Brevet FR2956408A1 — publié le 20110819

NOUVELLE ALGUE RADIORESISTANTE DU GENRE COCCOMYXA L'invention est relative à de nouvelles algues et à leur utilisation pour le captage de métaux à partir de milieux aqueux, et notamment de milieux radioactifs. Des effluents radioactifs sont produits principalement par les centrales de production d'électricité nucléaire. Il s'agit principalement des eaux des piscines d'entreposage de combustible usé, des eaux des bassins de décontamination, ou encore des eaux des circuits de refroidissement des installations nucléaires, qui finissent par contenir des composés radioactifs, du fait de l'activation de composés inactifs par les rayonnements, ou du relargage et de la dissolution de composés radioactifs. D'autres sources d'effluents radioactifs sont la médecine nucléaire, les laboratoires de recherche utilisant des matériaux radioactifs, ainsi que certaines industries non nucléaires (par exemple l'extraction des terres rares). Diverses méthodes physiques et chimiques sont utilisées pour purifier les effluents, notamment les eaux, contenant des composés radioactifs. Mais elles ont des coûts de fonctionnement et d'équipement importants, demandent une maintenance lourde et génèrent des volumes importants de déchets radioactifs. De plus, leur champ d'application est souvent limité. Par exemple, des résines échangeuses d'ions sont utilisées pour maintenir une faible conductivité dans les eaux des installations nucléaires. Elles se chargent en ions radioactifs et sont entreposées dans l'attente d'une filière de retraitement adaptée lorsqu'elles sont saturées ou stockées dans des conditions mettant en oeuvre des composés toxiques ou très réactifs. Par ailleurs, il existe des méthodes biologiques utilisant par exemple des bactéries, des champignons, des levures ou des plantes pour purifier des milieux contaminés (effluents industriels, milieux naturels, etc.) par des produits toxiques (non radioactifs ou radioactifs). Ces méthodes utilisent des organismes vivants pour concentrer, assimiler, rendre moins toxiques (modification de la forme chimique) des composés polluants ou de la biomasse non-vivante ainsi que des dérivés provenant d'organismes vivants pour biosorber les polluants. Les méthodes biologiques ont en général un champ d'application plus large que les méthodes physiques et chimiques. Elles ne nécessitent pas l'ajout de réactif ou de produit chimique et permettent en général un traitement à plus faible coût, d'où leur intérêt économique. Les plantes en particulier sont de bons épurateurs de sols ou d'eaux car elles possèdent tout un système de métabolites, protéines, enzymes, mécanismes d'import, canaux membranaires, structure interne, etc... qui les rendent capables selon les cas d'immobiliser des composés toxiques, de les chélater à l'extérieur ou à l'intérieur de la plante, de les incorporer en plus ou moins grande quantité via des voies d'import spécifiques ou non, de les séquestrer à l'intérieur des cellules, de modifier leur spéciation pour les rendre inoffensifs ou moins toxiques, de les rendre moins solubles, de les stocker sous forme non toxique dans la vacuole, etc. Des études ont montré que certains micro-organismes étaient capables de concentrer par biosorption des ions métalliques, tels que Ag, Al, Au, Co, Cd, Cu, Cr, Fe, Hg, Mn, Ni, Pb, Pd, Pt, U, Th, Zn, etc, dans des solutions diluées (White et al., International Biodeterioration & Biodegradation, 35 : 17-40, 1995 ; Brevet US 6355172). La biosorption est la capacité de la biomasse à fixer des métaux lourds au moyen de mécanismes physico-chimiques non sélectifs par des interactions avec les groupements fonctionnels de composés pariétaux situés à la surface des cellules. Par exemple, il a été proposé d'utiliser des bactéries et des mélanges de micro-organismes pour biosorber non sélectivement des métaux lourds (Brevet US 7,479,220 ; Demande PCT WO 03/011487). D'autres méthodes utilisent de la biomasse morte ou des composés dérivés provenant de la culture d'organismes vivants pour dépolluer des milieux contaminés en métaux. Les processus mis en jeu sont des mécanismes physico-chimiques, inactifs biologiquement, tels l'échange d'ions par exemple 3 avec les polysaccharides présents dans les parois cellulaires, la complexation, ou l'adsorption. La biomasse dérivée d'algues (par exemple des parois cellulaires) a été utilisée pour épurer des métaux contenus dans des effluents liquides (Brevet US 4769223 ; Demande PCT WO 86/07346 ; Brevet US 5648313 ; Demande PCT WO 2006/081932). Pour le traitement de milieux pollués par des composés radioactifs, les méthodes faisant appel à des organismes vivants sont peu nombreuses. En effet, dans le cas d'eaux contaminées par des composés radioactifs ou d'eaux situées au voisinage de sources radioactives, il est nécessaire d'utiliser des organismes radiotolérants ou radiorésistants. En milieu naturel, les organismes accumulant des composés radioactifs sont en général soumis à une radioactivité faible. Par exemple, immédiatement après l'accident de Tchernobyl, pour les milieux aquatiques, le débit de dose de rayonnements ionisants externe de l'eau du réservoir de refroidissement du réacteur n'a pas excédé 100 pGy/h et la dose maximale cumulée sur 1 an était de 0,01 Gy en 1986. Le débit de dose provenant des radionucléides déposés sur les sédiments dans la rivière Pripyat, située dans la zone de 30 km autour de la centrale, est quant à lui monté ponctuellement à 0,4 mgy/h immédiatement après l'accident (Kryshev et Sazykina, Journal of Environmental Radioactivity, 28 : 91-103, 1995). Dans la plupart des cas, la résistance aux rayonnements ionisants des microorganismes proposés pour dépolluer des matériaux ou des effluents contaminés par la radioactivité et/ou concentrer des composés radioactifs n'a pas été testée. En effet, ils sont utilisés pour extraire U et Th dont l'activité des principaux isotopes est faible (par exemple pour 238U ou 235U, l'activité est de 0,13 ou 0,8 Bq/1 pour une solution contenant 10 ug/1 de 238U ou 235U, respectivement), ou pour extraire des composés marqués avec 32P, 35S, 14C et 3H. Ainsi, il a été proposé d'utiliser des bactéries sulfatoréductrices tolérantes aux métaux pour décontaminer des eaux 4 anaérobies contaminées en métaux et en substances radioactives (Demande PCT WO 97/05237), ou d'utiliser des bactéries contenues dans des boues activées pour décontaminer des effluents aqueux radioactifs contenant 32P, 35S, 140 et 3H (Demande FR 2694441). Le Brevet US 4320093 propose l'utilisation de champignons du genre Rhizopus pour extraire de l'uranium ou du thorium contenu dans des effluents aqueux. Le Brevet GB 1472626 propose l'utilisation d'algues vertes unicellulaires mutantes obtenues par irradiation aux rayons X d'algues vertes unicellulaires