Brevet FR2889078A1 — publié le 20070202

La présente invention a pour objet une colonne de chromatographie d'affinité comprenant la protéine ATIII liée à un support solide. Les héparines sont des agents biologiquement actifs de la famille des glycosaminoglycanes qui ont des propriétés anticoagulantes particulièrement utiles. Elles sont constituées de chaînes linéaires polysaccharidiques sulfatées très hétérogènes de par leurs tailles. Les héparines de bas poids moléculaire (HBPM) et les héparines de très bas poids moléculaire (HTBPM) sont préparées par coupure des chaînes polysaccharidiques longues d'héparine en chaînes plus courtes de bas poids moléculaire. Par HBPM et HTBPM on entend ainsi des chaînes dont le poids moléculaire est compris respectivement entre 3000 et 6500 Da et entre 1500 et 3000 Da. L'Antithrombine III (ATIII) (Chandra et al., 1983, Proc. Nat/. Acad. Sci. U.S.A., 80: 1845-1848) est une serpine spécifique, qui a une faible activité inhibitrice des sérine protéases contrôlant la coagulation. Cette action est nettement augmentée en présence d'héparine qui lie et active ATIII. En particulier, la liaison à l'héparine entraîne un ensemble de changements conformationnels dans la protéine culminant avec l'adoption d'une conformation hautement favorable à l'interaction avec les sérines protéases cibles. Quand ATIII est dans la conformation activée, l'interaction avec la molécule d'héparine ou dérivée qui a initié le changement de conformation est nettement renforcée. L'interaction entre l'héparine et ATIII est due à une séquence pentasaccharidique spécifique. Or, seul un tiers des brins polysaccharidiques possède les séquences spécifiques permettant une interaction stable avec l'ATIII. Les préparations d'héparine et dérivés sont donc hétérogènes en ce qui concerne l'affinité pour ATIII. Il est important de pouvoir enrichir une population d'oligosaccharides en espèces affines pour ATIII, un tel enrichissement étant susceptible d'augmenter significativement 2 l'activité anticoagulation de cette population. Une méthode de chromatographie d'affinité ATIII pour séparer les fractions affines et non affines de l'héparine est décrite dans HSdk et al. (1976, FEBS Lett., 66: 90-93). D'autres méthodes ont été publiées mais reprennent les points essentiels de la méthode de Hôôk et al. (Hopwood et al., 1976, FEBS Lett., 69: 51-54; Denton et al., 1981, Anal. Biol., 118: 388-391; Pixley & Danishefsky, 1982, Thromb. Res., 26: 129- 133). Selon cette méthode, ATIII est greffée, en présence d'héparine acétylée, sur la résine Sepharose B activée au CNBr. L'utilisation d'héparine a pour but de prévenir tout greffage au niveau du site de liaison à l'héparine d'ATIII. Cette technique a deux limitations importantes. Tout d'abord, l'héparine utilisée pour lier ATIII est une héparine acétylée, de façon à éviter le risque de compétition avec les résidus NH2 des hexamines. Or l'acétylation de l'héparine se traduit par une baisse importante de son affinité et donc de son pouvoir protecteur vis à vis du site de liaison, d'où une diminution du nombre de molécules ATIII capables de lier les espèces affines. D'autre part, au vu de la concentration d'ATIII utilisée (environ 7 mg de protéine/ ml de résine hydratée), il y a un risque fort de gêne stérique entre les molécules de polysaccharides susceptibles de se lier à ATIII lors d'une purification d'espèces affines pour ATIII. La présente invention a pour objet une colonne de chromatographie d'affinité comprenant la protéine antithrombine III (ATIII) liée à un support solide caractérisée en ce que: a. la protéine ATIII est la protéine sauvage ou un variant de celle-ci, b. la protéine ATIII a été