Brevet FR2881752A1 — publié le 20060811

"Moyens pour l'obtention de promastigotes de leishmanies avirulents, promastigotes obtenus et leurs applications" L'invention a pour objet des moyens pour l'obtention de promastigotes de leishmanies avirulents. Elle vise également les promastigotes obtenus et leurs applications, en particulier en immunoprophylaxie. Les leishmanioses constituent des infections parasitaires endémiques à répartition mondiale qui représentent un problème important de santé publique affectant aussi bien des pays en voie de développement, que des pays tels que ceux de l'Europe du Sud, où elles sont considérées comme des maladies opportunistes chez les sujets immunodéprimés. A l'heure actuelle, il n'existe pas de moyens immunoprophylactiques, ni immunothérapeutiques, efficaces contre les leishmanioses, et plus particulièrement contre l'agent infectieux responsable, à savoir les leishmanies. Les leishmanies sont des protozoaires flagellés appartenant à la famille des Trypanosomatidae et au genre Leishmania. Cette famille inclut des paras:tes qui peuvent infecter l'homme, et certains animaux comme les rongeurs, les canidés, ou les mammifères. Le cycle biologique des protozoaires du genre Leishmania se partage entre un hôte vecteur invertébré, le phlébotome (insecte diptère hématophage de petite taille), et de nombreux vertébrés, dont l'homme. Les leishmanies possèdent un cycle de développement parasitaire hétéroxène au cours duquel se succèdent deux stades morphologiques distincts. Chez le phlébotome, le parasite se présente sous une forme flagellée, extracellulaire, mobile à l'intérieur du tube digestif de l'insecte, appelée stade promastigote. Chez l'hôte invertébré, le parasite se transforme en une forme ovoïde de 2 à 6 m de diamètre, immobile, avec un résidu flagellaire très court, appelée amastigote, qui va résider à l'intérieur de la vacuole parasitophore, au niveau des cellules du système rétic:ulohistiocytaire, principalement des macrophages. L'insecte vecteur hématophage femelle s'infecte par le sang de l'hôte vertébré contaminé, par ingestion de macrophages parasités. La plupart des amastigotes ingérés sont alors détruits dans les heures qui suivent. Les survivants se transforment en promastigotes, qui vont coloniser l'intestin médian où ils se multiplient activement. Ils migrent ensuite vers les parties antérieures et buccales du tractus digestif et subissent alors une différenciation conduisant à la formation de promastigotes métacycliques très infectieux pour l'hôte vertébré. L'hôte vertébré est contaminé par les promastigotes métacycliques lors d'une piqûre par un phlébotome femelle infecté. Ces formes promastigotes sont injectées dans le derme conjointement à la salive, puis vont être phagocytées par les cellules du sytème réticulo-hystiocytaire, notamment des macrophages, à l'intérieur desquelles elles se différencient en formes amastigotes intracellulaires immobiles. Elles vont alors se multiplier activement par scissiparité au sein de la vacuole parasitophore (phagolysosome) jusqu'à provoquer la lyse de la cellule- hôte, permettant ainsi aux amastigotes libérés de propager l'infection en colonisant d'autres macrophages sains. Une nouvelle piqûre par un phlébotome va provoquer l'infection de celui-ci et permettre au parasite de perpétuer son cycle. Malgré les avancées dans ce domaine, les leishmanioses demeurent encore aujourd'hui un grave problème de santé publique en raison du nombre de personnes concernées, de l'étendue de la zone géographique couverte par la maladie, ainsi que de la diversité et de la gravité des tableaux cliniques