préalablement accoutumées à l'uranium, et le Brevet GB 1507003 propose l'utilisation de divers microorganismes, notamment le champignon Aspergillus piger, et des Cyanobactéries de type Oscillatoria, pour concentrer l'uranium naturellement présent dans l'eau de mer. Le Brevet US 7,172,691 propose l'utilisation d'algues vivantes photosynthétiques des genres Chlorella, Scenedesmus, Oocystis, et Chlamydomonas, pour concentrer des contaminants radio-actifs, et notamment de l'uranium, à partir de milieux aqueux contenant une concentration d'uranium de l'ordre de 0-20 ppm, ce qui représente une activité de 260 et 1600 Bq/l pour 238U et 235U, respectivement (en comparaison, l'activité de l'eau des piscines d'entreposage de combustible nucléaire du réacteur de recherche où a été découverte la micro-algue décrite ci-après est d'environ 300 000 Bq/l). Les organismes les plus radiorésistants décrits jusqu'à présent sont des procaryotes. On citera notamment l'espèce Deinococcus radiodurans qui possède une extraordinaire capacité de résistance aux rayonnements ionisants qui se développe sous des irradiations de 60 Gy/h et survit à des doses de 15 kGy. Il a été proposé d'utiliser des bactéries du genre Deinococcus modifiées génétiquement pour exprimer des enzymes capables de détoxifier ou de métaboliser des composés organiques, des métaux, ou des radionucléides, à des fins de bioremédiation in situ de sites de déchets nucléaires (Demande PCT WO 01/23526). Plus récemment, des bactéries de l'espèce Kineococcus radiotolerans ont été isolées et purifiées à partir d'un site de déchets radioactifs de haute activité. Ces bactéries ont été décrites comme étant Page corrigée capables de dégrader des contaminants organiques en présence de rayonnements ionisants dont le débit de dose est supérieur à 10 Gy/h, et leur utilisation pour la dépollution non sélective de radionucléides par biosorption a été proposée (Brevet US 7,160,715). Ces deux bactéries peuvent donc être utilisées pour décontaminer des milieux dont la radioactivité est très importante. Mais elles présentent l'inconvénient de ne pas être autotrophes, et donc de nécessiter l'apport extérieur de nutriments carbonés pour pouvoir être utilisées sous forme de cultures vivantes. Les Inventeurs ont maintenant découvert que des micro-algues du genre Coccomyxa (classe des Chlorophycées, ordre Chlorococcales, famille Radiococcacées (selon la classification de Komarek et Fott, Das Phytoplankton des Züsswassers, Teil 7(1), Chorophyceae Ordnum Chlorococcales, 1983) étaient capables de capter et de concentrer des ions métalliques en solution dans un milieu aqueux, et qu'en outre elles pouvaient se développer en milieu radioactif. Ils ont en particulier découvert, dans les piscines et les circuits d'eau de refroidissement d'un réacteur nucléaire de recherche, une nouvelle espèce de Coccomyxa se développant spontanément dans cet environnement riche en rayonnements ionisants et très pauvre en éléments nutritifs. Ils ont isolé et caractérisé cette nouvelle espèce, dénommée ci-après Coccomyxa actinabiotis. Une culture axénique représentative de cette nouvelle espèce a été déposée selon le traité de Budapest le 25/06/2009 auprès de la Culture Collection of Algae and Protozoa (CCAP), Scottish Association for Marine Science, Dunstaffnage Marine Laboratory, GB-Oban, Argyll, PA37 1QA, UK, sous le numéro CCAP 216/25. Les algues de l'espèce Coccomyxa actinabiotis se caractérisent notamment en ce que leurs gènes correspondant à l'ARN ribosomique 18S-ITS1-ARN ribosomique 5.85-ITS2-ARN ribosomique 26S (début) contiennent une séquence présentant au moins 95%, et, par ordre de préférence croissante au moins 96%, 97% 98%, ou 99% d'identité avec la séquence SEQ ID NO: 1. 6 Le pourcentage d'identité indiqué ci-dessus est calculé après alignement des séquences en utilisant l'algorithme Clustal (Larkin et al., Bioinformatics, 23, 2947-2948, 2007), sur une fenêtre de comparaison constituée par la totalité de la séquence SEQ ID NO: 1. Les algues de l'espèce Coccomyxa actinabiotis peuvent également être caractérisées en ce que la région correspondant aux ITS1-ARNr5.8S-ITS2 présente au moins 90% d'identité avec la région correspondante de la séquence SEQ ID NO: 1. Ce seuil a été estimé à 90% sur la base des observations des Inventeurs, qui montrent un maximum de 81% d'identité entre cette région chez Coccomyxa actinabiotis et chez d'autres Coccomyxae ainsi qu'un maximum de 88% d'identité entre les ITS1-ARNr5.8S-ITS2 des autres Coccomyxae comparés entre eux (cf. Tableau III ci-après). La séquence des gènes d'ARN ribosomique de Coccomyxa actinabiotis se différencie notamment de celle d'autres espèces du genre Coccomyxa par la présence, dans la région correspondant à l'ARNr18S de 2 inserts de 500 pb environ (inserts représentés en italique sur la Figure 2). Elle se différentie aussi par la nature de son gène d'ARNr 18S (figure 3), et par celle de ses ITS1 et ITS2. Coccomyxa actinabiotis, de par sa résistance aux rayonnements ionisants, peut croître en milieu radioactif, ce qui lui permet de capter et métaboliser des composés radioactifs autres que des métaux (par exemple 3H ou 14C), en plus de pouvoir capter et concentrer des ions métalliques en solution dans un milieu aqueux. La présente invention a en conséquence pour objet l'utilisation d'algues vertes du genre Coccomyxa, et notamment de l'espèce Coccomyxa actinabiotis définie ci-dessus, pour capter au moins un élément choisi parmi les métaux Ag, Co, Cr, Zn, Mn, Sb, ou Cs, Ni, Fe, ou les radioisotopes 14C et 3H à partir d'un milieu aqueux contenant ledit métal ou ledit radioisotope en solution. Plus particulièrement la présente invention a pour objet un procédé de captage d'au moins un élément choisi parmi les métaux Ag, Co, Cr, Zn, Mn, Sb, ou Cs, Ni, Fe, ou les radioisotopes 14C et 3H à partir d'un milieu aqueux contenant ledit élément en solution caractérisé en ce que ledit captage est effectué en incubant des algues vertes du genre Coccomyxa dans ledit milieu aqueux. De manière avantageuse, ledit élément est un métal choisi parmi Ag et Co. Selon un mode de mise en œuvre préféré de la présente invention, ledit milieu aqueux est un milieu radioactif, c'est-à-dire un milieu dans lequel lesdites algues sont soumises à un débit de dose pouvant aller de quelques µGy/h jusqu'à 1 kGy/h. Selon une disposition préférée de ce mode de mise en œuvre, l'élément à capter est un métal choisi parmi ceux indiqués ci-dessus, sous forme d'isotope radioactif, ou sous forme de mélange d'isotopes. La durée d'incubation des algues dans le milieu aqueux peut varier notamment selon le ou les éléments concerné(s), d'une part, et la nature du milieu aqueux à partir duquel le captage doit être effectué. Elle sera généralement d'au moins 1 heure, et peut aller jusqu'à plusieurs