préalablement activée par incubation avec une héparine de bas poids moléculaire (HBPM) non modifiée et riche en espèces actives, c. la protéine ATIII est liée de façon covalente à une résine dans un rapport inférieur à environ 2 mg de protéine par ml de résine hydratée. Par HBPM non modifiée, on entend une HBPM qui n'a pas subi de modification chimique ou enzymatique après préparation et, en particulier, qui n'est pas acétylée. Par résine, on entend selon l'invention un support macromoléculaire chimiquement inerte sur lequel est greffée ATIII. Ces supports comprennent entre autres, et de façon non limitative, les billes d'agarose, de polyacrylamide d'agarose, de verre poreux, de polyvinyle ou de polyméthacrylate, sur lesquelles ATIII est greffée en suivant les indications des fabricants ou les méthodes bien connues de l'homme du métier, dont en particulier les méthodes de greffage au bromure de cyanogène et à l'hydrazine. II est bien entendu que des résines préactivées peuvent aussi être utilisées. Selon un mode tout particulièrement avantageux de réalisation de l'invention, la résine utilisée est de la Sepharose et la technique de greffage utilisée est celle du greffage au bromure de cyanogène. La colonne de chromatographie d'affinité selon l'invention présente un double avantage. D'une part, l'utilisation d'une HBPM non modifiée pour protéger le site de liaison d'ATIII permet de fixer la protéine sous une conformation activée. Sous cette conformation, ATIII exhibe une affinité significativement plus forte et plus sélective vis à vis des espèces affines que les ATIII liées via les amines primaires sans activation préalable. D'autre part, la faible concentration en ATIII permet des interactions avec les espèces affines sans gêne stérique entre elles. Cette propriété de l'invention est particulièrement intéressante quand on cherche à séparer des espèces de grande taille. Pour que toutes les molécules ATIII soient activées, il est préférable d'utiliser une quantité saturante d'HBPM non modifiée et riche en espèces affines. Selon un mode de mise en oeuvre avantageux de l'invention, le rapport entre les quantités de sites liant ATIII présents dans HBPM et de molécules d'ATIII est compris entre environ 5 et environ 15. Plus précisément, l'invention a pour objet une colonne de chromatographie d'affinité telle que définie plus haut caractérisée en ce que ce rapport est d'environ 10. L'invention a tout particulièrement pour objet une colonne de 10 chromatographie d'affinité caractérisée en ce qu'on utilise l'enoxaparine comme HBPM pour protéger le site de liaison d'ATIII. Comme expliqué plus haut, l'invention présente aussi l'avantage de permettre une meilleure accessibilité à ATIII en jouant sur la concentration 15 de protéine greffable sur la résine. Selon un autre mode avantageux de réalisation, l'invention a pour objet une colonne de chromatographie d'affinité caractérisée en ce que le rapport ATIII/résine est compris entre environ 0,5 et environ 1,5 mg de protéine par ml de résine. Ainsi, la colonne de chromatographie d'affinité suivant l'invention présente une plus grande capacité et une plus grande sélectivité que les colonnes décrites dans l'état de la technique. II existe des situations où l'on peut désirer purifier des espèces affines d'ATIII à partir d'un mélange d'espèces affines et non affines. Par espèce affine d'ATIII, on entend toute molécule susceptible de se lier spécifiquement à ATIII. Par exemple, on peut vouloir enrichir une population d'oligosaccharides hépariniques en espèces affines. II peut aussi être intéressant par exemple d'augmenter le titre d'une solution d'anticorps polyclonaux contre ATIII. La colonne