Brevet FR2896585A1 — publié le 20070727

INTRODUCTION D'ADDITIFS POUR UNE INTERFACE D'IONISATION A PRESSION ATMOSPHERIQUE EN ENTREE D'UN SPECTROMETRE DESCRIPTION DOMAINE TECHNIQUE La présente invention concerne le domaine de la spectrométrie d'ions. Elle concerne en particulier l'introduction d'additifs pour une interface d'ionisation, à pression atmosphérique, en entrée d'un spectromètre de masse ou d'un spectromètre à mobilité d'ions. Ces additifs sont destinés à faciliter l'identification des substances d'intérêt et à augmenter la sensibilité du détecteur vis-à-vis de ces produits. ÉTAT DE LA TECHNIQUE ANTÉRIEURE La mise au point d'interfaces telles que l'API (pour Atmospheric Pressure Ionization ), dont font partie l'électrospray (ou ESI pour ElectroSpray Ionization ), l'APCI (pour Atmospheric Pressure Chemical Ionisation ) et l'APPI (pour Atmospheric Pressure Photo Ionization ), a permis l'analyse par spectrométrie de masse et par spectrométrie à mobilité d'ions (IMS) d'échantillons liquides contenant diverses substances. En effet, en spectrométrie de masse, le problème fondamental rencontré était l'incapacité du spectromètre à absorber la totalité des vapeurs de solvant provenant de l'évaporation de l'éluant. Cet éluant peut provenir par exemple d'un système chromatographique (HPLC), d'un système d'électrophorèse capillaire ou de l'infusion directe d'une solution. L'ESI, l'APCI et l'APPI permettent de passer d'une pression proche de la pression atmosphérique à une pression de l'ordre de 10-9 bar (pression régnant au sein du spectromètre de masse). Le spectromètre à mobilité d'ions est lui principalement dédié à l'analyse de vapeur. Toutefois des travaux récents relatent l'intégration d'une interface API pour permettre l'analyse d'échantillons liquides provenant d'une colonne chromatographique, d'une électrophorèse capillaire ou d'une injection directe dans l'interface. On peut se référer à ce sujet aux articles de D. WITTMER et al., "Electrospray Ionization Ion Mobility Spectrometry", Analytical Chemistry 66 (1994), pages 2 348 à 2 355, et de C. WU et al., "Electrospray Ionization High-Resolution Ion Mobility Spectrometry-Mass Spectrometry", Analytical Chemistry 70 (1998), pages 4 929 à 4 938. Les interfaces API sont considérées comme des méthodes d'ionisation douces. L'ionisation par électrospray (ESI ou électro-nébulisation) est un processus permettant de générer des ions à l'aide d'un champ électrique intense. Un potentiel électrique intense est appliqué à la sortie du tube capillaire dans lequel s'écoule l'éluant provenant de la colonne chromatographique. Ce champ électrique, associé à l'application d'un gaz de nébulisation (pouvant être, par exemple, de l'azote ou de l'air), provoque la formation d'un nuage de gouttelettes chargées en surface traversant simultanément un gradient de pression et un gradient de potentiel électrique. Par évaporation du solvant, la taille des gouttelettes diminue, les forces de répulsion coulombiennes deviennent de plus en plus intenses et conduisent à une explosion des gouttelettes en gouttelettes de taille inférieure. Ces explosions successives conduisent à la formation d'ions désolvatés en phase gazeuse. Ces espèces ionisées sont ensuite dirigées vers l'analyseur. L'ionisation par l'interface APCI repose sur une ionisation chimique. L'éluant s'écoule dans un tube de quartz où circule un gaz de nébulisation. Un gaz auxiliaire et un bloc chauffant sont utilisés afin de garantir un passage rapide et efficace à l'état gazeux du solvant et des molécules présentes. Une aiguille métallique (aiguille corona), dont le potentiel est de quelques kilovolts, par rapport à la masse de l'instrument, est placée proche de la sortie du tube. Les vapeurs de solvant sont ionisées par la décharge corona et elles réagissent ensuite avec les produits présents en phase gazeuse. En mode positif, l'azote est généralement utilisé comme gaz de nébulisation. En mode négatif, l'air peut remplacer l'azote. Dans le cadre de l'interface APPI, l'ionisation s'effectue non pas par une décharge corona, comme dans le cas de l'APCI, mais par des photons. Ces photons sont générés par une lampe UV et permettent l'ionisation des molécules présentes en phase gazeuse. L'ionisation par interface API s'applique aussi bien pour des composés acides ou basiques que pour des molécules peu ionisables. Cette technique d'ionisation conduit souvent à l'observation d'adduits positifs ou négatifs en fonction des produits présents dans l'éluant et/ou dans l'échantillon. Ces adduits peuvent être obtenus accidentellement (par exemple par la présence d'ions sodium, notamment lorsque du méthanol est utilisé comme éluant) ou bien intentionnellement pour obtenir une meilleure sensibilité ou une détection plus spécifique. Dans le cas d'une ionisation en mode positif (les ions formés sont chargés positivement) l'ajout de produits à base de sodium, potassium, ammonium ou autres (tels que des acides) est utilisé pour former des adduits. Lors d'une ionisation en mode négatif, des solvants organiques (tels que chloroforme, dichlorométhane, etc.) ou des sels à base de chlorures (chlorure d'ammonium, chlorure de sodium, etc.) ou d'acétates (acétate d'ammonium, etc.) sont utilisés. Il est cependant préférable d'utiliser des composés volatils afin d'éviter des pertes de sensibilité dues à une suppression de l'ionisation et à un encrassement de l'instrumentation (chambre d'ionisation, spectromètre de masse et spectromètre à mobilité d'ions). Le recours aux adduits, que ce soit en mode positif ou en mode négatif, est souvent utilisé car il permet un gain de sensibilité pour les composés peu ionisables ou ceux donnant de multiples ions (limitant alors les performances de l'analyse quantitative). S. GAO et al., dans l'article "Sensitivity Enhancement in Liquid Chromatography / Atmospheric Pressure Ionization Mass Spectrometry Using Derivatization and Mobile Phase Additives", Journal of Chromatography B, Vol. 825, Numéro 2, 25 octobre 2005, pages 98 à 110, indiquent les principaux additifs utilisables dans les phases mobiles en chromatographie permettant une