mois, voire plusieurs années. Par exemple, si l'on souhaite capter uniquement Ag, une durée d'incubation d'environ 1 heure pourra être suffisante pour en capter la majeure partie et d'environ 10 à 20 heures pour en capter la quasi totalité ; si d'autres métaux doivent être captés, une durée d'incubation plus longue, d'au moins 3 à 5 jours, et avantageusement d'au moins une semaine. La durée maximale d'incubation qui peut être envisagée dépendra en fait principalement de la capacité de croissance et de survie des algues dans le milieu aqueux. En présence de lumière et de gaz carbonique (introduit par contact avec l'air ambiant, agitation des cultures ou bullage), les algues du genre Coccomyxa, et notamment de l'espèce Coccomyxa actinabiotis, peuvent croitre et vivre pendant de très longues périodes dans de l'eau faiblement minéralisée (conductivité 1 à 1,5 pS/cm), à un pH de 5 à 6 et une température de 20 à 30°C, et dans l'eau déminéralisée (conductivité de 0,05 uS/cm), elles peuvent croitre et vivre pendant 3 à 4 semaines. Ces algues vertes 8 ayant besoin de lumière pour réaliser la photosynthèse et fabriquer leur matière organique, leur croissance cesse lorsqu'elles sont placées à l'obscurité. Ainsi, selon un mode de mise en oeuvre du procédé conforme à la présente invention, la croissance des algues vertes de l'espèce Coccomyxa actinabiotis peut être maîtrisée en contrôlant l'illumination du milieu aqueux comprenant lesdites algues. Les algues Coccomyxa actinabiotis peuvent en outre croître et vivre pendant plusieurs années dans un milieu faiblement radioactif, où elles sont soumises à une irradiation inférieure ou égale à 0,15 mGy/h. Elles peuvent résister jusqu'à environ 1 mois à une irradiation de 1 Gy/h. Elles peuvent également résister pendant environ une journée à une irradiation de 300 Gy/h et environ 3 jours à une irradiation de 100 Gy/h. En milieu très fortement radioactif, elles peuvent résister jusqu'à 20 heures à une irradiation 1 kGy/h ; si elles sont ensuite transférées dans un milieu non-radioactif, elles récupèrent en quelques semaines leur capacité de croissance. A titre indicatif, la limite du domaine des faibles débits de dose, en dessous de laquelle aucun effet biologique n'a été détecté, peut être placée vers 1 mSv/h (soit 1 mgy/h pour un rayonnement y). Une faible dose correspond à une dose inférieure à 10 mSv. Un débit de dose supérieur à 1 mSv/h produit des effets biologiques dangereux. Pour des doses supérieures à 10-100 mSv, des effets statistiquement observables apparaissent. Une forte dose correspond à une irradiation supérieure à 1 Gy, valeur à partir de laquelle on commence à voir apparaître un effet déterministe. Pour la mise en oeuvre du procédé conforme à l'invention, les algues peuvent être utilisées en suspension dans le milieu aqueux à partir duquel le captage doit être effectué, sous agitation pour éviter leur agglomération. Elles peuvent également être fixées sur un support solide, lisse, poreux, ou sous forme de billes, placé dans ledit milieu aqueux. Le procédé peut être déporté, c'est-à-dire que les algues sont mises en contact avec le milieu à dépolluer dans une enceinte séparée de l'installation nucléaire, ou mis en oeuvre in situ; dans ce dernier cas les algues sont alors implantées directement dans le milieu à dépolluer. Dans le cas d'un procédé de captage ou de décontamination in situ, les algues peuvent séjourner dans l'installation tant qu'elles ne gênent pas les opérations. A titre indicatif, leur croissance peut être maîtrisée par l'intensité d'éclairement (obscurité ou faible illumination), ou le choix de la longueur d'onde des lampes (par exemple lumière inactinique jaune-vert). Une filtration des eaux permet également de maîtriser leur croissance en captant les algues en suspension dans l'eau. S'il s'avère nécessaire de les éliminer, la destruction définitive des algues pourra s'accompagner d'un relarguage des métaux, et devra donc préférentiellement s'effectuer par section dans les installations, avec récupération des effluents concentrés en métaux. Dans le cas d'un procédé déporté, à la fin de l'incubation, les algues ayant capté les métaux sont récoltées par des moyens conventionnels (filtration, décantation, centrifugation, etc.). Elles peuvent ensuite être éliminées comme des déchets éventuellement après avoir été séchées et/ou brûlées, sans extraction préalable des métaux qu'elles contiennent. Avantageusement, on peut récupérer les métaux captés par les algues afin de recycler ces métaux. Cette récupération peut s'effectuer par tous moyens appropriés. Il est par exemple possible de récupérer, de manière non-destructive, au moins une partie des métaux captés par les algues, ce qui permet, le cas échéant de réutiliser celles-ci, en particulier pour les métaux tels Ag et Cr qui après captage restent en grande partie au niveau du mucilage et de la surface cellulaire. Cette récupération peut se faire en mettant les algues en présence d'une solution complexante ou acide. Ainsi elle peut notamment se faire pour des métaux 10 tels que Ag, par traitement des algues en milieu acide, à un pH de 1 à 2,5, de préférence de 1,5 à 2 pendant 1 à 2 jours. Pour d'autres métaux, tels que Cr, mais aussi pour la portion de métaux tels que Co qui est fixée au niveau du mucilage et de la surface cellulaire, elle peut également se faire par un traitement par un agent chélatant, tel que l'EDTA à 0,1 mol/l pendant 1h à 3j, de préférence pendant environ 1 jour. La récupération peut se faire pour les métaux tels que Co qui, après captage par les algues, sont séquestrés à l'intérieur des cellules, par traitement des algues en milieu acide, à un pH de 0,5, pendant 2 à 10 jours, mais sans garantie de la viabilité ultérieure des cellules. Les métaux peuvent également être récupérés après destruction des algues. Cette destruction peut par exemple être effectuée par lyse des algues. Elle peut aussi être effectuée par incinération des algues. Le procédé conforme à l'invention peut être mis en oeuvre dans tous les cas où l'on souhaite extraire des métaux, et notamment ceux mentionnés ci-dessus, d'un milieu aqueux, à des fins d'exploitation minière, ou de dépollution d'effluents aqueux contenant des métaux, notamment d'effluents radioactifs. Outre leur forte capacité à capter et concentrer spécifiquement les métaux mentionnés ci-dessus (Ag, Co, Cr, Zn, Mn, Sb, ou Cs, Ni, Fe), les algues du genre Coccomyxa, et notamment de l'espèce Coccomyxa actinabiotis, possèdent également des propriétés de captage non-spécifique d'autres métaux, notamment du fait de leur mucilage extra-cellulaire constitué de polysaccharides, qui ont la propriété de complexer les cations. Le procédé conforme à l'invention est donc particulièrement approprié à la dépollution et à la décontamination de milieux aqueux