Brevet FR2915999A1 — publié le 20081114

La présente invention concerne l'utilisation de l'espèce Trichoderma atroviride contre les maladies des plantes, et plus particulièrement une nouvelle souche de Trichoderma atroviride, appelée AGR2, et son utilisation comme produit phytosanitaire destiné à la protection des cultures contre les maladies cryptogamiques, notamment pour la vigne. La nouvelle souche de Trichoderma atroviride AGR2 a été isolée d'un sol cultivé français et déposée auprès de la Collection Nationale des Cultures de Micro-organismes (CNCM) de l'Institut Pasteur sous le numéro 1-2738, le 19 octobre 2001. Les champignons du genre Trichoderma sont généralement utilisés comme produit de base pour de nombreuses préparations phytosanitaires, destinées au traitement des maladies cryptogamiques. Ainsi, le brevet FR 2 841 436 décrit une composition de micro-organismes utilisée pour combattre certaines maladies cryptogamiques touchant la vigne, telles que l'esca ou l'eutypiose. Cette composition est constituée d'un mélange d'une bactérie, d'une levure et d'un champignon, notamment une souche de Trichoderma. Le brevet FR 2 8694 832 décrit une souche particulière de Trichoderma harzanium constituant la base d'un produit phytosanitaire destiné à la lutte biologique de maladies cryptogamiques du bois de vigne, telles que l'esca ou l'eutypiose. La présente invention propose l'espèce Trichoderma atroviride ainsi qu'une nouvelle souche de Trichoderma atroviride, appelée AGR2, et leur utilisation, seule ou dans un produit phytosanitaire, pour la protection des cultures contre les maladies cryptogamiques, notamment pour la vigne contre les maladies du bois : - l'Esca, due à un complexe fongique, composé de deux catégories de champignons, les champignons pionniers (Eutypa tata, Phaemoniella chlamydospora, Phaeoacremonium aleophilum) et les champignons secondaires (Fomitiporia punctata, Stereum hirsutum), - le Black Dead Arm, dû à Botryosphaeria dothidea, B. stevensii, Botryophaeria spp, - l'Eutypiose causée par un seul champignon, Eutypa tata, pénétrant dans le bois à partir des plaies de taille, causant un dépérissement du bois, - et l'Excoriose dûe à Phomopsis viticola. Selon l'invention l'espèce Trichoderma atroviride en général ainsi que la nouvelle souche AGR2 en particulier permettent également la lutte contre les maladies cryptogamiques pour toutes les cultures, notamment : - le Botrytis dû aux Botrytis cinérea, B. aili, - le Sclérotinia dû aux S. sclerotiorum, S. minor, S. cepivorum, - la Fusariose dû aux , Microdocchium nivale, F. oxysporum, - l'Armillaire dû à Armillaria mella. A cet effet, la présente invention a pour objet l'utilisation de l'espèce Trichoderma atroviride dans la lutte contre les maladies des plantes. Elle concerne également une souche de Trichoderma atroviride caractérisée en ce qu'il s'agit de la souche Trichoderma atroviride AGR2 déposée à la Collection Nationale de Cultures de Micro-organismes (CNCM) de l'Institut Pasteur sous le numéro l-2738. La souche Trichoderma atroviride AGR2 selon l'invention a été identifiée 25 au moyen de diverses méthodes. L'observation microscopique de la morphologie, de la mesure des éléments conidiogènes et des conidies globuleuses non ornementées, ainsi qu'une odeur caractéiristique ont conclu à un champignon de l'espèce Trichoderma atroviride. 30 L'identification de la souche a été affinée par une analyse moléculaire basée sur le séquençage de la région ITS1-ITS2 des ARNr (acide ribonucléique ribosomal) 18S et 25S. Une comparaison des homologies de ces régions avec la séquence de la souche de référence de l'espèce permet d'identifier la souche comme un champignon de l'espèce Trichoderma atroviride. Les techniques rnoléculaires, en particulier le séquençage du gène EF1 a, permettent d'identifier sans ambiguïté l'espèce comme un Trichoderma atroviride suite à une comparaison de la séquence du gène avec celle de l'espèce de référence. Par ailleurs, le test de détection appelé test 11 s'avère positif, confirmant ainsi l'appartenance de la souche à l'espèce Trichoderma atroviride. En conclusion, cette souche de champignon se positionne ainsi dans la taxonomie des micro-organismes : Eucaryota, Fungi, Ascomycota, Pezizomycotina, Sordariomycetes, Hypocreomycetidae, Hypocreales, Hypocreaceae, Hypocrea, Trichoderma atroviride. L'isolement du genre Trichoderma peut être réalisé à partir d'un échantillon de terre ou à partir de matières organiques. Le sol sera de préférence humide, cultivé ou maraîcher de manière à avoir une concentration importante de Trichoderma. Après prélèvement, les échantillons sont séchés à température douce (20-25 C), broyés et homogénéisés puis conservés dans des sacs en plastique dans un endroit frais (4-5 C) en attendant de procéder à l'isolement. Bien qu'ils puissent être maintenus plusieurs mois, il est toutefois préférable de les traiter le plus rapidement possible. L'isolement de la population de Trichoderma, en particulier Trichoderma atroviride AGR2, prélevée sera réalisé sur des milieux spécifiques choisis le milieu de Davet