Brevet FR2955393A1 — publié le 20110722

Méthode pour évaluer l'efficacité de stratégies de lutte antivectorielle dans le contrôle du paludisme et des arboviroses. L'invention a pour objet l'utilisation de biomarqueurs immunologiques pour évaluer l'efficacité de stratégies de lutte anti-vectorielle (LAV en abrégé) dans le contrôle du paludisme et des arboviroses. La transmission des maladies parasitaires et virales s'effectue par des vecteurs arthropodes, tels que les moustiques dans le cas du paludisme, de la dengue et du chikungunya, les tiques dans la maladie de Lyme ou les phlébotomes dans les leishmanioses. Parmi ces maladies, le paludisme correspond à l'infection parasitaire la plus grave dans le monde, dont la morbidité est directement liée à l'exposition de l'homme au moustique Anopheles infecté. De nombreuses méthodes préventives ont été proposées pour lutter contre les parasites (chimioprophylaxie) ou leurs vecteurs (contrôle des larves ou des adultes à l'aide de larvicides et d'adulticides, supports imprégnés d'insecticides, notamment moustiquaires, pulvérisations intradomiciliaires d'insecticides et autres). L'évaluation de l'efficacité des stratégies LAV repose le plus généralement sur des méthodes entomologiques pour le vecteur, telles que l'évaluation de l'abondance du vecteur, leur agressivité, leur taux d'infection ou chez l'Homme sur la détection des pathogènes. Mais ces méthodes de référence présentent de nombreuses limites dans leur capacité à évaluer réellement et individuellement le degré de piqûres reçu par l'Homme et ainsi la réelle efficacité des mesures de LAV testées ou utilisées. Ces limites sont particulièrement rencontrées dans un contexte 5 de faible exposition aux vecteurs, ce qui est de plus en plus d'actualité dans les zones endémiques et d'exposition. La détection chez l'homme, par exemple, de Plasmodium nécessite un suivi précis et actif des populations. 10 Les méthodes de références pour évaluer la LAV dans le cas du paludisme portent le plus généralement sur l'identification des Plasmodium dans le sang humain (utilisation d'une goutte épaisse). Cette méthode permet de calculer la prévalence parasitaire et l'intensité d'infection qui sont des outils 15 utilisés pour évaluer l'efficacité de la LAV en comparant avant/après mise en place de la LAV. Les limites majeures sont liées à la nécessité d'un suivi à long terme des populations (sur une année, par exemple) avant et après la mise en place de la LAV. En effet, pour affirmer que la LAV a bien fait 20 chuter la prévalence ou l'intensité d'infection à Plasmodium, il faut réaliser cette évaluation en tenant compte de la saison de transmission. Ces limites sont particulièrement importantes dans des zones où la transmission est saisonnière ou faible (paludisme urbain, d'altitude) et où la distribution 25 des médicaments antipaludiques est forte (impossibilité d'évaluer l'efficacité d'une LAV contre Anopheles par la détection des Plasmodium si les médicaments antipaludiques sont distribués aux populations dans la zone d'étude). De plus, la présence et l'intensité d'infection de Plasmodium 30 peuvent varier très régulièrement d'un jour à l'autre. Il s'ensuit qu'il est très difficile d'effectuer un suivi régulier des populations de la zone où la LAV est évaluée. Cette évaluation parasitologique nécessite ainsi des études de suivi longitudinal chez un grand nombre d'individus pour affirmer l'efficacité d'une LAV. Pour les arboviroses, les critères d'évaluation d'une LAV par la détection des pathogènes semblent encore plus complexes et peu utilisables. En effet, la détection d'une infection chez l'Homme est basée sur la production d'IgM (infection en cours) ou IgG (infection ancienne) anti-pathogènes. Mis à part dans une situation d'épidémie, la prévalence de l'infection est souvent très faible pour les arboviroses et l'évaluation d'une LAV efficace nécessite ainsi de suivre avant/après la LAV une très large population d'étude afin de conclure à une efficacité d'une LAV. Ainsi, pour l'évaluation d'une LAV anti-Aedes, un suivi à très long terme est nécessaire et demande des moyens logistiques de terrain très lourds et coûteux. De plus, les méthodes entomologiques sont principalement applicables au niveau d'une population, mais ne donnent pas une mesure de l'hétérogénéité de l'exposition individuelle. Ainsi, on mesurera l'intérêt pour de nouveaux indicateurs et méthodes afin d'évaluer au niveau individuel, le réel contact homme-vecteur et ainsi l'efficacité réelle d'une stratégie LAV, en conformité avec les recommandations de l'OMS. Un programme de recherche coordonnée au sein d'un laboratoire de la Déposante porte sur l'étude immunologique de la relation Homme-vecteur au cours du paludisme et des arboviroses. 30 Des travaux précédents ont montré que les réponses anticorps spécifiques à des extraits salivaires totaux ou spécifiques à des protéines salivaires d'Anopheles et d'Aedes représentaient des biomarqueurs pertinents pour évaluer le degré d'exposition de populations humaines aux piqûres de ces moustiques. 