Brevet FR2900935A1 — publié le 20071116

SYSTEMES DE TRANSPOSITION RECOMBINANTS HYPERACTIFS DERIVES DU TRANSPOSON Mos-1 La présente invention se rapporte au domaine de la biologie moléculaire relative aux éléments transposables. L'invention concerne plus particulièrement l'amélioration des propriétés des systèmes de transposition naturels provenant d'éléments génétiques mobiles mariner, aux fins de leur utilisation en biotechnologies. La présente invention a pour objet un système de transposition 10 recombinant hyperactif dérivé du transposon Mos-1, comprenant au moins les deux partenaires suivants : a) un pseudo-transposon Mos-1 dans lequel une séquence nucléotidique exogène d'intérêt remplace la séquence nucléotidique codant la transposase Mos-1 d'origine ; et 15 b) une transposase Mos-1 fournie en trans dudit pseudo-transposon, l'un au moins desdits partenaires étant génétiquement modifié de manière appropriée pour améliorer la fréquence de transposition de ladite séquence nucléotidique exogène d'intérêt. Outre de tels systèmes, l'invention fournit des pseudo-transposons 20 Mos-1 hyperactifs, des transposases Mos-1 hyperactives, des kits. La présente invention concerne également l'utilisation d'un ou plusieurs des moyens ci-dessus pour réaliser des transpositions de séquences, et plus particulièrement des transferts de gènes, efficaces. Les éléments transposables (TE) ou éléments génétiques mobiles 25 (EGM) sont des fragments d'ADN de petite taille, capables de se déplacer d'un site chromosomique à un autre (Renault et al., 1997). Ces fragments d'ADN sont caractérisés par des séquences répétées inversées (ITR) situées en positions 5' et 3' terminales. Une enzyme codée par les TE eux-mêmes, la transposase, catalyse le processus de transposition de ces derniers. 30 Des TEs ont été identifiés tant chez les procaryotes que chez les eucaryotes (voir un ouvrage de référence dans ce domaine : Craig et al., 2002). Les TEs sont répartis en deux classes d'après leur mécanisme de transposition. D'une part, les éléments de classe I, ou rétrotransposons, transposent via la transcription inverse d'un intermédiaire ARN. D'autre part, les éléments de classe II transposent directement d'un site chromosomique à un autre, via un intermédiaire ADN, selon un mécanisme de type couper-coller . Chez les procaryotes, un grand nombre de TEs ont été répertoriés à ce jour. L'on peut citer, par exemple, des séquences d'insertion telles que IS 1, et des transposons, tel Tn5. Chez les eucaryotes, les éléments de classe II comprennent dix familles : P, PiggyBac, hAT, hélitron, Harbinger, En/Spm, Mutator, Transib, Pogo et Tcl -mariner. Les éléments génétiques mobiles mariner (ou MLE pour mariner-like elements ) constituent un grand groupe de TEs de classe II, appartenant à 15 la superfamille Tcl-mariner (Plasterk et al., 1999). La capacité des transposases de TE à mobiliser des fragments d'ADN plus ou moins longs, homologues ou hétérologues, comprenant des séquences d'intérêt, pour les insérer dans des acides nucléiques cibles, en particulier dans le chromosome d'un hôte, a été et est encore largement mise 20 à profit dans le domaine des biotechnologies, notamment dans le domaine du génie génétique. Parmi les TEs, les MLEs présentent des propriétés particulièrement avantageuses pour une utilisation en biotechnologie, notamment en ingénierie génétique et génomique fonctionnelle. L'on peut par exemple citer 25 de manière non limitative les propriétés suivantes : (i) Les MLEs sont des transposons de petite taille, faciles à manipuler. (ii) Le mécanisme de transposition des MLEs est simple. En effet, la transposase est capable de catalyser, à elle seule, toutes les étapes de la 30 transposition des MLEs. Elle est d'ailleurs nécessaire et suffisante pour assurer la mobilité des MLEs en l'absence de facteurs de l'hôte (Lampe et al., 1996). 3 2900935 (iii) Les MLEs se caractérisent par une très large ubiquité chez les procaryotes et les eucaryotes. Le premier MLE, Dmmarl, également appelé Mos-1, a été découvert chez Drosophila mauritiana par Jacobson et Hartl (1985). Par la suite, de nombreux éléments apparentés ont été identifiés 5 dans des génomes appartenant notamment à des bactéries, protozoaires, champignons, plantes, invertébrés, vertébrés à sang froid et mammifères. (iv) L'activité transpositionnelle des MLEs est hautement spécifique, et n'induit pas de mécanismes de résistance du génome de l'hôte, tels que des phénomènes d'interférences par méthylation [MIP ; Jeong et al. (2002) ; 10 Martienssen et Colot (2001)] ou via des ARN [RNAi ; Ketting et al. (1999) ; Tabara et al. (1999)]. Les événements de transposition peuvent être contrôlés par divers facteurs, tels la température, la présence de certains cations divalents et le pH. En termes de structure, l'élément Mos-1 de mariner est un élément compact de 1286 pb contenant un seul cadre ouvert de lecture (ORF) qui code pour une transposase de 354 acides aminés. La transposase est constituée d'un domaine N-terminal impliqué dans la liaison à l'ADN, la dimérisation et la tétramérisation et d'un domaine C-terminal contenant le site actif où un motif DDE(D) coordine l'ion métallique catalytique. Le cadre de lecture est flanqué de deux séquences terminales inversées (ITR) de 28 2 pb. Les deux régions localisées entre les ITR et l'ORF ne sont pas traduites et sont appelées UTR (pour Untranslated Terminal Region ). Les deux ITR de Mos-1 diffèrent en séquence par quatre nucléotides, ce qui laisse penser que la configuration naturelle de cet élément n'est pas optimale pour la transposition. Ceci a d'ailleurs été vérifié par des expériences montrant qu'un pseudo-transposon bordé par deux ITR 3' de Mos-1 transpose 10 000 fois mieux in vivo en bactérie que celui bordé par les ITR 5' et 3' en configuration naturelle (Augé-Gouillou et al., 2001 b). Les applications potentielles des MLEs en biotechnologie, notamment comme outils nonviraux de recombinaison génétique, sont considérables. Typiquement, pour des applications de mutagenèse insertionnelle in vitro, le gène du transposon qui code pour la transposase est remplacé par un ADN étiquette . La transposase est fournie en trans sous forme protéique. Pour des applications de transfert de gènes in vivo ou in vitro, le gène codant la transposase est remplacé par l'ADN exogène à transférer (on obtient ainsi un pseudo-transposon ). La transposase est alors fournie en trans via un plasmide d'expression, un ARN messager ou la protéine elle-même. Toutefois, le transfert d'un ADN exogène à l'aide des moyens actuels, c'est-à-dire en utilisant un pseudo-transposon mariner, n'est pas sans poser des difficultés, notamment du fait d'une efficacité et d'une spécificité d'intégration du transgène très limitées. Il est pourtant essentiel de disposer, dans chacune de ces applications, de systèmes de transposition efficaces. Or, l'efficacité de transposition des MLE naturels, comparée à celle d'autres TE, reste faible. En particulier, les MLE semblent moins actifs chez les eucaryotes que les autres EGM de classe Il. En définitive, l'intérêt pratique des MLE naturels est demeuré jusqu'à présent limité, puisqu'il est important, pour l'industriel ou le chercheur, de disposer d'outils de transposition efficaces, de manière à réduire le nombre de manipulations, le coût et le temps nécessaires pour réaliser les transpositions recherchées. Faute d'efficacité suffisante des systèmes de transposition disponibles, l'industriel ou le chercheur est aujourd'hui enclin à privilégier, dans la mesure du possible, l'utilisation de systèmes viraux de transfert de gènes - et ce, malgré les inconvénients qu'ils présentent - au détriment des systèmes de transposition recombinants construits à partir des transposons MLE. Il existe donc à ce jour un besoin pour un système qui (i) permette de transférer efficacement des gènes ; (ii) présente une bonne innocuité en terme d'immunogénicité pour l'hôte ; (iii) garantisse la sécurité de l'hôte et de l'environnement (absence de contaminations, notamment absence d'émergence de virus recombinants) ; (iv) soit facile à produire. La présente invention permet précisément de répondre à ce besoin en fournissant un système de transposition recombinant qui met à profit les avantages de l'élément Mos-1 (ubiquité, activité transpositionnelle, simplicité de production et de mise en oeuvre, etc.), tout en remédiant aux inconvénients liés à la faible efficacité de transposition de cet élément à l'état sauvage. Ainsi, afin de répondre de manière satisfaisante au besoin existant, les Inventeurs se sont intéressés à l'élément MLE Mos-1 de Drosophila mauritiana qui est le membre le plus caractérisé de cette famille et le seul qui soit naturellement actif. En outre, l'élément Mos-1 présente l'avantage considérable d'être actif à la fois en cellule eucaryote et en bactérie, ce qui rend son intérêt évident dans le cadre de la mise au point d'un système de transposition ubiquiste efficace. Comme il ressort des différents aspects de la présente invention décrits dans le détail ci-après, les Inventeurs proposent plusieurs outils qui améliorent le systèrne de transposition Mos-1 naturel. Ces outils, qui peuvent être utilisés seuls ou en combinaison en fonction des applications envisagées, comprennent : i) des transposases Mos-1 mutantes hyperactives ; ii) des pseudo-transposons Mos-1 recombinants hyperactifs. On définit ici un pseudo-transposon comme étant un transposon dans lequel le gène codant pour la transposase a été remplacé par une séquence nucléotidique exogène. Un pseudo-transposon possède donc des extrémités ITR et UTR mais est dépourvu de l'activité transposase. II a par conséquent perdu la capacité à transposer, sauf à être associé à une transposase extérieure. Ainsi, selon un premier aspect, la présente invention concerne un système de transposition recombinant hyperactif dérivé du transposon Mos- 1, comprenant au moins les deux partenaires suivants : a) un pseudo-transposon Mos-1 dans lequel une séquence nucléotidique exogène d'intérêt remplace la séquence nucléotidique codant la transposase Mos-1 d'origine ; et b) une transposase Mos-1 fournie en trans dudit pseudo-transposon, l'un au moins desdits partenaires étant génétiquement modifié de manière appropriée pour améliorer la fréquence de transposition de ladite séquence 6 2900935 nucléotidique exogène d'intérêt d'un facteur au moins égal à 5, de préférence au moins égal à 10. De préférence, dans les systèmes de transposition recombinants objets de l'invention, les deux partenaires, à savoir le pseudo-transposon et 5 la transposase, sont génétiquement modifiés. Ainsi, l'un ou l'autre des partenaires ou, avantageusement, les deux, est(sont) génétiquement modifié(s) et hyperactif(s). Une séquence nucléotidique ou un acide nucléique selon l'invention est conforme à l'acception usuelle dans le domaine de la biologie. 10 Ces deux expressions couvrent indifféremment les ADN et les ARN, les premiers pouvant être par exemple génomiques, plasmidiques, recombinants, complémentaires (ADNc), et les seconds, messagers (ARNm), ribosomaux (ARNr), de transfert (ARNt). De manière préférée, les séquences nucléot:idiques et acides nucléiques de l'invention sont des ADN. 15 Les termes et expressions activité , fonction , activité biologique et fonction biologique sont équivalents et répondent à l'acception usuelle clans le domaine technique de l'invention. Dans le cadre de l'invention, l'activité en cause est l'activité de transposition. L' hyperactivité correspond ici à une activité de transposition 20 supérieure à celle observée en utilisant un système de transposition Mos1 naturel comprenant : a) un pseudo-transposon Mos-1 dans lequel une séquence nucléotidique exogène d'intérêt remplace la séquence nucléotidique codant la transposase Mos-1 d'origine ; et 25 b) la transposase Mos-1 sauvage, fournie en trans dudit pseudotransposon. De surcroît, l' hyperactivité au sens de l'invention désigne une activité de transposition supérieure à celle observée en utilisant un système de transposition Mos-1 recombinant comprenant : 30 a) un pseudo-transposon Mos-1 dans lequel (i) une séquence nucléotidique exogène d'intérêt remplace la séquence nucléotidique codant la transposase Mos-1 d'origine, et 7 2900935 (ii) la répétition terminale inversée sauvage située en 5' (ITR 5') a été mutée de sorte qu'elle est une copie parfaite de la répétition terminale inversée sauvage située en 3' (ITR 3') ; et b) la transposase Mos-1 sauvage, fournie en trans dudit pseudo- 5 transposon. Ce pseudo-transposon est donc bordé de 2 ITR 3' ( pseudo-transposon 2 ITR 3' ou pseudo-transposon 3T3 ). La présence de 2 ITR 3' ayant déjà été décrite comme permettant d'améliorer l'efficacité de transposition par rapport au transposon Mos-1 naturel (Augé-Gouillou et al., 2001b), le 10 système recombinant ci-dessus est donc utilisé ici comme référence pour déterminer si un système de transposition recombinant est hyperactif au sens de la présente invention. Le système recombinant de référence ci-dessus décrit est désigné dans la suite comme étant le système (de transposition) de référence ou système (de transposition) 3T3 . 15 L e) un vecteur ; ou f) une cellule hôte ; ou g) un kit ; ou h) une combinaison de ceux-ci. Dans un mode de réalisation, l'un au moins de ces moyens est utilisé pour la transposition efficace in vitro ou in vivo ou ex vivo d'une séquence nucléotidique exogène d'intérêt. Selon un autre mode de réalisation, l'un au moins de ces moyens est utilisé pour la préparation d'un médicament destiné à permettre la transposition efficace in vivo d'une séquence nucléotidique exogène d'intérêt. Alternativement, l'un au moins de ces moyens est utilisé pour la préparation d'un médicament résultant de la transposition in vivo d'une séquence d'ADN transposable d'intérêt (séquence nucléotidique exogène d'intérêt) dans une séquence d'ADN cible. Par exemple, l'invention propose un procédé de préparation d'un médicament, comprenant au moins une étape de transposition d'une séquence d'ADN transposable d'intérêt dans une séquence d'ADN cible, ladite transposition étant médiée par au moins l'un des moyens de l'invention. Le médicament peut ainsi être préparé ex vivo si la transposition est réalisée in vitro, ou bien in situ si la transposition a lieu in vivo. Selon encore un autre mode de réalisation, l'un au moins de ces moyens est utilisé pour la mutagénèse insertionnelle, ou encore pour le 25 séquençage et/ou le clonage d'acides nucléiques. Ces applications impliquent d'une manière générale la mise en oeuvre d'une transposition in vitro ou in vivo, ce qui relève des connaissances générales de l'homme du métier dans le domaine de l'invention (Ausubel et al., 1994 ; Craig et al., 2002). Concernant plus particulièrement les 30 transpositions in vivo, la séquence d'ADN cible est typiquement le génome de l'hôte, qui peut être un organisme, eucaryote ou procaryote, ou un tissu d'un organisme, ou encore une cellule d'un organisme ou d'un tissu. 16 2900935 En tous les cas, les nombreuses applications des moyens de l'invention, pour lesquelles ceux-ci se révèlent d'un intérêt considérable, font appel à des techniques conventionnelles de biologie moléculaire bien connues de l'homme du métier. 5 Les figures suivantes sont fournies à titre purement illustratif et ne limitent en aucune façon l'objet de la présente invention. Fiqure 1 : Séquence nucléotidique du gène de la transposase du transposon mos-1 (SEQ ID N 1) et séquence protéique de la transposase Mos-1 (SEQ ID N 2). Les sites d'hyperactivité (sites cibles de la mutagénèse dirigée) sont 10 localisés par un cadre simple autour des résidus qui apparaissent sur fond gris. Les sites putatifs de phosphorylation sont localisés de la manière suivante : cadre double : acide aminé phosphorylable par les ATM kinases ; cadre hachuré gras : acide aminé phosphorylable par la protéine 15 kinase C (pKc) ; cadre gris clair épais : acide aminé phosphorylable par la protéine kinase AMPc dépendante (pKa) ; cadre noir épais : acide aminé phosphorylable par la pKa et la protéine kinase GMPc dépendante (pKg) ; 20 cadre hachuré simple : acide aminé phosphorylable par la caséine kinase II (CKII). Les résidus QTQ (positions 87 à 89 de la séquence protéique SEQ ID N 2) correspondent au site putatif de phosphorylation par la famille des ATM kinases. Les cercles sur fond pointillé marquent les résidus fortement phosphorylables. Les cercles sur fond gris identifient les résidus impliqués dans la triade catalytique caractéristique des transposases de MLE (D,D34-35[D/E]) et impliqués dans la coupure de l'ADN. Les flèches verticales indiquent les sites de clivage protéolytique. Figure 2 : Schéma représentant la structure de la transposase de l'élément Mos-1. N-term : domaine N-terminal responsable de la liaison aux ITR ; C-term : domaine C-terminal responsable de la catalyse du transfert des brins d'ADN ; NLS : signal putatif de localisation nucléaire (ou internationalisation nucléaire) ; HTH : motif hélice-tour-hélice ; aa : acide aminé. Les nombres indiquent les positions des acides aminés. La triade catalytique caractéristique [D, D34 (DIE)) est signalée. Figure 3 : Représentation schématique du plasmide pBC3Neo3, construit à partir du plasmide pBC SK+ (Stratagene), et de ses dérivés (A et B). Figure 4 : Représentation schématique du plasmide pCMV-Tnp et de ses dérivés (A et B). Figure 5 : Représentation schématique du test de transposition. A) : bactérie co-transformée avec le vecteur d'expression codant la transposase (Tnp) et le vecteur rapporteur de la transposition. B) : Événement de transposition après induction du vecteur d'expression. C) : Détermination de la fréquence de transposition. Figure 6 : Efficacité de transposition des transposases mutantes : facteur d'hyperactivité et fréquence de transposition des mutants. i) Mutants simples : - A t = Oh après induction : A) Facteur d'hyperactivité ; B) Fréquence de transposition ; - A t = 5h après induction : C) Facteur d'hyperactivité ; D) Fréquence de transposition ii) Mutants multiples : - A t = Oh après induction : E) Facteur d'hyperactivité ; F) Fréquence de transposition - A t = 5h après induction : G) Facteur d'hyperactivité ; H) Fréquence de transposition WT(53) : transposase sauvage. Fiqure 7 : Schéma illustrant le principe général de la méthode SELEX. Figure 8 : Schéma illustrant le principe de la méthode SELEX 1. Figure 9 : Schéma présentant les tests de compétition. Fiqure 10: Schéma représentant les conditions opératoires des tests de transposition in vivo en bactéries selon la méthode I. Figure 11 : Résultats des gels retards (B) réalisés avec les ITR présentés en (A) (ITRSeiex sélectionnés par les méthodes SELEX mises au point par les Inventeurs). Figure 12 : Résultats des tests de compétition. Fiqure 13 : Résultats des tests de transposition obtenus avec les ITR. Fiqure 14 : Schéma illustrant les conditions opératoires de la méthode Il de transposition in vivo en bactéries. Fiqure 15 : Résultats des tests de transposition obtenus avec les ITR/UTR. La partie expérimentale ci-après, appuyée par des exemples et des figures, illustre de manière non limitative l'invention. EXEMPLES PARTIE I : TRANSPOSASES MOS-1 MUTANTES HYPERACTIVES (Tnp) I-MATERIEL ET METHODES I-A- Vecteurs utilisés I-A-1 Description des plasmides utilisés Le vecteur pGEM-T-Easy (3,1 kb) (Promega Charbonnières France ; cat. #A1360) possède les amorces de séquençage Pu et Prev (Ausubel et al, 1994) et le gène de résistance à l'ampicilline. II a été conçu pour cloner des produits de PCR dans le gène LacZ, ce qui permet un criblage blanc/bleu des colonies bactériennes obtenues sur boîte LB ampicilline, en présence de X-Gal et d'IPTG. Il a été utilisé pour donner le pGEM-T (Tnp) (Augé-Gouillou et al, 2001). Ce dernier sert de matrice pour la mutagenèse de la transposase avant son sous-clonage dans les vecteurs pKK-233-2 et pCS2+. Le vecteur pKK-Tnp (5,6 kb) permet une expression forte de la transposase via un promoteur Plac inductible à l'IPTG. Le promoteur n'est pas modulable et présente une fuite d'expression naturelle. Le pKK-Tnp 19 2900935 porte également le gène de résistance à l'ampicilline. Ce plasmide est dérivé du vecteur pKK-233-2 (Clontech, Ozyme, Saint Quentin en Yvelines, France). Le vecteur pMaIC2x-Tnp, dérivé du pMaIC2x (New England Biolabs, 5 Ozyme, Saint Quentin en Yvelines, France), permet une expression de la transposase fusionnée en N-terminal à la protéine MBP (Maltose binding protein). Il porte le gène de résistance à l'ampicilline. Le vecteur pCS2±Tnp est dérivé du vecteur pCS2+ (Turner DL et al., 1994) et permet une expression de la transposase en cellules eucaryotes 10 sous le contrôle du promoteur CMVie. Ce vecteur permet également de synthétiser des ARN in vitro correspondant à l'ARN messager codant pour la transposase. La transcription est réalisée sous le contrôle du promoteur SP6 et l'ARN est polyaclénylé. Le pBC 3T3 est un plasmide donneur de pseudo mariner Mos-1 15 (Augé-Gouillou et al, 2001). Il contient le gène de résistance à la tétracycline OFF (c'est à dire sans promoteur) bordé par deux ITR 3'. Ainsi, seules les bactéries qui ont effectué la transposition du pseudotransposon en aval d'un promoteur (promoteur tagging ) sont sélectionnées sur boîtes LB tétracycline. Le vecteur porte le gène de résistance au chloramphénicol. 20 Le pBC3Neo3 (Fig 3) est un plasmide donneur de pseudo mariner Mos-1. II contient le gène de résistance à la néomycine sous le contrôle du promoteur SV40 bordé de deux ITR 3'. Ceci permet la sélection de cellules eucaryotes dans lesquelles le gène de résistance à la néomycine a été intégré dans le génome de la cellule. La sélection s'effectue à l'aide de G418 25 (80014/ml) pendant 2 semaines. Le vecteur porte le gène de résistance au chloramphénicol. Les plasmides pBC 3T3 et pBC3Neo3 contiennent donc le pseudotransposon Mos-1' dans lequel la répétition terminale inversée sauvage située en 5' (ITR 5') a été mutée de sorte qu'elle est une copie parfaite de la 30 répétition terminale inversée sauvage située en 3' (ITR 3'). Ce pseudotransposon est donc bordé de 2 ITR 3' ( pseudo-transposon 2 ITR3' ). Ce pseudo-transposon a été utilisé, en association avec la transposase Mos-1 sauvage, pour déterminer la fréquence de transposition de référence, à partir de laquelle ont été déterminés les facteurs d'hyperactivité associés à la mise en oeuvre des systèmes selon l'invention. De manière générale dans ce type de constructions (pseudo-5 transposons), la lettre T représente le gène rapporteur conférant la résistance à la tétracycline. Le pBC KS Neo est un plasmide contenant le gène de résistance à la néomycine sous le contrôle du promoteur SV40. Le vecteur porte le gène de résistance au chloramphénicol. 10 Le vecteur pGL.3-Control (Promega ; Cat. #E1741) est un plasmide contenant le gène codant pour la luciférase sous le contrôle du promoteur SV40. Il porte aussi le gène de résistance à l'ampicilline. I-A-2 Construction des vecteurs 15 I-A- 2- 1- Préparation de l'ADN des vecteurs Pour les différentes constructions, toutes les élutions d'ADN à partir d'un gel d'agarose ont été réalisées avec le kit Wizard SV Gel and PCR Clean-Up system (Promega, France). Toutes les minipréparations de 20 plasmides à partir de cultures bactériennes ont été effectuées avec le kit Wizard Plus minipreps (Promega). Les préparations à plus grande échelle d'ADN ont été réalisées avec le kit Pureyield plasmid midiprep system (Promega) ou avec les kits Midiprep ou Maxiprep (Qiagen). 25 1-A-2- 2- Mutagenèse dirigée pour l'obtention des mutants. La mutagenèse dirigée a été réalisée d'après le protocole du kit Quikchange site directed mutagenesis (Stratagene). Les oligonucléotides permettant d'introduire la mutation ont été synthétisés par MWG Biotech (Roissy CDG). Les enzymes Pfu polymérise et Dpnl ont été fournies par 30 Promega (France). Brièvement, la mutation à introduire est portée par deux oligonucléotides complémentaires. La totalité du plasmide a été amplifiée par PCR (95 C 1 min puis 16 cycles 95 C 30 sec, 55 C 1 min, 68 C 2 min/kb de 21 2900935 plasmide). Le plasmide ayant servi de matrice à la PCR a été digéré par Dpnl (1h 37 C, 2-3u%50 1 de PCR). 2-3 l de la PCR traitée par Dpnl ont ensuite été transformés dans des bactéries XL1 Blue chimiocompétentes ou JM109 électrocompétentes. Les séquences des oligonucléotides utilisés pour la mutagénèse dirigée sont indiquées dans le Tableau 1 suivant et la mutation est précisée par les nucléotides en gras. Tableau 1 Mutation Amorce directe SEQ Amorce inverse SEQ ID N ID N F53Y ggtggtttcaacgctacaaaagtcgtgattttgac 3 cgtcaaaatcaccact:tttgtagcgttgaaaccacc 4 g Q91R gctcaaacgcaaaaacgactcgcagagc 5 gctctgcgagtcgtttttgcgtttgagc 6 L92A cgcaaaaacaagccgcagagcagttgg 7 ccaactgctctgcggcttgtttttgcg 8 L92R cgcaaaaacaacgcgcagagcagttgg 9 ccaactgctctgcgcgttgtttttgcg 10 Q100N gcagttggaagtaagtaaccaagcagtttcc 11 ggaaactgcttggttacttacttccaactgc 12 Q100R gcagttggaagtaagtcgacaagcagtttcc 13 ggaaactgcttgtcgacttacttccaactgc 14 Q100E gcagttggaagtaagtgaacaagcagtttcc 15 ggaaactgcttgttcacttacttccaactgc 16 S104P ggaagtaagtcaacaagcagttcccaatcgcttgc 17 ccatctctcgcaagcq_attgggaactgcttgttgac 18 gagagatgg ttacttcc N105A caagcagtttccgcacgcttgcgag 19 ctcgcaagcgtgcggaaactgcttg 20 E137K ggcgcaaaaacacatgccaaaattt gctttcacg 21 cgtgaaagcaaaattttgcatgtgtttttgcgcc 22 T216A gcgaaacggtgaatgcggcacgctacc 23 ggtagcgtgccgcattcaccgtttcgc 24 Y237C gcttcagagaaaacgaccggaatgtcaaaaaagac 25 cctgtgttgtcttttttgacattccggtcgttttct 26 aacacagg ctgaagc W268F cgttggaaacactcaatttcgaagtgcttccgc 27 gcggaagcacttcgaaattgagtgtttccaacg 28 W268Y cgttggaaacactcaattacgaagtgcttccgc 29 gcggaagcacttcgtaattgagtgtttccaacg 30 W268A cgttggaaacactcaatgcggaagtgc 31 gcacttccgcattgagtgtttccaacg 32 I-A-2- 3- Vérification de la séquence des transposases. L'introduction de mutations dans la transposase clonée dans le plasmide pGEM-T easy a été vérifiée par séquençage. Pour cela, 10 microlitres d'une minipreparation d'ADN ont été envoyés pour séquençage à la société MWG Biotech. Les amorces utilisées (Puniv -21 et Prev -49) ont été fournies par cette société. 1-A-2-4- Sous-clonage des transposases mutantes dans le 20 plasmide pKK-233-2. Le fragment codant pour la transposase sauvage ou mutante (Tnp) a été préparé à partir du vecteur pGEM-T (Tnp) par digestion Nco1/Hindlll et élué sur gel 0,8% agarose (TAE1X : 0,04M Tris-Acétate, 1mM EDTA pH8). Le plasmide pKK-233-2 a été digéré par Hindlll /Ncol, déposé sur gel d'agarose, élué puis ligaturé avec le fragment codant pour la transposase de Mos-1 (dite Tnp), pendant une nuit à 16 C. Un contrôle de recircularisation du plasmide sur lui-même a été réalisé en effectuant une ligature du plasmide en absence de fragment codant pour la transposase. Le produit de ligature a été utilisé pour transformer des bactéries E. coli JM109 qui ont ensuite été sélectionnées sur boîte LB-ampicilline (100 g/ml). 4 clones résistants à l'ampicilline ont été mis en culture pour une extraction du plasmide. Les mini-préparations d'ADN ont été contrôlées par digestion EcoR1/Hindlll puis en électrophorèse sur gel 0,8% agarose (TAE 1X) afin de s'assurer qu'ils avaient intégré le gène codant pour la transposase. 1-A-2-5- Sous-clonage des transposases mutantes dans le plasmide pllllalC2X. Pour le sous-clonage en pMaIC2X, le gène codant pour la transposase a dû être réamplifié par PCR à l'aide des amorces MTP up et 3' Hindlll : MTP up : 5'-TACGTAATGTCGAGTTTCGTGCCG (SEQ ID N 33) 3'Hindlll : 5'-CCCAAGCTTATTCAAAGTATTTGC (SEQ ID N 34) Conditions de cycle : 95 C 5 min puis 20 cycles (95 C 30sec, 50 C 1 min, 72 C 1 min) puis 72 C 5 min. Le produit de PCR a ensuite été déposé sur gel, élué dans 50 l et cloné dans le plasrnide pGEM-T easy (1 l de vecteur + 2 l de produit de PCR élué). Après ligature une nuit à 16 C, le produit de ligation a été transformé en cellules JM109 par électroporation et les bactéries ont été sélectionnées sur boîte LB Ampicilline (1004/ml) contenant du X-Gal 2% IPTG 1 mM. Deux clones blancs résistants à l'ampicilline ont été mis en culture pour extraire l'ADN plasmidique. Après contrôle du clonage par digestion EcoR1 et électrophorèse sur gel d'agarose 0,8% (TAE 1X), le plasmide a été envoyé pour séquençage à la société MWG Biotech. Après vérification de la séquence, le fragment codant pour la transposase a été préparé par digestion SnaBl/Hindlll et élué sur gel. Il a été ligaturé avec le plasmide pMaIC2X ouvert par Xmnl/Hindlll. Des bactéries JM109 ont ensuite été transformées par le produit de ligation et étalées sur boites LB Ampicilline (100 g/ml). 