constitué de : o Ca(NO3)2 : 1g, o CaCl2, 2H2O : 1g, o KNO3 : 250 mg, o MgSO4, 7H2O : 250 mg, o KH2PO4 : 125 mg, o saccharose : 2g, o acide citrique 50 mg, o gélose : 25 g, o eau distillée : 1000 ml. 30 Après autoclavage, le pH est ajusté à 4,5 avec du HCI 1 N avant d'ajouter au milieu tiède du sulfate de streptomycine (30 mg), du vinchlozoline (2,5 mg), et de l'alcool allylique (0,5 ml). le milieu TSM d'Elad et al comprenant : o MgSO4, 7H2O : 200 mg, o KH2PO4 : 900 mg, o KCI : 150 mg, o NH4NO3 : 1 g, o glucose: 3g, o chloramphénicol : 250 mg, o fénaminosulf : 300 mg, o quintozène : 200 mg, o rose bengale : 150 mg, o gélose : 20 g, o eau distillée : 1000 ml. - le milieu TME de Papavizas constitué de : 20 Le mélange est ensuite mis à l'autoclave. Il est ajouté 200 ml de V-8, le pH doit être compris entre 3,8 et 4. Au milieu encore tiède, on ajoute du sulfate de néomycine (100 mg), de la bacitracine (100 mg), de la pénicilline G (100 mg), du chloronède (100 mg), de la nystatine (20 mg), de la chlortétracyline HCL (25 25 mg), et du propionate de sodium (500 mg). Lorsque l'isolement est réalisé à partir d'un échantillon de terre, on utilise la technique de l'incorporation directe du sol. Le milieu d'isolement étant coulé et maintenu en surfusion en boîtes de Pétri à 37-40 C, une faible quantité de terre 30 (5 à 15 mg) est saupoudrée et immédiatement dispersée dans le milieu, en agitant doucement jusqu'à solidification. Les cultures sont ensuite mises en incubation pendant quelques jours. Après repérage des colonies n'entrant pas en confluence, on procède à l'examen, au dénombrement puis à l'isolement des colonies. 10 15 o glucose : 1g, o gélose : 20 g, o eau distillée : 800 ml. Une pesée de l'échantillon de terre avant et après l'ensemencement permet de connaître précisément la masse de terre analysée et ainsi de calculer le nombre de propagules présentes par gramme de terre. Pour l'isolement à partir de matières organiques, la technique des suspensions-dilutions est utilisée. Ce principe consiste à mettre l'échantillon de sol en suspension dans de l'eau stérile, puis à incorporer les différentes dilutions de cette suspension dans le milieu d'isolement. A cet effet, 10 grammes de terre sont ajoutés à 90 ml d'eau stérile avec une goutte de Tween. L'ensemble est mis sous agitation pendant 30 minutes pour constituer la solution-mère (dilution à 10-1). Des prélèvements successifs de 10 ml de cette suspension mère puis des suivantes, ajoutés à 90 ml d'eau stérile vont constituer les dilutions suivantes (10-2, 10"3... jusqu'à 10"6 en général). Au moment de l'analyse, 10 ml de chaque solution sont versés dans un erlenmeyer contenant 90 ml de milieu sélectif d'isolement, maintenu en surfusion au bain-marie à 37-40 C. Après homogénéisation, les 100 ml sont répartis dans des boîtes de Pétri et placées en conditions propices à l'isolement de Trichoderma. Après 3 à 5 jours d'incubation, on repère la dilution présentant un nombre de colonies suffisant mais sans confluence, ce qui aurait pour effet de compliquer l'isolement. La dilution de travail étant choisie, on peut procéder à l'examen, au dénombrement et à l'isolement des colonies. Après repiquage sur milieu PDA, et exposition à la lumière pendant 4 à 5 jours, on procède à la purification, c'est-à-dire à l'isolement monosporal de chacune des colonies. Pour chaque colonie, les spores de couleur verte sont prélevées, mises en suspension dans l'eau stérile afin de les dissocier avant une mise en culture pour chaque spore. Chaque colonie semblant la plus vigoureuse est choisie dans chaque boîte de Pétri puis repiquée sur une nouvelle boîte de Pétri et mise en collection. Afin de sélectionner la souche susceptible de posséder le meilleur potentiel antagoniste, il a été choisi de réaliser un test de confrontation vis-à-vis d'une souche de Botrytis cinerea, qui est un pathogène polyphage de nombreuses cultures. Le clone Trichoderma atroviride AGR2 est retenu comme étant celui qui a la plus grande efficacité à l'égard de Botrytis. Ces résultats peuvent se résumer également à l'application de l'espèce Trichoderma atroviride. Les boîtes de Pétri sont incubées à 20 C pendant quelques jours jusqu'à 2738, est retenu comme étant l'apparition d'une sporulation. Ces spores sont prélevées au moyen d'une oêse, puis conservées en mycothèque. Une étude a été réalisée sur la souche Trichoderma atroviride AGR2, qui a été repiquée tous les 4 jours jusqu'à la vingtième génération. La méthode de RAPD (Random Amplified Polymorphic DNA) n'a pas permis de mettre en évidence une quelconque mutation de la souche. En conclusion, la souche Trichoderma atroviride AGR2 présente une stabilité génétique, permettant son utilisation dans les vignes et autres cultures. Plusieurs études ont été menées afin d'évaluer l'efficacité du champignon contre différents agents pathogènes. Le pouvoir antagonisme de Trichoderma atroviride, et en particulier de la souche AGR2, est mesuré à l'égard des champignons associés aux maladies du bois de la vigne : Phaeomoniella chlamydospora, Phaeoacremonium aleophilum, Fomitiporia