25 Plus particulièrement, le groupe de recherche auquel appartiennent les inventeurs a démontré que la réponse anticorps IgG anti-salive totale d'An. gambiae (1) et (2) et anti-peptide de la protéine gSG6 de ce vecteur (3) d'Anopheles représentait un outil d'évaluation de l'exposition au vecteur du paludisme. De plus, la réponse anticorps Ig anti-salive totale d'Anopheles gambiae représentait également un outil d'évaluation de l'efficacité de la mise en place de moustiquaires imprégnées d'insecticides (désignées ci-après par l'abréviation ITN pour « Insecticide Treated Nets ») (5). Des protéines salivaires immunogéniques constituant des candidats potentiels comme biomarqueurs d'exposition aux piqûres ont été identifiées. La validité de cette approche a également été démontrée pour le développement d'un biomarqueur d'exposition aux glossines, vecteur de la THA (4) et (3). Dans le cadre de la poursuite des travaux dans ce domaine, les inventeurs ont constaté que des marqueurs immunoépidémiologiques constituant des indicateurs de diagnostic des risques de paludisme et des marqueurs d'exposition à la piqûre de ce vecteur, étaient également des biomarqueurs spécifiques pour évaluer l'efficacité d'une LAV. L'invention repose sur l'utilisation de tels biomarqueurs immunologiques pour évaluer l'efficacité d'une stratégie LAV. L'invention a également pour but de fournir une méthode d'évaluation de l'efficacité d'une stratégie LAV basée sur mesure des taux d'anticorps dirigés contre des protéines et peptides salivaires, biomarqueurs spécifiques d'exposition aux piqûres des moustiques Anopheles et Aedes. Elle vise particulièrement l'application de cette méthode pour le contrôle anti-vectoriel visant à réduire la transmission du paludisme et des arboviroses majeures. Selon un premier aspect, l'invention vise l'utilisation de protéines salivaires immunogéniques et spécifiques des moustiques Anopheles et Aedes comme biomarqueurs d'évaluation de l'efficacité de stratégies de lutte anti-vectorielle dans 10 le contrôle du paludisme et des arboviroses, ces protéines étant choisies dans le groupe comprenant les protéines et peptides de séquences SEQ ID N° 1 à 30 données ci-après. Selon un deuxième aspect, l'invention vise l'utilisation de la 15 réponse anticorps humains aux protéines salivaires immunogéniques et spécifiques des moustiques Anopheles et Aedes desdites séquences SEQ ID N°1 à 30 pour évaluer l'efficacité de stratégies de lutte anti-vectorielle dans le contrôle du paludisme et des arboviroses. 20 L'invention vise également selon un autre aspect, une méthode d'évaluation de l'efficacité d'une stratégie LAV dans le contrôle du paludisme et des arboviroses, caractérisée en ce qu'elle comprend l'évaluation des réponses anticorps 25 spécifiques aux protéines et/ou peptides salivaires immunogéniques de moustiques Anopheles et Aedes comme critère d'efficacité de LAV, quelle que soit la forme larvicide ou adulticide du LAV, ces protéines et peptides étant choisis dans le groupe comprenant les protéines ou peptides répondant 30 aux séquences SEQ ID N°1 à 30.5 Les séquences SEQ ID N°1 à 30 mentionnées ci-dessus sont les suivantes : SEQ ID N° 1 : protéine gSG6 avec le peptide signal souligné. MAIRVELLLAMVLLPLLLLESVVPHAAAEKVWVDRDNVYCGHLDCTRVATFKGERFCTLCDT RHFCECKETREPLPYMYACPGTEPCQSSDRLGSCSKSMHDVLCDRIDQAFLEQ SEQ ID N°2 : peptide Pl de la protéine gSG6, ci-après désigné par gSG6-P1 EKVWVDRDNVYCGHLDCTRVATF SEQ ID N°3 : peptide P2 de la protéine gSG6, ci-après désigné par gSG6-P2 ATFKGERFCTLCDTRHFCECKETREPL SEQ ID N°4 : peptide P3 de la protéine gSG6, ci-après désigné par gSG6-P3 CECKETREPLPYMYACPGTEP 20 SEQ ID N°5 : peptide P4 de la protéine gSG6, ci-après désigné par gSG6-P4 ACPGTEPCQSSDRLGSCSKS SEQ ID N°6 : peptide P5 de la protéine gSG6, ci-après désigné 25 par gSG6-P5 DRLGSCSKSMHDVLCDRIDQAFLEQ SEQ ID N°7 : protéine gVAG MAIWIACATLLLVVLSGVSAGGKYCSSDLCPRGGPHVGCNPPSSSGGPTCQGKQKARKVLLT 30 PALQAYIMDEHNLNRSNIALGRIRPYPSAVKMPTLTWDPELASLADANARSCNYGHDRCRAT KKFPYAGQNIAITQFFGYRFTEKDLIHKFVSSWWSEYLDARPEHVRKYPSSYSGKPIGHFTQ IASDRSTKVGCSMWYWKDGQMDVYYFVCNYSFTNIMDRSVYQSGPTASQCKTGRNSKFPGLC NASEEPRSIMDP15 SEQ ID N°8 Protéine 5' nucléotidase MALVRFATIITVLCHLAIQDGAAKSFPHGEKAPFPLTLIHINDLHARFDETNQKSSTCTNSK ECIAGIARVYHTIKQLKSEYKTKNPLYLNAGDNFQGTLWYNLLRWNVTAYFIKELPPDAMTL GNHEFDHSPKGLAPYLAELEKMKIPTVVANLEKNGEPALKDSKIAPQIVLKVGNRKVGVIGA LYDKTHLVAQTGMVTLTNSIEAVRKEAQELKKKNVNIIVVLSHCGLDGDKQLAEEAGDLIDV IVGAHSHSLLLNKDAKVPYDTKYDTIEGDYPLVVKKSNNHTVLITQARSFGKYVGRLTVNFD CEGEVQSWEGYPIYMNNSVKQDEEVLRELEPWRAEVKRLGTQVIGTTEVFLDRESCRWCECT LGDLIADAYADQYTNSTVQPVAFVQAGNFRNPIEKGDITNGLAIEAAPYGSSVDMIKLSGAD LWSAIDHSFTLDDEFRYNTAQVSGMTVVADLSKKPYERVQSIDIVGANGAKTALKKDQIYYV AVPSYLADGKDGFAMLKKGTNRVTGPLDSDVLIEYVRKRQTIAKTMFQEKRVVIENHTNGTC SWDLDSQRYKPK SEQ ID N°9 Protéine SG1-like 3 MAGQRHLIEQAWQYGAQLQHELMLTSMESDRVQRALVLHSMLVNASLAEMVKESYQTHGADG RMVVRMLKFVRLLPGADERVAVYKQLAELLKSNGQDGRFPAVIFSTDVRQLEDRYKPDHAQY EGKVVERWLAELQAGTFHEVVEFARDYPEYFARVEEPLYETLKQQWSAEGLDRMVSFPNALP VGVQRVRALRALLETLLQHQGEQNNDVYLIRLAHETGRVEATVGQADAAVRQALDDVKKLFE QFKYQRGFPDYEALYKLFKGL SEQ ID N°10 : Protéine 34 kDa n°1, avec peptide signal (souligné) MSPSNKILVLLLFPILLVSSHPIPAEDPAKQCNLSEDDLTKLKAAISGASSAKAANEDILPN TTLAACPMLKNFTEMLKTVATDMEVLKTQGVSNMEVQLLRESFEEKLNDLAKNKDIFERQAN QDTSKAEGEMVEKINKLQLEMAKLQEEIEEQTKQMYVDMIEYIFERLKMNDTEAIDSYAQIV MKTKMHELIMKLKTDRLVLWEMVKYVEGKKNKWVGRKVLNTILDQVNKLKLYKPEEVEIGKN SLVVVWCWKFNSETVYGTTDEDQKSFHLAKLFFPKEKGCKECANVKSRTMCNNDYPKVMVKA FG SEQ ID N°11 : Protéine 34 kDa n°2, avec peptide signal (souligné) METSLPITVVFPIVLITGAQTKPTQGSCTLTDEDISDIKSAVQKASKAAVNDIVLDPTLIDK CPMLEKITASLKSVATEIVQMRDSAISTDQVDQLKQNFEDQVNQIVKSRDIFEKQSGTQATK EHGEMLERMTAQVKVTELEQQIAKQTASMYEDMAELIFQRLQMNSTESVRSYTKHMMEEKLE ELMNKLETNYRIYLGALRFLNHMNDQELIGKVFDGILKRLGDMKADSDDVKENGRNLLVNLL CWTVNNDFLGKKYKERQVDLYRMALKFYPKTYEKAANEADVRSRQFCEENFPANLITWFAVS WNDRG SEQ ID N°12 :Protéine 34 kDa n°l, avec peptide signal (souligné) Les peptides biomarqueurs sont indiqués en italique. MKTSLPIVVLLTAVISGVHPNPTPKSCTVSEEDLTTIRNAIQKASRASLDDVNLDEDLIAKC PLLKTITASLKSVASEIATLKDTGISEEQVDELKQSYEQQVNEIVKSRDIFEKQSGGDVMKE QGAMINRMTELQVQVAQLQQQIGEQTSRMYDDMAELIFQRLAMNSTDSIRNYTAHMMEQKLH TLMTKLETNYRIFLGALRYLDHLGDQPLIDKVFDGILKRLDEMSLETNKERENGKYVLVNLL CWTVNNRFLTEKYRKKQLELFRIALKFYPKTGNKEANEADIRGRQFCDANFPVNVITWFAVS RAAEGWGLRGTL SEQ ID N°13 : Protéine 34 kDa n°2, avec peptide signal (souligné) Les peptides biomarqueurs sont indiqués en italique MPVTYEFFILLAMSLLLVRSHPLPEEATSDAAIKCTLSEEDLDSLKRAISSAASAKSSDGII LSNETLTACPILANFTEMLKTVATDMEVLKTQGVSNAEVELLRESFEERLNEITKNKDIFER QAGQETSKTEGQMVEKINRLQLEMASLKEEIEQETKKMYEDMAEYIFQRLKMNDTDAIDSYA QIMFKTKMHDLFMKLKTDRWVLWKMLNYVEQKKDKVIGKWVLNTVINQVTSLNRNKPDELEI GKDSLVNLLCWTSTAKTVYGAVQEDQKMFYLT SEQ ID N°14 : Peptide N-Term de la protéine 34 kDa HPIPAEDPAKQCNLS SEQ ID N°15: Protéine 62 kDa n°1 MNPFTQVFCLIVGVLFFAFTATADEDCEIPLSELNKIEQTLTHIEKPIYTEEAESETSDSDE CAQMLRGIHLQLRRLTQKYKLMNKGYVKVEEFHKMAKEYEEQLSKLNGELEYFKVEARSGAD QKIKELKKDIKSLEQNVTKLHDRLKGITDELGKVSMELCSTYLESNQLDSAKEKVKDLPSKY VIELVDQFLSKNENNWLPVVDLSTAVPDLDDRGQVYKNIYEFLLAKSRLEGEESLLLEAEIL KLNATFHPGSKITDDRKKELNDLLEKLRQNSEKTFEQWSQELDQSNISAVVFKNAIDRMFLT QI EKFGEYVTGRHDYYGVRNFLKLLGVSKNYHKIAAYNSLVEKKIGHALAVVMIDMLSIDIA EIKHDPHVPDRIERMYNSTINSLPDSLKGIIPCIKSVKIRNEGTNRCIYAINQNIQVQNPNF KNIVLGQYKRVTSTMSACTSFRLELSSNKPYIKIITSEGNSLTNINSAVPGETGFSRVGAPY SNKPNMKLDHTGDWVLDANFVNNSIKIQSDFNAYQTSKSIDHLVVRNDGDVAVVRYGLSGMR SGGIPDNHAEWKF SEQ ID N°16: Protéine 62 kDa n°2 MNPFTQVFRLTVGVFFFAFTATADEVCEIPLSELNKIEQTLTHIEKPIYTEEAESETSDSDE CAQMLRGIHLQLRRLTQKYKLMNKGYVKVEEFHKMAKEYEEQLSKLNGELEHFKVEARSGAD QKIKELKKDIQALEQNVTKLHDRLKGITDELGKVSMELCSTYLESNQLDSAKEKVKDLPSKY VIELVDQFLSKNENNWLPVVDLSTAVPDLDDRGQVYKNIYEFLLAKSRLEGEESLLLEAEIL KLNATFHPGSKITDDRKRELNVLLTKLSQFSEKTLEQWTQELNQSNISAVVFKNAIDRMFLT QIEKFGEYVTGRHDYYGVRNFLKLLGVSKNYHKIAAYNSLVEKKIGHALAVVMIDMLSIDIA EIKHDPHVPDRIERMYNSTINSLPDSLKGIIPCIKSVKIRNEGTNRCIYAINQNIQVQNPNF KNIVLGQYKRVTSTMSACTSFRLELSSNKPYIKIITSEGNSLTNINSAVPGETGFSRVGAPY SNKPNMKLDHTGDWVLDANFVNNSIKIQSDFNAYQTSKSIDHLVVRNDGDVAVVRYGLSGMR SGGIPDNHAEWKLNALK SEQ ID N° 17: Protéine 62kDa n°1 MNSVNRYVLCIALIALFVASFTTAEENCEISANELGKIEQTLTHINQPIYTGDDESEVSDSD QCAQMLRGIHFQLRRLTQKYKLMNKGYVKAEEFAKMARDYEDQLSVLKNDLEQSKIGADSSA KQKMQELKKDIATLEQNVNTLHKDLEGITDELGKVRMDLCLTYMESNQLSNAQDKVKTLAPK YLMELVEQFLNKSEKNWLPVVDLSVAIPDLDDRGQVYKTVHEFLKTKNRDGGEDSILLEAEV LKMNATFHPGSKITEDRKKEIQDLLEKLSLTSTKIFDQWTQDLAKLENSAVYKNSIDRMFLT QMEKFGERVMAKDDYYSLRNFLKLLVVSTNYYKIAAYRKLIQEKIGHTLAVLMFDMMSMERT ELQYDPHVPDEVVRMYDESITALPDSLKNIRSCLKLVKIYNHVTNQCILATNEVEDVNNSNP KFKSNVLGRRKLVKTASNDCTPFRLEPSADKASIRIITPKGDALTNINSIQPGLSWFNRVGA PYTNNHNMKLDYSADWILDANYANDSIKIESEFNAYQTMKSVDHLMVTNVGKVPHVVVAQYG LKGMEYAGAGMKDAEWKFKCDN SEQ ID N°18: Protéine 62 kDa n°2 MKVYICQVIFSFLAVSVFCEENCNIPESELSKIDHVLRHMEKPIYSEEQFASDNEECTNLLN GIHAQLRRLTQRYKLMNKGYVKVEEYQRMADNYEKQLKTLNDELVELQQHTSEKASATIAKL KEDIKKLDEEVGTLHEKLKGIKQDFEKVKRDLCVTYLNSNQMSKAKAKLKEMASTYLIEIVQ QQLNKSNANIMPMLEFSAAIPDLDDMGEAYKEIYKFLEEQKRLEGEDSVLLEATVLKMNASL KEGSNITDERRTQIEGLLKDLATKSTIVFSTWTKELKKINDAVVIKNALDHMFVSQMKVFGA LVGDTSDFGSIRNFVKLTIVCNNYYKVAAYKELIDRKIGNALGTIMFDLLTLEVNEMKFDPH VPDEIPKLFEATLSSLPNSLTELRTCLGKVQIYNKKTNKCVVATGNDFDVHKDKLGDFYRVV VADYGCTSFRLEASGDKASVRIVTPSGNPMSNVNLHLEGNSLHNYVATPKSNKPDRTPSSSD EWILDANYNNDTIKIESQFSDYKTKKTEVDHLLVRDINHLPHVLVARYGFMGLKNSDAKDTI EWNLKCGS SEQ ID N°19: Protéine 62 kDa n°3 MKWSVYIALLVFAFLTSPVFSEENCNIPESELSKIDDVLRHMEKPIYSEDHYTSNNEECTNL LNGIHAQLRRLTQRYKLMNKGYVKVEEYKRMAEDYENQLKTLNAELLELQEHTSDKANAAIA KLKEDIKKLDEDVDTLHNKLKGIKQDFEKVKRDLCLTYLNSNQMSNAKAKVKEMASTYLIEI IQQRLNTKYANIIPMLDFSTAIPDLDDRGEAYKEIYKFIETHERLDGEDAVLLEASLLKMNA TLKEGSNITDERRTEIEKMLKELAEKSAVVFKTWSTELKGIEDTIIKYALDHLFVNQMKVFG GIVGDTFEFAPIRHLLKLLVVCNNYYKVAAYKELIDRKIGNVLGTIMFDLTTLEANEMSFDL HVPDEIPKLFNATLGSLPNSLTQLLPCLNKVHVYNAKTNMCIVAPEDRFDVQQEKLTDFHRV VLAKYGCTAFRLESSPNKASVKFVKPSGNALSSINLQLENDQWHSHVGTPTANKPDRKPSSS DEWILDANYVNDTVKIQSEFNEYKASQAEVDHLLVMDVKYLPHVVVGRYGVRGLKRSSAKDT IEWYLKCAS SEQ ID N°20: Protéine D7 forme longue n°1 MKLPLLLAIVTTFSVVASTGPFDPEEMLFTFTRCMEDNLEDGPNRLPMLAKWKEWINEPVDS PATQCFGKCVLVRTGLYDPVAQKFDASVIQEQFKAYPSLGEKSKVEAYANAVQQLPSTNNDC AAVFKAYDPVHKAHKDTSKNLFHGNKELTKGLYEKLGKDIRQKKQSYFEFCENKYYPAGSDK RQQLCKIRQYTVLDDALFKEHTDCVMKGIRYITKNNELDAEEVKRDFMQVNKDTKALEKVLN DCKSKEPSNAGEKSWHYYKCLVESSVKDDFKEAFDYREVRSQIYAFNLPKKQVYSKPAVQSQ VMEIDGKQCPQ SEQ ID N° 21: Protéine D7 forme longue n°1 MNILLVLAVVTISSLALVTAKGPFDPEEMHFIFTRCMEDNLKDGPDRVKTLLKWKEWVTEPK DDPATHCFAKCVLEMSGLYDAASGKFDASVIEAQHKAYPNSEDKGKVDAFVKAVQALPPTKN DCTAVFRAFGPVHMAHKATSINLFHDNKALTKGIYEKLGKDIRQRKQSYFEFCENKHYPVGS PKRSDLCKIRQYVVLDDAQFKQHTDCIMKGLRYITKDNILNCDEIKRDFKQVNKDTGALEKV LNTCKAKEPRDVKEKSWHYYKCLVESSVANDFKEAFDYREVRSQNYGYHLMQKQPYNKPAVQ AQVSEVDGKQCPS SEQ ID N°22: Protéine 30 kDa (allergène) n°1 MKPLVKLFLLFCLVGIVLSRPMPEDEEPVAEGGDDDASGESEGEEETTDDAGGDGGEEENEG EEHAGDKDAGGEDTGKEENTGHDDAGEEDAGEEDAGEEDAGEEDAGEEDAEKEEGEKEDAGD DAGSDDGEEDSTGGDEGEDNAEDSKGSEKNDPADTYRQVVALLDKDTKVDHIQSEYLRSALN