1-A-2-6- Sous-clonage des transposases mutantes dans le plasmide pCS2+ Le fragment codant pour la transposase sauvage ou mutante (Tnp) a été préparé à partir du vecteur pGEM-T (Tnp) par digestion EcoR1 et élué sur gel 0,8% agarose (TAE1 X : 0,04M Tris-Acétate, 1 mM EDTA pH8). Le plasmide pCS2+ a été ouvert par EcoR1, dephosphorylé puis ligaturé avec le fragment contenant la transposase. Le produit de ligature a été transformé dans des bactéries JM109 et les clones ont été sélectionnés sur boîte LB Ampicilline (10014/ml). Huit clones ont été mis en culture pour extraire l'ADN plasmidique. La présence de l'insert et son orientation a été évaluée par digestion Pvull/BamHl ou Pvull seul et électrophorèse sur gel d'agarose 0,8% en TAE 1X. Les clones sont désignés sens + quand le gène est inséré dans le sens permettant la transcription de l'ARNm correspondant à la transposase sous le contrôle du promoteur SP6. Les clones sont désignés sens û quand le gène est inséré dans le sens contraire à la transcription sous le contrôle du promoteur SP6. I-B- Analyse de l'activité des transposases mutantes en bactéries : 25 Test de transposition en bactéries Des bactéries Escherichia coli JM109 ont été co-transformées avec le plasmide pBC 3T3 (porteur d'un pseudo-mariner 2 ITR 3' rapporteur de la transposition et du gène de résistance au chloramphénicol) et avec le vecteur inductible codant pour la transposase (pKK-Tnp ou pMal-Tnp) 30 porteur du gène de résistance à l'ampicilline). La sélection des bactéries a été effectuée sur ampicilline (10011g/ml) et chloramphénicol afin de vérifier la présence des deux plasmides. Les bactéries JM109 contenant à la fois le plasmide pBC 3T3 et le plasmide pKK-Tnp (ou pMaIC2X-Tnp) ont été mises en culture 1 h à 37 C dans 250 l de LB. Cet inoculum a ensuite été versé dans 5 ml de LB supplémenté en IPTG 1 mM. La culture a été titrée sur boîte LB (100 l d'une dilution au 1/1000) et sur boîte LB-Tet (12,5 g/ml) (250 l de la culture non diluée). La culture induite par l'IPTG a ensuite été cultivée 5 heures à 32 C (température optimale de la transposase) sous agitation (250rpm). La suspension bactérienne a été ensuite titrée sur boîte LB (100 l d'une dilution au 1/250000) et sur boîte LB-Tet (100 l de la suspension bactérienne pure). Les boîtes ont été placées à 37 C pour la nuit. Le lendemain, les colonies ont été comptées sur les boîtes LB et LB-Tet, puis on a calculé la fréquence de transposition (égale au nombre de bactéries résistantes à la tétracycline sur le nombre de bactéries pour 1 ml de suspension bactérienne pure). I-C- Analyse de l'activité des transposases mutantes en cellules eucaryotes I-C-1- Transfection cellulaire Le jour précédant la transfection, 2.105 cellules HeLa ont été réparties par puits de plaques 6 puits. Le lendemain, les cellules ont été transfectées avec 3 g d'ADN (750 ng de pGL3-Control, 750 ng de pCS2/Tnp, 1500 ng de pBC3T3) et du PEI (ratio 1/10) (Eurogentec). Chaque condition a été testée en double. Deux jours après la transfection, l'efficacité de transfection a été évaluée en lysant les cellules et en évaluant l'activité luciférase. Les cellules du second puits ont été trypsinées et mises en culture dans deux boîtes de culture de 10 cm de diamètre en présence d'agent de sélection G418 (800 pg/ml). Le milieu de culture a été changé tous les deux jours et la pression de sélection a été maintenue pendant quinze jours. 5 clones par condition ont été isolés et amplifiés pendant 15 jours en pression de sélection (2004/ml de G418). 25 2900935 l-C-2- Analyse moléculaire des clones L'ADN génomique des différents clones est extrait puis soumis à une analyse par Southern Blot après restriction enzymatique. Cette méthode 5 permet d'analyser les différents sites d'insertion de la cassette de résistance au G418. L'analyse par séquençage permet de vérifier la présence de la duplication du dinucléotide TA qui signe les événements de réelle transposition et d'évaluer la fréquence des événements de recombinaison aléatoire et transposase dépendante. 10 II- RESULTATS Pour pouvoir analyser toutes les étapes de la transposition de Mariner Mos-1 dans un système plus simple que les cellules eucaryotes, un modèle 15 d'étude en bactéries a été mis au point. L'utilisation de ce système a permis d'évaluer, à différents temps de transposition, l'efficacité de transposition des différentes transposases mutantes. Les résultats obtenus pour les mutations simples sont présentés dans la figure 6A et 6B pour un temps de transposition TO après l'induction. Les 20 résultats sont exprimés en médiane de facteur d'augmentation par rapport à la transposase sauvage. Les mutations les plus intéressantes sont les mutations situées sur les positions E137, Q91, Y237, T216. La même analyse, mais pour un temps de transposition T=5h après l'induction, a donné les résultats illustrés par la figure 6C et 6D. 25 Les mutants multiples ont été réalisés en associant les mutations les plus prometteuses. Sept doubles mutants, trois triples, deux quadruples et 1 quintuple ont été obtenus, conformément au Tableau 2 ci-dessous. 30 Tableau 2 Doubles mutants F53Y + T216A F53Y +Y237C F53Y + Q91R Q91R + Y237C E137K + T216A E137K+ Y237C T216A + Y237C Triples mutants Q91R + E137K + T216A F53Y + E137K + T216A F53Y + T216A + Y237C Quadruples mutants F53Y + E137K + T216A + Y237C F53Y + Q91R + T216A + Y237C Quintuple mutant F53Y + Q91R + E137K + T216A + Y237C Les résultats des tests de transposition réalisés avec les mutants multiples 5 sont reportés dans la figure 6E à 6H. Certaines associations (Q91 E E137K T216A ; F53Y E137K T216A) entraînent une perte complète de transposition. Les autres combinaisons améliorent la transposition, d'au moins un facteur 6 pour le temps To (figure 6E). Les combinaisons les plus intéressantes sont les associations F53Y 10 Q91R E137K T216A, F53Y E137K T216A Y237C et le quintuple mutant (Figures 6E et 6F). Des résultats similaires ont été obtenus pour un temps de transposition de 5 heures (Figures 6G et 6H). 15 PARTIE II: PSEUDO-TRANSPOSONS Mos-1 RECOMBINANTS HYPERACTIFS I- Les ITR (Inverted Terminal Repeat) Brièvement, la recherche de séquences d'ITR optimisées a été réalisée 20 par la technique SELEX qui consiste à obtenir par combinatoire un ensemble d'ITR (Figure 7). Seules certaines positions connues pour être essentielles au bon fonctionnement de la transposase ont été conservées. La nature des autres nucléotides a donc varié de façon aléatoire. Les différents ITR ont été sélectionnés et enrichis pour leur capacité à fixer la transposase. Parmi les ITR sélectionnés, seuls certains étaient capables de retarder la transposase en gel retard (technique EMSA). La transposase associée aux ITR modifiés a été testée en test de transposition en bactérie pour évaluer l'impact du changement de séquence des ITR sur l'efficacité de transposition. Pour certaines configurations (qui affectent par exemple un ou deux nucléotides par rapport à la séquence sauvage), l'efficacité de la transposition a été améliorée d'un facteur significatif, notamment d'un facteur au moins égal à 5. I- 1- Matériel et méthodes a) Mise au point de la méthode SELEX L'utilisation de la technique SELEX a permis aux Inventeurs de sélectionner des ITR qui présentent une affinité plus grande pour la transposase que les ITR sauvages, afin d'améliorer les performances du pseudo-transposon Mos-1 recombinant et du système de transposition objets de la présente invention, La méthode SELEX, décrite en 1990 (Ellington et al., 1990 ; Tuerk et al., 1990), permet de sélectionner des acides nucléiques dans des mélanges contenant plus de .1015 molécules différentes, en fonction de propriétés particulières, par exemple la capacité de se lier à une protéine. Le principe général de la méthode consiste à incuber une molécule cible particulière avec un mélange de séquences différentes (ARN, ADN simple brin ou double brin). La fraction capable de se lier à la molécule cible est isolée du reste des acides nucléiques par colonne de chromatographie, immunoprécipitation ou toute autre technique de purification appropriée. Par la suite, la fraction enrichie est amplifiée par PCR ou RT-PCR puis utilisée pour un nouveau tour de sélection. La répétition des cycles de sélection et d'amplification permet d'enrichir le mélange initial en oligonucléotides fonctionnels, appelés aussi aptamers . Plus on augmente le nombre de cycle de sélection et 28 2900935 d'amplification, plus la quantité d'aptamers augmente, jusqu'à dominer dans la population d'oligonucléotides (pour une revue sur la méthode Selex, voir Klug et al., 1994). Deux méthodes SELEX, décrites ci-dessous, ont été mises au point par 5 les Inventeurs. al) Origine de la transposase Une protéine recombinante couplant les qualités de fixation des ITR par la transposase (Tnp) et les qualités de fixation du maltose par la protéine 10 de liaison au maltose (MBP : Maltose Binding Protein) a été utilisée. Cette protéine recombinante, produite en bactérie et nommée MBP-Tnp, se lie aux ITR grâce au domaine de liaison spécifique de la transposase localisé en N-terminal et la MBP permet de purifier les complexes ITR/transposase sur une colonne de maltose. 