de chromatographie d'affinité suivant l'invention peut ainsi être utilisée pour purifier des espèces affines d'ATIII à partir d'un mélange. L'invention a donc aussi pour objet un procédé de purification des espèces affines de l'ATIII dans un échantillon comprenant des espèces affines et non affines de l'ATIII, ledit procédé comprenant: a. l'introduction dudit échantillon dans la colonne de chromatographie d'affinité pour la protéine ATIII, ladite colonne étant préalablement équilibrée dans un tampon salin approprié ; b. le lavage des espèces non spécifiquement retenues de ladite colonne par un tampon salin de lavage approprié et c. l'élution des espèces spécifiquement retenues de ladite colonne par un tampon salin d'élution approprié. En particulier, selon un mode de réalisation tout particulièrement avantageux, les espèces affines purifiées par le procédé selon l'invention sont des oligosaccharides constituant les héparines et leurs dérivés. L'élution des différentes espèces pourra, par exemple, être suivie en mesurant l'absorbance des différentes fractions à l'aide d'un spectrophotomètre. La longueur d'onde utilisée sera appropriée à la nature des espèces purifiées. Par exemple, si on purifie des oligosaccharides la longueur utilisée sera 232 nm; si on purifie des protéines, elle sera de 280 nm. La composition des fractions d'élution peut être ensuite analysée suivant des méthodes bien connues de l'homme du métier. Ainsi, si les fractions analysées comprennent des oligosaccharides, l'homme du métier pourra utiliser les méthodes d'analyse décrites dans l'art antérieur: par exemple et de façon non limitative, l'électrophorèse capillaire, la spectrophotométrie de masse MALDI-TOF, la chromatographie liquide haute performance. L'homme du métier pourra aussi utiliser un test biologique, comme le test d'inhibition du facteur Xa. Exemples Les exemples suivants illustrent l'invention sans toutefois la limiter. Légende des figures Figure 1: chromatogramme d'une séparation d'enoxaparine sur chromatographie d'affinité ATIII. Fiqure 2: chromatogramme d'une séparation d'enoxaparine sur chromatographie d'affinité ATIII. La courbe 1 représente l'injection de HBPM sur colonne 1 (protection enoxaparine ) , la courbe 2 l'injection de tampon sur colonne 1 (protection enoxaparine ), la courbe 3 l'injection de HBPM sur colonne 2 (protection héparine), la courbe 4 l'injection de tampon sur colonne 2 (protection héparine). Exemple 1: Préparation et utilisation de la colonne 1. Préparation de la colonne On reconstitue 10 mg d'ATIII dans 2 ml d'eau ppi, qu'on reprend ensuite dans 18m1 de tampon de couplage (NaHCO3 0,2M, NaCl 0,5M, pH=8) à une concentration finale de 0,5 mg/ml (8,6 pM). On ajoute à la solution 34,4 mg d'enoxaparine à une concentration finale de 1,4 mg/ml (215 pM). La solution est mélangée dans un rapport 1: 2 avec de la résine Sepharose B activée au CNBr (Sigma) préparée suivant les indications du fabricant, puis est agitée doucement toute la nuit au froid. L'ensemble est ensuite transféré dans le tampon de blocage (volume à volume) et est agité pendant 16 h. La résine est coulée dans une colonne XK16 thermostatée (Amersham) équipée de 2 pistons. Après décantation, elle est lavée 4 à 5 fois en alternant entre du tampon de blocage et du tampon de lavage. Après ce lavage, la colonne est abondamment rincée avec du tampon TrisHCI 10 M, pH = 7,4; NaCl 3M, pour éliminer les molécules 5 d'enoxaparine complexées avec l'AT III. Enfin, la colonne est équilibrée avec du tampon Tris HCI 10 mM, pH = 7,4; NaCl 0,4 M. 2. Séparation des espèces affines de l'enoxaparine par 10 chromatoqraphie d'affinité On injecte dans la colonne une solution