Brevet FR2951548A1 — publié le 20110422

La présente invention concerne le domaine de la microbiologie. Plus précisément, l'invention concerne la caractérisation de microorganismes issus d'un échantillon en utilisant la spectrométrie de masse. Depuis la découverte des microbes par Pasteur, les microorganismes sont étudiés par microscopie et analyses biochimiques. Ces méthodes traditionnelles sont souvent longues et fastidieuses et des alternatives analytiques ont très tôt été recherchées. C'est ainsi que l'analyse de bactéries par spectrométrie de masse a été initiée dès 1975 par J. Anhalt et C. Fenselau [1]. Ces travaux préliminaires ont été suivis par l'étude en chromatographie en phase gazeuse couplée à la spectrométrie de masse (GC-MS) d'acides gras de la paroi des microorganismes [2]. Cette méthode a été popularisée sous l'appellation anglo-saxonne de FAME pour Fatty Acid Methyl Ester. Elle constitue actuellement une méthode de référence pour les études taxonomiques. Son utilisation reste cependant limitée à certains laboratoires spécialisés maîtrisant le traitement de l'échantillon par saponification, hydrolyse et dérivation. En 1996, les travaux de M. Claydon et al [3] ainsi que de T. Krishnamurthy et P. Ross [4] ont montré la possibilité d'identifier différentes espèces bactériennes avec un spectromètre de masse de type MALDI-TOF (acronyme de l'anglais Matrix Assisted Laser Desorption Ionization û Time Of Flight). L'analyse associe l'acquisition d'un spectre de masse et l'interprétation d'un logiciel expert. Elle est extrêmement simple et peut être effectuée en quelques minutes. Cependant elle ne se diffuse que depuis très peu de temps dans les laboratoires d'analyses médicales [5]. Son utilisation clinique est actuellement limitée à l'identification d'espèces bactériennes et de levures. Elle n'est utilisée ni pour le typage, ni pour l'identification des résistances aux antimicrobiens, ni pour l'analyse de la virulence. Or la caractérisation des microorganismes est fondamentale tant dans le domaine clinique que le domaine industriel. Ainsi, par exemple, l'identification de résistances aux antimicrobiens tels que les antibiotiques, et la détection de facteurs de virulence sont des éléments essentiels pour assurer une prise en charge optimale des patients. De même, le typage est crucial pour les études épidémiologiques et pour assurer la lutte contre les maladies nosocomiales. D'autres procédés de spectrométrie de masse, notamment en tandem, ont été proposés pour répondre à ces besoins. A titre d'exemple, il est possible de citer les travaux de C. Fenselau et al. pour l'identification de 13-Lactamase avec un quadripôle-TOF (Q-TOF) [6], ceux de D. Ding et al. pour la détection d'entérotoxine staphylococcique C2 (facteur de virulence SEC2) avec un triple quadripôle [7], ou encore ceux de R. Everley et al. pour le typage de Clostridium avec un Q-TOF [8]. Cependant ces résultats de recherche ne sont pas applicables à une utilisation clinique de routine. Ils ont été obtenus avec des instruments de recherche nécessitant un personnel hautement qualifié. Les temps d'analyse, souvent supérieurs à une heure par échantillon, sont incompatibles avec la charge de travail d'un laboratoire d'analyse microbiologique. Enfin, les données obtenues par les différentes équipes répondent à une question spécifique, mais pas simultanément à l'ensemble des besoins cliniques. Plus récemment S. Hofstadler et al. ont proposé un procédé répondant à l'ensemble des besoins cliniques [9]. Ils ont associé une amplification du génome microbien par PCR à une détection des produits de PCR par électrospray-TOF (ESI- TOF). Ce procédé est maintenant totalement automatisé [10]. Toutefois, il nécessite une amplification par PCR avec les défauts inhérents à la biologie moléculaire, à savoir coût des sondes, rendement d'extraction, etc. Dans ce contexte, l'objectif de la présente invention est de proposer un procédé de caractérisation des microorganismes, à savoir identification et détermination des propriétés de typage, résistance à au moins un antimicrobien et facteur de virulence, qui permette de palier les inconvénients des procédés de l'art antérieur, à savoir fournir un procédé peu coûteux, sans réactifs spécifiques à chaque espèce, notamment par rapport aux procédés de biologie moléculaire, donnant un résultat en un temps court, inférieur à une heure, et utilisable en clinique de routine, sans nécessiter un personnel hautement qualifié. De plus, l'ensemble du procédé de caractérisation des microorganismes peut être avantageusement réalisé avec un même spectromètre de masse, ce qui simplifie l'instrumentation du laboratoire d'analyse microbiologique. A cette fin, l'invention propose un nouveau procédé de caractérisation d'au moins un microorganisme issu d'un échantillon, comprenant l'identification dudit au moins un microorganisme et la détermination des propriétés de typage, résistance potentielle à au moins un antimicrobien et facteur de virulence, caractérisé en ce que la détermination des propriétés de typage, résistance à au moins un antimicrobien et facteur de virulence pour ledit au moins un microorganisme est mise en oeuvre par spectrométrie de masse en utilisant des protéines, peptides ou métabolites en tant que marqueurs desdites propriétés de typage, résistance à au moins un antimicrobien et facteur de virulence. Ainsi, le procédé de l'invention est tel qu'au moins trois des propriétés de caractérisation d'un microorganisme sont mises en oeuvre par la technique de spectrométrie de masse en utilisant, en tant que marqueurs, des protéines, peptides ou métabolites représentatifs des microorganismes à caractériser. Les microorganismes qui peuvent être caractérisés par le procédé de l'invention sont tous des microorganismes, pathogènes ou non, rencontrés tant dans l'industrie que dans la clinique. Ce peut être des bactéries, des virus, des protozoaires ou des levures. Par marqueurs des propriétés de typage, résistance à au moins un antimicrobien et facteur de virulence, on entend des molécules, d'origine protéique ou métabolique, qui sont caractéristiques desdites propriétés. Par typage d'un microorganisme, on entend la différentiation de plusieurs souches au sein d'une même espèce. Le typage a une valeur épidémiologique, le clinicien sait si la souche isolée chez le patient provient de la même source que d'autres souches apparemment identiques et isolées chez d'autres patients ou dans l'environnement. Cela permet ainsi de mettre en évidence un foyer infectieux au sein d'un hôpital ou lors d'une intoxication alimentaire. A titre d'exemples non limitatifs de marqueurs de propriétés de typage chez les bactéries, on peut citer des peptides présentant des mutations caractéristiques tels que les produits de transcription des gènes Adk, FumC, GyrB, Icd, Mdh, PurA et RecA de Escherichia coli, et ceux des gènes Arc, AroE, G1pF, Gmk, Pta, Tpi et YqiL de Staphylococcus aureus. A titre d'exemples non limitatifs de marqueurs de propriétés de typage chez les protozoaires, on peut citer les produits du gène chitinase d'Entamoeba histolytica et E. dispar. A titre d'exemples non limitatifs de marqueurs de propriétés de typage chez les virus, on peut citer les produits du gène polymérase du virus de l'immunodéficience humaine. Enfin, à titre d'exemples non limitatifs de marqueurs de propriétés de typage chez les levures, on peut citer les produits de transcription des fragments de gènes AAT l a, ACC1, ADP1, MPIb, SYA1, VPS13, et ZWFlb de Candida albicans. Par détermination de la résistance à au moins un antimicrobien, on entend la détermination de la susceptibilité d'un microorganisme à être détruit par un antimicrobien. Ainsi, si le microorganisme est une bactérie, l'antimicrobien contre lequel il peut développer une résistance est un antibiotique, si c'est un protozoaire, l'antimicrobien est un anti-parasitaire, si c'est un virus, l'antimicrobien est un antiviral, et, si c'est une levure, l'antimicrobien est un anti-fongique Les protéines impliquées dans les mécanismes de résistance vont différer selon la famille et l'espèce. A titre d'exemples non limitatifs de marqueurs de résistance à au moins un antibiotique utiles chez les bactéries, on peut citer les produits de transcription des gènes PLP2a de Staphylococcus aureus, conférant une résistance à la méticilline, et permettant d'indiquer si les souches sont méticillino-résistantes (souches MRSA) ou bien métillicino-sensibles (souches MSSA). On peut également citer la protéine TEM-2 qui permet d'indiquer si les souches de Escherichia coli sont résistantes aux pénicillines mais sensibles à d'autres classes d'antibiotiques type céphalosporines ou carbapénèmes. Un autre marqueur est l'enzyme appelée KPC (pour Klebsiella Pneumoniae Carbapenemase) qui confère une résistance aux carbapénèmes. Un autre exemple de marqueur de résistance pour Staphylococcus aureus est le profil métabolique représentatif de la résistance à la vancomycine tel que décrit par Alexander E. et al dans le poster « Metabolomics-based approach to antibiotic resistance in Staphylococcus aureus » présenté au congrès de 1'ASMS, 2009. A titre d'exemple non limitatif de marqueurs de résistance à au moins un anti-parasitaire utile chez les protozoaires, on peut citer la superoxide dismutase contenant du fer (Fe-SOD) et la peroxiredoxine dont l'expression accrue confère une résistance au métronidazole. A titre d'exemple non limitatif de marqueur de résistance à au moins un antiviral utile chez les virus, on peut citer les mutations de l'enzyme transcriptase inverse du virus de l'immunodéficience humaine, conférant une sensibilité diminuée aux inhibiteurs nucléosidiques de la transcriptase inverse. Enfin, à titre d'exemple non limitatif de marqueurs de résistance à au moins un antifongique utile chez les levures, on peut citer la mutation de l'enzyme 1-3-b-D-glucane synthase de Candida albicans, conférant une sensibilité diminuée aux échinocandines. Il convient de noter que les marqueurs spécifiques de la résistance sont également utilisables comme marqueur de typage, comme mis en évidence par la Demanderesse. Par détermination de la virulence d'un microorganisme, on entend l'évaluation du caractère pathogène, nocif et violent du microorganisme. A titre d'exemples non limitatifs de marqueur de virulence chez les bactéries, on peut citer la PVL (Panton-Valentine Leucocidine), toxine cytolytique à deux composantes synergiques (LukF et LukS), présente chez Staphylococcus aureus, qui est l'une des toxines les plus virulentes causant des atteintes cutanées, de la cellulite extensive, de l'ostéomyélite et des pneumonies nécrosantes, et est impliquée dans des surinfections virales. D'autres exemples comprennent l'Autolysine et la Pneumolysine présents chez Streptococcus pneumoniae, espèce responsable d'infections des voies respiratoires, de méningites et de bactériémies, ainsi que les toxines A et B de Clostridium difficile, bactérie commensale de l'intestin, lesquelles provoquent soit l'altération de la perméabilité de l'épithélium intestinal (toxine A), soit