punctata, Eutypa tata, Botryosphaeria obtusa, Botryosphaeria parva, Botryosphaeria stevensii. Ces différents champignons, isolés à partir de ceps atteints d'esca, d'eutypiose, de dépérissement de la Syrah, de BDA ou de greffés-soudés, sont conservés à 4 C en tube sur milieu malt-agar (15 g de malt et 20 g de gélose pour un litre d'eau. Le milieu est stérilisé à 120 C pendant 20 mn). Ils sont repiqués à partir des tubes de conservation sur milieu malt-agar dans des boîtes de Pétri pour la multiplication et les tests de confrontation avec Trichoderma atroviride AGR2. Par ailleurs, une souche de référence de Trichoderma harzianum a été incluse dans ce test. Lors de la mise en confrontation, deux implants mycéliens de 6 mm de diamètre des champignons à étudier sont prélevés d'une colonie à croissance active sur milieu malt et disposés dans la boîte de Pétri de façon diamétralement opposée. La distance entre les deux implants est de 45 mm. Du fait de la croissance lente de certains champignons, l'ensemencement de ceux-ci est avancé de 8 jours (cas de E. tata, F. punctata, P. aleophilum) ou de 15 jours (cas du P. chlamydospora) par rapport au Trichoderma mis en confrontation. Les boîtes sont mises à incuber à 25 C. Pour chaque couple, trois répétitions sont effectuées. Le témoin correspond à la croissance du champignon seul (sans la présence du Trichoderma). Pendant la première semaine, les boîtes sont observées et notées tous les jours. Ces opérations sont ensuite réalisées toutes les semaines. Les notations consistent à évaluer l'inhibition de la croissance de la colonie mycélienne. Le taux d'inhibition, exprimé en mm, correspond à la différence entre le rayon RI de la colonie de la boîte témoin et le rayon R2 qui est situé sur la droite reliant le centre des deux protagonistes en confrontation (I = R1 û R2). Le taux d'inhibition est calculé au bout de 4 jours pour B. parva, 5 jours pour les B. obtusa et B. stevensii, 7 jours pour E. tata et F. punctata, 9 jours pour P. chlamydospora et 12 jours pour P. aleophilum. La lecture des résultats se fait également par observation des mycéliums 20 en confrontation : présence d'une zone d'inhibition, recouvrement d'un mycélium par un autre, compétition spatiale, zones de mélanisation, fructifications... A la fin des confrontations, chaque implant est remis sur un milieu de culture malt (15 g de malt et 20 g de gélose pour un litre d'eau. Le milieu est stérilisé à 120 C pendant 20 mn). La reprise ou non de la colonie est alors notée. Les résultats sont représentés dans le tableau II Tableau Il û Taux d'inhibition (exprimé en mm) de la croissance mycélienne des différents champignons impliqués dans les maladies du bois de la vigne face à la 30 souche de Trichoderma atroviride AGR2 (mesuré au bout de 4 à 12 jours de confrontation) 2.5 MICRORGANISMES Pathogènes Rayon de la Taux d'inhibition (mm) colonie témoin T. T. atroviride harzianum AGR2 (ref.) Phaeomoniella chlamydospora LR47 14 3 1,7 Phaeomoniella chlamydospora LR81 16 5 3 Phaeoacremonium aleophilum LR3 17,5 7,7 1,7 Phaeoacremonium aleophilum LR23 15,2 3,5 -6,8 Fomitiporia punctata LR14 22,7 8,3 3,7 Fomitiporia punctata LR30 26,7 10 5 Eutypa tata cc260 36 7,7 1,5 Eutypa tata MT247 38,7 10,7 9,4 Botryosphaeria obtusa F98-1 48,2 25,2 22,6 Botryosphaeria obtusa F99-8 43,9 23,9 19,9 Botryosphaeria parva Bd021 48,6 21,9 18,3 Botryosphaeria stevensii Bs001 54,1 29,4 25,7 L'antagonisme de Trichoderma atroviride AGR2, et en général celui de l'espèce Trichoderma atroviride, est donc réel à l'égard des champignons pathogènes Phaeomoniella chlamydospora, Phaeoacremonium aleophilum, Fomitiporia punctata, Eutypa tata, Botryosphaeria obtusa, Botryosphaeria parva, Botryosphaeria stevensii. La souche Trichoderma atroviride AGR2 inhibe la croissance des isolats et recouvre très souvent les colonies en produisant des fructifications à leurs surfaces. La remise en culture des implants de Phaeomoniella chlamydospora, Phaeoacremonium aleophilum, Fomitiporia punctata, Eutypa tata, Botryosphaeria obtusa, Botryosphaeria parva, Botryosphaeria stevensii montre que ceux-ci se redéveloppent rarement. D'autres tests ont permis également de montrer le rôle antagoniste de la souche selon l'invention envers d'autres champignons pathogènes de la vigne tels que Stereum hirsutum, Phomopsis viticola, Phellinus ignarius, Phellinus viticola, Armillaria mella. En revanche, les taux d'inhibition de la souche de référence de Trichoderma harzianum sont inférieurs à celui de la souche Trichoderma atroviride AGR2, montrant ainsi un antagonisme supérieur que celui du genre Trichoderma harzanium. L'observation du comportement de la référence Trichoderma harzianum montre qu'elle ne recouvre pas la colonie de Phaeomoniella chlamydospora ni celle de Phaeoacrem'onium aleophilum. Les deux protagonistes restent seulement en contact. La remise en culture de l'implant de la colonie testée montre que les isolats pathogènes ne se développent pas. Par contre, elle recouvre la colonie de Fomitiporia et produit des fructifications à sa surface. La remise en culture de l'implant de