Brevet FR2935987A1 — publié le 20100319

IMPORTATION D'UN RIBOZYME DANS LES MITOCHONDRIES VEGETALES PAR UN PSEUDO-ARNt AMINOACYLABLE PAR LA VALINE La présente invention est relative à de nouveaux moyens pour importer un ribozyme dans les mitochondries des plantes, et plus particulièrement pour obtenir des plantes possédant une stérilité mâle cytoplasmique. L'obtention de nouvelles variétés végétales est un processus qui se fait en plusieurs étapes sur de nombreuses années. Que ce soit pour les plantes allogames ou autogames, la sélection variétale fait intervenir un croisement entre deux génotypes parentaux homozygotes A et B ayant des caractères agronomique intéressar.ts (par exemple résistance à des maladies, résistance aux parasites, rendement, etc). Afin d'homogénéiser les croisements et de faciliter la sélection, il faut croiser un parent mâle stérile A (c'est à dire ne produisant pas d'anthères ou de pollen fonctionnel) avec un parent fertile B. Ainsi, un ensemble de plantes mâle-stériles provenant de la même variété parentale A est croisé avec de nombreuses variétés parentales B différentes, afin de rechercher les meilleures combinaisons génétiques. La sélection variétale se fera sur les hybrides F1 ainsi obtenus à partir des divers croisements. Or, la plupart des espèces végétales d'intérêt agronomique sont capables de s'autoféconder, mais peu de lignées végétales sont naturellement mâle-stériles. Il faut donc générer cette propriété. Obtenir des plantes mâle-stériles d'une lignée A peut se faire de deux façons conventionnelles. La première, et la plus simple, consiste à castrer les plantes. Par exemple, pour le maïs, cette castration est fastidieuse et coûteuse car elle nécessite un très grand nombre de personnes. Une castration à l'aide de machines peut aussi être réalisée, mais elle est souvent moins efficace. Dans le cas du blé, la castration est chimique mais peut entraîner des pertes de rendement à la production de semences, réduisant ainsi la possibilité de sélection. De plus, les gamétocides utilisés possèdent souvent des effets phytotoxiques et sont souvent dangereux pour la santé humaine. La deuxième technique consiste à provoquer une stérilité mâle cytoplasmique (SMC) afin d'obtenir une lignée A génétiquement mâle stérile. Or, l'obtention de telles variétés par des méthodes de croisement nécessite de nombreuses années de recherche et de sélection. En effet, pour � convertir � une lignée d'intérêt mâle fertile en une lignée mâle stérile A, il faut dans un premier temps la croiser avec une lignée C ne possédant pas de caractères particulièrement intéressants, mais naturellement mâle stérile. Par une série de rétrocroisements (6 en général, à raison de 6 mois à I an par rétrocroisement), le fond chromosomique de la lignée C est éliminé, permettant ainsi l'obtention d'une lignée mâle stérile A. C'est cette lignée qui sera alors croisée avec la lignée B dont les caractères sont intéressants. En outre, ces différentes techniques permettant d'obtenir des lignées mâle-stériles sont très dépendantes de l'espèce végétale considérée, et à l'heure actuelle, il n'existe pas de méthodologie applicable à l'ensemble des plantes d'intérêt agronomique cultivées. On connait par ailleurs quelques méthodes de génie génétique pour induire la stérilité mâle chez les plantes. Une de ces méthodes utilise le gène codant pour la ribonucléase BARNASE de Bacillus amyloliquefaciens (voir la Demande Internationale WO 96/026283 et la Demande de Brevet EP 1 020 527). Le gène codant la BARNASE peut être placé sous le contrôle d'un promoteur permettant une expression spécifique dans le pollen puis introduit dans le génome nucléaire des cellules de plantes par transformation génétique. L'expression de la BARNASE provoque alors la destruction des ARN dans les grains de pollen en formation, entraînant leur dégénérescence. On parle ici de stérilité mâle nucléaire dans la mesure où le transgène est inséré dans le noyau de la cellule de plante transformée et le phénomène qui en découle ne fait pas intervenir les organelles. Il est aussi connu que l'importation dans les mitochondries d'une protéine exprimée par une séquence codante non éditée d'un gène mitochondrial de végétaux supérieurs (par exemple le gène codant la protéine ATP9 de blé), à l'aide d'un polypeptide susceptible d'importer une protéine dans les mitochondries, permet d'obtenir des plantes mâle-stériles (Demande Internationale WO 94/018334 ; HERNOULD et al., 1993, P.N.A.S. USA, 90, 2370-2374). Les mitochondries de ces plantes présentent cependant l'inconvénient de comprendre à la fois des protéines naturellement exprimées par les mitochondries et des protéines exprimées par la séquence codante non éditée insérée dans le génome nucléaire, réduisant ainsi l'efficacité de cette technique. Par ailleurs, l'invalidation d'un ARN mitochondrial des cellules de plantes, tel que l'ARNm atp9 ou un ARN non codant régulateur, pourrait permettre d'obtenir des plantes présentant une stérilité mâle cytoplasmique (SMC ou � CMS � pour � Cytoplasmic Male Sterility �). Ainsi, par exemple, chez Brassica napus, il existe un seul gène dans le génome mitochondrial codant pour la protéine ATP9. Une variété mâle stérile, appelée B. napus CMS "Tournefortii-Stiewe" et issue d'une fusion de protoplastes entre B. napus et B. tournefortii, a été obtenue. Cette variété possède trois gènes atp9 (atp9-1a, atp9-1b et atp9-2). En amont d'atp9-2, il a été retrouvé une séquence dénommée orfl93. orfl93 est co-transcrite avec atp9-2. Aucun codon stop n'existe entre orfl93 et atp9-2, suggérant la production d'une nouvelle protéine pouvant rentrer en compétition avec la protéine ATP9 dans l'assemblage du complexe ATP-synthase (DIETERICH et al., 2003, Mol Genet Genomics, 269, 723-731). En outre, chez le Tournesol, une lignée CMS-PEP1 a été isolée et il a été constaté qu'elle possédait un fragment supplémentaire de 500 nucléotides dans la région 3'UTR du gène atp9. Cette séquence additionnelle serait à l'origine de la stérilité mâle cytoplasmique présente chez cette lignée. (DE LA CANAL, 2001, Theor Appl Genet, 102, 1185-1189). Par ailleurs, chez la ciboulette, la stérilité mâle cytoplasmique de la lignée CMS 1 est due à la présence d'une séquence additionnelle de 762 paires de bases dans la région 3' de la partie codante du gène atp9 (ENGELKE et al., 2002, Theor Appl Genet, 104, 698-702). Les mitochondries des cellules de plantes possèdent un génome principal d'environ 220 à 740 kilobases, mais qui présente une faible densité de gènes, ainsi que, très souvent, des plasmides indépendants du génome principal. Les mitochondries sont le siège de mécanismes génétiques complexes. Les approches génomique, transcriptomique et protéomique de ces dernières années ont apporté de nombreuses informations sur le rôle et le fonctionnement des mitochondries. Cependant, les investigations restent limitées par l'absence d'outils permettant la transformation des mitochondries dans les cellules de plantes et la manipulation de l'expression génétique mitochondriale. De plus, l'absence d'approches de génétique inverse, et plus particulièrement l'absence de don:lées suggérant un adressage mitochondrial d'un système de type DICER/RISC, ou l'existence dans les organelles d'enzymes qui auraient des activités équivalentes, rendent difficile l'identification de nouveaux gènes et de nouvelles fonctions de régulation dans les vastes régions non attribuées des génomes mitochondriaux de plante. Lors de précédents travaux, les Inventeurs ont montré que la séquence TLS (� tRNA-like structure � ou structure en forme d'ARNt), aminoacylable par la valine, du virus TYMV (Turnip yellow mosaic virus, numéro d'accession GI:62218 dans la base de données GENBANK) pouvait servir de vecteur d'importation d'une séquence d'ARN passager constituée des 104 nucléotides situés naturellement en amont de la séquence TLS dans le génome du TYMV. Ils ont ainsi fait exprimer dans une cellule de plante, après transformation génétique, une séquence d'ARN composite comprenant ladite séquence d'ARN passager associée à ladite séquence TLS, la séquence TLS étant elle-même associée à son extrémité 3' à la séquence du cis-ribozyme de l'HDV (Hepatitis Delta virus). Le ribozyme du HDV a pour fonction de libérer l'extrémité 3' de la séquence TLS après transcription, générant ainsi la séquence TLS associée, à son extrémité 5', à la séquence d'ARN passager. Les Inventeurs ont maintenant envisagé une nouvelle approche pour manipuler l'expression génétique dans les mitochondries des cellules de plantes en développant une stratégie antisens basée sur un ribozyme. Les Inventeurs ont recherché si le remplacement de la séquence non fonctionnelle de 104 nucléotides, décrite ci-dessus, par une séquence fonctionnelle de structure complexe, tel qu'un trans-ribozyme, permettait de conserver d'une part les fonctionnalités d'import de la séquence TLS, et d'autre part les fonctionnalités catalytiques du ribozyme. Dans ce but, les Inventeurs ont réalisé une construction génétique (polyribonucléotide) associant la séquence d'un ribozyme à tête de marteau ciblant un ARN mitochondrial à la séquence PKTLS aminoacylable par la valine du TYMV (MATSUDA and DREHER, 2004, Virology, 321, 36-46) et ont constaté que la construction pouvait être importée dans les mitochondries des cellules de plantes et qu'en outre, le ribozyme était fonctionnel, c'est-à-dire qu'il était capable de cliver spécifiquement son ARN cible dans la mitochondrie. En conséquence, la présente invention a pour objet un polyribonucléotide (ARN) comprenant, de son extrémité 5' vers son extrémité 3', un ribozyme dirigé contre un ARN mitochondrial de plante et une structure en forme d'ARNt aminoacylable par la valine. On entend par � structure en forme d'ARNt aminoacylable par la valine �, la séquence d'ARN mimant un ARNt (� tRNA-like structure �, TLS), située en position 3' du génome de certains virus de plantes, capable d'être aminoacylée par la valyl-ARNt synthétase et donc de lier un résidu valine de façon covalente en position 3'. Cette structure est appelée séquence TLS" I. La structure en forme d'ARNt aminoacylable par la valine lie aussi l'ATP(CTP):ARNt nucléotidyltransférase. La TLS"' sous sa forme valylée est également capable de former un complexe avec le facteur d'élongation EF-IA.GTP. En outre, elle n'est généralement pas reconnue par la RNase