s'attaquent directement aux cellules de l'épithélium (toxine B), soit diminuent dans le temps le transit intestinal et l'absorption intestinale, provoquant une diarrhée (action combinée des toxines A et B). A titre d'exemple non limitatif de marqueur de virulence chez les protozoaires, on peut citer des antioxydants (Fe-hydrogénase 2, peroxiredoxine, superoxyde dismutase) présents chez Entamoeba histolytica, espèce responsable de dysenterie, abcès hépatique. A titre d'exemple non limitatif de marqueur de virulence chez les virus, on peut citer le variant de la protéine Nef chez le virus de l'immunodéficience humaine de type 1, type plus pathogène chez l'être humain. Enfin, à titre d'exemple non limitatif de marqueur de virulence chez les levures, on peut citer la lipase 8 chez Candida albicans, espèce responsable de candidoses superficielles mais aussi de candidoses septicémiques et disséminées. Il convient de noter que les marqueurs spécifiques de la virulence sont également utilisables comme marqueur de typage, comme mis en évidence par la Demanderesse. Le procédé de l'invention peut être mis en oeuvre pour caractériser des bactéries, ledit antimicrobien étant alors un antibiotique, ce qui constitue un mode de réalisation de l'invention. Ainsi, par exemple, à titre de bactéries pouvant caractérisées selon le procédé de l'invention, on peut citer : - Escherichia coli en utilisant Tem2 comme marqueur de résistance et de typage, ainsi que Shiga toxins, OmpA comme marqueur de virulence et de typage. - Enterococcus faecalis et faecium en utilisant VanA et VanB pour la résistance et le typage, ainsi que ESP (Enterococcal Surface Protein) pour la virulence et le typage, ou bien - Staphylococcus aureus en utilisant la protéine appeplée Immunoglobulin G-binding protéine A (également appelée protéine A) pour le typage, la protéine PBP2a pour la résistance, voire le typage, ainsi que la protéine PVL pour la virulence, voire également le typage. A titre d'autres microorganismes pouvant être caractérisés selon le procédé de l'invention, on peut citer : - Candida albicans en utilisant l'enzyme 1-3-b-D-glucane synthase comme marqueur de résistance et de typage, ainsi que la lipase 8 comme marqueur de virulence et de typage. L'échantillon sur lequel le procédé de l'invention peut être mis en oeuvre est tout échantillon susceptible de contenir un microorganisme cible. L'échantillon peut être d'origine biologique, soit animale, végétale ou humaine. Il peut alors correspondre à un prélèvement de fluide biologique (sang total, sérum, plasma, urine, liquide céphalo-rachidien, sécrétion organique, par exemple), un prélèvement tissulaire ou des cellules isolées. Ce prélèvement peut être utilisé tel quel dans la mesure où les marqueurs de caractérisation des microorganismes sont disponibles dans l'échantillon testé, ou bien il peut subir préalablement à l'analyse, une préparation de type enrichissement, extraction, concentration, purification, culture, selon des méthodes connues de l'homme du métier. L'échantillon peut être d'origine industrielle, soit, selon une liste non exhaustive un prélèvement d'air, un prélèvement d'eau, un prélèvement effectué sur une surface, une pièce ou un produit manufacturé, un produit d'origine alimentaire. Parmi les échantillons d'origine alimentaire, on peut citer de façon non exhaustive un échantillon de produit lacté (yaourts, fromages,), de viande, de poisson, d'oeuf, de fruit, de légume, d'eau, de boisson (lait, jus de fruits, soda, etc). Ces échantillons d'origine alimentaire peuvent aussi provenir de sauces ou de plats élaborés. Un échantillon alimentaire peut enfin être issu d'une alimentation destinée aux animaux, telle que notamment des farines animales. Lorsque les marqueurs de caractérisation des microorganismes sont d'origine protéique, en amont de la détection par spectrométrie de masse, l'échantillon à analyser est préférentiellement traité au préalable pour générer des peptides à partir de l'ensemble des protéines présentes dans l'échantillon pour fragmenter ces protéines en peptides, par exemple par digestion avec une enzyme protéolytique (protéase), ou par action d'un réactif chimique. En effet, le clivage des protéines peut être fait par un traitement physico-chimique, par un traitement biologique ou par une combinaison des deux traitements. Parmi les traitements utilisables, on peut citer le traitement par des radicaux hydroxyle, notamment avec de l'H2O2. Le traitement par les radicaux hydroxyle provoque une coupure des liaisons peptidiques qui se fait de manière aléatoire sur n'importe quelle liaison peptidique de la protéine. La concentration en radicaux hydroxyle conditionne le nombre de clivages opérés et donc la longueur des fragments peptidiques obtenus. D'autres traitements chimiques peuvent également être utilisés comme, par exemple, le traitement au bromure de cyanogène (CNBr) qui scinde spécifiquement les liaisons peptidiques au niveau du groupe carboxylique des résidus méthionyle. Il est également possible de réaliser un clivage acide partiel au niveau des résidus aspartyle par chauffage à 1000°C d'une solution de protéines dans de l'acide trifluoroacétique. Le traitement des protéines par digestion enzymatique est néanmoins préféré par rapport au traitement physico-chimique car il préserve davantage la structure des protéines, et est plus facile à contrôler. Par « digestion enzymatique », on entend l'action simple ou combinée d'une ou de plusieurs enzymes dans des conditions de réaction appropriées. Les enzymes effectuant la protéolyse, appelées protéases, coupent les protéines à des endroits spécifiques. Chaque protéase reconnaît généralement une séquence d'acides aminés au sein desquels elle effectue toujours la même coupure. Certaines protéases reconnaissent un seul acide aminé ou une séquence de deux acides aminés entre lesquels elles opèrent un clivage, d'autres protéases ne reconnaissent que des séquences plus longues. Ces protéases peuvent être des endoprotéases ou des exoprotéases. Parmi les protéases connues on peut citer, comme décrit dans WO2005/098071: - les enzymes spécifiques comme la trypsine qui scinde la liaison peptidique au niveau du groupe carboxylique des résidus Arg et Lys, l'endolysine qui clive la liaison peptidique du groupe -CO des lysines, la chymotrypsine qui hydrolyse la liaison peptidique au niveau du groupe carboxylique des résidus aromatiques (Phe, Tyr et Trp), la pepsine qui coupe au niveau du groupe NH2 des résidus aromatiques (Phe, Tyr et Trp), la protéase V8 de la souche V8 de Staphylococcus aureus qui clive la liaison peptidique au niveau du groupe carboxylique du résidu Glu ; - les enzymes non-spécifiques comme la thermolysine provenant de la bactérie Bacillus thermoproteolyticus qui hydrolyse la liaison peptidique du groupe NH2 des acides aminés hydrophobes (Xaa-Leu, Xaa-Ile, Xaa-Phe), la subtilisine et la pronase qui sont des protéases bactériennes qui hydrolysent pratiquement toutes les liaisons et peuvent transformer les protéines en oligopeptides dans des conditions de réaction contrôlées (concentration en enzyme et durée de réaction). Plusieurs protéases peuvent être utilisées de façon simultanée, si leurs modes d'action sont compatibles, ou elles peuvent être utilisées de façon successive. Dans le cadre de l'invention, la digestion de l'échantillon est, de préférence, réalisée par action d'une enzyme protéase, par exemple la trypsine. La génération de peptides à l'aide d'un réactif chimique ou d'une protéase, peut être obtenu par simple réaction en solution. Elle peut également être mise en oeuvre avec un four à micro-ondes [Il], ou sous pression [12], ou bien encore avec un dispositif à ultrasons [13]. Dans ces trois derniers cas, le protocole sera beaucoup plus rapide. Parmi les peptides ainsi obtenus, les peptides spécifiques de la protéine, sont nommés peptides protéotypiques. Ce sont eux qui seront dosés par spectrométrie de masse. Selon un mode de réalisation de l'invention, les marqueurs de caractérisation sont des protéines du microorganisme à caractériser. En particulier, lesdites protéines sont digérées en peptides, de préférence par une enzyme, de préférence encore par la trypsine. De même, l'échantillon contenant des marqueurs de caractérisation d'origine protéique peut également être préalablement traité à des fins de purification. Lorsque les marqueurs sont d'origine protéique, ce traitement préalable de purification peut être mis en oeuvre avant ou après l'étape de génération de peptides tels que décrits précédemment. Le traitement préalable de purification d'échantillon est largement connu de l'homme du métier et pourra notamment mettre en oeuvre des techniques de centrifugation, de filtration, d'électrophorèse ou de chromatographie. Ces techniques séparatives peuvent être utilisées seules ou combinées entre elles pour obtenir une séparation multidimensionnelle. Par exemple, une chromatographie multidimensionnelle peut être utilisée en associant une séparation par chromatographie d'échange d'ions à une chromatographie en phase inverse, comme décrit par T. Fortin et al. [14], ou H. Keshishian et al. [15]. Dans ces publications, le milieu chromatographique peut être en colonne ou en cartouche (extraction en phase solide). La fraction électrophorétique ou chromatographique (ou le temps de rétention en chromatographie mono ou multidimensionnelle) des peptides protéotypiques est caractéristique de chaque peptide et la mise en oeuvre de ces techniques permet donc de sélectionner le ou les peptides protéotypiques à doser. Un tel fractionnement des peptides générés permet d'accroître la spécificité du dosage ultérieur par spectrométrie de masse. Une alternative aux techniques d'électrophorèse ou de chromatographie, pour le fractionnement des peptides, consiste à purifier spécifiquement les N-glycopeptides ([16] et demande de brevet WO 2008/066629). Néanmoins, une telle purification ne permet que la quantification des peptides ayant subi une modification post- traductionnelle de type N-glycosylation. Or toutes les protéines ne sont pas glycosilées, ce qui limite donc son utilisation. La spectrométrie de masse à mettre en oeuvre dans le procédé de l'invention est largement connue de l'homme du métier comme un outil puissant pour l'analyse et la détection de différents types de molécules. De façon générale, tout type de molécule pouvant être ionisée peut être détecté en fonction de sa masse moléculaire à l'aide d'un spectromètre de masse. Selon la nature de la molécule à détecter, d'origine protéique ou métabolique, certaines technologies de spectrométrie de masse peuvent être plus adaptées. Néanmoins, quelque soit la méthode de spectrométrie de masse utilisée pour la détection, cette dernière comprend une étape d'ionisation de la molécule cible en ions dits moléculaires, dans le cas présent une étape d'ionisation des marqueurs de caractérisation, et une étape de séparation des ions moléculaires obtenus en fonction de leur masse. Tous les spectromètres de masse comportent donc : i) une source d'ionisation destinée à ioniser les marqueurs présents