NDLQSEVRVPVVEAIGRIGDYSKIQGCFKSMGKDVKKVISEEEKKFKSCMSKKKSEYQCSED SFAAAKSKLSPITSKIKSCVSSKR SEQ ID N°23: Protéine 30 kDa (allergène) n°2 MKPLVKLFLLFCLVGIVLSRPMPEDEEPVAEGGDEETTDDAGGDGGEEENEGEEHAGDEDAG GEDTGKEENTGHEDAGEEDAGEEDAGEEDAGEEDAEKEEGEKEDAGDDAGSDDGEEDSTGGD EGEANAEDSKGSEKNDPADTYRQVVALLDKDTKVDHIQSEYLRSALNNDLQSEVRVPVVEAI GRIGDYSKIQGCFKSMGKDVKKVISEEEKKFKSCMSKKKSEYQCSEDSFAAAKSKLSPITSK IKSCVSSKGR SEQ ID N°24: Protéine 30 kDa, allergène n°3 MKYLLTFLMALSLVNLMLTRPTPEDDGGTSEEPQTQETTGSDEKNGASEEPNADDASKPDDV EEKGDDDTAKKEDDGESKDGEGSEKSDKEKGEPKNDPRETYNKVIEQLDQIKVDNVEDGHER SELAADIQRYLRNPIVDVIGSAGDFSKIAKCFKSMVGDAKKAIEEDVKGFKECTAKKDSNAY QCSQDRSTVQDKIAKMSSKIASCVASNRS SEQ ID N°25: Protéine 30 kDa, allergène n°1 MQLFPISLVVSCLVFSFVLSLPLPEEEASTSEETEATTEAESAAADETTATGADDAESGSSE KNNEGGETSAPEAKEEGSGKDDRLDTYNKVNELLDKGTGVNNVENGFLRAFLDNNLQSHLRV PVIDAIGLVGDFSKIAGCFTSMGADVKKIVDDKLKSFTTCKSGKEAGDAKCSEDGSSVGGQF DQITSKIKECVSSKGKGK SEQ ID N°26 Protéine 30 kDa, allergène n°2 MRSLLVLFAALCLVGFVLAKPIPEDDTEATTEEPKAEDAAEQTTAEDAGGSDGEKNDDEKPS DDAASNDQPKDVEGGEDGKESPKTEGEAKNDPQETYNKVIELLDQIKVDNVENGYERSELTS DLQTYLRNPIVDAITVGDFSKIADCFKSMGDEAKKAIEEELKAFKECTDKKESDAYQCSKNH STVQGKIAKISSTINSCVVSKRA SEQ ID N°27: Protéine apyrase/5'nucléotidase n°l MARLSFVPLVISFLSCTTALSEKSLFPLSIIHVNDIHARFEETNYVGTVCKPHEGQVCIGGY ARTVTVVKHLLRIRQNPLYLNAGDNFQGTLWYNMFRWNVTSTFLNMLPADAMTLGNHEFDNG VDGVIPFLDTASSPVLLCNVDASEVPEFVKYEKSIVIERAGRKIGIIGVILKNTSVISNPGK LRFLDEASSVKSEAQILKNQGIDIIVVLSHCGVDVDRRIATEGGEHVDIIVGGHSHTFLYSG NNTGIPGTVQGSYPTVVTHASGHKVLIVHAAAYTKLVGDIVLYFDEQGIIQRWEGNPHYLDP EVVPDPEVHKALLPWKLAVDELGNRIIGTTITDLPRLGCNYRECALGNLISDAFVDSSAYMA EPGHWSYASIGLTNTGGIRVGLSKGDISYKSLIEVIPFENTVDFIELRGDHLLRVLEHGTAK SNIQISGLRVVYNMTEPYGNRVKSVQARCHGCSEPRFDPLDPFKYYRVAVNSHMAGGGGGFT MFEEFGRNKVVGDVEINALVRFVQKRSPLRYEVEGRVTVLN SEQ ID N°28 Protéine apyrase/5'nucléotidase n°2 MARLSFVLLVLLFLTYMTVIAEKPLFPLSIIHVNDIHARFEETNYVGTVCKPHEGQVCIGGY ARTVTVVKHLLRIRQNPLYLNAGDNFQGTLWYNMFRWNVTSTFLNMLPADAMTLGNHEFDNG VDGVIPFLDTVSSPVLLCNVDASEEPEFVKYEKSIVIERAGRKIGIIGVILKNTSVISNPGK LRFLDEASSVKSEAHILKDQGIDIIVVLSHCGVDVDRRIATEGGEHVDIIVGGHSHTFLYSG NNTGIPGTVQGSYPIVVTHASGHKVLIVQAAAYTKLVGDIVLYFDEQGIIQRWEGNPHYLDP EVVPDPEVHKALLPWKLAVDELGNRIIGTTMTGLPRLNCNYRECALGNLISDAFVDSSAYMA EPGHWSYASIGLTNTGGIRVGLSKGDISYKSLIEVIPFENTVDFIELRGDHLLRVLEHGTAK SNIQISGLRVVYNMTEPYGNRVKSVQARCHDCSEPRFDPLDPFKYYRVAVNSHMAGGGGGFT MFEEFGRNKVVGDVEINALVRFVQKRSPLRYEVEGRVTVLN SEQ ID N°29 : Protéine apyrase/5'nucléotidase n°3 MLRTSSIVFLTCCLTFLIEGSSFKLKIIHFNDIHARFDEVTNSSSPCSGNGETCVAGIARLV TTIEKLRKQNENHLVLNAGDVFQGTIWYTLLKWNVSQQFMNMVKADAMTLGNHEFDDSFPVL IPFLENTKNVTPVVVSNLVFPKQLSRDVTKFRSLIKEDPLVLTVGGQSIGIIGVIFDETDKI GNADPLKFKSSIETVRIAAKQLKSKGVNIIIVLSHCGVFDDKKIAEQAGEDIDIIVGGHTHT LLYNGDPPSKHAALDKYPIVVETGNNHKVLIVQAFCHGHYVGNIDLTFDDEGEITAFEGQPI YQENRIEKNALVEARVRELRKDVEVKSLVKVGESKLELSNDCRLKDCTFGSVLADAYVWHFR SRSNAPMIAMIHPGNFRISLAAGVITRGQILTALPFNSNANRVTVLGSTIKKAIEFGTSINP RRCSFNALQTAGIKIDVDYGKPVGNRTVILLKTGGKYKRLVESKKYDILVNSYVFKGGDGFD MFKHLAVKGRAPFDAELLEQYIVARKGIQKSGLLQSRMNVSHVEKALSEVKSCKQR SEQ ID N°30 : Protéine apyrase/5'nucléotidase n°1 MAGKPGIQLFVIFILLSSFAAVVWTTDNMPADKDVSKLFPLTLIHINDLHARFDETNMKSNA CTAKDQCIAGIARVYQKIQDLLKEYKSKNAIYLNAGDNFQGTLWYNLLRWQVTADFITKLKP TAMTLGNHEFDHTPKGLAPYLAELDKAGIPTLVANLVMNDDPDLKSSKIQKSIKVTVGGKTI GIIGVLYDKTHEIAQTGKVTLSNAVETVKREAAALKKDKVDIIVVLSHCSYDEDKKIAKEAG QDIDVIVGAHSHSFLYSKESNKPYDQKDKIEGPYPTIVESNNKRKIPIVQAKSFGKYVGRLT LYFDNEGEVKHWEGYPEFIDNKVKQDPKILEALIPWRKKVQEIGSTKVGETTIELDRDSCRD KECTLGVLYADAFADHYTNSSFRPFAIIQAGNFRNPIKVGKITNGDIIEAAPFGSTADLIRL KGDSLWAVAEHSFALDDENRTNCLQVSGLRIVIDPSKKIGSRVVKIDVMDNRNPKSEDLKPL DKNAEYFIALPSYLADGKDGFSAMKKATARWTGPLDSDVFKSYVEKIKKVDKLKWGRVIVCK AGSPCT Ces protéines salivaires immunogéniques et/ou peptides dérivés de ces protéines immunogéniques ont été identifiés comme protéines et peptides immunogéniques et spécifiques à Anopheles ou Aedes et comme biomarqueurs d'exposition aux piqûres du vecteur. Conformément à l'invention, ces protéines et peptides ont été 20 sélectionnés en tant que biomarqueurs d'efficacité d'une LAV. Des biomarqueurs spécifiques répondent plus particulièrement aux séquences SEQ ID N°2, 7, 9, 10, 12 et 14. 25 Les réponses anticorps spécifiques à ces protéines et peptides représentent un critère d'évaluation de l'efficacité ou de la non-efficacité des stratégies LAV contre les moustiques Anopheles et Aedes comme illustré par les exemples. Il s'agit plus spécialement des réponses anticorps IgG, et isotypes 30 (IgGl, IgG2, IgG3, IgG4, IgM, IgE et IgA) La méthode selon l'invention est caractérisée en ce qu'elle comprend l'évaluation des réponses anticorps spécifiques à ces protéines salivaires comme critère d'efficacité de LAV, quelle que soit la forme larvicide ou adulticide du LAV. Les moustiques Anopheles visés comprennent les complexes 5 Anopheles gambiae et Anopheles funestus. Les moustiques Aedes comprennent Aedes aegypti et Aedes albopictus. Les séquences SEQ ID N°1 à 30 ci-dessus correspondent plus particulièrement à des protéines ou à des peptides isolés 10 d'extraits salivaires d'Anopheles ou d'Aedes, à savoir, pour -SEQ ID N°1-9, d'Anopheles gambiae et le cas échéant d'Anopheles funestus, -SEQ ID N°1, 11,27-30, d'Ae.aegypti -SEQ ID N°12, 13, 15, 16, 25, 26 et 30, d'Ae. 15 albopictus. De manière surprenante, le peptide P1 de la protéine gSG6 de séquence SEQ ID N°2 est un biomarqueur de faible, voire