ou de sols (tourbières, marais) contaminés par des métaux, et plus particulièrement de milieux radioactifs, tels que l'eau des piscines de stockage ou encore l'eau légère des circuits de refroidissement secondaires de centrales ou de réacteurs nucléaires, ou les effluents de centrales nucléaires rejetés dans l'environnement. La présente invention peut être mise en oeuvre non seulement avec des algues vertes unicellulaires de l'espèce Coccomyxa actinabiotis, mais également avec un mélange de microorganismes comprenant des algues vertes unicellulaires de l'espèce Coccomyxa actinabiotis et au moins un microorganisme, notamment une bactérie, un champignon, une levure, une autre algue unicellulaire, et/ou une plante multicellulaire, de préférence radiorésistant ou radiotolérant, capable de concentrer des ions métalliques en solution et/ou de capter et métaboliser des composés radioactifs autres que des métaux (par exemple 3H ou 14C). Les microorganismes et plantes multicellulaires utilisables en combinaison avec les algues vertes unicellulaires de l'espèce Coccomyxa actinabiotis sont notamment ceux et celles cités ci-dessus, en particulier ceux et celles étant radiorésistants ou radiotolérants. Dans le cas où la présente invention est appliquée à un milieu aqueux radioactif, le temps d'incubation du mélange de microorganismes dépendra de la résistance individuelle des microorganismes composant le mélange. De même, les conditions de culture pourront être adaptées afin de favoriser la croissance d'un ou plusieurs microorganismes constituant le mélange. La présente invention sera mieux comprise à l'aide du complément de description qui va suivre, qui se réfère à des exemples illustrant l'isolement et la caractérisation de l'espèce Coccomyxa actinabiotis, ainsi que son utilisation pour décontaminer un milieu aqueux radioactif. EXEMPLE 1 : ISOLEMENT ET CARACTERISATION DE COCCOMYXA ACTINABIOTIS La micro-algue a été récoltée dans une piscine de stockage de combustibles nucléaires usés d'un réacteur nucléaire. L'eau contenue dans cette piscine a un pH 5,2 à 5,8, une conductivité de 1 à 1,5 }zS/cm, est en contact avec l'air ambiant et contient des éléments radioactifs dissous. Sa température varie entre 23 et 30°C et est en moyenne de 25°C. L'activité radiologique dans la piscine est très variable selon les points de mesure, faible à très forte. L'activité gamma peut atteindre plusieurs milliers de Gy/h au contact d'éléments combustibles usés. La présence de films de matière organique verte a été observée sur les parois et diverses surfaces de cette piscine. Des prélèvements ont été effectués et leur observation au microscope a montré qu'il s'agissait d'une micro-algue verte unicellulaire. Conditions de culture Les échantillons prélevés ont été stockés et mis en culture à la lumière, à un pH de 5 à 6,5, et une température de 23°C, dans des erlenmeyers stériles fermés par des bouchons poreux permettant les échanges gazeux. Les milieux suivants ont été testés : - le milieu de culture BBM (Bold's Basal Medium, SIGMA) pur ou dilué dans de l'eau déminéralisée. Le milieu BBM est classiquement utilisé pour la culture d'algues vertes. - le milieu de culture BG11 (Rippka et al., « The Prokaryotes », Vol. 1 : 212-220, 1979 ; SIGMA). Ce milieu est classiquement utilisé pour la culture de cyanobactéries. - de l'eau faiblement minéralisée (conductivité de 1 à 1,5 pS/cm), ou déminéralisée (conductivité de 0,05 11S/cm). La composition des milieux de culture BBM et BG11 est indiquée dans le Tableau I ci-après : Tableau I Constituants en g/L BBM BG 11 NaNO3 0,25 1,5 KH2PO4 0,175 K2HPO4 0,075 K2HPO4, 3H20 0,04 MgSO4, 7H20 0,075 0,075 FeSO4, 7H20 0,005 CaCl2, 2H20 0,025 0,036 NaCl 0,025 Na2EDTA 0,01 KOH 0,006 ac citrique 0,006 citrate d'ammonium ferrique 0,006 Oligoéléments en mg/L H3B04 12,86 2,86 MnCl2, 4H20 1,81 1,81 ZnSO4, 7H20 0,222 0,222 Na2MoO4, 2H20 0,39 0,39 CuSO4, 5H20 0,079 0,079 Co(NO3)2, 6H20 0,049 0,049 pH 6,4 6,5 Dans les milieux BG11 et BBM, les micro-algues croissent avec une phase de croissance exponentielle similaire dans les deux milieux. Dans l'eau faiblement minéralisée, ou dans l'eau déminéralisée de conductivité de 0,05 pS/cm, les micro-algues poussent avec une phase de croissance rapide à court terme, voisine de celle obtenue dans les milieux BG11 et BBM, mais dans l'eau déminéralisée de conductivité de 0,05 pS/cm, leur santé se détériore au bout de 3 à 4 semaines, probablement du fait de l'épuisement des réserves. Des algues ont été mises en culture sur un milieu de culture BBM solide gélosé. Des colonies circulaires ont ainsi été isolées, puis étalées individuellement sur milieu de culture gélosé. Cette opération a été répétée six fois afin d'obtenir une culture pure provenant d'une seule cellule. Un échantillon de cette culture (dénommée ci-après micro-algue CCAP 216/25) a été déposé selon le traité de Budapest le 25 juin 2009 auprès de la Culture Collection of Algae and Protozoa (CCAP), Scottish Association for Marine Science, Dunstaffnage Marine Laboratory, GB-0ban, Argyll, PA37 1QA, UK, sous le numéro CCAP 216/25. 14 Caractéristiques morphologiques et biochimiques Les micro-algues isolées sont unicellulaires. Les cellules, observées en microscopie photonique et en microscopie confocale, sont nucléées et de forme ovale. Leur longueur moyenne est de 6,8 ± 0,9 pm et leur largeur moyenne de 3,8 ± 0,6 pm. Elles renferment un chloroplaste (peut-être plusieurs) qui contient la chlorophylle et qui est le siège de la photosynthèse. Un granule protéique, le pyrénoïde, occupe une partie du chloroplaste. Il intervient, entre autres, dans la synthèse de l'amidon. D'autres organites, notamment la vacuole, occupent le reste de la cellule. Sous sa forme végétative, la cellule n'est pas douée de mobilité. Parfois, certains individus sont munis de deux flagelles locomoteurs. Il s'agit soit de cellules sexuées ou gamètes, qui assurent la reproduction, soit de zoospores qui interviennent dans la multiplication pour permettre la dissémination de l'espèce. La formation de ces deux types de cellules est assurée par la division d'une cellule initiale ou cellule mère. En culture sur milieu gélosé, les cellules restent groupées en amas discoïdes. Quelques différences distinguent les cellules fraîchement prélevées dans la piscine d'entreposage de celles cultivées pendant 1 mois dans le milieu BBM. Les premières possèdent de gros granules de réserve, sont pour la plupart agglomérées entre elles, maintenues par un mucilage constitué de polysaccharides, et la mobilité de leurs cellules flagellées est réduite. Lorsque les algues cultivées dans le milieu BBM sont remises en conditions de stress radioactif et nutritif, elles reprennent la morphologie de celles isolées à partir de l'eau de la piscine d'entreposage. Les secondes sont