la chrominance a*. De la même manière, les concentrations en pigments d'autres natures et l'évolution de ces concentrations peuvent être estimées à l'aide de la chrominance b* en exploitant des données de corrélation acquises de manière expérimentale auparavant. Ainsi, le module d'analyse peut identifier à l'aide de ces composantes une lyse cellulaire. Pour cela, le module d'analyse enregistre les valeurs horodatées de la Luminance L* et de la chrominance a* correspondant aux couleurs moyennes mesurées pour la zone de surveillance 9. Les figures 6 et 7 illustrent une courbe de valeurs de chrominance a* 34 et une courbe de valeurs de luminance L* 35 mesurées par le module d'analyse au cours du temps pour une culture réalisée sans incident. On remarque sur ces figures, dont le profil est semblable aux figures 3 à 5, que l'augmentation de la concentration en cellules intensifie la couleur verte et provoque donc une diminution de la chrominance a* au cours du temps. De manière analogue, l'augmentation du nombre de cellule provoque l'augmentation de la turbidité et fait donc tendre la Luminance L* vers 0. A des fins de calibration, le module d'analyse génère et enregistre des courbes de référence de luminance L* et de chrominance a* en enregistrant les mesures réalisées au cours d'une pluralité de cultures successives réalisées sans incident de culture dans le même photobioréacteur 1. Une courbe moyenne de luminance et une courbe moyenne de chrominance sont calculées à partir de cette pluralité de courbes. Ces courbes moyennes représentent ainsi les courbes de référence dans lesquelles le module d'analyse se base pour détecter des anomalies dans les cultures 6 réalisées dans le même photobioréacteur 1. Les figures 8 et 9 présentent une courbes de chrominance a* 36 (figure 8) et une courbe Luminance L* 37 (figure 9). Ces courbes 36 et 37 correspondent à une culture réalisée dans le même photobioréacteur 1 que les figures 6 et 7 et dans laquelle une lyse des cellules a lieu. Plus précisément, un évènement identifié par la flèche 38 vient provoquer une lyse des cellules. Un tel évènement provoquant une telle lyse des cellules peut être un accident de culture comme par exemple la contamination de la culture par un agent physique ou chimique toxique pour les microorganismes, ou même un agent biologique, par exemple une invasion de prédateurs. Cette lyse des cellules induit une variation de l'évolution de la chrominance a* par rapport à la courbe de référence. En effet, la chrominance a*, après avoir diminué selon un profil similaire à la courbe 34 de la figure 6, augmente brusquement suite à l'événement 38 Comme on peut l'observer par la pente 39 sur la courbe 36. De manière analogue, la lyse des cellules provoque une évolution anormale de la courbe de Luminance L* 37, qui présente une forte augmentation 40 à partir de l'évènement 38. Afin d'identifier cette lyse des cellules, le module d'analyse compare les valeurs mesurées de Luminance et de chrominance par rapport aux courbes de référence. Le module d'analyse détecte alors des écarts de la valeur de luminance L* et de la valeur de chrominance a* par rapport aux courbes de référence qui sont supérieurs à un écart minimum. Lorsque cet écart est détecté pendant une durée de dépassement maximale autorisée At, le module d'analyse conclut à une anomalie dans le photobioréacteur. L'écart minimum représente la variation naturelle des valeurs de luminance et de chrominance entre plusieurs cultures différentes réalisées dans un même photobioréacteur 1 et est illustré par les courbes pointillées 41 et 42 pour la chrominance, ainsi que par les courbes 43 et 44 pour la luminance. Suite à la détection de cette anomalie, le module d'analyse transmet une alerte de lyse cellulaire à l'opérateur humain au travers d'une interface graphique, par exemple à l'aide d'une indication d'alerte associée à un numéro identifiant le photobioréacteur concerné sur un écran de l'ordinateur 4. Dans une variante, le module d'analyse signale une alerte en cas de variation indépendante et brusque de la chrominance a* ou b* ou de la luminance L* pendant une durée de dépassement minimale At. En effet, dans le cas d'une dépigmentation, le