Brevet FR2853906A1 — publié le 20041022

La présente invention est relative au domaine de la biologie, et plus particulièrement de la production microbiologique d'analogues de bases. La présente invention concerne de nouveaux polypeptides et leurs fragments, isolés de Lactobacillus, ayant au moins une activité N-désoxyribosyltransférase, les polynucléotides codant lesdits polypeptides, les vecteurs de clonage et/ou d'expression incluant lesdits polynucléotides, les cellules transformées par lesdits vecteurs et les anticorps spécifiques dirigés contre lesdits polypeptides. L'invention concerne également un procédé de synthèse enzymatique de désoxyribonucléosides. Les analogues de nucléosides dont la structure comporte des altérations du sucre ou de la base hétérocyclique, forment une famille de molécules actives dans le traitement de nombreuses infections bactériennes, virales, parasitaires et fongiques ainsi que dans la chimiothérapie antitumorale [Périgaud et coll, 1992]. Par ailleurs les propriétés insecticides et herbicides de certains antibiotiques nucléosidiques en font des agents potentiels dans le secteur de l'agrochimie et de l'environnement [Isono, 1988]. L'industrie emploie deux modes de production de ces analogues, la- synthèse organique et la conversion biocatalytique (conversion enzymatique et conversion microbiologique), qui présentent avantages et inconvénients opposés. La synthèse organique permet d'accéder aux structures chimiques les plus variées mais nécessite des étapes multiples et coûteuses en réactifs et en solvants. Au contraire, les méthodes biocatalytiques permettent une production aisée en milieu aqueux mais limitée à un petit nombre de composés possibles du fait de la spécificité des enzymes, qui admettent une gamme limitée d'analogues à la place de leurs substrats physiologiques. Les nucléosides phosphorylases et N-désoxyribosyltransférase, qui proviennent des voies de sauvegarde des purines et pyrimidines chez les bactéries, sont les enzymes les plus utilisées pour ces conversions enzymatiques (Krenisky et coll, 1981). Il existe donc une nécessité urgente d'obtenir des enzymes de conversion de nucléosides et de leurs dérivés, ayant une activité enzymatique élargie afin de diversifier la production industrielle de ces composés. C'est le problème technique que se propose de résoudre les inventeurs de la présente invention. La N-désoxyribosyltransférase de Lactobacillus leichmannii ainsi que celle de L. helveticus, partiellement purifiée ou non, se révèle être le meilleur donneur de groupement glycosyl et tolère un nombre important de variations structurales sur la base. Cette enzyme a été utilisée pour produire un certain nombre d'analogues parmi lesquels il convient de citer la 2-chloro,2'-désoxyadénosine (Carson et coll, 1984), les 2',3'-didésoxynucléosides des bases naturelles (Carson et Wasson, 1988) ou encore plusieurs pyrazolo(3,4-d)pyrimidine et triazolo(4,5-d)pyrimidine dérivés de la 2',3'-didésoxycytidine et de la base correspondante (Fischer et coll, 1990). Dans le but de disposer d'enzymes recombinantes capables de traiter la plus large variété de substrats déviants soit par la base ou par le sucre, les inventeurs ont isolé des gènes codant pour une activité N-désoxyribosyltransférase de différentes souches de lactobacilles. Cette variété d'enzymes Ndésoxyribosyltransférase permet d'augmenter les chances d'obtenir des enzymes à la spécificité élargie par des mutations dans les gènes sauvages ou par des chimères de ces gènes sauvages. Deux classes de N-désoxyribosyltransférase ont été distinguées (Danzin et Cardinaud, 1976), la première (classe I) désigné ptd (pour purine transdésoxyribosylase) catalysant exclusivement l'échange de désoxyribose entre deux purines: dR-Pur + Pur' dR-Pur' + Pur et la deuxième (classe II)- désignés ntd (pour nucléoside transdésoxyribosylase), l'échange de désoxyribose entre une purine et une pyrimidine, entre deux pyrimidines ou entre deux purines: dR-Pyr + Pur dR-Pur + Pyr dR-Pyr + Pyr' dR-Pyr' + Pyr dR-Pur + Pur' dR-Pur' + Pur Seuls deux gènes spécifiant des enzymes de classe II, désignés ntd, ont été rapportés à ce jour (Hück, t997 ; dbjBAA92683.2(-8039914)). La présente invention a donc pour objet un polypeptide isolé ou purifié de Lactobacillus ayant au moins une activité N-désoxyribosyltransférase de séquence d'acides aminés choisi parmi les séquences SEQ ID N 2, SEQ ID N 4, SEQ ID N 6, SEQ ID N 8, SEQ ID N 10, SEQ ID N 12, SEQ ID N 14. Selon un mode préféré de réalisation, le polypeptide selon l'invention est la Ndésoxyribosyltransférase de SEQ ID N 2 (ou SEQ ID N 14) codée par le gène ntd Lh de Lactobacillus helveticus. Selon un second mode préféré de réalisation, le polypeptide selon l'invention est la Ndésoxyribosyltransférase de SEQ ID N 4 codée par le gène ptd Lh de Lactobacillus helveticus. Selon un troisième mode préféré de réalisation, le polypeptide selon l'invention est la Ndésoxyribosyltransférase de SEQ ID N 6 codée par le gène ntd Lf de, Lactobacillus fermentum. Selon un quatrième mode préféré de réalisation, le polypeptide selon l'invention est la Ndésoxyribosyltransférase de SEQ ID N 8 codée par le gène ntd de Lactobacillus crispatus. Selon un cinquième mode préféré de réalisation, le polypeptide selon l'invention est la Ndésoxyribosyltransférase de SEQ ID N 10 codée par le gène ntd de Lactobacillus amylovorus. Selon un sixième mode préféré de réalisation, le polypeptide selon l'invention est la Ndésoxyribosyltransférase de SEQ ID N 12 codée par le gène ntd de Lactobacillus acidophilus. Le polypeptide isolé selon l'invention se caractérise en ce qu'il comprend un polypeptide choisi parmi (a) un polypeptide de séquence SEQ ID N 2, SEQ ID N 4, SEQ ID N 6, SEQ ID N 8, SEQ ID N 10, SEQ ID N 12, SEQ ID N 14; (b) un polypeptide variant de polypeptide de séquences d'acides aminés défini en a) ; (c)un polypeptide homologue au polypeptide défini en (a) ou (b) et comportant au moins 80 % d'identité, de préférence 85 %, 87 %, 90 %, 95 % , 97 % 98 %, 99 % d'identité avec ledit polypeptide de a) ; (d) un fragment d'au moins 15 acides aminés consécutifs de préférence 17,20, 23,25, 30, 40,50, 100,250 amino- acides consécutifs d'un polypeptide défini en a), b) ou c) ; et (e) un fragment biologiquement actif d'un polypeptide défini en a), b) ou c). Le polypeptide selon l'invention se caractérise en ce qu'il permet de satisfaire l'exigence en guanine de certaines souches bactériennes telles PAK6 qui est une souche d'E. coli dont les deux gènes de l'opéron guaBA, qui commandent la conversion de IMP en XMP puis en GMP, ainsi que ceux de l'opéron deoCABD qui commandent la dégradation des désoxynucléosides, ont été délétés. En effet, ces souches pour survivre ou croître nécessitent l'apport de désoxyguanosine (dR-Q) dans le milieu de culture et la présence d'une activité Ndésoxyribosyltransférase d'un polypeptide selon l'invention pour réaliser l'échange : + A dR-A + G. Dans la présente description, on utilisera le terme polypeptide pour désigner également une protéine ou un peptide. On entendra par polypeptide variant l'ensemble des polypeptides mutés pouvant exister naturellement, en particulier chez l'être humain, et qui correspondent notamment à des troncatures, substitutions, délétions et/ou additions de résidus d'amino-acides. Par polypeptide homologue, on entendra désigner les polypeptides présentant, par rapport aux désoxyribosyltransférases naturelles de Lactobacillus selon l'invention, certaines modifications comme en particulier une délétion, addition ou substitution d'au moins un acide aminé, une troncature, un allongement et/ou une fusion chimérique. Parmi les polypeptides homologues, on préfère ceux dont la séquence d'acides aminés présente au moins 80% d'identité, de préférence d'au moins 85%, 87%, 90%, 93%, 95%, 97%, 98%, 99% d'identité avec les séquences d'acides aminés des polypeptides selon l'invention. Dans le cas d'une substitution, un ou plusieurs acides aminés consécutifs ou non consécutifs, peuvent être remplacés par des acides aminés équivalents . L'expression acide aminé équivalent vise ici à désigner tout acide aminé susceptible d'être substitué à l'un des acides aminés de la structure de base sans cependant modifier les caractéristiques ou propriétés fonctionnelles essentielles, comme leurs activités biologiques (c'est- à-dire de désoxyribosyltransférase), des polypeptides correspondants telles que l'induction in vivo d'anticorps capables de reconnaître le polypeptide dont la