Brevet FR2859381A1 — publié le 20050311

La présente invention est relative à l'utilisation de cellules issues du tissu adipeux blanc médullaire ou extra-médullaire et notamment de la fraction stromale vasculaire extra-médullaire (FSV) et/ou d'adipocytes matures dédifférenciés quelle qu'en soit l'origine, pour induire la formation d'une vascularisation fonction- nelle. La fraction stromale vasculaire extra-médullaire (FSV) est une source de cellules pluripotentes (progéniteurs) hématopoïétiques et de cellules souches mésenchymateuses capables de se différencier en lignées ostéogéniques, chondrogéniques et myogéniques. Récemment, le spectre de potentiel de différenciation a été étendu au phénotype neurogénique (10; 11; 12; 13; Demande Internationale PCT WO 02/055678). En outre, cette fraction stromale vasculaire extra-médullaire (FSV) a été classiquement utilisée pour étudier la différenciation des préadipocytes en adipocytes matures. Il existe un besoin, notamment dans les sociétés occidentales, de moyens thérapeutiques efficaces stimulant la néovascularisation, pour limiter les complications associées aux pathologies ischémiques et/ou favoriser la régénération tissulaire. Jusqu'à présent, les stratégies thérapeutiques proposées pour limiter les effets délétères de l'ischémie font appel à la stimulation de la croissance et du remodelage des vaisseaux sur le lieu même de l'ischémie et/ou à la transplantation de cellules progénitrices endothéliales. Plus particulièrement, il a été montré que la transplantation de BM-MNC (bone marrow-mononuclear cells) stimulait effectivement la néovascularisation dans des ischémies expérimentales et entraînait une amélioration significative et une survie à long terme des tissus lésés (26; 27). Les essais effectués chez l'homme montrent le potentiel d'une telle thérapie pour limiter la progression de la maladie (28-32). Pour l'obtention de cellules endothéliales aptes à permettre effectivement une revascularisation d'un secteur ischémique, les méthodes proposées jusqu'à présent sont essentiellement basées sur l'obtention de cellules endothéliales matures à partir de cellules progénitrices endothéliales, en particulier à partir de cellules mononucléées humaines, en présence de facteurs de croissance angiogéniques 2859381 2 (20; 21; 27; 38; 39). Toutefois, le faible pourcentage et la difficulté d'expansion ex vivo de ces cellules progénitrices endothéliales et la détérioration fonctionnelle de ces cellules, observée dans des conditions pathologiques, constituent une limitation majeure à leur utilisation dans le traitement de l'ischémie. En conséquence, il existe donc un réel besoin de disposer d'une source de cellules capables de se différencier en cellules endothéliales matures, utilisables notamment dans le cadre de la réparation de tissus lésés par ischémie, qui soit simple à obtenir et efficace. Dans ce contexte, les Inventeurs ont trouvé, de manière surprenante, que des cellules du tissu adipeux blanc médullaire ou extra-médullaire, faciles à obtenir (liposuccion, par exemple) constituent, sous certaines conditions, une source de cellules capables de se différencier en cellules endothéliales matures qui permettent d'obtenir une reconstruction totale ou partielle d'un réseau vasculaire fonctionnel. La présente invention a en conséquence pour objet l'utilisation de cellules du tissu adipeux blanc médullaire ou extra-médullaire formant des sous-populations homogènes, exprimant au moins les antigènes de surface suivants: CD13+, HLA ABC+, pour la préparation d'un médicament destiné à la reconstruction totale ou partielle d'un réseau vasculaire fonctionnel, notamment dans un contexte ischémique. Ainsi, de manière surprenante, on peut générer, à partir de cellules du tissu adipeux blanc médullaire ou extra-médullaire, des cellules possédant certains antigènes de surface qui sont caractéristiques des cellules à potentiel pro-angiogénique, mais qui ne possèdent aucun marqueur ou antigène de surface, caractéristique de cellules endothéliales différenciées. Selon un premier mode de réalisation avantageux de ladite utilisation, lesdites cellules du tissu adipeux sont représentées par une sous population homogène de cellules de la fraction stromale vasculaire extra-médullaire (dénommées ci-après FSV-CULT), susceptible d'être obtenue par expansion cellulaire limitée en culture. Selon une disposition avantageuse