Brevet FR2903420A1 — publié le 20080111

L'invention est relative à un promoteur permettant l'expression spécifique d'un gène d'intérêt dans les cellules de la zone de déhiscence de fruits secs. Au cours de l'évolution, les végétaux ont mis en place différents systèmes de dissémination de leurs graines. Pour les plantes à fruits secs déhiscents, les graines contenues dans les fruits sont disséminées à maturité après l'ouverture spontanée de ceux-ci. Cette ouverture s'effectue par une ou plusieurs zone(s) de déhiscence. Une zone de déhiscence consiste en une zone de cellules non lignifiées, dénommée ci-après zone de rupture, comprise entre deux zones de cellules (dénommées ci-après marges) qui se lignifient lors de la maturation du fruit ; la tension induite par cette lignification provoque la déchirure de la zone de rupture adjacente. Des enzymes hydrolytiques des parois cellulaires pourraient également intervenir dans la rupture de la zone de déhiscence. Il existe différents types de fruits secs déhiscents. On citera notamment les gousses et les siliques, qui sont respectivement rencontrées chez les fabacées et les brassicacées, familles contenant de nombreuses plantes d'intérêt agronomique. Une gousse est un fruit sec déhiscent provenant d'un seul carpelle fermé par une suture au niveau des marges placentaires ; elle s'ouvre par deux zones de déhiscence, l'une située au niveau de la suture placentaire et l'autre au niveau de la nervure médiane du carpelle. Une silique est un fruit sec déhiscent provenant de deux carpelles, également dénommés valves, soudés au niveau de leurs marges et séparés par une cloison, le replum. Les zones de déhiscence sont situées le long de la jonction entre les valves et le replum. Chaque zone de déhiscence comprend une zone de rupture encadrée d'une part par les cellules lignifiées des marges des valves, et d'autre part par les cellules lignifiées du replum. La déchirure au niveau de cette zone provoque la séparation des valves et du replum et l'ouverture de la silique. 2903420 2 La Figure 1 représente une coupe transversale d'une silique d'Arabidopsis thaliana où sont indiquées les positions des valves, et du replum ; l'emplacement de la zone de rupture (zR), et celui des cellules lignifiées (CL) des marges des 5 valves a également été tracé sur la partie gauche de la figure. La déhiscence spontanée, qui se produit au moment de la maturité des fruits, pose divers problèmes chez les plantes de grandes cultures comme par exemple, le colza ou le 10 soja. La principale conséquence défavorable de la déhiscence spontanée est une perte de rendement importante. En effet, une partie des graines tombent sur le sol à l'ouverture des siliques et n'est donc pas récoltée lors du passage de 15 l'engin, provoquant non seulement une perte de rendement important (de 10 à 25%) mais également des problèmes de repousse, gênant la rotation des cultures. Par ailleurs, l'indéhiscence des gousses ou siliques pourrait également permettre de réduire les infestations par certains ravageurs 20 ou maladies chez certaines plantes comme le soja ou les lentilles (ROBERTS et al, Annals of Botany, 86, 223-235, 2000). Plusieurs approches ont été proposées pour pallier les problèmes posés par la déhiscence spontanée. Certaines 25 concernent les pratiques culturales, par exemple l'amélioration des machines permettant la récolte. D'autres ont été basées sur la recherche de variétés dont la déhiscence des siliques est moindre à maturité. Cette approche a par exemple été proposée chez le colza. Comme il existe peu de 30 variations génétiques vis-à-vis de ce caractère dans l'espèce Brassica napus, cultivée pour la production d'huile, il a été tenté d'introgresser un ou plusieurs gènes responsables d'une moindre déhiscence des siliques à partir de Brassica rapa dont les variations génétiques pour ce caractère sont plus 35 importantes. Cependant, il a été observé que d'autres caractères pouvant être défavorables étaient introgressés simultanément. 