séquence d'acides aminés est comprise dans la séquence d'acides aminés SEQ ID N 2, SEQ ID N 4, SEQ ID N 6, SEQ ID N 8, SEQ ID N 10, SEQ ID N 12, SEQ ID N 14, ou l'un de ses fragments. Ces acides aminés équivalents peuvent être déterminés soit en s'appuyant sur leur homologie de structure avec les acides aminés auxquels ils se substituent, soit sur les résultats---des essais d'activité biologique croisée auxquels les différents polypeptides sont susceptibles de donner lieu. A titre d'exemple, on mentionnera les possibilités de substitutions susceptibles d'être effectuées sans qu'il en résulte une modification approfondie des activités biologiques des polypeptides modifiés correspondants, les remplacements, par exemple, de la leucine par la valine ou l'isoleucine, de l'acide aspartique par l'acide glutamique, de la glutamine par l'asparagine, de l'arginine par la lysine etc., les substitutions inverses étant naturellement envisageables dans les mêmes conditions. Par fragment de polypeptide, on entend désigner un polypeptide comportant au minimum 15 acides aminés consécutifs, de préférence 17,20, 23,25, 30,40, 50, 100,250 amino-acides consécutifs. Les fragments de polypeptide selon l'invention obtenus par clivage dudit polypeptide par une enzyme protéolytique, par un réactif chimique, ou encore en plaçant ledit polypeptide dans un environnement très acide font également partie de l'invention. Par fragment biologiquement- actif, on entendra désigner en particulier un fragment de séquence d'acides aminés de polypeptide selon l'invention présentant au moins une des caractéristiques ou propriétés fonctionnelles du polypeptide selon l'invention, notamment en ce qu'il comporte une activité Ndésoxyribosyltransférase. Le polypeptide variant, le polypeptide homologue ou le fragment de polypeptide selon l'invention possède au moins 10%, de préférence 20% , 30 , 40%, 50%, 60%, 70%, 80%, 90%, 95% de l'activité N-désoxyribosyltransférase. Différents protocoles connus de l'homme de l'art ont été décrits pour introduire des mutations dans les polypeptides. Parmi ceux-ci il convient de citer à titre d'exemple la réaction de polymérisation en chaîne (PCR) en présence de manganèse (Cadwell et al., 1992). Les mutations peuvent être introduites soit de manière aléatoire - dans ce cas l'étape de mutagenèse est suivie d'une étape de criblage du mutant d'intérêt - soit de manière ciblée. Dans ce dernier cas, les mutations sont de préférence introduites au niveau du site catalytique des N-désoxyribosyltransférases selon l'invention. De préférence un polypeptide selon l'invention est un polypeptide constitué de la séquence SEQ ID N 2, SEQ ID N 4, SEQ ID N 6, SEQ ID N 8, SEQ ID N 10, SEQ ID N 12, SEQ ID N 14 ou d'une séquence possédant au moins 80% d'identité, de préférence au moins 85%, 90%, 95%, 98% et 99% d'identité avec la SEQ ID N 2, SEQ ID N 4, SEQ ID N 6, SEQ ID N 8, SEQ ID N 10, SEQ ID N 12, SEQ ID N 14 après alignement optimal. Par polypeptide dont la séquence d'acides aminés présentant un pourcentage d'identité d'au moins 80%, de préférence d'au moins 85%, 90%, 95%, 98% et 99% après alignement optimal avec une séquence de référence, on entend désigner les polypeptides présentant certaines modifications par rapport au polypeptide de référence, comme en particulier une ou plusieurs délétions, troncations, un allongement, une fusion chimérique, et/ou une ou plusieurs substitutions. Parmi les polypeptides dont la séquence d'acides aminés présente un pourcentage d'identité d'au moins 80%, de préférence d'au moins 85%, 90%, 95%, 98% et 99% après alignement optimal avec les séquences SEQ ID N 2, SEQ ID N 4, SEQ ID N 6, SEQ ID N 8, SEQ ID N 10, SEQ ID N 12, SEQ ID N 14 ou avec l'un de leurs fragments selon l'invention, on préfère les polypeptides variants codés par les séquences peptidiques variantes telles que précédemment définies, en particulier les polypeptides dont la séquence d'acides aminés présente au moins une mutation correspondant notamment à une troncation, délétion, substitution et/ou addition d'au moins un résidu d'acide aminé par rapport aux séquences SEQ ID N 2, SEQ ID N 4, SEQ ID N 6, SEQ ID N 8, SEQ ID N 10, SEQ ID N 12, SEQ ID N 14 ou avec l'un de leurs fragments ; de manière plus préférée, les polypeptides variants présentant au moins une mutation qui diminue la spécificité du polypeptide selon l'invention pour son substrat, de sorte que les polypeptides variants selon l'invention sont capables de catalyser une plus large variété de substrat, afin d'obtenir une gamme plus étendue d'analogues de base. L'invention concerne également un polynucléotide purifié ou isolé caractérisé en ce qu'il code pour un polypeptide tel que défini précédemment, et de préférence pour un polypeptide de séquence SEQ ID N 2, SEQ ID N 4, SEQ ID N 6, SEQ ID N 8, SEQ ID N 10, SEQ ID N 12, SEQ ID N 14. De manière préférée, le polynucléotide selon l'invention possède la séquence SEQ ID N l, SEQ ID N 3, SEQ ID N 5, SEQ ID N 7, SEQ ID N 9, SEQ ID N 11, SEQ ID N 13. Le polynucléotide isolé ou purifié selon l'invention se caractérisé en ce qu'il comprend un polynucléotide choisi parmi (a) SEQ ID N 1, SEQ ID N 3, SEQ ID N 5, SEQ ID N 7, SEQ ID N 9, SEQ ID N 11, SEQ ID N 13 ; (b) la séquence d'un fragment d'au moins 15 nucléotides consécutifs, de préférence d'au moins 18, 21,24, 27,30, 35,40, 50, 75,100, 150, 200 nucléotides consécutifs de la séquence SEQ ID N l, SEQ ID N 3, SEQ ID N 5, SEQ ID N 7, SEQ ID N 9, SEQ ID N 11, SEQ ID N 13; (c) une séquence nucléique présentant un pourcentage d'identité d'au moins 70 %, de préférence d'au moins 75%, 80%, 85%, 90%, 95%, 98% et 99% après alignement optimal avec une séquence définie en a) ou b); (d) la séquence complémentaire ou la séquence d'ARN correspondant à une séquence telle que définie en a), b) ou c) . Le polynucléotide selon l'invention se caractérise également en ce que son expression dans les cellules hôtes, notamment les souches bactériennes telles PAK6, permet de satisfaire à l'exigence en guanine de la dite souche. La souche PAK6 a été déposée à la CNCM le 2 mai 2001 sous le N 1-2664. La souche PAK6 correspond à la souche bactérienne d'Escherichia coli MG 1655 délétée de deux gènes guaA et guaB ainsi que des gènes déoC, déoA, déoB, déoD. La souche PAK6 est auxotrophe pour la guanine en milieu minimal glucose.~ Par acide nucléique, séquence nucléique ou d'acide nucléique, polynucléotide, oligonucléotide, séquence de polynucléotide, séquence nucléotidique, termes qui seront employés indifféremment dans la présente description, on entend désigner un enchaînement précis de nucléotides, modifiés ou non, permettant de définir un fragment ou une région d'un acide nucléique, comportant ou non des nucléotides non naturels, et pouvant correspondre aussi bien à un ADN double brin, un ADN simple brin que des produits de transcription desdits ADN, et/ou un fragment d'ARN. Il doit être compris que la présente invention ne concerne pas les séquences nucléotidiques dans leur environnement chromosomique naturel, c'est-à-dire à l'état naturel. Il s'agit de séquences qui ont été isolées et/ou purifiées, c'est-à-dire qu'elles ont été prélevées directement ou indirectement, par exemple par copie, leur environnement ayant été au moins partiellement modifié. On entend ainsi également désigner les acides nucléiques obtenus par synthèse chimique. Par polynucléotide de séquence complémentaire, on entend désigner tout ADN dont les nucléotides sont complémentaires de ceux de la SEQ ID N l, SEQ ID N 3, SEQ ID N 5, SEQ ID N 7, SEQ ID N 9, SEQ ID N 11, SEQ ID N 13 ou d'une partie de la SEQ ID N 1, SEQ ID N 3, SEQ ID N 5, SEQ ID N 7, SEQ ID N 9, SEQ ID N 11, SEQ ID N 13 et dont l'orientation est inversée. Par pourcentage d'identité entre deux séquences d'acides nucléiques ou d'acides aminés au sens de la présente invention, on entend désigner un pourcentage de nucléotides ou de résidus d'acides aminés identiques entre les deux séquences à comparer, obtenu après le meilleur alignement, ce pourcentage étant purement statistique et les différences entre les deux séquences étant réparties au hasard et sur toute leur longueur. On entend désigner par "meilleur alignement" ou "alignement significatif", l'alignement pour lequel le pourcentage d'identité déterminé comme ci-après est le plus élevé. Les comparaisons de---séquences entre deux séquences d'acides nucléiques ou d'acides aminés sont traditionnellement réalisées en comparant ces séquences après les avoir alignées de manière significative, ladite