de ce mode de réalisation, ladite souspopulation homogène de cellules de la fraction stromale vasculaire extramédullaire est susceptible d'être obtenue par une expansion cellulaire limitée par un nombre 25 30 2859381 3 de passages successifs inférieur à 10 desdites cellules. On obtient ainsi une sous-population de cellules exprimant au moins les antigènes de surface précités, à savoir: CD13+, HLA ABC+. Ces cellules par contre, n'expriment notamment pas les antigènes de surface suivants: CD45-, CD 144-. Ainsi, de manière surprenante, une expansion cellulaire limitée, du fait du nombre de passages successifs limités à 10 au plus, favorise la prolifération d'une population homogène de cellules possédant des antigènes de surface qui sont caractéristiques des cellules à potentiel pro-angiogénique, mais qui ne possèdent aucun marqueur de surface caractéristique des cellules endothéliales différenciées. Egalement de manière surprenante, on obtient de telles cellules par culture en milieu minimum, tel qu'un milieu DMEM comprenant 10 % de sérum de veau foetal ou de nouveau-né, par exemple. Des conditions particulières, induisant plus rapidement des caractéristiques pro-angiogéniques, peuvent également être mises en oeuvre. Elles sont préci-15 sées ci-après (voir procédé de sélection de cellules du tissu adipeux). Selon un deuxième mode de réalisation avantageux de ladite utilisation, lesdites cellules du tissu adipeux sont représentées par une souspopulation homogène d'adipocytes matures dédifférenciés (dénommées ciaprès DDAC). Les adipocytes dédifférenciés sont notamment obtenus dans Ies conditions décrites dans Negrel R. et al. (17) ou dans Shigematsu M. et al. (19). Selon un troisième mode de réalisation avantageux de ladite utilisation, lesdites cellules du tissu adipeux formant des sous-populations homogènes, exprimant au moins les antigènes de surface suivants: CD13+, HLA ABC+ sont associées à un support polymérique solide ou semi-solide. Selon une disposition avantageuse de ce mode de réalisation, ledit support polymérique solide est de préférence une matrice membranaire basale reconstituée comprenant au moins l'un des éléments suivants: collagène, laminine et protéoglycanes ou une matrice extracellulaire reconstituée comprenant l'un des éléments suivants: fibronectine, collagène, laminine et thrombospondine. Ledit support peut en outre comprendre des enzymes de dégradation desdites matrices ainsi que des inhibiteurs enzymatiques et des facteurs de croissance. On peut citer, à titre 2859381 4 d'exemple, comme matrices particulièrement appropriées, les matrices Matrigel (Becton Dickinson; 40). Selon une autre disposition avantageuse de ce mode de réalisation, ledit support polymérique semi-solide est de préférence un dérivé cellulosique et 5 notamment de la méthyl-cellulose. Conformément à l'invention, lesdites cellules peuvent en outre être génétiquement modifiées. Ainsi: - elles peuvent comprendre au moins une mutation d'un gène auto-logue ou - elles peuvent contenir au moins une copie d'un gène hétérologue. Lesdites cellules génétiquement modifiées sont, de préférence, d'origine humaine. La présente invention a également pour objet l'utilisation d'une composition contenant des cellules du tissu adipeux blanc, médullaire ou extra- médullaire formant des sous-populations homogènes, exprimant au moins les antigènes de surface suivants: CD13+, HLA ABC+ telles que définies ci- dessus, et au moins un véhicule et/ou un support approprié à une administration parentérale ou intra-site (in situ au niveau de l'organe lésé). La présente invention a, en outre, pour objet un procédé de culture de cellules du tissu adipeux blanc médullaire ou extra-médullaire formant des sous-populations homogènes, exprimant au moins les antigènes de surface suivants: CD13+, HLA ABC+, lequel procédé est caractérisé en ce qu'il comprend au moins les étapes suivantes: - expansion cellulaire limitée par un nombre de passages successifs inférieurs à 10 desdites cellules dudit tissu adipeux sur un support solide convenable comprenant au moins un facteur de croissance apte à stimuler la formation de cellules endothéliales et éventuellement au moins une cytokine convenable; modification, de manière continue ou transitoire, de l'environnement en oxygène de la culture et - modification de manière continue ou transitoire, de l'équilibre redox des cellules par ajout de molécules proou antioxydantes du milieu extra ou intracellulaire. 