Brevet FR2911253A1 — publié le 20080718

L'invention concerne l'utilisation d'une phytase comprenant une arginine dans son site actif pour la fabrication d'un additif nutritionnel ou d'un aliment pour animaux. Les phytases sont des enzymes qui catalysent l'hydrolyse de l'acide phytique (myo-inositol hexakisphosphate, InsP6) en monophosphate inorganique, en myo-inositol phosphate de degré de phosphorylation inférieur (InsP5 à InsPI) et en myo-inositol libre dans certains cas. Selon la nomenclature officielle sur les enzymes du Comité de l'Union Internationale de E3iochimie (IUPAC-IUB, 1977), les phytases font partie des hydrolases capables d'hydrolyser les liaisons phosphomonoester (EC 3.1.3) et sont classées en 3-phytase (EC 3.1.3.8), 6-phytase (EC 3.1.3.26) et 5-phytase (EC 3.1.3.72) en fonction du premier groupement phosphate de l'acide phytique hydrolysé (la position 2 du cycle est attribuée au carbone porteur de la liaison axiale, l'acide phytique possédant cinq de ses groupements phosphates en position équatoriale et le dernier en position axiale). L'acide phytique et les phytates sont la forme majeure de stockage du phosphore dans les céréales, les plantes légumineuses et oléagineuses. Ils constituent la source principale de phosphore des aliments pour animaux à base de plantes, notamment les animaux monogastriques (volailles et porcs). Cependant, les animaux monogastriques ne possèdent pas suffisament d'enzymes intestinales permettant la dégradation de l'acide phytique et des phytates pour fournir les quantités de phosphate inorganique qui leur sont nécessaires. En outre, l'acide phytique est un facteur antinutritionnel, qui forme des complexes avec les protéines et les ions (Fe3+, Cal+, Zn2+, Mg2+) et diminue donc les disponibilités des protéines et des ions. Les rations alimentaires des animaux monogastriques doivent donc être supplémentées en phosphate inorganique, alors que le phosphore contenu clans l'acide phytique et les phytates est excrété et contribue à l'eutrophisation des eaux de surface dans les zones d'élevage intensif d'animaux rnonogastriques. La complémentation des rations des animaux monogastriques par des enzymes est une solution actuellement employée pour améliorer la biodisponibilité du phosphore contenu dans l'acide phytique et les phytates et pour diminuer la supplémentation des aliments avec du phosphore inorganique et réduire ainsi l'excrétion de phosphore dans les zones d'élevage intensif. Les phytases qui sont utilisées comme additif en alimentation animale, permettent d'une part d'augmenter la disponibilité du phosphore phytique, d'autre part d'améliorer la digestibilité des aliments. De plus, la libération de phosphate phytique diminue considérablement les coûts dus à la supplémentation en phosphate, ainsi que la pollution provoquée par un excès de phosphates excrétés. Les phytases sont notamment présentes dans les microorganismes, en particulier les champignons, les bactéries et les levures. Parmi les champignons, on citera notamment les genres Aspergillus (Aspergillus niger, Aspergillus terreus, Aspergillus fumigatus), Penicillium, Mucor et Rhizopus. Tous les champignons producteurs de phytase extracellulaire sont des champignons filamenteux. Des champignons filamenteux comme Peniophora lycii, Agrocybe pediades ou Trametes pubescens produisent également des phytases. Parmi les bactéries, on peut citer Pseudomonas sp., Klebsiella sp., Escherichia coli, Enterobacter sp., Bacillus subtilis, Aerobacter aerogenes, Bacillus amyloliquefaciens. Les genres Bacillus et Enterobacter produisent une phytase extracellulaire. Parmi les levures, on peut citer Saccharomyces cerevisiae, Candida tropicalis, Torulopsis candida, Debaryomyces castellii, Debaryomyces occidentalis, Kluyveromyces fragilis, Schwanniomyces occidentalis et Schwanniomyces castellii. Selon la nouvelle classification (Nakase T., Suzuki M., Phaff H.J. and Kurtzman C.P., 1998 p157-167 in C. P. Kurtzman and J.W. Fell (ed), The Yeasts, A taxonomic study, 4eme Ed. Elsevier Sci. Publication Amsterdam), Schwanniomyces castellii Capriotti est synonyme de Schwanniomyces occidentalis Kloker et de Debaryomyces occidentalis Klocker var. occidentalis. De nombreuses phytases de microorganismes ont été étudiées. Néanmoins, la plupart des phytases décrites à ce jour n'hydrolysent que partiellement l'acide phytique et les phytates et certaines avec des cinétiques très lentes. A ce jour, parmi les levures, seule la phytase de la levure Schwanniomyces occidentalis a été décrite comme hydrolysant tous les groupements phosphate du phytate (EP 0 699 762 ; Segueilha L., Lambrechts C., Boze H., Moulin G., Galzy P., (1992) Purification and properties of a phytase from Schwanniomyces castelliii, J. Ferm. Bioeng., 74, 7-11). D'après EP 0 699 762, la phytase de Schwanniomyces occidentalis est sensible aux cations (ZnCl2 et CuCl2 notamment) ce qui n'est pas favorable à une utilisation en alimentation animale car ces cations sont présents dans le bol alimentaire (Segueilha et al., 1992). Les inventeurs de la présente invention ont précédemment étudié et caractérisé la phytase de la levure Debaryomyces castellii (demande de brevet PCT/FR06/001652). Cette phytase est capable d'hydrolyser la totalité des groupements phosphates de l'acide phytique ou du phytate jusqu'à libération du myo-inositol. Les inventeurs ont mis en évidence l'origine de cette activité, c'est-à-dire de l'hydrolyse de l'acide phytique et les phytates jusqu'à libération du myo-inositol. Cette activité réside dans l'existence d'un acide aminé déterminé en position 211, en l'espèce une arginine. La présente invention propose des peptides présentant une activité phytase, hydrolysant tous les groupements phospate du phytate et dont l'activité dépend peu des conditions de mise en oeuvre de l'enzyme. Ce peptide comprend une arginine en position 211 de sa séquence peptidique, la position des, acides aminés étant définie par rapport à la séquence peptidique de la phytase de Debaryomyces castellii selon SEQ ID NO:1. Description des séquences SEQ ID NO:1 : Séquence de la phytase de Debaryomyces castellii CBS 2923. SEQ ID NO:2 : Séquence génomique du gène de la phytase de Debaryomyces 25 castellii CBS 2923. SEQ ID NO:3 : Séquence consensus des phosphatases acides. SEQ ID NO:4 : Motif de la phytase de Debaryomyces castellii correspondant à la séquence consensus des phosphatases acides de la SEQ ID NO:3. SEQ ID NO:5: Séquence de la phytase de Schwanniomyces occidentalis 30 (numéro d'accession NCBI : CAB70441) SEQ ID NO:6 : Séquence de la phytase de Saccharomyces cerevisiae (numéro d'accession NCBI : NP_009434) SEQ ID NO:7 : Séquence de la phytase de Saccharomyces cerevisiae (numéro d'accession NCBI : NP_009650) 35 SEQ ID NO:8 : Séquence de la phytase de Saccharomyces cerevisiae (numéro d'accession NCBI : NP_009651) SEQ ID NO:9 : Séquence de la phytase de Saccharomyces cerevisiae (numéro d'accession NCBI : NP_012087) SEQ ID NO:10 : Séquence