comparaison étant réalisée par segment ou par fenêtre de comparaison pour identifier et comparer les régions locales de similarité de séquence. L'alignement significatif des séquences pour la comparaison peut être réalisé, outre manuellement, au moyen de l'algorithme d'homologie locale de Smith et Waterman (1981), au moyen de l'algorithme d'homologie locale de Neddleman et Wunsch (1970), au moyen de la méthode de recherche de similarité de Pearson et Lipman (1988), au moyen de logiciels informatiques utilisant ces algorithmes (GAP, BESTFIT, BLAST P, BLAST N, FASTA et TFASTA dans le Wisconsin Genetics Software Package, Genetics Computer Group, 575 Science Dr., Madison, WI). Afin d'obtenir l'alignement significatif, on utilise de préférence le programme BLAST, avec la matrice BLOSUM 62. On peut également utiliser les matrices PAM ou PAM250. Le pourcentage d'identité entre deux séquences d'acides nucléiques ou d'acides aminés est déterminé en comparant ces deux séquences alignées de manière significative, la séquence d'acides nucléiques ou diacides aminés à comparer pouvant comprendre des additions ou des délétions par rapport à la séquence de référence pour un alignement significatif entre ces deux séquences. Le pourcentage d'identité est calculé en déterminant le nombre de positions identiques pour lesquelles le nucléotide ou le résidu d'acide aminé est identique entre les deux séquences, en divisant ce nombre de positions identiques par le nombre total de positions comparées et en multipliant le résultat obtenu par 100 pour obtenir le pourcentage d'identité entre ces deux séquences. Par séquences nucléiques présentant un pourcentage d'identité d'au moins 70%, de préférence d'au moins 75%, 80%, 85%, 90%, 95%, 98% et 99% après alignement significatif avec une séquence de référence, on entend désigner les séquences nucléiques présentant, par rapport à la séquence nucléique de référence, certaines modifications comme en particulier une délétion, une troncation, un allongement, une fusion chimérique, et/ou une substitution, notamment ponctuelle, et dont la séquence nucléique présente au moins 70%, de préférence au moins 75%, 80%, 85%, 90%, 95%, 98% et 99% d'identité après alignement significatif avec la séquence nucléique de référence. Il s'agit de préférence de séquences dont les séquences complémentaires sont susceptibles de s'hybrider spécifiquement avec les séquences SEQ ID N l, SEQ ID N 3, SEQ ID N 5, SEQ ID N 7, SEQ ID N 9, SEQ ID N 11, SEQ ID N 13 de l'invention. De préférence, les conditions d'hybridation spécifiques ou de forte stringence seront telles qu'elles assurent au moins 70%, de préférence d'au moins 75%, 80%,~85%, 90%, 95%, 98% et 99% d'identité après alignement significatif entre l'une des deux séquences et la séquence complémentaire de l'autre. Une hybridation dans des conditions de forte stringence signifie que les conditions de température et de force ionique sont choisies de telle manière qu'elles permettent le maintien de l'hybridation entre deux fragments d'ADN complémentaires. A titre illustratif, des conditions de forte stringence de l'étape -d'hybridation aux 'fins de définir les fragments polynucléotidiques décrits ci-dessus, sont avantageusement les suivantes : l'hybridation ADN-ADN ou ADN-ARN est réalisée en deux étapes : (1) préhybridation à 42 C pendant 3 heures en tampon phosphate (20 mM, pH 7,5) contenant 5 x SSC (1 x SSC correspond à une solution 0,15 M NaCl + 0,015 M citrate de sodium), 50 % de formamide, 7 % de sodium dodécyl sulfate (SDS), 10 x Denhardt's, 5 % de dextran sulfate et 1% d'ADN de sperme de saumon ; (2) hybridation proprement dite pendant 20 heures à une température dépendant de la taille de la sonde (c'est-à-dire : 42 C, pour une sonde de taille > 100 nucléotides) suivie de 2 lavages de 20 minutes à 20 C en 2 x SSC + 2 % SDS, 1 lavage de 20 minutes à 20 C en 0,1 x SSC + 0,1 % SDS. Le dernier lavage est pratiqué en 0,1 x SSC + 0,1 % SDS pendant 30 minutes à 60 C pour une sonde de taille > 100 nucléotides. Les conditions d'hybridation de forte stringence décrites ci-dessus pour un polynucléotide de taille définie, peuvent être adaptées par l'homme du métier pour des oligonucléotides de taille plus grande ou plus petite, selon l'enseignement de Sambrook et al., 1989. Parmi les séquences nucléiques présentant un pourcentage d'identité d'au moins 70 %, de préférence d'au moins 75%, 80%, 85%, 90%, 95%, 98% et 99% après alignement significatif avec la séquence selon l'invention, on préfère également les séquences nucléiques variantes de SEQ ID N l, SEQ ID N 3, SEQ ID N 5, SEQ ID N 7, SEQ ID N 9, SEQ ID N 11, SEQ ID N 13, ou de leurs fragments, c'est-à-dire l'ensemble des séquences nucléiques correspondant à des variants alléliques, c'est-à-dire des variations individuelles -des séquences SEQ ID N 1, SEQ ID N 3, SEQ ID N 5, SEQ ID N 7, SEQ ID N 9, SEQ ID N 11, SEQ ID N 13. Plus particulièrement, l'invention concerne un acide nucléique purifié ou isolé selon la présente invention, caractérisé en ce qu'il comprend ou est constitué de l'une des séquences SEQ ID N 1, SEQ ID N 3, SEQ ID N 5, SEQ ID N 7, SEQ ID N 9, SEQ ID N 11, SEQ ID N 13 de leurs séquences complémentaires ou des séquences de l'ARN correspondant à SEQ ID N 1, SEQ ID N 3, SEQ ID N 5, SEQ ID N 7, SEQ ID N 9, SEQ ID N 11, SEQ ID N 13. Les amorces ou sondes, caractérisées en ce qu'elles comprennent une séquence d'un acide nucléique selon l'invention, font également partie de l'invention. Ainsi, les amorces ou les sondes selon l'invention sont utiles pour la détection, l'identification, le dosage ou l'amplification de séquence d'acide nucléique. En particulier, ils peuvent permettre de mettre en évidence ou de discriminer les séquences nucléiques variantes, ou d'identifier la séquence génomique de nouveaux gènes eucaryotes ou procaryotes, bactériens notamment, et plus précisément de bactéries Lactobacillus, codant pour une N-désoxyribosyltransférase, en utilisant notamment une méthode d'amplification telle que la méthode PCR, ou une méthode apparentée. Selon ~ l'invention, les polynucléotides pouvant être utilisés comme sonde ou comme amorce dans des procédés de détection, d'identification, de dosage ou d'amplification de séquence nucléique, présentent une taille minimale de 10 bases, de préférence d'au moins 15,18, 20,25, 30,40, 50 bases. Selon un mode de réalisation, les amorces selon l'invention sont choisies parmi les séquences SEQ ID N 15 et SEQ ID N 16. Les polynucléotides selon l'invention peuvent ainsi être utilisés comme amorce et/ou sonde dans.des procédés mettant en oeuvre notamment la technique de PCR (amplification en chaîne par polymérase) (Rolfs et al., 1991). Cette technique nécessite le choix de paires d'amorces oligonucléotidiques encadrant le fragment qui doit être amplifié. On peut, par exemple, se référer à la technique décrite dans le brevet américain U.S. N 4 683 202. Les fragments amplifiés peuvent être identifiés, par exemple après une électrophorèse en gel d'agarose ou de polyacrylamide, ou après une technique chromatographique comme la filtration sur gel ou la chromatographie échangeuse d'ions, puis séquences. La spécificité de l'amplification peut être contrôlée en utilisant comme amorces les séquences nucléotidiques de polynucléotides de l'invention et comme matrices, des plasmides contenant ces séquences ou encore les produits d'amplification dérivés. Les fragments nucléotidiques amplifiés peuvent être utilisés comme réactifs dans des réactions d'hybridation afin de mettre en évidence la présence, dans un échantillon biologique, d'un acide nucléique cible de séquence complémentaire à celle desdits fragments nucléotidiques amplifiés. L'invention vise également les acides nucléiques susceptibles d'être obtenus par amplification à l'aide d'amorces selon l'invention. D'autres techniques d'amplification de l'acide nucléique cible peuvent être avantageusement employées comme alternative à la PCR (PCR-like) à l'aide de couple d'amorces de séquences nucléotidiques selon l'invention. Par PCR-like on entend désigner toutes les méthodes mettant en #uvre des reproductions directes ou indirectes des séquences? d'acides nucléiques, ou bien dans lesquelles les systèmes de marquage ont été amplifiés, ces techniques sont bien entendu connues. En général il s'agit de l'amplification de l'ADN par une polymérase ; lorsque l'échantillon d'origine est un ARN il convient préalablement d'effectuer une transcription reverse. Il existe actuellement de très nombreux