2859381 5 Selon un mode de mise en oeuvre avantageux dudit procédé, le facteur de croissance apte à stimuler la formation de cellules endothéliales est notamment du VEGF, de préférence à une concentration d'environ 10 ng/ml. Selon un autre mode de mise en oeuvre avantageux dudit procédé, 5 l'environnement en oxygène de la culture est à 1 % ; de quelques heures à quelques jours. Les molécules pro- ou antioxydantes sont notamment sélectionnées dans le groupe constitué par: - les inhibiteurs et/ou activateurs de la fonction mitochondriale et notamment l'antimycine, de préférence à une concentration comprise entre 1 et 100 nM, la roténone à une concentration comprise entre 1 et 100 nM, l'oligomycine à une concentration comprise entre quelques ng et quelques g/ml, le coenzyme Q, des nucléotides ou tout autre molécule équivalente et le carbonyl cyanide m-chlorophénylhydrazone), et - des antioxydants sélectionnés dans le groupe constitué par le trolox, le dithiocarbamate de pyrrolidine, la N-acétyl cystéine, le manganèse OH) tetrakis (4-acide benzoïque) porphyrine ou tout autre molécule équivalente. Outre les dispositions qui précèdent, l'invention comprend encore d'autres dispositions, qui ressortiront de la description qui va suivre, qui se réfère à des exemples de mise en oeuvre du procédé objet de la présente invention ainsi qu'aux dessins annexés, dans lesquels: - la Figure 1 illustre les propriétés angiogéniques des cellules de souris de la fraction stromale vasculaire extra-médullaire cultivée dans les conditions de l'invention après leur injection dans le membre inférieur ischémique, en comparai- son avec les cellules mononucléées de la moelle osseuse (BM-MNC) ; pour plus de clarté, cette fraction traitée dans les conditions de l'invention est dénommée dans la suite des exemples FSV-CULT. a) microangiographie représentative d'un membre inférieur droit ischémique et d'un membre inférieur gauche non-ischémique, 15 jours après occlu- sion fémorale. Les flèches rouges indiquent les extrémités ligaturées de l'artère fémorale; 2859381 6 b) mesure in vivo du flux sanguin dans le membre inférieur par imagerie de perfusion par laser à effet Doppler, 15 jours après l'occlusion de l'artère fémorale. Dans les images à codes couleurs, la perfusion normale est indiquée en rouge, une nette réduction du flux sanguin du membre inférieur ischémique est indi- quée en bleu; c) photomicrographies des sections de muscle ischémique, 15 jours après l'occlusion fémorale, marquées par un anticorps dirigé contre la fibronectine totale. Les capillaires apparaissent en blanc et les myocytes en noir. Les valeurs sont la moyenne écart-type, n=6 par groupe; le groupe 10 PBS correspond aux souris ayant une ischémie d'un membre inférieur et qui sont traitées par le PBS; **P c) et d) : identification des antigènes CD45, CD14 et CD144, caractéristiques respectivement des cellules hématopoïétiques (CD45), des monocytes/macrophages (CD14) et des cellules endothéliales matures (CD144) dans une population hétérogène de cellules FSV-EXT (colonnes blanches) en comparaison avec des cellules FSV-CULT (colonnes sombres) ; - la Figure 3 montre que les cellules humaines FSV-CULT possèdent les propriétés fonctionnelles et antigéniques des cellules endothéliales progénitrices, après leur injection dans le membre inférieur ischémique: a) et b) les cellules humaines FSV-CULT présentent une augmenta- tion significative du score angiographique et du flux sanguin mesuré in vivo par ima- gerie de perfusion par laser à effet Doppler dans le membre inférieur droit ischémique greffé, lorsqu'on compare au membre inférieur gauche nonischémique non-greffé (groupe PBS) (*P Les valeurs sont la moyenne écart-type, n=6 par groupe; le groupe PBS correspond aux souris ayant une ischémie d'un membre inférieur qui sont traitées par le PBS; *P Il doit être bien entendu, toutefois, que ces exemples sont donnés 25 uniquement à titre d'illustration de l'objet de l'invention, dont ils ne constituent en aucune manière une limitation. EXEMPLE 1: Induction d'une néovascularisation dans un muscle ischémique de souris à l'aide de cellules de FSV-CULT de souris. 