P in vivo. L'Homme du métier connaît plusieurs séquences TLS°al (voir par exemple DREHER, 2008, Virus Research, doi:10.1016/j.virusres.200806.010). A titre d'exemple non limitatif de structures en forme d'ARNt aminoacylables par la valine on peut citer celles contenues dans le génome de virus appartenant aux genres : - Tymovirus, plus particulièrement aux virus Turnip yellow mosaic virus (TYMV), Andean potato latent virus (APLV), Belladonna mottle virus (BeMV), Cacao yellow mosaic virus (CYMV), Clitoria yellow vein virus (CY`IV), Eggplant mosaic virus (EMV), Kennedya yellow mosaic virus (KYMV), Okra mosaic virus (OkMV), Ononis yellow mosaic virus (OYMV) et Wild cucumber mosaic virus (WCMV), - Furovirus, plus particulièrement au Soil-borne wheat mosaic virus (SBWMV), - Pomovirus, plus particulièrement aux virus Beet soif-borne virus (BSBV) et Potato mop-top virus (PMTV), - Pecluvirus, plus particulièrement à l'Indian peanut clump virus (IPCV) et Tobamovirus, plus particulièrement au Sunnhemp mosaic virus (SHMV). De préférence, ladite structure en forme d'ARNt aminoacylable par la valine est celle contenue dans le génome d'un virus, de préférence d'un Tymovirus, et de préférence encore celle contenue dans le génome du Turnip yellow moscric virus (MATSUDA and DREHER, 2004, Virology, 321, 36-46 et DREHER, 2008, cité ci-dessus). Optionnellement, le dernier nucléotide situé en position 3' de ladite structure en forme d'ARNt aminoacylable par la valine est une adénine (A). Dans le cas où la séquence TLS"ar ne reconnaîtrait pas l'ATP(CTP):ARNt nucléotidyltransférase (permettant l'ajout d'une adénine à son extrémité 3'), par exemple lors de son utilisation in vitro, l'ajout de cette adénine, de manière à obtenir à l'extrémité 3' de la séquence TLS"ar le triplet ûCCA (cytosine-cytosine-adénine) est indispensable pour l'aminoacylation. On entend par � ribozyme �, une molécule d'ARN catalytique capable de cliver spécifiquement une séquence d'ARN cible en cis ou en trans (voir pour revue JAMES and GIBSON, 1998, Blood, 91, 371-382 ; SCOTT, 2007, Curr Opin Chem Biol., 11, 636-643). Le ribozyme peut être naturel ou créé artificiellement pour cibler un ARN mitochondrial cible. On entend par � ribozyme dirigé contre un ARN mitochondrial de plante � un ribozyme capable de reconnaître une séquence-cible contenue dans ledit ARN mitochondrial. L'ARN mitochondrial cible peut être tout ARN exprimé dans les mitochondries végétales, en particulier un ARN messager (ARNm) ou un ARN non codant (ARNnc). Ledit ribozyme dirigé contre un ARN mitochondrial est un trans-ribozyme. A titre d'exemples non limitatifs de trans-ribozymes, l'Homme du métier peut utiliser un trans-ribozyme à tête de marteau, un ribozyme à tête d'épingle (hairpin) ou un ARN-guide pour la RNase P. Un ribozyme à tête de marteau consiste généralement en trois hélices reliées par une boucle, et deux régions simple brin (HAMMANN and LILLEY, 2002, Chembiochem., 3, 690ù700; PERSSON et al., 2002, Chembiochem., 3, 1066ù1071). Les ribozymes à tête d'épingle sont également bien connus de l'Homme du métier (voir pour revue LILLEY et al., 2001, Chembiochem., 2, 729-733 ; WILSON et al., 2005, Biochem Soc Trans., 33, 461-465 ; WILSON et al., 2007, Blood Cells Mol Dis., 38, 8-14), notamment les trans-ribozymes à tête d'épingle (voir SEYHAN et al., 1998, Nucleic Acids Res., 26, 3494-3504 ; SCHMIDT et al., 2000, Nucleic Acids Res., 28, 886-894), de même que les ARN-guides pour la RNase P (� external guide sequence �, EGS) (FORSTER et ALTMAN, 1990, Science, 249, 783-786 ; YUAN et al., 1993, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 89, 8006-8010). De préférence, ledit ribozyme est un trans-ribozyme à tête de marteau. Selon un mode de réalisation avantageux de l'invention, ledit transribozyme et ladite structure en forme d'ARNt aminoacylable par la valine sont séparés par une séquence ARN de liaison (L). On entend par � séquence ARN de liaison � une séquence d'ARN, d'environ 40 nucléotides, de préférence de 35 à 45 nucléotides, choisie de manière à éviter tout appariement (ou toute hybridation) intramoléculaire entre ledit trans-ribozyme et le reste dudit polyribonucléotide, en particulier la séquence TLS"al. Ainsi, la fonction de la séquence ARN de liaison est de diminuer ou d'éviter la formation de structures secondaires au sein dudit polyribonucléotide. L'Homme du métier peut aisément cons-:ruire une séquence ARN de liaison telle que définie ci-dessus en utilisant un logiciel de prédiction de structures secondaires. A titre d'exemple non limitatif de logiciel, l'Homme du métier peut utiliser le logiciel MFOLD (ZUKER, 1989, Science 244, 48-52 ; ZUKER, 2003, .Nucleic Acids Res. 31, 3406û3415 et MATHEWS et al., 1999, J. Mol. Biol. 288, 911-940). Selon un autre mode de réalisation avantageux de l'invention, ledit transribozyme ou ladite séquence ARN de liaison si elle est présente, et ladite structure en forme d'ARNt aminoacylable par la valine sont séparés par une structure en pseudo-noeud (upstream pseudoknot, UPSK). Cette structure en pseudo-noeud permet d'optimiser l'interaction de la structure en forme d'ARNt aminoacylable par la valine avec l'aminoacyl-ARNt synthétase. A titre d'exemples non limitatifs de structures en pseudo-noeud utilisables dans le cadre de la présente invention, on peut citer celles naturellement situées en position 5' d'une séquence TLS, de préférence d'une séquence TLS"aI, contenue dans le génome d'un virus, de préférence appartenant aux genres Tymovirus, Furovirus, Pomovirus, Pecluvirus ou Tobamovirus tels que définis ci-dessus. De préférence encore, ladite structure en pseudo-noeud est celle qui est contenue dans le génome d'un Tymovirus, préférentiellement celle contenue dans le génome du Turnip yellow mosaic virus (MATSUDA and DREHER, 2004, Virology, 321, 36-46). La séquence constituée, de l'extrémité 5' vers 3', d'une structure en pseudo- noeud et d'une structure en forme d'ARNt est appelée séquence PKTLS. La séquence PKTLS aminoacylable par la valine (PKTLS"aI) du TYMV a été décrite par MATSUDA and DREHER, 2004 (cité ci-dessus). Selon un autre mode de réalisation avantageux de l'invention, ladite structure en forme d'ARNt aminoacylable par la valine est associée en position 3' à un ribozyme autoclivable en cis en position 5' (dénommé cis-ribozyme). La coupure autocatalytique du cis-ribozyme permet de libérer l'extrémité 3' (-CC ou ùCCA) de la structure en forme d'ARNt aminoacylable par la valine. Le cis-ribozyme est particulièrement avantageux lorsque le génome nucléaire d'une cellule de plante est transformé avec un polydésoxyribonucléotide exprimant, par une ARN polymérase II, un polyribonucléotide composite comprenant un polyribonucléotide tel que défini ci-dessus. Ainsi, dans les cellules transformées, le polyribonucléotide est exprimé dans le noyau par l'ARN polymérase II, générant un polyribonucléotide composite coiffé en 5' et polyadénylé (queue polyA) en 3'. Le cisribozyme s'autoclive alors et s'élimine avec la queue polyA, libérant l'extrémité 3' (-CC ou CCA) de la séquence TLS"al. Le polyribonucléotide résultant (comprenant le trans-ribozyme et la séquence TLS"al) est alors exporté du noyau vers le cytosol, puis importé du cytosol dans les mitochondries grâce à la séquence TLS"al). Une fois dans les mitochondries, le transribozyme exerce, à son tour sa fonction de clivage de l'ARN mitochondrial cible. Des cis-ribozymes utilisables dans le cadre de la présente invention sont connus en eux mêmes de l'Homme du métier (voir pour revue ROSSI, 2007, Proc Natl Acad Sci U S A., 104, 14881-14882). A titre d'exemples non limitatifs, on peut citer les cisribozymes issus du génome d'un virus, tel que l'Hepatitis Delta virus (HDV) (PERROTTA and BEEN, 1991, Nature, 350, 434-436) ou d'un viroïde (DAROS et al., 2006, EMBO Rep, 7, 593-598). De préférence le cis-ribozyme est issu du génome d'un virus, et de préférence encore d'un Hepatitis Delta virus. A titre d'exemple non-limitatif d'ARN messager mitochondrial qui peut être ciblé par un trans-ribozyme inclus dans une séquence d'ARN composite conforme à l'invention, on peut citer l'ARNm du gène atp9 de plante. Le clivage de cet ARNm a pour effet d'induire, chez une plante, une stérilité mâle cytoplasmique. Ainsi, un exemple particulier de polyribonucléotide selon la présente invention constitué d'un trans-ribozyme dirigé contre l'ARNm du gène mitochondrial atp9, 5 une séquence de liaison et la séquence PKTLS issue du virus TYMV est représenté à la Figure 1 et par la séquence SEQ ID NO : 2. A titre d'exemples non-limitatifs d'ARN non-codants mitochondriaux qui peuvent être ciblés par un trans-ribozyme inclus dans une séquence d'ARN composite conforme à l'invention, on citera les ARN mncl (SEQ ID NO : 41) ou or78 (SEQ ID NO : 10 50). Un exemple de polyribonucléotide selon la présente invention, constitué d'un trans-ribozyme dirigé contre l'ARN mitochondrial mncl, une séquence de liaison et la séquence PKTLS issue du virus TYMV, est représenté à la Figure 11 et par la séquence SEQ ID NO : 40. 15 Un exemple de polyribonucléotide selon la présente invention, constitué d'un trans-ribozyme dirigé contre l'ARN mitochondrial or78, une séquence de liaison et la séquence PKTLS issue du virus TYMV est représenté à la Figure 13 et par la séquence SEQ ID NO:49. La présente invention a également pour objet l'Ltilisation d'une structure en 20 forme d'ARNt aminoacylable par la valine (TLS' ), de préférence associée à une structure en pseudo-noeud, telles que définies ci-dessus, pour importer dans les mitochondries des cellules de plantes un trans-ribozyme tel que défini ci-dessus. La présente invention a également pour objet un polydésoxyribonucléotide (ADN) exprimant un polyribonucléotide tel que défini ci-dessus. 