dans l'échantillon à analyser, c'est-à-dire à conférer une charge positive ou négative à ces marqueurs; ii) un analyseur de masse destiné à séparer les marqueurs ionisés, ou ions moléculaires, en fonction de leur ratio masse sur charge (m /z) ; iii) un détecteur destiné à mesurer le signal produit soit directement par les ions moléculaires, soit par des ions produits à partir des ions moléculaires, comme détaillés ci-après. L'étape d'ionisation nécessaire pour la mise en oeuvre d'une spectrométrie de masse peut être mise en oeuvre par tout procédé connu de l'homme du métier. La source d'ionisation permet d'amener les molécules à doser sous un état gazeux et ionisé. Une source d'ionisation peut être utilisée soit en mode positif pour étudier les ions positifs, soit en mode négatif pour étudier les ions négatifs. Plusieurs types de sources existent et seront utilisés en fonction du résultat recherché et des molécules analysées. On peut citer, notamment : - l'ionisation électronique (EI), l'ionisation chimique (CI) et la désorption-ionisation chimique (DCI) - le bombardement par atomes rapides (FAB), atomes métastables (MAB) ou 20 ions (SIMS, LSIMS) - le couplage plasma inductif (ICP) - l'ionisation chimique à pression atmosphérique (APCI) et la photoionisation à pression atmosphérique (APPI) - l'électronébulisation ou électrospray (ESI) 25 -la désorption-ionisation laser assistée par matrice (MALDI), activée par une surface (SELDI) ou sur silicium (DIOS) - l'ionisation-désorption par interaction avec espèces métastables (DART) Notamment, l'ionisation peut être mise en oeuvre comme suit : l'échantillon contenant les molécules cibles est introduit dans une source d'ionisation, où les 30 molécules sont ionisées à l'état gazeux et ainsi transformées en ions moléculaires qui correspondent aux molécules initiales. Une source d'ionisation de type électrospray (ESI pour ElectroSpray Ionisation) permet d'ioniser une molécule tout en la faisant passer d'un état liquide à un état gazeux. Les ions moléculaires obtenus correspondent alors aux molécules présentes à l'état liquide, avec en mode positif un, deux, voire trois protons supplémentaires ou plus et sont donc porteurs de une, deux, voire trois charges ou plus. Par exemple, lorsque la molécule cible est une protéine, une ionisation des peptides protéotypiques obtenus après fractionnement de la protéine cible, grâce à une source de type électrospray fonctionnant en mode positif, conduit à des ions polypeptidiques à l'état gazeux, avec un, deux, voire trois protons supplémentaires ou plus et qui sont donc porteurs de une, deux, voire trois charges ou plus, et permet un passage d'un état liquide à un état gazeux [17]. Ce type de source est particulièrement bien adapté, lorsque les molécules cibles ou peptides protéotypiques obtenus sont préalablement séparées par chromatographie liquide en phase inverse. Néanmoins, le rendement d'ionisation des molécules présentes dans l'échantillon peut varier en fonction de la concentration et de la nature des différentes espèces en présence. Ce phénomène se traduit par un effet matrice bien connu de l'homme de l'art. Une source d'ionisation MALDI permettra d'ioniser des molécules, à partir d'un échantillon à l'état solide. L'analyseur de masse dans lequel est mis en oeuvre l'étape de séparation des marqueurs ionisés en fonction de leur rapport masse/charge (m/z) est tout analyseur de masse connu de l'homme du métier. On peut citer les analyseurs basse résolution, du type quadripôle ou quadrupôle (Q), piège à ions 3D (IT) ou linéaire (LIT), également appelés trappe ionique, et les analyseurs haute résolution, permettant de mesurer la masse exacte des analytes et qui utilisent notamment le secteur magnétique couplé à un secteur électrique, le temps de vol (TOF). La séparation des ions moléculaires en fonction de leur ratio m/z peut être mise en oeuvre une seule fois (spectrométrie de masse simple ou MS), ou bien plusieurs séparations MS successives peuvent être menées. Lorsque deux séparations MS successives sont réalisées, l'analyse est appelée MS/MS ou ms'. Lorsque trois séparations MS successives sont réalisées, l'analyse est appelée MS/MS/MS ou MS3 et plus généralement, lorsque n séparations MS successives sont réalisées, l'analyse est appelée MS'. Parmi les techniques mettant en oeuvre plusieurs séparations successives, les modes SRM (Selected Reaction Monitoring) en cas de détection ou dosage d'une seule molécule cible, ou bien MRM (Multiple Reaction Monitoring) en cas de détection ou dosage de plusieurs molécules cibles, sont des utilisations particulières de séparation ms'. De même le mode MRM3 est une utilisation particulière de séparation en MS/MS/MS. On parle alors de spectrométrie de masse ciblée. Dans le cas d'une détection en mode MS simple, c'est le rapport masse/charge des ions moléculaires obtenus qui est corrélé à la molécule cible à détecter. Dans le cas d'une détection en mode MS/MS, essentiellement deux étapes sont ajoutées, par rapport à un dosage MS qui sont : i) une fragmentation des ions moléculaires, alors appelés ions précurseurs, 10 pour donner des ions dit ions fragments de lère génération, et ii) une séparation des ions dit ions fragments de 1ère génération en fonction de leur masse (m/z)2, le rapport (m/z)1 correspondant au rapport (m/z) des ions précurseurs. C'est alors le rapport masse/charge des ions fragments de lère génération ainsi 15 obtenus qui est corrélé à la molécule cible à détecter. Par ion fragment de première génération, on entend un ion issu de l'ion précurseur, suite à une étape de fragmentation et dont le rapport masse sur charge m/z est différent de l'ion précurseur. Les couples (m/z)1 et (m/z)2 sont baptisés transitions et sont représentatifs des ions caractéristiques à détecter. 20 Le choix des ions caractéristiques qui sont détectés pour être corrélés à la molécule cible est effectué par l'homme du métier selon les méthodes standards. Leur sélection conduira avantageusement aux dosages les plus sensibles, les plus spécifiques et les plus robustes possibles, en termes de reproductibilité et fiabilité. Dans les méthodes développées pour la sélection de peptides protéotypiques (m/z)1, et de 25 fragment de première génération (m/z)2, le choix est essentiellement basé sur l'intensité de la réponse. Pour plus de détails, on pourra se référer à V. Fusaro et al. [18]. Des logiciels commerciaux, tels que les logiciels MIDAS et MRM Pilote d'Applied Biosytems ou encore MRMaid [19] pourront être utilisés par l'homme de l'art pour lui permettre de prédire tous les couples de transitions possibles. Il pourra également être 30 fait appel à une base de données nommée PeptideAtlas, construite par F. Desiere et al. [20] pour compiler l'ensemble des transitions MRM de peptides décrites par la communauté scientifique. Cette base PeptideAtlas est disponible en accès libre sur internet. Pour des molécules non protéiques, il est également possible d'utiliser des bases de données, telles que par exemple celle accessible au travers du logiciel Cliquid de la société Applied Biosytems (Etats Unis d'Amerique). Une approche alternative pour sélectionner les peptides protéotypiques, (m/z)1 et (m/z)2, consiste à utiliser les spectres de fragmentation MS/MS obtenus à l'occasion d'autres travaux. Ces travaux peuvent être, par exemple, les phases de découverte et d'identification des biomarqueurs par analyse protéomique. Cette approche a été proposée par Thermo Scientific lors de réunion utilisateurs [19]. Elle permet de générer une liste de transitions candidates à partir des peptides identifiés expérimentalement par le logiciel SIEVE (Thermo Scientific). Certains critères ont été détaillés par J. Mead et al. [19] pour le choix des ions (m/z)1 et (m/z)2 et sont détaillés ci-après : • Les peptides avec des sites de clivage interne, c'est-à-dire avec de la Lysine ou de l'Arginine interne, doivent être évités, sauf si la Lysine ou l'Arginine est suivie par de la Proline, • Les peptides avec de l'Asparagine ou de la Glutamine doivent être évités car ils peuvent se désaminer, • Les peptides avec de la Glutamine ou de l'Acide Glutamique en N-terminal doivent être évités car ils peuvent se cycliser spontanément, • Les peptides avec de la Méthionine doivent être évités car ils peuvent être oxydés, • Les peptides avec de la Cystéine doivent être évités car ils peuvent être modifiés de façon non reproductible lors d'une éventuelle étape de dénaturation, réduction et blocage des fonctions thiols, • Les peptides avec de la Proline peuvent être considérés comme favorables parce qu'ils produisent généralement des fragments intenses en MS/MS avec un seul pic très majoritaire. Cependant, un seul fragment très majoritaire ne permet pas de valider l'identité de la transition dans un mélange complexe. En effet, seule la présence simultanée de plusieurs fragments caractéristiques permet de vérifier que l'ion précurseur recherché est bien détecté, • Les peptides ayant une Proline adjacente au C-terminal (position n-1) ou en seconde position par rapport au C-terminal (position n-2) sont à éviter car, dans ce cas, la taille du peptide fragment de première génération est généralement considérée comme trop petite pour être suffisamment spécifique, • La sélection de fragments ayant une masse supérieure au précurseur est à privilégier pour favoriser la spécificité. Pour cela, il faut sélectionner un ion précurseur dichargé et sélectionner l'ion fragment de première génération le plus intense ayant une masse supérieure au précurseur, c'est à dire un ion fragment de première génération monochargé. La fragmentation des ions précurseurs sélectionnés est mise en oeuvre dans une cellule de fragmentation telle que les modèles de type triple quadripôle [21], ou de type trappe ionique [22], ou encore de type temps de vol (TOF) [23], lesquels permettent également la séparation des ions. La ou les fragmentations seront classiquement réalisées par collision avec un gaz inerte tel que l'argon ou l'azote, au sein d'un champ électrique, par photo-excitation ou photodissociation à l'aide d'une source lumineuse intense, collision avec des électrons ou espèces radicalaires, par application d'une différence de potentiel, par exemple dans un tube de temps de vol, ou par tout autre mode d'activation. Les caractéristiques du champ électrique conditionnent l'intensité et la nature de la fragmentation. Ainsi, le champ électrique appliqué en présence d'un gaz inerte, par exemple dans un quadripôle, conditionne l'énergie de collision apportée aux ions. Cette énergie de collision sera optimisée, par l'homme du métier, pour accroître la sensibilité de la transition à doser. A titre d'exemple, il est possible de faire varier l'énergie de collision entre 5 et 180 eV en q2 dans un spectromètre de masse AB SCIEX QTRAP® 5500 de la société Applied Biosystems (Foster City, Etats Unis d'Amérique). De même, la durée de l'étape de collision et l'énergie d'excitation au sein, par exemple, d'une frappe ionique seront optimisées, par l'homme du métier, pour conduire au dosage le plus sensible. A titre