Brevet FR2943915A1 — publié le 20101008

La présente invention est relative à l'utilisation d'un fragment d'adhésine de bartonnelle pour la préparation de vaccins. Les bartonnelles (Bartonella) sont des bactéries à Gram-négatif, qui infectent différents mammifères, dont l'homme. Vingt-cinq espèces de bartonnelles ont été décrites à l'heure actuelle, dont quatorze pathogènes pour l'homme et les animaux. Ce sont des bactéries intracellulaires facultatives, à tropisme principalement intra-érythrocytaire. Chaque espèce de Bartonella possède un hôte réservoir naturel, chez lequel elle induit une bactériémie au long cours. Ce réservoir permet à l'agent pathogène de proliférer, et représente une source d'infection à long terme. Dans un grand nombre de cas, l'infection chez le réservoir naturel demeure asymptomatique. Cependant, elle peut parfois induire une affection grave, comme c'est par exemple le cas pour B. bacilliformis et B. quintana chez l'homme, qui constitue leur réservoir naturel. Au cours de leur cycle, les Bartonella peuvent également infecter des hôtes dits accidentels. Chez ces hôtes accidentels, la bactérie n'induit pas de bactériémie détectable au long cours, mais est souvent à l'origine de manifestations cliniques. La transmission des Bartonella d'un hôte à un autre s'effectue essentiellement par l'intermédiaire d'arthropodes hématophages vecteurs, notamment des phébotomes, des poux, des puces et des tiques. Parmi les espèces pathogènes pour l'homme on citera notamment Bartonella bacilliformis, responsable de la fièvre d'Oroya, Bartonella quintana, responsable de la fièvre des tranchées, et Bartonella henselae, principal agent causal de la maladie des griffes du chat (MGC). B. henselae est la plus importante en termes de nombres de cas humains. La contamination de l'homme (hôte accidentel) à partir du chat (hôte réservoir naturel) s'effectue principalement par l'intermédiaire de déjections d'arthropodes infectés inoculées soit par morsure ou griffure, soit par frottement de l'oeil après avoir caressé un chat (syndrome oculo-ganglionnaire de Parinaud). Sous sa forme classique, la MGC est une affection peu grave. Elle se manifeste par une adénopathie pouvant persister plusieurs mois et qui peut faire évoquer un lymphome, un réticulosarcome ou d'autres maladies tumorales. Des manifestations cliniques inhabituelles beaucoup plus graves sont observées dans 10 % des cas. En outre, chez les individus immunodéprimés, l'infection à B. henselae se traduit par des formes cliniques graves telles que l'angiomatose bacillaire ou la péliose bacillaire. Chez l'homme, les traitements de la MGC actuellement disponibles reposent sur l'administration d'antibiotiques (érythromycine et doxycycline, éventuellement utilisées en association avec de la rifampicine ou de la gentamicine), pendant une longue durée. Ces traitements ne permettent toutefois pas toujours de raccourcir la durée d'évolution de la maladie, et il ne doivent être utilisés que dans les cas graves. Pour prévenir la transmission à l'homme, il a été envisagé de traiter l'infection à B. henselae chez l'hôte réservoir. Toutefois, de traitement des infections demeure aléatoire et ne permet généralement pas une éradication définitive des bartonelles. Les mesures préventives consistent essentiellement à lutter contre les arthropodes vecteurs, principalement afin de prévenir l'infection des hôtes réservoirs. En effet, à l'heure actuelle, il n'existe pas de vaccins efficaces. Bien que des antigènes immunodominants de B. henselae induisant une forte réponse immunitaire, aient été identifiés, cette réponse n'apparaît pas suffisante pour prévenir la persistance de la bactériémie (CHENOWETH et al., Infection and Immunity, 