25 Un exemple particulier de polydésoxyribonucléotide selon la présente invention, exprimant un trans-ribozyme dirigé contre l'ARNm du gène mitochondrial atp9, une séquence de liaison, la séquence PKTLS issue du virus TYMV et le cis-ribozyme du virus HDV est représenté par la séquence SEQ ID NO : 1. Un autre exemple particulier de polydésoxyribonucléotide selon la présente 30 invention exprimant un trans-ribozyme dirigé contre l'ARN mitochondrial mncl, une séquence de liaison, la séquence PKTLS issue du virus TYMV et le cis-ribozyme du virus HDV, est représenté par la séquence SEQ ID NO : 47. Un autre exemple particulier de polydésoxyribonucléotide selon la présente invention exprimant un trans-ribozyme dirigé contre l'ARN mitochondrial or78, une séquence de liaison, la séquence PKTLS issue du virus TYMV et le cis-ribozyme du virus HDV, est représenté par la séquence SEQ ID NO : 56. La présente invention a aussi pour objet une cassette d'expression recombinante, comprenant un polydésoxyribonucléotide tel que défini ci-dessus sous le contrôle d'un promoteur transcriptionnel approprié. Ledit promoteur transcriptionnel peut être tout promoteur fonctionnel dans une cellule, de préférence une cellule de plante, c'est-à-dire, capable de diriger la transcription d'un polydésoxyribonucléotide tel que défini ci-dessus dans une cellule, de préférence une cellule de plante (voir par exemple pour revue YOSHIDA et SHINMYO, 2000, J Biosci Bioeng., 90, 353-362). Le choix du promoteur le plus approprié dépend notamment de ou des organes ou du ou des tissus ciblé(s) pour l'expression. Le promoteur peut être un promoteur de type constitutif (c'est-à-dire qui est actif dans la plupart des tissus et cellules et dans la plupart des conditions environnementales), specifique à un type cellulaire (c'est-à-dire qui est actif uniquement ou principalement dans certains tissus ou certains types de cellules) ou inductible (c'est-à-dire, qui est activé par des procédés physiques ou des stimuli chimiques). De préférence, il s'agit d'un promoteur pour l'ARN polymérase II nucléaire. A titre d'exemples non-limitatifs de promoteurs constitutifs qui sont communément utilisés dans les cellules végétales, on peut citer le promoteur 35S du virus de la mosaïque du chou-fleur (CaMV), le promoteur NOS (nopaline-synthase), le promoteur synthétique PG10-90 (ISHIGE et al., 1999, Plant J., 18, 443-448), de préférence le promoteur 35S. A titre d'exemples non-limitatifs de promoteurs spécifiques d'un organe ou d'un tissu on peut citer les promoteurs qui sont spécifiques du pollen et/ou des anthères, tels que le promoteur du gène Zmg13 de maïs (GUERRERO et al., 1990, Mol Gen Genet., 224, 161-168 et HAMILTON et al., 1998, Plant Mol Biol., 38, 663-669), le promoteur du gène G9 du coton (JOHN and PETERSEN et al., 1994, Plant Mol Biol., 26, 1989-1993), le promoteur Osg6B du soja (TSUCHIYA et al., 1995, Plant Cell Physiol. 36, 487-494), les promoteurs des gènes OSIPA et OSIPK du riz (GUPTA et al., 2007, Plant Cell Rep., 26, 1919-1931), le promoteur du gène BcA9 de la navette (LEE et al., 2003, Plant Cell Rep., 22, 268-273), les promoteurs chiA P,a et chiB PB du pétunia (Van TUNEN et al., 1990, Plant Cell, 2, 393-401), les promoteurs des gènes LAT52, LAT56 ou LAT59 de la tomate (TWELL et al., 1991, Genes Dev., 5, 496-507 et EYAL et al., 1995, Plant Cell., 7, 373-384.), le promoteur du gène g10 du tabac (ROGERS et al., 2001, Plant Mol Biol., 45, 577-585), le promoteur du gène ENDI du pois (GOMEZ et al., 2004, Planta, 219, 967-981 et ROQUE et al., 2007, Plant Cell Rep. 26, 313-325), le promoteur du gène SLG de Brassica (THORSNESS et al., 1993, Plant Cell., 5, 253-261) et le promoteur chimérique PSC (LIU et al., 2008, Plant Cell Rep., 27, 995-1004). A titre d'exemples non-limitatifs de promoteurs inductibles, on peut citer les systèmes TetR (inductible aux tétracyclines), GVENGE (inductible au tébufénozide ou au méthoxyfénozide), GVG, pOp/LhG4 et pOp6/LhGR (inductibles à la déxaméthasone), XVE (inductible à l'oestradiol) (ZUO et al., 2000, Plant J, 24, 265-273), EcR (inductible aux stéroïdes), AlcR (inductible notamment à l'éthanol) (voir pour revue MOORE et al., 2006, Plant J., 45, 651û683 et PADIDAM et al., 2003, Curr. Opin. Plant Biol., 6, 169-177). Ladite cassette d'expression recombinante comprend aussi un terminateur de transcription, tel que par exemple les terminateurs 35S du CaMVIV, NOS ou le terminateur T9 du gène rbcS E9 (ZUO et al., 2000, cité ci-dessus; ISHIGE et al., 1999, cité ci-dessus). La présente invention a aussi pour objet un vecteur recombinant comprenant un polydésoxyribonucléotide ou une cassette d'expression tels que définis ci-dessus. Les cassettes d'expression et les vecteurs d'expression conformes à l'invention peuvent, bien entendu, comprendre en outre d'autres séquences, usuellement employées dans ce type de constructions, telles que des séquences activatrices de la traduction (TL, � Translation Leader �), des sites de polyadénylation, ainsi que, le cas échéant, des séquences amplificatrices (séquences � enhancer � de la transcription). Ils peuvent également comprendre des séquences permettant le suivi de la transformation, ainsi que l'identification et/ou la sélection des cellules ou organismes transformés. Il s'agit notamment de gènes rapporteurs (par exemple celui de la beta-glucuronidase (GUS), celui de la luciférase, ou celui de la "green fluorescent protein" (GFP)), conférant à ces cellules ou organismes un phénotype aisément reconnaissable, ou bien de gènes marqueurs de sélection (par exemple des gènes de résistance à un antibiotique tels que la kanamycine ou l'hygromycine, ou à un herbicide). Le choix du promoteur et des séquences additionnelles pouvant être insérées dans les cassettes et les vecteurs d'expression conformes à l'invention, ainsi que celui du vecteur-hôte, peuvent être effectués, de manière classique, par l'Homme du métier en fonction notamment de critères tels que les cellules et organismes hôtes choisis, le profil d'expression souhaité dans la cellule ou l'organisme hôte, les protocoles de transformation génétique envisagés, etc. La présente invention englobe également une cellule hôte comprenant une cassette d'expression ou un vecteur recombinant tels que définis ci-dessus. Les cellules hôtes peuvent être des cellules procaryotes ou eucaryotes. Dans le cas de cellules procaryotes, il peut notamment s'agir d'Agrobactéries telles qu'Agrobacterium tumefaciens ou Agrobacterium rhizobium. Dans le cas de cellules eucaryotes, il peut s'agir notamment de cellules de plantes, issues de plantes dicotylédones ou monocotylédones, telles que par exemple des cellules du tabac. La présente invention a également pour objet des plantes génétiquement transformées par au moins un polydésoxyribonucléotide ou une cassette d'expression conforme à l'invention, et notamment des plantes transgéniques comprenant dans leur génome nucléaire au moins une copie d'un transgène contenant un polydésoxyribonucléotide conforme à l'invention. On définit ici comme plante transgénique une plante transformée chez laquelle l'information génétique exogène apportée par le polydésoxyribonucléotide transformant est intégrée de manière stable dans l'ADN chromosomique, sous forme de transgène, et peut ainsi être transmise aux descendants de ladite plante. Cette définition englobe donc également les descendants des plantes résultant de la transgénèse initiale, dès lors qu'ils contiennent dans leur génome une copie du transgène. Différentes méthodes d'obtention de plantes transgéniques sont bien connues en elles-mêmes de l'Homme du métier. Généralement, ces méthodes impliquent la transformation de cellules de plantes, la régénération de plantes à partir des cellules transformées, et la sélection des plantes ayant intégré le transgène. Des techniques très nombreuses de transformation de cellules de plantes germinales ou somatiques (isolées, sous forme de cultures de tissus ou d'organe, ou sur la plante entière), et de régénération des plantes sont disponibles. Le choix de la méthode la plus appropriée dépend généralement de la plante concernée. Le matériel végétal (protoplastes, cellules, cals, feuilles, boutures, graines, etc...) obtenu à partir des cellules transformées ou des plantes transgéniques conformes à l'invention fait également partie de l'objet de la présente invention. L'invention englobe également les produits obtenus à partir des plantes transgéniques conformes à l'invention, notamment le fourrage, le bois, les feuilles, les tiges, les racines, les fleurs et les fruits. La présente invention a également pour objet un procédé d'obtention d'une plante transgénique possédant une stérilité mâle cytoplasmique, comprenant les étapes suivantes : a) obtenir une cellule de plante comprenant une cassette d'expression comprenant une séquence exprimant un ribozyme à tête de marteau dirigé contre l'ARNm atp9, l'ARN mncl ou l'ARN or78, telle que définie ci-dessus, et b) régénérer à partir de la cellule de plante obtenue à l'étape a) une plante 5 transgénique exprimant ledit ribozyme à tête de marteau dirigé contre l'ARNm atp9, l'ARN mncl ou l'ARN or78. La présente invention englobe également une plante transgénique susceptible d'être obtenue par le procédé décrit ci-dessus. La présente invention s'applique aux plantes dicotylédones ou 10 monocotylédones. A titre d'exemples non limitatifs, elle peut s'appliquer aux plantes de la famille des Poacées, Papilionacées, Crucifères, Ombellifères, Solanacées, Légumineuses, Labiées, Astéracées et plus particulièrement au maïs, blé, orge, seigle, triticale, avoine, colza, choux, tabac, pois, tomate, luzerne, betterave, tournesol, soja et riz. La présente invention sera mieux comprise à l'aide du complément de 15 description qui va suivre, qui se réfère à des exemples non-limitatifs illustrant l'utilisation d'une séquence PKTLS pour importer un trans-ribozyme dans les mitochondries des cellules de plantes, ainsi que des figures annexées : Figure 1 : ARN recombinant (SEQ ID NO : 2) construit pour la stratégie de clivage de l'ARNm atp9 dans les mitochondries. Le trans-ribozyme (tRzatp9) est représenté 20 en interaction avec sa séquence cible. Il est associé à la séquence PKTLS du TYMV (la séquence TLS"al correspondant aux 82 derniers nucléotides en position 3') par une séquence de liaison (L). La séquence reconnue par le ribozyme est un triplet AUC (entouré) et le clivage se fait après la cytosine (C) (flèche). Figure 2 : Activité de clivage du trans-ribozyme tRzatp9 seul (A) ou associé 25 à la PKTLS du TYMV dans l'ARN tRzatp9-L-PKTLS (B). L'activité a été déterminée en fonction de la concentration en MgCl2. Les réactions ont été effectuées pendant 1 heure dans des conditions standard en présence de concentrations croissantes de MgC12 et avec un rapport molaire ribozyme/cible de 10/1. Les produits de clivage ont été analysés par électrophorèse sur gel de polyacrylamide. 