d'exemple, il est possible de faire varier cette durée, baptisée temps d'excitation, entre 0,010 et 50 ms et l'énergie d'excitation entre 0 et 1 (unité arbitraire) en Q3 dans un spectromètre de masse AB SCIEX QTRAP® 5500 de la société Applied Biosystems. Enfin, la détection des ions caractéristiques sélectionnés se fait de façon classique, notamment grâce à un détecteur et à un système de traitement. Le détecteur collecte les ions et produit un signal électrique dont l'intensité dépend de la quantité d'ions collectée. Le signal obtenu est ensuite amplifié pour qu'il puisse être traité informatiquement. Un ensemble informatique de traitement des données permet de transformer les informations reçues par le détecteur en spectre de masse. Le principe du mode SRM, ou encore du mode MRM, est de sélectionner spécifiquement un ion précurseur, de le fragmenter, puis de sélectionner spécifiquement l'un de ses ions fragments. Pour de telles applications, des dispositifs du type triple quadripôle ou des hybrides triple quadripôle à trappe ionique sont généralement utilisés. Dans le cas d'un dispositif triple quadripôle (Q1g2Q3) utilisé en mode ms', en vue du dosage ou de la détection d'une protéine cible, le premier quadripôle (Q1) permet de filtrer les ions moléculaires, correspondant aux peptides protéotypiques caractéristiques de la protéine à doser et obtenus lors d'une étape antérieure de digestion, en fonction de leur ratio masse sur charge (m/z). Seuls les peptides ayant le ratio masse/charge du peptide protéotypique recherché, ratio appelé (m/z)1, sont transmis dans le deuxième quadripôle (q2) et jouent le rôle d'ions précurseurs pour la fragmentation ultérieure. L'analyseur q2 permet de fragmenter les peptides de ratio masse/charge (m/z)1 en ions fragments de première génération. La fragmentation est généralement obtenue par collision des peptides précurseurs avec un gaz inerte, comme de l'azote ou de l'argon dans q2. Les ions fragments de première génération sont transmis dans un troisième quadripôle (Q3) qui filtre les ions fragments de première génération en fonction d'un ratio masse sur charge spécifique, ratio appelé (m/z)2. Seuls les ions fragments de première génération ayant le ratio masse/charge d'un fragment caractéristique du peptide protéotypique recherché (m/z)2 sont transmis dans le détecteur pour être détectés, voire quantifiés. Ce mode de fonctionnement présente une double sélectivité, en relation avec la sélection de l'ion précurseur d'une part et de la sélection de l'ion fragment de première génération d'autre part. La spectrométrie de masse en mode SRM ou MRM est donc avantageuse pour la quantification Lorsque la spectrométrie de masse mise en oeuvre dans le procédé de l'invention est une spectrométrie de masse en tandem (MS', MS3, MS4 ou ms), plusieurs analyseurs de masse peuvent être couplés entre eux. Par exemple, un premier analyseur sépare les ions, une cellule de collision permet de fragmenter les ions, et un second analyseur sépare les ions fragments. Certains analyseurs, comme les pièges à ions ou le FT-ICR, constituent plusieurs analyseurs en un et permettent de fragmenter les ions et d'analyser les fragments directement. Selon des modes de réalisation préférés de l'invention, le procédé de l'invention comprend une ou plusieurs des caractéristiques suivantes : - la spectrométrie de masse, mise en oeuvre pour les propriétés de typage, de résistance potentielle à au moins un antimicrobien et facteur de virulence, est une spectrométrie de type MS/MS, ce qui a pour avantage de générer un fragment spécifique de la molécule à détecter ou à quantifier, et ainsi d'apporter une grande spécificité à la méthode de dosage ; - la spectrométrie MS/MS est de la MRM, ce qui a pour avantage d'utiliser un temps de cycle d'analyse dans le spectromètre de masse de quelques dizaines de millisecondes, ce qui permet de détecter ou de quantifier avec une grande sensibilité, et de façon multiplexée, un grand nombre de molécules différentes ; - la détermination des propriétés de typage, résistance à un antimicrobien et facteur de virulence est mise en oeuvre dans le même appareil de spectrométrie de masse, de préférence simultanément, ce qui a pour avantage de réduire le temps d'analyse et le coût de l'instrument, cela facilite également le traitement et le rendu des résultats. Outre la détermination des propriétés de typage, résistance à un antimicrobien et facteur de virulence, il convient d'identifier le ou les microorganismes présents dans l'échantillon à tester. Les procédés d'identification de microorganismes sont largement connus de l'homme du métier, comme décrit par exemple par Murray P. R. el al. dans Manuel of Clinical Microbiology, 2007, 9ème édition, et en particulier dans le Vol. I, Section III, chapitres 15 et 16 pour les bactéries et levures, Vol. II, Section VI, chapitre 82 pour les virus, et Vol. II, Section X, chapitre 135 pour les protozoaires. A titre d'exemple de procédés classiques d'identification, on peut citer la détermination du profil biologique, en utilisant par exemple les cartes d'identification du Vitek 2 (bioMérieux), ou bien encore en utilisant des techniques de biologie moléculaire avec des critères d'identification basés sur l'étude de la présence de certains gènes, sur l'étude de leur séquence. L'identification peut être mise en oeuvre directement à partir de l'échantillon dans lequel on effectue l'identification, ou bien les microorganismes contenus dans l'échantillon peuvent être cultivés par des méthodes bien connues de l'homme du métier avec des milieux de culture et des conditions de culture optimales adaptées en fonction des espèces de microorganismes à rechercher, comme décrit par Murray P.R. et al. dans Manuel of Clinical Microbiology, 2007, 9ème édition, Vol. I, Section III, chapitre 14, et en particulier dans le Vol. I, Section IV, chapitre 21 pour les bactéries, Vol. II, Section VI, chapitre 81 pour les virus, Vol. II, Section VIII, chapitre 117 pour les levures, et Vol. II, Section X, chapitre 134 pour les protozoaires. Ainsi, de façon générale, dans le cas d'une identification par une méthode biochimique d'une bactérie dans un prélèvement, il faut d'abord l'obtenir en culture pure, par exemple après ensemencement sur gélose. La biologie moléculaire (PCR) peut dans certains cas s'appliquer directement à l'échantillon à analyser. Au lieu de cultiver les microorganismes, ces derniers peuvent être concentrés par capture directement dans l'échantillon au moyen de surfaces actives. Un tel procédé a été décrit par W.-J. Chen et al. [11] qui ont capturé différentes espèces bactériennes à l'aide de billes magnétiques avec une surface activée au Fe3O4/TiO2. Une capture par d'autres moyens est également possible, telle qu'une capture par des lectines [24], ou par des anticorps [25], ou encore par de la Vancomycine [26]. La capture permet de concentrer les microorganismes et ainsi de réduire ou même de supprimer l'étape de culture. Il s'en suit un gain de temps considérable. L'identification peut également être mise en oeuvre par spectrométrie de masse, selon les techniques décrites précédemment, de préférence par MS, par MS/MS, ou bien par MS suivie d'une spectrométrie de type MS/MS, ce qui constitue un mode de réalisation de l'invention. Dans ce cas également, l'échantillon peut être soumis préalablement à une étape de culture telle qu'un ensemencement sur gélose. L'utilisation d'un procédé d'identification par MS est avantageux car il peut être réalisé en quelques minutes et qu'il nécessite un spectromètre de masse avec un seul analyseur, c'est à dire un instrument moins complexe qu'un spectromètre de masse en tandem utilisé en MS/MS. L'utilisation d'un procédé d'identification par MS suivi d'une spectrométrie de type MS/MS est également avantageuse. Elle permet de s'assurer de l'identité des ions observé en MS, ce qui augmente la spécificité de l'analyse. L'utilisation d'un procédé d'identification par MS/MS de type MRM présente l'avantage d'être plus sensible et plus simple que les approches MS puis MS/MS traditionnelle. Ce procédé ne nécessite ni logiciel performant pour traiter l'information entre l'acquisition du spectre MS et du spectre MS/MS, ni changement du réglage des paramètres machines pour enchaîner des spectres MS puis MS/MS. Le procédé d'identification par MS peut être mis en oeuvre avec une source électrospray sur échantillon brut, comme décrit par S. Vaidyanathan et al. [27] ou encore par R. Everley et al. [8] après séparation chromatographique. Différentes gammes de m/z permettent alors d'identifier les microorganismes. S. Vaidyanathan et al. ont utilisé une fenêtre entre 200 et 2000 Th et R. Everley et al. une fenêtre entre 620 et 2450 Th. Les spectres de masse peuvent également être déconvolués pour accéder à la masse des protéines indépendamment de leur état de charge. R. Everley et al. ont ainsi exploité les masses entre environ 5 000 et 50 000 Da. De façon alternative, le procédé d'identification par MS peut être également mis en oeuvre à l'aide d'un MALDI-TOF, comme décrit par Claydon et al [3] et T. Krishnamurthy et P. Ross [4]. L'analyse associe l'acquisition d'un spectre de masse et l'interprétation d'un logiciel expert. Elle est extrêmement simple et peut être effectuée en quelques minutes. Ce procédé d'identification se répand actuellement dans les laboratoires d'analyse médicale [28]. L'identification de bactéries par MS puis MS/MS via leurs protéines présentes dans l'échantillon, a été largement appliquée par de nombreuses équipes. A titre d'exemple, il est possible de citer les travaux récents de Manes N. et al. [29] qui ont étudié le peptidome de Salmonelle enterica, ou les travaux de R. Nandakumar et al. [30] ou de L. Hernychova et al. [31] qui ont étudié le protéome de bactéries après digestion des protéines avec de la trypsine. L'approche classique consiste à i) acquérir un spectre MS, ii) sélectionner successivement chaque ion précurseur observé sur le spectre MS avec un signal intense, iii) fragmenter successivement chaque ion précurseur et acquérir son spectre MS/MS, iv) interroger des bases de données protéiques telles que SWISS-PROT ou NCBI, aux travers de logiciels tels que Mascot (Matrix Science, Londres, Royaume-Uni) ou SEQUEST (Thermo Scientific, Waltham, Etats-Unis d'Amérique), pour identifier le peptide ayant une forte probabilité de correspondre au spectre MS/MS observé. Cette méthode peut conduire à l'identification d'un microorganisme si une protéine ou un peptide caractéristique de l'espèce est identifié. Selon encore un autre mode de réalisation, l'identification dudit au moins un microorganisme est mis en oeuvre par un procédé classique d'identification et le procédé de l'invention comprend une étape supplémentaire de confirmation de l'identification dudit au moins un microorganisme, laquelle étape de confirmation est mise en oeuvre par spectrométrie de masse, selon les techniques décrites précédemment pour l'identification de microorganismes. Selon un mode de réalisation particulier, la spectrométrie de masse de l'étape de confirmation