augmentation de la sensibilité en HPLC-MS. Les additifs varient en fonction de la nature des ions devant être détectés (ions positifs ou ions négatifs). Ainsi, pour analyser des composés basiques (par exemple des amines) on peut utiliser, pour former des adduits pour détection en ions positifs, de l'acide acétique (pH entre 3 et 4), de l'acide formique (pH entre 2 et 3) et de l'acide trifluoroacétique (pH entre 1 et 2). Pour analyser des composés présentant une fonction carboxylique (par exemple les acides carboxyliques) on peut utiliser de l'hydroxyde d'ammonium pour former des adduits ionisés négativement. Pour analyser d'autres produits pouvant former des adduits (par exemple des nitramines, des phénols) on peut utiliser un sel alcalin et d'autres métaux (Na+, K+, Li+, etc.) pour former des adduits positifs. Pour former des adduits négatifs, on peut utiliser des ions Cr, Br, F , RCOO , CN , etc. Le recours aux adduits est utilisé en spectrométrie de masse pour améliorer la détection et pour obtenir des informations structurales comme dans le cas des fullerènes (voir G. KHAIRALLAH et al., "Cyano Adduct Anions of Higher Fullerenes Electrospray Mass Spectrometric Studies" dans International Journal of Mass Spectrometry 194 (2000), pages 115 à 120), des alcanes polychlorés (voir Z. ZENCAK et al., "Analysis of Chlorinated Paraffins by Chloride Enhanced APCI-MS" dans Organohalogen Compounds, 66 (2004), pages 310 à 314), des phénols (voir Y. CAI et al., "Stabilization of Anionic Adducts in Negative Ion Electrospray Mass Spectrometry" dans Analytical Chemistry, 74 (2002), pages 985 à 991) et des sucres (voir Y. CAI et al., "Évaluation of the Role of Multiple Hydrogen Bonding in Offering Stability to Negative Ion Adducts in Electrospray Mass Spectrometry" dans Journal of the American Society for Mass Spectrometry, 13 (2002), pages 1 360 à 1 369). Dans le cas des sucres, J. ZHU et al., dans l'article "Formation and Decomposition of Chloride Adduct Ions, {M+Cl}-, in Negative Ion Electrospray Ionization Mass Spectrometry", Journal of the American Society for Mass Spectrometry, 11 (2000), pages 932 à 941, ont introduit du chlorure de lithium lors de la préparation des échantillons contenant divers monosaccharides et oligosaccharides. L'affinité des ions chlorure pour les saccharides induit la prédominance des ions [M+Cl]- lors des analyses effectuées à l'aide d'un spectromètre de masse équipé d'une source électrospray. La spectrométrie de masse en tandem associée à la formation d'adduits chlorés a permis d'élucider les structures des oligosaccharides. H. LIANG et al., dans l'article "Sensitive and Selective LC/MS/MS Method for Determination of Endogenous Polyols in Human Nerve Tissues", 2004, ASMS Conference, Nashville, Tennessee, USA, pages 1 à 9, ont démontré l'intérêt des solvants chlorés pour la détection et l'identification des sucres (tels que le fructose et le sorbitol) en HPLC/MS et en HPLC/MS/MS. Ils ont comparé l'introduction de produits chlorés (tels que le dichlorométhane, le chloroforme, le tétrachlorure de carbone ou le 1-chlorobutane), par un système post-colonne et par ajout dans la phase mobile. Il s'est avéré que l'ajout de dichlorométhane dans la phase mobile permettait d'avoir le meilleur rapport signal sur bruit et la meilleure reproductibilité dans l'analyse des sucres par HPLC/MS/MS en utilisant une interface APCI en mode négatif. Les spectromètres à mobilité d'ions sont eux dédiés principalement à l'analyse d'échantillons gazeux. On peut se référer à ce sujet aux articles de C. L. RHYKERD et al.," Guide for the Selection of Commercial Explosives Detection Systems for Law Enforcement Applications", NIJ Guide 100-99, US Department of Justice, National Institute of Justice, 1999, et de Y. YINON et al., "Modern Methods and Applications in Analysis of Explosives", John WILEY & Sons, ISBN 0471965626, Eastbourne, Grande-Bretagne. Ainsi, afin d'améliorer la détection du dinitro-éthylèneglycol (EGDN) présent dans un échantillon gazeux, C. J. PROCTOR et al. ont introduit dans le gaz vecteur un gaz supplémentaire contenant des traces de dichlorométhane. Ce système n'est utilisé que pour des composés présents en phase gazeuse (voir l'article "Alternative Reagent Ions for Plasma Chromatography", Analytical Chemistry, 56 (1984), pages 1 794 à 1 797). Cependant, comme l'ont démontré les auteurs des deux premiers articles cités (D. WITTNER et al. et C. WU et al.), il est possible d'intégrer une interface API à un spectromètre à mobilité d'ions pour analyser des échantillons liquides pouvant provenir d'une colonne chromatographique, d'une électrophorèse capillaire ou d'un système d'introduction directe (par infusion). Dans ce cas de figure, l'ajout du gaz contenant des traces d'additifs est beaucoup moins trivial. Le recours aux sels (chlorure de sodium, chlorure d'ammonium, acétate d'ammonium, etc.) est commun. En effet, lors de l'analyse par ESI/IMS d'échantillons liquides contenant des nitramines (HMX et RDX), G. R. ASBURY et al. (voir l'article "Analysis of Explosives Using Electrospray Ionization/Ion Mobility Spectrometry (ESI/IMS)", Talanta 50 (2000), pages 1 291 à 1 298) ont introduit du chlorure de sodium dans les échantillons afin de permettre la formation des ions [M+Cl]-. Comme précédemment, ces adduits ont permis d'améliorer la détection par spectrométrie à mobilité d'ions. Les limites de détection indiquées sont respectivement égales à 45 et 21 pg. Il est fort probable que le chlorure de sodium entraîne un encrassement et une corrosion du spectromètre. Afin d'améliorer la sensibilité de l'ESI-IMS vis-à-vis des explosifs, M. TAM et al. (voir l'article "Secondary Electrospray Ionization-Ion Mobility Spectrometry for Explosive Vapor Detection", Analytical Chemistry, 76 (2004), pages 2 741 à 2 747) ont développé une méthode d'ionisation électrospray secondaire (SESI) leur permettant d'utiliser des additifs non volatils qu'ils introduisent dans l'éluent injecté dans la source électrospray afin de former des adduits [M+Cl]-. L'échantillon, vaporisé au préalable à l'aide d'un gaz supplémentaire, n'est pas introduit dans