72, 3097-3105, 2004). Les mécanismes de cette persistance sont actuellement mal connus. Selon le modèle le plus généralement admis, il semble qu'immédiatement après l'infection, les bartonelles colonisent une niche primaire qui pourrait être les cellules endothéliales vasculaires ou les cellules progénitrices hématopoïétiques. Les bactéries restent dans cette niche pendant environ 5 jours, au cours desquels elles deviendraient compétentes pour induire une bactériémie, puis colonisent le sang, où elles se lient aux érythrocytes, y pénètrent, s'y multiplient et y persistent jusqu'à la mort naturelle du globule rouge infecté. Ce mode d'infection leur permettrait d'échapper à la réponse immunitaire de l'hôte. Les mécanismes moléculaires de l'infection des globules rouges sont très peu connus. Deux loci ont été identifiés, codant des protéines qui semblent avoir un rôle dans l'association de Bartonella avec les érythrocytes. Le premier est le gène ialB. En l'absence de production de la protéine qui lui est associée, l'efficacité d'invasion des érythrocytes par B. bacilliformis est diminuée de 50% (COLEMAN et al, Infect Immun, 69, 4373-4381, 2001). Le second comprend un opéron codant un système de sécrétion de type IV, dont le rôle dans l'adhésion de Bartonella aux globules rouges a été récemment suggéré (DEHIO, Cell Microbiol, 10, 1591-1598, 2008). La majorité des études réalisées sur l'identification de la niche primaire se focalisent sur l'interaction des Bartonella avec les cellules endothéliales. Cet intérêt particulier est dû à la capacité des Bartonella à induire une vasoprolifération. Plusieurs gènes, en relation avec l'étape précoce de l'infection et/ou les interactions avec les cellules endothéliales, ont été mis en évidence. Il s'agit principalement des gènes codant le système de sécrétion de Type IV VirB/D4, ensemble de protéines présentes chez de nombreuses bactéries Gram-négatif intra-cellulaires qui sont impliquées dans le transport de molécules effectrices (protéines, peptides, ADN) de la bactérie vers la cellule cible eucaryote (CHRISTIE et al, Annu Rev Microbiol 59, 451-85, 2005). Chez Bartonella, ce système de sécrétion de type IV permet la libération de protéines effectrices (Bep pour Bartonella-effector Proteins) dans le cytoplasme des cellules endothéliales infectées, et est responsable de la plupart des phénotypes associés à l'invasion des cellules par Bartonella (SCHMID et al, Mol Microbiol, 52, 81-92, 2004 ; DEHIO, Cell Microbiol, 10, 1591-1598, 2008). La protéine de choc thermique GroEL est aussi sécrétée par Bartonella et joue un rôle dans l'activation et la prolifération des cellules endothéliales (SMITHERMAN 5 & MINNICK, Ann N Y Acad Sci, 1063, 286-298, 2005). Des adhésines autotransporteurs trimériques (trimeric autotransporter adhesins :TAAs), apparentées à l'adhésine YadA de Yersinia, ont également un rôle essentiel dans l'adhésion de la bactérie aux cellules endothéliales, et dans l'induction de la vasoprolifération. Ces adhésines ont été mises en évidence chez B. quintana (Vomp, pour 10 Variable Outer Membrane Protein ; VompA :GenBank AAU14841 ; VompB : GenBank AAU14842 ; VompC : GenBank AAU14839 ; VompD : GenBank AAU14838 ; ZHANG et al, Proc Natl Acad Sci U S A, 101, 13630-13635, 2004), chez B. henselae (BadA, pour Bartonella Adhesin A ; GenBank AAT69970 ; RIESS et al, J Exp Med 200, 1267-1278, 2004), chez B. vinsonii arupensis (Brp, pour Bartonelle Repeat Protein ; BrpA : GenBank 15 AAU44779 ; BrpB : GenBank AAU44778 ; BrpC : GenBank AAU44777 ; GILMORE et al., Infect Immun, 73, 3128-3136, 2005), chez B. bacilliformis (BadA ;GenBank NC 008783.1), et chez B . tribocorum (BadA ; GenBank NC_010161.1, Saenz et al., 2007). Les TAAs de