procédés permettant cette amplification, comme par exemple la technique SDA (Strand Displacement Amplification) ou technique d'amplification à déplacement de brin (Walker et al., 1992), la technique TAS (Transcription-based Amplification System) décrite par Kwoh et al. (1989), la technique 3SR (Self-Sustained Sequence Replication) décrite par Guatelli et al. (1990), la technique NASBA (Nucleic Acid Sequence Based Amplification) décrite par Kievitis et al. (1991), la technique TMA (Transcription Mediated Amplification), la technique LCR (Ligase Chain Reaction) décrite par Landegren et al. (1988), la technique de RCR (Repair Chain Reaction) décrite par Segev (1992), la technique CPR (Cycling Probe Reaction) décrite par Duck et al. (1990), la technique d'amplification à la Q-p-réplicase décrite par Miele et al. (1983). Certaines de ces techniques ont depuis été perfectionnées. Dans le cas où le polynucléotide cible à détecter est un ARNm, on utilise avantageusement, préalablement à la mise en oeuvre d'une réaction d'amplification à l'aide des amorces selon l'invention ou à la mise en oeuvre d'un procédé de détection à l'aide des sondes de l'invention, une enzyme de type transcriptase inverse afin d'obtenir un ADNc à partir de l'ARNm contenu dans l'échantillon biologique. L'ADNc obtenu servira alors de cible pour les amorces ou les sonder mises en #uvre dans le procédé d'amplification ou de détection selon l'invention. La technique d'hybridation de sondes peut être réalisée de manières diverses (Matthews et al., 1988). La méthode la plus générale consiste à immobiliser l'acide nucléique extrait des cellules de différents tissus ou de cellules en culture sur un support (tels que la nitrocellulose, le nylon, le polystyrène) pour réaliser par exemple des puces à ADN, puis à incuber, dans des conditions bien définies, l'acide nucléique cible immobilisé avec la sonde. Après l'hybridation, l'excès de sonde est éliminé et les molécules hybrides formées sont détectées par la méthode appropriée (mesure de la radioactivité, de la fluorescence ou de l'activité enzymatique liée à la sonde). Selon un autre mode de mise en oeuvre des sondes nucléiques selon l'invention, ces dernières peuvent être utilisées comme sondes de capture. Dans ce cas, une sonde, dite sonde de capture , est immobilisée sur un support et sert à capturer par hybridation spécifique l'acide nucléique cible obtenu à partir de l'échantillon biologique à tester et l'acide nucléique cible est ensuite détecté grâce à une seconde sonde, dite sonde de détection , marquée par un élément facilement détectable. Parmi les fragments d'acides nucléiques intéressants, il convient par ailleurs de citer en particulier les oligonucléotides anti-sens, c'est-à-dire dont la structure assure, par hybridation avec la séquence cible, une inhibition de l'expression du produit correspondant. Il faut également citer les oligonucléotides sens qui, par interaction avec des protéines impliquées dans la régulation de l'expression du produit correspondant, induiront soit une-inhibition, soit une activation de cette expression. Les oligonucléotides selon l'invention présente une taille minimale de 9 bases, de préférence d'au moins 10,12, 15,17, 20,25, 30,40, 50 bases. Les sondes, amorces et oligonucléotides selon l'invention peuvent être marqués directement ou indirectement par un composé radioactif ou non radioactif, par des méthodes bien connues de l'homme du métier, afin d'obtenir un signal détectable et/ou quantifiable. Les séquences de polynucléotides selon l'invention non marquées peuvent être utilisées directement comme sonde ou amorce. Les séquences sont généralement marquées pour obtenir des séquences utilisables pour de nombreuses applications. Le marquage des amorces ou des sondes selon l'invention est réalisé par des éléments radioactifs ou par des molécules non radioactives. Parmi les isotopes radioactifs utilisés, on peut citer le 32P, le 33P, le 35S, le 3H ou le 125I. Les entités non radioactives sont sélectionnées parmi les ligands tels la biotine, l'avidine, la streptavidine, la dioxygénine, les haptènes, les colorants, les agents luminescents tels que les agents radioluminescents, chémoluminescents, bioluminescents, fluorescents, phosphorescents. L'invention comprend également une méthode de détection et/ou de dosage d'un polynucléotide selon l'invention, dans un échantillon biologique, caractérisé en ce qu'il comporte les étapes suivantes : (i) d'isolement de l'ADN à partir de l'échantillon biologique à analyser, ou obtention d'un ADNc à partir de l'ARN de l'échantillon biologique-- ; (ii) d'amplification spécifique de l'ADN codant pour le polypeptide selon l'invention à l'aide d'amorces ; (iii) d'analyse des produits d'amplification. C'est également un objet de l'invention de fournir une trousse pour la détection et/ou le dosage d'un acide nucléique selon l'invention, dans un échantillon biologique, caractérisé en ce qu'il comprend les éléments suivants : (i) un couple d'amorces nucléiques selon l'invention, (ii) les réactifs nécessaires pour effectuer une réaction d'amplification d'ADN, et éventuellement (iii) un composant permettant de vérifier la séquence du fragment amplifié, plus particulièrement une sonde selon l'invention. L'invention comprend aussi une méthode de détection et/ou de dosage d'acide nucléique selon l'invention, dans un échantillon biologique, caractérisé en ce qu'il comporte les étapes suivantes : (i) de mise en contact d'un polynucléotide selon l'invention avec un échantillon biologique ; (ii) de détection et/ou de dosage de l'hybride formé entre ledit polynucléotide et l'acide nucléique de l'échantillon biologique. C'est également un objet de l'invention de fournir une trousse pour la détection et/ou le dosage d'acide nucléique selon l'invention, dans un échantillon biologique, caractérisé en ce qu'il comprend les éléments suivants : (i) une sonde selon l'invention, (ii) les réactifs nécessaires à la mise en #uvre d'une réaction d'hybridation, et/ou le cas échéant, (iii) un couple d'amorces selon l'invention, ainsi que les réactifs nécessaires à une réaction d'amplification de l'ADN. De préférence, - - l'échantillon biologique selon l'invention dans lequel sont réalisés la détection et le dosage est constitué par un milieu de culture, un broyat cellulaire, un fluide corporel, par exemple un sérum humain ou animal, du sang, du lait. La présente invention concerne également les vecteurs recombinants de clonage et/ou d'expression comprenant un polynucléotide selon l'invention et/ou exprimant un polypeptide selon l'invention. Une telle cellule hôte est également un objet de l'invention. De préférence, les vecteur) recombinants selon l'invention sont : le vecteur appelé pLH2 comprenant le polynucléotide SEQ ID N l tel que présent dans la souche bactérienne déposée à la CNCM le 30 mai 2001 sous le N I-2676 ; le plasmide pLH2 contient un fragment Alu I de 1,4 kb contenant le gène codant pour la N- désoxyribosyltransférase de type II de Lactobacillus helveticus CNRZ32 cloné dans le site SmaI du plasmide pBAM3 ; le plasmide pLH2, qui exprime cette enzyme, est propagé dans la souche PAK6 auxotrophe pour la guanine ; le vecteur appelé pLH4 comprenant le polynucléotide SEQ ID N 3 tel que présent dans~la souche bactérienne déposée à la CNCM le 30 mai 2001 sous le N I-2677 ; le plasmide pLH4 contient un fragment AluI de 1,6 kb contenant le gène codant pour la N- désoxyribosyltransférase de type I de Lactobacillus helveticus CNRZ32, cloné dans le site SmaI du plasmide pBAM3. Le plasmide pLH4, qui exprime cette enzyme, est propagé dans la souche PAK6 auxotrophe pour la guanine ; le vecteur appelé pLF6 comprenant le polynucléotide SEQ ID N 5 tel que présent dans la souche-bactérienne déposée à la CNCM le 30 mai 2001 sous le N I-2678 ; le plasmide pLF6 contient un fragment AluI de 1,36 kb contenant le gène codant pour la N- désoxyribosyltransférase de type II de Lactobacillus fermentum CIP102780T. Le plasmide pLF6, qui exprime cette enzyme est propagé dans la souche PAK6 auxotrophe pour la guanine ; le vecteur appelé pLA comprenant le polynucléotide SEQ ID N 11 tel que présent dans la souche bactérienne déposée à la CNCM le 21 juin 2001 sous le N 1-2689 ; le plasmide pLA correspond au plasmide pSU19 est cloné aux sites PstI et BamHI un insert contenant le gène codant pour la N- désoxyribosyltransférase de type II de Lactobacillus acidophilus CNRZ 1296. Le plasmide est propagé dans la souche d'Escherichia coli TG-I. Les vecteurs