est un spectrométrie de masse de type MS/MS, de préférence une MRM. Un des avantages de l'utilisation de la spectrométrie de masse réside en ce qu'elle est particulièrement utile pour quantifier des molécules, dans le cas présent les marqueurs des propriétés de typage, résistance à au moins un antimicrobien. Pour ce faire, on utilise l'intensité de courant détectée, laquelle est proportionnelle à la quantité de molécule cible. L'intensité de courant ainsi mesurée pourra servir de mesure quantitative permettant de déterminer la quantité de molécule cible présente, laquelle est caractérisée par son expression en unités du Système International (SI) de type mol/m3 ou kg/m3, ou par les multiples ou sous-multiples de ces unités, ou par les dérivées usuelles des unités SI, y compris leurs multiples ou sous-multiples. A titre d'exemple non limitatif, les unités telles que ng/ml ou fmol/1 sont des unités caractérisant une mesure quantitative. Un calibrage est néanmoins nécessaire pour pouvoir corréler l'aire du pic mesurée, correspondant à l'intensité de courant induit par les ions détectés, à la quantité de molécule cible à doser. Pour cela, les calibrages classiquement utilisés en spectrométrie de masse pourront être mis en oeuvre, dans le cadre de l'invention. Les dosages MRM sont classiquement calibrés à l'aide de standards externes ou, de préférence, à l'aide de standards internes tels que décrits par T. Fortin et al. [14]. Dans le cas où la molécule cible est un peptide protéotypique, permettant de doser une protéine d'intérêt, la corrélation entre la mesure quantitative et la quantité de peptide protéotypique cible, et par la suite de protéine d'intérêt, est obtenue en étalonnant le signal mesuré par rapport à un signal étalon pour lequel la quantité à doser est connue. L'étalonnage peut être réalisé au moyen d'une courbe d'étalonnage, par exemple obtenue par injections successives de peptide protéotypique étalon à différentes concentrations (étalonnage externe), ou de façon préférentielle, par étalonnage interne en utilisant un peptide lourd, comme standard interne, par exemple conformément aux méthodes AQUA, QconCAT ou PSAQ détaillées ci-après. Par « peptide lourd », on entend un peptide correspondant au peptide protéotypique, mais dans lequel un ou plusieurs atomes de carbone 12 (12C) est (sont) remplacé(s) par du carbone 13 (13C), et/ou un ou plusieurs atomes d'azote 14 (14N) est (sont) remplacé(s) par de l'azote 15 (15N) L'utilisation de peptides lourds, comme standards internes (AQUA), a également été proposée dans la demande de brevet US 2004/0229283. Le principe est de synthétiser artificiellement des peptides protéotypiques avec des acides aminés comportant des isotopes plus lourds que les isotopes naturels usuels. De tels acides aminés sont obtenus, par exemple, en remplaçant certains des atomes de carbone 12 (12C) par du carbone 13 (13C), ou en replaçant certains des atomes d'azote 14 (14N) par de l'azote 15 (15N). Le peptide artificiel (AQUA) ainsi synthétisé a rigoureusement les mêmes propriétés physicochimiques que le peptide naturel (à l'exception d'une masse plus élevée). Il est généralement ajouté, à une concentration donnée, à l'échantillon, en amont du dosage par spectroscopie de masse, par exemple entre le traitement entrainant le clivage des protéines de l'échantillon d'intérêt et le fractionnement des peptides obtenus après l'étape de traitement. De ce fait, le peptide AQUA est co-purifié avec le peptide naturel à doser, lors du fractionnement des peptides. Les deux peptides sont donc injectés simultanément dans le spectromètre de masse, pour le dosage. Ils subissent alors les mêmes rendements d'ionisation dans la source. La comparaison des aires de pic des peptides naturels et AQUA, dont la concentration est connue, permet de calculer la concentration du peptide naturel et de remonter ainsi à la concentration de la protéine à doser. Une variante de la technique AQUA a été proposée par J.-M. Pratt et al. [32] sous le nom de QconCat. Cette variante est également décrite dans la demande de brevet WO 2006/128492. Elle consiste à concaténer différents peptides AQUA et à produire le polypeptide artificiel sous forme de protéine recombinante lourde. La protéine recombinante est synthétisée avec des acides aminés comportant des isotopes lourds. De cette façon, il est possible d'obtenir un standard pour calibrer le dosage simultané de plusieurs protéines à moindre coût. Le standard QconCAT est ajouté dès le début, en amont du traitement entrainant le clivage des protéines et avant les étapes de fractionnement des protéines, de dénaturation, de réduction puis de blocage des fonctions thiols des protéines, si celles-ci sont présentes. Le standard QconCAT subit donc le même cycle de traitement entrainant le clivage des protéines que la protéine naturelle, ce qui permet de tenir compte du rendement de l'étape de traitement entrainant le clivage des protéines. En effet, le traitement, notamment par digestion, de la protéine naturelle peut ne pas être complet. Dans ce cas l'utilisation d'un standard AQUA conduirait à sous-estimer la quantité de protéine naturelle. Pour un dosage absolu, il peut donc être important de tenir compte des rendements de traitement entrainant le clivage des protéines. Cependant, V. Brun et al. [33] ont montré que, parfois, les standards QconQAT ne reproduisaient pas exactement le rendement de traitement notamment par digestion de la protéine naturelle, sans doute du fait d'une conformation tridimensionnelle différente de la protéine QconCAT. V. Brun et al. [33] ont alors proposé d'utiliser une méthode baptisée PSAQ et décrite dans la demande de brevet WO 2008/145763. Dans ce cas, le standard interne est une protéine recombinante, ayant la même séquence que la protéine naturelle mais synthétisée avec des acides aminés lourds. La synthèse est réalisée ex-vivo avec des acides aminés lourds. Ce standard a rigoureusement les mêmes propriétés physicochimiques que la protéine naturelle (à l'exception d'une masse plus élevée). Il est ajouté dès le début, avant l'étape de fractionnement des protéines, lorsque cette dernière est présente. Il est donc co-purifié avec la protéine native, lors de l'étape de fractionnement des protéines. Il présente le même rendement de traitement, notamment par digestion, que la protéine native. Le peptide lourd obtenu après clivage est également co-purifié avec le peptide naturel, si une étape de fractionnement des peptides est réalisée. Les deux peptides sont donc injectés simultanément dans le spectromètre de masse, pour être dosé quantitativement. Ils subissent alors les mêmes rendements d'ionisation dans la source. La comparaison des aires de pic des peptides naturels et des peptides de référence dans la méthode PSAQ permet de calculer la concentration de la protéine à doser en tenant compte de la totalité des étapes du procédé de dosage. L'ensemble de ces techniques, à savoir AQUA, QconCAT ou PSAQ ou toute autre technique de calibrage, utilisée dans des dosages par spectrométrie de masse et en particulier dans les dosages MRM ou MS, pourront être mises en oeuvre pour effectuer le calibrage, dans le cadre de l'invention. Selon un mode de réalisation préféré, le procédé de l'invention permet la caractérisation de Staphylococcus aureus. En particulier, la caractérisation de Staphylococcus aureus met en oeuvre au 10 moins un peptide comme suit : 1. pour le tvpage : au moins un peptide appartenant à la protéine A de séquence SEQ ID N° 1 suivante : MKKKNIYSIRKLGVGIASVTLGTLLISGGVTPAANAAQHDEAQQNAFYQVL 15 NMPNLNADQRNGFIQSLKDDPSQSANVLGEAQKLNDSQAPKADAQQNKF NKDQQSAFYEILNMPNLNEEQRNGFIQSLKDDPSQSTNVLGEAKKLNESQA PKADNNFNKEQQNAFYEILNMPNLNEEQRNGFIQSLKDDPSQSANLLAEAK KLNES QAPKADNKFNKEQQNAFYEILHLPNLNEEQRNGFIQ SLKDDP S Q SA NLLAEAKKLNDAQAPKADNKFNKEQQNAFYEILHLPNLTEEQRNGFIQSLK 20 DDP SV SKEILAEAKKLNDAQAPKEEDNNKP GKEDGNKP GKEDGNKP GKED NKKPGKEDGNKPGKEDNKKPGKEDGNKPGKEDGNKPGKEDGNKPGKED GNKPGKED GNGVHV VKP GDTVNDIAKANGTTADKIAADNKLADKNMIKP GQELVVDKKQPANHADANKAQALPETGEENPFIGTTVFGGLSLALGAALL AGRRREL 25 lesdits peptides étant choisis parmi les peptides de séquence SEQ ID N°2, 3, 4, 5, 6, 7 et 8 tels que définis ci-après : Peptide SEQ ID Séquence d'acides aminés Localisation dans SEQ ID N° N° l 2 DDPSQSANVLGEAQK 70-84 3 DQQSAFYEILNMPNLNEEQR 103-122 4 DDPSQSTNVLGEAK 131-144 EQQNAFYEILNMPNLNEEQR 161-180 6 DDPSQSANLLAEAK 189-202 7 DDPSVSK 305-311 8 IAADNK 437-442 2. Pour la résistance potentielle à au moins un antibiotique au moins un peptide appartenant à la protéine PBP2a de séquence SEQ ID N° 9 suivante : 5 MKKIKIVPLILIVVVVGFGIYFYASKDKEINNTIDAIEDKNFKQVYKDSSYIS KSDNGEVEMTERPIKIYNSLGVKDINIQDRKIKKV SKNKKRVDAQYKIKTN YGNIDRNVQFNFVKEDGMWKLDWDHSVIIPGMQKDQSIHIENLKSERGKIL DRNNVELANTGTAYEIGIVPKNV SKKDYKAIAKELSISEDYIKQQMDQNWV QDDTFVPLKTVKKMDEYLSDFAKKFHLTTNETESRNYPLEKATSHLLGYV GPINSEELKQKEYKGYKDDAVIGKKGLEKLYDKKLQHEDGYRVTIVDDNS NTIAHTLIEKKKKDGKDIQLTIDAKV QKSIYNNMKNDYGSGTAIHPQTGELL ALVSTPSYDVYPFMYGMSNEEYNKLTEDKKEPLLNKFQITTSPGSTQKILTA MIGLNNKTLDDKTSYKIDGKGWQKDKSWGGYNVTRYEVVNGNIDLKQAI ESSDNIFFARVALELGSKKFEKGMKKLGVGEDIPSDYPFYNAQISNKNLDNE ILLADSGYGQGEILINPVQILSIYSALENNGNINAPHLLKDTKNKVWKKNIIS KENINLLTD GMQ Q V VNKTHKEDIYRSYANLIGKS GTAELKMKQ GETGRQI GWFI SYDKDNPNMMMAINVKDV QDKGMASYNAKIS GKVYDELYENGNK KYDIDE lesdits peptides étant choisis parmi les peptides de séquence SEQ ID N°10 à 17 tels que définis ci-après : Peptide SEQ ID N° Séquence d'acides aminés Localisation dans SEQ ID N°9 10 IYNSLGVK 69-76 11 DINIQDR 77-83 12 ELSISEDYIK 189-198 13 FQITTSPGSTQK 395-406 14 ILTAMIGLNNK 407-417 15 YEVVNGNIDLK 446-456 16 VALELGSK 470-477 17 SYANLIGK 590-597 3. Pour la virulence : au moins un peptide appartenant à la protéine PVL, sous-unités LukS et Luk-F, de séquences SEQ ID N° 18 et 22 suivantes, respectivement : SEQ ID N° 18 : MIFMVKKRLLAATLSLGIITPIATSFHESKADNNIENIGDGAEVVKRTEDTS S DKWGVTQNIQVDFVKDKKYNKDALILKMQGFINSKTTYYNYKNTDHIKA MRWPFQYNIGLKTNDPNVDLINYLPKNKIDSVNVSQTLGYNIGGNFNSGPS TGGNGSFNYSKTISYNQQNYISEVERQNSKSVQWGIKANSFITSLGKMSGH DPNLFVGYKPYSQNPRDYFVPDNELPPLVHSGFNPSFIATVSHEKGSGDTSE FEITYGRNMD VTHATRRTTHYGNSYLEGSRIHNAFVNRNYTVKYEVNWKT HEIKVKGHN SEQ ID N° 22 : MKKIVKSSVVTSIALLLLSNTVDAAQHITPVSEKKVDDKITLYKTTATSDSD KLKISQILTFNFIKDKSYDKDTLILKAAGNIYSGYTKPNPKDTISSQFYWGSK YNISINSDSNDSVNVVDYAPKNQNEEFQVQQTVGYSYGGDINISNGLSGGG NGSKSFSETINYKQESYRTSLDKRTNFKKIGWDVEAHKIMNNGWGPYGRD SYHSTYGNEMFLGSRQSNLNAGQNFLEYHKMPVLSRGNFNPEFIGVLSRKQ NAAKKS KITV TYQREMDRYTNF WNQLH WI GNNYKDENRATHT SIYE V D W ENHTVKLIDTQSKEKNPMS lesdits peptides étant choisis parmi les peptides de séquence SEQ ID N°19, 20, 21, 23 et 24 tels que définis ci-après : Peptide SEQ ID N° Séquence d'acides aminés Localisation dans SEQ ID N°18 19 TNDPNVDLINYLPK 115-128 20 SVQWGIK 184-190 21 ANSFITSLGK 191-200 Peptide SEQ ID N° Séquence d'acides aminés Localisation dans SEQ ID N°22 23 MPVLSR 237-242 24 GNFNPEFIGVLSR 243-255 4. Pour l'identification : au moins un peptide appartenant à la protéine 50S ribosomal protein L30 (RL30), 50S ribosomal protein L331 (RL331), Staphylococcal secretory antigen ssaA2 (SSAA2), UPF0337 protein SA0772 (Y772), Bifunctional autolysin (ATL), Elongation factor