la colonie testée montre que les isolats pathogènes Fp 14 et Fp 30 ne se développent pas Le taux d'inhibition de Trichoderma harzianum à l'encontre de la souche d'Eutypa tata cc260 est très faible : la souche ne recouvre pas la colonie pathogène, qui par la suite se développe sur la colonie de Trichoderma. Par contre le taux d'inhibition vis à vis de la souche d'Eutypa tata MT247 peut être considérée comme similaire à Trichoderma atroviride. La souche de Trichoderma harzianum ne colonise pas la culture des Botryosphaeria. Par la suite, B. obtusa, B. parva et B. stevensii recouvrent Trichoderma harzianum. La remise de l'implant de la colonie testée sur milieu de culture montre que B. obtusa, B. parva et B. stevensii se développent. Ainsi donc, si Trichoderma harzianum exerce un certain taux d'inhibition, celui-ci est le plus souvent assez faible à l'égard des différents champignons du bois et ne semble pas un bon antagoniste pour la lutte contre les maladies du bois, contrairement à Trichoderma atroviride. Enfin, le pouvoir antagonisme de l'espèce Trichoderma atroviride, et en particulier celui de la souche Trichoderma atroviride AGR2 a été également évalué à l'égard de champignons pathogènes des autres cultures: Sclérotinia sclerotirum, Sclérotinia minor, Botrytis cinerea, Phomopsis, Microdocchium nivale, Fusarium culmonam Ces différents champignons, isolés à partir de cultures atteintes de sclérotinia (Colza, salades), botrytis (vigne), fusariose (céréales), Phomopsis (tournesol), sont conservés à 4 C en tube sur milieu malt-agar (15 g de malt et 20 g de gélose pour un litre d'eau. Le milieu est stérilisé à 120 C pendant 20 mn). Ils sont repiqués à partir des tubes de conservation sur milieu malt-agar i0 dans des boîtes de Pétri pour la multiplication et les tests de confrontation avec Trichoderma atroviride. Lors de la mise en confrontation, deux implants mycéliens de 6 mm de diamètre des champignons à étudier sont prélevés d'une colonie à croissance active sur milieu malt et disposés dans la boîte de Pétri de façon diamétralement opposée. La distance entre les deux implants est de 50 mm. Les boîtes sont mises à incuber à 25 C. Pour chaque couple, trois répétitions sont effectuées. Le témoin correspond à la croissance du champignon seul (sans la présence du Trichoderma). Pendant 6 jours, les boîtes sont observées et notées. Les notations consistent à évaluer l'inhibition de la croissance de la colonie mycélienne. Le taux d'inhibition, exprimé en mm, correspond à la différence entre le rayon RI de la colonie de la boîte témoin et le rayon R2 qui est situé sur la droite reliant le centre des deux protagonistes en confrontation (I = RI ù R2). Le taux d'inhibition est calculé au bout de 6 jours. La lecture des résultats se fait également par observation des mycéliums en confrontation : présence d'une zone d'inhibition, recouvrement d'un mycélium par un autre, compétition spatiale, zones de mélanisation, fructifications... Les résultats sont représentés dans le tableau III Tableau III ù Taux d'inhibition (exprimé en mm) de la croissance mycélienne des différents champignons pathogènes des cultures face à la souche de 25 Trichoderma atroviride AGR2 (mesuré au bout de 4 à 6 jours de confrontation) MICRORGANISMES PATHOGENES Rayon de la Taux d'inhibition (mm) colonie témoin T. T. atroviride harzianum AGR2 (ref.) Sclérotinia sclerotirum 83 15.0 11.9 Sclérotinia minor 85 36.7 22.1 Botrytis cinerea 77,3 29.6 27.8 Phomopsis hélianthi 56,5 12.8 6.7 Microdocchium nivale 32 5.0 3.2 Fusarium culmorum 45, 5 9.3 10.220 L'antagonisme de Trichoderma est donc réel à l'égard des champignons pathogènes Sclérotinia sclerotirum, Sclérotinia minor, Botrytis cinerea, Phomopsis viticola, Microdocchium nivale, Fusarium culmorum. La souche Trichoderma atroviride AGR2 inhibe la croissance des isolats et recouvre très souvent les colonies en produisant des fructifications à leurs surfaces. La remise en culture des implants de Sclérotinia sclerotirum, Sclérotinia minor, Botrytis cinerea, Phomopsis viticola, Microdocchium nivale, Fusarium culmorum montre que ceux-ci ne se redéveloppent pas. Enfin, lorsque l'espèce Trichoderma atroviride, et en particulier la souche de Trichoderma atroviride AGR2, sont incorporées dans une terre préalablement stérilisée, c'est-à-dire en l'absence de pathogènes, il a été observé une action de stimulation de la germination et de la croissance des salades. L'essai a été réalisé dans des barquettes de 672 cm2, remplies de terre stérilisée et ensemencées avec Trichoderma atroviride AGR2 à 3 doses (33,6, 67,2 et 672 mg de produit technique par barquette) avant de semer la salade (variété laitue Titan) à raison de 20 salades par barquette. Un arrosage régulier est assuré chaque jour pendant 35 jours. Les résultats sont représentés dans le tableau IV Tableau IV û Stimulation de la germination et de la croissance de la salade par incorporation de la souche de Trichoderma atroviride AGR2 dans une terre stérilisée (indice 100 pour le témoin). Critère d'observation Témoin Dose A Dose B Dose C (33,2 mg) (67,2 mg) (672 