observés. On mesure donc le besoin de vaccins efficaces contre les leishmanioses et de nouvelles cibles thérapeutiques et/ou vaccinales pour traiter ces maladies parasitaires. Lors de l'infection, les formes promastigotes infectieuses injectées à l'hôte mammifère doivent échapper à la réponse immunitaire de l'hôte afin de pouvoir envahir par la suite les macrophages. Le parasite doit mettre alors en uvre des mécanismes lui permettant d'éviter cette réponse immunitaire et être capable de s'adapter à un nouvel environnement La reconnaissance précoce du parasite par l'organisme hôte lors de l'invasion peut être ainsi une étape clé de la résistance à l'infection. Des antigènes de surface, le lipophosphoglycane (LPG) et la gp63 (métalloprotéase) encore appelée leishmanolysine, ont 15 été découverts dans les années 1980. Le LPG est la molécule majeure de surface des formes promastigotes dont le rôle en tant que facteur de virulence a été confirmé. La gp63 est une protéase majeure de surface, également 20 considérée comme un facteur de virulence. Un troisième type a été découvert en 1988-1989, dénommés PSA pour Promastigotes Surface Antigens . Ils constituent les antigènes majeurs de surface des formes promastigotes. Les antigènes d'excrétion-sécrétion (AES), très étudiés chez de nombreux microorganismes parasites (nématodes, protozoaires...), jouent un rôle important dans les mécanismes d'infection et de défense de ces parasites, puisqu'ils ont la possibilité d'agir à distance. Chez les leishmanies, les travaux de recherche ont longtemps été limités par la difficulté de pouvoir disposer d'AES en quantités suffisantes pour les étudier. Tous ces antigènes semblent jouer un rôle déterminant dans la survie et l'infectivité des formes promastigotes. Les travaux antérieurs de l'inventeur dans ce domaine avaient conduit à l'élaboration de milieux de cu=_ture complètement définis, sans macromolécule et dépourvus de sérum de veau foetal, permettant la culture en continue des formes promastigotes et amastigotes en conditions axénique et asérique. Ces milieux décrits notamment dans la demande de brevet FR n 93 05 779 ont permis de reproduire in vitro le cycle complet de développement parasitaire de leishmanies, telles que L. amazonensis et L. infantum, et de disposer, dans des conditions naturelles, d'une source relativement abondante d'AES par une simple concentration du surnageant de milieu de culture métabolisé par les parasites. Une caractérisation des AES de leishmanies a ainsi pu être réalisée. Des études menées au laboratoire des inventeurs ont ainsi montré que l'immunogène majeur des AES de L. amazonensis avait une masse moléculaire de 45 kDa. Le criblage d'une banque d'expression d'ADNc de formes promastigotes par un anticorps monoclonal appelé E2 produit contre cet immunogène majeur a permis d'isoler et d'identifier des clones d'ADNc codant des protéines de la famille des PSA. Cet anticorps est produit par l'hybridome murin IV D6/E2 déposé à la C.N.C.M, 28 rue du Dr Roux, Paris, France, le 10 novembre 2004, sous le n I-3318. C'est ainsi que pour la première fois trois nouvelles séquences d'ADNc de PSA exprimées chez la fcrme promastigote de L. amazonensis ont été identifiées. Ces ADNc isolés diffèrent les uns des autres par le nombre de LRR (4, 6 ou 7). Plus récemment, un criblage d'une banque cosmidique de promastigotes de L. infantum a été réalisé en utilisant comme sonde radiomarquée l'ADN codant pour la PSA de L. amazonensis. Un nouveau gène de Leishmania, IJ11, a été identifié, codant une protéine excrétée/sécrétée de L. infantum, de masse moléculaire de 56 kDa (LiPSA 