plus pigmentées (vert vif), généralement bien individualisées et leurs cellules flagellées sont très actives lorsque la culture est régulièrement agitée. Les modifications cytologiques et comportementales de cette micro-algue dans le milieu hostile à partir duquel elle a été isolée peuvent donc être perçues comme une adaptation aux conditions physico-chimiques particulières (présence de rayonnements ionisants, présence de métaux radioactifs induisant des stress oxydant et ionisant ; manque de sels minéraux, responsable d'un stress nutritif). Les Figures lA et 1B représentent des photographies de ces microalgues observées en microscopie photonique (microscope Zeiss binoculaire Axioplan 2, grossissement 1000 et 3000 pour les figures lA et 1B, respectivement) un mois après l'introduction d'un échantillon provenant de la piscine du réacteur dans un milieu de culture BBM. La figure 1B montre l'accolement de deux cellules flagellées. L'amidon, localisé dans le chloroplaste, peut être mis en évidence par une coloration au lugol (I2 + IK = eau iodée). Une réponse positive à cette réaction (coloration brun jusqu'à bleu violacé) permet de classer cette micro-algue parmi les algues vertes (= Chlorophyta). Le spectre d'absorption UV-visible de cet organisme montre la présence de chlorophylle a (pic d'absorption à 663nm), chlorophylle b (pic d'absorption à 647 nm) et de carotène (pic d'absorption à 470 nm). Il s'agit donc d'un taxon d'algues vertes, unicellulaire, eucaryote et dulçaquicole. Il appartient au règne des Protistes à affinité végétale, donc aux Protophytes. Il se situe dans l'embranchement des Chlorophytes ou Algues Vertes car il renferme comme pigments photosynthétiques les chlorophylles a et b et du carotène et ses réserves sont de l'amidon. Sa classe d'appartenance est celle des Chlorophycées car ses gamètes sont flagellés et mobiles. Enfin, il se range dans l'ordre des Chlorococcales, le stade végétatif de son existence ou multiplicatif ou encore asexué (par opposition au stade reproductif ou sexué), étant immobile. La classification de référence est celle de Komarek et Fott (1983, cité ci-dessus). Amplification et séquençage des gènes de l'ADN ribosomal L'ADN total de la micro-algue A isolée comme décrit ci-dessus a été extrait par la méthode de Newman et al. (Genetics, 126 : 875-888, 1990). 16 La région du génome couvrant les gènes de l'ADN ribosomal ARNr18S-ITS1-ARNr5.8S-ITS2-ARNr26S (500 premières bases) a été amplifiée par PCR et séquencée. Les amorces utilisées sont EAF3 : TCGACAATCTGGTTG ATCCTGCCAG (SEQ ID NO: 2) et ITS055R :CTCCTTGGTC CGTGTTTCAAGACGGG(SEQ ID NO: 3) classiquement utilisées pour amplifier les gènes des ARNr de micro-algues. Les produits d'amplification obtenus en utilisant l'ADN isolé de deux cultures indépendantes sont de 4 kb (soit 1 kb de plus de ce qui est classiquement décrit pour les micro-algues). La séquence de ces produits d'amplification est représentée sur la Figure 2, ainsi que dans la liste des séquences en annexe sous le numéro SEQ ID NO: 1. Cette séquence contient 2 inserts d'environ 500 paires de bases qui sont indiquées en italique gras sur la figure 2 et qui sont spécifiques à la micro-algue CCAP 216/25. L'algorithme BLASTN (Altschul et al. Nucleic Acids Research, 25 : 3389-3402, 1997) a été utilisé pour rechercher, dans les bases de données les séquences de gènes d'ARN ribosomal présentant le maximum d'identité avec la séquence SEQ ID NO: 1. Pour effectuer cette recherche, les deux séquences d'environ 500 paires de bases qui sont indiquées en italique gras sur la figure 2 ont été retirées. Cette recherche a fait apparaître que les espèces caractérisées les plus proches de la micro-algue CCAP 216/25 appartiennent au genre Coccomyxa. La séquence SEQ ID NO: 1 contient toutefois 2 inserts spécifiques d'environ 500 paires de bases, qui ne se trouvent pas chez les algues du genre Coccomyxa caractérisées jusqu'à présent. La comparaison des séquences correspondant à l'ARN de la petite sous-unité du ribosome (ARNr 18S) de la micro-algue CCAP 216/25, et des autres espèces de Coccomyxa répertoriées sur les bases de données (effectuée après avoir retiré les 2 inserts spécifiques de la séquence SEQ ID NO: 1 a été réalisée par alignement multiple des séquences au moyen du logiciel ClustalW2 2.0.12). L'alignement de séquences est présenté sur la figure 3. Le Tableau II ci-dessous présente les résultats de cette comparaison de séquences. Les séquences correspondant aux ARNr 18S, qui sont comparées deux à deux sont indiquées dans les colonnes SEQ ID A et SEQ ID B, par référence à leur numéro dans le listage de séquences en annexe. Tableau II SEQ ID A Nom Longueur(nt) SEQ ID B Nom Longueur (nt) % d'identité 4 CCAP 216/25 2354 5 Coccomyxa_peltigerae 1783 97 4 CCAP 216/25 2354 6 Coccomyxa chodatii 1783 98 4 CCAP 216/25 2354 7 Coccomyxa_sp_flensburg 1778 97 4 CCAP 216/25 2354 8 Coccomyxa_glaronensis 1797 96 4 CCAP 216/25 2354 9 Coccomyxa_sp_CPCC 1797 96 4 CCAP 216/25 2354 10 Chlamydomonas sp 1558 92 5 Coccomyxa_peltigerae 1783 6 Coccomyxa_chodatii 1783 99 5 Coccomyxa_peltigerae 1783 7 Coccomyxa_sp_flensburg 1778 96 5 Coccomyxa_peltigerae 1783 8 Coccomyxa_glaronensis 1797 96 5 Coccomyxa_peltigerae 1783 9 Coccomyxa_sp_CPCC 1797 96 5 Coccomyxa peltigerae 1783 10 Chlamydomonas sp 1558 92 6 Coccomyxa chodatii 1783 7 Coccomyxa_sp_flensburg 1778 96 6 Coccomyxa chodatii 1783 8 Coccomyxa_glaronensis 1797 96 6 Coccomyxa chodatii 1783 9 Coccomyxa_sp_CPCC 1797 97 6 Coccomyxa chodatii 1783 10 Chlamydomonas sp 1558 92 7 Coccomyxa_sp flensburg 1778 8 Coccomyxa_glaronensis 1797 99 7 Coccomyxa_sp_flensburg 1778 9 Coccomyxa_sp_CPCC 1797 99 7 Coccomyxa_sp_flensburg 1778 10 Chlamydomonas sp 1558 91 8 Coccomyxa_glaronensis 1797 9 Coccomyxa_sp_CPCC 1797 99 8 Coccomyxa glaronensis 1797 10 Chlamydomonas sp 1558 91 9 Coccomyxa sp CPCC 1797 10 Chlamydomonas sp 1558 91 Cette comparaison de séquences montre que les espèces les plus proches de la souche CCAP 216/25 sont Coccomyxa chodatii souche SAG 216-2 (SEQ ID NO: 6), Coccomyxa peltigerae souche SAG 216-5 (SEQ ID NO: 5), Coccomyxa sp. Flensburg fjord 2 (EU127471), Coccomyxa glaronensis souche CCALA 306 (AM167525) et Coccomyxa sp. souche CPCC 508 (AM981206) avec respectivement 98%, 97%, 97%, 96% et 96% d'identité de séquence. Ces forts scores d'identité obtenus pour la souche CCAP 216/25 par rapport au genre Coccomyxa sont voisins de ceux obtenus après comparaison des séquences des Coccomyxae entre elles et éloignés du score obtenu pour la comparaison de séquence avec une micro-algue unicellulaire appartenant à un autre genre (Chlamydomonas sp. CCMP681 (EF106784) (cf Figure 3). Cela indique l'appartenance de la souche CCAP 216/25 au genre Coccomyxa. Par ailleurs, la comparaison des séquences de la région des ITS de la souche CCAP 216/25 avec celles des