la source électrospray mais dans la zone de désolvatation du spectromètre à mobilité d'ions. Un léger gain de sensibilité est obtenu pour le RDX contenu dans des échantillons aqueux par rapport à une analyse effectuée par ESI-IMS. Il est aussi possible de coupler à l'ESI-IMS un spectromètre de masse afin d'obtenir une information sur la masse des ions détectés. On peut se référer à ce sujet au deuxième article cité (C. WU et al.) et à l'article de B. H. CLOWERS et al., "Mass Analysis of Mobility-Selected Ion Populations Using Dual Gate, Ion Mobility, Quadrupole Ion Trap Mass Spectrometry", Analytical Chemistry, 77 (2005), pages 5 877 à 5 885. Il faut cependant noter que ces additifs ne peuvent être introduits qu'à de faibles concentrations pour éviter des phénomènes d'augmentation du bruit de fond, de suppression d'ionisation et d'encrassement de la chambre d'ionisation, du spectromètre de masse et du spectromètre à mobilité d'ions (voir N. B. CECH et al., "Pratical Implications of some Recent Studies in Electrospray Ionization Fundamentals", Mass Spectrometry Reviews 20 (2001), pages 362 à 387). En outre, dans le cas des systèmes chromatographiques, les sels contaminent de façon dramatique le matériel (colonne, dégazeur, tuyauterie). On peut se référer à ce sujet à l'article de S. KROMIDAS intitulé "More Practical Problem Solving in HPLC", Wiley-VCH, ISBN 3527311130, 2005. Une alternative est d'introduire les additifs directement dans l'échantillon avant leur séparation chromatographique. Outre le fait que ces additifs peuvent contaminer les échantillons et peuvent être une source d'erreur et de dilution, ils sont généralement peu retenus par les colonnes chromatographiques et sont élués rapidement. Leur concentration dans l'atmosphère de la chambre d'ionisation n'est donc pas constante et de ce fait, une perte de sensibilité importante et un manque de reproductibilité peuvent être constatés pour les composés d'intérêt les plus retenus par la colonne chromatographique. La formation d'adduit n'est alors pas optimale. L'idéal est d'avoir un ajout régulé en termes de temps et de concentration d'additifs lors de l'introduction de l'éluant dans la chambre d'ionisation afin d'obtenir un mélange intime entre l'éluant et l'additif. Les systèmes post-colonne peuvent alors être employés mais ces procédés conduisent en général à un élargissement des bandes d'élution et à une dilution de l'échantillon. Z. ZENCAK et al. ont utilisé les adduits chlorés pour améliorer la sélectivité et la sensibilité de l'analyse de mélange de n-alcanes polychlorés. Ces analyses ont été effectuées par CG-MS (voir Z. ZENCAK et al., "Dichloromethane-Enhanced Negative Ion Chemical Ionization for the Determination of Polychlorinated n-Alkanes", Analytical Chemistry, 75 (2003), pages 2 487 à 2 492) et par HPLC-MS (voir Z.ZENCAK et al., "Chloride-Enhanced Atmospheric Pressure Chemical Ionization Mass Spectrometry of Polychlorinated n-Alkanes", Rapid Communications in Mass Spectrometry, 18 (2004), pages 2 235 à 2 240). Lors de l'analyse par CG-MS, l'ionisation chimique est utilisée pour former les ions et le dichlorométhane est employé comme source de chlore (utilisation d'un mélange méthane/dichlorométhane). Ce gaz est obtenu en mélangeant le méthane et le dichlorométhane qui a été mis au préalable sous forme gazeuse. Le mélange gazeux est alors introduit au niveau de la ligne de transfert à l'aide d'un té. Un système de vannes permet de contrôler la pression du dichlorométhane introduit. Il est couplé à un système de pompage limitant l'entrée d'air dans le spectromètre de masse par cette ligne de transfert. Lors de l'analyse par HPLC-MS, les auteurs ont utilisé du chloroforme qu'ils ont introduit soit directement dans la phase mobile avant d'effectuer la séparation chromatographique, soit après séparation chromatographique et avant l'entrée de l'éluent dans le spectromètre de masse à l'aide d'un système post-colonne. En aucun cas, ils n'ont mentionné la possibilité d'introduire l'additif dans les gaz utilisés pour alimenter la chambre d'ionisation du spectromètre de masse. Il semble qu'ils n'ont pas eu l'idée d'adapter le système utilisé pour l'analyse par GC-MS en vue de l'analyse par HPLC-MS, préférant introduire directement le chloroforme dans la phase mobile ou par un système post-colonne. Les adduits chlorés sont souvent utilisés pour améliorer la détection d'explosifs. Ainsi, C. S. EVANS et al. (dans "A Rapid and Efficient Mass Spectrometric Method for the Analysis of Explosives", Rapid Communications in Mass Spectrometry, 16 (2002), pages 1 883 à 1 891) ont utilisé un système d'introduction de dichlorométhane dans la chambre d'ionisation pour améliorer la détection d'explosifs par injection d'un gaz supplémentaire chargé en vapeur de dichlorométhane avec une source APCI. Il semble qu'aucun contrôle de la concentration de dichlorométhane dans le gaz ne soit possible, seul le débit de gaz supplémentaire introduit est contrôlable. En utilisant un spectromètre de masse avec une interface APCI en mode négatif, l'injection directe d'une solution d'un volume de 1 pL contenant des quantités de RDX variant de 10 à 2,5 ng permet de déterminer une limite de détection instrumentale de 5 ng, ce qui correspond à une concentration détectable de 5 mg/L. Ce système n'a pas été utilisé pour effectuer l'ionisation à l'aide de l'interface ESI. De plus, la formation de l'adduit s'effectuant en solution avant que le phénomène de séparation de charge n'ait lieu (voir l'article de N. B. CECH et al.), il est préférable que l'additif soit intimement mélangé aux produits d'intérêt afin de générer les adduits avec le maximum de rendement. Au vu de ces différentes études, on a pu constater que la formation d'adduits présente de nombreux avantages (identification, sensibilité accrue, etc.), mais que les différentes méthodes utilisées pour l'introduction d'additifs engendrent autant d'inconvénients (augmentation du bruit de fond, phénomène de suppression d'ionisation, encrassement de la chambre d'ionisation, du spectromètre de masse ou du spectromètre à mobilité d'ions, contamination