2903420 3 Une approche qui fait actuellement l'objet d'un grand intérêt consiste à modifier, par génie génétique, l'expression de gènes impliqués dans la déhiscence des fruits secs, et notamment des siliques, afin de contrôler celle-ci. 5 Différents gènes impliqués dans la déhiscence des siliques ont été identifiés (pour revue, cf. par exemple FERRANDIZ, J of Exp. Botany 53, 377, 2031-2038, 2002). Il s'agit dans de nombreux cas de gènes impliqués dans la différenciation des cellules de la zone de déhiscence. 10 Dans cette catégorie on citera par exemple les gènes SHATERPROOF 1 (Shi) et SHATTEPROOF 2 (Sh2), codant pour des facteurs de transcr=iption à boîte MADS, qui interviennent dans la lignification des marges des valves adjacentes à la zone de rupture (LILJEGREN et al Nature, 404: 766-770, 2000). Lorsque 15 ces gènes sont inactivés, on n'observe pas de lignification des marges des valves ni de formation de la zone de déhiscence. Le gène FRUITFULL (Fui), qui est un autre facteur de transcription à boite MADS, exprimé dans les valves, 20 contrôle négativement l'expression de Shl et Sh2 (FERRANDIZ et al., Science, 289: 436-438, 2000). Quand il est surexprimé, on observe un phénotype similaire à celui résultant de l'inactivation de ces deux gènes. Inversement, le gène AGAMOUS (AG) contrôle positivement l'expression de Shi et Sh2. 25 Le gène ALCATRAZ (A1c) est une protéine à domaine bHLH (basic Helix-Loop-Helix) qui permet la spécification de la zone non lignifiée au niveau de laquelle se produit la déchirure de la zone de déhiscence (RAJANI et SUNDARESAN, Curr Biol 11, 1914-1922, 2001). Chez les mutants dans lesquels ce 30 gène est inactivé, cette zone non-lignifiée est absente, entrainant une indéhiscence du fruit. Le gène REPLUMLESS (Rp1) est un gène à homéodomaine qui intervient dans la mise en place du replum (ROEDER et al., Curr Biol, 13, 1630-5, 2003). Un autre facteur de 35 transcription à homéodomaine INDEHISCENT (Ind) est également connu pour intervenir dans la différenciation de la zone de déhiscence(LILJEGREN et al., Cell, 116, 843-53, 2004). 2903420 4 Une autre catégorie de gènes impliqués dans la déhiscence contient des gènes codant pour des enzymes participant à l'hydrolyse de la paroi cellulaire. Par exemple, il a été observé qu'une polygalacturonase (PG), intervenant 5 dans la dégradation de la pectine, était exprimée dans la zone de déhiscence (JENKINS et al., J. Exp. Botany 47, 1111-1115, 1996 ; PETERSEN et al.,Plant Mol Biol, 31, 517-527, 1996). Pour contrôler la déhiscence, il a été proposé d'agir sur l'expression de différents gènes impliqués dans 10 cette déhiscence. A titre d'exemples : la Demande PCT WO 97/13865 propose, pour retarder la déhiscence, d'exprimer dans les cellules de la zone de déhiscence, soit un ARN inhibant l'expression d'une enzyme hydrolytique de la paroi cellulaire, 15 soit une protéine interférant avec le métabolisme, la physiologie ou le développement desdites cellules ; la Demande PCT WO 01/79517 propose de retarder la déhiscence, en inhibant l'expression du gène INDEHISCENT dans la zone de déhiscence. Une manière classique d'agir sur l'expression d'un 20 gène, ou l'activité de son produit, est d'exprimer dans la même cellule une séquence d'ADN exogène dont le produit de transcription ou de traduction intervient de manière positive ou négative, selon l'application envisagée, sur l'expression ou l'activité de ladite protéine. A titre d'exemples, on 25 citera la surexpression du gène concerné, ou d'un de ses homologues, ou d'un activateur de l'expression de ce gène, ou à l'inverse, les techniques de suppression antisens, ou de RNAi qui sont fréquemment utilisées pour moduler l'expression de gènes cibles. 