50s), appartenant à la famille des PSA. Une étude fonctionnelle des gènes codant pour des PSA, immunogènes majeurs des produits d'excrétion/sécrétion des leishmanies, a donc été entreprise en utilisant les outils offerts par la génomique. L'approche expérimentale a consisté à introduire dans les promastigotes d'une leishmanie des constructions plasmidiques susceptibles d'induire une diminution du niveau de production de la PSA afin d'étudier les répercussions de ces changements sur la biologie du parasite et sa virulence. Il est ainsi apparu que le clonage non directionnel dans un vecteur d'expression du gène IJ11 codant la protéine LiPSA 50s conduisait, après sélection, à l'obtention de plasmides contenant l'insert dans une orientation antisens (Ldi antisens) permettant la sous-expression de la PSA chez les promastigotes modifiés de L.infantum. De manière avantageuse, ces résultats se sont avérés généralisables, aussi bien en ce qui concerne les espèces de leishmanies que les inserts de gènes codant pour des protéines antigéniques utilisables. L'invention a donc pour but de fournir de nouvelles constructions de vecteurs d'expression de gènes codant pour des protéines antigéniques de promastigotes de leishmanies. Elle vise également l'utilisation de ces constructions pour obtenir des mutants de promastigotes de leishmanies avirulents. Selon encore un autre aspect, l'invention vise les 25 applications de ces mutants avirulents à des fins immunoprophylactiques. Les vecteurs d'expression selon l'invention sont caractérisés en ce qu'ils renferment un insert dans une orientation antisens de gène codant un peptide ou une protéine antigénique de promastigotes de leishmanies. De manière avantageuse, le clonage dans des vecteurs d'expression desdits gènes dans une orientation antisens permet la sous-expression du peptide ou de la protéine dans les promastigotes modifiés de leishmanies. De manière préférée, lesdits vecteurs sont caractérisés en ce qu'ils renferment un insert de gène de PSA de leishmanies. Dans un mode de réalisation de l'invention, il s'agit d'un insert de gène de L. amazonensis. Les gènes de PSA de L.amazonensis sont plus spécialement choisis dans le groupe comprenant SEQ ID N l à 5. Dans un autre mode de réalisation préféré de l'invention, il s'agit d'un insert de gène de L.infantum. Les gènes de L.infantum sont avantageusement choisis dans 10 le groupe comprenant SEQ ID N 6. L'invention vise également les promastigotes de leishmanies génétiquement modifiés, caractérisés en ce qu'il s'agit de mutants avirulents, transfectés par un vecteur tel que défini ci-dessus. L'invention vise en outre un procédé d'obtention de formes avirulentes de promastigotes de leishmanies, caractérisé en ce qu'il comprend l'insertion de manière non directionnelle dans un vecteur d'expression de gènes codant des peptides ou des protéines antigéniques de leishmanies, la sélection des constructions renfermant les inserts dans une orientation antiser.s, - la transfection de formes promastigotes de leishmanies à l'aide des constructions sélectionnées. - le clonage biologique par micromanipulation des promastigotes génétiquement transformés, pour l'obtention des mutants sous-exprimant, vcire n'exprimant plus, le gène codant une protéine antigénique de promastigote de leishmanies. La transfection des formes promastigotes est avantageusement réalisée par électroporation. La révélation par Western blot du peptide ou de la protéine permet d'estimer son niveau de production chez les clones. La mise en uvre des dispositions qui précèdent permet d'étudier les répercussions de la sous-expression