du système chromatographique dans le cas de l'HPLC, etc.).30 EXPOSÉ DE L'INVENTION Pour remédier aux problèmes exposés ci-dessus, il est ici proposé d'ajouter l'additif de façon contrôlée, en concentration et dans le temps, dans le gaz de nébulisation d'une chambre d'ionisation de type API (ESI, APCI ou APPI). Le but de l'invention est de pouvoir favoriser la formation d'adduits dans des conditions optimales en injectant un volume précis d'additif directement dans le gaz de nébulisation. L'additif est donc vaporisé dans le gaz de nébulisation, favorisant ainsi un contact intime entre les produits d'intérêt contenus dans l'éluant et l'additif. L'ajout d'additif s'effectue sans dilution de l'échantillon. De plus, aucun traitement de l'échantillon n'est nécessaire, ce qui évite sa manipulation et réduit tout risque de contamination. Le système, simple dans sa conception, fonctionne aussi bien avec une source APCI ou APPI qu'avec une source ESI et peut donc s'utiliser en relation avec un spectromètre de masse ou avec un spectromètre à mobilité d'ions sans qu'il soit nécessaire de modifier l'appareillage. Ce système est utilisable pour une détection d'ions positifs et d'ions négatifs. Il suffit de trouver l'additif adapté au mode de détection choisi. Toutefois, il est nécessaire d'utiliser des produits volatils ou gazeux ionisables (tels que le chloroforme, le dichlorométhane, l'acide formique, l'acétonitrile,...). La régulation de l'ajout d'additif dans le temps permet, lors d'analyses de mélanges de produits par un système de séparation (HPLC ou électrophorèse), d'introduire l'additif dans le gaz 13 de nébulisation au moment où l'ionisation du produit d'intérêt se fait, ce qui permet de ne pas inhiber l'ionisation d'autres composés. L'ajout d'additif régulé en terme de concentration permet de n'introduire que la quantité nécessaire pour obtenir un maximum de signal. Il est aussi possible d'introduire plusieurs additifs simultanément ou alternativement. Un premier objet de l'invention consiste en un procédé d'introduction d'au moins un additif pour l'analyse d'au moins une substance d'intérêt par un spectromètre de masse ou un spectromètre à mobilité d'ions, la substance à analyser, véhiculée par un solvant, étant injectée dans l'analyseur du spectromètre au moyen d'une interface d'ionisation à pression atmosphérique dans laquelle est également introduit un gaz de nébulisation, l'additif étant un composé destiné à former des adduits avec la substance ionisée, caractérisé en ce que l'introduction de l'additif est réalisée par ajout au gaz de nébulisation avant l'introduction de celui-ci dans l'interface d'ionisation. Plusieurs substances d'intérêt peuvent se présenter en mélange. L'additif peut être ajouté dans le gaz de nébulisation à une concentration déterminée pour favoriser la formation d'adduits dans des conditions optimales. L'additif peut se présenter sous forme gazeuse ou liquide. Au moins deux additifs peuvent être introduits de manière simultanée ou de manière successive. Un deuxième objet de l'invention consiste en un ensemble pour l'analyse d'au moins une substance d'intérêt par un spectromètre de masse ou par un spectromètre à mobilité d'ions, comprenant une interface d'ionisation à pression atmosphérique comprenant des moyens d'introduction de la substance à analyser véhiculée par un solvant, l'interface comprenant également des moyens d'introduction d'un gaz de nébulisation, l'ensemble comprenant en outre des moyens d'introduction d'au moins un additif destiné à former des adduits avec la substance ionisée, caractérisé en ce que l'ensemble comprend un système comprenant des moyens d'ajout dudit additif au gaz de nébulisation et des moyens pour véhiculer le mélange résultant jusqu'aux moyens d'introduction du gaz de nébulisation. Le système comprenant des moyens d'ajout peut être un système permettant l'ajout d'additif dans le gaz de nébulisation à une concentration déterminée pour favoriser la formation d'adduits dans des conditions optimales. Les moyens d'ajout peuvent comprendre un té possédant une première entrée, connectée à des moyens d'approvisionnement en gaz de nébulisation, une deuxième entrée, connectée à des moyens d'approvisionnement en additif, et une sortie connectée aux moyens pour véhiculer le mélange jusqu'aux moyens d'introduction du gaz de nébulisation. Les moyens d'approvisionnement en additif peuvent comprendre au moins une seringue actionnée par un pousse-seringue. Ils peuvent aussi comprendre un réservoir contenant le ou les additifs, et une pompe permettant l'introduction, avec un débit donné constant et sous une pression pouvant varier de 1 à plusieurs bar, de cet ou de ces additifs jusqu'aux moyens d'ajout qui sont connectés aux moyens d'approvisionnement en gaz de nébulisation circulant sous pression. BRÈVE DESCRIPTION DES DESSINS L'invention sera mieux comprise et d'autres avantages et particularités apparaîtront à la lecture de la description qui va suivre, donnée à titre d'exemple non limitatif, accompagnée des dessins annexés parmi lesquels : - la figure 1 représente un ensemble à interface d'ionisation par électrospray, non automatisé, selon l'invention, positionné devant l'analyseur d'un spectromètre ; - la figure 2 représente un ensemble à interface d'ionisation APCI, non automatisé, selon l'invention, positionné devant l'analyseur d'un spectromètre ; - les figures 3A et 3B représentent deux états de fonctionnement d'un ensemble à interface API, automatisé, selon l'invention ; - la figure 4 est un diagramme représentant l'évolution du signal chromatographique pour 10 pg/L de HMX et de RDX injectés à différents débits d'introduction de chloroforme dans le gaz de nébulisation avec une interface électrospray ; - la figure 5 est un diagramme représentant des droites de calibrage pour le HMX et le RDX ; - la figure 6 est un diagramme représentant l'évolution du signal chromatographique pour 10 pg/L de HMX et de RDX injectés à différents débits d'introduction de chloroforme dans le gaz de nébulisation avec une interface APCI ; - la figure 7 est un diagramme représentant des droites de