très faible exposition au vecteur Anopheles (6). Dans de telles 20 conditions, les méthodes entomologiques présenteraient de très fortes limites d'évaluation de l'exposition. Or, conformément à l'invention, ce biomarqueur spécifique s'est révélé particulièrement adapté à l'évaluation de la LAV qui fait fortement chuter la densité de moustiques si elle est 25 efficace. La réponse IgG anti-salive totale d'Anopheles représente ainsi un nouvel indicateur immuno-épidémiologique et individuel permettant d'évaluer l'efficacité des stratégies anti-vecteurs 30 contre le paludisme, telle que l'utilisation de moustiquaires imprégnées d'insecticides et autres formes de LAV par larvicides et adulticides. Concernant Aedes, les réponses IgE et IgG4 spécifiques à la salive totale d'Ae.aegypti augmentent brutalement durant la saison d'exposition aux piqûres de ce vecteur (7) et les réponses IgM et IgG anti-salive peuvent détecter une exposition à Aedes chez des voyageurs en zone endémique pour les arboviroses (8). L'invention permet ainsi d'évaluer à court terme, l'efficacité de nouvelles stratégies de LAV pour Anopheles et Aedes, par exemple dans les 6 semaines environ après leur mise en place. Elle permet également, la surveillance à plus long terme (par exemple sur une année) de la LAV utilisée, représentant ainsi une alerte pour indiquer que la LAV utilisée n'est pas efficace dans le temps. L'invention permet également d'évaluer l'impact réel de la LAV sur une baisse du contact Homme-vecteur, donc l'impact réel de la LAV sur le risque de transmission des pathogènes. Les populations visées comprennent aussi bien celles vivant en zone endémique que des voyageurs. De manière avantageuse, l'évaluation de LAV selon l'invention peut être mesurée chez un faible nombre d'individus, plus spécialement chez un sous-échantillon de la population totale concerné par la mise en place de la LAV. Il est également intéressant de comparer l'efficacité de différentes LAV par exemple larvicides versus adulticides, 30 moustiquaires versus aspersions d'insecticides. D'autres caractéristiques et avantages de l'invention sont donnés dans les exemples qui suivent dans lesquels il est fait référence aux figures 1 à 17. Ces figures représentent, respectivement : - la Figure 1, l'évolution de la réponse IgG anti-gSG6-Pl pendant la période de suivi (avant et après mise en place de 5 moustiquaires imprégnées d'insecticides à longue durée ci- après LLIN en abrégé) ; - la Figure 2, l'impact des LLINs sur la baisse des réponses IgG anti-gSG6-Pl ; - la Figure 3, le nombre de répondeurs en fonction des 10 mois avant et après LLINs ; - la Figure 4, le profil des réponses IgG anti-P1 des répondeurs ; - la Figure 5, l'évolution comparative des densités moyennes d'An. gambiae et de la réponse IgG anti-P1 médiane ; 15 - la Figure 6, l'évolution comparative des densités parasitaires moyennes et de la réponse IgG anti-P1 médiane ; - les Figures 7-9, l'évolution de la réponse IgG anti-gSG6 P1 chez les 0-6ans, chez les 7-14ans, et chez les + 14ans ; - la Figure 10, l'évolution comparative de la réponse IgG 20 anti-gSG6-Pl chez les différents groupes d'âges ; - les Figures 11A- 11C, les profiles des réponses IgG anti- Pl individuelles avant et après LLINs chez différents groupes d'âge ; - la Figure 12, les répartitions moyennes, médianes et 25 étendues chez différentes tranches d'âge pour chaque passage ; - les Figures 13 et 14, les profiles des répondeurs d'avril en juillet et août 2006 (Fig.13) et de juillet en avril et août (Fig 14) ; - les Figures 14 et 16, la répartition de l'âge chez les 30 répondeurs de juin-juillet 2006 et les effectifs en fonction de l'âge des répondeurs de juin-juillet ; - la Figure 17, l'évolution comparée de la réponse IgG anti-gSG6 -P1 selon le sexe avant et après LLINs. Exemple 1: Validation du peptide Pl de la protéine gSG6 d'An. gambiae, de séquence SEQ ID N°2, comme marqueur de faible exposition à la piqûre et comme outil permettant d'évaluer l'efficacité de moustiquaires imprégnées des LLINs. On rapporte ci-après les résultats d'une étude réalisée dans la localité de Lobito (Ouest de l'Ouganda) sur 105 individus de 19 familles, avant et après utilisation des LLINs Le vecteur du paludisme le plus important dans cette région est An.gambiae s.l. 1- Evolution de la réponse IgG anti-gSG6-P1 au cours de l'étude. La Figure 1 donne la variation de la densité optique correspondant à la réponse IgG anti-gSG6 -Pl de mars à décembre 2005, de janvier à décembre 2006 et janvier 2007, les LLINs étant mis en place en février 2006. Les résultats obtenus mettent en évidence : - d'importantes variations individuelles intra et inter-groupes de la réponse IgG anti-gSG6-P1 montrant que chaque 25 réponse est spécifique à l'individu et à la saison (donc à la période d'exposition) ; - des variations saisonnières des réponses IgG anti-gSG6-P1 médianes, malgré la grande diversité des réponses individuelles. En effet le maximum de réponse est noté en mai 30 2005 (pic) qui fait suite à la période des fortes pluies (mars-avril). Ce maximum de réponse est suivi d'une baisse du niveau IgG en juillet-août-septembre (saison sèche), avant d'augmenter de nouveau en octobre (petite saison pluvieuse). 