de peptides ou protéines antigéniques de leishmanies sur le comportement des promastigotes transformés et d'identifier ainsi leur rôle biologique. A cet effet, les différents parasites génétiquement modifiés ont été clonés par micromanipulation (clonage biologique) et caractérisés et comparés au niveau moléculaire (niveau de production de la protéine antigénique, niveau d'expression des transcrits correspondants). La caractérisation phénotypique des promastigotes génétiquement modifiés et clonés a consisté à comparer les cinétiques de croissance de ces parasites ainsi que leur pouvoir infectieux in vitro vis-à-vis de macrophages canins. La caractérisation d'un facteur de virulence parasitaire, tel que la PSA, permet de développer de nouvelles stratégies d'interférence avec le processus infectieux à des fins thérapeutiques et/ou vaccinales. En particulier, l'invention permet d'obtenir des souches 20 atténuées, voire avirulentes, utilisables en vaccination animale et/ou humaine. D'autres caractéristiques et avantages de l'invention sont donnés dans les exemples qui suivent avec référence aux figures 1 à 4, qui représentent, respectivement, - les figures 1 et 2, les résultats d'analyse par Western blot de la PSA d'extraits polypeptidiques totaux d'une souche sauvage de Ldi Monl et d'antigènes d'excrétion- sécrétion de surnageants de culture de souches sauvage, de souches mères de parasites transformés sens et 30 antisens et de leurs clones; - la figure 3, des résultats de RT-PCR sur des transcrits de gène codant la PSA et de gène de ménage; la figure 4, l'indice parasitaire déterminé au cours de l'infection in vitro de macrophages canins par une souche sauvage ou des clones. MATERIEL ET METHODE I- Cultures in vitro 1- Cultures axéniques de L. infantum La souche sauvage de Leishmania infantum utilisée dans les études décrites ci-après porte la référence O.M.S.: MHOM/MA/67/ITMAP-263/clone2, zymodème MON-l. Les souches transformées ont été obtenues après clonage du gène IJ11 (1404pb), codant la PSA de L. infantum (56kDa), en position sens ou antisens dans le vecteur d'expression pTEX, puis transfection par électroporation chez la forme promastigote de L. infantum. Les parasites transformés Ldi pTEX, Ldi IJ11 antisens ont été sélectionnés en présence de concentrations croissantes de généticine jusqu'à atteindre 50 g/ml. La présence du plasmide et l'orientation du transgène (antisens) ont été vérifiées par Southern Blot et le niveau de transcription du transgène par Northern Blot. Les formes promastigotes sont cultivées en condition axénique dans un milieu de culture complètement défini ne contenant aucune macromolécule en tant que- substitut sérique (milieu asérique RPMI 199H pH 7), mais également en milieu RPMI 1640 contenant 20% de sérum de veau foetal décomplémenté (milieu sérique RPMI 20% pH 7.2), et additionné de pénicilline (100 unités/ml) et de streptomycine (100 g/ml).. Les différer. .tes souches transformées ont été clonées par la technique de micromanipulation. Un parasite unique est prélevé sous microscope à l'aide d'une fine aiguille de verre et déposé sur milieu NNN (Novy, macNeal, Nicolle). La culture des parasites est réalisée par repiquages successifs en milieu RPMI 20%. Les formes promastigotes génétiquement modifiées ainsi que les clones correspondants sont maintenus en culture continue par repiquages hebdomadaires dans des milieux de culture sérique ou adaptés en milieu asérique à 25 C en présence de généticine (50 g/ml). La concentration parasitaire est déterminée par cytométrie de flux (FacsCalibur, Beckton Dickinson). La conservation des parasites est assurée par cryocongélation des organismes en culture en présence de 3% DMSO (diméthylsulfoxyde) à -180 C dans l'azote liquide. 