calibrage pour le HMX et le RDX. EXPOSÉ DÉTAILLÉ DE MODES DE RÉALISATION PARTICULIERS Selon l'invention, l'additif (ou les 15 additifs) est introduit dans le gaz de nébulisation, ce qui assure un contact intime entre l'additif et les composés à analyser. De plus, il est possible de contrôler directement la quantité d'additif introduit en ajustant le débit du pousse-seringue ou de la pompe 20 utilisés pour introduire l'additif. L'ajout d'additif peut être contrôlé dans le temps et cet additif peut n'être injecté que lorsque sa présence est nécessaire soit par déclenchement manuel, soit à l'aide d'un dispositif automatisé (mode 25 continu ou discontinu). Il est aussi possible d'injecter plusieurs additifs soit de façon simultanée soit de façon alternée. La figure 1 représente un ensemble à interface d'ionisation par électrospray, non 30 automatisé, selon l'invention, positionné devant l'analyseur d'un spectromètre. 10 L'ensemble comprend une buse d'électrospray 1 dont la sortie 2 aboutit dans la chambre d'ionisation 3. Un capillaire 4 est disposé dans la buse 1, selon l'axe principal de la buse. Il permet de véhiculer l'éluant contenant l'échantillon à analyser jusqu'à la sortie de la buse. Une connexion fluidique 5 donne accès à l'espace annulaire 6 compris entre le capillaire 4 et la paroi interne de la buse 1. Un tube 7 relie la connexion 5 à la sortie d'un té 8. L'une des entrées du té est reliée à un tuyau 9 branché sur une bouteille de gaz de nébulisation 10. L'autre entrée du té est reliée à un tuyau 11 branché à l'aiguille d'une seringue 12 fixée sur un pousse-seringue 13. La chambre d'ionisation 3 est disposée en regard de l'entrée 14 de l'analyseur, la buse 1 se trouvant alignée avec l'entrée de l'analyseur. Entre l'entrée de l'analyseur et la chambre d'ionisation, il est prévu une sortie 15 permettant l'évacuation par pompage des produits non désirés pour l'analyseur. L'additif est contenu dans la seringue 12. La buse 1 est portée à un potentiel électrique élevé par rapport à une contre-électrode disposée près de l'entrée de l'analyseur. L'éluant, introduit par le capillaire 4, est alors nébulisé dans la chambre d'ionisation 3 où il est en contact intime avec l'additif transporté sous forme gazeuse par le gaz de nébulisation. Les ions formés sont accélérés par la différence de potentiel existant entre la buse d'électrospray et l'entrée de l'analyseur et sont soumis à l'action d'un gaz de séchage permettant une bonne désolvation. La figure 2 représente un ensemble à interface d'ionisation APCI, non automatisé, selon l'invention, positionné devant l'analyseur d'un spectromètre. L'ensemble comprend une buse APCI 21 dont la sortie 22 aboutit dans la chambre d'ionisation 23. Un capillaire 24 est disposé dans la buse 21, selon l'axe principal de la buse. Il permet de véhiculer l'éluant contenant l'échantillon à analyser jusqu'à la sortie de la buse. Une première connexion fluidique 25 donne accès à l'espace annulaire 26 compris entre le capillaire 24 et la paroi interne d'un tube 41 entourant le capillaire 24. Un tube 27 relie la connexion 25 à la sortie d'un té 28. L'une des entrées du té est reliée à un tuyau 29 branché sur une bouteillede gaz de nébulisation 30. L'autre entrée du té est reliée à un tuyau 31 branché à l'aiguille d'une seringue 32 fixée sur un pousse-seringue 33. Une deuxième connexion fluidique 45 donne accès à l'espace annulaire compris entre le tube 41 et la paroi interne de la buse 21. Un tuyau 49 relie la connexion 45 à une bouteille 50 contenant un gaz auxiliaire, par exemple de l'azote ou de l'air. La chambre d'ionisation 23 est disposée en regard de l'entrée 34 de l'analyseur, la buse 21 se trouvant alignée avec l'entrée de l'analyseur. Entre l'entrée de l'analyseur et la chambre d'ionisation, il est prévu une sortie 35 permettant l'évacuation par pompage des produits non désirés par l'analyseur. Le gaz auxiliaire provenant de la bouteille 50 est introduit lors de l'arrivée de l'éluant, qui est lui introduit au moyen du capillaire 24, dans la chambre d'ionisation 23. Une aiguille corona 42 est placée à la sortie de la buse. L'aiguille 42 assure l'ionisation des molécules par une décharge corona. Les ions sont désolvatés par l'action d'un gaz de séchage et introduits dans l'analyseur. Le système d'introduction de l'additif dans le gaz de nébulisation est identique au cas représenté à la figure 1. Les figures 3A et 3B représentent deux états de fonctionnement d'un ensemble à interface API, automatisé, selon l'invention. Dans ces figures, seul le système d'introduction d'additifs a été représenté. Le reste de l'ensemble à interface, désigné sous la référence globale 100, peut comprendre une interface ESI (voir la figure 1) ou une interface APCI (voir la figure 2). Le système comprend un té 108 dont la sortie est reliée à la buse de l'interface d'ionisation par un tube 107. L'une des entrées du té 108 est reliée à une bouteille de gaz de nébulisation 110 au moyen d'un tuyau 109. L'autre entrée du té 108 est reliée à la sortie d'un té 140 au moyen d'un tuyau 111. Le té 140 possède deux entrés permettant chacune l'introduction d'un additif : un premier additif contenu dans le réservoir 120 et un deuxième additif contenu dans le réservoir 220. La première ligne d'additif, correspondant au premier additif, comprend une électrovanne 121 permettant de mettre en communication fluidique une première extrémité d'un tuyau 122 soit avec une première extrémité d'un tuyau 123 (position A), soit avec une première extrémité d'un tuyau 124 (position B). La deuxième extrémité du tuyau 123 est reliée à une première entrée du té 140. La deuxième extrémité du tuyau 124 plonge dans l'additif contenu dans le réservoir 120. La deuxième extrémité du tuyau 122 est reliée à la seringue 112 d'une pompe 113. La deuxième ligne d'additif, correspondant au deuxième additif, comprend une électrovanne 221 permettant de mettre en communication fluidique une première extrémité d'un tuyau 222 soit avec une première extrémité d'un tuyau 224 (positon A), soit avec une première extrémité d'un tuyau 223 (position B). La deuxième extrémité