Bartonella ont en commun la même structure �tête-tige- 20 ancrage �, caractéristique des TAAs (SZCZESNY & LUPAS, Bioinformatics, 24, 1251-1256, 2008). Cette structure, qui est schématisée sur la Figure 1, est composée d'une � tête � extracellulaire portée par un module répétitif � tige �, l'ensemble étant ancré dans la membrane bactérienne par un domaine d'ancrage. La tête représente le domaine fonctionnel majeur de la protéine, responsable notamment de l'adhésion aux cellules 25 cibles ; la tige permet la présentation de la tête à l'extérieur de la membrane cellulaire, et le domaine d'ancrage permet l'export de l'adhésine, et son attachement à la surface bactérienne une fois l'export effectué. Le domaine d'ancrage est très conservé chez les TAAs au niveau de la séquence primaire, et représente une signature caractéristique de cette famille. Les domaines tête et tige divergent beaucoup plus d'une TAA à l'autre quant 30 à leur séquence primaire, mais possèdent néanmoins des caractéristiques structurelles communes permettant de les identifier. Chez les Bartonella, il a été montré que les TAAs ont un rôle dans l'autoagglutination bactérienne, dans l'adhésion in vitro de la bactérie aux cellules endothéliales vasculaires et au collagène, dans la re-programmation pro-angiogénique via 35 l'activation du facteur de transcription HIF-1 (Hypoxia inducible factor), et dans l'induction de la bactériémie (ZHANG et al, 2004, RIESS et al, 2004, précités ; MACKICHAN et al., Infect Immun 76, 788-795 2008). Il a également été montré que le domaine �tête � jouait un rôle crucial dans ces fonctions de virulence (KAISER et al., Cell Microbiol, 10, 2223-2234, 2008). Les Inventeurs ont mis en évidence chez Bartonella birltesii, espèce infectant la souris, un gène (dénommé ci-après BadA) codant pour une TAA homologue des TAAs Vomp A-D de B. quintana, BadA de B. henselae, et Brp de B. vinsonii arupensis. Ils ont constaté que la protéine BadA codée par ce gène était essentielle à l'induction de la bactériémie chez la souris. Ils ont en outre montré qu'alors que des souches sauvages de B. birtlesii étaient résistantes au complément de leur hôte réservoir naturel (la souris), l'inactivation du gène BadA rendait B. birtlesii sensible au complément de souris. Ils ont recherché quelle était la région de la protéine BadA responsable de son activité anti-complémentaire, et ont constaté qu'il s'agissait de la région tige-ancrage. Ils ont enfin constaté qu'un polypeptide recombinant � tige-ancrage � était immunogène, que des anticorps dirigés contre ce polypeptide inhibaient in vivo l'activité anticomplémentaire de la protéine BadA, et que l'immunisation de souris à l'aide de ce polypeptide induisait in vivo une inhibition de la bactériémie, et une protection des animaux contre l'infection par B. birtlesii. L'activation du complément est un moyen de défense de l'organisme pour éliminer les bactéries qui circulent dans le sang. La résistance de B. birtlesii au complément, et le fait que l'abolition de cette résistance s'accompagne d'un défaut d'induction de la bactériémie permettent de conclure que cette résistance joue un rôle important dans l'établissement et la persistance de l'infection par Bartonella. L'identification de la région tige-ancrage de la protéine BadA comme déterminant de cette résistance au complément fait de cette région une cible vaccinale privilégiée. En conséquence la présente invention a pour objet un polypeptide comprenant le domaine tige et le domaine d'ancrage d'une adhésine autotransporteur trimérique de Bartonella dotée d'activité anti-complémentaire, et dépourvu du domaine tête de ladite adhésine, et son utilisation comme médicament. Plus spécifiquement la présente