de Pa phytase de Pichia pastoris (numéro d'accession NCBI : P52291) SEQ ID NO:11 : Séquence de la phytase d'Aspergillus piger (phyt A) (numéro d'accession NCBI : AAS00648) SEQ ID NO:12 : Séquence de la phytase de Peniophora lycii (numéro d'accession NCBI : CAC48195) SEQ ID NO:13 : Séquence de la phytase d'Aspergillus piger (phyt B) (numéro 10 d'accession NCBI : P34754) SEQ ID NO:14 : Séquence de la phytase d'Aspergillus fumigatus (numéro d'accession NCBI : XP 751017) SEQ ID NO:15 : Séquence de la phytase d'Escherichia col/ (numéro d'accession NCBI : AAN28334) 15 Description de l'invention L'invention a pour objet l'utilisation d'un peptide ayant une activité 20 phytase comprenant une arginine en position 211 de sa séquence peptidique, la position des acides aminés étant définie par rapport à la séquence peptidique de la phytase de Debaryomyces castelli/ selon SEQ ID NO:1, pour la préparation d'un additif nutritionnel ou d'un aliment pour animaux. La présente invention concerne également l'utilisation d'une souche 25 à l'état isolée non modifiée génétiquement ou d'un organisme hôte transformé, produisant un peptide ayant une activité phytase comprenant une arginine en position 211 de sa séquence peptidique, la position des acides aminés étant définie par rapport à la séquence peptidique de la phytase de Debaryomyces castelli/ selon SEQ ID NO:1, pour la préparation d'un additif nutritionnel ou d'un 30 aliment pour animaux. L'invention se rapporte aussi à l'utilisation d'une souche à l'état isolé non modifiée génétiquement ou d'un organisme hôte transformé, comprenant un polynucléotide codant pour un peptide ayant une activité phytase comprenant une arginine en position 211 de sa séquence peptidique, 35 la position des acides aminés étant définie par rapport à la séquence peptidique de la phytase de Debaryomyces castellii selon SEQ ID NO:1, pour la préparation d'un additif nutritionnel ou d'un aliment pour animaux. L'invention concerne aussi l'utilisation d'un organisme hôte transformé, comprenant une cassette d'expression consistant en, dans le sens de la transcription : - un promoteur fonctionnel dans un organisme hôte, - un polynucléotide codant pour un peptide ayant une activité phytase comprenant une arginine en position 211 de sa séquence peptidique, la position des acides aminés étant définie par rapport à la séquence peptidique de la phytase de Debaryomyces castellii selon SEQ ID NO:1, et -une séquence terminatrice dans le même organisme hôte, pour la préparation d'un additif nutritionnel ou d'un aliment pour animaux. L'invention concerne également l'utilisation d'un organisme hôte transformé, comprenant un vecteur comprenant un polynucléotide codant pour un peptide ayant une activité phytase comprenant une arginine en position 211 de sa séquence peptidique, la position des acides aminés étant définie par rapport à la séquence peptidique de la phytase de Debaryomyces castellii selon SEQ ID NO:1, pour la préparation d'un additif nutritionnel ou d'un aliment pour animaux. Un autre objet de la présente invention est relatif à l'utilisation d'un mélange protéique ou d'un moût de fermentation susceptible d'être obtenu par une souche à l'état isolé non modifiée génétiquement ou par un organisme hôte produisant un peptide ayant une activité phytase comprenant une arginine en position 211 de sa séquence peptidique, la position des acides aminés étant définie par rapport à la séquence peptidique de la phytase de Debaryomyces castellii selon SEQ ID NO:1, pour la préparation d'un additif nutritionnel ou d'un aliment pour animaux. Un autre objet encore de la présente invention est relatif à l'utilisation d'un mélange de peptides ayant une activité phytase comprenant au moins un peptide ayant une activité phytase présentant une arginine en position 211 de sa séquence peptidique, la position des acides aminés étant définie par rapport à la séquence peptidique de la phytase de Debaryomyces castellii selon SEQ ID NO:1, pour la préparation d'un additif nutritionnel ou d'un aliment pour animaux.35 Selon un mode de réalisation de la présente invention, le peptide ayant une activité phytase comprend en outre un acide aspartique en position 338 de sa séquence peptidique. Selon un mode de réalisation de la présente invention, le peptide ayant une activité phytase comprend la séquence peptidique SEQ ID NO:3. Selon un mode de réalisation de la présente invention, les utilisations susmentionnées sont réalisées en vue de l'hydrolyse de l'acide phytique en monophosphate inorganique et en myo-inositol libre, ou en vue de l'hydrolyse du myo-inositol 2-monophosphate en monophosphate inorganique et en myo-inositol libre. Un autre objet enfin de la présente invention concerne l'utilisation d'un peptide ayant une activité phytase comprenant une arginine en position 211 de sa séquence peptidique, la position des acides aminés étant définie par rapport à la séquence peptidique de la phytase de Debaryomyces castellii selon SEQ ID NO:1, pour l'hydrolyse de l'acide phytique en monophosphate inorganique et en myo-inositol libre. Phytases La présente invention concerne donc l'utilisation d'une phytase présentant une arginine dans son site actif. Selon la présente invention, la position des acides aminés est définie par rapport à la séquence peptidique de la phytase de Debaryomyces castellii selon SEQ ID NO:1. La séquence de la phytase de D. castellii est donc la séquence de référence. Toutes les indications de position d'acides aminés particuliers sont faites par rapport à la séquence primaire de cette phytase. La figure 1 représente un alignement de séquences décrites dans l'état de la technique, alignées par rapport à la séquence de D. castellii (SEQ ID NO:1) comme référence. La séquence de la phytase de D. castellii figure en bas de chaque page de la figure 1. Certains acides aminés de la séquence sont soulignés et un nombre est indiqué en dessous de cet acide aminé. Ce nombre correspond à la numérotation de l'acide aminé dans la séquence SEQ ID NO:1. Par exemple, en première page de la figure 1, un résidu de méthionine est souligné et le chiffre 1 apparaît en dessous, ce qui signifie que ladite méthionine est l'acide aminé situé en première position de la séquence SEQ ID NO:1. Egalement, en page 5 de la figure 1, un résidu d'arginine est souligné et le nombre 211 figure en dessous, ce qui signifie que ce résidu d'arginine est en position 211 dans SEQ ID NO:1. Par convention dans cette demande, la numérotation des acides aminés des autres phytases se fait par rapport à la séquence de D. castellii. L'alignement des séquences est par exemple réalisé au moyen de Vector NTi 9.1.0, programme d'alignement AlignX (Clustal W algorithm) (Invitrogen INFORMAX, http://www.invitrogen.com) ou en utilisant l'outil CLUSTAW (http://www.ebi.ac.uk/clustalw/). Sur la base d'un tel alignement, l'homme du métier peut identifier la nature et la position d'un acide aminé dans une autre séquence de