selon l'invention comportent les éléments nécessaires à l'expression, et notamment, de préférence un promoteur, des signaux d'initiation et de terminaison de la traduction, ainsi que des régions appropriées de régulation de la transcription. Ils doivent pouvoir être maintenus de façon stable dans la cellule et peuvent éventuellement posséder des signaux particuliers spécifiant la sécrétion de la protéine traduite. Les différents signaux de contrôle sont choisis en fonction de l'hôte cellulaire utilisé. A cet effet, les séquences d'acide nucléique selon l'invention peuvent être insérées dans des vecteurs à réplication autonome au sein de l'hôte choisi, ou des vecteurs intégratifs de -l'hôte choisi. Parmi ,,- les systèmes à réplication autonome, on utilise de préférence en fonction de la cellule hôte, des systèmes de type plasmide , cosmide , phagemide ou minichromosome , ou des systèmes de type viral, les vecteurs viraux pouvant notamment être des adénovirus (Perricaudet et al., 1992), des rétrovirus, des lentivirus, des poxvirus ou des virus herpétiques (Epstein et al., 1992). L'homme du métier connaît les technologies utilisables pour chacun de ces systèmes. Lorsque l'on souhaite l'intégration de la séquence dans les chromosomes de la cellule hôte, on peut utiliser par exemple des systèmes de type plasmidique ou viral ; de tels virus sont, par exemple, les rétrovirus (Temin, 1986), ou les AAV (Carter, 1993). Parmi les vecteurs non viraux, on préfère les polynucléotides nus tels que l'ADN nu ou l'ARN nu selon la technique développée par la société VICAL, les chromosomes artificiels de bactérie (BAC, "bacterial artificial chromosome"), les chromosomes artificiels de levure (YAC, "yeast artificial chromosome") pour l'expression dans la levure, les chromosomes artificiels de souris (MAC, "mouse artificial chromosome") pour l'expression dans les cellules murines et de manière préférée les chromosomes artificiels d'homme (HAC, "human artificial chromosome") pour l'expression dans les cellules humaines. De tels vecteurs sont préparés selon les méthodes couramment utilisées par l'homme du métier, et les clones en résultant peuvent être introduits dans un hôte approprié par des méthodes standard, telles que par exemple la lipofection, l'électroporation, le choc thermique, la transformation après perméabilisation chimique de la membrane, la fusion cellulaire. L'invention comprend en outre les cellules hôtes, notamment les cellules eucaryotes et procaryotes, transformées par les vecteurs selon l'invention. Parmi les cellules utilisables aux sens de la présente invention, on peut citer les bactéries et les levures. Selon un mode de réalisation préférée de l'invention, la bactérie est choisie parmi le groupe composé de Lactobacillus fermentum, Lactobacillus acidophilus, Lactobacillus amylovorus, Lactobacillus crispatus, Lactobacillus helveticum, Lactobacillus lactis, Escherichia coli, Bacillus subtilis, Campylobacter pylori, Helicobacter pylori, Agrobacterium tuméfaciens, Staphylococcus aureus, Thermophilus aquaticus, Azorhizobium caulinodans, Rhizobium leguminosarum, Neisseria gonorrhoeae, Neisseria meningitis. Selon un mode préféré de réalisation de l'invention, la bactérie est Lactobacillus. Selon un mode préféré, il s'agit de : - la bactérie transformée par le plasmide pLH2 comprenant le polynucléotide SEQ ID N l telle que déposée à la CNCM le 30 mai 2001 sous le N I-2676 ; - la bactérie transformée par~ le plasmide pLH4 comprenant le polynucléotide SEQ ID N 3 telle que déposée à la CNCM le 30 mai 2001 sous le N I-2677 ; - la bactérie transformée par le plasmide pLF6 comprenant le polynucléotide SEQ ID N 5 telle que déposée à la CNCM le 30 mai 2001 sous le N I-2678 ; - la bactérie transformée par le plasmide pLA comprenant le polynucléotide SEQ ID N 11 telle que déposée à la CNCM le 21 juin sous le N I-2689. Selon un autremode préféré de réalisation la bactérie est Escherichia coli. Selon un autre mode de réalisation de l'invention, la cellule est une levure qui est de préférence Saccharomyces cerevisiae, Saccharomyces pombe, Candida albicans. Parmi les cellules hôte selon l'invention, il convient également de citer les cellules d'insectes, les cellules animales ou végétales. De préférence, la cellule selon l'invention est dépourvue d'activité enzymatique susceptible de dégrader ledit désoxyribonucléoside précurseur ou ledit désoxyribonucléoside obtenu par réaction bioenzymatique catalysée par un polypeptide selon l'invention. Alternativement, ladite cellule hôte peut être pourvue d'activités bio-enzymatiques additionnelles destinées à transformer le désoxyribonucléoside précurseur, et/ou le désoxyribonucléoside obtenu par la réaction bioenzymatique catalysée par le polypeptide selon l'invention. Parmi ces activités bio-enzymatiques additionnelles, il convient de citer la phosphorylation, la sulfatation, l'acétylation, la succinylation, la méthylation. La séquence d'acide nucléique codant pour les Ndésoxyribosyltransférases selon l'invention est soit naturellement présente dans ladite cellule soit est introduite dans ladite cellule par les techniques de l'ADN recombinant connues de l'homme du métier. Selon un mode préféré de réalisation, la séquence d'acide nucléique introduite dans ladite cellule par les techniques de l'ADN recombinant et qui code pour une Ndésoxyribosyltransférase selon l'invention est hétérologue. On entend désigner par séquence d'acide 'nucléique hétérologue; 'fane séquence d'acide nucléique qui n'est pas présente naturellement dans-la cellule selon l'invention. La présente invention concerne également les organismes métazoaires, végétaux ou animaux, de préférence les mammifères, excepté l'Homme, comprenant une desdites cellules transformées selon l'invention. Parmi les animaux selon l'invention, on préfère les rongeurs, en particulier les souris, les rats ou les lapins, exprimant au moins un polypeptide selon l'invention. Les cellules de préférence bactériennes, ou fongiques notamment de levure, ainsi que les organismes métazoaires selon l'invention sont utilisables dans une méthode de production de N-désoxyribosyltransférase selon l'invention. La méthode de production d'un polypeptide de l'invention sous forme recombinante, elle-même comprise dans la présente invention, se caractérise en ce que l'on cultive les cellules transformées, notamment les cellules de la présente invention, dans des conditions permettant l'expression et éventuellement la sécrétion d'un polypeptide recombinant codé par une séquence d'acide nucléique selon l'invention, et que l'on récupère ledit polypeptide recombinant. Les polypeptides recombinants susceptibles d'être obtenus par cette méthode de production font également partie de l'invention. Ils peuvent se présenter sous forme glycosylée ou non glycosylée et peuvent présenter ou non la structure tertiaire de la protéine naturelle. Les séquences des polypeptides recombinants peuvent être également -modifiées afin d'améliorer leur solubilité, en particulier dans les solvants aqueux.De telles modifications sont connues de l'homme du métier comme par exemple la délétion de domaines hydrophobes ou la substitution d'acides aminés hydrophobes par des acides aminés hydrophiles. Ces polypeptides peuvent être produits à partir des séquences d'acide nucléique définies ci-dessus, selon les techniques de production de polypeptides recombinants connues de l'homme du métier. Dans ce cas, la séquence d'acide nucléique utilisée est placée sous le contrôle de signaux permettant son expression dans un hôte cellulaire. Un système efficace de production d'un polypeptide recombinant nécessite de disposer d'un vecteur et d'une cellule hôte selon l'invention. Ces cellules peuvent être obtenues par l'introduction dans des cellules hôtes d'une séquence nucléotidique insérée dans un vecteur tel que défini ci-dessus, puis la mise en culture desdites cellules dans des conditions permettant la réplication et/ou l'expression de la séquence nucléotidique transfectée. Les procédés utilisés pour ~la purification d'un polypeptide .recombinant sont connus de l'homme du métier. Le polypeptide recombinant peut être purifié à partir de lysats et extraits cellulaires, du surnageant du milieu de culture, par des méthodes utilisées individuellement ou en combinaison, tels que le fractionnement, les méthodes de chromatographie, les techniques d'immunoaffinité à l'aide d'anticorps monoclonaux ou polyclonaux spécifiques, etc. Une variante préférée consiste à produire un polypeptide