d'enoxaparine à 1 mg/ml dans du tampon Tris HCI 10 mM, pH = 7,4; NaCI 0, 4 M. La colonne est abondamment lavée avec le même tampon puis l'élution est réalisée avec du tampon Tris HCI 10 mM, pH = 7,4; NaCl 3 M. Le comportement des espèces affines est suivi avec un détecteur UV à barrette de diode ( HP 1100) en mesurant l'absorbance des fractions à 232 nm. Comme le montre la fig. 1, les espèces affines sont spécifiquement retenues sur la colonne et ne sont éluées qu'en présence de NaCl 3M. Exemple 2: Comparaison avec une autre colonne de chromatoqraphie d'affinité 1. Capacité Deux colonnes sont réalisées avec un protocole de greffage identique, sauf pour l'agent protecteur: É Colonne 1: Protection lors du greffage par 40 mg d'enoxaparine É Colonne 2: Protection lors du greffage par 120 mg d'héparine La différence de quantité utilisée dans la protection est justifiée par la différence de masse moléculaire moyenne (un rapport d'approximativement Afin de déterminer la capacité des colonnes, 400 pg d'une HBPM préparée ainsi que décrit dans l'exemple 7 de la demande internationale WO 02/08295 sont injectés dans chaque colonne, dans un tampon Tris-HCI 10 mM pH = 7,4; NaCl 0,2 M à un débit = 0,5 ml/min. L'élution est réalisée avec du NaCI 3M. La séparation des différentes espèces polysaccharidiques est suivie par un détecteur UV à barrette de diode ( HP 1100) en mesurant l'absorbance des 10 fractions à 232 nm. Une séparation est observée sur les deux colonnes mais le profil de séparation est différent (Fig. 2). En particulier, le pic des espèces non retenues est largement traînant sur la colonne 2 (protection: héparine). De plus, la quantité éluée avec la colonne 2 (protection: héparine) semble être plus faible que celle éluée avec la colonne 1 (protection: enoxaparine ). Pour vérifier quantitativement ce résultat qualitatif, le pourcentage d'espèces retenues est calculé grâce à l'intégration des aires effectuée sur le logiciel 20 HP Chemstation selon la formule: % Espèces retenues = aire du pic d'élution / (aire du pic des espèces non retenues+aire du pic des espèces retenues) Sachant que le pourcentage d'espèces affines dans une fraction hexasaccharidique de l'HBPM utilisée est estimé à 22-24 %, on a effectué une détermination approximative de la capacité en faisant varier la quantité injectée. La capacité correspond alors à la quantité maximale de HBPM injectée pour laquelle l'on obtient ce pourcentage de 2224 % à l'élution. On a ainsi trouvé que la capacité de la colonne 1 (protection: enoxaparine) est de 115,8 pg et que la capacité de la colonne 2 (protection: héparine) est de 64 pg. 2. Sélectivité On définit ici par sélectivité la capacité des résines à distinguer lors de la 5 séparation les espèces polysaccharidiques affines des non affines. Pour réaliser ces analyses, des injections de HBPM de quantité inférieure à la capacité précédemment déterminée ont été effectuées. a. Colonne 1 (protection: enoxaparine ), Les fractions affines et non affines après plusieurs injections de 427 dag de HBPM ont été réunies et analysées en CLHP CTA-SAX (MOURIER et al., 2004, Anal.Biochem., 332: 299313). La fraction affine obtenue est pure et complète, en ce qu'elle ne contient pas d'espèces non affines et qu'elle présente la totalité des hexasaccharides affins. La fraction non affine est de façon complémentaire totalement déplétée en espèce affines. Pour corroborer l'analyse structurale, les activités anti-Xa des fractions 20 affines et non affines séparées sur la colonne 1 (protection: enoxaparine ) ont été déterminées. Celle de la fraction affine est égale à 818 10 UI/mg; pour comparaison, l'activité de l'hexasaccharide AUA-(1-4)a-GIcNAc(6S)-(1-*4)(3-GIcA-(1 