mg) Germination à J+7 100 146,2 138,5 115,4 Nombre de feuilles à J+33 100 115,1 125,8 112,1 Longueur des feuilles à ,J+33 100 137,1 146,7 123,8 L'effet de stimulation agit dès la première dose (33,2 mg/barquette). La concentration 20 fois supérieure (672 mg) montre une bonne sélectivité puisque la stimulation est toujours présente; cependant, celle-ci est moins importante que pour les doses A et B.25 Des essais de résistance et de sensibilité de la souche Trichoderma atroviride AGR2 face à des agents anti-microbiens, utilisés comme fongicides des cultures ont été réalisés. Outre son caractère pratique pour une utilisation du clone 1-2738 par les agriculteurs, les résultats peuvent également permettre une meilleure connaissance de Trichoderma atroviride AGR2. Les tests de croissance in vitro du Trichoderma atroviride AGR2 sont réalisés sur gélose enrichie de produits commerciaux contenant les substances fongicides étudiées. La méthodologie employée est la suivante : - constitution d'une solution de 100 ml pour chaque produit à tester dans laquelle est diluée le produit commercial - étalement de 0,126 ml de la solution sur un milieu de culture Sabouraud (peptone mycologique à 10 g.L-1, glucose à 40 g.L-1, agar à 15 g.L-1) - dépôt d'un implant mycélien de Trichoderma atroviride AGR2 de 3 mm et mise en culture à température ambiante. - mesure de la croissance en pourcentage du témoin Les résultats sont représentés dans le tableau V Tableau V û Inhibition de la croissance mycélienne la souche de Trichoderma atroviride AGR2 par différents produits phytosanitaires (croissance exprimée en pourcentage du témoin) Produit Matière(s) Concentration J+1 J+2 J+3 commercial active(s) de la solution (marques (/100ml) déposées) Cursor Cymoxanil+Folpel 1,25 g 105,46 103, 38 106,85 +Mancozèbe +Cuivre Microthiol Soufre 6,25 g 90,00 85,63 100,00 Round up Glyphosate 6 ml 95,95 94,16 100,00 Stroby DF Krésoxy-méthyl 0,1 g 74,58 81,88 100,00 Témoin - - 100,00 100,00 100,00 Acrobate Diméthomorphe 1,25 g 62,65 68, 54 88,63 +Mancozèbe Légende Quinoxyfen 0,1 ml 106,68 90,15 88,05 Scala Pyriméthanil 1,25 ml 95,14 90,51 87,25 Valiant Fosétyl-AI+Folpel 1,5 g 66,22 76,61 86,76 +Cymoxanil Hoggar Spiroxamine 0,3 ml 52,00 61,02 81,57 Odéna Folpel 1 g 66,16 65,17 81,17 +Iprovanicarbe Tairel F Bénalaxyl+Folpel 1,25 ml 58,66 60,41 76,86 Surfassol Dichlobénil 50 g 38,07 50,67 76,08 Dobran Krésoxy-méthyl 0,1 g 77,18 73,02 74 ,93 Olympe Fluzilazole 0,15 ml 59,13 62,54 72,73 Basta Glufosinate- 1,25 ml 77,18 64,72 64,25 amrnonium Panthéos Diméthomorphe 1 g 79,96 61,05 58,38 +Folpel Karathane Dinocap 0,3 ml 89,19 64,51 55,13 Score Difénoconazole 0,06 ml 66,52 48,07 48,45 Sumisclex Procymidone 0,15 ml 49,65 29,35 24, 42 Sekoya Fluazinam 0,75 ml 33,99 20,15 17,93 Sting Glyphosate 5,4 ml 43, 06 15,49 12,19 Jonk Diéthofencarbe 1 ml 0,00 0,00 0,00 +Carbendazime Geoxe Fludioxonil 0,5 g 0,00 0,00 0,00 Dans le but d'obtenir un produit technique servant de base à la production d'un produit phytosanitaire destiné à protéger les cultures, une technique de production a été mise au point. Elle se déroule en deux étape : la première concerne la réalisation de l'inoculum primaire, qui a lieu en laboratoire. La seconde phase consiste en la réalisation propre du produit technique. Dans un premier temps, la production de l'inoculum primaire de Trichoderma atroviride AGR2 en laboratoire est réalisée sur boîtes de Pétri, sur un milieu de culture Sabouraud (peptone mycologique à 10 g.L"', glucose à 40 g.L-1, agar à 15 g.L) ou un milieu malt-agar. On ajoute à ce milieu du chloramphénicol à une concentration de 2 mn-1 d'une solution à 5 g/50 mL d'éthanol, le chloramphénicol empêchant le développement de bactéries indésirables. La souche utilisée pour la production de l'inoculum primaire est la souche mère déposée à l'Institut Pasteur. Après culture et observation visuelle des champignons présents dans la boîte de Pétri, les boîtes de Pétri éventuellement polluées par des micro-organismes autres que la souche Trichoderma atroviride AGR2 sont éliminées. La seconde phase consiste à préparer le produit technique proprement dit. Pour cela, les spores de Trichoderma atroviride AGR2, contenues dans les boîtes de Pétri sont inoculées sur un substrat organique tel que des pulpes de betterave, de pomme de terre, des flocons d'avoine, d'orge ou de maïs, de maltagar ou PDA stériles. Afin de favoriser la sporulation de la souche Trichoderma atroviride AGR2, du chlorure de calcium à raison de 4 g.kg-1 de support organique est ajouté. La réalisation de cette phase se fait de la manière suivante : le contenu en spores des boîtes d,e Pétri est mélangé dans un système de brassage avec de l'eau et du CaCl2. Le mélange est réparti sur des plateaux pour incubation en enceinte climatisée à 20-25 C, où il est entretenu une hygrométrie et une aération nécessaires à la croissance du Trichoderma atroviride. Après 4 à 6 jours d'incubation, l'ensemble est séché et micronisé sous forme de poudre pour constituer le produit technique, riche en spores de Trichoderma atroviride AGR2. Un comptage en cellule de