invention a pour objet l'utilisation d'un polypeptide comprenant le domaine tige et le domaine d'ancrage d'une adhésine autotransporteur trimérique de Bartonella dotée d'activité anti-complémentaire, et dépourvu du domaine tête de ladite adhésine, pour l'obtention d'une composition immunogène induisant des anticorps inhibiteurs de ladite activité anti-complémentaire. Avantageusement, ledit polypeptide est choisi parmi : - un polypeptide de séquence SEQ ID NO: 1, qui comprend le domaine 35 tige et le domaine d'ancrage de la protéine BadA de B. birtlesii ; - un polypeptide comprenant le domaine tige et le domaine d'ancrage de l'une quelconque des protéines Vomp A-D de B. quintana ; - un polypeptide comprenant le domaine tige et le domaine d'ancrage de la protéine BadA de B. henselae ; - un polypeptide comprenant le domaine tige et le domaine d'ancrage de l'une quelconque des protéines BrpA-C de B. vinsonii arupensis ; - un polypeptide comprenant le domaine tige et le domaine d'ancrage de la protéine BadA de B. bacilliformis ; - un polypeptide comprenant le domaine tige et le domaine d'ancrage de la protéine BadA de B . tribocorum. Le domaine tige et le domaine d'ancrage d'une adhésine autotransporteur trimérique peuvent être aisément identifiés par l'homme du métier à partir de la séquence polypeptidique disponible de ladite adhésine, par des méthodes bioinformatiques connues en elles-mêmes, notamment à l'aide du serveur d'annotation spécialisé daTAA (SZCZESNY & LUPAS, 2008, précité). A titre d'exemples : - dans le cas de la protéine BadA de B. birtlesii, le domaine tige correspond aux acides aminés 1-1305, et le domaine d'ancrage aux acides aminés 1306-1393 du polypeptide SEQ ID NO: 1 ; - dans le cas de la protéine BadA de B. henselae, le domaine tige correspond aux acides aminés 357-1637 et le domaine d'ancrage aux acides aminés 1638-20 1725 du polypeptide GenBank YP_033004 ; Le polypeptide utilisé peut être issu d'une adhésine autotransporteur trimérique de l'espèce de Bartonella dont on souhaite inhiber l'activité anticomplémentaire. Toutefois, il pourrait également être issu d'une autre espèce. En effet, il existe des réactions antigéniques croisées au niveau des régions tige-ancrage de TAAs 25 issues de différentes espèces de Bartonella, qui reflètent, malgré les différences pouvant exister au niveau des séquences primaires de ces régions, leur parenté au niveau des structures secondaires et tertiaires. Selon un mode de mise en oeuvre préféré de la présente invention ledit polypeptide est utilisé pour l'obtention d'un vaccin anti-Bartonella. Avantageusement, 30 ledit vaccin est destiné à prévenir l'établissement de la bactériémie par une espèce de Bartonella chez un hôte au complément duquel ladite espèce est résistante. La présente invention sera mieux comprise à l'aide du complément de description qui va suivre, qui se réfère à des exemples non-limitatifs illustrant les propriétés anti-complémentaires de la région tige-ancrage de la protéine BadA de B. 35 birtlesii et l'utilisation de cette région comme antigène vaccinal. EXEMPLE 1 : MISE EN EVIDENCE DE L'EXISTENCE D'UNE RESISTANCE AU COMPLEMENT CHEZ BARTONELLA SP. La résistance de différentes espèces de Bartonella envers le complément d'espèces de mammifères hôtes naturels ou non permissifs a été testée. B. alsatica (IBS 382T, CIP 105477T), B. birtlesii (IBS 135T, CIP 106691T), B. chomelii (A 828T, CIP 107869T), B. clarridgeiae ( ATCC 51734T), B. elizabethae (ATCC 49927T), B. henselae (Houston-I G5436T, ATCC 49882T), B. quintana (FullerT, ATCC VR-358T), B. tribocorum (IBS 506T, CIP 105476T), B. vinsonii subsp berkhoffii (ATCC 51672T), B. vinsonii subsp arupensis (ATCC 700727T) ont été mises en culture pendant 