2- Cultures de macrophages Les PBMC (Peripheral Blood Mononuclear Cells) sont isolés 10 de sang total de chien sain par gradient de Ficoll (Ficoll Lymphoprep", Density 1.077 0.001g/ml; AbCys, France) et par centrifugation à 700g pendant 20 min à température ambialte. Les cellules sont ensuite lavées 3 fois dans du PBS (Phosp:iate Buffer Saline 0.O1M pH 7.2) sans Cal+/Mg2+ par centrifugation à 400g pendant 10 min à 4 C, avant d'être resuspendues dans du RPMI 1640 complémenté par 10% de sérum de veau foetal, 100 unités/ml de pénicilline et 1001.1q/ml de streptomycine, puis cultivées à 37 C. II- Récolte et préparation du matériel parasitaire 1- Récolte du matériel parasitaire Les formes promastigotes en phase stationnaire de croissance (7 jours) sont récoltées par centrifugation des cultures parasitaires asériques à 3000g pendant 10 min à 4 C. Les culots parasitaires et les surnageants de culture ainsi dissociés sont ensuite traités séparément. 2- Préparation de lysats parasitaires Le culot parasitaire est lavé 2 fois en PBS dans les conditions de centrifugation décrites précédemment. Après le dernier lavage, le nombre de parasites récoltés est déterminé par cytométrie de flux. 109 parasites lavés sont remis en suspension dans une solution de lyse hypotonique: Tris 50mM pH 8 contenant 1% de Triton X100 (Sigma). Après 20 min d'incubation à 4 C, une centrifugation de 20 min à 4 C et à lo 2000g permet de séparer le matériel insoluble (débris) du surnageant (molécules solubles). Ce surnageant correspond à un extrait polypeptidique total (EPT). 3 - Concentration des antigènes d'excrétion-sécrétion (AES) à partir du surnageant de culture métabolisé par les parasites 10ml de surnageant métabolisé par les parasites sont filtrés sur membrane Millipore, (0,22 pm), puis congelés en coquille avant d'être lyophilisés. Les lyophilisats sont repris dans 1ml d'eau milliQ pour être dialysés 48 h à 4 C de façon à éliminer les sels. Une seconde lyophilisation permet de concentrer le surnageant 200 fois. III- Analyses biochimiques 1-- Dosage protéique Le dosage des protéines est réalisé à l'aide du spectrophotomètre Beckman DU-600, à 595 nm selon la méthode de Bradford, en utilisant le réactif Biorad (Biorad Protein Assay Kit 11). Une gamme étalon, de 5 à 20 g/ml, est préparée à partir d'une solution standard d'albumine bovine (BSA lmg/ml, 20 Sigma). 2- Analyse électrophorétique en gel de polyacrylamide SDS-PAGE (Sodium Dodecyl Sulfate-Polyacrylamide Gel Electrophoresis) L'analyse en gel de polyacrylamide SDS-PAGE a été réalisée dans une cuve d'électrophorèse de type mini-qel (Biorad). Les pourcentages d'acrylamide utilisés sont de 5% pour le gel de concentration et de 10% pour le gel de séparation, ce qui permet de séparer les protéines de 10 à 200kDa. Des concentrations protéiques d'EPT sont mélangées (v/v) avec du tampon échantillon contenant 4% de SDS, 20% de glycérol et 0,5% de bleu de Bromophénol dans du Tris-HC1 0,5M pH 6,8. La migration électrophorétique s'effectue dans un tampon (Tris 2, 5mM/Glycine 19,2mM pH 8,3) contenant 0,1% de SDS sous un voltage constant de 80V. L'étalonnage du gel est obtenu par le dépôt de 10 g de protéines de poids moléculaires connus, standards (Mark12 Wide Range Protein Standard/SeeBlue" Plus2 Pre-Stained Standard, Novex). 