30 Figure 3 : Analyse par électrophorèse sur gel d'agarose des produits de RTPCR obtenus à partir d'ARN total ou mitochondrial des cellules de tabac transformées avec le plasmide pER8-tRzatp9LPKTLScHDV et induites à l'oestradiol. Figure 4 : Analyse par électrophorèse sur gel de polyacrylamide des ARN antisens radioactifs (*) protégés contre les ribonucléases en présence d'ARN total ou mitochondrial des cellules de tabac transformées avec le plasmide pER8-tRzatp9LPKTLScHDV et induites à l'oestradiol. Tr tRzatp9-L-PKTLS = ARN des cellules de tabac transformées ; NTr = ARN des cellules de tabac non transformées. La flèche indique le produit de protection attendu ; Pro = sonde d'ARNtP`° cytosolique ; s = témoin positif de taille résultant de la réaction de protection contre les ribonucléases par un transcrit in vitro sens ; n = témoin négatif résultant d'une réaction de protection contre les ribonucléases effectuée avec la sonde antisens seule. Figure 5 : Analyse des produits de la CR-RT-PCR effectuée après circularisation d'ARN de cellules de tabac transformées avec le plasmide pER8- tRzatp9LPKTLScHDV et induites à l'oestradiol. (A) électrophorèse sur gel d'agarose ; la piste marquée L correspond au marqueur de taille. Seule la PCR nichée finale est représentée. (B) alignement de la séquence des produits de CR-RT-PCR clonés et de la séquence attendue à partir de la construction. PKTLS : partie 5' de la séquence PKTLS du TYMV ; pER8 : région du vecteur pER8 transcrite avec la construction ; tRzatp9 : partie du trans-ribozyme. Figure 6 : Analyse par qRT-PCR du taux des ARNm atp9 et nad6 (sous-unité 6 du complexe I de la chaîne respiratoire, NAD(P)H déshydrogénase) dans les ARN extraits de cellules de tabac non transformées (NTr) ou transformées avec le plasmide pER8-tRzatp9LPKTLScHDV (Tr), les deux types de cellules étant induites à l'oestradiol. Les résultats ont été nivelés par rapport à l'ARNm de l'active et à celui de la protéine ribosomique mitochondriale rpl2. Figure 7 : Analyse par extension d'amorce fluorescente des transcrits atp9 dans les ARN extraits de cellules de tabac transformées avec le plasmide pER8-tRzatp9LPKTLScHDV et induites ou non induites à l'oestradiol. Le produit de coupure spécifique par le ribozyme tRzatp9 (168 nucléotides) est indiqué par une flèche. Les valeurs en abscisse correspondent à des marqueurs de taille. Figure 8 : Analyse sur gel de polyacrylamide des produits de traduction in organello en présence de [35S]méthionine dans des mitochondries isolées de cellules de tabac transformées avec le plasmide pER8-tRzatp9LPKTLScHDV et induites ou non induites à l'oestradiol. La migration de la protéine ATP9 est indiquée. Figure 9: Mesure, dans un oxymètre, de l'activité respiratoire des mitochondries isolées de cellules de tabac transformées avec le plasmide pER8-tRzatp9LPKTLScHDV et induites ou non induites à l'oestradiol. Stade IV, respiration en l'absence d'ADP; Stade III, respiration après addition d'ADP à une concentration finale de 200 �M. Figure 10 : Vitesse de croissance des cellules de tabac transformées avec le plasmide pER8-tRzatp9LPKTLScHDV et induites ou non induites à l'oestradiol. NTr = cellules non transformées. Figure 11 : ARN recombinant (SEQ ID NO : 40) construit pour la stratégie de clivage de l'ARN mncl dans les mitochondries. Le trans-ribozyme (tRzmnc 1) est présenté en interaction avec sa séquence cible. Il est associé à la séquence PKTLS du TYMV par une séquence de liaison (L). La séquence reconnue par le ribozyme est un triplet GUC (entouré) et le clivage se fait après la cytosine (C) (flèche). Figure 12 : Activité de clivage du trans-ribozyme tRzmnc 1 seul (A) ou associé à la PKTLS du TYMV dans l'ARN tRzmnc 1 -L-PKTLS (B). L'activité a été déterminée en fonction de la concentration en MgC12. Les réactions ont été effectuées pendant 1 heure dans des conditions standard en présence de concentrations croissantes de MgCl2 et avec un rapport molaire ribozyme/cible de 10/1. Les produits de clivage ont été analysés par électrophorèse sur gel de polyacrylamide. Figure 13 : ARN recombinant (SEQ ID NO : 49) construit pour la stratégie de clivage de l'ARN or78 dans les mitochondries de cellules de plantes. Le trans-ribozyme (tRzor78) est présenté en interaction avec sa séquence cible. Il est associé à la séquence PKTLS du TYMV par une séquence de liaison (L). La séquence reconnue par le ribozyme est un triplet GUC (entouré) et le clivage se fait après la cytosine (C) (flèche). Figure 14 : Activité de clivage du trans-ribozyme tRzor78 seul (A) ou associé à la séquence PKTLS du TYMV dans l'ARN tRzor78-L-PKTLS (B). L'activité a été déterminée en fonction de la concentration en MgC12. Les réactions ont été effectuées pendant 1 heure dans des conditions standard en présence de concentrations croissantes de MgCl2 et avec un rapport molaire ribozyme/cible de 10/1. Les produits de clivage ont été analysés par électrophorèse sur gel de polyacrylamide. EXEMPLE I : UTILISATION DE LA SEQUENCE PKTLS DU TYMV POUR IMPORTER DANS LES MITOCHONDRIES DES CELLULES DE PLANTES UN TRANS-RIBOZYME A TETE DE MARTEAU DIRIGE CONTRE L'ARNm atp9 Une stratégie antisens dans les mitochondries de cellules de plantes basée sur un trans-ribozyme à tête de marteau a été développée. Les trans-ribozymes à tête de marteau portent leur propre activité de clivage de l'ARN et ne requièrent pas d'autres facteurs. L'ARNm mitochondrial majeur atp9 codant pour la sous unité 9 de l'ATP synthase a été choisi comme cible à cliver dans les organelles. Sa séquence est hautement conservée d'une espèce végétale à l'autre. La Figure 1 montre les éléments de l'ARN recombinant construit pour cette stratégie. Le trans-ribozyme dirigé contre l'ARNm atp9 (tRzatp9) est associé à la séquence PKTLS du TYMV par l'intermédiaire d'une séquence de liaison (L) à faible potentiel de structuration destinée à éviter les interactions entre les différents éléments de la construction génétique. I. MATERIEL & METHODES Séquence ARN de liaison (L) : La séquence L a été élaborée par bioinformatique. Une séquence au hasard de 40 nucléotides a d'abord été définie par ordinateur puis affinée spécifiquement en fonction de chaque séquenceûpassagère avec l'aide du logiciel de prédiction de structure secondaire MFOLD (MATHEWS et al., 1999, JMol Biol., 288, 911-940). Obtention du plasmide pCK-SPTYPKTLScHDV La séquence cHDV a d'abord été amplifiée à partir d'un plasmide recombinant pré-existant pSA1 (PERROTTA et al., 1991, Nature, 350, 434-436) à l'aide de l'amorce directe 5'-CATCGGAACCAGGGTCGGCATGGCA-3' (SEQ ID NO : 3), à cheval sur les séquences à fusionner, et l'amorce réverse 5'-GGTCTCTAGACTCCCTTAGCCAT-3' (SEQ ID NO : 4) portant un site Xbal (souligné). Le produit de la première réaction de PCR a été utilisé comme � megaprimer � en même temps que l'amorce directe 5'-GACGGATCCCCCGCATCGACCTG-3' (SEQ ID NO : 5) portant un site BamHI (souligné) pour obtenir l'ensemble de la construction en prenant comme matrice le plasmide pré-existant pTYMC portant la séquence génomique du TYMV (WEILAND and DREHER, 1989, Nucleic Acids Res., 17, 4675-4687). Le fragment obtenu a ensuite été introduit dans le plasmide pCKGFPS65C entre les sites BamHI et Xbal situés en 3' du gène de la GFP, produisant le plasmide pCK-GFPS65C-SPTYPKTLScHDV. Le plasmide pCK-GFPS65C est issu de l'insertion du gène de la GFPS65C (� green fluorescent protein �) (HEIM et al., 1995, Nature 373, 663-664) dans le plasmide d'expression pRTL2 (CARRINGTON et al., 1991, Plant Cell, 3, 953-962). Il possède le double promoteur fort 35S du virus de la mosaïque du chou-fleur (Cauliflower mosaic virus, CaMV) couplé à une séquence activatrice de la traduction TL (� Translation Leader �) du virus de la marbrure du tabac (Tobacco etch virus, TEV). En aval du gène codant pour la GFP se trouve le terminateur 35S du CaMV. Le plasmide pCK-GFPS65C-SPTYPKTLScHDV a été digéré par les enzymes de restriction Xhol et BamHI, ce qui a permis d'éliminer la séquence TL et le gène de la GFP. Les extrémités cohésives ont été complétées à l'aide du fragment de Klenow de l'ADN polymérase I d'Escherichia coli, afin d'obtenir des extrémités franches. Le plasmide a ensuite été recircularisé, générant le plasmide pCK-SPTYPKTLScHDV, les séquences faisant qu'un site de restriction Xhol était conservé. Transcription de l'ADN in vitro : Le kit RiboMAXTM (Promega) est utilisé pour les réactions de transcription de l'ADN in vitro. Toutes les constructions sont placées sous le contrôle du promoteur de l'ARN polymérase du phage T7. La transcription se déroule pendant 2 heures à 37°C dans un volume réactionnel de 20 �L qui comprend : 2 .ig d'ADN linéar;sé (issu de PCR ou d'ADN plasmidique), 4�L de tampon de transcription T7 5X, 6 �L de rNTP (à 25 mM chacun) et 2 �L de la solution T7 mix contenant la polymérase. Pour les transcriptions radioactives, seule la quantité de rNTP varie. Deux microlitres de rNTP (ATP, GTP et CTP à 2,5 mM et UTP à 250 �M) ainsi que 40 �Ci d'[a32P]UTP sont introduits dans la réaction. Dans les deux cas, après synthèse, 3 unités de I)Nase dépourvue de RNase sont ajoutées et le volume est complété jusqu'à 50 �L. Une incubation à 37°C pendant 15 min est nécessaire pour digérer l'ADN. Afin d'éliminer les nucléotides non incorporés durant la transcription in vitro et les produits de dégradation de l'ADN, le milieu réactionnel est ensuite déposé sur une colonne de Sephadex G-50 d' l mL préalablement séchée par centrifugation à 200xg pendant 2 min. L'élution se fait par une nouvelle centrifugation dans les mêmes conditions. Tests de clivage in vitro Les réactions de clivage ont été effectuées dans les conditions suivantes : 15 nM d'ARN-cible non radioactif et 50 fmoles (30 000 cpm) d'ARN-cible radioactif marqué au [32P] ont été incubés à 25°C pendant 1-5 heures dans un tampon 50 mM Tris-HC1 à pH 7,5 en présence de 150 nM de trans-ribozyme tRzatp9 seul ou d'ARN tRzatp9-L-PKTLS. Avant la réaction de clivage, l'ARN-cible et l'ARN catalytique ont été dénaturés pendant 2 min à 75°C puis laissés à refroidir lentement jusqu'à 25°C dans un bloc chauffant (1°C/min). Différentes concentrations de MgC12 ont ensuite été ajoutées pour la réaction de clivage (milieu réactionnel final 10 �L). Les produits de clivage ont été séparés par électrophorèse sur gel de polyacrylamide à 8% ou 10% (p/v) en présence d'urée 8 M dans un tampon Tris-borate 90 mM contenant 2 mM d'EDTA (lx TBE). Les gels ont été séchés et soumis à une autoradiographie. Transformation