phytase correspondant. Les abréviations suivantes ont été utilisées : [)C Debaryomyces castellii CBS 2923 (numéro d'accession NCBI EF121003) [)O Schwanniomyces occidentalis (numéro d'accession NCBI : CAB70441) SC-1 Saccharomyces cerevisiae (numéro d'accession NCBI : NP_009434) SC-2 Saccharomyces cerevisiae (numéro d'accession NCBI : NP_009650) SC-3 Saccharomyces cerevisiae (numéro d'accession NCBI : NP_009651) SC-4 Saccharomyces cerevisiae (numéro d'accession NCBI : NP_012087) PP Pichia pastoris (numéro d'accession NCBI : P52291) AN-A Aspergillus piger (phyt A) (numéro d'accession NCBI : AAS00648) PL Peniophora lycii (numéro d'accession NCBI : CAC48195) AN-B Aspergillus piger (phyt B) (numéro d'accession NCBI : P34754) AF Aspergillus fumigatus (numéro d'accession NCBI : XP_751017) EC Escherichia coli (numéro d'accession NCBI : AAN28334) La phytase de Debaryomyces castellii CBS 2923 est représentée 30 clans le listage de séquences à la SEQ ID NO:1. Par "phytase", on entend un polypeptide ou une enzyme qui catalyse l'hydrolyse de l'acide phytique (myo-inositol hexakisphosphate, lnsP6) en monophosphate inorganique, en myo-inositol phosphate de degré de phosphorylation inférieur (InsP5 à InsP1) et en myo-inositol libre dans certains 35 cas. Selon la nomenclature officielle sur les enzymes du comité de l'Union Internationale de Biochimie (IUPAC-MB, 1977), les phytases appartiennent à la classe des hydrolases, sous classe des ester hydrolases et sous sous classe des phospho monoester hydrolases parmi lesquelles on trouve les phosphatases et les phytases. Toutes les phosphatases n'hydrolysent pas l'acide phytique et les phytates. A ce jour, certaines enzymes ont été identifiées comme des phosphatases, mais on ne sait pas si ces enzymes sont également des phytases. Les inventeurs ont mis en évidence un résidu d'arginine en position 211 de la séquence peptidique de Debaryomyces castellii (SEQ ID NO:1) comme résidu capable de lier le myo-inositol 2-monophosphate, qui stabilise le complexe enzyme-substrat et hydrolyse l'acide phytique et les phytates jusqu'à libération du myo-inositol. Les inventeurs ont en outre démontré que d'autres peptides ayant une activité phytase et présentant une arginine en position 211 de leur séquence peptidique (position définie par alignement avec SEQ ID NO:1), sont également capables d'hydrolyser l'acide phytique et les phytates jusqu'à libération du myo-inositol. La présente invention concerne donc l'utilisation d'un peptide ayant une activité phytase comprenant une arginine en position 211 de sa séquence peptidique, la position des acides aminés étant définie par rapport à la séquence peptidique de la phytase de Debaryomyces castellii selon SEQ ID NO:1, pour la préparation d'un additif nutritionnel ou d'un aliment pour animaux. Selon un autre mode de réalisation, la présente invention concerne l'utilisation d'un peptide ayant une activité phytase comprenant une arginine en position 211 de sa séquence peptidique, la position des acides aminés étant définie par rapport à la séquence peptidique de la phytase de Debaryomyces castellii selon SEQ ID NO:1, pour l'hydrolyse du myo-inositol hexakisphosphate en monophosphate inorganique et en myo-inositol libre. La phytase de la SEQ ID NO:1 comprend le motif RHGERYP ou Arg His Gly Glu Arg Tyr Pro (SEQ ID NO:4, acides aminés 72 à 78 de SEQ ID NO:1) correspondant à la séquence consensus RHGXRXP (SEQ ID NO:3). Cette séquence consensus selon SEQ ID NO:3 est présente dans le site actif de nombreuses phosphatases acides. La phytase de la SEQ ID NO:1 possède également le motif HD (ou His Asp) présent chez de nombreuses phytases. Ce motif est retrouvé dans la partie C-terminale aux acides aminés 335 et 336 de la SEQ ID NO:1. Dans un mode de réalisation de l'invention, les peptides selon l'invention possèdent le motif RHGERYP (SEQ ID NO:4) ou un autre motif correspondant à la séquence consensus RHGXRXP (SEQ ID NO:3). Préférentiellement, les peptides de l'invention possèdent également un motif HD. Ainsi selon ce mode de réalisation, la présente invention a pour objet l'utilisation d'un peptide présentant une activité phytase comprenant une arginine en position 211 de sa séquence peptidique, la position des acides aminés étant définie par rapport à la séquence peptidique de la phytase de Debaryomyces castellii selon SEQ ID NO:1, ladite phytase comprenant le motif RHGXRXP (ou séquence peptidique SEQ ID NO:3) ou le motif RHGERYP (ou séquence peptidique SEQ ID NO:4), pour la préparation d'un additif nutritionnel ou d'un aliment pour animaux. Les inventeurs ont en outre mis en évidence un résidu d'acide aspartique en position 338 de la séquence peptidique de Debaryomyces castellii (SEQ ID NO:1) comme résidu capable de stabiliser l'arginine en position 211. Les inventeurs ont en outre vérifié que les autres peptides ayant une activité phytase, présentant une arginine en position 211 de leur séquence peptidique, et capables d'hydrolyser l'acide phytique et les phytates jusqu'à libération du myo-inositol, présentent également un résidu d'acide aspartique en position 338 de leur séquence peptidique (position définie par alignement avec SEQ ID NO:1). Ainsi, selon un autre mode de réalisation, l'invention a pour objet l'utilisation d'un peptide présentant une activité phytase comprenant : - une arginine en position 211 de sa séquence peptidique, - un acide aspartique en position 338 de sa séquence peptidique, la position des acides aminés étant définie par rapport à la séquence peptidique de la phytase de Debaryomyces castellii selon SEQ ID NO:1, pour la préparation d'un additif nutritionnel ou d'un aliment pour animaux. Dans un autre mode de réalisation de la présente invention, les peptides ayant une activité phytase sont glycosylés. En outre, dans un autre rnode encore de réalisation de l'invention, les peptides ayant une activité phytase portent au moins un pont disulfure. La phytase de Debaryomyces castellii est une enzyme secrétée par cette levure dans son environnement extracellulaire. Pour l'expression et la secretion par un organisme hôte recombinant, les peptides ayant une activité phytase peuvent être fusionnés à leur extrémité N-terminale avec un peptide signal reconnu par cet organisme hôte. Les phytases de l'invention peuvent être isolées ou purifiées de leur environnement naturel. Elles peuvent être préparées au moyen de différents procédés. Ces procédés sont notamment la purification à partir de sources naturelles telles que des cellules exprimant naturellement ces peptides, la production de peptides recombinants par des cellules hôtes appropriées et leur purification ultérieure, la production par synthèse chimique ou, enfin, une combinaison de ces différentes approches. Ces différents procédés de production sont connus de l'homme du métier. Ainsi, les phytases de la présente invention peuvent être isolées à partir de tout microorganisme producteur de phytase. Les phytases de la présente invention