1.1 Matériel et méthodes 1.1.1 Animaux et échantillons de tissu Des souris mâles C57B1/6 ou nu/nu (Harlan, France) âgées de 7 semaines sont élevées dans un environnement contrôlé (cycle de 12 heures de lumière et de 12 heures d'obscurité à 21 C) avec un libre accès à l'eau et à la ration alimentaire standard. A la fin des expériences, les souris sont sacrifiées par dislocation cervicale sous anesthésie au CO2. Le tissu adipeux inguinal et le muscle sont rapidement prélevés et traités pour les analyses ultérieures. 1.1.2 Modèle de la souris avec un membre inférieur ischémique Les animaux sont anesthésiés par inhalation d'isoflurane. Une ligature est réalisée sur l'artère fémorale droite. Ensuite, on leur injecte 106 cellules FSVCULT par voie intramusculaire dans la patte ischémique. 1.1.3 Isolement des cellules à partir de cellules de moelle osseuse, 10 culture de cellules stromales vasculaires et dédifférenciation d'adipocytes matures - Cellules FSV-EXT: Les cellules de moelle osseuse sont obtenues par lavage des tibias et des fémurs. Les cellules mononucléées de basse densité sont isolées par centrifugation sur gradient de densité de Ficoll (34). Les cellules de la fraction stromale vasculaire sont isolées à partir des tissus adipeux selon le protocole de Bjôntorp et al. (14) avec des modifications mineures. Le tissu adipeux inguinal de souris est soumis à une digestion par 2 mg/ml de collagénase (Sigma) dans du tampon phosphate PBS contenant 0,2 % de BSA à 37 C pendant 45 minutes. Après élimination des fragments non- hydrolysés par filtration sur membrane de nylon de 100 m, les adipocytes matures sont séparés des culots de cellules FSV-EXT par centrifugation (600 g, 10 minutes). Les cellules FSV-EXT sont ensemencées à une densité de 30 000 cellules/cm2 dans du milieu DMEM F12 supplémenté par 10 % de sérum de veau nouveau-né (SVN). Après 6 heures de culture, les cellules non- adhérentes sont éliminées par lavage. Les cellules sont alors mises en culture pendant quelques jours (1 à 3) avant d'être utilisées; on obtient ainsi des cellules FSV-CULT. - Dédifférenciation d'adipocytes matures La fraction d'adipocytes matures est alors récupérée, lavée délicate- ment dans du milieu DMEM F12 supplémenté par 10 % de SVN et préparée sous forme de suspension à une concentration de 106 cellules/ml. Une aliquote de 100 l de la suspension cellulaire est transférée sur une lamelle couvre-objet Thermanox de 25 mm et placée dans une boite de culture de 35 mm. La première lamelle est recouverte 2859381 10 par une seconde, et après une incubation pendant 15 minutes à température ambiante, on ajoute 1,5 ml de DMEM F12 supplémenté par 10% de SVN. Après 4 ou 5 jours d'incubation, les cellules adhérentes contenant des petites gouttelettes lipidiques (cellules de type pré-adipocyte) apparaissent; elles se modifient en une morphologie de type fibroblaste qui sont dépourvues de gouttelettes de lipides (cellules DDAC). Ces cellules de type fibroblastique entrent alors en division active et peuvent subir quelques passages sans modification majeure de leurs caractéristiques. 1.1.4 Quantification de la néovascularisation La densité en vaisseaux est évaluée par micro-angiographie à haute définition en fin de période de traitement (36). Le score angiographique est exprimé comme étant le pourcentage de pixels par image occupés par des vaisseaux dans une aire de quantification. L'analyse micro-angiographique est complétée par l'évaluation de la densité capillaire grâce à un anticorps dirigé contre la fibronectine totale (36). La den- sité capillaire est alors calculée dans des champs aléatoires d'une aire définie, en utilisant le logiciel Optilab/Pro. Afin de montrer que le réseau vasculaire est fonctionnel après ischémie, on utilise l'imagerie de perfusion par laser à effet Doppler, réalisée chez la souris comme décrit dans Silvestre JS et al. (36). 1.2 Résultats Le potentiel angiogénique du tissu adipeux est initialement évalué avec des cellules FSV-CULT de souris. Ces cellules sont préparées à partir de tissu adipeux inguinal et mises en culture pour obtenir une expansion limitée pendant 1-3 jours (nombre de passages successifs limité à moins de 10). Ce protocole est utilisé en routine pour obtenir un nombre important d'adipocytes après induction de la différenciation. La greffe de 1x106 cellules FSV-CULT améliore nettement la néovascularisation du tissu dans des membres inférieurs ischémiques comme le montre l'augmentation de 2,6 fois du score angiographique (Figure la, P EXEMPLE 2: Caractérisation phénotypique des cellules FSV-EXT et des 10 cellules FSV-CULT. 2.1 Matériel et méthodes 2.1.1 Echantillons de tissu Les cellules FSV-CULT de souris sont préparées comme précisé dans l'Exemple 1. Des échantillons de dermolipectomie abdominale ou de néphrectomie contenant du tissu sous-cutané abdominal humain sont obtenus auprès de patients ayant donné leur consentement. 