30 Il est préférable, dans un grand nombre de cas, de cibler l'expression de cette séquence d'ADN exogène à certaines cellules et certains tissus, afin d'éviter toute interférence avec d'autres fonctions de la plante. Ainsi, pour agir sur la déhiscence de la silique, il est souhaitable de 35 disposer de promoteurs spécifiques des différents types cellulaires composant la silique, et notamment de la zone de déhiscence. 2903420 5 Les Inventeurs ont isolé à partir d'Arabidopsis thaliana, un promoteur appelé ci-après promoteur pDRQ39, et ont exprimé le gène rapporteur uidA (GUS) codant pour la 13-glucuronidase sous contrôle de ce promoteur. Ils ont ainsi 5 observé que l'expression du gène rapporteur était restreinte aux cellules lignifiées des marges des valves de la silique. Ce promoteur pDRQ39 est situé dans une région de 361 pb en amont du codon d'initiation de la traduction du gène At2g27220 d'Arabidopsis thaliana. La séquence de cette région 10 est la suivante (SEQ ID NO: 1). AGTACATATTTTTCCCATTTATGAAAAGTCCAATCACATTTTATTTATAAA GGCGACTTATTGGACTTTCTAGTTGACAGATCAATGAAGCAGAGGATATTTAGATGATCATC GCAAGCAGAGAGAAAGACACGTCGAAGAAGACAATGAGAAACTCACACCCATAATTTGCTGC TCATCATTTCTAATTATTAAATAAAAACGGTAATTTAATTTTCTTGATTTGTCACATCTTTA 15 TTTCATCATCTTTTGCTTACCTTTTCTTCCTAAGCTCTTGGATATTATTAATGTTTTAGATC GATTTATATTATAATTTGATATTTTCTTGAATTGCAAGTTTTGTTGCTTAATTGTCAGAATA Cette séquence est aussi représentée sur la Figure 2, où sont également indiquées les principales boîtes prédites, pouvant intervenir dans la régulation de 20 l'expression de ce gène. Les Inventeurs ont localisé la portion de ce promoteur essentielle à l'obtention d'une expression spécifique dans les cellules lignifiées des marges de la silique dans la région située du nucléotide -361 au nucléotide 25 -201 par rapport au codon d'initiation de la traduction du gène At2g27220 (ces positions correspondent aux positions 1 à 161 de la séquence SEQ ID NO: 1). Dans le cadre du présent exposé, lorsqu'une séquence est définie par référence à un intervalle délimité 30 par les positions de deux nucléotides, on considère que le nucléotide dont la position est indiquée en premier est inclus dans cette séquence, et le nucléotide dont la position est indiquée en second n'est pas inclus dans cette séquence. Ainsi, la séquence allant de la position -361 à la 35 position -201 en amont de l'ATG du gène At2g27220 est la suivante (SEQ ID NO: 2) : 2903420 6 AGTACATATTTTTCCCATTTATGAAAAGTCCAATCACATTTTATTTATAAA GGCGACTTATTGGACTTTCTAGTTGACAGATCAATGAAGCAGAGGATATTTAGATGATCATC GCAAGCAGAGAGAAAGACACGTCGAAGAAGACAATGAGAAACTCACA La présente invention a pour objet un 5 polynucléotide isolé utilisable pour la construction d'un promoteur spécifique des cellules lignifiées des marges bordant la zone de rupture d'un fruit sec déhiscent, lequel polynucléotide est caractérisé en ce que : - il possède au moins 80% d'identité, de préférence au 10 moins 90% d'identité et de manière tout à fait préférée, au moins 95% d'identité avec le polynucléotide de séquence SEQ ID NO: 2 ; - il contient : un motif de séquence TAGTT, chevauchant partiellement une boîte Wbox de séquence TTGAC ; 15 une boîte DOF de séquence AAAG ; une boite GATA Mybstl de séquence GATA. Le motif TAGTT, de manière intéressante, est également trouvé dans les promoteurs des gènes SHATTERPROOF 1 et 2 et INDEHISCENT qui ont une spécificité d'expression 20 tissulaire similaire, ce qui suggère que ce motif intervient dans l'adressage de l'expression du gène dans les cellules lignifiées des marges des valves de la silique. La présente invention a également