profil d'évolutions de la luminance L* peut être moins affecté que le profil de la chrominance a*. Ainsi, la surveillance indépendante de la chrominance a* permet d'identifier une anomalie de pigmentation. Détection d'hétérogénéités Le deuxième type et le troisième type de surveillance vont maintenant être présentés en se référant aux figures 10 à 13. Ces types de surveillance prennent en compte la répartition spatiale des couleurs dans chaque zone de surveillance et permettent notamment de surveiller l'homogénéité de la culture. En particulier, le second procédé de surveillance permet au module d'analyse d'évaluer l'hétérogénéité de la zone de surveillance pour détecter une sédimentation ou une décantation de la culture 6. Une telle décantation peut notamment avoir lieu lorsqu'un problème technique bloque de dispositif d'agitation dans le photobioréacteur 1. Une zone 45 présentant des caractéristiques de décantation est illustrée dans la figure 10. Le module d'analyse utilise les données de couleurs associées aux pixels correspondant à la zone 9. Plus précisément, le module d'analyse détermine une couleur moyenne pour chaque ligne de pixels horizontale 46 de la zone 9 et détermine la luminance L* et la chrominance a* de cette couleur moyenne. Les valeurs obtenues pour les couleurs moyennes sont illustrées par une courbe 47 dans la figure 11. Dans cette figure, l'axe des ordonnées représente la chrominance a* de la couleur moyenne calculée par le module d'analyse. L'axe des abscisses correspond à la position de la ligne 46 dans la zone 9 selon un axe z 48 représentant la profondeur dans le photobioréacteur. On remarque que la valeur de chrominance a* diminue lorsqu'on s'approche de la limite inférieure 50 de la zone de surveillance 9, ce qui signifie que la coloration verte augmente vers avec la profondeur dans le photobioréacteur 1. Ce profil de courbe correspond donc à un profil de décantation. Une courbe 51 représente les valeurs moyennes de chrominance a* lorsque la culture 6 est homogène. La valeur de la chrominance a* moyenne de chaque ligne de pixel reste donc constante en fonction de la position selon z dans la zone 9, ce qui signifie que la couleur est homogène sur l'ensemble de la zone de surveillance 9. Pour détecter cette décantation, le module d'analyse calcule un gradient moyen selon l'axe z correspondant à l'évolution de la chrominance a dans la zone de surveillance 9. Si le gradient moyen selon l'axe z est supérieur à une valeur maximale, le module d'analyse génère alors une alerte destinée l'opérateur. En variante, le système de surveillance peut mesurer la vitesse de formation du gradient afin de déterminer la vitesse de sédimentation ou décantation. De manière similaire, la décantation pourra être identifiée à l'aide du calcul d'un gradient de la luminance L selon l'axe z. En effet, la décantation provoque une augmentation de la turbidité et donc une diminution lorsque la profondeur selon z augmente. Un troisième type de surveillance permet au module d'analyse d'identifier l'apparition d'un biofilm et va maintenant être décrit en référence aux figures 12 et 13. La figure 12 représente la zone de surveillance 9 lors de l'apparition d'un biofilm. On peut voir qu'un tel biofilm se traduit par l'apparition de formations multicellulaires d'organismes 56 qui s'agrègent entre eux sur une surface. Cette apparition d'un biofilm peut traduire une modification de la population qui compose la culture associée à la qualité du milieu et aux conditions de croissance. Similairement au second procédé décrit ci-dessus, le module d'analyse détermine la valeur moyenne de la chrominance a* et de la luminance L pour chaque ligne de pixel 46. On peut voir sur la figure 12 qu'une ligne de pixels 52 ne présente pas de formation multicellulaire 56. Par opposition, on peut voir que la ligne indiquée par le numéro 53 comprend des formations multicellulaires 56. Ainsi, on peut observer sur la figure 13, qui illustre une courbe 57 représentant les mêmes grandeurs que la figure 11, que la présence de ces formations multicellulaires agrégées génère une variation des valeurs de chrominance a* par rapport à la courbe 51 correspondant à une