4)aGlcNS(NS,3,6S)-(1-4)p-IdA2S-(1-+4)a-GIcNS(NS,6S) est d'environ 650-700 Ul/mg. Par contre, on a été totalement incapable de détecter une activité anti-Xa dans les fractions non affines. Les analyses biologiques effectuées sur les fractions sont donc parfaitement en accord avec les analyses structurales. b. Colonne 2 (protection: héparine) Une étude similaire a été effectuée pour la colonne 2 (protection: héparine). Afin d'optimiser le fonctionnement de cette résine, les quantités injectées étaient néanmoins plus petites (60 pg), au regard de la capacité déterminée précédemment. La fraction affine n'est pas aussi pure que celle obtenue avec la colonne 1 (protection: enoxaparine ). On observe en effet la présence d'hexasaccharides non affins, en particulier d'hexasaccharides très sulfatés comme le AUA2S-(1 +4)a-GIcNS(NS,6S)-(1 4)(3-IdA2S-(1 *4)aGIcNS(NS,6S)-(1 4)[3-IdA2S-(1-*4)a-GIcNS(NS,6S) ou le AUA2S-(1 *4)aGIcNS(NS,6S)-(1 4)(3-IdA2S-(1 *4)a-GIcNS(NS,6S)-(1---4)R-GIcA-(1 *4)aGIcNS(NS,6S), en quantité non négligeable. De plus, on retrouve dans la fraction non affine des espèces affines, en particulier l'espèce affine majoritaire: AUA-(1-->4)a-GIcNAc(6S)(1 >4)p 15 GIcA-(1-4)a-GIcNS(NS,3,6S)-(1 .4)13-IdA2S-(1 >4)aGIcNS(NS,6S). Les titres des activités anti-Xa des fractions affines et non affines confirment les analyses structurales. En effet les fractions affines présentent une activité anti-Xa qui est seulement de 565 45 Ul/mg. Par ailleurs, on observe une activité résiduelle non négligeable, d'environ 15 Ul/mg, dans la fraction non affine. Cette activité est le reflet des espèces affines résiduelles dans la fraction non affine mise en évidence lors de l'analyse structurale. Il est donc clair que la sélectivité de la colonne 1 (enoxaparine ) est 25 supérieure à celle de la colonne 2 (héparine). Revendications 1. Colonne de chromatographie d'affinité comprenant la protéine antithrombine III (ATIII) liée à un support solide caractérisée en ce que: a. la protéine ATIII est la protéine sauvage ou un variant de celle- ci, b. la protéine ATIII a été préalablement activée par incubation avec une héparine de bas poids moléculaire (HBPM) non modifiée et riche en espèces actives, c. la protéine ATIII est liée de façon covalente à une résine dans un 10 rapport inférieur à environ 2 mg de protéine par ml de résine hydratée. 2. Colonne telle que définie à la revendication 1 caractérisée en ce que le rapport entre les quantités de sites liant ATIII présents dans HBPM et de 15 molécules d'ATIII est compris entre environ 5 et environ 15. 3. Colonne telle que définie à la revendication 2 caractérisée en ce que ce rapport est d'environ 10. 4. Colonne telle que définie à l'une quelconque des revendications 1 à 3 caractérisée en ce que la HBPM est l'enoxaparine . 5. Colonne telle que définie à la revendication 1 caractérisée en ce que le rapport ATIII/résine est compris entre 0,5 et 1,5 mg de protéine par ml 25 de résine. 6. Procédé de purification des espèces affines de l'ATIII dans un échantillon comprenant des espèces affines et non affines de l'ATIII, ledit procédé comprenant: a. l'introduction dudit échantillon dans la colonne de chromatographie d'affinité selon la revendication 1, ladite colonne étant préalablement équilibrée dans un tampon salin approprié ; b. le lavage des espèces non spécifiquement retenues de ladite colonne par un tampon salin de lavage approprié et c. l'élution des espèces spécifiquement retenues de ladite colonne par un tampon salin d'élution approprié. 7. Procédé de purification des espèces affines de l'ATIII selon la revendication 6 caractérisé en ce que lesdites espèces sont des oligosaccharides.