des cellules de plantes : Les bactéries Agrobacterium tumefaciens (souche LBA4404) portant la construction d'intérêt dans le plasmide pER8 (ZUO et al., 2000, Plant J., 24, 265-273) sont cultivées dans un milieu LB additionné de MgSO4 (2 mM), de saccharose (5 g/L) et de rifampicine (25 �g/mL) ou de spectinomycine (100 �g/mL) pendant 2 jours à 28°C sous agitation. Les suspensions de cellules de tabac (Nicotiana tabacum) BY-2 (� Bright Yellow 2 � ; NAGATA et al., 1992, Int Rev Cyt., 132, 1-30) sont cultivées à 25°C et à l'obscurité. La veille de leur co-culture avec les cellules de tabac, les bactéries sont repiquées dans un même milieu frais. Le jour même, les bactéries sont reprises dans 1,5 mL de milieu LB. Quatre millilitres d'une culture de cellules de tabac BY-2 de 3 jours sont déposés dans une boîte de Pétri et additionnés de 100 .iL de bactéries. Afin de favoriser la transformation des cellules de plante par A. tumefaciens, de l'acétosyringone est rajoutée à une concentration de 200 .iM. La co-culture est ensuite maintenue à 27°C sous agitation et à l'obscurité pendant 3 jours. Sélection des transformants : Afin d'éliminer au maximum les bactéries présentes, plusieurs lavages successifs avec du milieu de culture des cellules BY-2 sont réalisés. Deux millilitres de suspension cellulaire sont ensuite étalés sur des boîtes contenant du milieu de culture avec de l'agar 0,8% (p/v) et de l'hygromycine (20 .ig/mL) pour la sélection des transformants de tabac et de la carbénicilline à 500 p.g/mL pour l'élimination des Agrobactéries résiduelles. Les premiers cals résistants apparaissent 2 à 3 semaines après :.a transformation. Ils sont maintenus sur milieu hygromycine à 25°C à l'obscurité et repiqués sur un milieu frais une fois par mois. Des cultures en suspension liquide maintenant la pression de sélection avec l'hygromycine sont développées à partir de ces cals pour les analyses, en particulier pour la préparation des mitochondries isolées. Extraction de l 'ARN total : Deux millilitres de culture de cellules de tabac BY-2 sont prélevés. Après centrifugation pendant 5 min à 14 000xg, les cellules sont resuspendues dans 1 mL de TriReagent� (Molecular Research Center, Inc) et laissées à température ambiante pendant 5 min. Après addition de 200 �L de chloroforme, les échantillons sont agités intensément pendant 15 sec puis laissés à température ambiante pendant 15 min. Une centrifugation de 15 min à 12 000xg permet de séparer la phase aqueuse de la phase phénolique. La phase aqueuse contient les ARN et peu d'ADN. Les ARN sont précipités par addition de 500 pL d'isopropanol et sédimentés par centrifugation pendant 8 min à 12 000xg. Le culot est lavé avec 1 mL d'éthanol à 75% et récupéré par centrifugation à 7 500xg pendant 5 min. Après séchage, les ARN sont redissous dans de l'eau. Préparation des mitochondries des cellules de tabac : Les cultures cellulaires sont filtrées à l'aide d'une trompe à vide. Dix grammes de cellules sont repris doucement à l'aide d'un mortier dans 50 mL de solution enzymatique (pectolyase Y23 1 mg/mL, cellulase RS Onozuka 10 mg/mL, mannitol 0,45 M, MES-KOH 3,6 mM pH 5,5) sans casser les cellules et placés dans une boîte de Pétri. La digestion se fait pendant 2 heures à 30°C, à l'obscurité sous agitation (70 rotations par min). Les protoplastes sont ensuite sédimentés par centrifugation pendant 5 min à 800xg et lavés avec 50 mL de tampon protoplaste (saccaharose 0,3 M, phosphate de potassium 10 mM pH 7,5, EDTA 1 mM, BSA 0,1% p/v, glycine 5 mM). Cette étape de lavage est répétée une deuxième fois. Une fois lavés, les protoplastes sont repris dans 40 mL de tampon de broyage (saccharose 0,3 M, diphosphate de sodium 30 mM, EDTA 2 mM, BSA 0,3% p/v, PVP 25000 0,8% p/v, pH ajusté à 7,5 avec HC1 concentré avan: d'ajouter : cystéine 0,05% p/v, glycine 5 mM, 13-mercaptoéthanol 2 mM). Les protoplastes sont éclatés par filtration à travers une toile de nylon (30 �m de vide de maille) sous pression, grâce à une seringue coupée. Les débris cellulaires sont sédimentés par centrifugation pendant 15 min à 2000xg. Les mitochondries contenues dans le surnageant sont sédirnentées par une nouvelle centrifugation de 15 min à 11000xg. Le culot de mitochondries est repris dans 500 �L de tampon de lavage (saccharose 0,3 M, phosphate de potassium 10 mM pH 7,5, EDTA 1 mM, BSA 0,1% p/v, glycine 5 mM). Les mitochondries sont ensuite déposées sur un gradient discontinu de Percoll (Sigma) 13,5%, 21% et 45% v/v dans du tampon 2xPB (Tris-HC1 100 mM pH 7,5, saccharose 0,5 M, EDTA 6 mM). Ce gradient est efFectué dans des tubes de 2,2 mL contenant 500 �L de Percoll 13,5% et 45% séparés par 600 �L de Percoll 21%. Cent cinquante microlitres de mitochondries reprises dans du tampon de lavage sont déposés sur le gradient. Après centrifugation pendant 20 min à 14 000xg, les mitochondries situées dans la phase à 21% de Percoll sont prélevées et diluées 10 fois dans du tampon de lavage ne contenant pas de BSA, puis centrifugées pendant 10 min à 12 000xg pour éliminer le Percoll. Cette étape est suivie par une autre étape de lavage/centrifugation dans le même tampon de lavage sans BSA. La quantité de mitochondries est évaluée en mesurant la quantité de protéines par la méthode de Bradford (BRADFORD, 1976, Anal ,3iochem., 72, 248-254). Les mitochondries peuvent ensuite être utilisées directement pour effectuer des tests de respiration ou pour des tests de synthèse protéique in organello. Si les mitochondries doivent être utilisées pour extraire les ARN, elles sont alors traitées à la RNase afin de limiter les éventuelles contaminations par des ARN cytosoliques. Dans ce cas, le culot brut de mitochondries après la centrifugation de 15 min à 11 000xg est repris dans 500 �L de tampon de lavage contenant une solution de RNases (100 �g/mL de RNase A et 750 U/mL de RNase Ti) et mis sous agitation douce pendant 20 min à 25°C. Les mitochondries traitées à la RNase sont ensuite déposées sur un gradient discontinu de Percoll 13,5%, 21% et 45% v/v dans du tampon 2xPB comme décrit ci-dessus. Les lavages successifs se font ensuite avec un tampon de lavage sans BSA contenant de l'EDTA et de l'EGTA 5 mM afin d'inhiber les RNases encore présentes. L'ARN peut être directement extrait du culot final de mitochondries. Extraction de l'ARN mitochondrial : Un à cinq milligrammes de mitochondries sont additionnés de 200 �L de solution d'extraction (Tris-HCI pH 7,5 10 mM, MgCl2 10 mM, SI)S 1% p/v). L'ensemble est agité vigoureusement 2 min, puis centrifugé 10 min à 10 000xg.Le surnageant est extrait au phénol puis les acides nucléiques sont précipités à l'éthanol. Des traitements successifs à la DNase permettent ensuite d'éliminer l'ADN. Protocole de RT-PCR : L'enzyme utilisée pour réaliser la réaction de transcription inverse est la "SuperScriptTM III" (Invitrogen). Le protocole utilisé est celui recommandé par le fabricant. Dans un premier temps, 300 ng à 5 �g d'ARN total ou mitochondrial sont ajoutés à 2 pmoles de l'amorce spécifique de l'ARN recherché ou à 250 ng d'un mélange d'hexamères (dans le cas des RT-PCR quantitatives). Un microlitre de dNTP (10 mM chacun) est ajouté puis le volume est complété à 13 .iL. Le mélange est incubé 5 min à 65°C puis immédiatement mis sur la glace pendant au moins 1 min. Quatre microlitres de tampon de réaction (250 mM Tris-HC1 pH 8,3, 375 mM KC1, 15 mM MgC12) sont ensuite ajoutés, ainsi que 1 �L de DTT 0,1 M, 40 unités d'inhibiteur de RNases (RNase out, Invitrogen) et 200 unités d'enzyme SuperScriptTM III (200 U/�L dans 20 mM Tris-HC1 pH 7.5, 100 mM NaCl, 0.1 mM EDTA, 1 mM DTT, 0.01% Nonidet P-40 v/v, 50% glycerol p/v). Les échantillons sont ensuite placés 5 min à 25°C, puis une heure à 55°C. Afin d'inactiver la réaction, une incubation à 70°C pendant 15 min est réalisée. Les échantillons sont directement utilisés pour la réaction de PCR. Tests de protection contre les ribonucléases : Le protocole de protection contre les ribonucléases est issu de la méthode décrite par GOODALL et al., 1990 (Methods Enzymol., 181, 148-161). Une sonde ARN antisens radioactive est synthétisée par transcription in vitro. Après précipitation éthanolique, la sonde est redissoute dans du tampon d'hybridation (80% formamide v/v, 40 mM PIPES pH 6,7, 400 mM NaCl, 1 mM EDTA) et sa radioactivité est comptée. Huit cent nanogrammes d'ARN total ou mitochondrial sont précipités et redissous dans 10 �L de tampon d'hybridation. L'équivalent de 20 000 cpm de sonde antisens y est ensuite ajouté et le volume est complété à 20 .iL. Une dénaturation de 10 min à 95°C est nécessaire avant une hybridation à 55°C durant la nuit. La sonde antisens s'hybride alors à l'ARN cible. Le lendemain, 200 �L de solution RNase (10 mM Tris-HC1 pH 7,5, 5 mM EDTA, 100 mM LiCI, 200 mM NaCl, 100 .tg/mL RNase A, 750 u/mL RNase T1) sont ajoutés et les échantillons sont incubés 30 min à 30°C afin d'éliminer les ARN non hybridés et les extrémités non protégées de la sonde antisens radioactive. Puis, afin d'éliminer les RNases A et Ti, 6 �L de SDS 10% p/v et 6 �L de protéinase K (10 mg/mL) sont ajoutés. Après 15 min d'incubation à 37°C, les échantillons sont extraits avec un mélange phénol/chloroforme (1/1), précipités à l'éthanol puis resuspendus dans du tampon de dépôt et séparés sur gel de polyacrylamide dénaturant à 8% p/v. Le gel est ensuite séché puis révélé par autoradiographie. Protocole de RT-PCR sur ARN circularisé (CR-RT-PCR) : Une première réaction vise à éliminer la coiffe potentiellement présente à l'extrémité 5' des ARN à analyser. Cette réaction se fait grâce à la pyrophosphatase acide de tabac TAP (pour "Tabacco Acid Pyrophosphatase") (EPICENTRE Biotechnologies). Les ARN sont incubés pendant 30 min à 37°C dans un tampon acétate de sodium 50 mM (pH 6,0), beta-mercaptoéthanol 0,1% v/v, EDTA 1 mM et Triton X-100 0,01% v/v, en présence d'une unité d'enzyme par nanomole d'ARN et d'ATP 2 mM. Les ARN sont ensuite extraits au phénol et précipités à l'éthanol avant d'être circularisés à l'a: de de la T4 RNA ligase (Fermentas). Dix microgrammes sont incubés pendant 3 heures à 37°C en présence de 100 unités d'enzyme et de 3,4 .tM d'ATP dans du tampon de ligation (50 mM HEPES-NaOH pH 8,0, 10 mM MgC12, 10 mM DTT). Une réaction de transcription inverse est ensuite réalisée afin de synthétiser l'ADNc correspondant à la ligation entre les extrémités 5' et 3' de l'ARN analysé. Une réaction de PCR