culture homogène. Ainsi, la valeur de chrominance a* 54 de la ligne 52 est sensiblement égale à la valeur de chrominance de référence de la courbe 51. Par contraste, la valeur de chrominance 55 de la ligne 53 est sensiblement inférieure à la valeur de chrominance a* de référence car les formations multicellulaires génèrent des régions plus sombres dans la zone de surveillance. Ainsi, afin de détecter ce biofilm, le module d'analyse calcule l'écart type des valeurs moyennes de chrominance mesurées en fonction de l'axe z de la zone 9. Lorsque l'écart type dépasse une valeur maximale, le module d'analyse génère une alerte associée à une information identifiant le photobioréacteur 1 concerné, par exemple un numéro d'identification. Ainsi l'opérateur est averti que le photobioréacteur concerné présente une hétérogénéité. Cette détection peut également indiquer la formation de focs dans la culture. L'apparition de focs se traduit elle aussi par une modification de la population associée à une modification des conditions de croissance ou à du milieu de culture. Dans des modes de réalisation, des évolutions anormales de la courbe d'une composante L*a*b* en fonction du temps, notamment en cas de lyse cellulaire, ou en fonction de l'espace, par exemple en cas d'hétérogénéité de la culture par formation d'un biofilm, peuvent aussi être identifiées en calculant la dérivée correspondant à une composante de couleur mesurée. Le module d'analyse identifie ensuite un changement de signe de cette dérivée pour détecter une évolution anormale de la composante de couleur. Par exemple, on peut remarquer un changement de signe de la dérivée de la chrominance a* dans la figure 8 à la suite de l'évènement 52. De même, on remarque de nombreux changements de signe de la dérivée de la chrominance sur la figure 13 en fonction de la position selon l'axe z dans la zone 9. Bien que dans le mode de réalisation ci-dessus, les différents types de surveillance sont réalisés simultanément et par le même ordinateur, dans d'autres modes de réalisation, le système de surveillance peut effectuer uniquement un type de surveillance, ou plusieurs types de surveillance de manière simultanée ou non simultanée. Les différents types de surveillances peuvent être réalisés pour une culture à partir des données de couleurs d'une même zone de surveillance 8 comme cela est décrit ci-dessus, ou peuvent chacun être réalisé à partir d'une zone de surveillance différente, les zones de surveillances différentes étant positionnées sur une même culture 6. De cette manière, l'utilisateur peut positionner une zone de détection de biofilm sur l'emplacement de l'image numérique la plus propice à l'apparition d'un biofilm. Dans d'autres modes de réalisation, la zone de surveillance 8 peut couvrir l'ensemble de la culture. Une caméra numérique est utilisée afin de produire les images enregistrées et analysées par l'ordinateur 4. Toutefois, un appareil photo numérique ou une webcam peut également être utilisée à cet effet. De tels capteurs présentent l'avantage de permettre le suivi d'un grand nombre de cultures, le nombre de cultures ne dépendant que du champ de vision du capteur. Ainsi, une unique culture peut être surveillée lorsque la caméra est proche de la culture ou une unique acquisition permet de surveiller l'ensemble des cultures observées lorsque la caméra est à une certaine distance des cultures. Une unique caméra peut donc être utilisée pour surveiller plusieurs cultures. De plus, ces capteurs présentent l'avantage d'avoir la possibilité être portatif. Ainsi, le système de suivi peut être adapté pour être transporté vers différentes cultures pour réaliser par exemple une mesure ponctuelle de chacune des cultures. Une analyse de la couleur des cultures à l'aide d'un tel capteur numérique permet de réaliser des mesures non invasives de l'état des cultures 6. En effet, aucun prélèvement n'est réalisé dans la culture et par conséquent les risques de contamination ou de perturbation du photobioréacteur sont évités. De plus ce type de suivi permet une haute fréquence d'acquisition de mesures. Afin de s'affranchir des conditions de lumière de l'environnement des cultures, il est possible de