pour objet un promoteur spécifique des cellules lignifiées des marges 25 bordant la zone de rupture d'un fruit sec déhiscent, caractérisé en ce qu'il comprend un polynucléotide conforme à l'invention, tel que défini ci-dessus. On entend par promoteur spécifique des cellules lignifiées des marges bordant la zone de rupture d'un fruit 30 sec déhiscent un promoteur capable d'induire dans ces cellules un niveau d'expression au moins 10 fois supérieur, de préférence au moins 20 fois supérieur à celui qu'il induit dans les cellules des autres tissus de la plante. Selon un mode de réalisation préféré d'un promoteur 35 conforme à l'invention, il comprend, outre les boîtes et motifs définis ci-dessus, une boite fruitbox de séquence TGTCACA. Avantageusement, un promoteur conforme à l'invention comprend le polynucléotide de séquence SEQ ID NO :1. 2903420 7 Selon un autre mode de réalisation préféré d'un promoteur conforme à l'invention, il s'agit d'un promoteur chimérique, dans lequel un polynucléotide conforme à l'invention est associé à un promoteur minimal. 5 La construction de promoteurs chimériques fonctionnels chez les plantes est connue en elle-même ; on associe un promoteur minimal avec des éléments hétérologues de régulation, choisis en fonction des caractéristiques d'expression (spécificité, inductibilité, niveau d'expression) 10 que l'on souhaite obtenir. Un promoteur minimal comprend au moins les séquences d'initiation de la transcription par l'ARN polymérase II. Par exemple, un promoteur minimal comprend, généralement, outre un site d'initiation de la transcription, au moins une boite TATA située à environ 20 à 40pb en amont du 15 site d'initiation de la transcription, et/ou au moins un élément INR (INitiatoR) localisé au niveau du site d'initiation de la transcription. La construction de promoteurs chimériques par association d'un promoteur minimal avec divers éléments de 20 régulation en cis est décrite par exemple dans le Brevet US 6555673, ou bien dans les publications de RUSHTON et al (Plant. Cell., 14, 749-762, 2002) ou de BHULLAR et al (Plant. Physiology., 132, 988-998, 2003) DEABEAUJON et al. (Plant Cell, 15, 2514-2531, 2003). La présente invention a également pour objet l'utilisation d'un promoteur conforme à l'invention pour exprimer spécifiquement un polynucléotide d'intérêt dans les cellules lignifiées des marges bordant la zone de rupture d'un fruit sec déhiscent. L'invention englobe également : - les cassettes d'expression recombinantes, comprenant, outre un promoteur conforme à l'invention, une séquence hétérologue d'intérêt placée sous contrôle transcriptionnel dudit promoteur (ou un ou plusieurs site(s) 35 de restriction permettant l'insertion de ladite séquence d'intérêt); 25 30 2903420 8 les vecteurs recombinants, résultant de l'insertion d'un promoteur ou d'une cassette d'expression conformes à l'invention dans un vecteur hôte. Ladite séquence d'intérêt peut être notamment un 5 gène impliqué dans la déhiscence des fruits secs, notamment des siliques. Il peut s'agir également d'un polynucléotide permettant de moduler l'expression d'un ou plusieurs gène (s) impliqué (s) dans cette déhiscence ; cette modulation peut s'effectuer par exemple par co-suppression ou suppression 10 antisens, ou par production d'ARN interférent (RNAi). Il est également possible de placer sous le contrôle d'un promoteur conforme à l'invention un polynucléotide dont on veut évaluer l'effet sur la déhiscence. Les cassettes d'expression et vecteurs recombinants 15 conformes à l'invention peuvent, bien entendu, comprendre en outre d'autres séquences, usuellement employées dans ce type de constructions. Le choix de ces autres séquences sera effectué, de manière classique, par l'homme du métier en fonction