15 a2) Nature des ITR de séquences dégénérées Pour réaliser le SELEX, un mélange d'oligonucléotides de 79 bases a été synthétisé par la société MWG Biotech. La structure générale de ces oligonucléotides comprend la séquence d'un ITR dégénéré de 29 bases, 20 bordée à chacune de ces extrémités par la séquence des amorces R et F de 25 bases chacune. Ces amorces de séquences respectives 5'- CAGGTCAGTTCAGCGGATCCTGTCG-3' (SEQ ID N 35) et 5'- GAGGCGAATTCAGTGCAACTGCAGC-3' (SEQ ID N 36) ont permis, dans les étapes ultérieures des SELEX, d'amplifier par PCR les séquences des 25 ITR sélectionnés. Deux mélanges distincts d'oligonucléotides ont été synthétisés ; un dont l'ITR de 29 bases est dégénéré sur 14 positions (ITR14), et un dont l'ITR est dégénéré sur 21 positions (ITR21). Les positions conservées à 100 %, chez tous les éléments de la sous-famille mariner, étaient maintenues 30 dans les ITR14 et ITR21, tandis que les positions conservées à 60 /80 % n'étaient maintenues que dans les ITR14. Les ITR14 étaient représentés par 2,7x108 séquences, les ITR21 par 4,4x1012 séquences. 29 2900935 Afin de valider la méthode, l'ITR3' de Mos-1 a été utilisé comme témoin. Chacun des ITR14 et ITR21 a été rendu double brin par PCR avant le premier tour de SELEX étant donné que la transposase se fixe sur un ADN 5 double brin. a3) Principe de la méthode SELEX 1 Cette méthode est illustrée sur la figure 8. Elle utilise un pool de matrices ADN monocaténaires (sb) formées d'un ITR de 29 nucléotides (nt) 10 dégénéré sur 14 ou 21 positions et de deux amorces R et F de 25 nucléotides qui bordent les extrémités del'ITR14 et l'ITR21 (a). Les matrices sont rendues double brin (db) par PCR (b). Elles sont ensuite marquées radioactivement (c) puis incubées en solution avec la résine et la protéine de fusion MBP-Tnp (notée Tnp pour simplifier la figure) ou la MBP (d). La 15 réaction d'interaction se déroule pendant 24 heures à 4 C. Après lavage de la colonne, les complexes ADN/protéine sont purifiés grâce à une solution de maltose (e). Les éluats récupérés sont appelés éluats Tnp/ITR lorsque les matrices ont été incubées avec la MBP-Tnp et éluats MBP lorsque les matrices ont été incubées avec la MBP. Pour suivre la sélection après 20 chaque tour de SELEX, un aliquot de chaque éluat est déposé sur une membrane de nylon puis compté (f). Les matrices sélectionnées à chaque tour de SELEX sont amplifiées par PCR (g). Les produits amplifiés sont ensuite contrôlés sur gel d'agarose. Les fragments d'intérêts sont purifiés (h) puis utilisés pour un nouveau tour de sélection. 25 * Etape de fixation ADN/protéine : Afin de suivre la sélection des ITR à chaque tour de SELEX, les séquences nucléotidiques ont été radiomarquées, soit par la T4 polynucléotide kinase, soit par PCR. La sélection des séquences cibles a été effectuée par incubation en solution de la MBP-Tnp, des ITR14 ou des ITR21 30 radiomarqués, et de la résine de maltose. Parallèlement, deux expériences témoins ont été réalisées. Un témoin négatif a permis de s'assurer de la spécificité de l'interaction ADN/protéine, 30 2900935 en incubant la MBP qui n'a pas d'affinité particulière pour l'ADN, avec les ITR14 ou les ITR21. Le témoin positif a consisté à incuber l'ITR3' avec la MBP-Tnp d'une part et la MBP d'autre part. * Etape de lavage et élution : 5 Après fixation de la protéine sur sa séquence cible, une étape de lavage a été réalisée afin d'éliminer tous les oligonucléotides non liés sans dissocier les complexes. L'élution des complexes retenus a été réalisée en saturant la résine par du maltose. Deux types d'éluats ont été obtenus. L'éluat Tnp/ITR a été produit par élution de la série d'expériences incubant 10 les oligonucléotides cibles avec la protéine recombinante MBP-Tnp. L'éluat MBP a été produit par élution de la colonne mettant en interaction les mêmes ITR cibles avec la MBP. * Etape d'amplification des séquences sélectionnées : L'amplification des ITR sélectionnés a été effectuée directement sur 15 l'éluat Tnp/ITR et l'éluat MBP grâce à la présence des amorces R et F encadrant les séquences ITR (SEQ ID N 35 et 36). Si la sélection était effective, un signal PCR spécifique (de 79 pb) devait être trouvé pour l'amplification des matrices contenues dans l'éluat Tnp/ITR, mais pas pour les matrices de l'éluat MBP (puisque la MBP n'a pas d'affinité pour les ITR). 20 Ce fragment positif a été élué du gel d'agarose et radiomarqué par la T4 polynucléotide kinase. Pour certains cycles de PCR, le marquage a été effectué directement pendant l'étape d'amplification. Cet amplimère a ensuite été utilisé comme cible enrichie en séquence affine de la Tnp dans le tour de SELEX suivant. a4) Principe de la méthode SELEX 2 Des travaux menés par les Inventeurs ont montré que l'ITR3' et l'ITR5' ont la même constante de dissociation mais que leur capacité à fixer la transposase est différente. La quantité de protéine active en présence de 30 l'ITR5' est 10 fois plus faible que celle observée en présence de l'ITR3'. Ceci 25 31 2900935 indique que l'ITR3' agit comme un activateur de la capacité de la transposase à lier Sun ITR. Deux informations sont donc contenues dans un ITR. La première a un effet sur l'activation de la protéine (impact sur le Bmax), la seconde module l'affinité de la transposase pour l'ITR (impact sur 5 le Kd). Afin de tenir compte de ces données, la méthode SELEX 2 a été mise au point par les Inventeurs. Le principe de cette méthode est identique à celui de la méthode SELEX 1. Cependant, les matrices ADN ont été incubées avec la protéine pendant cinq minutes à 4 C avant de réaliser l'accrochage sur la colonne de maltose. Cette méthode devait permettre ainsi 10 de sélectionner des ITR ayant la capacité d'activer et de se lier à la transposase. a5) Protocoles 15 En règle générale, les procédures expérimentales mises en oeuvre par les Inventeurs sont basées sur des techniques classiques bien connues de l'homme du métier (Ausubel et al., 1994 ; Sambrook et Russel, 2001). (i) Préparation des matrices 20 * Synthèse du brin complémentaire La transposase ne se lie sur l'ADN que sous forme double brin. La synthèse du brin complémentaire des oligonucléotides cibles, ITR14 et ITR21, a été réalisée par extension d'amorce. La réaction a été effectuée à l'identique pour la méthode SELEX 1 et 2. 25 * Purification des fragments ADN Les produits PCR ont été analysés sur gel d'agarose Nusieve 3% (FMC) en tampon TAE 1X. Les fragments d'ADN ont ensuite été purifiés à partir du gel d'agarose afin d'éliminer toute trace de concatémères. * Marquage radioactif des 1TR14 et ITR21 30 Le marquage radioactif des séquences a permis de suivre l'évolution de la sélection, à chaque cycle SELEX. Le marquage au [y32 P]ATP (activité spécifique supérieure à 4500 Ci/mmol) a été effectué avec la polynucléotide 32 2900935 kinase du phage T4 (PNK), puis le marquage au [a32 P]ATP (activité spécifique supérieure à 3000 Ci/mmol) a été réalisé par PCR, en présence des amorces R et F (SEQ ID N 35 et 36). 5 (ii) Sélection des cibles par la transposase * Etape de fixation ADN/protéine La résine de maltose (New-England Biolabs) a été équilibrée dans le tampon 1 (Tris pH9 20 mM, NaCI 50mM, DTT 1 mM). L'incubation en solution a été effectuée dans un volume final de 1 ml de tampon 1, avec 200 10 pi de résine auxquels ont été ajoutés successivement 50 g de protéine MBP-Tnp ou MBP; 200 ng des ITR14, ITR21 ou ITR3'; 2 g d'ITR 5' comme compétiteur; 5 mM de MgCl2 et 2 pg d'ADN de sperme de saumon. La réaction d'interaction de la méthode SELEX 1 a été maintenue pendant 24 heures à 4 C sous agitation constante (300rpm). Dans la méthode SELEX 15 2, les matrices ADN et la protéine MBP-Tnp ou MBP ont été incubées pendant 5 minutes à 4 C avant d'être passées sur la colonne de maltose, la réaction d'interaction étant maintenue pendant seulement 1 heure à 4 C. * Etape de lavage de la résine et élution des complexes A la fin de l'incubation, la résine a été lavée, les complexes 20 protéine/ITR élués. Deux élutions successives ont été réalisées afin de récupérer la totalité des complexes. (iii) Etape d'amplification des séquences sélectionnées Après chaque tour de SELEX, les matrices sélectionnées contenues 25 dans les éluats Tnp/ITR et MBP ont été amplifiées avant de servir pour le tour de SELEX suivant. La réaction de PCR comprenait de 15 à 30 cycles, typiquement 20 cycles (15 cycles en cas d'amplification de fragments parasites). Le milieu réactionnel utilisé pour l'amplification des ITR14 et des 30 ITR21 contenait, dans un volume final de 50 l, la matrice : 10 l de l'éluat 33 2900935 Tnp/ITR ou 10 l de l'éluat MBP, en présence de 5 l de tampon 10X; 200 M de dNTP; 2,5 rnM de MgCl2; 1 M d'amorces R et F et 5 unités de Taq polymérase. Sur gel d'agarose, l'amplification à partir des éluats Tnp/ITR devait donner une bande de 79 pb et de 300 pb pour l'ITR3' (témoin positif). 