3- Révélation des protéines au nitrate d'argent Après élimination du SDS par lavage en présence d'acide acétique (10%) et d'éthanol (40%) pendant 1h, l'acide acétique est ensuite lui-même éliminé par deux rinçages de 30 min dans 50% d'éthanol. Puis les gels sont mis à incuber pendant 15 min dans un mélange de coloration: AgNO3 19,4% - NaOH 0,36%. Après 5 lavages dans l'eau milliQ, une solution de révélation contenant du formaldéhyde à 0,02% dans de l'acide citrique à 1% (p/v), fait apparaître sur le gel les protéines. Le seuil de révélation de cette méthode de coloration est de 2 ng équivalent protéine. IV- Analyses immunologiques 1- Western-Blot Après avoir été séparées en gel de poiyacrylamide SDSPAGE, les protéines sont transférées sur membrane de nitrocellulose (Amersham, Hybond-C Extra). Le transfert se fait en condition semi-sèche. Les membranes sont ensuite saturées une heure dans une solution bloquante TBS-lait 5%. Les membranes sont incubées la nuit, à température ambiante et sous agitation, avec l'anticorps monoclonal F5 dirigé contre la PSA et obtenu chez la souris (AMC F5) dilué au 1/50e dans du TBS. Après 3 lavages de 5 min dans du TBS, les anticorps fixés sont détectés par des anticorps secondaires ar.. tiimmunoglobuline G de souris couplés à la peroxydase (Tebu) dilués au 1/500e dans du TBS et incubés pendant 45 min,. à température ambiante sous agitation. Ensuite, 3 lavages de 5 min dans du TBS sont réalisés avant de procéder à la révélation de la réaction par une solution contenant 15mg de 4-chloro-l-naphtol dissout dans 5m1 de méthanol, auquel sont ajoutés 25m1 de TBS contenant 15 l de H202 30%. La réaction est stoppée par lavage de la membrane à l'eau distillée. 2- Immunofluorescence indirecte sur des parasites Les parasites en phase stationnaire de leur culture (7 jours) sont fixés avec du formaldéhyde à 1%, dans du PBS sans Cal+/Mg2+, puis lavés. Une fois fixés, les parasites sont déposés sur les puits téflonés (10 puits, 50m.1/puit) et séchés à l'air libre. Chaque puit est alors traité avec l'anticorps monoclonal F5 (AMC F5) dilué dans une solution bloquante (de saturation) (1% de sérum de chèvre, 0.5% de BSA dans du PBS) pendant 30 min à 37 C. Les cellules sont ensuite lavées et incubées pendant 30 min à 37 C avec le second anticorps conjugué à l'isothiocyanate de fluorescéine (FITC) (antisérum de chèvre anti-immunoglobuline G de souris) dilué au 1/300e dans une solution de PBS contenant du bleu Evans au 1/7500. Les lames sont observées au microscope photonique à fluorescence (Leitz). V- Analyse moléculaire 1- Extraction des ARN totaux Les formes promastigotes sont récoltées par centrifugation des cultures parasitaires asériques à 3000g pendant 10 min à 4 C. Le culot parasitaire est lavé 2 fois en PBS dans les conditions de centrifugation précédentes. Après le dernier lavage, afin de lyser les parasites et d'inhiber les ribonucléases (RNAse) endogènes, les cellules sont dissociées par vortex dans lml de Trizol (Trizol Reagent, GibcoBRL), puis incubées 5 min à température ambiante. Le lysat est incubé dans 0,2ml de chloroforme pendant 2 min à température ambiante, puis centrifugé à 12000g pendant 15 min à 4 C pour donner deux phases, aqueuse et organique. Les ARN se trouvent exclusivement dans la phase aqueuse qui est récupérée. Les ARN sont alors précipités par addition de 0,5ml d'isopropanol et incubés pendant 10 min à température ambiante, puis centrifugés à 12000g pendant 10 min à 4 C. Le culot est lavé dans lml d'éthanol à 75%, puis centrifugé à 7500g pendant 5 min à 4 C, avant d'être repris dans 40 l d'eau (RNAse free). Afin d'éliminer une présence éventuelle d'ADN, le culot d'ARN dissout est repris dans 11l de DNAse I + 0.1 volume de tampon DNAse I 10X et incubé pendant 20 min à 37 C. Après addition de 5 l de DNAse Inactivation Reagent, incubation