notamment de critères tels que les cellules-hôtes 20 choisies, les protocoles de transformation envisagés, etc. On citera, à titre d'exemples non limitatifs, les terminateurs de transcription, les séquences de tête (leader sequences), les séquences enhancer, les sites de polyadénylation, etc. Ces séquences n'interviennent pas sur la 25 spécificité du promoteur, mais peuvent améliorer globalement qualitativement ou quantitativement, la transcription, et le cas échéant, la traduction. Parmi les autres séquences couramment employées dans la construction de cassettes d'expression et vecteurs 30 recombinants, on citera également les séquences permettant le suivi de la transformation, et l'identification et/ou la sélection des cellules ou organismes transformés. Il peut s'agir notamment de gènes rapporteurs, conférant à ces cellules ou organismes un phénotype aisément reconnaissable, 35 ou bien de gènes marqueurs de sélection. L'invention a en outre pour objet des cellules contenant au moins une cassette d'expression recombinante ou un vecteur conforme à l'invention. Il peut s'agir de cellules 2903420 9 procaryotes ou eucaryotes. Dans le cas de cellules procaryotes, il peut notamment s'agir d'Agrobactéries telles qu'Agrobacterium tumefaciens ou Agrobacterium rhizogenes. Dans le cas de cellules eucaryotes, il s'agit notamment de cellules 5 végétales. L'invention comprend également des plantes transgéniques, comprenant dans leur génome au moins une copie d'un transgène contenant une cassette d'expression conforme à l'invention. Cette définition englobe bien entendu les 10 descendants des plantes résultant de la transgénèse initiale, dès lors qu'ils conservent dans leur génome au moins une copie du transgène. Les plantes concernées sont toutes celles produisant des fruits secs déhiscents, et notamment les 15 brassicacées, telles que le colza, ou les légumineuses, telles que le soja, le pois, le haricot, etc... Le matériel végétal (protoplastes, cals, boutures, graines, etc...) obtenu à partir de ces cellules ou plantes fait également partie de l'objet de la présente invention. 20 L'invention englobe également les produits obtenus à partir des plantes conformes à l'invention, notamment le fourrage, le bois, les feuilles, les tiges, les racines, les fleurs et les fruits. La présente invention sera mieux comprise à l'aide 25 du complément de description qui va suivre, qui se réfère à des exemples non-limitatifs illustrant l'obtention du promoteur pDRQ39, et son utilisation pour exprimer un gène hétérologue. EXEMPLE 1 : EXPRESSION D'UN GENE RAPPORTEUR SOUS LE CONTROLE 30 DE DIFFERENTS FRAGMENTS DE LA REGION AMONT DU GENE At2g27220. Une séquence d'environ 1500 pb en 5' de l'ATG d'At2g27220, a été obtenue à partir d'une banque d'ADN génomique d'Arabidopsis thaliana. Différents fragments de cette séquence ont été 35 clonés en amont de la séquence codante du gène rapporteur GUS dans le vecteur pR1R2 GUS, par la technologie GATEWAYTM en utilisant des kits INVITROGEN selon les recommandations du fournisseur). Le vecteur de destination utilisé, pR1R2 GUS 2903420 10 (BAUDRY et al Plant J. 39, 366-380, 2004) contient une cassette de recombinaison LR, la séquence codante du gène codant la B-glucuronidase d'E. coli et le terminateur nos-ter du gène de la nopaline synthase. Il contient également une 5 cassette de résistance à la kanamycine. Les séquences promotrices ont tout d'abord été amplifiées par PCR à l'aide d'amorces contenant les sites de recombinaison B1 et B2 puis introduites par recombinaison BP dans un vecteur d'entrée (pDONR 207, INVITROGEN). Le vecteur 10 recombinant contenant le fragment désiré a ensuite été recombiné dans le vecteur pR1R2 GUS pour générer les vecteurs binaires utilisés pour transformer les