5 Les produits PCR ont été purifiés à partir du gel d'agarose, puis marqués en utilisant la PNK et utilisés pour un nouveau tour de SELEX. Au cinquième tour de SELEX, la PCR a été réalisée en présence de matériel radioactif pour marquage au [a32 P]ATP. 10 b) Clonage et séquençage des séquences sélectionnées Les produits de PCR purifiés du tour numéro 7 de la méthode SELEX 1 et du tour 8 de la méthode SELEX 2 ont été clonés dans le plasmide pGEMT-Easy (kit pGEMT-Easy Vector system, Promega) dans les conditions préconisées par le fournisseur. Les ligatures dans le pGEMT-easy ont été 15 réalisées avec les fragments ITR14 méthode SELEX 1, ITR14 méthode SELEX 2, ITR21 méthode SELEX 1 et ITR21 méthode SELEX 2. Les ligations ont été utilisées pour transformer des bactéries compétentes DH5a. L'ADN plasmidique de 20 clones recombinants de chacune des ligatures a été analysé par séquençage simple brin. Un alignement des séquences a été 20 réalisé grâce au logiciel CLUSTALW accessible sur le site www.infobiogen.fr. c) Criblage rapide des séquences clonées Chacun des ITR potentiels a été testé pour sa capacité à se fixer sur la transposase par retard sur gel. Les ITR ont ainsi été incubés en présence 25 de MBP-Tnp qui doit provoquer un retard de migration si la transposase est fixée sur l'ITR. Dans un premier temps, un criblage rapide des ITR a été réalisé en incubant les ADN radiomarqués par PCR, sans purification, en présence de la protéine. Dans un deuxième temps, un retard sur gel a été 34 2900935 effectué afin d'éliminer le bruit de fond dû à l'amplification de séquences artefactuelles. cl) Marquage radioactif des séquences clonées 5 (i) Marquage par PCR 80 ITR ont été sélectionnés. Ces ITR ont été marqués par PCR, en présence de [a32 P]ATP et des amorces universelles pU et pREV, à partir des minipréparations d'ADN plasmidique. La taille attendue des fragments amplifiés était de 79 pb. (ii) Marquage par remplissage à la Klenow Les ITR positifs lors du criblage rapide ont été purifiés sur gel d'agarose après digestion par l'enzyme EcoRl qui permet d'éliminer les amorces R et F. L'ITR3' a été purifié après digestion du plasmide 15 pBluescript-ITR3'par les enzymes EcoRI et BamHl. Ces fragments purifiés ont été radiomarqués à l'aide de [a32 P]ATP par remplissage de site grâce à la Klenow. c2) Formation des complexes ADN/protéine 20 (i) Criblage rapide Les complexes ITR/protéine ont été formés avec les séquences marquées par PCR à l'issue du dernier cycle de la réaction SELEX, sans purification préalable, afin de réaliser un criblage rapide. Ces séquences contenaient un ITR encadré par les amorces R et F. La réaction d'interaction 25 contenait, dans un volume final de 20 I: 40 g de protéine MBP-Tnp ou MBP; 1 pl de la réaction de PCR radioactive; 1 g d'ADN de sperme de saumon; 2 pl de glycérol 50 %; 5 mM de MgCl2 et 0,5 M de pRev. Les sondes libres ont: été préparées avec 1 0 de PCR radioactive, 2 0 de 10 glycérol 50 % et 17 l de tampon. Les réactions d'interaction ont été maintenues pendant 15 minutes à 4 C avant d'être analysées sur gel de polyacrylamide. (ii) Retard sur gel sur les sondes purifiées Les séquences provoquant un retard de migration après incubation avec la Tnp (ITR positifs) ont été soumises à un nouveau retard sur gel avec un fragment d'ADN purifié. Les complexes ITR/protéine ont été formés dans un volume final de 20 pl contenant: 40 g de protéine MBP-Tnp, 1 nM de sonde ITR, 1 g d'ADN de sperme de saumon, 2 pl de glycérol 50 %, 5 mM de MgCl2 et 0,5 j.iM de pRev. Les ITR seuls ont été utilisés à une concentration finale de 1 nM dans un mélange contenant 2 pl de glycérol 50 0/0 et 17 pi de tampon. Les réactions d'interaction ont été maintenues pendant 15 minutes à 4 C avant d'être analysées sur gel de polyacrylamide. d) Tests de compétition Le principe de ces tests est illustré à la Figure 9. Ce test permet de mettre en évidence les capacités de l'ITRSelex à déplacer la fixation de la transposase de l'ITR3' radiomarqué. Plus le déplacement est important, plus la séquence ITRSelex sera améliorée par rapport à l'ITR3'. En pratique, la réaction de fixation de la transposase est réalisée dans 20 l contenant 10mM de tampon Tris pH9, 0,5 mM de DDT, 5mM MgCl2, 5% (vol/vol) de glycérol, 114 d'ADN de sperme de hareng et 100 ng de BSA, en présence de 15nM d'ITR3' radiomarqué et de l'ITRSelex non radiomarqué. Les concentrations d'ITRSelex non radiomarqué testées étaient de OnM, 15nM, 75nM, 150nM, 300nM, 750nM, 1500nM. 36 2900935 e) Construction des plasmides pBC3TSelex Afin d'analyser le comportement des 8 ITR Selex in vivo en bactérie, une série de huit plasmides a été construite à partir du 5 plasmide pBC3T5. Le plasmide pBC3T5 contient l'ORF de Tet (gène de résistance à la tétracycline) sans promoteur, bordé par les ITR3' et 5' de Mos-l. L'ITR3' est délimité par le site de restriction Kpn I du plasmide pBCKS+ en 5' et par le site de restriction Sa/ I en 3'. L'ITR5' est délimité par le site de restriction Sacl du plasmide pBCKS+ en 5' et par le site de 10 restriction Notl en 3'. L'ITR5' du plasmide pBC3T5 a été remplacé par les ITRSelex après double digestion par Notl et Sacl, générant les plasmides pBC3TSelex. Les ITRSelex ont été synthétisés sous forme d'oligonucléotides simples brins par la société MWG Biotech (Allemagne). La formation d'ITRSeliex double brin a été faite par hybridation de manière à 15 générer des hémi-sites cohésifs Notl et Sac!. Les oligonucléotides cohésifs ont été désignés de telle sorte qu'un dinucléotide TA bordant l'ITRSelex en 5' soit disposé à l'extérieur du pseudo-élément. Ces oligonucléotides double brin phosphorylés ont été raboutés par l'ADN ligase T4 au vecteur digéré par les deux enzymes, afin de générer les plasmides pBC3TSelex. Ces 20 plasmides sont notés par la suite pBC3Ts ou pBC3TSelex, suivi du numéro de l'ITRSelex. f) Tests de transposition Ces tests ont été réalisés sur des bactéries E. coli JM109 25 cotransformées par 10 ng de plasmide donneur de transposase (pKK-Tnp ou pKK) et 10ng de plasmide donneur de pseudo-transposon (pBC3TSelex). Ces bactéries ont été sélectionnées sur un milieu contenant de l'ampicilline et du chloramphénicol. Les conditions opératoires de ces tests ( Méthode I ) sont indiquées sur la Figure 10.30 /- 2- Résultats a) Criblage des séquences d'ITR candidates obtenues par SELEX La méthode SELEX mise au point par les Inventeurs utilise un mélange d'oligonucléotides de 79 pb formés d'un ITR de 29 pb dégénéré sur 14 ou 21 positions (ITR14 et ITR21), et bordé à ses extrémités par des amorces R et F de 25 pb (SEQ ID N 35 et 36). Elle utilise également une protéine recombinante fusionnant la transposase de Most (notée Tnp) et la MBP. Deux méthodes SELEX ont été développées. Le principe général de ces deux méthodes reste identique. Dans la méthode SELEX 1, les oligonucléotides, la protéine et la résine de maltose sont incubés en même temps. Dans la méthode SELEX 2, les matrices sont incubées avec la protéine pendant 5 minutes à 4 C avant d'être mises en contact avec la résine de maltose. Les séquences ITR14 et ITR21 sélectionnées au tour 7 de la méthode SELEX 1 et au tour 8 de la méthode SELEX 2 ont été clonées. Pour chaque méthode, 20 clones correspondant aux ITR14 et 20 clones correspondant aux ITR21 ont été Isolés puis séquencés. Ces 80 séquences ont été analysées en fonction de leur nature, c'est à dire s'il s'agit d'un ITR14 dégénéré sur 14 positions ou d'un ITR21 dégénéré sur 21 positions, et la méthode dont elles sont issues (méthode SELEX 1 ou méthode SELEX 2). Les résultats ont montré que la méthode utilisée pouvait avoir une incidence sur le type de sélection effectuée (données non montrées). Les 80 séquences ont été testées en retard sur gel pour contrôler leur capacité de liaison avec la transposase. Les résultats ont montré que les clones ITR 1, 6,. 9, 40, 46, 49, 60 et 69 (ITRSelex ; Figure 11 ; SEQ ID N 38 à 45) sont capables de former un complexe avec la protéine. Ces clones positifs ont été testés en retard sur gel afin de savoir s'ils sont reconnus par la transposase comme des ITR ou comme des cibles. Les résultats ont montré que les clones 1, 40, 46, 49 et 69 sont des ITR (Figure 11 et données 37 38 2900935 non montrées). Les résultats n'ont pas permis de conclure pour les clones 6 et 9 (Figure 11). b) Tests de compétition 5 Les résultats ont montré que, sur les 8 ITR retenus d'après les expériences de retard sur gel ci-dessus, seuls les ITR40 et 46 sont capables d'inhiber la fixation de la transposase sur l'ITR3' radiomarqué. ITR40 5'-TCAGGTGTACAAGTATGTAATGTCGTTA-3' (SEQ ID N 39) ; 10 ITR46 5'- TCAGGTGTACAAGTATGAGATGTCGTTT-3' (SEQ ID N 38). Comme l'illustre la Figure 12, seuls les ITR40 et 46 sont capables d'entrer en compétition avec l'ITR3' et de déplacer la fixation de la transposase de l'ITR3' radiomarqué. 