peuvent également être isolées à partir d'organismes hôtes recombinants exprimant le peptide présentant cette activité phytase. L'invention a également pour objet des protéines de fusion, des protéines recombinantes ou des protéines chimères comprenant le peptide selon l'invention. Les peptides selon la présente invention ont une activité phytase et possèdent la capacité d'hydrolyser la totalité des liaisons phosphate de l'acide phytique. Selon un mode de réalisation de la présente invention, on utilise un peptide présentant une activité, tel que ci-dessus décrit, pour la préparation d'un additif nutritionnel ou d'un aliment pour animaux en vue de l'hydrolyse du myo-inositol hexakisphosphate en monophosphate inorganique et en myo-inositol libre, ou en vue de l'hydrolyse du myo-inositol 2-monophosphate en monophosphate inorganique et en myo-inositol libre. Selon un mode de réalisation de la présente invention, on utilise un peptide ayant une activité phytase comprenant une arginine en position 211 de sa séquence peptidique, la position des acides aminés étant définie par rapport à la séquence peptidique de la phytase de Debaryomyces caste/Ili selon SEQ ID NO:1, pour la préparation d'un additif nutritionnel ou d'un aliment pour animaux, sauf le peptide de SEQ ID NO:1 et/ou le peptide de SEQ ID NO:5. Souche à l'état isolé ou organisme hôte La présente invention concerne également l'utilisation d'une souche à l'état isolée non modifiée génétiquement ou d'un organisme hôte transformé, produisant une phytase comprenant une arginine en position 211 de sa séquence peptidique, la position des acides aminés étant définie par rapport à la séquence peptidique de la phytase de Debaryomyces castel/il selon SEQ ID NO:1, pour la préparation d'un additif nutritionnel ou d'un aliment pour animaux. La présente invention concerne également l'utilisation de cette souche ou de cet organisme hôte pour l'hydrolyse du myo-inositol 15 hexakisphosphate en monophosphate inorganique et en myo-inositol libre. Polynucléotide La présente invention concerne également l'utilisation d'une souche à l'état isolée non modifiée génétiquement ou d'un organisme hôte 20 transformé, comprenant un polynucléotide codant pour une phytase comprenant une arginine en position 211 de sa séquence peptidique, la position des acides aminés étant définie par rapport à la séquence peptidique de la phytase de Debaryomyces castellii selon SEQ ID NO:1, pour la préparation d'un additif nutritionnel ou d'un aliment pour animaux. 25 La présente invention concerne en outre l'utilisation d'un organisme hôte transformé, comprenant une cassette d'expression consistant en, dans le sens de la transcription : - un promoteur fonctionnel dans un organisme hôte, - un polynucléotide codant pour une phytase comprenant une arginine en 30 position 211 de sa séquence peptidüque, la position des acides aminés étant définie par rapport à la séquence peptidique de la phytase de Debaryomyces castellii selon SEQ ID NO:1, et - une séquence terminatrice dans le rnême organisme hôte, pour la préparation d'un additif nutritionnel ou d'un aliment pour animaux. 35 La présente invention concerne également l'utilisation d'un organisme hôte transformé, comprenant un vecteur comprenant un polynucléotide codant pour une phytase comprenant une arginine en position 211 de sa séquence peptidique, la position des acides aminés étant définie par rapport à la séquence peptidique de la phytase de Debaryomyces castellii selon SEQ ID NO:1, pour la préparation d'un additif nutritionnel ou d'un aliment pour animaux. II est tout à fait envisageable, selon la présente invention de transformer un organisme hôte par intégration dans ledit organisme hôte d'au rnoins un polynucléotide, une cassette d'expression ou un vecteur. Le polynucléotide peut être intégré dans le génome de l'organisme hôte ou se repliquer de manière stable dans l'organisme hôte. Les méthodes de transformation des organismes hôtes sont bien connus de l'homme du métier et largement décrits dans la littérature. Par "organisme hôte", on entend en particulier selon l'invention tout 15 organisme monocellulaire ou pluricellulaire, inférieur ou supérieur, en particulier choisi parmi les bactéries, les levures, les champignons et les plantes. Par "organisme hôte", on entend un organisme non humain. A titre indicatif, les levures sont choisies parmi Pichia pastoris, Saccharomyces cerevisae, Yarrowia lipolytica, Schwanniomyces occidentalis, 20 Schwanniomyces castellii et Schizosaccharomyces pombe. A titre indicatif, les champignons sont choisis parmi les Aspergillus et les Penicilliums, préférentiellement parmi Penicillium funiculosum, Trichoderma reesei, Aspergillus piger, Aspergillus awamori, Aspergillus kawachii et Trichoderma koningii. 25 Dans un mode de réalisation, l'organisme hôte est une souche de Penicillium funiculosum dans laquelle on exprime un peptide présentant une activité phytase selon l'invention. Dans un autre mode de réalisation, l'organisme hôte est une souche de Debaryomyces castellii dans laquelle on exprime ou sur-exprime un 30 peptide présentant une activité phytase selon l'invention. Dans un autre mode de réalisation de l'invention, l'organisme hôte est une souche de Pichia pastoris ou de Schizosaccharomyces pombe de dans laquelle on exprime un peptide présentant une activité phytase selon l'invention. 35 Les plantes sont par exemple choisies parmi le riz (Oryza satvia L.), le tabac, le soja et le blé. Les techniques de construction de vecteurs, de transformation d'organismes hôtes et d'expression de protéines hétérologues dans ces organismes sont largement décrites dans la littérature (Ausubel F.M. et al., "Current Protocols in Molecular Biology" Volumes 1 et 2, Greene Publishing Associates et Wiley -Interscience, 1989; T.Maniatis, E.F.Fritsch, J.Sambrook, Molecular Cloning: A laboratory Handbook, 1982). Cassettes d'expression Concernant les cassettes d'expression selon l'invention, tout type de séquence promotrice peut être utilisée. Le choix du promoteur dépendra notamment de l'organisme hôte choisi pour l'expression du gène d'intérêt. Certains promoteurs permettent une expression constitutive alors que d'autres promoteurs sont au contraire inductibles. Parmi les promoteurs fonctionnels clans les champignons, on citera notamment celui de glyceraldehyde-3- phosphate deshydrogenase d'Aspergillus nidulans (Roberts et al., Current Genet. 