Tu (EFTU), Probable transglycolase isaA (ISAA) et UPF0457 protein SA1975.1 (Y197A), de séquences SEQ ID N° 25, 28, 31, 33,36, 39, 41 et 43 suivantes, respectivement : SEQ ID N° 25 : MAKLQITLTRSVIGRPETQRKTVEALGLKKTNSSVVVEDNPAIRGQINKVK HLVTVEEK SEQ ID N° 28 : MRVNVTLACTEC GDRNYITTKNKRNNPERVEMKKFC SRENKQTLHRETK SEQ ID N° 31 : MKKIATATIATAGFATIAIASGNQAHASEQDNYGYNPNDPTSYSYTYTIDA Q GNY HY T W KGN W H P S Q LN Q DN GYY S YYYYN GYNNYNNYNN GY S YNNY SRYNNY SNNNQ SYNYNNYNSYNTNSYRTGGLGASYST S SNNV QVTTTMA PSSNGRSISSGYTSGRNLYTSGQCTYYVFDRVGGKIGSTWGNASNWANAA ARAGYTVNNTPKAGAIMQTTQGAYGHVAYVESVNSNGSVRV SEMNYGY GPGVVTSRTISASQAAGYNFIH SEQ ID N° 33 : MADESKFEQAKGNVKETVGNVTDNKNLENEGKEDKASGKAKEFVENAKE KATDFIDKVKGNKGE SEQ ID N° 36 : MAKKFNYKLPSMVALTLVGSAVTAHQVQAAETTQDQTTNKNVLDSNKVK ATTEQAKAEVKNPTQNIS GTQVYQDPAIV QPKTANNKTGNAQV S QKVDTA QVNGDTRANQSATTNNTQPVAKSTSTTAPKTNTNVTNAGYSLVDDEDDNS EHQINPELIKSAAKPAALET QYKAAAPKAKTEATPKV TTF SASAQPRS VAA TPKTSLPKYKPQVNS SINDYIRKNNLKAPKIEEDYTSYFPKYAYRNGVGRPE GIVVHDTANDRSTINGEISYMKNNYQNAFVHAFVDGDRIIETAPTDYLSWG V GAV GNPRFINVEIVHTHDYASFARSMNNYADYAATQLQYYGLKPD SAEY S'RIASSSIISISANHAIdVSAVgAKSKSSÔVNÀSASÔAKS ÔNÀSIIAGVJ VANS19VIÔ9KVVgASMSMIl9KSIINÀÔ19CDIAIHIQAVOQxIaVVNrIa QÔHNHVZQAZHV~QANAgVVHVHJ,I JVVAJ,LAJ"IVAVZSSVIAILL)I)IIAI 0£ 117oN QI adS N11g1AA9 SAL2I9 J~2IIS 32iLJQHIVIdVIZgALYAigANQ9 dIAIAINgIJ~dZHAAJ LAQ L L2I3~3~a2IANSIddIH?19 gG)IS'IAAAgV)I3q 1Hd1ISDdVV~na~xaAU WA~x~~V~INQ~V~V~Q~ I~v~I~n~rnr r SI S,LQH'I9IIgAgq9ANIÔMIqA2I IVAIMI91ISIAQRAdINIAIdd)IQSQ2IgcIl SZ dIAIGAVgWIT'II) ÀÔVQJT'IV VSJVIAdAQQJd3QO STI(RIAIY\Iq AZ~TIggGUAIAIQANK'l AZVdAJANUS TIIHMIIÔdIAM9GVVSAAZIJJ CMÔVV IIIAIKNAAQVHJdDQAHVAH?DIQ L~~~IHS LNI LIJ2I I~~dVNQ I AIUÀSÔVASQ 9KNYIAIVIVVI'111)I9HQAH9L19 INVHq)IPIQ.IIq)IVIAI 6£ oN QI Ô 0Z ÀÔdIQdÀ)IJAgJDIGAAJ)IIDIVNINVMQAQ,LVÀÔH1JdHVdNrn2IY)IKI1 NÔJVNAASNJI IVJJAIVNSAIGMOVÔxVANI MIZdQNQAVVI 1ANH ANIKSN,LAANKNAAQV NVZS1 1\1913TIVHSIZ~A~NIJMAIÔVVxN3 VVJÔ IA 9)19Ni ÔK DIQISINÔdÔQ'RI73ÔÀx'IVdGÔV72i~ILQY~iVH~IA S1 QN3NVQ,Lrn)I9dA?IÔ d)IMY19VÔ1ÔVAÔN'IlIAI91 NANIZMIV'IQ,LSx IMV'DIJNS'DIJ~~rnLÔ 9 KIAÔq)IAAV3dÔ~N3VxZSANV,LQSKdIAAAA 9NJNxIAAIANÀGNVVSlld)IAV1dV,LZQ)IVNArn DINIMI1 X-IAAGNJ ASAÔNIVKII9 VINM1'11AÔKNIOrndAIAISZJN1~ISxNnL~x~11NAq)I 9 ZNÔnNZQ~IAN3rnJZaINHSLNI~IZZn~L~NJHV2IILn~3L2IQV~xVJN 0I xVI)MAASV?IIDJ NNd)IAÔVDISAIa11Ôd)I1AIAV)AV1)IdÔVAV)DIdV VdAV'IAVxsnrnWsx~Nn r ~ IÀISxQlaaax1V) IIÔND1DSAVDVgÔNA MIMAS À 1DDDIAIAI INANAasxVNN~IAQ ÔIAMDI'I1dSMAGNAI Ad)IN9 9 ZSVq)IIAV3,LxAq)IId)I9 LNQAAIII'1JNNxVNIÔVAJN'ISSA L~INNLLdlSd)IdId1d1d)IV,LQA'IAVxSArnDS)JNASJK'IAISxUlaaaxS s V)IIIÔNJS JSAS 9 VAÔNS1DMdAIKDI1DSNISASÔNANAasxVINAAAQ q)IArn9 .1)IN9 SN~QÔA'IA3xÔK9'lIVINsAV3,LxAgKIVx9 INQAA,L,L X-19 SNLIcINIÔVAONNVVAI'DI1Sd)ISd ld)ISdLLaLLLdÔ1DMdVA) IAI II'IA)IgNIZQA'IÔGASANHS?FIA9 HdQVHGI9 D'UN SAVAHIMAIOK9 9Z Bi7STS6Z NGNTAGATGS SAAQIMAQRTGV SASTWAAIIARESNGQVNAYNPSGASGL FQTMPGWGPTNTVDQQINAAVKAYKAQGLGAWGF SEQ ID N° 43 : MAMTVKKDNNEVRIQWRVADIKIPTSEIKNITQDQDIHAVPKLDSKDVSRI 5 GSTFGKTNRVIIDTEDHEYIIYTQNDQKVYNELTK lesdits peptides étant choisis parmi les peptides de séquence SEQ ID N°26, 27, 29, 30, 32, 34, 35, 37, 38, 40, 42, 44 et 45 tels que définis ci-après : Peptide SEQ ID N° Séquence d'acides aminés Localisation dans SEQ ID N°25 26 LQITLTR 4-10 27 TNSSVVVEDNPAIR 31-34 Peptide SEQ ID N° Séquence d'acides aminés Localisation dans SEQ ID N°28 29 VNVTLACTECGDR 3-15 30 NYITTK 16-21 Peptide SEQ ID N° Séquence d'acides aminés Localisation dans SEQ ID N°31 32 AGYTVNNTPK 200-209 Peptide SEQ ID N° Séquence d'acides aminés Localisation dans SEQ ID N°33 34 EFVENAKEK 42-50 35 ATDFIDKVK 51-59 Peptide SEQ ID N° Séquence d'acides aminés Localisation dans SEQ ID N°36 37 LYSVPWGTYK 696-705 38 AYLAVPAAPK 747-756 Peptide SEQ ID N° Séquence d'acides aminés Localisation dans SEQ ID N°39 40 TVGSGVVTEIIK 383-394 Peptide SEQ ID N° Séquence d'acides aminés Localisation dans SEQ ID N°41 42 LSNGNTAGATGSSAAQ- 148-168 IMAQR Peptide SEQ ID N° Séquence d'acides aminés Localisation dans SEQ ID N°43 44 NITQDQDIHAVPK 30-42 45 LDSKDVSR 43-50 Il convient de noter, comme indiqué précédemment, que, pour le typage, le procédé de l'invention peut également utiliser au moins un peptide de séquence SEQ ID N° : 10, 11, 12, 13, 14, 15, 16, 17, 19, 20, 21, 23, 24, 26, 27, 29, 30, 32, 34, 35, 37, 38, 40, 42, 44 et 45, lesquels sont utiles pour la détermination de la résistance potentielle à au moins un antibiotique ou de la virulence, comme indiqué précédemment. Bien entendu, par au moins un peptide, on entend au moins un, au moins deux, au moins trois, au moins quatre, au moins cinq, au moins 6 ou plus peptides représentatifs du marqueur qu'on veut détecter. De préférence, on utilisera au moins deux, voire au moins trois, voire au moins quatre peptides par caractéristique. Les peptides utiles aux fins de l'invention, de séquence SEQ ID N°2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 16, 17, 19, 20, 21, 23, 24, 26, 27, 29, 30, 32, 34, 35, 37, 38, 40, 42, 44 ou 45, sont nouveaux et constituent un autre objet de l'invention. Le procédé de l'invention et ses avantages ressortiront de la suite de la présente description relatant divers exemples non limitatifs de mise en oeuvre du procédé de l'invention. Exemple 1 : Identification de microorganismes à partir d'un échantillon par profil biochimique 1. Mise-en en culture de l'échantillon sur milieu de culture Les milieux de culture optimaux et les conditions de culture optimales sont différents selon les espèces de microorganisme. Par défaut l'échantillon est ensemencé sur différents milieux : o gélose Colombia au sang de mouton (réf biomerieux 43041) pendant 18 à 24 h à 35°C, avec ou sans anaérobie ; o gélose TSA (référence bioMérieux 43011) pendant 18 à 24 h à 37°C. 2. Identification des microorganismes L'identification est mise en oeuvre comme suit : 1. Sélection de colonies isolées 2. En respectant les conditions d'asepsie, transfert de 3,0 mL de solution saline stérile aqueuse (à 0,45-0,50 % de NaCl, de pH 4,5 à 7,0) dans un tube à essai en plastique transparent (polystyrène) 3. A l'aide d'un bâtonnet ou d'un écouvillon stérile, transfert d'un nombre suffisant de colonies identiques dans le tube de solution saline préparé à l'étape 2 et ajustement de la suspension bactérienne entre 0,50 et 0,63 McFarland avec un DENSICHEK étalonné du VITEK2 4. Positionnement du tube de suspension bactérienne et d'une carte d'identification VITEK2 sur une cassette VITEK2 5. Chargement de la cassette dans l'instrument VITEK2 6. Les opérations de remplissage, scellage, incubation et lecture sont automatiques 7. Acquisition d'un profil biochimique 8. Identification avec le système VITEK2 réalisée par comparaison à des profils biochimiques de souches connues Exemple 2 : Identification de microorganismes à partir d'un échantillon par MALDI-TOF L'identification est mise en oeuvre comme suit : 1. Transfert à l'aide d'une oese 1-µl d'une portion de colonie de microorganisme obtenue selon l'exemple 1, et dépôt uniforme sur une plaque pour spectrométrie de masse par MALDI-TOF 2. Recouvrement du dépôt avec 1µl de matrice. La matrice utilisée est une solution saturée d'HCCA (acide alpha-cyano-4-hydroxycinnamique) en solvant organique (50% d'acétonitrile et 2,5% d'acide trifluoroacétique) 3. Séchage à température ambiante 4. Introduction de la plaque dans le spectromètre de masse 5. Acquisition d'un spectre de masse 6. Comparaison du spectre obtenu avec les spectres contenus dans une base de connaissance 7. Identification du microorganisme par comparaison des pics obtenus à ceux de la base de connaissance30 Exemple 3 : Identification de microorganismes à partir d'un échantillon par ESIMS L'identification est mise en oeuvre comme suit : 1. Prélèvement d'une colonie de microorganisme, obtenue selon l'exemple 1, et mise en suspension dans l00µ1 d'eau déminéralisée. 2. Centrifugation à 300g pendant 5 minutes. 3. Elimination du surnageant. 4. Remise en suspension par l00µ1 d'eau déminéralisée. 5. Elimination du surnageant. 6. Remise en suspension par l00µ1 d'un mélange Acétonitrile, eau déminéralisée, acide formique (50/50/0.1%). 7. Filtration avec un filtre de porosité 0.45 µm. 8. Injection dans un spectromètre de masse en mode MS simple. 9. Acquisition d'un spectre de masse. 10. Comparaison du spectre obtenu avec les spectres contenus dans une basse de connaissance. 11. Identification du microorganisme par référence à des spectres de référence. Exemple 4 : Obtention de protéines digérées à partir de microorganismes Classiquement le protocole suivant est mis en oeuvre en 11 étapes : 1. Prélèvement d'une colonie de microorganisme, obtenue selon l'exemple 1, et mise en suspension dans 10 à l00µ1 d'une solution d'hydrochlorure de guanidine 6M, 50 mM Tris-HC1, pH=8,0. 2. Ajout de dithiothréitol (DTT) pour obtenir une concentration finale de 5mM. 3. Réduction pendant 20minutes à 95°C dans un bain marie. 4. Refroidissement des tubes à température ambiante. 5. Ajout d'iodoacétamide pour obtenir une concentration finale de 12.5 mM. 6. Alkylation pendant 40minutes à température ambiante et à l'obscurité. 7. Dilution d'un facteur 6 d'une solution de NH4HCO3 50 mM, pH=8.0 pour obtenir une concentration finale en hydrochlorure de guanidine de 1M. 8. Ajout de 1 µg de trypsine. 9. Digestion à 37°C pendant 6 heures à une nuit. 10. Ajout d'acide formique jusqu'à un pH inférieur à 4 pour stopper la réaction. 11. Ultracentrifugation à 100 000g pendant 30 minutes. Exemple 5 : Caractérisation d'échantillons de S. Aureus: Après avoir établi la ou les espèces des échantillons selon l'une quelconque des méthodes décrites dans les exemples 1 à 3, les espèces listées ci-dessous sont analysées. Treize souches de S. Aureus sont analysées pour confirmer leur identification et établir leurs caractéristiques : ID2 ID3 ID4 ID2bis ID3bis ID4bis ASTI AST8 AST13 AST14 VIR5 VIRE VIR7 La même méthode d'analyse est appliquée à des espèces n'appartenant pas à l'espèce S. Aureus pour servir de témoin négatif : • E. Coli ID7 AST2 • S. pneumoniae VIR21 • C. difficile VIR26 Chaque échantillon est traité selon l'exemple 4, puis un volume de 5µl de protéines digérées est injecté et analysé selon les conditions suivantes : • Chaîne chromatographique Agilent 1100 series de la société Agilent Technologies (Massy, France). • Colonne Waters Symmetry C18, 2,lmm de diamètre interne, 100mm de long, taille de particule de 3,51um. ^ Solvant A : H2O + 0,1% acide formique. ^ Solvant B : ACN + 0,1% acide formique. ^ Gradient HPLC défini au TABLEAU 1 ci-après : TABLEAU 1 Temps Débit (µl) Solvant A (%) Solvant B (%) 0 300 95 5 25 300 60 40 27 300 0 100 35 300 0 100 35.1 300 95 5 45 300 95 5 • L'éluât en sortie de colonne chromatographique est directement injecté dans la source d'ionisation du spectromètre de masse de type QTRAP® 5500 de la société Applied Biosystems (Foster City, Etats Unis d'Amérique). • Les peptides, issues de la digestion des protéines du microorganisme, sont analysés par le spectromètre de masse en mode MRM. Seuls les peptides indiqués dans le TABLEAU 2 sont détectés. Pour cela, le ou les fragments de première génération indiqué dans le TABLEAU 2 sont détectés. L'application, à