Malassez détermine sa concentration en spores : selon les supports organiques utilisés, celle-ci va de 108 à 1010 spores par gramme. Un procédé avantageux revendiqué par la présente invention consiste à utiliser un substrat organique extrudé, permettant une croissance rapide de Trichoderma et des concentrations élevées en spores par gramme. Cette poudre constitue la base de produits phytosanitaires multiples adaptés aux différents usages souhaités. Différentes études ont été menées afin de vérifier l'inocuité de la souche Trichoderma atroviride AGR2 sur l'homme et son environnement, que ce soit lors de la fabrication du produit technique ou lors de son application sur les cultures. Ainsi, quatre études réalisées sur des vers de terre, poissons, daphnies et algues ont montré la parfaite sûreté de la souche pour l'environnement. Aucun effet de la souche Trichoderma atroviride AGR2 sur les mycorhizes, les champignons nématophages, les nématodes n'a été rapporté. La croissance mycélienne de la souche Trichoderma atroviride AGR2 est optimale à une température comprise entre 20 et 25 C. Par contre, sa croissance est nulle à 37 C, laissant supposer qu'elle ne peut pas se développer in vivo chez l'homme. Cependant, des tests complémentaires suivants ont été réalisés afin d'évaluer les effets que peut avoir le produit technique sur les mammifères et par extrapolation l'homme. Ces tests concernent : la sensibilisation cutanée, - la sensibilisation par inhalation, - la toxicité aiguë par voie orale, - la toxicité aiguë par voie intrapéritonéale, - la toxicité aiguë par voie dermique, l'irritation aiguë sur les yeux, l'aberration chromosomique des lymphocytes humains, -la toxicité, pathogénicité et infectiosité aiguës par voie intratrachéale. Chacun de ces tests a révélé que la souche selon l'invention est parfaitement sûre et qu'elle ne produit aucun métabolite sensible pouvant représenter un risque perceptible pour la santé humaine ou pour l'environnement. Par conséquent, Trichoderma atroviride AGR2 et le produit technique ne présentent aucun effet toxique, pathogène et infectieux en cas d'exposition. Un usage avantageux de la présente invention, c'est-à-dire la souche Trichoderma atroviride AGR2, est son utilisation dans la formulation d'un produit phytosanitaire comme matière active. Ainsi, la poudre obtenue par le mode de production décrit précédemment peut être mélangée ou non à un ou plusieurs composants tels que : une ou plusieurs autres matières actives, un ou plusieurs substrats nutritifs et/ou organiques et/ou minéraux, un ou plusieurs mouillants, un ou plusieurs dispersants, un ou plusieurs anti-mousse, etc...de manière à obtenir un produit final aux caractéristiques et à la concentration en spores souhaitées. Le produit de traitement phytosanitaire à base de la souche naturelle Trichoderma atroviride AGR2 est destiné au traitement des maladies fongiques touchant la vigne telles que l'eutypiose, l'esca, le black dead arm, l'excoriose, l'armillaire et botrytis, dans la mesure où la souche agit sur ces champignons pathogènes attaquant la vigne. Ainsi, selon un premier usage, le produit phytosanitaire sera appliqué par pulvérisation ou badigeonnage sur les ceps de vigne, après la taille ou à toute autre période de l'année pour effectuer une protection contre les maladies de bois. Ainsi, une étude au vignoble, confirmant les résultats précédents réalisés in vitro a été faite. En hiver, le jour de la taille, le produit phytosanitaire à base de Trichoderma atroviride AGR2 ou de Trichoderma atroviride est pulvérisé sur les plaies à des concentrations variables de 5%, 2,5% et 1%. Deux lots de sarments sont prélevés, d'abord 7 jours après la pulvérisation, puis à 45 jours. A partir du front de taille, le bois est découpé en 8 lamelles de 1 millimètre d'épaisseur. Ces lamelles sont déposées sur des boîtes de Pétri contenant un milieu gélosé afin d'être artificiellement contaminées avec les spores des deux champignons pionniers pathogènes : Eutypa lata et Phaeomoniella chalmydospora. Lorsque le produit phytosanitaire est appliqué à une dilution à 2,5%, il présente une bonne capacité de contrôle du développement du champignon pathogène Eutypa tata. Le produit phytosanitaire reste efficace sur une période de 45 jours minimum après la taille. Pour le contrôle de Phaeomoniella chlamydospora, une dilution à 2,5% du produit phytosanitaire est suffisante, qui reste efficace même 45 jours après la taille. Cette étude démontre également que l'efficacité de la pulvérisation du produit phytosanitaire à base de Trichoderma atroviride AGR2 est supérieure à celle d'une solution à 1% d'un produit chimique contenant 125 g/1 de Flusilazole + 250 g/1 de Carbendazime, dérivé de celui habituellement utilisé pour le traitement de l'esca. L'espèce Trichoderma atroviride et la souche Trichoderma atroviride AGR2, sous forme d'un produit phytosanitaire, agissent bien sur les champignons pathogènes Phaemoliella chlamydospora et Eutypa tata . Dans d'autres essais, la pulvérisation d'une composition à base de Trichoderma atroviride AGR2 sur des plaies