15:177-180, 1989). Parmi' les promoteurs fonctionnels dans les bactéries, on citera notamment celui de la RNA polymérase du bacteriophage T7 (Studier et al., Methods in enzymology 185:60-89, 1990). Parmi les promoteurs fonctionnels dans les levures, on citera notamment celui du gène Gall (Elledge et al., Proc Natl Acad Sciences, USA. 88:1731-1735, 1991) ou les promoteurs GAL4 et ADH de S.cerevisiae. Tous ces promoteurs sont décrits dans la littérature et bienconnus de l'homme du métier. Pour l'expression dans Penicillium funiculosum, on choisira par exemple des cassettes d'expression comprenant un promoteur histone H4.B, un promoteur acide aspartyl protéase ou un promoteur csI13 (WO 00/68401). Pour l'expresssion dans la levure Pichia pastoris, on choisira par exemple des cassettes d'expression comprenant le promoteur AOX1 inductible par le méthanol (Tschopp, J. F., Sverlow, G., Kosson, R., Craig, W. and Grinna, L. (1987) High-level secretion of glycosylated invertase in the methylotrophic yeast, Pichia pastoris. Biotechnology 5, 1305-1308) ou le promoteur constitutif fort GAP (Waterham, H. R., Digan, M. E., Koutz, P. J., Lair, S. V. and Cregg, J. M. (1997) Isolation of the Pichia pastoris glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase gene and regulation and use of its promoter. Gene 186, 37-44). Pour l'expression dans Schizosacchromyces pombe, on choisira par exemple des cassettes d'expression comprenant le promoteur de régulation Nmtl reprimé par la thiarnine et actictivé en abscence de thiamine (Maundrell, K., (1989) Nmtl of fission yeast. A highly transcribed gene completely repressed by thiamine. J. Biol. Chem. 265, 10857-10864.) Les cassettes d'expression, selon la présente invention, peuvent en outre inclure toute autre séquence nécessaire à l'expression des peptides ou des polynucléotides, comme par exemple des éléments de régulation ou des séquences signal permettant la sécrétion des polypeptides produits par l'organisme hôte. On peut notamment utiliser toute séquence de régulation permettant d'augmenter le niveau d'expression de la séquence codante insérée dans la cassette d'expression. Selon l'invention, on peut notamment utiliser, en association avec la séquence de régulation promotrice, d'autres séquences de régulation, qui sont situées entre le promoteur et la séquence codante, telles que des activateurs de transcription ("enhancer"). En outre, les cassettes d'expression, selon la présente invention, peuvent inclure toute autre séquence nécessaire à la sécrétion des polypeptides produits par l'organisme hôte telles que des séquences signal. Pour la sécrétion par Pichia pastoris, on peut par exemple utiliser la séquence du facteur a comme signal de sécrétion. Une grande variété de séquences terminatrices sont utilisables dans les cassettes d'expression selon l'invention, ces séquences permettent la terminaison de la transcription et la polyadénylation de l'ARNm. Toute séquence terminatrice fonctionnelle dans l'organisme hôte sélectionné peut être utilisée. Pour l'expression dans Penicillium funiculosum, on choisira par exemple des cassettes d'expression comprenant un terminateur histone H4.B, un terminateur acide aspartyl protease ou un terminateur cs113 (WO 00/68401). La présente invention a également pour objet un polynucléotide comprenant une cassette d'expression selon l'invention, avantageusement les cassettes d'expression selon la présente invention sont insérées dans un vecteur. Vecteurs Les vecteurs de réplication ou d'expression pour la transformation d'un organisme hôte selon la présente comprenent au moins un polynucléotide ou une cassette d'expression telle que ci-dessus définie. Ce vecteur peut notamment être constitué par un plasmide, un cosmide, un bactériophage ou un virus dans lequel est inséré un polynucléotide ou une cassette d'expression selon l'invention. Les techniques de construction de ces vecteurs et d'insertion d'un polynucléotide de l'invention dans ces vecteurs sont connues de l'homme du métier. De manière générale, tout vecteur capable de se maintenir, de s'autorépliquer ou de se propager dans une cellule hôte et notamment afin d'induire l'expression d'un polynucléotide ou d'un polypeptide peut être utilisé. L'homme du métier choisira les vecteurs appropriés notamment en fonction de l'organisme hôte à transformer et en fonction de la technique de transformation mise en oeuvre. Les vecteurs de la présente invention sont notamment utilisés pour transformer un organisme hôte en vue de la réplication du vecteur et/ou de l'expression d'un polypeptide selon l'invention dans l'organisme hôte. Additifs alimentaires et aliments pour animaux Par "additif nutritionnel", on entend une substance ajoutée intentionnellement à un aliment, généralement en petites quantités, pour améliorer ses caractéristiques nutritionnelles ou sa digestibilité. Les additifs nutritionnels pour animaux peuvent par exemple contenir des vitamines, des sels minéraux, des acides aminés et des enzymes. Typiquement, selon l'invention, les additifs nutritionnels pour animaux peuvent comprendre un polypeptide, une souche non génétiquement modifiée, un organisme hôte, un surnageant de culture, un mélange protéique, un moût de fermentation d'un organisme hôte ou d'une souche non génétiquement modifiée selon l'invention. Ainsi, les peptides ayant une activité phytase peuvent être utilisés directement pour la fabrication d'un additif nutritionnel pour animaux. Alternativement, une souche non génétiquement modifiée ou un organisme hôte produisant des phytases selon l'invention peuvent être utilisés directement pour la fabrication d'un additif nutritionnel pour animaux. Dans un mode de réalisation de l'invention, on utilise un surnageant de culture, un mélange protéique ou un moût de fermentation pour la préparation d'un additif nutritionnel ou d'un aliment pour animaux. Selon l'invention, ce mélange protéique, surnageant de culture ou moût de fermentation est susceptible d'être obtenu par une souche à l'état isolé non modifiée génétiquement ou par un organisme hôte produisant un peptide présentant une activité phytase, ce peptide comprenant une arginine en position 211 de sa séquence peptidique, la position des acides aminés étant définie par rapport à la séquence peptidique de la phytase de Debatyomyces castellii selon SEQ ID NO:1. Ce mode de réalisation est particulièrement avantageux lorsque le peptide en question est secrété dans le milieu extracellulaire par la souche ou l'organisme hôte. Habituellement, ce surnageant de culture est concentré ou lyophilisé pour la fabrication de l'additif nutritionnel. Ce surnageant de culture, mélange protéique ou moût de fermentation peut ensuite être concentré ou lyophilisé pour la formulation d'un additif alimentaire ou d'un aliment pour animaux. Le procédé peut comprendre des étapes supplémentaires de purification du peptide présentant une activité phytase à partir du surnageant de culture. Si l'organisme hôte ne secrète pas le peptide dans le milieu de culture, une étape supplémentaire de cassage des cellules et de purification de 15 l'extrait cellulaire peut être nécessaire. Les additifs nutritionnels de la présente invention comprennent au moins un peptide selon l'invention mais peuvent également comprendre d'autres substances nutritionnelles comme des vitamines, des acides aminés ou des sels minéraux. 