5 jours à 35°C en présence de 5% de CO2 sur des géloses Columbia contenant 5% de sang de mouton défibriné. Le sang des espèces animales utilisé dans les différents tests, a été prélevé à partir de souris OF1 (Laboratoires Charles River), de lapins (Animalerie ENVA), de chiens (Service Reproduction, ENVA), de chats (CRBM, ENVA) et d'humains (INTS, donneurs anonymes). Après prélèvement, le sang est placé à 4°C jusqu'à coagulation. Le sérum est séparé par centrifugation à 2000g pendant 10 min, aliquoté et conservé à -80°C jusqu'à utilisation. Pour chaque sérum, la présence d'activité hémolytique du complément a été confirmée par un test d'hémolyse basé sur l'utilisation d'érythrocytes de mouton et de sérum anti-érythrocytes de mouton. Pour les tests de résistance ou de sensibilité au complément, un échantillon a été décongelé dans la glace et immédiatement utilisé. Un sérum sans activité complémentaire a été préparé par incubation à 56°C pendant 30 min. Après 10 jours de culture sur gélose au sang, les différentes Bartonella ont été récoltées et mises en suspension dans du PBS à une concentration de 109 UFC/mL. Dix microlitres de la suspension bactérienne ont été ajoutées à 90 p 1 de sérum avec complément ou de sérum décomplémenté, dans une plaque 96 puits. Après 24 heures d'incubation à 35°C, une série de dilutions a été déposées sur gélose et le nombre d'UFC a été déterminé après 10 jours de culture. Les bactéries sont considérées comme sensibles au complément lorsque le nombre d'UFC après incubation dans du sérum décomplémenté est au moins 100 fois supérieur au nombre obtenu après incubation dans du sérum contenant du complément actif. Chaque test a été répété trois fois. Les résultats obtenus pour les espèces de Bartonella et les sérums des différentes espèces de mammifères testés sont présentés dans le Tableau I ci-après. Tableau I Espèce de Bartonella Sérum Chat Humain Chien Souris Lapin B. henselae R* R R R R B. clarridgeiae S* S S R S B. quintana R R* S R R B. vinsonii subsp. berkhoffii R S R* R S B. birtlesii R R R R* R B. vinsonii subsp. arupensis R R R R* R B. alsatica R S R R S* B. tribocorum R R R R S B. elizabethae R S R R S B. chomelli R R R R S * indique un hôte réservoir pour l'espèce de Bartonella concernée B. birtlesii, B. henselae et B. vinsonii subsp. arupensis sont résistantes à la fois au complément de leur hôte réservoir (souris pour B. birtlesii et B. vinsonii subsp arupensis ; chat pour B. henselae) et de leurs hôtes non permissifs. B. quintana et B. vinsonii subsp berkhoffii sont résistantes au sérum de leur hôte réservoir (Homme pour B. quintana et chien pour B. vinsonii subsp berkhoffii) et résistantes ou sensibles au sérum de leurs hôtes non permissifs. B. clarridgeiae et B. alsatica sont sensibles au complément de leur hôte réservoir, respectivement le chat et le lapin. EXEMPLE 2 : IDENTIFICATION ET CARACTERISATION D'UN MUTANT DE B. BIRTLESII SENSIBLE AU COMPLEMENT DE SOURIS. Des mutants de B. birtlesii (70D12, 5A4 et 5D10) ayant perdu la capacité à induire une bactériémie chez la souris ont été identifiés dans une banque de mutants obtenus par mutagénèse aléatoire par insertion d'un transposon à étiquette (MAVRIS et al, Ann N Y Acad Sei, 1063, 312-314, 2005). Le mutant 70D12 contient une mutation dans un gène homologue à l'adhésine trimérique autotransporteur BadA de B. henselae ; le mutant 5A4 contient une mutation dans gène codant une adhésine, et le mutant 5D10 contient une mutation dans un gène codant une protéine IaIB (Invasion associated locus B). La résistance de ces mutants au complément de souris a été testée comme décrit à l'Exemple 1 ci-dessus. Les résultats sont illustrés par la Figure 2. Les souches de B. birtlesii