2.1.2 Isolement des cellules à partir de tissus adipeux, culture de cellules stromales vasculaires et dédifférenciation d'adipocytes matures Le tissu adipeux humain obtenu par dermolipectomie est soumis à une digestion par la collagénase et les cellules FSV-CULT sont mises en culture conformément à l'Exemple 1. 2.1.3 Analyse phénotypique des cellules Les cellules sont marquées dans du tampon salin phosphate conte- nant 0,2% de sérum de veau foetal (SVF) ; elles sont incubées avec des anticorps monoclonaux anti-souris ou anti-humain (mAb) couplés à l'isothiocyanate de fluorescéine (FITC), à la phycoérythrine (PE) ou à la protéine de chlorophylle péridinine (PerCP) pendant 30 minutes à 4 C. Après lavage, les cellules sont analysées en cytométrie de flux (FACS Calibur, Becton Dickinson, Mountain View, CA). Les données obtenues sont alors analysées en utilisant le logiciel Cell Quest (Becton Dickinson). Tous les anticorps proviennent de BD Biosciences (Heidelberg, Allemagne), à l'exception de CD144 qui provient de Serotec (Oxford, Angleterre). 2.1.4 Analyses statistiques Toutes les analyses statistiques sont réalisées par t-test non-apparié en utilisant le logiciel Prisme (GraphPad sofware, San Diego, Californie, USA). 2.2 Résultats Le phénotype cellulaire des cellules humaines et de souris FSV-EXT et des cellules FSV-CULT sont caractérisées par cytométrie de flux. Seuls les résultats des cellules humaines sont présentés, dans la mesure où l'on obtient des résultats du même type avec les cellules de souris. Les cellules FSV-EXT, obtenues à partir de tissu adipeux humain sous-cutané sont hétérogènes comme le montre le diagramme de dispersion de la Figure 2a. La culture de ces cellules pendant 1-3 jours dans les conditions de l'invention conduit à une homogénéisation de la population cellulaire: obtention d'une seule population cellulaire FSV-CULT (Figure 2b). Les cellules FSV-EXT sont hétérogènes; les populations suivantes ont notamment été identifiées: cellules hématopoïétiques (cellules positives pour le marqueur CD45), population de cellules non-hématopoïétiques (cellules positives pour le marqueur CD34, négatives pour les marqueurs CD45 et CD13), et exprimant HLA ABC (Figure 2c). Les cellules FSV-EXT ne contiennent pas de proportion significative de cellules endothéliales matures comme le montre l'absence de marquage avec la VE-cadhérine (CD144) et Ies anticorps dirigés contre le marqueur CD31 (Figure 2c). Dans la population FSV-CULT (conditions de l'invention), la population est composée en grande partie par des cellules indifférenciées avec 90+3% des cellules exprimant le marqueur CD34 et 99+0,2% des cellules étant positives pour les marqueurs CD13 et HLA ABC. En revanche, ces cellules FSV-CULT n'expriment pas les marqueurs CD45 et CD14 des cellules hématopoïétiques (monocytes et macrophages), ni les marqueurs CD144 et CD31, caractéristiques des cellules endothéliales différenciées (Figure 2c). Ces résultats montrent que l'expansion cellulaire pendant 1-3 jours in vitro (ou ex vivo) favorise la prolifération d'une population homogène de cellules possédant quelques antigènes de surface qui sont caractéristiques des cellules pro- angiogéniques mais ne possédant aucun marqueur de surface caractéristique de cellules différenciées (cellules FSV-CULT). 2859381 13 EXEMPLE 3: Induction de la néovascularisation par des cellules FSV-CULT dans le muscle ischémique de souris et différenciation de cette population en cellules endothéliales. 3.1 Matériel et méthodes Des souris mâles nu/nu (Harlan, France) âgées de 7 semaines sont élevées dans les mêmes conditions que celles exposées dans l'Exemple 1. Les échantillons de tissus adipeux humains sont identiques à ceux utilisés dans l'Exemple 2. Les cellules humaines et de souris FSV-CULT sont isolées comme IO précisé dans les Exemples 1 et 2. On réalise respectivement la quantification de la néovascularisation et l'analyse phénotypique comme dans les Exemples 1 et 2. 