20 Les additifs selon l'invention accroissent la digestibilité des aliments, contribuant ainsi à une meilleure valorisation nutritionnelle des régimes à base de céréales (blé, orge, maïs, avoine, seigle, ...) et de tourteaux oléagineux (soja, tournesol, colza, ...) notamment. 25 Par "aliment", on entend tout ce qui peut servir à la nourriture des animaux. Selon un mode de réalisation de la présente invention, les aliments pour animaux comprennent une base nutritionnelle et un additif nutritionnel tel que ci-dessus défini. Ces aliments se présentent habituellement 30 sous la forme de farines ou de granulés dans lesquels sont incorporés les additifs selon l'invention. Selon un mode de réalisation de la présente invention, les aliments pour animaux comprennent un peptide selon l'invention, une souche non génétiquement modifiée, un organisme hôte selon l'invention, un moût de 35 fermentation, un mélange de protéine, ou un surnageant de culture de cette souche ou de cet organisme hôte. La présente invention concerne également l'utilisation d'un mélange de peptides présentant une activité phytase, ledit mélange comprenant au moins un peptide présentant une activité phytase, le peptide présentant une arginine en position 211 de sa séquence peptidique, la position des acides aminés étant définie par rapport à la séquence peptidique de la phytase de Debaryomyces castel/il selon SEQ ID NO:1, pour la préparation d'un additif nutritionnel ou d'un aliment pour animaux. La présente invention concerne également l'utilisation de ce 10 mélange de peptides pour l'hydrolyse de l'acide phytique en monophosphate inorganique et en myo-inositol libre. Dans un mode de réalisation de l'invention, les additifs nutritionnels et les aliments pour animaux selon l'invention comprennent une 15 association d'au moins deux peptides présentant des activités complémentaires. Ces additifs et ces aliments comprennent ainsi au moins un peptide présentant une activité phytase telle que ci-dessus définie, ledit peptide étant associé à un autre peptide. Le peptide de l'invention hydrolyse l'acide phytique en monophosphate inorganique et en myo- inositol libre. On peut lui 20 associer un peptide présentant une activité phytase, par exemple une activité 3-phytase ou une activité 6-phytase, ou un peptide présentant une activité phytase qui n'hydrolyse pas tous les groupements phosphate. La phytase associée à la phytase selon l'invention peut être par exemple choisie parmi les phytases des organismes suivants : 25 S'chwanniomyces occidentales, Pichia pastoris, Escherichia coli, Aspergillus awamori (phytase A et phytase B), Aspergillus piger (phytase A et phytase B), F'enicillium funiculosum, Aspergillus oryzae, Peniophora lycii, Aspergillus ficuum, Aspergillus nidulans, Talaromyces thermophilus, Aspergillus fumigatus et Aspergillus terreus. A titre indicatif, la phytase selon la présente invention 30 est associée à la phytase d'Aspergillus piger (Ullah, A. H. J and Sethumadhavan, K., (2003) PhyA gene product of Aspergillus ficuum and Peniophora lycii produces dissimilar phytases. Biochemical and Biophysical Research Communications 303 : 463.-468) ou à une phytase d'une souche de Penicillium funiculosum (WO 03/054199, WO 99/57325). 35 Pour l'élevage intensif des animaux, les aliments pour animaux comprennent habituellement une base nutritionnelle et des additifs nutritionnels. Par "base nutritionnelle", on entend, ce qui constitue l'essentiel de la ration alimentaire de l'animal, constitué à titre d'exemple par un mélange de céréales, de protéines et de matières grasses d'origine animale et/ou végétale. Les bases nutritionnelles pour animaux sont adaptées à l'alimentation de ces animaux. Habituellement, ces bases nutritionnelles comprennent par exemple du maïs, du blé, du pois et du soja. Ces bases nutritionnelles sont adaptées aux besoins des différentes espèces animales auxquelles elles sont destinées. Ces bases nutritionnelles peuvent déjà contenir des additifs nutritionnels comme des vitamines, des sels minéraux et des acides aminés. Par "animaux monogastriques", on entend notamment les volailles et les porcs. Les volailles comprennent notamment les poules pondeuses, les poulets de chair, les dindes et les canards. Les porcs comprennent notamment les porcs croissance et finition ainsi que les porcelets. Fiqures Figure 1 : alignement de séquences décrites dans l'état de la technique, alignées par rapport à la séquence de la phytase de D. castellii (SEQ ID NO:1) comme référence Figure 2 : représentation d'un monomère de la phytase de D. castellii 25 Figure 3 : représentation d'un trimère de la phytase de D. castellii Figure 4 : représentation d'un tétramère de la phytase de D. castellii Figure 5 : activité de la phytase de P. pastoris en fonction du pH (pH 3 à 3,5 Tampon glycine 200 mM ; pH 3,5 à 7 Tampon acétate de sodium 200 mM ; pH 7 à 7,5 Tampon tris HCI 200 mM) 30 Figure 6 : activité de la phytase de P. pastoris en fonction de la température, à pH 3, pendant 20 minutes 35 Exemples La souche utilisée est répertoriée au Centraal bureau voor Schimmelculture (Delft) sous le nom Debaryomyces castellii CBS 2923. La phytase de D. castelli a été caractérisée au niveau biochimique et biophysique (demande de brevet PCT/FR2006/001653 déposée le 7 juillet 2006). Cette phytase appartient au groupe des phosphatases de haut poids moléculaire. Elle est caractérisée comme une HAP (phosphatase acide à 10 histidine) et est active dans une large gamme de pH (2 à 6,5), avec un pH optimum d'activité de 4 - 4,5. Elle est stable à 66 C pendant 1 heure, sa température optimale d'activité est de 60 C. 15 Exemple 1 : Détermination de la structure de la phytase de D. castellii Analyse du cristal et traitement des données Plusieurs cristaux ont été obtenus en utilisant des kits de cristallisations dans différentes conditions. Des tests préliminaires de diffraction des rayons X ont 20 permis de juger de la qualité diffractante de ces cristaux (résolution, mosaicité...). Les meilleurs cristaux ont été obtenus avec les conditions de cristallisations suivantes : 0,02M CaCl2 0,1M Na Acetate pH 4.6 25 15% MPD (2-méthyl-2,4-.pentanediol) Dans de telles conditions, le cristal peut être congelé (vitrifié) dans de l'azote liquide directement sans trempages spécifiques préalables. Le jeu de données collecté à l'ESRF à 100 K a été indexé et intégré par le 30 logiciel MOSFLM (Leslie, 1992) puis mis à l'échelle par le logiciel SCALA (CCP4). Le cristal appartient au groupe d'espace P6522 avec une maille de dimensions a=b=121,65 A, c=332,24 A et a=R=90 , y=120 . La structure a été résolue par remplacement moléculaire (logiciel PHASER, Mac Coy, 2005) en utilisant la structure de la phytase d'Aspergillus piger (code 35 pclb : 1QFX ; Kostrewa et al., 1999) comme modèle. L'étape de construction automatique/affinement de la structure a été conduite par le logiciel ARP 19 (Perrakis et al., 1999). Les logiciels REFMAC (Murshudov et al., 1997) et TRUBO-FRODO (Roussel & Carnbillaud, 1992) ont été utilisés pour l'affinement manuel final. Analyse de la structure du monomère