du tuyau 223 est reliée à une deuxième entrée du té 140. La deuxième extrémité du tuyau 224 plonge dans l'additif contenu dans le réservoir 220. La deuxième extrémité du tuyau 222 est reliée à la seringue 212 d'une pompe 213. Lorsque les électrovannes 121 et 221 sont position A, la pompe 213 prélève de l'additif dans le réservoir 220 pendant que la pompe 113 introduit d'additif contenu dans la seringue 112 dans le gaz de nébulisation par l'intermédiaire des tés 140 et 108. Dans le cas d'un système mettant en oeuvre une partie séparative, un temporisateur (non représenté sur les figures 3A et 3B) relié au système d'injection permet de déclencher l'introduction de l'additif dans le gaz de nébulisation dès le début de l'analyse ou après un temps de latence déterminé et permet d'arrêter son introduction au moment voulu. Lorsque l'additif contenu dans la seringue 112 a été introduit dans le gaz de nébulisation au travers des tés 140 et 108, les électrovannes 221 et 121 basculent en position B (voir la figure 3B). La pompe 212 délivre alors l'additif contenu dans la seringue 212 dans le gaz de nébulisation pendant que la pompe 113 prélève de l'additif du réservoir 120. Ce système peut donc travailler en continu, de façon régulée en terme de temps et de concentration et il peut introduire un ou plusieurs additifs (en fonction des additifs introduits dans les réservoirs 120 et 220) de façon simultanée ou alternative. L'ajout simultané d'additifs permet l'amélioration de la détection de substances différentes soit en générant des adduits spécifiques, soit en favorisant la formation d'une seule espèce ionique. L'introduction alternative d'additifs permet en revanche d'améliorer la détection de substances éluées successivement pour lesquelles des additifs spécifiques et différents seraient requis, et qui conduiraient en cas d'introduction simultanée à des phénomènes d'inhibitions. A titre d'exemple, l'invention a été appliquée à la détection et l'identification de nitramines (HMX et RDX) par la méthode HPLC-MS. Ces deux composés font partie de la classe des explosifs organiques. La chromatographie liquide couplée à la spectrométrie de masse avec une interface API en mode négatif est utilisée pour l'analyse des nitramines (voir l'article de Y. YINON et al. cité plus haut) Le mode négatif est le plus approprié car ces composés sont déficients en électrons. Le RDX et le HMX sont des composés thermolabiles. Le RDX est connu pour se décomposer à partir de 230 C et le HMX vers 280 C. On peut se référer à ce sujet à A. GAPEEV et al., Liquid Chromatography / Mass Spectometric Analysis of Explosives : RDX Adduct Ions , Rapid Communications in Mass Spectrometry, 17 (2003), pages 943 à 948. Lors de leur dégradation et en l'absence d'additifs, ces produits libèrent des composés azotés conduisant à la formation de plusieurs adduits. Ce phénomène, dépendant de la quantité de produit dégradé, pose des problèmes lors d'analyses quantitatives. De plus, les signaux correspondants sont peu intenses, ce qui induit une limite de détection haute (plusieurs dizaines de pg/L). Pour favoriser la détection des nitramines, leur capacité à former des adduits avec le chlore a été utilisée (voir encore l'article de Y. YINON et al.). L'ajout d'une quantité connue et constante d'une source de chlore permet de supprimer les adduits formés en présence de NO2 au profit des seuls adduits chlorés, augmentant ainsi de façon très significative la sensibilité du détecteur vis-à-vis des nitramines. L'autre avantage de ces adduits chlorés est leur signature isotopique. En effet, l'abondance naturelle relative des isotopes du chlore (35C1 et 37C1) permet de confirmer la présence du composé en recherchant les ions [M+35C1 ] et [M+37C1 ] . Les spectres de masse correspondant au HMX et au RDX, en présence ou en l'absence d'additif 30 chloré, se composent alors des ions mentionnés dans le tableau 1 qui récapitule les ions détectés lors de l'analyse du HMX et du RDX par ESIùMS ou ACPIùMS. Sans additif chloré Avec additif chloré Abondance Abondance Composés Ions observés relative Ions observés (masse/charge) relative (masse/charge) RDX [M-H]- (221) majoritaire [M+35C1]- (257) 100 [M+NO2-H]-(267) [M+37C1] (259) 33 [M-+NNO2-H]- (281) HMX [M-H]- (295) majoritaire [M+35C1]- (331) 100 [M+NO2-H]-(341) [M+37C1] (333) 33 [M-+NNO2-H]- (355) Tableau 1 Dans le cas d'un spectromètre à mobilité d'ion équipé d'une source d'ionisation de type API, la présence d'additif (tel que le dichlorométhane) permet d'obtenir des ions [RDX+X]- stables et intenses, ce qui conduit à des limites de détection basses. L'invention est parfaitement utilisable pour ce type de détecteur équipé d'une source d'ionisation de type API. Il en est de même lorsqu'un spectromètre de masse est couplé au spectromètre à mobilité ions équipé d'une source d'ionisation de type API. Le gain en termes de sensibilité de détection et de facilité d'usage est évident. Exemple 1 : Détection et identification de HMX et RDX 20 par HPLC-MS avec interface électrospray Le système chromatographique utilisé est composé de deux pompes fonctionnant en tandem, délivrant un mélange binaire de méthanol et d'eau ultrapure, d'un dégazeur (pour éliminer les gaz dissous de la phase mobile), d'un passeur automatique d'échantillons, d'une colonne chromatographique et d'une boucle d'injection automatique. Le système est relié à un spectromètre de masse de type triple quadripôle equipe d'une interface électrospray (marque VARIAN type 1200L). La détection s'effectue en mode de détection négatif, seuls les ions [M+35C1]- sont analysés. On utilise alors de l'air synthétique (79% d'azote et 21% d'oxygène) comme gaz de nébulisation. L'azote peut aussi être employé. Le tableau 2 regroupe les conditions chromatographiques utilisées pour la détection de HMX et de RDX par HPLC-MS avec une interface ESI. Tableau 2 Le chloroforme a été choisi comme additif chloré pour la détection des nitramines. Il est 20 introduit dans une seringue de 1 mL, fixée sur le Colonne analytique Type : Longueur : Diamètre interne : Support Type : Taille de particules (diamètre) : Phase mobile