pendant 2 min à température ambiante, puis centrifugation à 10000g pendant 1 min à 4 C, le surnageant contenant les ARN est récupéré. L'ARN total est quantifié par spectrophotométrie par lecture d'absorbance à 260nm (1 unité DO = 441g/ml d'ARN simple brin). La qualité de l'ARN extrait, la quantité et la taille sont vérifiées par électrophorèse sur gel d'agarose à 1% en tampon TAE 0.5X, en présence de bromure d'éthidium (BET) à 0.01% Le marqueur de taille utilisé est le SmartLadder,(Eurogentac). L'ARN total est alors visualisé sous UV à 312nm après migration. Les critères de qualité de l'extraction retenus sont l'absence d'ADN et la visualisation de 3 bandes d'ARN ribosornaux d'intensité égale. 2- RT-PCR L'ADNc simple brin est synthéthisé en réalisant une RT-PCR avec l g d'ARN total, 41l de dNTP mix (5 mM), 0.41 d'amorces spécifiques (10 M) et H2O qsp 13 l. Le mix est incubé pendant 2 min à 65 C puis 2 min dans la glace avant que soient 25 additionnés 4 l de Buffer 5X, 1 l de DTT (0,1M), 1 l de Superase In (40U) (RNAse Inhibitor, , Ambion) et 1 l de SuperScriptT" II (200U) (Reverse Transcriptase, Invitrogen). Le mix est incubé pendant 50 min à. 42 C, puis la réaction est inactivée par choc thermique pendant 15 min à 70 C. L'ADNc simple brin est amplifié par PCR avec 3 l d'ADNc, 12,5 l de PCR Mastermix (Promega), 1 l d'amorces spécifiques 5'P et 3'P (10 M) et H2O qsp 25 pl. Les amorces suivantes ont été utilisées: SEQ ID N 7 - nhinspl: 5'-CATCGCTTACCCCTTGTT-3' SEQ ID N 8 - nhinsp2: 5'--GTGGCCAATCGCGACA-3' SEQ ID N 9 - PIRT: 5'-ATGGCGCTGTGCGTGCGTCGG-3' SEQ ID N 10 - P4RT: 5'GCGCGCGACAGCAGCGGCAT-3' Le programme de la réaction de PCR utilisé et réalisé dans un thermocycleur (GeneAmp PCR System 2400, Applied Biosystems) est le suivant: 5 min à 94 C, puis 27 cycles (94 C 30 sec, 55 C 1 min, 72 C 1 min) et 10 min à 72 C. Les produits PCR sont vérifiés par électrophorèse sur gel d'agarose 1%. VI- Analyse biologique 1- Cinétique de croissance Les cinétiques de culture in vitro ont été réalisées sur 10 jours en milieu RPMI 20%, en partant d'une concentration initiale de 5.105 parasites/ml. La concentration parasitaire est déterminée par cytométrie de flux (FacsCalibur, Beckton Dickinson) en mélangeant 500 l de PBS, 51.1l de culture et 0.511l d'iodure de propidium. 2-- Infection in vitro dans des interactions parasites / 20 macrophages 106 PBMC/puits (200pl), isolés de sang total de chien sain, sont distribués dans des chambres de culture La)/Tek (Nalge Nunc International). Après 30 min d'incubation à 37 C 5% CO2, les LabTek sont lavés doucement avec du RPMI 10% pour éliminer les cellules qui n'ont pas adhéré. Les macrophages sont obtenus à partir des monocytes de culture après 5 jours de maturation. Les macrophages matures sont infectés in vitro avec des formes promastigotes de phase stationnaire de culture pendant 30 min, 2 h et 48 h à 37 C et 5% CO2 à un ratio parasites:macrophage de 10:1. Les macrophages sont alors lavés doucement 2 fois pour éliminer les parasites non-phagocytés. Après 30 min, 2 h et 48 h, les cellules sont fixées au méthanol et colorées au Giemsa. 