plantes. Les constructions réalisées sont les suivantes : -Pl : cette construction comprend la totalité de la 15 séquence de 1467 pb, de la position -1471 à la position -4 en amont de l'ATG du gène At2g27220. L'ADN a été amplifié à l'aide des oligonucléotides pDRQ39-1500/pDRQ39 REV. -P2 : cette construction comprend la séquence de 1154 pb, de la position -1158 à la position -4 en amont de 20 l'ATG du gène At2g27220. L'ADN a été amplifié à l'aide des oligonucléotides pDRQ39-1158/pDRQ39 REV. -P3 : cette construction comprend la séquence de 587pb, de la position -591 à la position -4 en amont de l'ATG du gène At2g27220. L'ADN a été amplifié à l'aide des 25 oligonucléotides pDRQ39-590/pDRQ39 REV. -P4 : cette construction comprend la séquence de 356 pb, de la position -360 à la position -4 en amont de l'ATG du gène At2g27220. L'ADN a été amplifié à l'aide des oligonucléotides pDRQ39-361/pDRQ39 REV. 30 -P5 : cette construction comprend la séquence de 197 pb, de la position -201 à la position -4 en amont de l'ATG du gène At2g27220. L'ADN a été amplifié à l'aide des oligonucléotides pDRQ39-201/pDRQ39 REV. Les limites de ces différentes constructions sont 35 indiquées sur la Figure 2. Les oligonucléotides utilisés sont indiqués ci-après (orientation 5'-3', les séquences en gras correspondent aux séquences de recombinaison Gateway) ; 2903420 11 pDRQ39 -1500 : GGGACAAGTTTGTACAAAAAAGCAGGCTCGAGGAATACAGGCAGATAA (SEQ ID N0:3) pDRQ39 -1158 : GGGACAAGTTTGTACAAAAAAGCAGGCTGGAACCAGGCAAATAAACT (SEQ ID N0:4) 5 pDRQ39 -590 : GGGACAAGTTTGTACAAAAAAGCAGGCTTCTACATTTGCGACCACATT (SEQ ID N0:5) pDRQ39 -361 : GGGACAAGTTTGTACAAAAAAGCAGGCTGTACATATTTTT000ATTT (SEQ ID N0:6) pDRQ39 -201 : GGGACAAGTTTGTACAAAAAAGCAGGCTCCCATAATTTGCTGCTCATC 10 (SEQ ID N0:7) pDRQ39 REV : GGGGACCACTTTGTACAAGAAAGCTGGGTCTGACAATTAAGCAACAAAAC (SEQ ID N0:8) Ces différentes constructions ont été transférées dans les plantes d'Arabidopsis thaliana, écotype 15 Wassilewskija, par la méthode d'infiltration florale (BECHTOLD et al., C.R. Acad.Sci., 316, 1194-1199, 1993). Les graines ont été stérilisées et les transformants primaires ont été sélectionnés sur un milieu MS (Duchefa, MO2 555, pH 5,6) contenant de Kanamycine (100mg /L) l'agent de sélection. Les 20 plantes sélectionnées ont ensuite été transférées dans des pots et cultivées en serre. Seules les plantes fertiles et présentant un phénotype normal ont été retenues pour l'analyse. L'expression du gène gus a été recherchée dans les 25 organes végétatifs et dans les siliques et graines des générations Ti et T2. La détection de l'activité 13-glucuronidase a été effectuée par test histochimique, en détectant la coloration bleue résultant de l'hydrolyse de l'acide 5-bromo-4-chloro-3- 30 indolyl 13-D glucuronique (X-gluc selon le protocole décrit par JEFFERSON et al (Plant Mol. Biol. Report 5, 387-405, 1987)). Expression du gène gus dans les organes végétatifs L'analyse a été menée sur des feuilles, et des tiges en serre, et sur des racines in vitro. Aucune activité 35 gus n'est détectée dans les plantes non transformées. Dans le cas des plantes transformées avec les constructions P1, P2, P3, P4, P5, aucune activité n'a été détectée après incubation en présence de X-Gluc. Ces résultats montrent que le promoteur 2903420 12 d'At2g27220 ne permet pas l'expression du gène gus dans les organes testés. Expression du gène GUS dans la silique et la graine. Pour déterminer la localisation de l'expression du 5 gène GUS sous le contrôle du promoteur d'At2g27220, des coupes histologiques ont été réalisées et observées en microscopie photonique. Avec les constructions P1, P2, P3 ou P4, on observe un marquage important dans les marges des valves des siliques, 10 alors que les cellules de l'embryon, du réplum, et du mésocarpe ne