Composition : Débit : Gradient de solvant : Injection de l'échantillon Volume de la boucle : Type d'injection : C18 ù polarité de phase inversée 25 cm 2 mm 100 L Automatique ù passeur réfrigére à 4 C Silice greffée 5 m Eau/méthanol -50/50 en volume 0,2 mL.min i Aucun pousse-seringue. Le fonctionnement est à déclenchement manuel. Le débit est ajusté pour obtenir le maximum de signal tout en consommant le minimum de solvant chloré. Pour déterminer le débit optimal, une solution de concentration égale à 10 pg/L de HMX et de RDX a été préparée. Cette solution a été injectée en même temps que du chloroforme dans le gaz de nébulisation avec des débits d'injection croissants. La réponse du détecteur augmente au fur et à mesure que le débit d'injection croît jusqu'à atteindre un plateau. Il apparaît que le débit optimal de chloroforme est de 10 pL/min. A cette valeur de débit, la réponse du détecteur sera constante même si de petites fluctuations du débit d'injection ont lieu. Durant toutes ces analyses avec interface électrospray, le débit de chloroforme dans le gaz de nébulisation a été fixé à 10 pL/min. La figure 4 représente l'évolution du signal chromatographique pour 10 pg/L de HMX et de RDX injectés à différents débits d'introduction de chloroforme dans le gaz de nébulisation. L'axe des abscisses correspond au débit de chloroforme D en pL/min et l'axe des ordonnées correspond à l'aire A du pic correspondant en coup.s. La stabilité du signal a été vérifée en présence du chloroforme. Pour cela, une solution aqueuse contenant 10 pg/L de HMX et de RDX a été préparée. Cette solution est préparée à partir de solutions standard commerciales de HMX et de RDX de concentration égale à 1 mg/mL dans l'acétonitrile. Par dilution avec de l'eau ultrapure, on obtient une solution de concentration égale à 10 pg/L pour chacune des nitramines. Cette solution est injectée plusieurs fois. Durant ces différentes injections, du chloroforme est introduit dans le gaz de nébulisation grâce à l'invention. Le signal du détecteur est stable lors des différentes injections (le pourcentage de déviation standard relative est inférieur à 5 %). En mesurant les intensités ioniques correspondants aux ions [HMX-H] , [HMX+NO2-H] , [HMX+NNO2-H] , [HMX+35C1] et [HMX+37C1] , on constate que seuls les ions [HMX+Cl] sont détectés. De même, en mesurant les intensités ioniques correspondant aux ions [RDX-H]-, [RDX], [RDX+NO2-H]-, [RDX+NO2] , [RDX+35C1] - et [RDX+37C1] -, on constate que seuls les adduits [RDX+C1]- sont détectés. Des solutions étalons de concentrations égales à 2, 5 et 10 pg/L ont ensuite été préparées afin de déterminer les limites de détection pour chaque nitramine en analysant les ions [HMX+35C1] et [RDX+35C1] . La figure 5 est un diagramme représentant des droites de calibrage pour le HMX (R2 = 0,9936) et pour le RDX (R2 = 0,9954). Les limites de détection obtenues sont égales à 0,02 pg/L pour le HMX et 0,02 pg/L pour le RDX. Compte tenu du protocole expérimental mis en oeuvre, la quantité de matière détectable est de 2 pg pour le HMX et de 2 pg pour le RDX. Exemple 2 : Détection et identification de HMX et de RDX par HPLC-MS avec interface APCI Dans cet exemple, le système chromatographique est identique à celui utilisé dans l'exemple 1, mis à part la colonne chromatographique utilisée. Dans le cas d'une interface APCI, le débit optimal est compris entre 0,7 et 1 mL.min-1, tandis que dans le cas d'une interface électrospray, le débit optimal varie de 100 à 300 pL.min-1. Ces différences de débit impliquent que le diamètre interne de la colonne chromatographique dans le cas d'une interface électrospray est en général inférieur à celui d'une colonne utilisée avec une interface APCI. Dans le présent cas, on a choisi des colonnes de diamètre interne de 4,6 mm lorsque l'interface APCI est utilisée et des colonnes de 2 mm de diamètre interne lorsque l'interface électrospray est employée. De même que précédemment, la détection s'effectue en mode de détection négatif et seuls les ions [M+35C1]- sont analysés. De l'air synthétique (79% d'azote et 21% d'oxygène) est utilisé comme gaz de nébulisation et de l'azote comme gaz de séchage. Le tableau 3 regroupe les conditions chromatographiques utilisées pour la détection de HMX et de RDX par HPLC-MS avec une interface APCI. Colonne analytique Type : Longueur : Diamètre interne : Support Type : Taille de particules (diamètre) : Phase mobile Composition : Débit : Gradient de solvant : C18 - polarité de phase inversée 25 cm 4,6 mm Silice greffée 5 m Eau/méthanol -70/30 en volume 0,7 mL.min-1 Aucun 30 Injection de l'échantillon Volume de la boucle : 100 L Type d'injection : Automatique ù passeur d'échantillon réfrigére à 4 C Tableau 3 Le chloroforme a été de nouveau employé comme additif chloré pour la détection des nitramines. Il est introduit dans une seringue de 1 mL, fixée sur le pousse seringue. Le fonctionnement est là aussi en déclenchement manuel. Le débit est ajusté pour obtenir le maximum de signal tout en consommant le minimum de solvant chloré. Pour déterminer le débit optimal, une solution de concentration égale à 10 pg/L de HMX et de RDX a été préparée. La figure 6 représente l'évolution du signal chromatographique pour 10 pg/L de HMX et de RDX injectés à différents débits d'introduction de chloroforme dans le gaz de nébulisation avec une interface APCI. Cette solution a été injectée en introduisant en même temps du chloroforme dans le gaz de nébulisation avec des débits croissants. La réponse du détecteur augmente au fur et à mesure que le débit d'injection de chloroforme croît, et ce jusqu'à atteindre un plateau. Il apparaît que le débit de chloroforme optimal est ici de 10 pL/min. A cette valeur de débit, la réponse du détecteur sera constante même si de petites fluctuations du débit d'injection ont lieu. Durant toutes ces analyses avec l'interface APCI, le débit de chloroforme dans le gaz de nébulisation a été fixé à 10 pL/min. Des solutions étalons de concentrations égales à 2, 5 et 10 pg/L ont ensuite été préparées afin de déterminer les limites de détection pour chaque nitramine en analysant les