15 c) Tests de transposition Bien que les ITR40 et 46 apparaissent comme les meilleurs candidats d'après les tests de compétition, le comportement des 8 ITR a été évalué en test de transposition in vivo en bactérie, afin de vérifier si et dans quelle 20 mesure ces ITR ont la capacité de médier l'ensemble de la transposition. Les résultats obtenus sont présentés sur la Figure 13. Il apparaît que seuls les ITR4O et 46 permettent effectivement d'améliorer la transposition dans les conditions testées. Dans les conditions expérimentales de la méthode I, l'efficacité de la transposition de pBC3T3 était augmentée d'un 25 facteur 10 par rapport à celle obtenue avec le plasmide pBC3T5. II- Les UTR (Untranslated Terminal Repeat) La configuration minimale des acides nucléiques pour une transposition optimale de l'élément Mos-1 semble inclure, outre les ITR, une partie au 30 moins des UTR. En effet, in vitro, un marqueur de résistance uniquement bordé par les ITR 5' et 3' de Mos-1 ne transpose pas, alors que l'ajout des 38 39 2900935 premières pb de l'UTR 5' et des 5 premières pb de I'UTR 3' aux séquences des ITR respectifs suffit à rétablir l'activité sauvage (Tosi et al., 2000). La nécessité de la présence des UTR à proximité des ITR a été évaluée par construction d'un certain nombre de configurations possibles : UTR en 5' 5 ou 3', UTR 5' associé à un ITR 3', ou inversement. En bref, les résultats obtenus ont montré que la présence d'UTR favorise la transposition (notamment, amélioration d'un facteur au moins égal à environ 5). 10 Il- 1- Matériel et méthodes a) Construction des configurations ITR+UTR a1) Plasmides 15 Les plasmides ITRIUTR ont tous été construits à partir du plasmide pBC3T5 selon le même mode opératoire. L'ITR3' a été remplacé après double digestion par les enzymes Kpnl et Sali. L'ITR5' a été remplacé par double digestion N'otl et Sacl. Les différentes séquences ITRIUTR 33 et 55 ont été synthétisées et clonées dans pCR4-TOPO (Invitrogen) par la société 20 ATG biosynthetics (Allemagne). La séquence ITR/UTR35 - MCS - UTRIITR35, c'est-à-dire ITR3'/UTR5' û Site de clonage multiple (MCS : Multiple Cloning Site ) û UTR3'/ITR5' a été synthétisée et clonée dans pCR-Script AmpSK(+) (Stratagene) par la société Intelechon (Allemagne). Cette séquence a été introduite dans pBC par double digestion Kpnl et Sacl. 25 Ces séquences ont été désignées de telle sorte qu'un dinucléotide TA bordant 1'ITR/LTR en 5' soit disposé à l'extérieur du pseudo-élément. Une quinzaine de constructions ont été réalisées et évaluées dans les tests de transposition en bactérie selon la méthode 2. Les résultats sont présentés pour les plasmides suivants avec la notation pBC ITRIUTR-T-UTR/ITR: 30 pBC33T33, pBC33T55 et pBC35T35. Le plasmide donneur de transposase pKKTnp est un dérivé du plasmide pKK233-2 (Clontech ; Ampr) dans lequel a été cloné, au site Ncol, l'ORF de la transposase Mos-1 noté Tnp. Son expression est sous le contrôle du promoteur inductible à l'IPTG Ptrc (ce promoteur possède cependant une activité transcriptionnelle de base en l'absence d'inducteur ; données non montrées). Ce plasmide pKK233-2 sera simplement noté pKK par la suite lorsque l'ORF de la transposase est absent. a2) Transformation des souches E. coli JM109 pour tests de transposition Les bactéries JM109 compétentes ont été co-transformées avec un plasmide donneur de transposon dont les plasmides pBC33T33, pBC3T5, pBC3T3, pBC33T55, pBC35T35) et le plasmide donneur de Tnp pKKTnp. Des souches témoins ont été co-transformées avec les mêmes plasmides donneurs de transposon et le plasmide témoin pKK. b) Tests de transposition La quinzaine de configurations a été testée en transposition in vivo en bactéries selon la méthode II, illustrée parla Figure 14. II- 2- Résultats L'efficacité de transposition a été calculée en divisant le nombre de clones TetR apparus par le nombre de bactéries analysées en présence du plasmide donneur de transposase pKK-Tnp, auquel il a été ôté le bruit de fond de l'expérience obtenu en présence du plasmide témoin pKK. Les résultats les plus significatifs ont été obtenus pour les constructions 33T55, 33T33 et 35T35, en comparaison avec les constructions 3T3 et 3T5. L'efficacité de la transposition était augmentée d'un facteur 5 et 6 pour les constructions pBC33T33 et pBC33T55, par rapport à la construction témoin pBC3T3. Ces résultats montrent que la présence de la séquence UTR est extrêmement importante pour la réaction de transposition puisque l'on observe une efficacité de transposition 300 fois supérieure à celle obtenue pour le plasmide pBC3T5 avec les constructions pBC33T33 et pBC33T55. Les meilleurs résultats ont été obtenus pour la construction pBC35T35, qui donne une augmentation de l'efficacité de la transposition d'un facteur 54 000 par rapport à pBC3T5 et d'un facteur 1000 par rapport à pBC3T3. Les résultats montrent que l'efficacité de transposition du pBC3T3 est 55 fois meilleure que celle obtenue avec pBC3T5 lorsque la transposase sauvage est utilisée. La différence de fréquence de transposition de 10 000 entre les constructions 3T5 et 3T3 n'a pas été retrouvée avec la Tnp sauvage, mais a bien été retrouvée avec la Tnp mutée décrite par Augé-Gouillou et al. (2001 b) (données non présentées), indiquant que la mutation de la Tnp était en partie responsable de cette différence. En définitive, comme l'illustre la Figure 15, il apparaît que les constructions les plus favorables sont pBC35T35 puis, dans une moindre mesure, pBC33T55 et 33T33. 42 2900935 REFERENCES Lampe DJ. et al. (1996) EMBO J. 15 : 5470-5479 Plasterk RHA. et al. (1999) Trends in genetics 15 : 326-332 5 Renault S. et al.. (1997) Virologie 1 : 133-144 Jacobson et Hartl (1985) Genetics 111: 57-65 Craig et al. (2002) Mobile DNA II. ASM Press. Washington. USA Jeong et al. (2002) PNAS 99 : 1076-1081 Martienssen et Colot (2001) Science 293: 1070-1074 10 Ketting et al. (1999) Oeil 99 : 133-141 Tabara et al. (1999) Oeil 99 : 123-132 Ausubel et al. (1994) In Janssen, K. 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Système de transposition recombinant hyperactif dérivé du transposon Mos-1, comprenant au moins les deux partenaires suivants : a) un pseudo-transposon Mos-1 dans lequel une séquence nucléotidique exogène d'intérêt remplace la séquence nucléotidique codant la transposase Mos-1 d'origine ; et b) une transposase Mos-1 fournie en trans dudit pseudo-transposon, dans lequel : - l'un au moins desdits partenaires est hyperactif par modification(s) génétique(s), et - la fréquence de transposition de ladite séquence nucléotidique exogène d'intérêt est améliorée d'un facteur au moins égal à 5, de préférence au moins égal à 10. 2. Système selon la revendication 1, caractérisé en ce que les deux partenaires sont génétiquement modifiés. 3. Système selon la revendication 1 ou 2, caractérisé en ce que ladite séquence nucléotidique exogène d'intérêt est un gène fonctionnel. 4. Système selon l'une quelconque des revendications 1 à 3, caractérisé en ce qu'au moins l'une des deux répétitions terminales non traduites (UTR) et/ou au moins l'une des deux répétitions terminales inversées (ITR) dudit pseudo-transposon Mos-1 est(sont) génétiquement modifiée(s). 5. Système selon la revendication 4, caractérisé en ce qu'au moins l'une des deux répétitions terminales non traduites (UTR) dudit pseudo-transposon Mos-1 est génétiquement modifiée.30 6. Système selon la revendication 5, en outre caractérisé en ce qu'au moins l'une des deux répétitions terminales inversées (ITR) dudit pseudotransposon Mos-1 est génétiquement modifiée. 7. Système selon l'une quelconque des revendications 1 à 6, caractérisé en ce que ladite transposase Mos-1 fournie en trans est une transposase hyperactive comprenant au moins une mutation au niveau d'au moins un résidu choisi parmi les résidus suivants de la séquence SEQ ID N 2 : F53, Q91, E137, T216 et Y237, à l'exclusion de la combinaison de mutations Q91 R+E137K+T216A ou F53Y+E137K+T216A. 8. Système selon la revendication 7, caractérisé en ce que ladite transposase hyperactive comprend au moins une mutation au niveau du résidu T216. 9. Système selon la revendication 7 ou 8, caractérisé en ce que ladite transposase hyperactive comprend au moins une mutation choisie parmi les mutations F53Y, Q91 R, E137K, T216A, Y237C, et leurs combinaisons. 20 10. Système selon la revendication 9, caractérisé en ce que ladite transposase hyperactive comprend au moins la mutation T216A. 11. Système selon la revendication 10, caractérisé en ce que ladite transposase hyperactive comprend en outre au moins une mutation choisie 25 parmi les mutations F53Y, Q91 R, E137K, Y237C, et leurs combinaisons. 12. Système selon l'une quelconque des revendications 1 à 11, caractérisé en ce que ladite transposase Mos-1 fournie en trans est une transposase hyperactive comprenant au moins une mutation au niveau d'un 30 résidu phosphorylable, ladite mutation étant suppressive d'un site de phosphorylation en cellule eucaryote.15 13. Système selon la revendication 12, caractérisé en ce que ledit résidu phosphorylable est choisi parmi les résidus suivants de la séquence SEQ ID N 2 : T11, T24, S28, T42, T88, S99, S104, T135, S147, T154, S170, T181, S200, T216, T255 et S305. 14. Système selon la revendication 13, caractérisé en ce que ladite transposase hyperactive comprend au moins une mutation au niveau du résidu phosphorylable T88. 10 15. Système selon la revendication 14, caractérisé en ce que ladite transposase hyperactive comprend en outre au moins une mutation au niveau des résidus phosphorylables T11, T24, S28, T42, S99, S104, T135, S147, T154, S170, T181, S200, T216, T255 et S305. 15 16. Système selon l'une quelconque des revendications 12 à 15, caractérisé en ce que le ou lesdits résidus phosphorylables mutés sont substitués par un ou des résidus non phosphorylables en cellule eucaryote. 