3.2 Résultats L'effet de l'injection (ou greffe) des cellules FSV-CULT humaines est évalué sur la revascularisation chez des souris immunodéficientes Nude. Comme pour les cellules de souris, l'injection de 1x106 cellules FSV-CULT humaines, après 15 jours d'ischémie des membres inférieurs permet d'obtenir une augmentation significative du score angiographique ainsi que du flux sanguin cutané (par 1,6 et 1,5 fois respectivement lorsqu'on compare aux souris Nude ischémiques non-traitées, P Ainsi, afin d'évaluer la capacité des cellules FSV-CULT à incorporer de nouveaux vaisseaux sanguins, des expériences immunochimiques sont réalisées en utilisant un anticorps spécifique du marqueur CD31 humain, qui ne réagit pas avec du tissu de souris. De nombreuses cellules positives au marqueur CD31 tapissant les vaisseaux régénérés sont mises en évidence dans le membre inférieur traité (Figure 3c). Aucune cellule positive pour le marqueur CD31 n'est détectée dans l'autre membre inférieur non-traité. La détection de cellules CD31+ humaines suggère forte- 2859381 14 ment que, dans des conditions in vivo, les cellules FSV-CULT se différencient en cellules endothéliales et contribuent directement à la régénération des vaisseaux. EXEMPLE 4: Différenciation spontanée des cellules FSV-CULT humaines in vitro et dans la matrice de Matrigel en adipocytes ou en cellules endothéliales. 4.1 Matériel et méthodes Les cellules humaines de la fraction stromale vasculaire extra-médullaire (FSV) sont préparées et mises en culture comme dans l'Exemple 2. On réalise le test d'angiogénèse en utilisant la matrice de Matrigel de la façon suivante. On injecte aux souris par voie sous-cutanée un volume de 0,5 ml de matrice de Matrigel contenant 106 de cellules FSV-CULT isolées à partir de tissu de souris, ou de tissu humain. Au 14'ème jour, on sacrifie les souris et on réalise l'analyse comme décrit dans Tamarat R et al. (37). La caractérisation phénotypique est effectuée comme dans l'Exemple 2. 4.2 Résultats Les cellules FSV-CULT se différencient facilement en adipocytes comme le montre la figure 4a. Une étude est réalisée de façon à déterminer si les cellules FSV-CULT se différencient efficacement in vitro ou dans la matrice de Matrigel en cellules endothéliales. Pour tester in vitro leur potentiel de différencia- tion au niveau clonai, ces cellules sont mises en culture dans du milieu semi-solide convenant aux tests clonogéniques (15). Dans ces conditions, les cellules FSV-CULT forment un réseau ayant une structure en forme de tubes creux (Figure 4b). Des anticorps dirigés respectivement contre le marqueur CD31 et contre le facteur de von Willebrand (vWF) marquent fortement les cellules FSV-CULT (Figures 4c et d). Lorsque les cellules FSV-CULT sont injectées en association avec une matrice de Matrigel , les cellules forment à l'intérieur de la matrice de Matrigel de nombreuses structures de type tubulaire et on met en évidence la présence d'érythrocytes dans le lumen de ces structures de type tubulaire démontrant ainsi l'existence d'une structure vasculaire fonctionnelle (Figure 4e et f). Les anticorps dirigés contre le marqueur CD31 et contre le marqueur vWF marquent positivement ces structures ressemblant à des vaisseaux (Figure 4g et h). L'ensemble de ces résultats montre que Ies cellules 2859381 15 FSV-CULT présentent spontanément les propriétés phénotypiques et fonctionnelles de cellules progénitrices endothéliales. EXEMPLE 5: Dédifférenciation d'adipocytes humains matures en culture. 5.1 Matériel et méthodes Les cellules humaines de la fraction stromale vasculaire extra-médullaire (FSV) sont préparées et mises en culture comme dans l'Exemple 2. On obtient ainsi des cellules FSV-CULT. On réalise des cultures de ces cellules en présence de méthyl-cellulose car elle permet d'effectuer une culture clonogénique tout en préservant la fonc-10 tion cellulaire. Les adipocytes dédifférenciés ou les cellules FSV-CULT sont traités par la trypsine à partir de cellules primaires et ensemencés à une concentration de 7x103 cellules/ml dans 1,5 ml de Methocult MG3534, MG, H4534 (StemCell Technologies, Vancouver) ou tout autre milieu équivalent. Les cellules sont mises en culture pendant 10 jours pour stimuler leur développement en cellules ayant une morphologie de type endothélial. Les cellules sont ensuite lavées pour éliminer la méthyl-cellulose et soit fixées pour immunomarquage, soit analysées par cytométrie de flux (Fluorescence Activated Cell Sorter, FACS). Ensuite, on