initiale puis une réaction de PCR nichée sont utilisées afin d'amplifier cette séquence puis de la cloner dans le vecteur pGEM�-TEasy (Promega). L'amplicon est ensuite séquencé. Protocole de qRT-PCR : Les amorces sont dessinées grâce au logiciel PrimerExpress (Applied Biosystems). Leur efficacité est vérifiée par le logiciel LinRegPCR (bioinfo@amc.uva.nl) (RAMAKERS et al., 2003, Neurosci Lett., 339, 62-66). Toutes les analyses sont opérées grâce au logiciel iQ5 (Biorad). Les réactions de PCR sont réalisées dans un milieu réactionnel de 20 �L, composé de 10 �L de kit SybrGreen (MasterMix Plus, Eurogentec), de 0,6 .tM d'amorces directe et retour, ainsi que de 1 �L de réaction de RT (réalisée avec un mélange d'hexamères). Le volume est complété avec de l'eau. Le programme utilisé est le suivant : Un cycle : - 95°C, 30 sec Un cycle : - 50°C, 2 min - 95°C, 10 min Quarante cycles : - 95°C, 1 min - 60°C, 1 min Un cycle : - 95°C, 1 min - 55°C, 1 min Quatre-vingts cycles : - de 55°C à 94,5°C ; incrémenté de 0,5°C toutes les 10 sec Le logiciel geNorm (VANDESOMPELE et al., 2002, Genome Biol., 3, RESEARCH0034) a permis de définir les gènes de l'actine et de la protéine ribosomique mitochondriale rpl2 comme étant les plus stables. Ces gènes ont donc servi de références aux expériences. Protocole d'extension d'amorce fluorescente (Fluorescently Labelled Oligonucleotide Extension, FLOE) : Cinq microgrammes d'ARN mitochondriaux sont utilisés dans une réaction de transcription inverse en utilisant 5 nM d'une amorce marquée en 5' par la molécule fluorescente ROX et complémentaire de l'extrémité 3' codante du gène atp9. La réaction se fait dans 30 �L. Une seconde réaction est réalisée par addition de dNTP (1,5 mM), de 40 U de RNase out (Invitrogen), de 25 U d'enzyme Superscript III (Invitrogen) et de tampon 1X. Le volume est complété à 40 �L. Dix microlitres sont ensuite précipités à l'éthanol et resuspendus dans 2 .tL d'eau auxquels sont additionnés 8 .tL de marqueur de taille fluorescent GeneScan 500 ROX (Applied Biosystems) dilué au millième. Le tout est séparé par électrophorèse capilaire et visualisé grâce au séquenceur de type Applied Biosystems. Protocole de synthèse protéique in organello : Après extraction, une quantité de mitochondries équivalente à 100 �g de protéines est incubée pendant une heure à 25°C dans 100 .tL de tampon IS (KH2PO4 5 mM, mannitol 300 mM, KC1 60 mM, HEPES 50 mM pH 7,0, MgC12 10 mM, Na malate 10 mM, NADH 10 mM), 2 mM de GTP, 4 mM d'ADP, 2 mM de DTT, 0,1% p/v de BSA, 25 .tM de chaque acide aminé excepté la méthionine et de 20 �Ci de [35S]méthionine. Durant la réaction, la [35S]méthionine s'incorpore aux protéines en cours de synthèse. La réaction est stoppée en ajoutant 1 mL de tampon de lavage (tels que décrit pour la préparation des mitochondries) contenant 10 mM de méthionine non radioactive. Les mitochondries sont ensuite sédimentées par centrifugation pendant 5 min à 12 000xg et conservées à -80°C. L'équivalent de 20 �g de protéines est ensuite séparé sur gel. de polyacrylamide et les protéines mitochondriales ainsi marquées durant la réaction sont ensuite révélées en fluorographie. II. RESULTATS II.1. Validation in vitro de l'activité trans-ribozyme de l'ARN tRzatp9-L-PKTLS La fonctionnalité du système trans-ribozyme/cible a été testée in vitro pour vérifier l'activité du ribozyme et la conservation de cette activité après association avec la séquence PKTLS du TYMV. 1) Constructions de gènes L'ARN-cible et l'ARN tRzatp9-L-PKTLS ont été synthétisés par transcription in vitro à partir d'un produit PCR. La séquence-cible atp9 (SEQ ID NO : 6) a été amplifiée par PCR à partir d'ADN d'Arabidopsis thaliana avec l'amorce directe 5'-AGCAAGAATTCGAATTGTAATACGACTCACTATAGGTTGTCGAGATTCAGTTGGT CTT-3' (SEQ ID NO : 7) portant le promoteur de l'ARN polymérase du phage T7 (souligné) et l'amorce réverse 5'-GTACAGAATTCAATGATGGATTTCGCGCCACA-3' (SEQ ID NO : 8). La matrice ADN pour la synthèse de l'ARN tRzatp9-L-PKTLS a été assemblée par deux réactions de PCR consécutives, la première avec les amorces 5'-ATGAGCTTTTGCGAAATAGCAGCTAGCATTGAAATAGCATTCAATGCTCATACTG TGAACCTACACACTTCCACCTAAGTTCTCG-3' (SEQ ID NO: 9) et 5'-TGGTTCCGATGACCCTCGG-3' (SEQ ID NO : 10), la deuxième avec les amorces 5'-AGCAAGAATTCGAATTGTAATACGACTCACTATAGGCCAATACCCTGATGAGCTT TTGCGAAATAGCAG-3' (SEQ ID NO : 11) (promoteur de l'ARN polymérase du phage T7 souligné) et de séquence SEQ ID NO : 10. 2) Tests de clivage in vitro Afin de pouvoir visualiser son clivage, l'ARN-cible a été synthétisé in vitro sous forme radioactive. Il a ensuite été incubé avec l'ARN tRzatp9-L-PKTLS synthétisé à partir de la matrice PCR ou avec un ARN synthétique (Sigma-Aldrich) correspondant strictement à la séquence du trans-ribozyme (SEQ ID NO : 12 ; 5'- CCAAUACCCUGAUGAGCUUUUGCGAAAUAGCAG-3'). La réaction a été testée en présence de concentrations de MgC12 susceptibles d'être retrouvées in vivo (1 à 2 mM) (IGAMBERDIEV and KLECZKOWSKI, 2001, Biochem J., 360, 225-231). Les résultats sont représentés à la Figure 2. Les tests in vitro ont montré que le trans-ribozyme tRzatp9, tel qu'il a été conçu, était capable de cliver sa cible dans des conditions de concentrations de MgCl2 réduites et que son activité était conservée dans les mêmes conditions une fois qu'il était associé à la séquence PKTLS du TYMV par l'intermédiaire de la séquence de liaison spécifique L dans l'ARN tRzatp9-L-PKTLS. II.2. Invalidation de l'ARNm atp9 dans les mitochondries des cellules de plantes in vivo 1) Construction de gènes et transformation des cellules de plantes La séquence complète (SEQ ID NO : 1) exprimant le trans-ribozyme tRzatp9, la séquence de liaison L, la séquence PKTLS du TYMV et le cis-ribozyme cHDV a été assemblée par amplification PCR à partir du plasmide pCK-SPTYPKTLScHDV avec l'amorce directe (SEQ ID NO : 13) 5'- GTACAAAGCTTCCAATACCCTGATGAGCTTTTGCGAAATAGCAGCTAGCATTGAA ATAGCATTCAATGCTCATACTGTGAACCTACACACTTCCACCTAAGTTCTCG-3' (site Hindlll souligné) et l'amorce réverse 5'- AGCAAGAATTCCTCCCTTAGCCATCCGAGTG-3' (SEQ II) NO: 14) (site EcoRl souligné). Le fragment obtenu a été introduit dans le plasmide pUCAP (VAN ENGELEN et al., 1995, Transgenic Res., 4, 288-290) entre les sites HindIIII et EcoRI, puis ré-excisé avec les enzymes Ascl et Pacl et finalement cloné entre les sites Ascl et Pacl du plasmide pER8 (ZUO et al., 2000, Plant J, 24, 265-273), générant ainsi le plasmide pER8-tRzatp9LPKTLScHDV. La construction a été ainsi insérée dans le plasmide pER8 dans la cassette d'expression sous le contrôle du promoteur XVE inductible à l'oestradiol. Le plasmide final pER8-tRzatp9LPKTLScHDV a été utilisé pour transformer des cellules de tabac BY-2 par l'intermédiaire d'Agrobacterium tumefaciens. 2) Analyse de l'expression et de l'import dans les mitochondries de l'ARN tRzatp9-L-PKTLS Des cultures en suspension liquide ont été développées à partir des cals de N. tabacum transformés avec le plasmide pER8-tRzatp9LPKTLScHDV. La construction a été laissée silencieuse ou a été induite à l'oestradiol. Des cellules non .transformées traitées ou non à l'oestradiol ont également été utilisées comme contrôle. Les suspensions cellulaires ont servi à isoler des mitochondries qui ont été extraites pour préparer de l'ARN mitochondrial. De l'ARN total a d'autre part été préparé à partir des mêmes cellules. L'expression et l'import dans les mitochondries de l'ARN tRzatp9-L-PKTLS ont ensuite été analysés par RT-PCR et par protection d'une sonde antisens radioactive contre les nucléases. Pour l'analyse par RT-PCR, la réaction de transcription inverse a été effectuée avec l'amorce 5'-TGGTTCCGATGACCCTCGGA•3' (SEQ ID NO: 15) complémentaire à l'extrémité 3' de la séquence PKTLS. Pour la réaction d'amplification par PCR, cette amorce a ensuite été couplée avec l'amorce directe 5'-CCAATACCCTGATGAGCTTTTG-3' (SEQ ID NO : 16) correspondant à l'extrémité 5' de la séquence du ribozyme tRzatp9. Pour vérifier l'efficacité de la coupure autocatalytique du cis- ribozyme cHDV, des réactions similaires ont été effectuées avec la même amorce directe (SEQ ID NO : 16) et l'amorce réverse 5'-CTCCCTTAGCCATCCGAGTG-3' (SEQ ID NO : 17) complémentaire à l'extrémité 3' de la séquence cHDV. Afin de tester la contamination résiduelle des échantillons mitochondriaux par des ARN cytosol: ques, des réactions de RT- PCR ont été réalisées avec l'amorce directe 5'- ATGAATTCGAATTGTAATACGACTGACTATAGGGCATTTGGTCTAG-3' (SEQ ID NO : 18) et l'amorce réverse 5'-CAGGATCCTGGGGGGCATTCCGAG-3' (SEQ ID NO : 19) permettant d'amplifier l'ARNtP`°(UGG) et l'ARNtP`°(AGG) cytosoliques. Pour caractériser les échantillons d'ARN mitochondriaux, des réactions de RT-PCR ont été réalisées avec des amorces spécifiques de l'ARNtcys(GCA) mitochondrial en utilisant l'amorce directe 5'- GAATTCGGCTAGGTAACATAATGGAAATG-3' (SEQ ID NO : 20) et l'amorce réverse 5'-GGATCCAGGCCAAGGACGGGGTCG-3' (SEQ ID NO : 21). Les résultats (Figure 3) ont montré la présence de l'ARN tRzatp9-L-PKTLS dans la fraction d'ARN total et dans la fraction d'ARN mitochondrial provenant des cellules de tabac transformées avec le plasmide pER8-tRzatp9LPKTLScHDV et induites à l' oestradiol. L'identité des produits PCR a été vérifiée par clonage et séquençage. L'amplification des ARNtPr° a montré l'absence de contamination significative de la fraction mitochondriale par des ARN cytosoliques, tandis que l'amplification de l'ARNtcys a confirmé l'identité de la fraction mitochondriale. Les amplifications PCR de contrôle faisant suite à des réactions de RT-PCR dans lesquelles la transcriptase inverse n'a pas été ajoutée n'ont pas généré de produits. De même, l'absence de produits d'amplification dans les réactions effectuées avec l'amorce réverse complémentaire à l'extrémité 3' de la séquence cHDV a confirmé l'autoclivage efficace du cis-ribozyme. Des tests de protection d'une sonde ARN antisens radioactive contre les ribonucléases ont également été développés. La sonde antisens a été synthétisée par transcription in vitro à partir d'un produit PCR. Pour cela, la séquence PKTLS du TYMV a été amplifiée par PCR avec l'amorce directe 5'-ACACTTCCACCTAAGTTCTCG-3' (SEQ ID NO : 22) et une amorce réverse portant le promoteur de l'ARN polymérase du phage T7 (souligné) 5'-GAATTGTAATACGACTCACTATAGGGTGGTTCCGATGACCCTCGG-3' (SEQ ID NO : 23). Afin de servir de contrôle positif, un transcrit sens de la séquence PKTLS du TYMV non radiomarqué a été synthétisé de la