testées sont indiquées en abscisse, et le nombre d'UFC/ml en ordonnée. Ces résultats montrent que le nombre d'UFC du mutant 70D12 est significativement plus faible (P Les résultats sont illustrés par la Figure 4. Les conditions de test sont indiquées en abscisse, et le nombre d'UFC/ml en ordonnée. En présence de surnageant de culture de B. birtlesii ou de B. henselae et de sérum contenant du complément actif, le nombre d'UFC du mutant 70D 12 est similaire à celui de la souche sauvage. La survie en présence de complément du mutant 70D 12 est donc restaurée par le surnageant de culture, qu'il provienne de B. birltesii ou de B. henselae. EXEMPLE 4: EXPRESSION DE LA REGION TIGE-ANCRAGE DE LA PROTEINE BadA DE B. Birltesii La séquence codant la région tige-ancrage de la protéine BADA de B. birltesii a été amplifiée par PCR à partir de 5 �l d'une suspension d'ADN génomique d'une souche sauvage de B. birtlesii, à l'aide des amorces suivantes : BA-F : 5'- CACCTTTACTAAGCCAACCTATGAAT-3' (SEQ ID NO: 2) BA-R : 5'- TTTCAGCCTCAGAGTAATTCCTGC-3' (SEQ ID NO: 3). Les conditions de PCR sont les suivantes : une étape de dénaturation initiale à 98°C pendant 2 min, suivie par 30 cycles comprenant 10s de dénaturation à 98°C, 30s d'hybridation à 58°C, et 3 min d'extension à 72°C ; et une étape d'extension à 72°C pendant 10 min. Chaque amplification a été réalisée dans un volume total de 50 .il avec 0.5 �mol/�L de chaque amorce, 200 �M de chaque dNTP, 10 p.L de tampon PHUSION� HF 5x, 1 U d'ADN polymérase PHUSION� (FINNZYMES, Espoo, Finland) Cinq microlitres d'une suspension d'ADN génomique de B. birtlesii WT ont été amplifiés. Le produit d'amplification a été découpé à partir du gel d'agarose, puis purifié avec le kit NUCLEOSPIN EXTRACT II� (MACHEREY-NAGE1, Duren, Germany), et séquencé. Ce produit code un polypeptide de 1393 acides aminés, dont la séquence est représentée dans la liste de séquences en annexe sous le numéro SEQ ID NO: 1. Le produit PCR a été inséré dans le vecteur pET-TOPO� (INVITROGEN, Cergy Pontoise, France), qui a été utilisé pour transformer des cellules E. coli TOP 10�. Les bactéries transformées ont ensuite été suspendues dans 1 mL de milieu LB medium contenant 501.tg/L d'ampicilline. La présence de l'insert a été testée par PCR en utilisant les amorces BA-F and BA-R. Les transformants positifs ont été cultivés à 35°C, les plasmides extraits à l'aide du kit NucleoSpin� Plasmid QuickPure kit (Macherey-Nagel, Duren, Germany) et introduits dans des bactéries E. coli BL21 Star�, qui ont été cultivées jusqu'à une DO600 de 0,6. L'expression de la protéine recombinante a été induite par addition de 5 mM d'IPTG (isopropyl-beta-Dthiogalactopyranoside) (SIGMA), puis incubation pendant 3 heures. Les cellules bactériennes sont ensuite lysées par ajout de 5 mg/ml de lysozyme et par sonication (7 min-7 sec- 3 sec) et la protéine recombinante purifiée à l'aide du kit Protino� NiTED packed columns (Macherey-Nagel, Duren, Germany). EXEMPLE 5 : ACTIVITE ANTICOMPLEMENTAIRE DE LA REGION TIGE-5 ANCRAGE DE LA PROTEINE BadA DE B. birtlesii Afin de déterminer le rôle de la région tige-ancrage de la protéine BadA de B. birtlesii sur l'inhibition de l'activation du complément, la survie du mutant 70D 12 a été testée en présence de complément actif, et du polypeptide � tige-ancrage � recombinant. 10 Dix microlitres d'une suspension (1 x 109 UFC/mL) du mutant 70D12 de B. birtlesii ont été ajoutés à trente microlitres de lysat des bactéries E. coli BL21 Star exprimant la région tige-ancrage de la protéine BadA de B. birtlesii et 60 !al de sérum de souris contenant du complément actif, ou de sérum décomplémenté. Après 24 heures d'incubation, le nombre d'UFC est déterminé par une série de dilutions sur gélose au sang, 15 comme décrit à l'Exemple 1 ci-dessus. Les résultats sont illustrés par la Figure 5. Les conditions de test sont indiquées en abscisse, et le nombre d'UFC/ml en ordonnée. Ces résultats montrent que la région tige-ancrage de la protéine BadA de B. birtlesii suffit à restaurer la résistance au complément du mutant 70D 12. 