recombinant fusionné à une protéine - porteuse (protéine chimère). L'avantage de ce système est qu'il permet une stabilisation et une diminution de la protéolyse du produit recombinant, une augmentation de la solubilité au cours de la renaturation in vitro et/ou une simplification de la purification lorsque le partenaire de fusion possède une affinité pour un ligand spécifique. Les polypeptides selon la présente invention peuvent aussi être obtenus par synthèse chimique en utilisant l'une des nombreuses synthèses peptidiques connues, par exemple les techniques mettant en oeuvre des phases solides ou des techniques utilisant des phases solides partielles, par condensation de fragments ou par une synthèse en solution classique. Les polypeptides obtenus par synthèse chimique et pouvant comporter des acides aminés non naturels correspondants sont également compris dans l'invention. Les ,polypeptides selon l'invention permettent de préparer des anticorps monoclonaux ou polyclonaux. C'est donc également un des objets de la présente invention de fournir un anticorps monoclonal ou polyclonal et ses fragments, caractérisés en ce qu'ils lient sélectivement et/ou spécifiquement un polypeptide selon l'invention. Les anticorps chimériques, les anticorps humanisés et les anticorps simple chaîne font également partie de l'invention. Les fragments d'anticorps selon l'invention sont de préférence des fragments Fab, F(ab')2, Fc ou Fv. Les anticorps polyclonaux pourront être préparés, par exemple par immunisation d'un animal, en particulier une souris, avec un polypeptide selon l'invention associé à un adjuvant de la réponse immunitaire, puis purification des anticorps spécifiques contenus dans le- sérum des animaux immunisés sur une colonne d'affinité sur laquelle a préalablement été fixé le polypeptide ayant servi d'antigène. Les anticorps polyclonaux selon l'invention peuvent aussi être préparés par purification sur une colonne d'affinité, sur laquelle a préalablement été immobilisé un polypeptide selon l'invention. Les anticorps monoclonaux pourront avantageusement être préparés à partir d'hybridomes selon la technique décrite par Kohler et Milstein en 1975. Selon un mode particulier de réalisation de l'invention, l'anticorps est capable d'inhiber l'interaction entre la N-désoxyribosyltransférase de l'invention et son substrat afin d'altérer la fonction physiologique dudit polypeptide N-désoxyribosyl transférase. L'invention concerne également des méthodes pour la détection et/ou la purification d'un polypeptide selon l'invention, caractérisées en ce qu'elles mettent en oeuvre un anticorps selon l'invention. L'invention comprend en outre des polypeptides purifiés, caractérisés en ce qu'ils sont obtenus par une méthode selon l'invention. Par ailleurs, outre leur utilisation pour la purification des polypeptides, les anticorps de l'invention, en particulier les anticorps monoclonaux, peuvent également être utilisés pour la détection de ces polypeptides dans un échantillon biologique. Pour ces différentes utilisations, les anticorps de l'invention pourront également être marqués de la même manière que décrit précédemment pour les sondes nucléiques de l'invention et de manière préférée avec un marquage de type enzymatique, fluorescent ou radioactif. Les anticorps de l'invention constituent également un moyen d'analyse de l'expression de polypeptide selon l'invention, par exemple par immunofluorescence, marquage à l'or, immunoconjugués enzymatiques. Plus généralement, les anticorps de l'invention peuvent être avantageusement mis en #uvre dans toute situation où l'expression d'un polypeptide selon l'invention, normal ou muté, doit être observée, et plus particulièrement en immunocytochimie, en immunohistochimie ou dans des expériences de western blotting . Ainsi, un procédé de détection d'un polypeptide selon l'invention dans un échantillon biologique, comprenant les étapes de mise en contact de l'échantillon biologique avec un anticorps selon l'invention et de mise en évidence du complexe antigène-anticorps formé est également un objet de l'invention. C'est également un des objets de la présente invention de fournir un procédé de synthèse enzymatique in vitro ou in vivo de désoxyribonucléotides caractérisé en ce qu'il comprend au moins une étape réactionnelle catalysée par au moins une N-désoxyribosyltransférase selon l'invention. Le procédé selon l'invention se caractérise en ce que la dite N-désoxyribosyl transférase catalyse l'échange d'une première nucléobase présente dans un désoxyribonucléoside par une seconde nucléobase. Selon un mode préféré de réalisation de l'invention, la dite seconde nucléobase est sélectionnée dans le groupe composé des purines liées par N9, des pyrimidines liées par N1, des azines liées par NI, des imidazoles liées par NI, lesdites secondes ---nucléobases pouvant porter des substitutions des hydrogènes aux positions non liées. De préférence, ladite seconde nucléobase est sélectionnée dans le groupe composé de la 6-méthyl purine, 2-amino-6-méthylmercaptopurine, 6diméthylaminopurine, 5-azacytidine, 2,6-dichloropurine, 6-chloroguanine, 6-chloropurine, 6-aza-thymine, 5fluoro-uracile, éthyl-4-amino-5-imidazole carboxylate, imidazole-4-carboxamide et 1,2,4-triazole-3-carboxamide. La dite première nucléobase est quant à elle, sélectionnée de préférence dans le groupe composé de l'adénine, la guanine, la thymine, l'uracile et l'hypoxanthine. Ces listes ne sont pas exhaustives, et il est évident que des analogues naturels ou nonnaturels de nucléobases peuvent être employés dans la présente invention comme substrat d'une N-désoxyribosyl transférase de l'invention. Facultativement, le procédé in vivo selon l'invention se caractérise en ce qu'il comprend en outre l'étape d'introduire dans la cellule hôte la première nucléobase présente dans un désoxyribonucléoside. Facultativement, le procédé in vivo selon l'invention se caractérise en ce qu'il comprend en outre l'étape d'introduire dans la cellule hôte la seconde nucléobase présente dans un désoxyribonucléoside. Facultativement, le procédé in vivo selon l'invention se caractérise en ce qu'il comprend en outre l'étape d'introduire dans la cellule hôte la première nucléobase présente dans un désoxyribonucléoside et la seconde nucléobase de manière simultanée et/ou décalée dans le temps. Les désoxyribonucléosides susceptibles d'être produit en grande quantité et de manière peu onéreuse par la méthode de biosynthèse selon l'invention constituent donc des composés d'intérêt destinés au traitement préventif ou curatif de pathologies humaines ou animales, tumorales, virales telles que le SIDA (syndrome d'immunodéficience humaine acquise), bactériennes, parasitaires ou fongiques. Alternativement, ces désoxyribonucléosides susceptibles d'être produit en grande quantité et de manière peu onéreuse par la méthode de biosynthèse selon l'invention constituent des herbicides et des insecticides. D'autres caractéristiques et avantages de l'invention apparaissent dans la suite de la description avec les exemples représentés ci-après. EXEMPLES 1. MATERIEL ET METHODES 1. 1. Souches et conditions de culture : Les souches de bactéries lactiques utilisées proviennent de la collection CNRZ (Centre National de Recherche Zootechnique), Unité de Recherches Laitières et Génétique Appliquée, INRA, Jouy en Josas. Elles sont cultivées en bouillon MRS (de Man et coll., J. Appl. Bacteriol., 23 : 130-135, 1960) et incubées à 30 C, 37 C ou 42 C selon les espèces. La souche d'Escherichia coli TG1, fournie par Stratagène, est cultivée dans du LB (Luria broth base lOg/L, Agar-agar 16g/L) sous agitation et à 37 C. 1. 2. Préparation de l'ADN cellulaire total des bactéries lactiques : Les cultures en fin de phase exponentielle sont centrifugées pendant 5 minutes à 13000 g. Le culot correspondant à une -culture de 2 ml est repris dans 200 l de TES (Tris 50 mM, pH8, EDTA 10 mM, pH8, saccharose 250 mM) contenant 20 g/ml de lysozyme et 50 U/ml de mutanolysine (Sigma). Après une incubation d'une heure à 37 C, la clarification de la préparation est obtenue en ajoutant 60 [il de SDS 20%. L'extraction des acides nucléiques est effectuée en ajoutant au lysat 500 l de phénol saturé en eau, pH8, additionné d'hydroxyquinoline 0. 