mettre en place une palette de couleur de référence, aussi nommée une mire, dans le champ de vision de la caméra. Cette palette permet de calibrer les couleurs mesurées par le capteur numérique. Pour cela, un module de calibrage compare une zone de l'image correspondant à la mire et compare les valeurs de couleurs mesurées à un fichier de référence qui contient les valeurs exactes des couleurs de la mire. Si le module de calibrage constate un écart, les couleurs mesurées par le capteur numérique sont modifiées en conséquence. Par ailleurs, d'autres types de systèmes de composantes de couleurs peuvent remplacer ou être utilisés parallèlement au modèle L*a*b*. Par exemple, le module d'analyse peut employer un modèle rouge vert bleu RVB (red green blue, RGB en anglais). 30 Bien que le système de suivi de culture décrit ci-dessus contrôle l'évolution de cultures dans des photobioréacteurs, dans d'autres modes de réalisation, le système de suivi peut être adapté à suivre une culture ouverte, par exemple des cultures de microorganismes extérieures comme des lagunes ou des étangs destinées à cet usage. Le mode de réalisation présenté ci-dessus concerne les microalgues vertes. Toutefois, le système de surveillance peut être adapté pour suivre d'autres types de microorganismes comportant des types de pigments différents et dont les variations anormales dues à des accidents de cultures peuvent notamment s'exprimer par des variations anormales de la chrominance b*. Ainsi, le système de surveillance peut être adapté aux domaines de la recherche et développement, de l'industrie, de l'aquaculture, de l'environnement, de l'énergie ou de l'écologie. Par exemple, le système de surveillance peut être adapté à des cultures de microalgues en laboratoire par exemple pour surveiller une chambre d'inoculum ou pour surveiller des expérimentations en photobioréacteur. Bien que l'invention ait été décrite en liaison avec plusieurs modes de réalisation particuliers, il est bien évident qu'elle n'y est nullement limitée et qu'elle comprend tous les équivalents techniques des moyens décrits ainsi que leurs combinaisons si celles-ci entrent dans le cadre de l'invention. L'usage du verbe «comporter», «comprendre» ou «inclure» et de ses formes conjuguées n'exclut pas la présence d'autres éléments ou d'autres étapes que ceux énoncés dans une revendication. L'usage de l'article indéfini « un » ou «une» pour un élément ou une étape n'exclut pas, sauf mention contraire, la présence d'une pluralité de tels éléments ou étapes. Dans les revendications, tout signe de référence entre parenthèses ne saurait être interprété comme une limitation de la revendication. REVENDICATIONS1. Procédé de surveillance d'une culture de microorganismes photosynthétiques (6), le procédé comportant : - capturer une image numérique en couleurs (58) de la culture de microorganismes à l'aide d'un dispositif de capture d'images numériques (2), - calculer une composante de couleur d'une zone (8, 9) de l'image numérique, - déterminer une distribution de la composante de couleur (11, 26, 34, 35, 36, 37, 47, 57) dans le temps et/ou dans l'espace de la zone de l'image numérique, - analyser la distribution de la composante de couleur pour détecter une anomalie de développement (39, 40, 55) de la culture de microorganismes. 2. Procédé selon la revendication 1, dans lequel l'organe de capture d'image (2) est une caméra numérique ou un appareil photo numérique. 3. Procédé selon la revendication 1 ou 2, dans lequel la composante de couleur est sélectionnée dans le groupe consistant en la luminance L*, la chrominance a* et la chrominance b*, le calcul de la composante comportant une étape de conversion des informations de couleur de ladite zone de l'image numérique vers le modèle L*a*b*. 4. Procédé selon la revendication 3, comportant en outre une étape consistant à déterminer une densité cellulaire de la culture de microorganismes en fonction d'une composante de luminance de la zone d'image (8, 9). 5. Procédé selon la revendication 3, comportant en outre une étape consistant à déterminer une concentration d'un pigment de la culture de microorganismes en fonction d'une composante de chrominance de la zone d'image (8, 9). 