ions [HMX+35C1] et [RDX+35C1] . La figure 7 est un diagramme représentant des droites de calibrage pour le HMX (R2 = 0,9988) et pour le RDX (R2 = 0,9996). Les limites de détection obtenues sont égales à 0,17 pg/L pour le HMX et 0,16 pg/L pour le RDX. Compte tenu du protocole expérimental utilisé (boucle d'injection de 100 pL), la quantité de matière détectable est de 17 pg pour le HMX et de 16 pg pour le RDX. Application de l'invention La détection et l'identification de divers composés peuvent être fortement améliorées par cette invention. Ainsi, il est possible d'injecter un volume précis d'additif directement dans le gaz de nébulisation où il est vaporisé, favorisant ainsi un contact intime entre les produits d'intérêt et l'additif, ce qui permet une formation de l'adduit dans des conditions optimales. L'ajout de l'additif dans le gaz de nébulisation s'effectue sans dilution de l'échantillon, contrairement à un système post-colonne. Le système est applicable aussi bien avec une source APCI qu'avec une source ESI sans qu'il soit nécessaire de modifier l'appareillage (valable pour tous les types de spectromètre de masse ou de spectromètre à mobilité d'ions équipés d'une interface API). De ce fait, le système est entièrement automatisable et programmable. Ce système est utilisable pour une détection d'ions positifs et d'ions négatifs. Il suffit de trouver l'additif adapté au mode de détection choisi. Toutefois, il est nécessaire d'utiliser des produits ionisables et volatils (tels que le chloroforme, le dichlorométhane, l'acide formique, l'acétonitrile,...). La régulation de l'ajout d'additif dans le temps permet, lors d'analyses de mélanges de produits par un système permettant une séparation desdits produits (HPLC, électrophorèse,...), d'introduire l'additif dans le gaz de nébulisation au moment de l'ionisation du produit d'intérêt afin de ne pas inhiber l'ionisation d'autres composés. Il est impossible d'effectuer la même chose lorsque l'additif est introduit dans la phase mobile. L'ajout d'additif régulé en terme de concentration permet de n'introduire que la quantité nécessaire pour obtenir un maximum de signal. L'ajout de sels dans l'éluant, permettant la formation d'adduits, entraîne souvent des phénomènes de suppression d'ionisation et un encrassement de l'instrumentation (chambre d'ionisation et spectromètre de masse). Ces sels peuvent aussi inhiber l'ionisation d'autres composés. De plus, dans le cas d'un système chromatographique, ils contaminent fortement le matériel (pompe, degazeur et colonne). L'invention permet d'éliminer cet aspect négatif. L'invention est applicable à l'analyse de différentes substances. Parmi ces substances, à titre d'exemple, on peut citer les pesticides, les sucres, les triacylglycérols, les acides carboxyliques aliphatiques et aromatiques, les amides, les acides aminés, les amines aromatiques, les phénols, les fullerènes, les alcanes polychlorés et les surfactants non ioniques. REVENDICATIONS 1. Procédé d'introduction d'au moins un additif pour l'analyse d'au moins une substance d'intérêt par un spectromètre de masse ou un spectromètre à mobilité d'ions, la substance à analyser, véhiculée par un solvant, étant injectée dans l'analyseur du spectromètre au moyen d'une interface d'ionisation à pression atmosphérique dans laquelle est également introduit un gaz de nébulisation, l'additif étant un composé destiné à former des adduits avec la substance ionisée, caractérisé en ce que l'introduction de l'additif est réalisée par ajout au gaz de nébulisation avant l'introduction de celui-ci dans l'interface d'ionisation. 2. Procédé selon la revendication 1, caractérisé en ce que l'additif est ajouté dans le gaz de nébulisation à une concentration déterminée pour favoriser la formation d'adduits dans des conditions optimales. 3. Procédé selon l'une des revendications 1 ou 2, caractérisé en ce que l'additif se présente sous 25 forme gazeuse ou liquide. 4. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 3, caractérisé en ce qu'au moins deux additifs sont introduits de manière simultanée. 30 5. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 3, caractérisé en ce qu'au moins deux additifs sont introduits de manière successive. 6. Ensemble pour l'analyse d'au moins une substance d'intérêt par un spectromètre de masse ou par un spectromètre à mobilité d'ions, comprenant une interface d'ionisation à pression atmosphérique (1, 21) comprenant des moyens d'introduction (4, 24) de la substance à analyser véhiculée par un solvant, l'interface comprenant également des moyens d'introduction d'un gaz de nébulisation (5, 25), l'ensemble comprenant en outre des moyens d'introduction d'au moins un additif destiné à former des adduits avec la substance ionisée, caractérisé en ce que l'ensemble comprend un système comprenant des moyens d'ajout (8, 28) dudit additif au gaz de nébulisation et des moyens (7, 27) pour véhiculer le mélange résultant jusqu'aux moyens d'introduction du gaz de nébulisation. 7. Ensemble selon la revendication 6, caractérisé en ce que le système comprenant des moyens d'ajout est un système permettant l'ajout d'additif dans le gaz de nébulisation à une concentration déterminée pour favoriser la formation d'adduits dans des conditions optimales. 8. Ensemble selon l'une des revendications 6 ou 7, caractérisé en ce que les moyens d'ajout comprennent un té (8, 28) possédant une premièreentrée, connectée à des moyens d'approvisionnement en gaz de nébulisation (9, 10 ; 29, 30), une deuxième entrée, connectée à des moyens d'approvisionnement en additif (11, 12, 13 ; 31, 32, 33), et une sortie connectée aux moyens (7, 27) pour véhiculer le mélange jusqu'aux moyens d'introduction du gaz de nébulisation (5, 25). 9. Ensemble selon la revendication 8, caractérisé en ce que les moyens d'approvisionnement en additif comprennent au moins une seringue (12 ; 32 ; 112, 212) actionnée par un pousse-seringue (13 ; 33 ; 113, 213). 10. Ensemble selon la revendication 8, caractérisé en ce que les moyens d'approvisionnement en additif comprennent une seringue (112, 212) actionnée par une pompe (113, 213).