La structure d'un monomère de phytase est composée de 457 acides aminés. Voir SEQ ID NO:1. Les quatre premiers résidus de la protéine sont trop mobiles pour être résolus par diffraction aux rayons X. Tel que montré en figure 2, un monomère est composé d'un petit domaine a et d'un large domaine a/I3. Le petit domaine a contient 5 hélices a. Le domaine a/13 est composé de 6 feuillets 3 au centre entourés d'un coté par deux longues hélices a et de l'autre par 4 hélices a plus petites. Les résidus du site catalytique consensus (72RHGERYP78 et 335HD336) sont localisés dans une fente profonde à l'interface du large domaine a/(3 et du petit domaine a. Analyse de la structure du dimère L'unité asymétrique comporte deux monomères comme le suggéraient le coefficient de Mathews (VR, de 3,46 A3.Da-l) ainsi que le pourcentage de solvant (63%) calculé pour deux molécules dans l'unité asymétrique. L'analyse du contact (surface et nature) entre ces deux monomères montre clairement qu'ils forment un dimère, tel que le montre la figure 3. L'aire de contact entre 2 monomères au sein du dimère est de 2395 A2 ce qui représente 12 % de la surface totale d'un monomère. Ces deux molécules sont parfaitement superposables mais présentent des différences mineures dans leur composition en résidus N-acétylglucosamine (NAG) et dans le nombre de ponts disulfure. Pour le monomère A, les 8 résidus cystéines sont impliqués dans des ponts disulfures Cys62-Cys385, Cys214-Cys435, Cys262-Cys275, Cys405-Cys413. Pour le monomère B, le pont disulfure Cys62-Cys385 n'est pas formé. Le monomère A contient 3 résidus NAG, liés à 3 des 9 résidus potentiels de N-glycosylation (Asn 158, 314 et 439). Le monomère B n'en contient que 2 liés aux Asn 314 et 439. Ces résidus correspondent au premier résidu des chaînes N--glycosylées laissés après l'hydrolyse par l'endoglycosidase H. D'autres résidus NAG sont présents (analyse par protéolyse et masse) sur les autres sites potentiels de glycosylation mais sont trop mobiles pour être résolus. Analyse de la structure quaternaire L'empilement cristallin montre que la phytase est un tétramère, confirmant les résultats obtenus par chromatographie d'exclusion. Ce tétramère est constitué de deux dimères strictement identiques reliés par un axe de symétrie dans le cristal. Voir la figure 4. Le tétramère a une forme de bi-pyramide à base carrée. Au niveau du 10 tétramère, l'aire de contact pour un monomère est de 4900 A2 soit 24% la surface totale d'un monomère. Dans la structure tétramérique, les 4 sites actifs sont exposés au solvant et facilement accessibles au substrat. 15 La structure est accessible sur le site du RCSB Protein Data Bank avec le code pdb suivant : 2GFI. Exemple 2 : Comparaison à d'autres histidine acide phosphatases 20 La phytase de D. caste/Ili possédant un domaine a et un domaine a/[3, elle peut être classée dans la famille structurale des histidines acide phosphatases (HAP) selon la classification SCOP (Structurale Classification Of Protein, Murzin et al., 1995). Cette famille contient notamment la phosphatase d'A. 25 piger (PAAn), les phytases d'A. piger (phytAn), les phytases d'A. fumigatus (phytAf) et d'E. coli (phytEc). Par superposition des monomères, trois familles peuvent être définies. La première comprend les monomères de phytDc et PAAn qui sont très 30 semblables. La superposition des monomères de phytAn ou phytAf avec phytDc est moins parfaite. En revanche, les structures de phytAn et phytAf sont très semblables et forment une deuxième famille. 35 La différence la plus remarquable entre ces deux premières familles se situe au niveau de l'extrémité N-terminale. Pour les phytases phytAn et phytAf, l'extrémité N-terminale est maintenue accolée à la protéine par un pont disulfure. Pour les protéines phytDc et PAAn, l'extrémité N-terminale (moins contrainte) forme une boucle étendue qui peut aller établir un contact conséquent avec le deuxième monomère. Cette interaction participe fortement à la stabilité du dimère et par conséquent du tétramère. Ceci explique en partie la structure quaternaire pour phytDc et PAAn (tétrameriques) et monomériques pour phytAf et phytAn La troisième famille est représentée par la phytase phytEc qui possède une structure plus éloignée de celles des phytases précédemment décrites. Les différentes structures de la famille HAP ne sont pas absolument superposables. Malgré cette diversité structurale, un fait est remarquable : les 5 résidus du site catalytique, à savoir RHGXRXP, sont parfaitement superposables. Exemple 3 : Détermination de la structure de la phytase de D. castellii en présence d'acide phytique De manière identique à l'exemple 1, une deuxième structure a été élucidée à partir de cristaux de phytase apo complexés par la suite avec une solution concentrée d'acide phytique. Une fois la structure résolue, il s'est avéré que l'acide phytique avait été hydrolysé et ne persistaient dans le site actif, que deux phosphates, l'un dans 25 le site réactionnel et l'autre à proximité. Un modèle du complexe entre la phytase de D. castel/il et le myo-inositol 2-monophosphate a été réalisé en plaçant le phosphate de ce dernier dans la position identifiée dans le site réactionnel, suivi d'une exploration de l'espace accessible par rotation le long des deux axes entre le phosphate et le cycle à 6 30 carbones. Ceci a permi de mettre en évidence un résidu d'arginine en position 211 comme résidu capable de lier le myo-inositol 2-monophosphate, stabilisant ainsi le complexe PhytDC-myo-lnositol 2-monophosphate et facilitant ainsi l'hydrolyse de ce dernier. En outre, il a été montré que la chaîne latérale de l'Arginine 211 est stabilisée 35 par un acide aspartique en position 338 (Asp 338). Exemple 4 : aliqnement des séquences primaires et capacité d'hydrolyse du myo-inositol 2-monophosphate Un alignement de séquences avec d'autres phosphatases/phytases (voir figure 1) montre que 2 autres phosphatases/phytases possèdent une arginine en position 211, la position des acides aminés étant définie par rapport à la séquence peptidique de la phytase de Debaryomyces castellii selon SEQ ID NO:1. Il s'agit des phosphatases/phytases de Schwanniomyces occidentalis et F'ichia pastoris. Ces 2 séquences possèdent également un acide aspartique en position 338. Les inventeurs ont précédemment montrés que la phytase de D. castellii est capable d'hydrolyser la totalité des groupements phosphate du phytate jusqu'à la libération du myo-inositol (voir demande de brevet PCT/FR2006/001653). Les inventeurs ont en outre cherché à savoir si les phytases/phosphatases de occidentallis et de P. pastoris hydrolysent ou non l'acide phytique et/ou le myo-inositol 2-monophosphate. Les cinétiques de libération de phosphates sont réalisées dans du tampon acétate de sodium 250 mM, pH4 ou pH3 (P. pastoris) en présence de 0,08 U/ml de phytase. Les mesures sont réalisées à 37 C : - après 30 minutes d'hydrolyse de l'Ins(2)P1, et - après 240 min d'hydrolyse