20 - la mise en place des LLINs en février 2006 (avant les fortes précipitations de mars-avril) est suivie d'une remarquable baisse du niveau IgG anti-Pl (P Une comparaison du profil des réponses IgG individuelles en janvier 2006 (le dernier mois avant la mise en place des LLINs) et avril 2006 (leT mois de prélèvement après mise en place des LLINs) a été effectuée sur les prélèvements chez 95 individus durant ces deux périodes pour mieux évaluer l'impact des LLINs. Les résultats obtenus sont donnés sur la Figure 2. On constate que le niveau individuel des IgG baisse significativement (P Evolution du nombre de répondeurs au cours de l'étude : Le nombre de répondeurs a été déterminé à partir d'un seuil de 25 réponse. Ce seuil a été calculé chez 14 individus français non exposés aux piqûres d'Anopheles selon la formule suivante: Seuil répondeur = Moy (ADO individus) + 3SD (ADO individus) _ 0,204 : 30 Cela signifie qu'un sujet est considéré comme répondeur si son ADO (réponse IgG anti-gSG6-Pl) est supérieur à 0,204. Les pourcentages de répondeurs par passage (ou mois) ont été calculés selon la formule suivante: % Répondeurs = Nbre Répondeurs / Nbre Individus prélevés lors d'un passage. Le nombre de perte, c'est-à-dire d'individus absents, par passage a été aussi évalué (voir Tableau 1). Tableau 1 : Taux de perte et pourcentages de répondeurs Passages Nbre Nbre Nbre de Nbre de d'individus d'absents répondeurs non sur lesquels répondeurs des prélèvements ont été efféctués Mars-Avril 05 95 10 (9,52%) 72 23 (75,78%) Mai 05 103 2 (1,9%) 81 22 (78, 64%) Juillet 05 101 4 (3,81%) 77 24 (76, 23%) Août 05 100 5 (4,76%) 69 (69%) 31 Septembre 05 101 4 (3,81%) 78 23 (77,23%) Octobre 05 99 6 (5,71%) 71 28 (71,71%) Décembre 05 102 3 (2,86) 66 36 (64,71%) Janvier 2006 100 5 (4,76%) 64 (64%) 36 Mise en place LLINs (février 2006) Avril 06 100 5 (4,76%) 5 (5%) 95 Juin-Juilllet 94 11 16 78 06 (17,02%) (10,48%) Août 06 101 4 (3,81%) 9 (8,91%) 92 Octobre 06 96 9 (8,57%) 30 66 (31,25%) Décembre 06 85 20 74 11 (19,05%) (87,06%) Janvier 07 88 17 76 12 (86,36%) (16,19%) Les taux de perte les plus importants sont notés en juin-10 juillet (10,48%), décembre 2006 (19,05%) et janvier 2007 (16,19%), donc après la mise en place des LLINs. Les résultats5 des mois concernés doivent donc être analysés avec un certain degré de prudence. Par contre la comparaison entre janvier et avril 06 montre clairement l'efficacité des LLINs sur la baisse du niveau d'IgG anti-P1 dans la population. Les résultats de l'évolution des pourcentages de répondeurs sont représentés sur la figure 3 : Avant la mise en place des LLINs, le nombre de répondeurs 10 varie avec la saison avec un maximum en saison pluvieuse de 78,64% en mai et un minimum de 64,71% en décembre (début de la grande saison des pluies). En saison sèche le pourcentage de répondeurs reste important avec 76,23% en juillet, 69% en août et 77,23% en septembre. Ces résultats signifient que les 15 individus concernés sont suffisamment piqués pour développer une réponse anticorps pendant la saison sèche. La forte baisse des répondeurs en avril 2006, après mise en place des LLINs, atteste l'efficacité des LLINs sur la réduction du nombre de piqûres reçues et donc probablement sur la transmission. 20 Les réponses individuelles IgG anti-P1 chez les répondeurs pendant toute la période de l'étude ont été prises en compte afin de mieux les caractériser en termes d'intensité. 25 Les résultats sont donnés sur la Figure 4. Ce graphe montre que les réponses sont plus fortes chez les répondeurs de mai et octobre avant la mise en place des LLINs et baissent d'intensité, en nombre aussi, après la mise en 30 place des LLINs. Ainsi, en plus du pourcentage répondeur, il est important de tenir compte de l'intensité des réponses dans le cas de l'évaluation de l'exposition et de l'efficacité des LLINs par la réponse IgG anti-gSG6-Pl.5 Comparaison IgG anti-P1, densités parasitaires et anophéliennes moyennes Les densités anophéliennes moyennes sont exprimées en nombre 5 d'An. gambiae/piège/nuit et les densités parasitaires en moyennes géométriques. La Figure 5 représente la comparaison entre densités anophéliennes moyennes et réponse IgG anti-gSG6-Pl 10 De façon générale, les densités d'An. gambiae sont faibles (maximum 4 An. gambiae/piège/nuit) ce qui témoigne d'un contexte de faible exposition. Avant la mise en place des LLINs, les densités d'anophèles sont associées positivement 15 avec la réponse IgG anti-gSG6-Pl avec un maximum en mai qui coïncide avec le pic de réponse IgG anti-P1 et des valeurs faibles en saison sèche (juillet-septembre). Par contre on note une évolution opposée entre ces deux paramètres après la mise en place des LLINs, en avril-juillet 2006. Ainsi, il 20 apparaît que la baisse observée de réponses IgG individuelles et collectives n'est pas due à l'absence d'anophèles, mais plutôt à la réduction du contact homme-vecteur grâce à la protection physique et chimique que les LLINs confèrent aux populations les utilisant. 