300 macrophages sont observés au microscope optique à immersion (grossissement 1000X), et le pourcentage de macrophages parasités, le nombre d'amastigotes par macrophages, ainsi que l'index parasitaire (I.P.) sont déterminés. L'I.P. équivaut au pourcentage de macrophages infectés multiplié par le nombre d'amastigotes par macrophage. RESULTATS -Evaluation du niveau de production de la PSA chez les clones transformés On rapporte sur les figures 1 et 2 les résultats d'analyse par Western blot de la PSA, respectivement, des extraits polypeptidiques totaux (EPT) issus des. culots parasitaires de la souche sauvage Ldi Monl, 15.sur des antigènes d'excrétion-sécrétion (AES) issus de surnageants de milieu de culture métabolisés, de la souche sauvage Ldi Monl, des souches mères de parasites transformés (Ldi pTEX, Ldi IJ11 sens et Ldi IJ11 antisens et de leurs clones correspondants (5pg équivalent protéine d'extrait total par piste). On constate qu'aucune bande n'est observée pour la souche sauvage Ldi Monl, que la surexpression est en revanche bien visible pour Ldi IJ11 sens aussi bien au niveau des EPT que des AES, comparativement à l'expression chez Ldi pTEX, et qu'une diminution de l'expression de la PSA est observée avec Ldi IJ11 antisens. - Analyse des transcrits de la PSA par RT-PCR On a réalisé une RT-PCR sur les transcrits du gène codant la PSA ainsi que sur les transcrits d'un gène de ménage codant: la 30 nucléoside hydrolase. Les résultats obtenus sont donnés sur la figure 3. On constate une augmentation significative du niveau des transcrits codant la PSA chez Ldi IJ11 sens et une diminution notable chez Ldi IJ11 anti, comparativement à Ldi pTEX. Aucun signal n'est observé avec le souche sauvage Ldi Monl. -Pouvoir infectieux in vitro dans les interactions parasites-macrophages Sur la figure 4, on rapporte l'indice parasitaire déterminé au cours de l'infection in vitro de macrophages canins par la souche sauvage ou les différents clone sélectionnés à différents temps d'incubation: 30 min (attachement des parasites aux macrophages), 2 h (pénétration des parasites) et 48 h (survie et multiplication des amastigotes. On constate qu'à 30 min et à 2h, les promastigotes Ldi IJ11 sens présentent un indice parasitaire environ deux fois plus important que ceux de Ldi Ijll antisens est environ deux fois plus faible. Les mêmes résultats sont obtenus après 48 1 d'infection. REVENDICATIONS 1- Vecteur d'expression d'un gène codant une protéine antigénique de promastigotes de leishmanies, caractérisé en ce qu'il comprend un insert dudit gène dans une orientation antisens. 2- Vecteur selon la revendication 1, caractérisé en ce qu'il renferme un insert de gène PSA. 3- Vecteur selon la revendication 1 ou 2, caractérisé en ce qu'il renferme un insert de gène de L. amazonensis. 4- Vecteur selon la revendication 3, caractérisé en ce que le gène de L. amazonensis répond à l'une des séquences suivantes: SEQ ID N 1 à 5. 5-- Vecteur selon la revendication 1 ou 2, caractérisé en ce qu'il renferme un insert de gène de L. infantum. 6- Vecteur selon la revendication 5, caractérisé en ce 15 que le gène de L. infantum répond à l'une des séquences suivantes: SEQ ID N 6. 7- Promastigotes de leishmanies génétiquement modifiés, caractérisés en ce qu'il s'agit de mutants avirulents, transfectés par un vecteur selon l'une quelconque des revendications 1 à 6. 8- Procédé d'obtention de formes avirulentes de promastigotes, caractérisée en ce qu'il comprend: - l'insertion dans un vecteur d'expression de leishmanies de manière non directionnelle de gènes, codant des peptides ou des protéines antigéniques de leishmanies, la sélection des vecteurs renfermant les inserts dans une orientation antisens, - la transfection de formes des promastigotes de leishmanies à l'aide des vecteurs sélectionnés. - Le clonage biologique par micromanipulation des promastigotes génétiquement modifiés pour l'obtention des mutants sous-exprimant, voire n'exprimant plus, le gène codant une protéine antigénique de promastigotes de leishmanies. 9- Application des promastigotes selon la revendication 7, 5 pour l'élaboration de vaccins.