1% et 100 l d'un mélange de chloroforme-alcool isoamylique (24/1, V/V). La solution est homogénéisée puis centrifugée 10 minutes à 13000 g et à température ambiante. La phase supérieure, limpide et contenant les acides nucléiques est gardée. Sur cette dernière, l'extraction est répétée trois fois afin d'éliminer les constituants cellulaires indésirables. Les traces de phénol sont éliminées en ajoutant 500 Fil de chloroforme-alcool isoamylique à la phase aqueuse. Après homogénéisation et centrifugation pendant 3 minutes à 15000 g et à 4 C, les acides nucléiques contenus dans la phase aqueuse supérieure sont précipités par addition d'un volume d'isopropanol froid. Après une incubation d'une heure à -20 C, une centrifugation est effectuée pendant 20 minutes à 15000 g et à 4 C. L'isopropanol est éliminé et remplacé par 500 l d'éthanol 70%. Une dernière centrifugation de 10 minutes à 15000 g et à 4 C permet de récupérer un culot d'acides nucléiques. Celui-ci est mis à sécher dans un évaporateur et remis en suspension dans 200 l d'eau stérile contenant 10 l d'ARNase à 10 g/ l. Après 15 minutes d'incubation à 37 C pour faire agir l'enzyme dégradant les ARN, 10 [il de la solution d'ADN sont mis à migrer par électrophorèse dans un gel d'agarose 0.8% afin d'en évaluer la concentration et la qualité. 1.3. Réaction de polymérisation en chaîne de l' ADN (PCR) : Les réactions de polymérisation en chaîne (PCR) sont effectuées dans un volume réactionnel de 100 [il contenant 20 à 100 ng d'ADN, 0,5 M d'amorces, 200 M des dNTPs (dATP, dCTP, dGTP, dTTP), dans un tampon TrisHC1 pH 9 à 10 mM, KC1 à 50 mM, MgCl2 à 1,5 mM, BSA à 0,002% ainsi que 2,5 unités de la polymérase Taq. Trente cycles d'amplification ont été appliqués (Gene Amp PCR systems 2400, Perkin Elmer). Les inventeurs ont défini deux amorces ntd 1 (SEQ ID N 15) et ntd2 (SEQ ID N 16) à partir de la séquence ntd de Lactobacillus leichmanii décrite par Huck (communication personnelle) : ntd 1 5'-AGA CGA TCT ACT TCG GTG-3' 18 bases Tm= 54 C ntd 2 5'-ACG GCA CCT TCG TAG AAG-3' 18 bases Tm= 56 C 1. 4. Hybridation de type Southern : Restriction enzymatique des ADN. Les ADN totaux sont digérés par une ou plusieurs enzymes de restriction. Les enzymes utilisées sont : BamHI,- BglII, ClaI, EcoRI, HindIII, HpaI, NcoI, NotI, PstI, XbaI, XhoI (Bio-Lab). La digestion est réalisée dans un volume final de 40 l contenant 70 U d'enzyme, 4 \il de tampon NEB (Bio-Lab) 10X et 4 à 8 g d'ADN. L'incubation s'effectue pendant 1h30 à 37 C. Transfert de l'ADN sur une membrane. Les fragments jd'ADN totaux issus de ~la digestion enzymatique sont séparés à l'aide d'un gel d'agarose à 0,7%. Après migration, le gel d'agarose est placé sous agitation dans une solution de dépurination (HC1 0.25N) pendant 30 minutes. Ce procédé permet ainsi le transfert des fragments d'ADN supérieur à 10 kbs. Après rinçage à l'eau, l'ADN est dénaturé en plaçant le gel pendant 40 minutes dans une solution de NaCl 5M, NaOH 0,5M. Le gel est rincé à l'eau puis incubé de nouveau 30 minutes dans une solution de neutralisation, NaCl 1,5M, Tris HC1 0,5M; pH 7,5. Les ADN sont transférés par capillarité sur une membrane de nylon chargée positivement (Hybond N+, Amersham). Ils sont élués par un flux ascendant de SSC 20X (citrate trisodique 0,3M ; NaCL 3M ; pH7). Après le transfert, les ADN sont fixés de manière covalente sur la membrane à l'aide d'un appareil UV Stratalinker 2400 (Stratagene). Préparation de la sonde. La sonde utilisée est un fragment interne du gène ntd de Lactobacillus helveticus amplifié par PCR. La sonde est purifiée à l'aide du kit Wizard (Promega) afin d'éliminer les amorces PCR. La concentration de sonde nécessaire est de 10 ng/1. Le marquage de l'ADN est réalisé en utilisant le kit de marquage ECL (Amersham). Pour ce faire, l'ADN est dénaturé par chauffage 5 minutes à 100 C et immédiatement refroidi dans la glace. Un volume de réactif de marquage (peroxydase) puis un volume de solution de glutaraldhéhyde sont additionnés. Cette solution est incubée pendant 10 minutes à 37 C pour fixer de manière covalente la peroxydase à l'ADN. Hybridation et révélation. Après une préhybridation d'une heure à 42 C dans du tampon d'hybridation, la membrane est hybridée pendant 16h à 42 C en-'présence de la sonde marquée. Afin d'éliminer la sonde fixée de manière non spécifique, la membrane est lavée pendant 20 minutes à 42 C dans deux bains successifs de tampon: urée 6M - SDS 0,4% - SSC 0,5X, puis rincée pendant 5 minutes dans deux bains successifs de tampon : de sodium 0,3M - NaCl 3M pH 7. La révélation est effectuée par autoradiographie selon le protocole du kit ECL. Un premier réactif de révélation contenant du peroxyde d'hydrogène est réduit par la peroxydase fixée sur la sonde. Puis le luminol contenu dans un deuxième réactif de révélation est alors oxydé, produisant de la lumière qui impressionne le film autoradiographique. 1. 5. Clonage de fragments PCR : Les gènes homologues à ntd amplifiés par PCR sont insérés dans le plasmide vecteur pBluescript II SK+ d'E. coli TG1 (Stratagene). Ce plasmide est auparavant restreint- en son site unique par l'enzyme EcoRV (GibcoBRL) qui crée des extrémités franches. Le mélange de digestion est effectué dans un volume de 30 l, contenant 4 l d'ADN. Les fragments des ADN amplifiés à cloner doivent avoir leurs extrémités 5' et 3' franches afin de permettre le clonage. La préparation des extrémités franches de 50 l de produits PCR purifiés à l'aide du kit Wizard (Promega) est réalisée dans un volume réactionnel de 100 l contenant 3,6 unités d'ADN polymérase du phage T4 (Bio-Lab) et 6 unités d'ADN polymérase I (ou fragment de Klenow) (Bio-Lab), n'ayant pas d'activité exonucléasique 5' > 3'. La polymérisation se fait pendant 20 minutes à 11 C puis les enzymes sont inactivées après 10 minutes à 75 C. L'ADN est ensuite précipité en présence de deux volumes d'éthanol 100%, de glycogène et de 10 % d'acétate de sodium 3M, pH 4,8. Le mélange est placé pendant une heure à -20 C puis centrifugé 20 minutes à 15000 g. Le culot est rincé avec 250 l d'éthanol à 70 %, centrifugé à nouveau 10 minutes à 15000 g, séché dans un évaporateur et remis en suspension dans 20 l d'eau stérile. L'ADN restreint du plasmide pBS-SK+ et le fragment amplifié sont mis à co-migrer sur un gel d'agarose à 0,7 % afin d'évaluer leurs concentrations respectives : le nombre de molécules du fragment à cloner doit être trois à quatre fois supérieur à celui du plasmide. La ligation se fait dans un volume de 10 l contenant 60 ng d'insert, 26 ng de plasmide pBS-SK+ restreint, 2 unités de ligase (T4 DNA ligase, Boehringer-Mannheim), pendant la nuit à 16 C. Les produits de ligation sont dialysés sur un filtre Milipore 0,025 m de manière à enlever les sels et à éviter ainsi les arcs électriques lors de l'électroporation. 1. 6. Transformation : Préparation des cellules électro-compétentes de la souche TGl d'E. coli. A partir de 5 ml d'une culture de nuit à 37 C sous agitation, 500 ml de milieu LB sont inoculés. La culture est placée sous agitation à 37 C jusqu'à atteindre une D. O. 600nm = 1. Elle est ensuite refroidie pendant 2 heures dans la glace puis centrifugée pendant 10 minutes à froid à 5000 rpm. Le surnageant est éliminé, le culot est repris dans 400 ml d'eau froide. Cette préparation est centrifugée pendant 10 minutes à froid et à 5000 trs/mn. Le culot obtenu est de nouveau repris dans 250 ml d'eau froide. A la suite d'une centrifugation de 10 minutes, le culot est repris dans 25 ml d'eau froide puis les cellules sont remises en suspension dans un volume final de lml de glycérol 10%, et réparties en aliquot avant d'être congelées rapidement dans l'azote liquide. Transformation par électroporation et sélection des clones. Les cellules électro-compétentes conservées à - 80 C sont décongelées dans la glace puis mises en contact avec 5 l de mélange de ligature dans une cuvette d'électroporation. Le Gene-Pulser (Bio-Rad) est réglé à 200 Volts, 25 mF, 250 Ohms. Les cellules sont ensuite soumises à l'électroporation. On ajoute 1ml d'une solution de SOC (bactopeptone 20g/L, yeast extract 5g/L, NaCl 5M 2ml/L, KC1 1M 2. 5 ml/L, MgCl2,lM lOml/L, MgS04 1M lOml/L), contenant 0.4% de glucose à la suspension cellulaire qui est mise à incuber à 37 C pendant une heure. Les cellules sont ensuite étalées sur un milieu sélectif LB-Xgal (5-bromo-4-chloro-3-indolyl- ss-D-galatoside à lg/mL) -IPTG (isopropythio-j3-D- galactoside, lg/ml) -Ampicilline (50 g/ml), et incubées à 37 C pendant la nuit. Extraction rapide d'ADN plasmidique des clones de E. coli recombinants par lyse alcaline. Les cellules de E. coli transformées et cultivées en milieu LB contenant de l'ampicilline (100 g/ml) sont récoltées par centrifugation à 15000 g pendant 10 minutes à 4 C. Elles sont resuspendues dans fÔO l d'une solution Saccharose 50 mM, Tris-HCl 25mM, pH 8, EDTA 10 mM, pH 8. La lyse alcaline et la dénaturation de l'ADN se fait par ajout de 200 l de NaOH 0. 