effectue un immunomarquage de la façon suivante. Les colonies des cultures en présence de méthyl-cellulose sont lavées avec du tampon PBS et fixées dans un mélange de méthanol/acétone pendant 20 minutes à 20 C. Les préparations sont alors bloquées dans du PBS contenant 1% de BSA, et incubées pendant 1 heure avec soit des anticorps anti-CD31 humains (Dako, référence MO823) ou des anticorps anti-facteur vWF humain ou de souris. Les échantillons de tissus et les matrices de Matrigel sont traités comme décrit dans Nibbelink M. et al. (35). Des sections de 5 m d'épaisseur sont colorées par la phosphatase alcaline (BCIP/NBT) après avoir été incubées avec un anticorps de Jackson couplés à la phosphatase alcaline, ou alors elles sont colorées par la diaminobenzidine (DAB) après avoir été incubées avec un anticorps primaire puis par un anticorps secondaire biotinylé (Dako Carpinteria, CA) ; l'anticorps anti-complexe IV OxPhos humain provient de Molecular Probes (Eugene, Orégon, USA). 5.2 Résultats L'apparition des cellules endothéliales et des adipocytes à partir de cellules FSV-CULT permet de s'interroger sur l'existence d'un précurseur commun pour ces deux phénotypes. Pour répondre à cette question, une autre approche est utilisée conformément à celle déjà décrite dans l'art antérieur (16; 17; 18; 19) afin d'obtenir une population homogène de cellules précurseurs d'adipocytes à partir de tissu adipeux. Les adipocytes matures sont isolés à partir du tissu, constituant plus de 99% d'une population de cellules flottantes. La seule contamination cellulaire provient de macrophages riches en gouttelettes lipidiques selon un rapport de quelques cellules contaminantes pour 1000 cellules. Lorsque les adipocytes sont mis en culture dans les conditions décrites ci-dessus (17), ils perdent initialement leurs acides gras et changent leur morphologie en cellule de type pré-adipocyte puis en cellule de type fibroblaste qui peut se fixer à la lamelle (Figure 5a et b). Ce changement morpho-logique est associé à des changements fonctionnels étant donné que les adipocytes perdent également leur contenu enzymatique pour la lipolyse et la lipogénèse ainsi que les marqueurs moléculaires (17). Ces cellules ont la capacité de proliférer et de se différencier à nouveau en adipocytes (Figure 5c). La population homogène en cellules adipeuses dédifférenciées humaines (hDDAC) en culture forme des alignements branchus dans un milieu contenant de la méthyl-cellulose (Figure 5d) et co-exprime à plus de 99% les mêmes marqueurs que les cellules FSV-CULT (CD 13, et HLA ABC) mais pas la VE- cadhérine et le marqueur vWF (Figure 5e et f). Comme c'est le cas pour les cellules FSV-CULT, lorsque les cellules hDDAC sont injectées ensemble avec la matrice de Matrigel , elles forment de nombreuses structures de type tubulaire, qui contiennent des érythrocytes dans leur lumen démontrant l'existence d'une structure vasculaire fonctionnelle. EXEMPLE 6: Stimulation de la néovascularisation par des adipocytes dédifférenciés humains dans le muscle ischémique de souris et différenciation de ces adipocytes en cellules endothéliales. 6.1 Matériel et méthodes Les souris ischémiques Nude sont celles déjà présentées dans l'Exemple 1. On réalise des analyses d'angiogénèse comme dans l'Exemple 1. 6.2 Résultats Les cellules hDDAC sont testées pour leur potentiel angiogénique chez les souris Nude. Elles sont injectées dans le muscle de souris ischémique et l'analyse de l'angiogénèse est réalisée 15 jours après ischémie. II apparaît que les cellules hDDAC sont aussi efficaces que les cellules FSV-CULT pour restaurer la vascularisation des membres inférieurs ischémiques (Figure 6a et b). Comme c'est le cas pour les cellules FSV-CULT, on identifie de nombreuses cellules positives pour le marqueur CD31 qui tapissent les vaisseaux nouvellement formés dans le membre inférieur, dans lequel les cellules hDDAC ont été injectées (Figure 6c). RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES 1. Ailhaud G. et al., Annu. Rev. Nutr., 1992, 12, 207-33. 2. Castellot J.J. et al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1982, 79, 5597-601. 3. Bouloumie A. et al., Ann. Endocrinol. (Paris), 2002, 63, 91-5. 4. Wasserman P., The development of adipose tissue, 1965. 5. 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Markers, 1999, 14, 4, 243-246. 