de taille montre qu'il colonise le bois jusqu'à une profondeur de 15 millimètres, et reste présent pendant une période de 6 à 10 mois. Selon un second usage, le produit selon l'invention pourra être appliqué au sol et/ou être utilisé pour praliner (enrober) les racines des jeunes plants avant la plantation afin de stimuler la croissance racinaire et lutter contre l'Armillaire. Selon un troisième usage, le produit selon l'invention peut être pulvérisé sur les grappes en végétation pour lutter contre le Botrytis, agent responsable de la pourriture des grappes. En effet, dans ce cas, la souche Trichoderma atroviride AGR2 doit lutter contre les effets nocifs des rayons UV. Cependant, elle possède un gène phrl induit par la lumière bleue, s'exprimant à la fois dans le mycélium végétatif car il manque des pigments photoprotecteurs, et dans les conidiophores. Ce gène code pour des photolyases, catalysant la réparation de l'ADN. Par ailleurs, la lumière visible induit le développement de spores pigmentées et résistantes. Il est ainsi possible d'envisager une utilisation de la souche Trichoderma atroviride AGR2 lors d'un traitement aérien des cultures, sans risquer un phénomène de photodégradation excessif par les rayons UV. La souche Trichoderma atroviride AGR2 colonise également le sol, en particulier lorsqu'il est maraîcher, et surtout lorsqu'un apport en matière organique a été réalisé. C'est en effet un champignon connu pour présenter une bonne aptitude au développement saprophytique dans le sol. Selon un quatrième usage, les produits selon l'invention pourra donc être appliqué au sol et/ou être utilisé pour praliner (enrober) les racines des jeunes plants avant la plantation afin de lutter contre les maladies d'infection des racines, notamment pour les productions maraîchères, tels que Sclérotinia, Rhizoctone, Botrytis, Fonte de semis due aux fusarium, Pithium, etc... Comme il a été observé, lors d'essais en terrine, une croissance plus rapide des plants de salades, il pourra avantageusement être utilisé pour stimuler la croissance des plants et des racines, et lutter contre le syndrome de la fatigue des sols, notamment sur fraisiers Il s'avère que la souche Trichoderma atroviride AGR2 ne présente aucun risque pour l'environnement, dans la mesure où la souche ne présente aucune toxicité, ni pouvoir infectieux sur aucun des organismes vivants avec lequel le produit phytosanitaire pourrait entrer en contact lors de son utilisation, et notamment aucune incidence sur l'homme. Le produit phytosanitaire peut donc être utilisé comme moyen alternatif de protection des cultures, dans le cadre de traitements biologiques, seul ou en compléments des traitements chimiques en privilégiant dans ces derniers les plus respectueux de la souche Trichoderma atroviride AGR2. Le fait d'utiliser le produit technique ou phytosanitaire sous forme d'une poudre mouillable appliquée par pulvérisation facilite le traitement des vignes, dans la mesure où il est plus rapide d'utilisation que le badigeon chimique employé habituellement pour le traitement des plaies de taille et qui représente opération minutieuse, longue et fastidieuse. Bien que l'invention ait été décrite avec des moyens de réalisation particuliers, elle comprend tous les équivalents techniques des moyens décrits. REVENDICATIONS 1. Utilisation de l'espèce Trichoderma atroviride dans la lutte contre les maladies des plantes. 2. Souche de Trichoderma atroviride caractérisée en ce qu'il s'agit de la souche Trichoderma atroviride AGR2 déposée à la Collection Nationale de Cultures de Micro-organismes (CNCM) de l'Institut Pasteur sous le numéro 1-2738. 3. Procédé d'isolement de la souche Trichoderma atroviride AGR2 selon la revendication 2, caractérisé en ce qu'il comprend les étapes suivantes : a. prélèvement de la souche Trichoderma atroviride sur un échantillon de terre, b. saupoudrage et dispersion de l'échantillon prélevé à l'étape ci-dessus sur une boîte de Pétri à 37-40 C contenant un milieu d'isolement, c. agitation douce jusqu'à solidification du milieu, d. incubation pendant plusieurs jours, e. examen, dénombrement et isolement des colonies de Trichoderma atroviride AGR2. 4. Procédé d'isolement de la souche Trichoderma atroviride AGR2 selon la revendication 2, caractérisé en ce qu'il comprend les étapes suivantes : a. prélèvement d'un échantillon de terre composé de matières organiques, b. mise en suspension dudit échantillon (10g) dans 90 ml d'eau stérile avec une goutte de Tween, c. agitation pendant 30 minutes, d. prélèvement de 10 ml de cette solution puis dilutions successives jusqu'à 10-6, e. versement de 10 ml de chaque solution dans 90 ml de milieu d'isolement, maintenu en surfusion au bain-marie à 37-40 C, f. homogénéisation et répartition dans des boîtes de Pétri, g. incubation pendant 3 à 5 jours, h. examen, dénombrement et isolement des colonies de Trichoderma atroviride AGR2. 