laquelle permet de répondre chaque transition, c'est à dire chaque peptide associé à son fragment de première génération, est précisée dans la colonne intérêt clinique du TABLEAU 2 avec les lettres I, T, R et V. I désigne la confirmation de l'identification du microorganisme, T le typage, R la résistance à au moins un antibiotique et V la détection de facteurs de virulence. TABLEAU 2 : Transition Protéine Peptide Ion fragment de Intérêt Numéro première génération clinique 1 proteine A DDPSQSANVLGEAQK y9 monochargé T 2 proteine A DDPSQSANVLGEAQK y13 monochargé T 3 proteine A DQQSAFYEILNMPNLNEEQR y8 monochargé T 4 proteine A DQQSAFYEILNMPNLNEEQR y8 dichargé T 5 proteine A DDPSQSTNVLGEAK y9 monochargé T 6 proteine A DDPSQSTNVLGEAK y12 monochargé T 7 proteine A EQQNAFYEILNMPNLNEEQR y8 monochargé T 8 proteine A EQQNAFYEILNMPNLNEEQR y8 dichargé T 9 proteine A DDPSQSANLLAEAK y9 monochargé T 10 proteine A DDPSQSANLLAEAK y12 monochargé T 11 proteine A DDPSVSK y5 monochargé T 12 proteine A DDPSVSK y4 monochargé T 13 proteine A IAADNK y4 monochargé T 14 proteine A IAADNK y5 monochargé T 15 PBP2a IYNSLGVK y6 monochargé R + T 16 PBP2a IYNSLGVK y7 monochargé R + T 17 PBP2a DINIQDR y5 monochargé R + T 18 PBP2a DINIQDR y4 monochargé R + T 19 PBP2a ELSISEDYIK y6 monochargé R + T 20 PBP2a ELSISEDYIK y8 monochargé R + T 21 PBP2a FQITTSPGSTQK y9 monochargé R + T 22 PBP2a FQITTSPGSTQK y6 monochargé R + T 23 PBP2a ILTAMIGLNNK y8 monochargé R + T 24 PBP2a ILTAMIGLNNK y9 monochargé R + T 25 PBP2a YEVVNGNIDLK y8 monochargé R + T 26 PBP2a YEVVNGNIDLK y9 monochargé R + T 27 PBP2a VALELGSK y6 monochargé R + T 28 PBP2a VALELGSK y7 monochargé R + T 29 PBP2a SYANLIGK y6 monochargé R + T 30 LukS TNDPNVDLINYLPK y8 monochargé V + T 31 LukS TNDPNVDLINYLPK y11 monochargé V + T 32 LukS SVQWGIK y5 monochargé V + T 33 LukS SVQWGIK y4 monochargé V + T 34 LukS ANSFITSLGK y8 monochargé V + T 35 LukS ANSFITSLGK y6 monochargé V + T 36 LukF MPVLSR y5 monochargé V + T 37 LukF MPVLSR y3 monochargé V + T 38 LukF GNFNPEFIGVLSR y8 monochargé V + T 39 LukF GNFNPEFIGVLSR y9 monochargé V + T 40 RL30 LQITLTR y5 monochargé I + T 41 RL30 LQITLTR y6 monochargé I + T 42 RL30 TNSSVVVEDNPAIR y8 monochargé I + T 43 RL30 TNSSVVVEDNPAIR y8 monochargé I + T 44 RL331 VNVTLAC[CAM]TEC[CAM]GDR y8 monochargé I + T 45 RL331 NYITTK y5 monochargé I + T 46 RL331 NYITTK y4 monochargé I + T 47 SSAA2 AGYTVNNTPK y6 monochargé I + T 48 SSAA2 AGYTVNNTPK y7 monochargé I + T 49 SSAA2 AGYTVNNTPK y8 monochargé I + T 50 SSAA2 AGYTVNNTPK y9 monochargé I + T 51 Y772 ATDFIDKVK y6 monochargé I + T 52 Y772 ATDFIDKVK y8 monochargé 1 + T5 53 ATL AYLAVPAAPK y7 monochargé I + T 54 ATL AYLAVPAAPK y8 monochargé I + T 55 EFTU TVGSGVVTEIIK y7 monochargé I + T 56 EFTU TVGSGVVTEIIK y8 monochargé I + T 57 EFTU TVGSGVVTEIIK y9 monochargé I + T 58 Y772 EFVENAKEK y6 monochargé I + T 59 Y772 EFVENAKEK y7 monochargé I + T 60 Y772 EFVENAKEK y8 monochargé I + T 61 ISAA LSNGNTAGATGSSAAQIMAQR y7 monochargé I + T 62 ISAA LSNGNTAGATGSSAAQIMAQR y8 monochargé I + T 63 ATL LYSVPWGTYK y6 monochargé I + T 64 ATL LYSVPWGTYK y7 monochargé I + T 65 ATL LYSVPWGTYK y8 monochargé I + T 66 Y197A NITQDQDIHAVPK y8 monochargé I + T 67 Y197A NITQDQDIHAVPK y7 monochargé I + T 68 Y197A NITQDQDIHAVPK y6 monochargé I + T 69 Y197A LDSKDVSR y6 monochargé I + T 70 Y197A LDSKDVSR y7 monochargé I + T L'état de charge du peptide précurseur, son temps de rétention et les transitions, c'est-à-dire les rapports (m/z)1 en Ql et (m/z)2 en Q3, sont indiqués dans le TABLEAU 3. L'énergie de collision utilisée pour fragmenter l'ion précurseur est également indiquée dans le TABLEAU 3. TABLEAU 3: Transition Etat de charge Temps de (m/z) filtré en (m/z) filtré en Energie de Numéro du précurseur rétention Q1 Q3 collision 1 2 8.2 779.87 929.51 39 2 2 8.2 779.87 664.84 39 3 3 17.9 813.71 999.49 45 4 3 17.9 813.71 500.24 45 2 7.9 730.85 918.49 37 6 2 7.9 730.85 615.82 37 7 3 16.5 827.39 999.49 45 8 3 16.5 827.39 500.25 34 9 2 10 729.86 916.51 37 2 10 729.86 614.83 37 11 2 11 374.18 517.3 21 12 2 11 374.18 420.25 21 13 2 8.9 316.17 447.22 19 14 2 8.9 316.17 518.26 19 2 6.7 447.26 617.36 25 16 2 6.7 447.26 780.43 25 17 2 6.2 437.22 645.33 24 18 2 6.2 437.22 531.3 24 19 2 11.1 598.81 754.36 31 20 2 11.1 598.81 954.48 31 21 2 7.4 647.84 906.45 34 22 2 7.4 647.84 617.3 26 23 2 11.8 594.34 860.47 31 24 2 11.8 594.34 961.51 31 25 2 10.1 632.33 872.48 33 26 2 10.1 632.33 971.55 33 27 2 7.4 408.74 646.38 23 28 2 7.4 408.74 717.41 23 29 2 8.2 433.24 615.38 24 30 2 14.9 808.42 975.55 41 31 2 14.9 808.42 643.4 41 32 2 8.2 409.23 631.36 23 33 2 8.2 409.23 503.3 23 34 2 10.3 519.28 852.48 28 35 2 10.3 519.28 618.4 28 36 2 6.4 351.7 571.36 20 37 2 6.4 351.7 375.24 20 38 2 14.3 725.38 920.52 37 39 2 14.3 725.38 509.29 37 40 2 9.2 422.77 603.38 24 41 2 9.2 422.77 731.44 24 42 2 8 750.89 913.47 38 43 3 8 500.93 913.47 29 44 2 7.9 747.84 968.36 38 45 2 2.8 370.2 625.36 21 46 2 2.8 370.2 462.29 21 47 2 3.9 532.77 672.37 28 48 2 3.9 532.77 773.42 28.442 49 2 3.9 532.77 936.48 28.442 50 2 3.9 532.77 993.5 28.442 51 2 7.2 518.79 749.46 28 52 2 7.2 518.79 965.53 27.827 53 2 9 500.79 653.4 27 54 2 9 500.79 766.48 27.035 55 2 11.2 601.85 801.51 31 56 2 11.2 601.85 858.53 31.482 57 2 11.2 601.85 945.56 31.482 58 2 2.3 547.28 718.37 29 59 2 2.3 547.28 817.44 29.08 60 2 2.3 547.28 964.51 29.08 61 3 8.7 669.33 817.43 37 62 3 8.7 669.33 888.47 37.466 63 2 12.2 607.32 751.38 32 64 2 12.2 607.32 850.45 31.722 65 2 12.2 607.32 937.48 31.722 66 2 6.3 739.88 907.5 38 67 2 6.3 739.88 779.44 37.555 68 2 6.3 739.88 664.41 37.555 69 2 2 460.25 691.37 25.251 70 2 2 460.25 806.4 25.251 • Les autres paramètres machine utilisés sont les suivants : Type de balayage: MRM Polarité: Positive Source d'ionisation: Turbo VTM (Applied BioSystems) Réglage Ql: Filtrage avec résolution unitaire Réglage Q3: Filtrage avec résolution unitaire Pause inter-scan: 5.00 msec Vitesse de balayage: 10 Da/s Gaz rideau: 50,00 psi Tension de cône: 5500,00 V Température de source: 500,00 °C Gaz de nébulisation: 50,00 psi Gaz chauffant: 40,00 psi Remplissage dynamique: activé Potentiel d'orifice : 100, 00 V (en anglais declustering potential (DP)) Potentiel d'entrée avant QO (EP): 6,00 V Potentiel en sortie de cellule de collision : 11 V (en anglais cell exit potential (CXP)) Temps de cycle total: 1.6 sec Les aires obtenues pour chacune des transitions et pour chacun des microorganismes étudiés ont été mesurées. Toutes les transitions dont l'aire est 25 supérieure ou égale à 1000 (unité arbitraire) sont considérées comme positives et ont été notées « 1 » dans les tableaux 4A et 4B. Toutes les transitions dont l'aire est inférieure à 1000, sont considérées comme négatives et ont été notées 0 dans les tableaux 4A et 4B. Lorsqu'on n'a observé aucun pic de signal, on a noté la transition comme négative. 10 15 20 5 Le nombre de transition positive est ensuite sommé pour les applications I, R et V et reporté dans le TABLEAU 5 : TABLEAU 4A : Transition ID2 ID3 ID4 ID2bis ID3bis ID4bis ASTI AST8 S. Aureus S. Aureus S. Aureus S. Aureus S. Aureus S. Aureus S. Aureus S. Aureus 1 0 1 1 0 1 1 0 0 2 0 1 1 0 1 1 0 0 3 0 1 1 0 1 1 0 0 4 0 1 1 0 1 1 0 0 1 1 1 1 1 1 0 0 6 1 1 1 1 1 1 0 1 7 1 1 1 1 1 1 0 0 8 1 1 1 1 1 1 0 0 9 1 1 1 1 1 1 0 0 1 1 1 1 1 1 0 0 11 0 0 0 0 0 0 1 0 12 0 0 0 0 0 0 0 0 13 1 1 1 0 1 1 0 0 14 1 1 1 1 1 1 1 0 1 0 1 1 0 1 0 0 16 0 0 1 0 0 1 0 0 17 1 0 1 1 0 1 0 0 18 1 0 1 1 0 1 0 0 19 1 0 1 1 0 1 0 0 1 0 1 1 0 1 0 0 21 1 0 1 1 0 1 0 0 22 1 0 1 1 0 1 0 0 23 1 0 1 1 0 1 0 0 24 1 0 1 1 0 1 0 0 1 0 1 1 0 1 0 0 26 1 0 1 1 0 1 0 0 27 1 1 1 1 1 1 0 0 28 1 0 1 1 0 1 0 0 29 1 0 1 1 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 31 0 0 0 0 0 0 0 0 32 0 0 0 0 0 0 0 0 33 0 0 1 0 0 0 0 0 34 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 36 0 0 0 0 0 0 1 1 37 0 0 0 0 0 1 0 0 38 0 0 0 0 0 1 0 0 39 0 0 0 0 0 0 0 0 40 1 1 1 1 1 1 1 1 41 1 1 1 1 1 1 1 1 42 1 1 1 1 1 1 1 1 43 1 1 1 1 1 1 1 1 44 1 1 1 1 1 1 1 1 45 1 1 1 1 1 1 1 1 46 1 1 1 1 1 1 1 1 47 1 1 1 1 1 1 1 1 48 1 1 1 1 1 1 1 1 49 1 1 1 1 1 1 1 1 50 1 1 1 1 1 1 1 1 51 1 1 1 1 1 1 1 1 52 1 1 1 1 1 1 1 1 53 1 1 1 1 1 1 1 1 54 1 1 1 1 1 1 1 1 55 1 1 1 1 1 1 1 1 56 1 1 1 1 1 1 1 1 57 1 1 1 1 1 1 1 1 58 1 1 1 1 1 1 1 1 59 1 1 1 1 1 1 1 1 60 1 1 1 1 1 1 1 1 61 1 1 1 1 1 1 1 1 62 1 1 1 1 1 1 1 1 63 1 1 1 1 1 1 1 1 64 1 1 1 1 1 1 0 0 65 1 1 1 1 1 1 1 1 66 1 1 1 1 1 1 1 1 67 1 1 1 1 1 1 1 1 68 1 1 1 1 1 1 1 1 69 1 1 1 1 1 1 1 1 70 1 1 1 1 1 1 1 1 TABLEAU 4B : Transition AST13 AST14 VIR5 VIRE VIR7 ID7 AST2 VIR21 VIR26 S. Aureus S. Aureus S. Aureus S. Aureus S. Aureus E. coli E. coli S. pneumoniae C. ae difficile 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 1 0 0 0 0 0 3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 4 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 6 1 0 0 1 0 0 0 0 0 7 0 0 0 1 0 0 0 0 0 8 0 0 0 1 0 0 0 0 0 9 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 11 0 1 1 1 0 0 0 0 0 12 0 1 1 0 0 0 0 0 0 13 0 0 0 0 0 0 0 0 0 14 1 0 0 1 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 16 1 0 0 0 0 0 0 0 0 17 1 1 0 0 0 0 0 0 0 18 1 0 0 0 0 0 1 0 0 19 1 1 0 0 0 0 0 0 0 1 1 0 0 0 0 0 0 0 21 1 1 0 0 0 0 0 0 0 22 1 0 0 0 0 0 0 0 0 23 1 0 0 0 0 0 1 0 0 24 1 1 0 1 0 0 0 0 0 1 1 0 0 0 0 0 0 0 26 1 0 0 0 0 0 0 0 0 27 1 1 0 0 0 0 0 0 1 28 1 1 0 0 0 0 0 0 0 29 1 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 1 0 0 0 0 31 0 0 1 0 1 0 0 0 0 32 0 0 1 0 1 0 0 0 0 33 0 0 1 0 1 0 0 0 0 34 0 0 1 0 1 0 0 0 0 0 0 1 0 1 0 0 0 0 36 1 1 1 1 1 0 0 0 0 37 0 0 1 0 1 0 0 0 0 38 0 0 1 0 1 0 0 0 0 39 0 0 1 0 1 0 0 0 0 1 1 1 1 1 0 0 0 0 41 1 1 1 1 1 0 0 1 0 42 1 1 1 1 1 0 0 0 0 43 0 1 0 1 0 0 0 0 0 44 1 1 1 1 1 0 0 0 0 1 1 0 1 1 0 0 0 0 46 1 1 1 1 1 0 0 0 0 47 1 1 1 1 1 0 0 0 0 48 1 1 0 1 1 0 0 0 0 49 1 1 0 1 0 0 0 0 0 50 1 0 0 1 0 0 0 0 0 51 1 1 0 1 1 0 0 0 0 52 1 1 0 1 1 1 0 0 0 53 1 1 1 1 1 0 0 0 0 54 1 1 1 1 1 0 0 0 0 55 1 1 1 1 1 0 0 0 0 56 1 1 1 1 1 0 0 0 0 57 1 1 1 1 1 0 0 0 0 58 1 1 0 1 1 0 0 0 0 59 1 1 0 1 1 0 0 0 0 60 1 1 0 1 1 0 0 0 0 61 1 1 0 1 1 0 0 0 0 62 1 1 0 1 1 0 0 0 0 63 1 1 1 1 1 0 0 0 0 64 1 0 0 0 0 0 0 0 0 65 1 1 1 1 1 0 0 0 0 66 1 1 0 1 1 0 0 0 0 67 0 1 0 1 0 0 0 0 0 68 1 1 0 1 0 0 0 0 0 69 1 1 1 1 1 0 0 0 0 70 1 1 0 1 1 0 0 0 0 TABLEAU 5: I R V ID2 S. Aureus 30 14 0 ID3 S. Aureus 30 1 0 ID4 S. Aureus 30 15 1 ID2bis S. Aureus 30 14 0 ID3bis S. Aureus 30 1 0 ID4bis S. Aureus 30 15 2 AST7 S. Aureus 29 0 1 AST8 S. Aureus 29 0 2 AST13 S. Aureus 28 15 1 AST14 S. Aureus 28 9 1 VIR5 S. Aureus 13 0 10 VIR6 S. Aureus 29 1 1 VIR7 S. Aureus 24 0 10 ID7 E. Coli 1 0 0 AST2 E. coli 0 2 0 VIR21 S. pneumoniae 1 0 0 VIR26 C. difficile 0 1 0 Tous les échantillons de S. Aureus présentent plus de 12 transitions positives dans la catégorie I. Tous ces échantillons sont donc confirmés comme appartenant bien à l'espèce S. Aureus. En revanche, les échantillons ID7, AST2, VIR21 et VIR26 présentent moins de 5 2 transitions positives dans la catégorie I, ces échantillons sont donc confirmés comme n'appartenant pas à l'espèce S. Aureus. Les souches ID2, ID4, ID2bis, ID4bis, AST13 et AST14 de S. Aureus présentent plus de 8 transitions positives pour la catégorie R, elles expriment donc la 10 Protéine Liant la Pénicilline (PLP2a), ce qui est synonyme d'un mécanisme de résistance aux Pénicillines du groupe M (Méticiline). En revanche, les souches ID3, ID3bis, AST7, AST8, VIR5, VIRE et VIR7 de S. Aureus présentent moins de 3 transitions positives pour la catégorie V, elles n'expriment donc pas PLP2a. Ces souches sont donc sensibles à un antibiotique tel que 15 la Méticiline. Les souches ID7, AST2, VIR21 et VIR26 qui n'appartiennent pas à l'espèce S. Aureus présentent également moins de 3 transitions pour la catégorie R, elles n'expriment donc pas PLP2a, ce qui confirme la spécificité de la méthode. 