autres Coccomyxae a également été réalisée. Le Tableau III ci-dessous présente les résultats de cette comparaison de séquences. Les séquences des régions ITS1-ARNr5.8S-ITS2 qui sont comparées deux à deux sont indiquées dans les colonnes I et II. Les séquences des souches Coccomyxa actinabiotis (CCAP 216/25), Coccomyxa chodatii SAG 216-2 et Coccomyxa peltigerae SAG 216-5 sont indiquées par référence à leur numéro dans le listage de séquences en annexe, à savoir respectivement SEQ ID NO 11, 12 et 13. Pour les souches suivantes, dont les séquences des régions ITS1-ARNr5.8S-ITS2 sont accessibles sur la base de données GenBank, les numéros d'accès correspondants sont également indiqués dans le Tableau III : - AY293964: Coccomyxa peltigerae var. variolosae - AY293965: Coccomyxa solarinae var. croceae - AY293966: Coccomyxa solarinae var. bisporae - AY293967: Coccomyxa solarinae var. saccatae - AY293968: Coccomyxa chodatii - AY328522: Coccomyxa peltigerae strain SAG 216-5 - AY328523: Coccomyxa subellipsoidea strain SAG 216-13 - AY328524: Coccomyxa rayssiae strain SAG 216-8 - U66945 : Chlamydomonas callosa - U66956 : Dunaliella tertiolecta - AF376740: Pandorina morum Tableau III I Longueur (nt) II Longueur (nt) % d'identité SEQ ID 11 761 SEQ ID 12 617 81 SEQ ID 11 761 SEQ ID 13 708 79 SEQ ID 11 761 AY293964 610 78 SEQ ID 11 761 AY293965 650 73 SEQ ID 11 761 AY293966 651 73 SEQ ID 11 761 AY293967 651 73 SEQ ID 11 761 AY293968 619 76 SEQ ID 11 761 AY328522 725 73 SEQ ID 11 761 AY328523 702 75 SEQ ID 11 761 AY328524 696 76 SEQ ID 11 761 U66945 625 43 SEQ ID 11 761 U66956 598 45 SEQ ID 11 761 AF376740 626 27 SEQ ID 12 617 SEQ ID 12 708 87 SEQ ID 12 617 AY293964 610 83 SEQ ID 12 617 AY293965 650 82 SEQ ID 12 617 AY293966 651 83 SEQ ID 12 617 AY293967 651 83 SEQ ID 12 617 AY293968 619 92 SEQ ID 12 617 AY328522 725 84 SEQ ID 12 617 AY328523 702 80 SEQ ID 12 617 AY328524 696 94 SEQ ID 12 617 U66945 625 38 SEQ ID 12 617 U66956 598 31 SEQ ID 12 617 AE376740 626 26 SEQ ID 13 708 AY293964 610 97 SEQ ID 13 708 AY293965 650 99 SEQ ID 13 708 AY293966 651 99 SEQ ID 13 708 AY293967 651 99 SEQ ID 13 708 AY293968 619 88 SEQ ID 13 708 AY328522 725 94 SEQ ID 13 708 AY328523 702 80 SEQ ID 13 708 AY328524 696 86 SEQ ID 13 708 U66945 625 37 SEQ ID 13 708 U66956 598 51 SEQ ID 13 708 AF376740 626 34 AY293964 610 AY293965 650 97 AY293964 610 AY293966 651 97 AY293964 610 AY293967 651 97 AY293964 610 AY293968 619 83 AY293964 610 AY328522 725 96 AY293964 610 AY328523 702 78 AY293964 610 AY328524 696 85 AY293964 610 U66945 625 41 AY293964 610 U66956 598 50 AY293964 610 AF376740 626 48 AY293965 650 AY293966 651 99 AY293965 650 AY293967 651 99 AY293965 650 AY293968 619 88 AY293965 650 AY328522 725 98 Tableau III (suite) I Longueur (nt) II Longueur (nt) % d'identité AY293965 650 AY328523 702 80 AY293965 650 AY328524 696 85 AY293965 650 U66945 625 37 AY293965 650 U66956 598 45 AY293965 650 AF376740 626 34 AY293966 651 AY293967 651 99 AY293966 651 AY293968 619 88 AY293966 651 AY328522 725 98 AY293966 651 AY328523 702 79 AY293966 651 AY328524 696 85 AY293966 651 U66945 625 37 AY293966 651 U66956 598 51 AY293966 651 AF376740 626 34 AY293967 651 AY293968 619 88 AY293967 651 AY328522 725 98 AY293967 651 AY328523 702 79 AY293967 651 AY328524 696 85 AY293967 651 U66945 625 37 AY293967 651 U66956 598 51 AY293967 651 AF376740 626 34 AY293968 619 AY328522 725 87 AY293968 619 AY328523 702 82 AY293968 619 AY328524 696 96 AY293968 619 U66945 625 37 AY293968 619 U66956 598 40 AY293968 619 AF376740 626 37 AY328522 725 AY328523 702 83 AY328522 725 AY328524 696 88 AY328522 725 U66945 625 37 AY328522 725 U66956 598 51 AY328522 725 AF376740 626 34 I AY328523 702 AY328524 696 84 AY328523 702 U66945 625 38 AY328523 702 U66956 598 36 AY328523 702 AF376740 626 35 AY328524 696 U66945 625 37 AY328524 696 U66956 598 31 AY328524 696 AF376740 626 26 U66945 625 U66956 598 58 U66945 625 AF376740 626 59 U66956 598 AF376740 626 51 Cette comparaison de séquences montre une identité de 73% à 81% de la séquence de la souche CCAP 216/25 par rapport aux autres souches Coccomyxae référencées, du même 21 ordre que les scores obtenus pour la comparaison de la région des ITS des Coccomyxae référencées entre eux (78% à 99%), et très éloigné de celui obtenu pour la comparaison avec d'autres genres (de l'ordre de 30 à 50%). D'autre part, il s'avère que la séquence correspondant à l'ARNr 18S de la souche CCAP 216/25 est différente de celle de toutes les Coccomyxae référencées jusqu'à présent, notamment en ce qu'elle possède deux insertions d'environ 500 paires de bases. Ces deux derniers points indiquent qu'il s'agit d'une espèce de Coccomyxa différente de toutes celles référencées à ce jour. Ces résultats indiquent donc que la micro-algue isolée appartient au genre Coccomyxa, mais que son ADN diffère 15 suffisamment de celui des autres espèces de Coccomyxae répertoriées dans les banques de données, notamment par ses deux insertions dans l'ADN ARNr 18S et des ITS1 et ITS2 pour que l'on considère qu'il s'agit d'une nouvelle espèce, qui sera dénommée ici Coccomyxa actinabiotis. 20 Résistance aux stress abiotiques Coccomyxa actinabiotis est résistante à la dessiccation, au froid, à l'obscurité pendant 48h. Elle est également résistante à l'eau lourde pure pendant 48 h (la respiration et la photosynthèse d'algues 25 exposées pendant 24 h et 48 h à D2O 50%, 80% et 100%, à l'obscurité, et leur récupération après 24 h dans un milieu normal ainsi que la respiration et la photosynthèse d'algues exposées pendant 24 h à la lumière dans 50% D2O montre que l'eau lourde n'a pas dans ces conditions d'effet sur ces 30 paramètres physiologiques. Cette résistance à l'eau lourde permet de proposer l'utilisation de Coccomyxa actinabiotis (et de manière plus générale d'algues du genre Coccomyxa) pour la synthèse de composés deutérés. 35 Coccomyxa actinabiotis est également résistante à l'acétone, à l'alcool, aux acides, aux ultrasons. En outre, elle est résistante à long terme (plus d'une dizaine d'années) à une irradiation modérée (150 NGy/h). 