6. Procédé selon l'une des revendications 1 à 5, dans lequel l'étape consistant à calculer une composante de couleur comporte une étape de calcul d'une composante de couleur moyennée dans l'espace de la zone (8, 9) de l'image numérique, et l'étape de détermination d'une distribution de la composante de couleur comporte une étape d'enregistrement d'une évolution temporelle de la composante de couleur moyennée associée à une indication temporelle de mesure dans une mémoire. 7. Procédé selon la revendication 6, dans lequel l'étape consistant à analyser la distribution de la composante de couleur (36, 37) comporte une étape consistant à comparer l'évolution temporelle de la composante de couleur à une évolution temporelle de référence de la distribution de la composante de couleur (34, 35). 8. Procédé selon la revendication 6 ou 7, dans lequel l'étape consistant à analyser la distribution de la composante de couleur (36, 37) comporte une étape consistant à calculer une dérivée de l'évolution temporelle de la composante de couleur dans le temps et à détecter une anomalie de développement de la culture en réponse à un changement de signe de ladite dérivée en fonction du temps. 9. Procédé selon l'une des revendications 1 à 8, dans lequel on détermine une distribution spatiale de la composante de couleur dans l'espace (47, 57) de la zone de l'image numérique, la distribution spatiale comportant une pluralité de valeurs de composante de couleurs, correspondants à des portions (56) différentes de la zone de l'image numérique. 10. Procédé selon la revendication 9, dans lequel l'étape consistant à analyser la distribution spatiale de la composante de couleur comporte une étape consistant à déterminer un écart-type ou une variance de ladite pluralité de valeurs de composante de couleur. 11. Procédé selon la revendication 9 ou 10, dans lequel l'étape consistant à analyser la distribution spatiale de la composante de couleur comporte une étape consistant à comparer la distribution spatiale de ladite composante de couleur à une distribution spatiale de référence. 12. Procédé selon l'une des revendications 9 à 11, dans lequel l'étape consistant à analyser la distribution spatiale de la composante de couleur comporte une étape consistant à déterminer un gradient moyen de la distribution spatiale de la composante de couleur et une étape de comparaison du gradient moyen à un gradient moyen maximum admissible. 13. Procédé selon l'une des revendications 10 à 12, dans lequel le procédé comporte une étape consistant à détecter une décantation ou une sédimentation de la culture (6) en réponse au résultat de l'analyse de la distribution spatiale de la composante de couleur. 14. Procédé selon l'une des revendications 10 à 13, dans lequel le procédé comporte une étape consistant à détecter la formation d'un biofilm ou une floculation dans la culture (6) en réponse au résultat de l'analyse de la distribution spatiale de la composante de couleur. 15. Procédé selon l'une des revendications 1 à 14, comportant en outre une étape de calibration des informations de couleur, l'étape de calibration des informations de couleur comportant :- sélectionner des informations de couleur d'une mire dans une zone de référence de l'image numérique, - comparer les informations de couleur de la mire à une information de couleur de référence, - modifier les informations de couleur en fonction du résultat de ladite comparaison. 16. Dispositif de surveillance d'une culture de microorganismes photosynthétiques (6), le dispositif comportant : - un dispositif de capture d'image numérique (2) apte à capturer une image numérique en couleur (58) de la culture de microorganismes, - un système de traitement (4) apte à recevoir l'image numérique (58) capturée par le dispositif, et comportant un module d'analyse apte à calculer une composante de couleur d'une zone de l'image numérique, déterminer une distribution de la composante de couleur (11, 26, 34, 35, 36, 37, 47, 57) dans le temps et/ou dans l'espace de la zone de l'image numérique, et analyser la distribution de la composante de couleur pour détecter une anomalie de développement (39, 40, 55) de la culture de microorganismes.15