même manière à partir d'un produit PCR généré avec l'amorce directe 5'-GAATTGTAATACGACTCACTATAGGGACACTTCCACCTAAGTTCTCG-3' (SEQ ID NO : 24) portant le promoteur T7 (souligné) et l'amorce réverse de séquence SEQ ID NO : 15. Pour tester la contamination cytosolique dans les fractions mitochondriales, des transcrits antisens radioactifs et sens non marqués correspondant aux ARNtP`0 cytosoliques ont été synthétisés de la même manière. La matrice PCR pour la séquence ARNtP`0 antisens a été générée avec l'amorce directe 5'-CATTTGGTCTAGTGGTATGATTC-3' (SEQ ID NO : 25) et l'amorce réverse portant le promoteur de l'ARN polymérase du phage T7 (souligné) 5'- GAATTGTAATACGACTCACTATAGGGTGGGGGGCATTCCGAGAATC-3' (SEQ ID NO : 26). La matrice PCR pour la séquence ARNtP`0 sens a été générée avec l'amorce directe portant le promoteur de l'ARN polymérase du phage T7 (souligné) 5'-GAATTGTAATACGACTCACTATAGGGCATTTGGTCTAGTGGTATGATTC-3' (SEQ ID NO : 27) et l'amorce réverse 5'-TGGGGGGCATTCCGAGAATC-3' (SEQ ID NO : 28). Les tests ont montré la protection contre les RNa.ses d'un ARN antisens de la taille attendue en présence d'ARN total et d'ARN mitochondrial des cellules de tabac transformées avec le plasmide pER8-tRzatp9LPKTLScHDV et induites à l'eestradiol (Figure 4). Les essais avec les sondes d'ARNtPT0 n'ont pas révélé de contamination cytosolique significative. Les expériences de RT-PCR et de protection contre les ribonucléases ont donc montré l'expression de l'ARN tRzatp9-L-PKTLS et son import in vivo dans les mitochondries des cellules de tabac BY-2 transformées et induites à l'eestradiol. Les extrémités 5' et 3' exactes des transcrits issus de la construction tRzatp9LPKTLScHDV dans les cellules transformées ont été analysées par RT-PCR sur des ARN circularisés (CR-RT-PCR). Après circularisation d'ARN total de cellules transformées, un ADNc couvrant la jonction créée par la circularisation de l'ARN tRzatp9-L-PKTLS a été synthétisé avec l'amorce 5'-AGGTTCACGTATGAGCATTGA-3' (SEQ ID NO : 29). Une première réaction de PCR a été réalisée avec la même amorce (SEQ ID NO : 29) et l'amorce directe de séquence SEQ ID NO : 22. Une réaction de PCR nichée a ensuite été effectuée avec l'amorce 5'-ATGCTATTTCAATGCTAGCTGCTATTT-3' (SEQ ID NO : 30) et l'amorce 5'-ATCTTTAAAATCGTTAGCTCGCCAGT-3' (SEQ ID NO : 31). Les produits de la deuxième PCR ont été clonés et séquencés. Les résultats du séquençage ont confirmé que l'ARN tRzatp9-L-PKTLS présent dans les cellules transformées avait bien les extrémités attendues, avec en particulier le triplet CCA à l'extrémité 3' de la séquence PKTLS (Figure 5). 3) Invalidation de l'ARNm atp9 mitochondrial par l'ARN tRzatp9-LPKTLS importé L'ARN tRzatp9-L-PKTLS étant importé dans les mitochondries des cellules de tabac transformées, son activité de clivage de sa cible, c'est-à-dire la séquence codante éditée de l'ARNm atp9 de tabac (SEQ ID NO : 32), dans les organelles in vivo a été analysée. Pour cela, le taux d'ARNm atp9 a été déterminé par RT-PCR quantitative (qRT-PCR) dans les ARN de cellules de tabac induites et non induites à l'cestradiol, transformées ou non transformées. La transcription inverse a été effectuée avec l'amorce 5'-GCAAACGATGCAATAGCTTCGGT-3' (SEQ ID NO : 33) et a réaction de PCR avec la même amorce couplée à l'amorce directe 5'-TGCTACAATTGCTTCAGCGGGA-3' (SEQ ID NO : 34). L'ARNm nucléaire codant pour l'actine et l'ARNm mitochondrial codant pour la protéine ribosomique RPL2 ont servi de références. Ils ont été amplifiés par qRT-PCR avec les couples d'amorces 5'-CGAAGAATTGCATGAGGAAGGGC-3' (directe) (SEQ ID NO : 35) - 5'-GCCAGTGGCCGTACAACAGGT-3' (réverse) (SEQ ID NO: 36) et 5'- CTTGCCCGCTTCCAATTGATG-3' (directe) (SEQ ID NO: 37) - 5'-CTGCCAAGCCGATAGGCGAA-3' (réverse) (SEQ ID NO : 38). Les résultats, représentés à la Figure 6, ont montré que le taux d'ARNm atp9 dans les cellules induites à l'oestradiol et exprimant l'ARN tRzatp9-L-PKTLS était réduit de 80% (+/-9%) par rapport à des cellules induites à l'cestradiol et n'exprimant pas l'ARN tRzatp9-L-PKTLS, démontrant l'invalidation dirigée ("knockdown") d'un ARNm mitochondrial dans des cellules de plantes. Des analyses complémentaires par extension d'amorce fluorescente (FLOE (� Fluorescently labelled Oligonucleotide Extension � ou FLOE) (LLOYD et al., 2005, J Microbiol Methods, 60, 291-298) ont été effectuées avec les ARN des cellules de tabac transformées avec le plasmide pER8-tRzatp9LPKTLScHDV et induites ou non induites à l'cestradiol, afin de déterminer si la réduction du taux d'ARNm atp9 était bien due au clivage spécifique du site ciblé (SEQ ID NO : 32) par le trans-ribozyme tRzatp9. Les réactions ont été faites avec l'amorce 5'- CTAACGGACTTAGAATACGAATAAGAT-3' (SEQ ID NO : 39) marquée en 5' avec le 30 fluorophore ROX. Les résultats sont représentés à la Figure 7. Ces essais ont mis en évidence deux produits communs aux échantillons de cellules induites et non induites, un ARN de 357 nucléotides correspondant probablement à un transcrit initial et un ARN de 244 nucléotides correspondant à l'ARN mature, mais aussi un ARN de 168 nucléotides spécifique des cellules induites et correspondant au produit de clivage 3' de l'ARNm atp9 par le trans-ribozyme tRzatp9 importé dans les mitochondries. Ces résultats montrent donc qu'un trans-ribozyme associé à la séquence PKTLS du TYMV est fonctionnel dans les mitochondries des cellules de plantes et clive spécifiquement sa cible. 4) Phénotype induit par l'invalidation de l'ARNm atp9 mitochondrial résultant du clivage par l'ARN tRzatp9-L-PKTLS importé Des essais de synthèse protéique in organello ont été effectués avec des mitochondries extraites des cellules de tabac transformées avec le plasmide pER8- tRzatp9LPKTLScHDV et induites ou non induites à l'oestradiol. En accord avec l'invalidation de l'ARNm atp9, la traduction de la protéine ATP9 était réduite en moyenne de 30% dans les mitochondries des cellules induites par rapport à celles des cellules non induites (voir Figure 8). L'activité respiratoire des mitochondries isolées des cellules induites était réduite dans des proportions similaires, tant au stade IV qu'au stade III (voir Figure 9). Enfin, les cellules transformées avec le plasmide pER8-tRzatp9LPKTLScHDV et induites à l'oestradiol présentaient un retard de croissance (voir Figure 10). EXEMPLE II : UTILISATION DE LA SEQUENCE PKTLS DU TYMV POUR IMPORTER DANS LES MITOCHONDRIES DES CELLULES DE PLANTES UN TRANS-RIBOZYME A TETE DE MARTEAU DIRIGE CONTRE L'ARN MITOCHONDRIAL mncl Dans le génome mitochondrial d'Arabidopsis thaliana (numéro d'accession gi:26556996 dans la base de données GENBANK), la séquence codant pour l'ARN mncl (nucléotides 159350-159643 en antisens) se trouve dans une longue région intergénique entre le gène mttB (orfX) et l'exon 1 du gène nad4, en orientation antisens par rapport à ces gènes de protéines. La Figure 11 (SEQ ID NO : 40) montre les éléments de l'ARN recombinant (polyribonucléotide) permettant d'importer dans les mitochondries des cellules de plantes un trans-ribozyme à tête de marteau dirigé contre l'ARN mitochondrial mncl. Le trans-ribozyme à tête de marteau dirigé contre l'ARN mncl (tRzmnc1) est associé à la séquence PKTLS du TYMV par l'intermédiaire d'une séquence de liaison (L) spécifique élaborée par bioinformatique avec l'aide du logiciel MFOLD. 1. Validation in vitro de l'activité Crans-ribozyme de l'ARN tRzmncl-LPKTLS Avant d'initier la démarche in vivo, la fonctionnalité du système transribozyme/cible a été établie in vitro, comme précédemment (cf: Exemple I), pour vérifier l'activité du ribozyme et la conservation de cette activité après association avec la séquence PKTLS du TYMV. 1) Constructions de gènes L'ARN-cible (SEQ ID NO: 41) et l'ARN tRzmncl-L-PKTLS ont été synthétisés par transcription in vitro à partir d'un produit PCR. La séquence d'ARN mitochondrial mncl d'A. thaliana (SEQ ID NO : 41) utilisée comme cible du trans-ribozyme tRzmnc1, a été amplifiée par PCR à partir d'ADN d'A. thaliana avec l'amorce directe 5'-AGCAAGAATTCGAATTGTAATACGACTCACTATAGGTGCTTTGCTCGCTCCGAC-3' (SEQ ID NO : 42) portant le promoteur de l'ARN polymérase du phage T7 (souligné) et l'amorce réverse 5'-GTACAGAATTCGTGACGTCTCTTGCTGGG-3' (SEQ ID NO : 43). La matrice ADN pour la synthèse de l'ARN tRzmnc 1 -L-PKTLS (SEQ ID NO : 40) a été assemblée par deux réactions de PCR consécutives, en partant du plasmide pCKSPTYPKTLScHDV (décrit ci-dessus) renfermant la séquence PKTLS du TYMV, la première avec les amorces 5'- GAGCTTTTGCGAAACTGGCCACTTGCCTATAGCACAATCTATTCATGAACAATAG AAGATACACTTCCACCTAAGTTCTCG-3' (SEQ ID NO : 44) et de séquence SEQ ID NO : 10, la deuxième avec les amorces 5'-AGCAAGAATTCGAATTGTAATACGACTCACTATAGGAATCCAGCCTGATGAGCTT TTGCGAAACTGGCC-3' (SEQ ID NO : 45) (promoteur de l'ARN polymérase du phage T7) et de séquence SEQ ID NO : 10. 2) Tests de clivage in vitro Afin de pouvoir visualiser son clivage, l'ARN-cible mncl a été synthétisé in vitro sous une forme radioactive. Il a ensuite été incubé avec l'ARN tRzmncl-L-PKTLS synthétisé à partir de la matrice PCR ou avec un ARN synthétique (commandé chez Sigma- Aldrich) correspondant strictement à la séquence du trans-ribozyme tRzmnc1 (5'-AAUCCAGCCUGAUGAGCUUUUGCGAAACUGGCC-3' ; SEQ ID NO : 46). La réaction a été testée en présence de concentrations de MgCl2 susceptibles d'être retrouvées in vivo (IGAMBERDIEV and KLECZKOWSKI, 2001, Biochem J., 360, 225-231). Les tests in vitro ont montré que le trans-ribozyme tRzmncl tel qu'il a été conçu était capable de cliver sa cible dans des conditions de MgCl2 réduites (Figure 12A) et que son activité était conservée dans les mêmes conditions une fois qu'il était associé à la séquence PKTLS du TYMV par l'intermédiaire de la séquence de liaison spécifique L dans l'ARN tRzmncl-L-PKTLS (Figure 12B). II. Clivage de l'ARN mncl dans les mitochondries des cellules de plantes in vivo 1) Construction de gènes La séquence complète d'ADN (SEQ ID NO : 47) contenant les séquences exprimant le trans-ribozyme tRzmnc1, la séquence de liaison L, la séquence PKTLS du TYMV et le cis-ribozyme cHDV a été assemblée par amplification PCR à partir du plasmide pCK-SPTYPKTLScHDV (voir Exemple I) avec l'amorce directe 5'-GTACAAAGCTTAATCCAGCCTGATGAGCTTTTGCGAAAC TGGCCACTTGCCTATA GCACAATCTATTCATGAACAATAGAAGATACACTTCCACCTAAGTTCTCG-3'(SEQ ID NO : 48) (site Hindlll souligné) et l'amorce réverse de séquence SEQ ID NO : 14. Le fragment obtenu a été introduit dans le plasmide pUCAP (VAN ENGELEN et al., 1995, Transgenic Res. 4, 288-290) entre les sites Hind1111 et EcoRI, puis ré-excisé avec les enzymes Ascl et Pacl et finalement cloné entre les sites Asc1 et Pacl du plasmide pER8 (ZUO et al., 2000, Plant 1, 24, 265-273), générant le plasmide pER8-tkzmnclLPKTLScHDV. La construction a été ainsi insérée dans le plasmide pER8 dans la cassette d'expression sous contrôle du promoteur XVE inductible à l'oestradiol. 