10 Elle résiste à une exposition de plusieurs jours à un débit de dose de 300 Gy/h. Elle résiste également à une exposition pendant 20 h à un débit de dose de 1 kGy/h. Dans le cas d'une forte irradiation de 20 kGy, elle recolonise le milieu en quelques semaines. En 4 semaines, la culture a récupéré le tiers de son activité photosynthétique initiale avant irradiation. EXEMPLE 2 : CONCENTRATION DE METAUX RADIOACTIFS PAR COCCOMYXA ACTINA.BIOTIS Fixation et concentration des métaux Les micro-algues fraîchement prélevées dans la piscine d'entreposage (environ 10 milligrammes de masse fraîche) ont été mises en présence, sous éclairement (200 lux), pendant 1 an, d'eau déminéralisée, renouvelée régulièrement, de pH 5,5, de conductivité 1,2 1_1S/cm, contenant par exemple 400 Bq/1 de 60Co, 1100 Bq/l de 11°mAg, 1700 Bq/1 de 124Sb, 5000 Bq/1 de 51Cr, 400 Bq/1 de 65Zn, 300 Bq/1 de 54Mn. L'eau est radioactive essentiellement du fait de la présence de tritium (environ 300000 Bq/1) et de 14C (environ 20000 Bq/1). Cette composition est similaire à celle de l'eau des piscines d'entreposage de combustibles usés. Les algues se sont multipliées lentement pendant cette mise en contact. Les concentrations des radionucléides ont été mesurées à l'équilibre dans les eaux et dans les algues par spectrométrie y. Les facteurs de concentration de chaque métal (110m 60Co, 51Cr, 65Zn, 54Mn et 124 Ag, Sb), définis comme le rapport de la concentration du métal adsorbé ou absorbé dans les micro-algues (en atomes/g de matière fraîche) à la concentration du métal dans l'eau (atomes/ml), ont ainsi été obtenus. Les résultats sont illustrés par la Figure 4. Ces résultats montrent que les micro-algues concentrent très fortement l'argent et le cobalt (facteur de concentration = 450000 et 40000, respectivement), ainsi que le chrome dans une moindre mesure (facteur de concentration =-6000). Les éléments les moins concentrés ont aussi un facteur de concentration significatif (facteur de concentration = 6000, 3000, 1200 et 200 pour le chrome, le zinc, le manganèse et l'antimoine, respectivement). Une autre expérience a été réalisée en mettant en présence 250 mg de masse fraîche de micro-algues provenant de cultures en milieu BBM avec 100 ml d'eau déminéralisée de composition similaire à celle de l'eau des piscines d'entreposage de combustibles usés à savoir pH 5,5, conductivité 1,2 11S/cm, contenant 280 Bq/1 de 60Co, 530 Bq/1 de 58Co, 66 Bq/1 de 11omAg, 1460 Bq/1 de 124Sb, 1180 Bq/1 de 51Cr, 120 Bq/1 de 65Zn, Bq/1 de 54Mn ainsi que du tritium (260000 Bq/1) et du 14C (10000 Bq/1). Après une journée de culture, le pourcentage de chaque isotope fixé est de 100%, 100%, 94%, 94%, 90%, 48% et 30% pour 11omAg, 65Zn, 60Co, 58Co, 54Mn, 51Cr et 124Sb, respectivement. Extraction des métaux à partir des micro-algues Des expériences de solubilisation des métaux fixés par les algues ont été effectuées, en incubant ces algues (70 mg de masse fraîche) dans 5 ml d'eau déminéralisée, ou d'eau déminéralisée additionnée d'HCl à différentes concentrations. En milieu neutre, les métaux ne sont pas extraits. Les cations les plus retenus sont 60Co, 1osmAg et 11omAg. Ils restent fixés à la cellule pour des faibles concentrations en HCl (pH 4,5 à 2,5). Ils commencent à être libérés de façon exponentielle en dessous d'un pH seuil de 2,5, Co étant le plus solidement fixé puisqu'il est au maximum extrait à 35 % au bout de 6 jours d'exposition à pH 0,5, alors que Ag l'est à 90 % dans les mêmes conditions. A pH 1,5, 10% de Ag et 2% de Co sont extraits après 6 jours d'exposition. Pour 51Cr, il n'y a pas de pH seuil, il est extrait dès pH = 4,5 de façon linéaire jusqu'à un maximum de 25 % à pH = 0,5 après 6 jours d'exposition. D'autres expériences ont été effectuées en présence d'une solution 0,1 M d'EDTA de pH 4,5. Dans ces conditions, 35% du 51Cr contenu dans les algues, mais seulement 1% du 60Co et moins de 0,5% de IosmAg et 11omAg, sont extraits après 2 jours d'exposition. Ces expériences montrent que le Cr reste majoritairement en surface, tandis que le Co est probablement majoritairement séquestré à l'intérieur des cellules et Ag se répartit entre la surface et l'intérieur des cellules. EXEMPLE 3 : CINETIQUE DE FIXATION DES METAUX ET RESISTANCE A LEUR TOXICITE Cinétiques de fixation et d'incorporation de Ag et Co Les cinétiques de fixation des métaux par les micro-algues Coccomyxa actinabiotis, ainsi que les quantités ad-absorbées, ont été déterminées, dans le cas d'un cation monovalent, Ag+, et d'un cation divalent, Col+. Argent Deux séries d'expériences ont été menées : l'une avec des algues présentant du mucilage, l'autre avec des algues cultivées en milieu BBM et ne présentant pas ou peu de mucilage. Dans des erlenmeyers on introduit 20 mg d'algues (masse fraîche compactée) et 90 ml de solution d'Ag+ à différentes concentrations. Les 20 mg d'algues sont préparés comme suit : prélèvement dans un ballon de culture, centrifugation 20 minutes à 3000 rpm, lavage deux fois dans de l'eau déminéralisée (mise en suspension, centrifugation). Le milieu de culture est ainsi éliminé et ne risque pas de complexer l'argent. Les algues sans mucilage sont mises en contact avec des solutions contenant 0,11 mg/L et 5,5 mg/L d'Ag+. Les algues avec mucilage sont mises en contact avec des solutions contenant 22 pg/L, 1,1 mg/L et 55 mg/L d'Ag+. Les erlenmeyers sont placés sur des agitateurs éclairés et des prélèvements de 5 ml sont effectués pour différents temps d'exposition afin de suivre les cinétiques de fixation pour chacune des concentrations initiales en argent. Les prélèvements sont centrifugés 10 minutes à 4500 rpm pour séparer les algues qui ont concentré le métal. La teneur en métal est ensuite analysée dans le culot (algues) et dans le surnageant. Les résultats sont illustrés par la Figure 5 pour les algues sans mucilage, et par la figure 6 pour les algues 25 avec mucilage. Figure 5 A: solution contenant 110 pg/1 d'ions argent ; Figure 5 B solution contenant 5,5 mg/1 d'ions argent. Figure 6 A : solution contenant 1,1 mg/1 d'ions argent ; Figure 6 B : solution contenant 55 mg/1 d'ions argent. On observe, pour les algues avec ou sans mucilage, une cinétique d'absorption de l'argent très rapide dans les premières heures, suivie d'un plateau. Au plateau, les algues sans mucilage fixent la totalité de l'argent si sa concentration initiale est de 0,11 mg/1 et en fixent 75% si sa concentration initiale est de 5,5 mg/l. Les algues avec mucilage fixent la totalité de l'argent si sa concentration initiale est de 1,1 mg/1 et en fixent 20% si sa concentration initiale est de 55 mg/l. L'accumulation rapide de l'argent au niveau des algues peut s'expliquer par deux phénomènes. D'une part par une chélation à l'extérieur des micro-algues par le mucilage abondant, constitué de polymères de sucres et dérivés, qui a la propriété de chélater les cations. D'autre part par une incorporation active et/ou passive de l'argent à l'intérieur des algues par des canaux ou des transporteurs. Les nombreux canaux ioniques transmembranaires par exemple assurent un transport passif non sélectif des ions Na+, K+ ou d'éventuels métaux monovalents tels Ag+ vers le cytoplasme, d'autant plus facilement que le gradient de concentration est élevé. Ainsi la concentration de l'argent par Coccomyxa correspond à une adsorption sur le mucilage et les composés pariétaux à laquelle s'ajoute une absorption intracellulaire via des canaux ioniques transmembranaires et des transporteurs actifs. Cobalt Des expériences ont été effectuées avec des algues ne présentant pas ou peu de mucilage, selon le