25 La comparaison réponse IgG et densités parasitaires est représentée sur la Figure 6. Cette figure rapporte une bonne association entre la réponse 30 IgG anti-P1 et les densités parasitaires moyennes avant comme après la mise en place des LLINs, contrairement aux densités anophéliennes moyennes. En effet le pic de parasitémie (en mai) avant LLINs coïncide avec celui de la réponse IgG et la baisse des densités parasitaires, après LLINs, à celle très marquée de la réponse IgG anti-P1. Le fait que la courbe de la réponse IgG soit au dessus et en-dessus de celle des densités parasitaires moyennes, respectivement avant LLINs et après LLINs, démontre que la réponse IgG anti-P1 est un outil plus sensible que la parasitémie pour l'évaluation de l'efficacité des LLINs. 2- Etude de l'influence des facteurs de variations tels que l'âge et le sexe des individus sur la réponse IgG anti-P1 a) influence de l'âge sur la réponse anti-gSG6 P1 L'échantillon utilisé a été subdivisé en 3 groupes d'âge : 0-6 ans (n=47), 7-14 ans (n=36) et +14 ans (n=22). 15 Les résultats sont présentés sur les Figures 7 à 9 : Ces Figures montrent que l'évolution de la réponse IgG antigSG6 P1 est la même quelle que soit la tranche d'âge de l'individu, avant comme après utilisation des LLINs, et est similaire à celle de la population totale (enfants + adultes). 20 Ces résultats indiquent que la réponse IgG anti-gSG6-Pl est un : marqueur d'exposition à la piqûre d'Anopheles quel que soit l'âge du sujet exposé indicateur d'efficacité des LLINs quel que soit l'âge des 25 sujets les utilisant. Une comparaison a également été effectuée sur l'évolution des réponses IgG de ces trois tranches d'âge pour vérifier si elles sont différentes en termes d'intensité et donc de taux 30 ou niveaux d'IgG. Les résultats sont représentés sur la Figure 10. L'examen de cette Figure montre que des différences d'intensité de réponse IgG anti-gSG6-Pl n'apparaissent qu'au10 niveau des pics de réponse (mai et octobre) et janvier avant utilisation des LLINs et en juin-juillet, 4-5 mois après la mise en place des LLINs. En effet les individus âgés de plus de 14 ans (adolescents et adultes) présentent une réponse IgG anti-P1 significativement plus élevée que les autres pendant ces périodes. Ces individus âgés auraient donc reçus plus de piqûres que les moins âgés pendant ces périodes. En juin-juillet, après LLINs, cet effet est hautement significatif (P Les analyses ont également été approfondies pour voir si la mise en place des LLINs est plus efficace dans une de ces classes d'âge. A cet effet, les profils individuels de réponse dans chaque classe d'âge entre janvier (dernier passage avant LLINs) et avril 2006 (1eT passage après mise en place LLINs) ont été évalués. Les résultats obtenus sont représentés sur les Figures 11 A à 11 C, avec des enfants jusqu'à 6 ans: (Fig. 11A), 7-14 ans (Fig.11B) et au-dessus de 14 ans (Fig. 11C). Il ressort des ces figures que tous les sujets âgés de 0-6 ans ont un niveau d'IgG qui baisse après LLINs et devient très faible, voire nul. Chez les sujets de 7-14 ans, et + 14 ans on note 2-3 individus chez lesquels le niveau d'IgG devient plus élevé malgré la présence des LLINs. Ces résultats confirment les hypothèses émises précédemment sur le comportement des individus vis-a-vis des LLINs, leur utilisation et des anophèles. La répartition de certains paramètres de tendance centrale (moyenne et médiane) et de dispersion (minima et maxima, donc l'étendue de chaque distribution) dans chaque groupe d'âge et pour chaque passage (mois) a ensuite été étudiée. Les résultats sont représentés sur la Fig.12 : les médianes sont matérialisées par les barres horizontales, les moyennes par les «+» intra-boxes, les 0-6 ans en rouge, les 7-14 ans en bleu et les +14 ans en noirs. Cette figure confirme que l'intensité de la réponse IgG anti-P1 augmente avec l'âge et est plus forte en moyenne chez les +14 ans avant LLINs bien que la dispersion soit moins étendue dans ce groupe. Ces résultats suggèrent que les réponses individuelles sont plus hétérogènes dans les deux premiers groupes qui présentent donc une variabilité plus importante. Selon un aspect de grand intérêt, les paramètres de tendance centrale restent identiques dans les 3 groupes en avril 2006, 3 mois après la mise en place des LLINs et la dispersion beaucoup plus marquée chez les 7-14 ans et +14 ans confirmant ainsi l'efficacité des LLINs moins marquée chez deux groupes comparés aux 0-6 ans. De plus dès juillet, on commence à retrouver la même évolution, mais moins marquée, des médianes et moyennes qu'avant LLINs suggérant une baisse d'efficacité de ces dernières. Les répondeurs ont été également pris en compte. Les résultats donnés portent sur les répondeurs d'avril 2006 pour voir leur devenir en juillet et en août (Fig. 13) et aux répondeurs en juillet 2006 pour évaluer leurs réponses IgG en avril et en août (Fig.14) de la même année. Parmi les 5 répondeurs en avril 2006, 3 sont âgés de 7-14 ans et 2 de +14 ans. On note que les profils de réponses individuelles en avril varient en Juin-juillet et en août, ce qui confirme la spécificité de la réponse IgG à l'exposition, et donc à la saison et au caractère de l'individu vis-à-vis de l'utilisation des LLINs. Les mêmes observations sont valables pour le mois juin-juillet. On notera qu'on observe plus de répondeurs en juin-juillet, comparé à août et d'adultes et d'enfants de 7-14 ans (voir Figures 15 et 16) Ces observations doivent attirer attention sur les questions comportementales associés à la mise en place des LLINs comme stratégie de lutte anti-vecteur. - influence