30 5. Procédé de sélection de la souche Trichoderma atroviride obtenue selon le procédé de l'une des revendications 3 ou 4, caractérisé en ce qu'il comporte les étapes suivantes : a. repiquage des colonies isolées sur mileu PDA, et exposition à la lumière pendant 4 à 5 jours, b. prélèvement des spores de couleur verte, c. mise en suspension des spores dans l'eau stérile, d. choix de la colonie la plus vigoureuse, e. repiquage dans une boîte de Pétri, f. test de confrontation avec une souche de Botrytis cinerea. 6. Procédé d'isolement selon l'une des revendications 3 ou 4, caractérisé en ce que le milieu d'isolement est le milieu de Davet, constitué de : -Ca(NO3)2 : 1g, - CaCl2, 2H2O : 1g, - KNO3 : 250 mg, - MgSO4, 7H2O : 250 mg, - KH2PO4 : 125 mg, - saccharose : 2g, - acide citrique : 50 mg, -gélose : 25 g, - eau distillée : 1000 ml ; le milieu étant ensuite mis à l'autoclavage, avec ajustement du pH à 4,5 avec du HCI 1 N ; puis ajout au milieu tiède de sulfate de streptomycine (30 mg), de vinchlozoline (2,5 mg), et d'alcool allylique (0,5 ml). 25 7. Procédé d'isolement selon l'une des revendications 3 ou 4, caractérisé en ce que le milieu d'isolement est le milieu TSM d'Elad et al comprenant : - Mg SO4, 7H2O : 200 mg, - KH2PO4 : 900 mg, - KCI : 150 mg, 30 - NH4NO3 : 1 g, - glucose: 3g, - chloramphénicol : 250 mg, - fénaminosulf : 300 mg, - quintozène : 200 mg, 20- rose bengale : 150 mg, - gélose : 20 g, - eau distillée 1000 ml. le milieu est ensuite mis à l'autoclave, et il y est ajouté 200 ml de V-8, le pH devant être compris entre 3,8 et 4 ; quand il est encore tiède, le milieu se voit ajouter du sulfate de néomycine (100 mg), de la bacitracine (100 mg), de la pénicilline G (100 mg), du chloronède (100 mg), de la nystatine (20 mg), de la chlortétracyline HCL (25 mg), et du propionate de sodium (500 mg). 8. Procédé d'isolement selon l'une des revendications 3 ou 4, caractérisé en ce que le milieu d'isolement est le milieu d'isolement est le milieu TME de qui est ensuite mis à l'autoclave, puis on y ajoute 200 ml de V-8, le pH devant être compris entre 3,8 et 4 ; quand il est encore tiède, on y ajoute du sulfate de néomycine (100 mg), de la bacitracine (100 mg), de la pénicilline G (100 mg), du chloronède (100 mg), de la nystatine (20 mg), de la chlortétracyline HCL (25 mg), et du propionate de sodium (500 mg). 9. Procédé d'obtention d'un produit à base de Trichoderma atroviride obtenue selon le procédé de l'une des revendications 3 à 8, caractérisé en ce qu'il consiste en différentes étapes : a. production de la souche Trichoderma atroviride réalisée sur boîtes de Pétri contenant un milieu de culture Sabouraud ou malt-agar, contenant du chloramphénicol, b. isolement des souches de Trichoderma atroviride, se présentant sous la forme de spores, c. inoculation de la souche du champignon sur des pulpes de betterave, de pomme de terre, des flocons d'avoine, d'orge ou de maïs, de malt-agar ou PDA stériles, d. extrusion de l'ensemble du substrat, permettant d'obtenir une concentration élevée de spores e. ajout de chlorure de calcium. Papavizas constitué de : - glucose : 1g, - gélose : 20 g, - eau distillée : 800 ml, 30 f. incubation en chambre non stérile pendant 4 à 6 jours, g. séchage et micronisation sous forme de poudre. 10. Utilisation de l'espèce Trichoderma atroviride selon la revendication 1 ou utilisation de la souche selon la revendication 2 ou obtenue selon le procédé d'une des revendications 3 à 9, en tant que produit phytosanitaire par pulvérisation, ou badigeonnage, ou par pralinage des racines. 11. Utilisation de l'espèce Trichoderma atroviride selon la revendication 1 ou utilisation de la souche selon la revendication 2 ou obtenue selon le procédé d'une des revendications 3 à 9, en tant que produit phytosanitaire constitué de ce seul micro-organisme. 12. Utilisation de l'espèce Trichoderma atroviride selon la revendication 1 ou utilisation de la souche selon la revendication 2 ou obtenue selon le procédé d'une des revendications 3 à 9, en tant que produit phytosanitaire en association avec d'autres fongicides chimiques. 13. Utilisation de l'espèce Trichoderma atroviride selon la revendication 1 ou utilisation de la souche selon la revendication 2 ou obtenue selon le procédé d'une des revendications 3 à 9, en tant que moyen de lutte contre l'esca, l'eutypiose, le black dead arm, l'excoriose et le sclérotinia. 14. Utilisation de l'espèce Trichoderma atroviride selon la revendication 1 ou utilisation de la souche selon la revendication 2 ou obtenue selon le procédé d'une des revendications 3 à 9, en tant que produit phytosanitaire agissant contre les champignons pathogènes tels que Eutypa tata, Phaeomoniella chlamydospora, Phaeomoniella aleophilum, Fomitiporia punctata, Stereum hirsutum, Botryosphaeria dothidea et stevensii, Phomopsis viticola, Botrytis cinerea, Sclerotinia minor, sclerotiorum et cepivorum, Microdocchium nivale, Armillaria mella, Phomopsis hélianthi. 15. Utilisation de l'espèce Trichoderma atroviride selon la revendication 1 ou utilisation de la souche selon la revendication 2 ou obtenue selon le procédé d'une des revendications 3 à 9, en tant que produit destiné à la stimulation racinaire, de la germination et de la croissance des plantes, en particulier des salades.