même protocole que celui décrit ci-dessus pour l'argent. Les algues ont été 35 exposées à des concentrations initiales de cobalt de 19 pg/L, 0,94 mg/L et 4,8 mg/L. 26 Les résultats sont représentés sur la Figure 7 (A-C). Figure 7 A : 19 pg/l d'ions cobalt ; Figure 7 B : 0,94 mg/1 d'ions cobalt ; Figure 7 C : 4,8 mg/1 d'ions cobalt. Une adsorption, éventuellement couplée à une absorption, initiale rapide est observée. Elle est cependant moins marquée pour le cobalt que pour l'argent. Puis l'absorption se poursuit progressivement sur plusieurs jours. La concentration de cobalt intracellulaire ne plafonne pas mais continue d'augmenter plus d'une semaine après le début de l'exposition. Le mécanisme d'absorption du cobalt apparaît donc différent de celui de l'argent. Les ions Col+ divalents ne peuvent en effet emprunter les mêmes canaux ioniques que les ions Ag+ en raison de leur rayon ionique plus important. Il est vraisemblable que des co-transporteurs, chargés de l'absorption de métaux divalents indispensables à la croissance cellulaire (Fe2+, mg2+, ...) ou des transporteurs actifs, tels les pompes ATP-dépendantes ABC connues comme transporteurs transmembranaire du cadmium Cd2+ ou des ATPases à Zn2+, assurent l'absorption du cobalt. Ce transport actif expliquerait une absorption modérée mais durable. Concentrations maximales de métaux tolérées Les doses limites supportées par Coccomyxa actinabiotis ont été recherchées par exposition des algues à l'argent ou au cobalt durant une semaine (20 mg de micro-algues (masse fraîche) dans 100 ml d'eau désionisée contenant les ions Ag ou Co à différentes concentrations). Les algues sans mucilage sont moins résistantes à la toxicité métallique de l'argent que les algues entourées de mucilage. Le mucilage pourrait éviter un afflux rapide et intense de métal dans le cytoplasme au début de l'exposition. En constituant une barrière fixatrice des ions, il limite la diffusion vers les canaux transmembranaires et l'importation rapide et massive de métaux toxiques. Ces métaux seraient alors absorbés de manière modérée et progressive et pourraient être stockés sous des formes non agressives pour la cellule. Des Coccomyxae actinabiotis sans mucilage ne survivent pas à des concentrations d'argent supérieures à 250 pg/L alors que les Coccomyxae actinabiotis avec mucilage supportent des concentrations extracellulaires d'argent d'au moins 50 mg/L. Le seuil d'intolérance au cobalt est supérieur à des concentrations de Col+ de 50mg/l et 800mg/l pour Coccomyxa actinabiotis sans mucilage et avec mucilage, respectivement. Aucun effet notable n'a été constaté sur les micro-algues cultivées pendant une semaine dans ces conditions. EXEMPLE 4 : DECONTAMINATION D'UNE EAU DE PISCINE D'ENTREPOSAGE AU MOYEN DE COCCOMYXAE ACTINABIOTIS Les micro-algues Coccomyxae actinabiotis ont été placées sur des supports horizontaux dans une piscine de refroidissement d'éléments combustibles d'une installation nucléaire. Cette piscine est remplie d'eau de pH moyen 5,5, de conductivité moyenne 1,2 pS/cm, de température moyenne 25°C, 15.. et contient des éléments métalliques radioactifs du fait des pièces qui y sont entreposées. La piscine est en contact avec l'air ambiant et est illuminée par des néons. L'intensité lumineuse à la surface de l'eau est de 200 lux. Selon les pièces entreposées dans la piscine, le débit de dose au niveau 20 des algues varie d'une centaine de uGy/h à quelques dizaines de Gy/h. Dans ces conditions, Coccomyxae actinabiotis est capable de coloniser les supports sur lesquels elle est placée, et peut y vivre et s'y reproduire pendant des années. De manière ponctuelle, le débit de dose peut atteindre 25 quelques centaines de Gy/h. En effectuant des comptages par spectrométrie y sur des échantillons de 50 ml d'eau et de 100 mg d'algues prélevées à partir des supports, l'activité totale ainsi que la nature et l'activité de chaque émetteur y présent ont été 30 déterminées. Les résultats obtenus après un temps de séjour de 5 ans sont illustrés par le Tableau IV ci-dessous. Tableau IV Radionucléide Activité (Bq) de 1 MI d'eau Activité (Bq) de 1 g de micro-algues Cr 1,73 10543 b4 Mn 0,15 168 bu Co 0,64 24733 bb Zn 0,13 363 ,usmAg REVENDICATIONS1) Algue verte unicellulaire du genre -Coccomyxa caractérisée en ce qu'elle appartient à l'espèce Coccomyxa actinabiotis définie par la présence dans les gènes d'ARN ribosomique 18S-ITS1-ARNr5.8S-ITS2-ARNr.26S, d'une séquence présentant au moins 95% d'identité avec la séquence SEQ ID NO: 1. 2) Algue verte unicellulaire selon la revendication 1, possédant les caractéristiques de la souche de Coccomyxa actinabiotis déposée le 25 juin 2009 auprès de la CCAP sous le numéro CCAP 216/25. 3) Procédé de captage d'au moins un élément choisi parmi les métaux Ag, Co, Cr, Zn, Mn, Sb, Ni, Fe, et Cs, et les radioisotopes 14C et 3H, à partir d'un milieu aqueux contenant ledit métal ou ledit radioisotope en solution, caractérisé en ce que ledit captage est effectué en incubant des algues vertes unicellulaires du genre Coccomyxa dans ledit milieu aqueux. 4) Procédé selon la revendication 3, caractérisé en 20 ce que lesdites algues vertes sont telles que définies dans une quelconque des revendications 1 ou 2. 5) Procédé selon l'une quelconque des revendications 3 ou 4, caractérisé en ce que ledit milieu aqueux est un milieu radioactif. 25 6) Procédé selon la revendication 5 pour le captage d'un métal choisi parmi Ag, Co, Cr, Zn, Mn, Sb, Ni, Fe et Cs, caractérisé en ce que ledit métal est sous forme d'isotope radioactif, ou sous forme de mélange d'isotopes. 7) Procédé selon l'une quelconque des 30 revendications 3 ou 6, caractérisé en ce que lesdites algues verte sont associées à au moins un autre microorganisme et/ou au moins une plante multicellulaire. 8) Procédé selon l'une quelconque des revendications 3 à 7, caractérisé en ce que la croissance des 35 algues vertes de l'espèce Coccomyxa actinabiotis est maîtrisée en contrôlant l'illumination dudit milieu aqueux. 9) Procédé selon une quelconque des revendications 3 à 8, caractérisé en ce que l'élément capté est un métal, et 30 en ce qu'il comprend une étape de récupération dudit métal à partir des algues. 10) Utilisation d'une algue verte du genre Coccomyxa pour la décontamination d'un milieu aqueux radioactif contenant au moins un élément choisi parmi les métaux Ag, Co, Cr, Zn, Mn, Sb, Ni, Fe et Cs, et les radioisotopes 14C et 3H. 11) Utilisation selon la revendication 10, caractérisée en ce que ladite algue verte est telle que définie dans une quelconque des revendications 1 ou 2. 12) Utilisation selon l'une quelconque des revendications 10 ou 11, caractérisée en ce que ladite algue verte est associé à au moins un autre microorganisme et/ou au moins une plante multicellulaire radiorésistant(e) ou radiotolérant(e).