du sexe sur la réponse anti-gSG6 Pl La subdivision de la population étudiée selon le sexe permet de suivre l'évolution de la réponse IgG chez 65 femmes et 40 hommes. La Figure 17 représente l'évolution des médianes de la réponse IgG anti-gSG6-Pl dans les deux groupes pendant toute la durée de l'étude. L'examen de cet figure montre que l'évolution de la réponse IgG anti-gSG6-P1 est similaire dans les deux groupes avant comme après LLINs et qu'il n'ait pas différence de réponse IgG entre hommes et femmes. De plus, il apparaît que la réponse IgG anti-P1 baisse fortement de façon similaire dans les deux groupes après LLINs, ce qui suggère que le peptide gSG6-P1 est un marqueur quel que soit le sexe. L'ensemble de ces résultats montre que le peptide 1 de la protéine gSG6 d'Anopheles gambiae est, non seulement un marqueur de faible exposition, mais aussi un indicateur permettant d'évaluer l'efficacité des LLINs comme outil de lutte anti-vecteurs du paludisme. Ce peptide est marqueur quels que soient l'âge et le sexe des individus utilisant les LLINs. Il pourrait aussi donner des indications sur le comportement sur le comportement de ces individus vis-à-vis de l'utilisation des LLINs et de l'exposition aux vecteurs.10 Références bibliographiques 1 - Remoue F., Cissé B., Ba F., Sokhna C., Hervé JP., Boulanger D. and Simondon F. Evaluation of antibody responses to Anopheles salivary antigens as a potential marker of risk of malaria? Trans. Roy. Soc. Trop. Med. Hyg. 2006; 100:363-370. 2 - Cornelie S, Remoue F, Doucoure S, Ndiaye T, Sauvage FX, Boulanger D and Simondon F. An insight into immunogenic salivary proteins of Anopheles gambiae in African children. Malaria Journal. 2007;6:75. 3 - Poinsignon A., Cornelie S., Mestres-Simon M., Lanfrancotti A., Rossignol M., Boulanger D., Cisse B., Sokhna C., Arca B., Simondon F. and Remoue F. Novel peptide marker corresponding to salivary protein gSG6 potentially identifies exposure to Anopheles bites. Plos ONE. 2008. 3:e2472. 4 - Poinsignon A, S. Cornelie, F. Remoue, P. Grébaut, D. Courtin, A. 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Cisse, S. Doucoure, F. Mouchet, D. Boulanger and F. Simondon. Evaluation of IgE and IgG4 antibody responses to Aedes saliva in African children. Acta Tropica. 2007. 104:108-115. 8 - Orlandi-Pradines E., Denis de Senneville L., Almeras L., Barbe S., Remoue F., Villard C., Cornelie S., Penhoat K., Bourgoin C., Fontenille D., Bonnet J., Pagés F., Laffite D., Boulanger D., Simondon F., Fusaï T., Rogier C. Immune response against saliva from malaria and arbovirus vectors in travelers in tropical Africa. Microb. Infect. 2007. 9(12-13):1454-6220 REVENDICATIONS1 - Utilisation de protéines salivaires immunogéniques et spécifiques des moustiques Anopheles et Aedes comme biomarqueurs d'évaluation de l'efficacité de stratégies de lutte anti-vectorielle dans le contrôle du paludisme et des arboviroses, ces protéines étant choisies dans le groupe comprenant les protéines et peptides de séquences SEQ ID N° 1 à 30. 2 - Utilisation de la réponse anticorps humains aux protéines salivaires immunogéniques et spécifiques des moustiques Anopheles et Aedes de séquences SEQ ID N°1 à 30 selon la revendication 1 pour évaluer l'efficacité de stratégies de lutte anti-vectorielle dans le contrôle du paludisme et des arboviroses. 3 - Utilisation selon la revendication 1 ou 2, caractérisée en ce que les moustiques Anopheles visés comprennent les complexes Anopheles gambiae et Anopheles funestus et les moustiques Aedes comprennent Aedes aegypti et Aedes albopictus. 4 - Utilisation selon l'une quelconque des revendications 1 à 25 3, dans la quelle les protéines ou peptides répondent aux séquences SEQ ID N°2, 7, 9, 10, 12 et 14. 5 - Méthode pour évaluer l'efficacité de stratégies de lutte anti-vectorielle dans le contrôle du paludisme et des 30 arboviroses, caractérisée en ce qu'elle comprend l'évaluation des réponses anticorps spécifiques aux protéines et/ou peptides salivaires immunogéniques de moustiques Anopheles et Aedes comme critère d'efficacité de LAV, quelle que soit la forme larvicide ou adulticide du LAV, ces protéines etpeptides étant choisis dans le groupe comprenant les protéines ou peptides répondant aux séquences SEQ ID N°1 à 30. 6 - Méthode selon la revendication 5, caractérisée en ce les 5 protéines ou peptides répondent aux séquences SEQ ID N°2, 7, 9, 10, 12 et 14. 7 - Méthode selon la revendication 5 ou 6, caractérisée par l'évaluation des réponses anticorps IgG, et isotypes (IgGl, 10 IgG2, IgG3, IgG4, IgM, IgE et IgA) contre les protéines/peptides salivaires définis dans la revendication 1, chez les individus vivant dans des zones où une stratégie LAV est appliquée, avant et après application du protocole d'intervention de la LAV. 15 8- Méthode selon l'une quelconque des revendications 5 à 7, caractérisée en ce que la stratégie LAV comprend l'utilisation de moustiquaires imprégnées d'insecticides et autres formes de LAV par larvicides et adulticides. 9 - Méthode selon l'une quelconque des revendications 5 à 8, caractérisée en ce qu'elle est appliquée à une population vivant en zone endémique. 25 10 - Méthode selon l'une quelconque des revendications 5 à 9, caractérisée en ce qu'elle est appliquée à une population de voyageurs. 20