20 Les échantillons VIR5 et VIR7 de S. Aureus présentent plus de 9 transitions positives dans la catégorie V, elles expriment donc la protéine Panton-Valentine Leucocidine (PVL). En revanche, les souches ID2, ID3, ID4, ID2bis, ID3bis, ID4bis, AST7, AST8, AST13, AST14 et VIRE de S. Aureus présentent moins de 3 transitions positives, elles 25 n'expriment donc pas PVL. Ces souches n'ont donc pas les propriétés de virulence en lien avec PVL. Les souches ID7, AST2, VIR21 et VIR26 qui n'appartiennent pas à l'espèce S. Aureus présentent également moins de 3 transitions pour la catégorie V, elles n'expriment donc pas PVL, ce qui confirme la spécificité de la méthode. 30 Pour le typage, les transitions de la catégorie T de chaque souche sont comparées au transitions des autres souches considérées comme des souches de référence. En pratique une valeur 0 est attribuée lorsque les transitions entre les 2 souches se classent dans la même catégorie (positive ou négative) et une valeur de 1 est attribuée lorsque les transitions entre les 2 souches se classent dans des catégories différentes (une transition positive et une transition négative). Les valeurs sont sommées pour toutes les transitions de la catégorie T de chaque couple de souche afin d'établir un score. Les scores figurent dans le TABLEAU 6 : TABLEAU 6: ID2 ID3 ID4 ID2 ID3 ID4 AST AST AST AST VIR VIR VIR ID7 AST VIR VIR bis bis bis 7 8 13 14 5 6 7 2 21 26 1D2 0 17 6 1 17 7 24 24 10 18 51 18 38 52 51 52 52 1D3 17 0 15 18 0 16 15 15 27 25 42 9 29 43 46 43 43 1D4 6 15 0 7 15 3 30 30 14 24 55 22 42 58 57 58 58 ID2bis 1 18 7 0 18 8 23 23 9 17 50 17 37 51 50 51 51 ID3bis 17 0 15 18 0 16 15 15 27 25 42 9 29 43 46 43 43 ID4bis 7 16 3 8 16 0 31 31 15 25 54 23 41 59 58 59 59 AST7 24 15 30 23 15 31 0 4 20 12 27 8 16 32 35 32 34 AST8 24 15 30 23 15 31 4 0 20 14 27 10 14 32 35 32 34 AST13 10 27 14 9 27 15 20 20 0 14 43 24 30 46 45 46 46 AST14 18 25 24 17 25 25 12 14 14 0 33 18 24 40 43 40 40 VIR5 51 42 55 50 42 54 27 27 43 33 0 35 13 27 28 25 27 VIR6 18 9 22 17 9 23 8 10 24 18 35 0 24 40 43 40 42 VIR7 38 29 42 37 29 41 16 14 30 24 13 24 0 34 37 34 36 1D7 52 43 58 51 43 59 32 32 46 40 27 40 34 - - - - AST2 51 46 57 50 46 58 35 35 45 43 28 43 37 - - - - VIR21 52 43 58 51 43 59 32 32 46 40 25 40 34 - - - - V1R26 52 43 58 51 43 59 34 34 46 40 27 42 36 - - - - Les souches qui ont un score inférieur ou égal à 4 sont de même type, les souches qui ont un score strictement supérieur à 4 sont de type différent. Ainsi, les souches ID2 et ID2bis, ID3 et ID3bis, ID4 et ID4bis, AST7 et AST8 sont de même type. Toutes les autres souches prises deux à deux sont de type différent. Il faut noter les sommes élevées obtenues entre les souches ID7, AST2, VIR21 et VIR26, qui ne sont pas des S. Aureus, et toutes les autres souches qui sont des S. Aureus. Ces résultats confirment la spécificité de la méthode. Les souches ID7, AST2, VIR21 et VIR26 ne sont bien entendu pas de même type, ce serait absurde, elles sont d'espèces différentes. Ces souches ne peuvent donc pas être comparées entre elles et aucune valeur n'est reportée dans le TABLEAU 6. De façon extrêmement intéressante, des scores supérieurs à 25, comme par exemple entre ID2 et VR7, traduisent une grande divergence entre souches. Des scores entre 15 et 25, comme entre ID2 et AST14, traduisent une divergence modérée et des scores entre 5 et 15, comme entre ID2 et ID4bis, une divergence faible. La méthode ainsi mise en oeuvre permet donc non seulement d'établir si 2 souches sont de même type, ce qui est important pour identifier un foyer infectieux commun, mais également d'estimer la proximité de 2 souches, ce qui est extrêmement important pour les études épidémiologiques. Cet exemple montre que, de façon très avantageuse, la présente invention permet en un temps inférieur à une heure, ce qui est très court, de confirmer l'identité d'une espèce telle que S. Aureus et de déterminer, simultanément au sein de la même analyse, les propriétés de typage, de résistance potentielle à au moins un antibiotique et d'établir l'existence de facteur de virulence. Ces propriétés ont été établies avec le même instrument, ce qui facilite grandement l'analyse et le rendu des résultats. Enfin, les caractéristiques des bactéries sont établies à l'aide de protéines bactériennes, ce qui traduit l'existence de microorganismes vivants et viables, contrairement aux caractérisations à partir d'ADN bactérien qui peuvent être faussées par l'existence de bactéries mortes.20 Références bibliographiques [1] J. Anhalt & C. Fenselau, 1975, Anal. Chem., 47(2) :219-225. [2] A. Fox et al, ed., 1990, Analytical microbiology methods : chromatography and mass spectrometry, Plenum Press, New York, N.Y. [3] M. Claydon et al, 1996, Nature Biotech. 14 :1584-1586. [4] T. Krishnamurthy & P. Ross, 1996, Rapid Com. Mass Spec., 10 :1992-1996. [5] P. Seng et al. 2009, Clin. Infect. Dis., 49 :543-551. [6] C. Fenselau et al., 2008, Appl. Environ. Microbiol., 904-906. [7] D. Ding et al. 2009, J. Pharm. Biomed. Anal. 50:79-85. [8] R. Everley et al., 2009, J. Microbiol. Methods, 77:152-158. [9] S. Hofstadler et al., 2005, Int. .J Mass Spectrom., 242:23-41. [10] D. Ecker, 2008, Nat. Rev. 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Procédé de caractérisation d'au moins un microorganisme issu d'un 15 échantillon, comprenant l'identification dudit au moins un microorganisme et la détermination des propriétés de typage, résistance potentielle à au moins un antimicrobien et facteur de virulence, caractérisé en ce que la détermination des propriétés de typage, résistance à au moins un antimicrobien et facteur de virulence pour ledit au moins un microorganisme est mise en oeuvre par spectrométrie de masse 20 en utilisant des protéines ou peptides en tant que marqueurs desdites propriétés de typage, résistance à au moins un antimicrobien et facteur de virulence. 2. Procédé de caractérisation d'au moins un microorganisme selon la revendication 1, caractérisé en ce que la spectrométrie de masse, mise en oeuvre pour 25 les propriétés de typage, de résistance potentielle à au moins un antimicrobien et facteur de virulence, est une spectrométrie de type MS/MS. 3. Procédé de caractérisation d'au moins un microorganisme selon la revendication 2, caractérisé en ce que la spectrométrie MS/MS est de la MRM. 4. Procédé de caractérisation d'au moins un microorganisme selon l'une quelconque des revendications 1 à 3, caractérisé en ce que la détermination des propriétés de typage, résistance à au moins un antimicrobien et facteur de virulence est mise en oeuvre dans le même appareil de spectrométrie de masse. 5. Procédé de caractérisation d'au moins un microorganisme selon la revendication 4, caractérisé en ce que la détermination des propriétés de typage, résistance à au moins un antimicrobien et facteur de virulence est mise en oeuvre simultanément. 6. Procédé de caractérisation d'au moins un microorganisme selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisé en ce que l'identification dudit au moins un microorganisme est également mise en oeuvre par spectrométrie de masse. 30 35 40 7. Procédé de caractérisation d'au moins un microorganisme selon la revendication 6, caractérisé en ce que la spectrométrie de masse pour l'identification dudit au moins un microorganisme est une spectrométrie de type MS, MS/MS ou MS 5 suivie d'une spectrométrie de type MS/MS. 8. Procédé de caractérisation d'au moins un microorganisme selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisé en ce qu'il comprend une étape supplémentaire de confirmation de l'identification dudit au moins un microorganisme, 10 laquelle étape de confirmation est mise en oeuvre par spectrométrie de masse. 9. Procédé de caractérisation d'au moins un microorganisme selon la revendication 8, caractérisé en ce que la spectrométrie de masse de l'étape de confirmation est un spectrométrie de masse de type MS/MS. 10. Procédé de caractérisation d'au moins un microorganisme selon la revendication 9, caractérisé en ce que la spectrométrie de masse de l'étape de confirmation est une MRM. 20 11. Procédé de caractérisation d'au moins un microorganisme selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisé en ce que les marqueurs desdites propriétés de typage, résistance à au moins un antimicrobien et facteur de virulence sont des protéines dudit au moins un microorganisme. 25 12. Procédé de caractérisation d'au moins un microorganisme selon la revendication 11, caractérisé en ce que les protéines dudit microorganisme sont digérées en peptides. 13. Procédé de caractérisation d'au moins un microorganisme selon la 30 revendication 12, caractérisé en ce que la digestion est réalisée par une enzyme. 14. Procédé de caractérisation d'au moins un microorganisme selon la 15revendication 13, caractérisé en ce que l'enzyme est de la trypsine. 15. Procédé de caractérisation d'au moins un microorganisme selon les revendications précédentes, caractérisé en ce que ledit au moins un microorganisme est 5 une bactérie et l'antimicrobien est un antibiotique. 16. Procédé de caractérisation d'au moins un microorganisme selon la revendication 15, caractérisé en ce que la bactérie est Staphylococcus aureus. 10 17. Procédé de caractérisation d'au moins un microorganisme selon la revendication 16, caractérisé en ce que la détermination des propriétés de typage met en oeuvre au moins un peptide de séquence SEQ ID N°2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 16, 17, 19, 20, 21, 23, 24, 26, 27, 29, 30, 32, 34, 35, 37, 38, 40, 42, 44 ou 45. 15 18. Procédé de caractérisation d'au moins un microorganisme selon la revendication 16 ou 17, caractérisé en ce que la détermination des propriétés de résistance potentielle à au moins un antibiotique met en oeuvre au moins un peptide de séquence SEQ ID N°10 à 17. 20 19. Procédé de caractérisation d'au moins un microorganisme selon l'une quelconque des revendications 16 à 18, caractérisé en ce que la détermination de la virulence met en oeuvre au moins un peptide de séquence SEQ ID N°19, 20, 21, 23 ou 24. 25 20. Procédé de caractérisation d'au moins un microorganisme selon l'une quelconque des revendications 16 à 19, caractérisé en ce que l'identification met en oeuvre au moins un peptide de séquence SEQ ID N°26, 27, 29, 30, 32, 34, 35, 37, 38, 40, 42, 44 et 45. 30 21. Peptide de séquence SEQ ID N°2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 16, 17, 19, 20, 21, 23, 24, 26, 27, 29, 30, 32, 34, 35, 37, 38, 40, 42, 44 ou 45.