de l'acide phytique. Les résultats sont montrés dans le tableau ci-dessous : % Ins (n) Pä hydrolysé Acide phytique Ins(2)Pi (9 mM) (1 mM) D. castellii 100 84 S. occidentalis 100 88 P. pastoris 100 55 A. piger (PhytA) 69 2 Tableau : Hydrolyse de l'acide phytique et de l'ins2P1 par les phytases de D. castellii, S. occidentalis, P. pastoris, A. piger Ces résultats montrent que les phytases/phosphatases de D. castellii, S. occidentallis et de P. pastoris hydrolysent l'acide phytique et le myo-inositol 2-rnonophosphate. La phytase de P. pastoris hydrolyse totalement l'acide phytique en inositol et phosphate inorganique. Elle est capable d'hydrolyser l'ins(2)P1 comme les phytases de D. castellii et de S. occidentalis et contrairement à la phytase A d'A. piger . Ces données constituent un élément important confortant le rôle essentiel de 10 l'arginine du site catalytique dans l'hydrolyse de l'Ins(2)P1, de l'acide phytique et des phytates. En outre, les phytases appartenant à la classe des phosphatases acides à histidine (histidine acide phosphatase, HAP), c'est-à-dire les phytases de S. 15 cerevisiae, P. Iycii, A. piger A (phytAn), A. Niger B (PAAn), A. Fumigatus (phytAf), E. Coli (phytEc), qui ne présentent pas d'arginine en position 211 (position déterminée par alignement avec SEQ ID NO:1, voir figure 1), n'hydrolysent pas totalement l'acide phytique (voit tableau ci-dessus pour la phytase de A. piger). Le myo-inositol 2-monophosphate (Ins(2)PI) est le produit 20 final. Ces données constituent d'autres éléments allant dans le sens du rôle essentiel de l'arginine du site catalytique dans l'hydrolyse totale de l'acide phytique et des phytates et dans l'hydrolyse de l'Ins(2)P1. 25 Exemple 5 : propriétés enzymatiques de la phytase de P. pastoris 5.1. Effet du pH L'effet du pH sur la phytase est déterrniné, en mesurant l'activité enzymatique à 37 C, en présence de différents tampons : pour les pH compris entre 2 et 3,5 30 (tampon glycine), pour les pH 3,5 à 7 (tampon acétate de sodium) et pour les pH 7 à 7,5 (tampon tris HCI). La phytase est active entre des valeurs de pH de 2,3 à 6, avec un optimum à pH 3 (voir figure 5). 5.2. Effet de la température La température optimale est déterminée sur la phytase native, en effectuant une mesure de l'activité phytasique à différentes températures : de 10 à 80 C à pH 3. La température optimale de la phytase est de 50 C (voir figure 6). 5.3. Etude de la stabilité à la température Une étude de la dénaturation thermique à diverses températures montre que l'enzyme est stable pendant une heure à 60 C lorsqu'elle est dans du tampon acétate 125 mM, pH 3. Elle est dénaturée au dessus de 65 C, avec une perte d'activité de 30% après 20 min à 65 C. REVENDICATIONS 1. Utilisation d'un peptide ayant une activité phytase comprenant une arginine en position 211 de sa séquence peptidique, la position des acides aminés étant définie par rapport à la séquence peptidique de la phytase de Debaryomyces castellii selon SEQ ID NO:1, pour la préparation d'un additif nutritionnel ou d'un aliment pour animaux. 2. Utilisation d'une souche à l'état isolée non modifiée génétiquement ou d'un organisme hôte transformé, produisant un peptide ayant une activité phytase comprenant une arginine en position 211 de sa séquence peptidique, la position des acides aminés étant définie par rapport à la séquence peptidique de la phytase de Debaryomyces castellii selon SEQ ID NO:1, pour la préparation d'un additif nutritionnel ou d'un aliment pour animaux. 3. Utilisation d'une souche à l'état isolé non modifiée génétiquement ou d'un organisme hôte transformé, comprenant un polynucléotide codant pour un peptide ayant une activité phytase comprenant une arginine en position 211 de sa séquence peptidique, la position des acides aminés étant définie par rapport à la séquence peptidique de la phytase de Debaryomyces castellii selon SEQ ID NO:1, pour la préparation d'un additif nutritionnel ou d'un aliment pour animaux. 4. Utilisation d'un organisme hôte transformé, comprenant une cassette d'expression consistant en, dans le sens de la transcription : - un promoteur fonctionnel dans un organisme hôte, - un polynucléotide codant pour un peptide ayant une activité phytase comprenant une arginine en position 211 de sa séquence peptidique, la position des acides aminés étant définie par rapport à la séquence peptidique de la phytase de Debaryomyces castellii selon SEQ ID NO:1, et - une séquence terminatrice dans le même organisme hôte, pour la préparation d'un additif nutritionnel ou d'un aliment pour animaux. 5. Utilisation d'un organisme hôte transformé, comprenant un vecteur comprenant un polynucléotide codant pour un peptide ayant une activitéphytase comprenant une arginine en position 211 de sa séquence peptidique, la position des acides aminés étant définie par rapport à la séquence peptidique de la phytase de Debaryomyces castellii selon SEQ ID NO:1, pour la préparation d'un additif nutritionnel ou d'un aliment pour animaux. 6. Utilisation d'un mélange protéique ou d'un moût de fermentation susceptible d'être obtenu par une souche à l'état isolé non modifiée génétiquement ou par un organisme hôte produisant un peptide ayant une activité phytase comprenant une arginine en position 211 de sa séquence peptidique, la position des acides aminés étant définie par rapport à la séquence peptidique de la phytase de Debaryomyces castellii selon SEQ ID NO:1, pour la préparation d'un additif nutritionnel ou d'un aliment pour animaux. 7. Utilisation d'un mélange de peptides ayant une activité phytase comprenant au moins un peptide ayant une activité phytase présentant une arginine en position 211 de sa séquence peptidique, la position des acides aminés étant définie par rapport à la séquence peptidique de la phytase de Debaryomyces castellii selon SEQ ID NO:1, pour la préparation d'un additif nutritionnel ou d'un aliment pour animaux. 8. Utilisation selon l'une quelconque des revendications précédentes, selon laquelle le peptide ayant une activité phytase comprend en outre un acide aspartique en position 338 de sa séquence peptidique. 9. Utilisation selon l'une quelconque des revendications précédentes, selon laquelle le peptide ayant une activité phytase comprend la séquence peptidique SEQ ID NO:3. 10. Utilisation selon l'une quelconque des revendications précédentes, pour 30 l'hydrolyse de l'acide phytique en monophosphate inorganique et en myoinositol libre. 11. Utilisation selon l'une quelconque des revendications 1 à 9, pour l'hydrolyse du myo-inositol 2-monophosphate en monophosphate inorganique et en myo-35 inositol libre. 12. Utilisation d'un peptide ayant une activité phytase comprenant une arginine en position 211 de sa séquence peptidique, la position des acides aminés étant définie par rapport à la séquence peptidique de la phytase de Debaryomyces castellii selon SEQ ID NO:1, pour l'hydrolyse de l'acide phytique en 5 monophosphate inorganique et en myo-inositol libre.