17. Système selon l'une quelconque des revendications 1 à 16, 20 caractérisé en ce que ladite transposase Mos-1 fournie en trans est codée par une séquence nucléotidique placée sur un vecteur, sous le contrôle d'éléments de régulation de l'expression. 18. Système selon la revendication 17, caractérisé en ce que l'expression 25 de ladite transposase est inductible. 19. Pseudo-transposon Mos-1 hyperactif, dans lequel : a) au moins l'une des deux répétitions terminales non traduites (UTR) et/ou au moins l'une des deux répétitions terminales inversées (ITR) est(sont) 30 génétiquement modifiée(s) ; et b) une séquence nucléotidique exogène d'intérêt remplace la séquence nucléotidique codant la transposase Mos-1 d'origine.5 20. Pseudo-transposon selon la revendication 19, caractérisé en ce qu'au moins l'une des deux répétitions terminales non traduites (UTR) est génétiquement modifiée. 21. Pseudo-transposon selon la revendication 20, en outre caractérisé en ce qu'au moins l'une des deux répétitions terminales inversées (ITR) est génétiquement modifiée. 10 22. Transposase Mos-1 hyperactive comprenant au moins une mutation au niveau d'au moins un résidu choisi parmi les résidus suivants de la séquence SEQ ID N 2 : F53, Q91, E137, T216 et Y237, à l'exclusion de la combinaison de mutations Q91 R+E137K+T216A ou F53Y+E137K+T216A. 15 23. Transposase selon la revendication 22, caractérisée en ce qu'elle comprend au moins une mutation au niveau du résidu T216. 24. Transposase selon la revendication 22 ou 23, caractérisée en ce qu'elle comprend au moins une mutation choisie parmi les mutations F53Y, 20 Q91 R, E137K, T216A, Y237C, et leurs combinaisons. 25. Transposase selon la revendication 24, caractérisée en ce qu'elle comprend au moins la mutation T216A. 25 26. Transposase selon la revendication 25, caractérisée en ce qu'elle comprend en outre au moins une mutation choisie parmi les mutations F53Y, Q91 R, E137K, Y237C, et leurs combinaisons. 27. Transposase selon l'une quelconque des revendications 22 à 26, 30 caractérisée en ce qu'elle comprend en outre au moins une mutation au niveau d'un résidu phosphorylable, ladite mutation étant suppressive d'un site de phosphorylation en cellule eucaryote.5 28. Transposase selon la revendication 27, caractérisée en ce que ledit résidu phosphorylable est choisi parmi les résidus suivants de la séquence SEQ ID N 2 : T11, T24, S28, T42, T88, S99, S104, T135, S147, T154, S170, T181, S200, T216, T255 et S305. 29. Transposase selon la revendication 28, caractérisé en ce qu'elle comprend au moins une mutation au niveau du résidu phosphorylable T88. 30. Transposase selon la revendication 29, caractérisée en ce qu'elle comprend en outre au moins une mutation au niveau des résidus phosphorylables T11, T24, S28, T42, S99, S104, T135, S147, T154, S170, T181, S200, T216, T255 et S305. 31. Transposase selon l'une quelconque des revendications 27 à 30, caractérisée en ce que le ou lesdits résidus phosphorylables mutés sont substitués par un ou des résidus non phosphorylables en cellule eucaryote. 32. Transposase selon l'une quelconque des revendications 22 à 31, 20 caractérisée en ce qu'elle est codée par une séquence nucléotidique placée sur un vecteur, sous le contrôle d'éléments de régulation de l'expression. 33. Vecteur comprenant au moins : a) un pseudo-transposon selon l'une quelconque des revendications 19 à 25 21 ;ou b) une séquence nucléotidique codant une transposase selon l'une quelconque des revendications 22 à 32 ; ou c) une combinaison de ceux-ci. 30 34. Cellule hôte comprenant au moins : a) un système selon l'une quelconque des revendications 1 à 18 ; oub) un pseudo-transposon selon l'une quelconque des revendications 19 à 21 ; ou c) une transposase selon l'une quelconque des revendications 22 à 32 ; ou d) une séquence nucléotidique codant une transposase selon l'une 5 quelconque des revendications 22 à 32 ; ou e) un vecteur selon la revendication 33 ; ou f) une combinaison de ceux-ci. 35. Cellule hôte selon la revendication 34, caractérisée en ce qu'elle est 10 une cellule procaryote. 36. Cellule hôte selon la revendication 34, caractérisée en ce qu'elle est une cellule eucaryote. 15 37. Kit comprenant au moins : a) un système selon l'une quelconque des revendications 1 à 18 ; ou b) un pseudo-transposon selon l'une quelconque des revendications 19 à 21 ; ou c) une transposase selon l'une quelconque des revendications 22 à 32 ; ou 20 d) une séquence nucléotidique codant une transposase selon l'une quelconque des revendications 22 à 32 ; ou e) un vecteur selon la revendication 33 ; ou f) une cellule hôte selon l'une quelconque des revendications 34 à 36 ; ou g) une combinaison de ceux-ci. 25 38. Utilisation d'au moins : a) un système selon l'une quelconque des revendications 1 à 18 ; ou b) un pseudo-transposon selon l'une quelconque des revendications 19 à 21 ; ou 30 c) une transposase selon l'une quelconque des revendications 22 à 32 ; ou d) une séquence nucléotidique codant une transposase selon l'une quelconque des revendications 22 à 32 ; oue) un vecteur selon la revendication 33 ; ou f) une cellule hôte selon l'une quelconque des revendications 34 à 36 ; ou g) un kit selon la revendication 37 ; ou h) une combinaison de ceux-ci, pour la transposition efficace in vitro d'une séquence nucléotidique exogène d'intérêt. 39. Utilisation d'au moins : a) un système selon l'une quelconque des revendications 1 à 18 ; ou b) un pseudo-transposon selon l'une quelconque des revendications 19 à 21 ; ou c) une transposase selon l'une quelconque des revendications 22 à 32 ; ou d) une séquence nucléotidique codant une transposase selon l'une quelconque des revendications 22 à 32 ; ou e) un vecteur selon la revendication 33 ; ou f) une cellule hôte selon l'une quelconque des revendications 34 à 36 ; ou g) un kit selon la revendication 37 ; ou h) une combinaison de ceux-ci, pour la mutagénèse insertionnelle in vitro. 40. Utilisation d'au moins : a) un système selon l'une quelconque des revendications 1 à 18 ; ou b) un pseudo-transposon selon l'une quelconque des revendications 19 à 21 ; ou c) une transposase selon l'une quelconque des revendications 22 à 32 ; ou d) une séquence nucléotidique codant une transposase selon l'une quelconque des revendications 22 à 32 ; ou e) un vecteur selon la revendication 33 ; ou f) une cellule hôte selon l'une quelconque des revendications 34 à 36 ; ou g) un kit selon la revendication 37 ; ou h) une combinaison de ceux-ci, pour le séquençage et/ou le clonage in vitro d'acides nucléiques. 41. Utilisation d'au moins : a) un système selon l'une quelconque des revendications 1 à 18 ; ou b) un pseudo-transposon selon l'une quelconque des revendications 19 à 21 ;ou c) une transposase selon l'une quelconque des revendications 22 à 32 ; ou d) une séquence nucléotidique codant une transposase selon l'une quelconque des revendications 22 à 32 ; ou e) un vecteur selon la revendication 33 ; ou f) une cellule hôte selon l'une quelconque des revendications 34 à 36 ; ou g) un kit selon la revendication 37 ; ou h) une combinaison de ceux-ci, pour la transposition efficace in vitro ou in vivo ou ex vivo d'une séquence nucléotidique exogène d'intérêt dans une cellule hôte de plante. 42. Utilisation d'au moins : a) un système selon l'une quelconque des revendications 1 à 18 ; ou b) un pseudo-transposon selon l'une quelconque des revendications 19 à 21 ; ou c) une transposase selon l'une quelconque des revendications 22 à 32 ; ou d) une séquence nucléotidique codant une transposase selon l'une quelconque des revendications 22 à 32 ; ou e) un vecteur selon la revendication 33 ; ou f) une cellule hôte selon l'une quelconque des revendications 34 à 36 ; ou g) un kit selon la revendication 37 ; ou h) une combinaison de ceux-ci, pour la mutagénèse insertionnelle dans une cellule hôte de plante. 43. Utilisation d'au moins : a) un système selon l'une quelconque des revendications 1 à 18 ; ou b) un pseudo-transposon selon l'une quelconque des revendications 19 à 21 ; ouc) une transposase selon l'une quelconque des revendications 22 à 32 ; ou d) une séquence nucléotidique codant une transposase selon l'une quelconque des revendications 22 à 32 ; ou e) un vecteur selon la revendication 33 ; ou f) une cellule hôte selon l'une quelconque des revendications 34 à 36 ; ou g) un kit selon la revendication 37 ; ou h) une combinaison de ceux-ci, pour le séquençage et/ou le clonage d'acides nucléiques dans une cellule hôte de plante. 44. Procédé de préparation d'un médicament, comprenant au moins une étape de transposition in vitro d'une séquence d'ADN transposable d'intérêt dans une séquence d'ADN cible, ladite transposition étant médiée par au moins l'un des moyens suivants : a) un système selon l'une quelconque des revendications 1 à 18 ; ou b) un pseudo-transposon selon l'une quelconque des revendications 19 à 21 ;ou c) une transposase selon l'une quelconque des revendications 22 à 32 ; ou d) une séquence nucléotidique codant une transposase selon l'une 20 quelconque des revendications 22 à 32 ; ou e) un vecteur selon la revendication 33 ; ou f) une cellule hôte selon l'une quelconque des revendications 34 à 36 ; ou g) un kit selon la revendication 37 ; ou h) une combinaison de ceux-ci. 25 30