20 La restauration de la résistance au complément du mutant 70D12 par le surnageant de culture de B. henselae (cf. Exemple 3 ci-dessus) suggère que des déterminants de résistance au complément sont conservés entre différentes espèces de Bartonella. Pour vérifier si ces déterminants conservés sont associés à la région tige-ancrage de la protéine BadA, l'activité anticomplémentaire de la région tige-ancrage de la 25 protéine BadA de B. birtlesii a été testée en présence d'un anticorps polyclonal obtenu par immunisation de lapins avec la protéine BadA de B. henselae (anticorps fourni par V. KEMPF, Institute of Medical Microbiology, Tuebingen, Allemagne). Cet anticorps a été utilisé dilué au 1/100 Les résultats sont illustrés par la Figure 6. Le nombre d'UFC/ml est 30 indiqué en ordonnée. Ces résultats montrent que l'effet anticomplémentaire de la région tige-ancrage de la protéine BadA de B. birtlesii est inhibé par des anticorps anti-BadA de B. henselae. Il apparaît donc que la structure responsable de l'activité anti-complémentaire est immunogène et qu'elle est conservée entre B. birtlesii et B. henselae. EXEMPLE 7 : EFFET PROTECTEUR DE LA REGION TIGE-ANCRAGE DE LA PROTEINE BadA DE B. Birltesii VIS-A-VIS DE L'INFECTION PAR B. BIRTLESH WT CHEZ LA SOURIS A JO, J7 et J14, des souris OF1 (n=5 par lot) ont été vaccinées par injection de 30 �l de région tige-ancrage recombinante purifiée comme décrit à l'Exemple 3, en présence de 70 �l d'adjuvant (Montanide�ISA70). Après 21 jours, les souris ont été infectées par B. birtlesii WT (10 �l d'une suspension bactérienne à DO 0,5). La bactériémie a été déterminée 14 jours après infection, et comparée à celle de souris non-immunisées ou immunisées avec de l'adjuvant seul et infectées par la même dose bactérienne. Les résultats sont illustrés par la Figure 7. Le nombre d'UFC/ml de sang est indiqué en ordonnée. Ces résultats montrent qu'après vaccination par la région tige-ancrage de la protéine BadA de B. birtlesii, la capacité de B. birltesii WT à induire une bactériémie chez les souris est fortement diminuée. REVENDICATIONS1) Utilisation d'un polypeptide comprenant le domaine tige et le domaine d'ancrage d'une adhésine autotransporteur trimérique de Bartonella dotée d'activité anticomplémentaire, et dépourvu du domaine tête de ladite adhésine, pour l'obtention d'une composition immunogène induisant des anticorps inhibiteurs de ladite activité anticomplémentaire. 2) Utilisation selon la revendication 1, caractérisée en ce que ledit polypeptide est choisi parmi : - un polypeptide de séquence SEQ ID NO: 1, qui comprend le domaine tige et le domaine d'ancrage de la protéine BadA de B. birtlesii ; - un polypeptide comprenant le domaine tige et le domaine d'ancrage de l'une quelconque des protéines Vomp A-D de B. quintana ; - un polypeptide comprenant le domaine tige et le domaine d'ancrage de la protéine BadA de B. henselae ; - un polypeptide comprenant le domaine tige et le domaine d'ancrage de l'une quelconque des protéines BrpA-C de B. vinsonii arupensis ; - un polypeptide comprenant le domaine tige et le domaine d'ancrage de la protéine BadA de B. tribocorum ; - un polypeptide comprenant le domaine tige et le domaine d'ancrage de la protéine Brp de B. 3) Utilisation selon la revendication 1 caractérisée en ce que ledit polypeptide est utilisé pour l'obtention d'un vaccin anti-Bartonella.