2) Transformation génétique des plantes Le plasmide final pER8-tRzmnc1LPKTLScHDV a été utilisé pour transformer des inflorescences d'A. thaliana par l'intermédiaire d'A. tumefaciens ("floral dip", CLOUGH and BENT, 1998, Plant J., 16, 735-743). Des graines ont été récoltées pour le génotypage. EXEMPLE III : UTILISATION DE LA SEQUENCE PKTLS DU TYMV POUR IMPORTER DANS LES MITOCHONDRIES DES CELLULES DE PLANTES UN TRANS-RIBOZYME A TETE DE MARTEAU DIRIGE CONTRE L'ARN MITOCHONDRIAL or78 Un transcrit de 4,3 kb (numéro d'accession gi:14582613 dans la base de données GENBANK) de fonction inconnue et portant une phase de lecture ouverte non traduite (orf78) a été caractérisé antérieurement dans les mitochondries de pomme de terre (Solanum tuberosum) (SIQUEIRA et al., 2001, Biochim Biophys Acta, 1520, 203-211). Une partie de ce transcrit située hors de 1'ORF (Open Reading Frarne) est conservée dans des régions intergéniques des génomes mitochondriaux d'autres espèces comme A. thaliana ou Brassica campestris en orientation antisens par rapport à des gènes connus. Une stratégie trans-ribozyme a été développée contre le transcrit de S. tuberosum (or78). La Figure 13 (SEQ ID NO : 49) montre les éléments du polyribonucléotide (ARN recombinant) élaboré pour cette stratégie. Le trans-ribozyme à tête de marteau dirigé contre l'ARN or78 (tRzor78) est associé à la séquence PKTLS du TYMV par l'intermédiaire d'une séquence de liaison (L) spécifique élaborée par bioinformatique avec l'aide du logiciel MFOLD. I. Validation in vitro de l'activité trans-ribozyme de l'ARN tRzor78-L- PKTLS La fonctionnalité du système trans-ribozyme/cible a été établie in vitro, comme précédemment (cf. Exemple I), pour vérifier l'activité du ribozyme et la conservation de cette activité après association avec la séquence PKTLS du TYMV. 1) Constructions de gènes L'ARN-cible (SEQ ID NO : 50) et l'ARN tRzor78-L-PKTLS (SEQ ID NO : 49) ont été synthétisés par transcription in vitro à partir d'un produit PCR. La séquence d'ARN mitochondrial or78 de Solanum tuberosum (correspondant: aux nucléotides 987-1490, orientation sens dans la séquence identifiée sous le numéro d'accession gi:14582613 dans la base de données GENBANK ; SEQ ID NO : 50) utilisée comme cible du trans-ribozyme tRzorz78 a été amplifiée par PCR à partir d'ADN mitochondrial de S. tuberosum avec l'amorce directe 5' - AGCAAGAATTCGAATTGTAATACGACTCACTATAGGCCGATCTCAAGCTGGATG- 3' (SEQ ID NO : 51) portant le promoteur de l'ARN polymérase du phage T7 (souligné) et l'amorce réverse 5'-GTACAGAATTCTTATCAACTCATAATAAGTAAGGC-3' (SEQ ID NO : 52). La matrice ADN pour la synthèse de l'ARN tRzor78-L-PKTLS (SEQ ID NO : 49) a été assemblée par deux réactions de PCR consécutives, en partant du plasmide pCKSPTYPKTLScHDV (décrit ci-dessus) renfermant la séquence PKTLS du TYMV, la première avec les amorces 5'- ATGAGCTTTTGCGAAACGTTGTGACCAGCAGCTGCCAGTAACACACCTACGTGCG CTGCCAAACACTTCCACCTAAGTTCTCG-3' (SEQ ID NO : 53) et de séquence SEQ ID NO : 10, la deuxième avec les amorces 5'-AGCAAGAATTCGAATTGTAATACGACTCACTATAGGCCTATGTCCTGATGAGCTT TTGCGAAACGTTGT-3' (SEQ ID NO : 54) (promoteur de l'ARN polymérase du phage T7 souligné) et de séquence SEQ ID NO : 10. 2) Tests de clivage in vitro Afin de pouvoir visualiser son clivage, l'ARN-cible or78 a été synthétisé in vitro sous forme radioactive. Il a ensuite été incubé avec l'ARN tRzor78-L-PKTLS synthétisé à partir de la matrice PCR ou avec un ARN synthétique (commandé chez Sigma-Aldrich) correspondant strictement à la séquence du trans-ribozyme tRzor78 (5'-CCUAUGUCCUGAUGAGCUUUUGCGAAACGUUGU-3') (SEQ ID NO : 55). La réaction a été testée en présence de concentrations de MgC12 susceptibles d'être retrouvées in vivo (IGAMBERDIEV and KLECZKOWSKI, 2001, cité ci-dessus). Les tests in vitro ont montré que le trans-ribozyme tRzor78 était capable de cliver sa cible dans des conditions de MgC12 réduites (Figure 14A) et que son activité était conservée dans les mêmes conditions une fois qu'il était associé à la séquence PKTLS du TYMV par l'intermédiaire de la séquence de liaison spécifique L dans l'ARN tRzor78-LPKTLS (Figure 14B). II. Clivage de l'ARN or78 dans les mitochond ries des cellules de plantes in vivo 1) Construction de gènes La séquence d'ADN (SEQ ID NO: 56) exprimant le trans-ribozyme tRzor78, la séquence de liaison L, la séquence PKTLS du TYMV et le cis-ribozyme cHDV 15 est assemblée par amplification PCR à partir du plasmide pCK-SPTYPKTLScHDV (voir Exemple I) avec l'amorce directe 5'-GTACAAAGCTTCCTATGTCCTGATGAGCTTTTGCGAAACGTTGTGACCAGCAGCT GCCAGTAACACACCTACGTGCGCTGCCAAACACTTCCACCTAAGTTCTCG-3'(SEQ ID NO : 57) (site Hindlll souligné) et l'amorce réverse de séquence SEQ ID NO : 14. Le 20 fragment obtenu est introduit dans le plasmide pUCAP (VAN ENGELEN et al., 1995, cité ci-dessus) entre les sites Hindllll et EcoRI, puis ré-excisé avec les enzymes Ascl et Pacl et finalement cloné entre les sites Ascl et Pacl du plasmide pER8 (ZUO et al., 2000, cité ci-dessus), générant le plasmide pER8-tRzor78LPKTLScHDV. La construction est ainsi insérée dans le plasmide pER8 dans la cassette d'expression sous contrôle du promoteur XVE 25 inductible à l'oestradiol. 2) Transformation génétique des plantes Le plasmide final pER8-tRzor78LPKTLScHDV est utilisé pour transformer des sections internodales de S. tuberosum par l'intermédiaire d'A. tumefaciens (MILLAM, 2006, Methods Mol. Biol., 344, 25-36.). 10 30 REVENDICATIONS1. Polyribonucléotide comprenant, de son extrémité 5' vers son extrémité 3', un ribozyme (trans-ribozyme) dirigé contre un ARN mitochondrial de plante et une structure en forme d'ARNt aminoacylable par la valine. 2. Polyribonucléotide selon la revendication 1, caractérisé en ce que ledit trans-ribozyme et ladite structure en forme d'ARNt aminoacylable par la valine sont séparés par une séquence ARN de liaison. 3. Polyribonucléotide selon la revendication 1 ou la revendication 2, caractérisé en ce que ledit trans-ribozyme ou ladite séquence ARN de liaison et ladite structure en forme d'ARNt aminoacylable par la valine sont séparés par une structure en pseudo-noeud. 4. Polyribonucléotide selon l'une quelconque des revendications 1 à 3, caractérisé en ce que le dernier nucléotide en position 3' de ladite structure en forme d'ARNt aminoacylable par la valine est une adénine. 5. Polyribonucléotide selon l'une quelconque des revendications 1 à 4, caractérisé en ce que ladite structure en forme d'ARNt aminoacylable par la valine, contenant optionnellement une adénine en position 3', est associée en position 3' à un ribozyme autoclivable en cis en position 5' (cis-ribozyme). 6. Polyribonucléotide selon l'une quelconque des revendications 1 à 5, caractérisé en ce que l'ARN mitochondrial de plante est choisi parmi l'ARN messager du gène atp9, l'ARN mncl et l'ARN or78. 7. Polyribonucléotide selon l'une quelconque des revendications 1 à 6, caractérisé en ce ledit trans-ribozyme est un trans-ribozyme à tête de marteau. 8. Polyribonucléotide selon l'une quelconque des revendications 1 à 7, caractérisé en ce que ladite structure en forme d'ARNt aminoacylable par la valine et/ou ladite structure en pseudo-noeud sont celles contenues dans le génome d'un virus, de préférence d'un Tymovirus. 9. Polyribonucléotide selon la revendication 8, caractérisé en ce que le 30 Tymovirus est le Turnip yellow mosaic virus (TYMV). 10. Polyribonucléotide selon l'une quelconque des revendications 5 à 9, caractérisé en ce que ledit cis-ribozyme est issu du génome d'un virus, de préférence d'un Hepatitis Delta virus (HDV). 11. Polyribonucléotide selon la revendication 9, caractérisée en ce qu'il est choisi parmi les séquences SEQ ID NO : 2, 40 et 49. 12. Polydésoxyribonucléotide exprimant un polyribonucléotide selon l'une quelconque des revendications 1 à 11. 13. Polydésoxyribonucléotide selon la revendication 12, caractérisé en ce qu'il est choisi parmi les séquences SEQ ID NO : 1, 47 et 56. 14. Utilisation d'une structure en forme d'ARNt aminoacylable par la valine telle que définie à l'une quelconque des revendications 1, 8 et 9, pour importer dans les mitochondries des cellules de plantes un trans-ribozyme dirigé contre un ARN mitochondrial de plante. 15. Cassette d'expression recombinante, caractérisée en ce qu'elle comprend un polydésoxyribonucléotide selon la revendication 12 ou la revendication 13 sous le contrôle d'un promoteur transcriptionnel approprié, de préférence un promoteur fonctionnel dans les cellules de plantes. 16. Cassette d'expression selon la revendication 15, caractérisée en ce que ledit promoteur est un promoteur inductible ou un promoteur spécifique du pollen et/ou des anthères. 17. Vecteur recombinant, caractérisé en ce qu'il comprend un polydésoxyribonucléotide selon la revendication 12 ou la revendication 13 ou une cassette d'expression selon l'une quelconque des revendications 15 et 16. 18. Cellule hôte, caractérisée en ce qu'elle comprend une cassette d'expression selon l'une quelconque des revendications 15 et 16 ou un vecteur recombinant selon la revendication 17. 19. Cellule hôte selon la revendication 18, caractérisée en ce qu'elle est une cellule de plante. 20. Plante génétiquement transformée par au moins un polydésoxyribonucléotide selon la revendication 12 ou la revencication 13 ou une cassette d'expression selon l'une quelconque des revendications 15 et 16. 21. Procédé d'obtention d'une plante transgénique possédant une stérilité mâle cytoplasmique, caractérisé en ce qu'il comprend les étapes suivantes : a) obtenir une cellule de plante comprenant une cassette d'expression telle que définie à la revendication 15 ou 16 qui comprend une séquence exprimant un ribozyme à tête de marteau dirigé contre l'ARNm atp9, etb) régénérer à partir de la cellule de plante obtenue à l'étape a) une plante transgénique exprimant ledit ribozyme à tête de marteau dirigé contre l'ARNm atp9. 22. Plante transgénique susceptible d'être obtenue par le procédé selon la revendication 21.