montrent aucun marquage. Pour la construction P5, aucun marquage n'est détecté, suggérant que celle ci ne contient plus les éléments de régulation nécessaires. EXEMPLE 2: ANALYSE STRUCTURELLE DU PROMOTEUR DU GENE At2g27220 15 Le promoteur du gène At2g27220 a été analysé afin de rechercher des motifs de régulation putatifs pouvant intervenir dans le contrôle de l'expression. Le promoteur a été comparé aux séquences promotrices des gènes SHATTERPROOF 1, 2 (At3g58780, At2g42830, 20 respectivement) et INDEHISCENTI (Atlg00120) d'Arabidopsis thaliana. Cette analyse montre l'existence d'un motif (TAGTT) de 5 pb commun à ces promoteurs, et absent des promoteurs d'autres facteurs de transcription exprimés dans des cellules 25 adjacentes aux zones de déhiscence. Parmi les autres séquences putatives de régulation de la transcription identifiées dans le promoteur pDRQ39, on signalera en particulier : une boîte DOF (YANAGISAWA et SCHMIDT, Plant J 17, 209-214 1999); une boîte GATA 30 Mybst 1 (TEAKLE et al., Plant Mol Biol. 50, 43-57 (2002) ; une boîte W (CHEN et al., Plant Cell 14, 559-574, 2002), situées entre -361 et -201. Une boite Fruit box (motif TGTCACA ; YAMAGATA et al., J Biol Chem. 277, 11582-11590, 2002)) a également été identifiée dans la région située entre 35 -201 et le site d'initiation de la traduction. Cette boite pourrait jouer un rôle dans la modulation des boites situées entre -361 et -201. 2903420 13 La séquence de 1467 pb en amont du codon d'initiation de la traduction du gène At2g27220 est représentée sur la Figure 2. Le site d'initiation de la traduction est représenté en gras et souligné. Les boîtes 5 DOF , GATA , W et Fruit box sont encadrées en traits pleins. Le motif TAGTT est encadré en pointillés. REVENDICATIONS 1) Polynucléotide isolé utilisable pour la construction d'un promoteur spécifique des cellules lignifiées des marges bordant la zone de rupture d'un fruit sec déhiscent, lequel polynucléotide est caractérisé en ce que : il possède au moins 80% d'identité, de préférence au moins 90% d'identité et de manière tout à fait préférée, au moins 95% d'identité avec le polynucléotide de séquence SEQ ID NO: 2 ; il contient : un motif de séquence TAGTT, chevauchant partiellement une boîte Wbox de séquence TTGAC ; une boîte DOF de séquence AAAG ; une boite GATA de séquence GATA. 2) Promoteur isolé permettant l'expression spécifique d'un polynucléotide d'intérêt dans les cellules lignifiées des marges bordant la zone de rupture d'un fruit sec déhiscent, caractérisé en ce qu'il comprend un polynucléotide selon la revendication 1. 3) Promoteur selon la revendication 2, caractérisé en ce qu'il comprend le polynucléotide SEQ ID NO:1. 4) Promoteur chimérique, contenant un polynucléotide selon la revendication 1, associé à un 25 promoteur minimal. 5) Utilisation d'un promoteur selon une quelconque des revendications 2 à 4, pour exprimer spécifiquement un polynucléotide d'intérêt dans les cellules lignifiées des marges bordant la zone de rupture 30 d'un fruit sec déhiscent. 6) Cassette -d'expression recombinante, caractérisée en ce qu'elle comprend un promoteur selon une quelconque des revendications 2 à 4, et un gène d'intérêt placé sous contrôle transcriptionnel dudit 35 promoteur. 7) Vecteur recombinant comprenant une cassette d'expression selon la revendication 6. 2903420 15 8) Cellule-hôte transformée par une cassette d'expression selon la revendication 6. 9) Cellule-hôte selon la revendication 8, caractérisée en ce qu'il s'agit d'une cellule végétale. 5 10) Plante transgénique, comprenant au moins un transgène contenant une cassette d'expression selon la revendication 6. 11) Plante transgénique selon la revendication 10, caractérisée en ce qu'il s'agit d'une 10 brassicacée ou d'une crucifère.