2859381 19 REVENDICATIONS 1 ) Utilisation de cellules du tissu adipeux blanc, médullaire ou extramédullaire formant des sous-populations homogènes, exprimant au moins les antigènes de surface suivants: CD13+, HLA ABC+, pour la préparation d'un médica- ment destiné à la reconstruction totale ou partielle d'un réseau vasculaire fonctionnel. 2 ) Utilisation selon la revendication 1, caractérisée en ce que lesdites cellules du tissu adipeux sont représentées par une sous population homogène de cellules de la fraction stromale vasculaire extra-médullaire, susceptibles d'être obtenues par expansion cellulaire limitée en culture. 3 ) Utilisation selon la revendication 2, caractérisée en ce que ladite sous-population homogène de cellules de la fraction stromale vasculaire extra-médullaire est susceptible d'être obtenue par culture contrôlée par une expansion cellulaire limitée par un nombre de passages successifs inférieur à 10 desdites cellules. 4 ) Utilisation selon la revendication 1, caractérisée en ce que lesdites cellules du tissu adipeux sont représentées par une sous-population homogène d'adipocytes matures dédifférenciés. 5 ) Utilisation selon l'une quelconque des revendications 1 à 4, caractérisée en ce que lesdites cellules du tissu adipeux formant des sous-populations homogènes, exprimant au moins les antigènes de surface suivants: CD 13+, HLA ABC+, sont associées à un support polymérique solide ou semi-solide. 6 ) Utilisation selon la revendication 5, caractérisée en ce que ledit support polymérique solide est sélectionné dans le groupe constitué par les matrices membranaires basales reconstituées comprenant au moins l'un des éléments suivants: collagène, laminine et protéoglycanes et les matrices extracellulaires reconstituées comprenant l'un des éléments suivants: fibronectine, collagène, laminine et thrombospondine. 7 ) Utilisation selon la revendication 5 ou la revendication 6, caractérisé en ce que ledit support polymérique peut en outre comprendre des enzymes de dégradation desdites matrices ainsi que des inhibiteurs enzymatiques et des facteurs de croissance. 8 ) Utilisation selon la revendication 5, caractérisée en ce que ledit support polymérique semi-solide est de préférence un dérivé cellulosique et notamment de la méthyl-cellulose. 9 ) Utilisation selon l'une quelconque des revendications 1 à 8, 5 caractérisée en ce que lesdites cellules sont génétiquement modifiées. 10 ) Utilisation selon la revendication 9, caractérisée en ce que lesdites cellules comprennent au moins une mutation d'un gène autologue. 11 ) Utilisation selon la revendication 9, caractérisée en ce que lesdites cellules contiennent au moins une copie d'un gène hétérologue. 12 ) Utilisation selon l'une quelconque des revendications 9 à 11, caractérisée en ce que lesdites cellules sont d'origine humaine 13 ) Utilisation d'une composition contenant des cellules du tissu adipeux blanc, médullaire ou extra-médullaire formant des sous- populations homogènes, exprimant au moins les antigènes de surface suivants: CD 13+, HLA ABC+ tels que définis aux revendications 1 à 12 et au moins un véhicule et/ou un support approprié à une administration parentérale ou intrasite. 14 ) Procédé de culture de cellules du tissu adipeux blanc médullaire ou extra-médullaire formant des sous-populations homogènes, exprimant au moins les antigènes de surface suivants: CD13+, HLA ABC+, lequel procédé est caractérisé en ce qu'il comprend au moins les étapes suivantes: expansion cellulaire limitée par un nombre de passages successifs inférieurs à 10 desdites cellules dudit tissu adipeux sur un support solide convenable comprenant au moins un facteur de croissance apte à stimuler la formation de cellules endothéliales et éventuellement au moins une cytokine convenable; - modification, de manière continue ou transitoire, de l'environnement en oxygène de la culture et - modification de manière continue ou transitoire, de l'équilibre redox des cellules par ajout de molécules pro- ou antioxydantes du milieu extra ou intracellulaire. 15 ) Procédé' selon la revendication 14, caractérisé en ce que le facteur de croissance apte à stimuler la formation de cellules endothéliales est notamment du VEGF, de préférence à une concentration d'environ 10 ng/ml. 16 ) Procédé selon la revendication 14 ou la revendication 15, 5 caractérisé en ce que l'environnement en oxygène de la culture est à 1 % ; de quelques heures à quelques jours.