2N, SDS 1%. L'ensemble est laissé 1 minute à température ambiante après avoir ajouté 200 l de chloroforme. Puis, 150 l d'une solution d'acétate de potassium 5M, acide acétique glacial sont additionnés. L'ensemble est centrifugé pendant 15 min à 13000 g à 4 C. La phase aqueuse contenant l'ADN est précipitée en présence de 2 volumes d'éthanol 100% puis centrifugée pendant 20 minutes à 13000 g à 4 C. Le culot est lavé à l'éthanol 70%, centrifugé 10 minutes à 13000 g puis remis en suspension dans 30 Fil d'eau stérile contenant de l'ARNase à 10 ng/ml. 1. 7. PCR inverse : La PCR inverse permet d'amplifier les régions flanquant un fragment d'ADN de séquence connue. Cette technique se déroule en trois étapes : Digestion de la matrice d'ADN. La matrice d'ADN est digérée par une ou deux enzymes de restriction choisies de telle sorte qu'elles ne coupent pas dans la séquence connue du gène et qu'elles permettent d'obtenir un fragment de taille adaptée (1 à 3 kb). Afin de choisir une enzyme adaptée, l'ADN total est digéré séparément par plusieurs enzymes. Puis des hybridations de type Southern sont réalisées en utilisant comme sonde le fragment d'ADN de séquence connue. Les digestions pour lesquelles la sonde hybride avec un fragment de taille de 1 à 3 kb, sont utilisées pour la PCR inverse. Les fragments d'ADN obtenus par digestion sont circularisés. Pour cela, 100 unités de T4 ADN ligase et 100 \il de tampon de ligation sont ajoutés à 4 à 8 g d'ADN dans un volume final de lml. Le mélange de ligation est mis à incuber à 15 C pendant la nuit. L'ADN ligaturé est ensuite précipité avec 100 l d'acétate de sodium 3M, pH 4.8, 700 l d'isopropanol et 2 l de glycogène puis centrifugé pendant 30 minutes à 13000 g, à 4 C. Le culot est rincé dans 300 fil d'éthanol 70% et centrifugé 10 minutes à 13000 g, à 4 C. Le culot est repris dans 25 l d'eau ultrapure. Amplification des ADN circularisés en utilisant des amorces divergentes. Les réactions de polymérisation en chaîne sont effectuées dans un volume réactionnel de 100 (il contenant 20 à 100 ng d'ADN, 0,5 M d'amorces, 200 M des dNTPs (dATP, dCTP, dGTP, dTTP), dans un tampon Tris-HCl pH 9 à 10 mM, KCl à 50 mM, MgCl2 à 1, 5 mM BSA à 0,002 ainsi que 2,5 unités de la polymérase Taq. L'amplification est effectuée dans les conditions suivantes : 94 C 3 minutes 94 C 30 secondes 50 à 60 C (selon le Tm des amorces utilisées) 1 minute 25 cycles 72 C 3 minutes (Gene Amp PCR systems 2400, Perkin Elmer). Séquençage. Les fragments PCR sont purifiés par le kit Wizard (Promega) afin d'éliminer les oligonucléotides non incorporés, les sels et la Taq polymérase. Le séquençage est réalisé à l'aide d'un séquenceur automatique 373A (Applied Biosystems-Perkin Elmer) en utilisant un kit ABI PRISM Dye Terminator (Perkin Elmer), basé sur l'incorporation de désoxynucléotides phosphate fluorescents lors de la phase d'élongation des amorces. Les réactions de séquences sont effectuées dans un volume réactionnel de 20 l contenant 30 ng d'ADN, 4 l de DyeT Mix (Perkin Elmer Biosystems) et O.lmM d'amorce. Cycle : 96 C 1 minute 96 C 10 secondes 50 C 5 secondes 25 cycles 60 C 4 minutes A chaque réaction de séquence sont ajoutés 20 (il d'acétate'de sodium 3M, pH 4. 6, 50 l d'éthanol à 95% et 1 l de glycogène. La solution est laissée 15 minutes à température ambiante puis centrifugée 20 minutes à 13000 g. Le culot est ensuite rincé avec 250 [il d'éthanol 70% puis centrifugé pendant 10 minutes à 13000 g. Le culot est ensuite repris dans 6 l de bleu de séquence (formamide 83%, EDTA 8.3mM, bleu dextran 2000000 (Sigma) 0.5%). Les échantillons sont dénaturés pendant 3 minutes à 90 C et 3 l sont déposés sur gel d'acrylamide 4%. 2. UN CRIBLE NUTRITIONNEL UNIQUE POUR LES DEUX CLASSES DE N-DESOXYRIBOSYLTRANSFERASE CHEZ ESCHERICHIA COLI. Un crible fonctionnel permettant de sélectionner la production de guanine a été établi chez E. coli, en délétant les deux gènes de l'opéron guaBA qui commande la conversion de IMP en XMP puis en GMP ainsi que ceux de l'opéron deoCABD qui commande la dégradation des désoxynucléosides, pour donner la souche PAK 6. Le génome d'E. coli spécifie une activité permettant de convertir la base G en GMP (guanine phosphoribosyltranférase codée par le gène gpt), ainsi qu'une activité permettant de libérer la base G du désoxynucléoside dR-G (purine nucléoside phosphorylase codée par le gène deoD, dans l'opéron deo). La souche PAK 6 présente donc une exigence en guanine (G) qui ne pourra être satisfaite par l'apport de désoxyguanosine (dR-G). L'utilisation de désoxyguanosine (dR-G) pourra cependant être sélectionnée si une activité Ndésoxyribosyltransférase s'exprime dans la souche PAK6, pour réaliser l'échange : dR-G + A dR-A + G Cet échange entre deux bases purines peut être catalysé par les deux classes d'enzyme. De fait, l'introduction du gène ntd de L. leichmannii dans la souche PAK 6 permet de satisfaire l'exigence en guanine à l'aide de désoxyguanosine (dR-G) et d'adénine (A). 3 . CLONAGE FONCTIONNEL DU GENE PTD DE L. HELVETICUS. Des fragments d'ADN de taille comprise entre 1 et 2kb obtenus par digestion partielle (AluI) de L. helveticus CNRZ 32 furent ligaturés dans un plasmide C-olEl (de type pUC digéré par Smal et déphosphorylé) et le mélange fut utilisé pour transformer la souche PAK6. Les clones transformants furent sélectionnés en milieu minéral glucose additionné de désoxyguanosine (dR-G) et d'adénine (A) à la concentration finale de 0,3mM. L'un des clones transformants se révéla propager un plasmide contenant un insert commandant une activité Ndésoxyribosyltransférase de classe I et déviant du profil de restriction du gène ntd de L. helveticus. La séquence de cet insert révéla un gène spécifiant un polypeptide de 167 acides aminés avec un poids moléculaire de 18790. 70 Daltons présentant une similarité de 28,6% avec le polypeptide NTD de L. leichmanii. La séquence de ce gène désigné ptd dévie de celle des gènes ntd rendant leur hybridation impossible (7,5% d'identité). Incidemment, le gène ntd de L. helveticus commandant une activité N-désoxyribosyltransférase de classe II put être une nouvelle fois isolé parmi les clones transformants sélectionnés. 4. CLONAGE FONCTIONNEL DU GENE NTD DE L. FERMENTUM. Les mêmes opérations de clonage et de sélection nutritionnelle furent effectuées à partir de l'ADN génomique de la souche L. fermentum CIP 102980T. Les clones transformants sélectionnés se révélèrent propager un plasmide dont les inserts présentant des profils de restriction semblables commandaient une activité Ndésoxyribosyltransférase de classe II. La séquence d'un de ces inserts révéla un gène spécifiant un polypeptide de 168 acides aminés avec un poids moléculaire de 18878. 20 Daltons présentant une similarité de 32,9% avec le polypeptide NTD de L. leichmanii et de 36,7% avec le polypeptide PTD de L. helveticus. La séquence de ce gène dévie de celle des gènes ntd et ptd rendant leur hybridation impossible. Le polypeptide NTD de L. fermentum présente une parenté évolutive plus marquée pour l'enzyme de classe I (PTD de L. helveticus) et une appartenance fonctionnelle à la classe II, suggérant une divergence évolutive précoce dans l'évolution de ces enzymes. Son activité enzymatique pourrait se montrer différente de celles des autres espèces, et se prêter à la préparation d'un plus grand spectre de nucléosides. 5. CLONAGE PAR PCR INVERSE DE QUATRE GENES NTD. En utilisant des oligonucléotides dégénérés à partir de régions de la séquence en acides aminés du polypeptide NTD de L. leichmanii (Hück, 1997) un fragment interne au gène ntd de L. helveticus a été amplifié. A partir de ce fragment, des oligonucléotides ont été synthétisés de façon à obtenir la totalité du gène par PCR inverse. A partir des deux séquences ntd de L. leichmannii et de L. helveticus, nous avons redéfini des amorces consensus pour isoler les gènes ntd d'autres espèces de lactobacilles comme L. acidophilus, L. crispatus, L. amylovorus avec la même démarche que celle décrite cidessus. Tableau 1: Croissance de la souche PAK 6 exprimant ou non une activité N-désoxyribosyltransférase sur milieu minéral glucose (in vivo) et activité enzymatique des extraits bruts correspondants (in vitro) in in vivo vitro ~h'.........................-.-....................................."""".....n....""""'"'''''''''''''''''''''''''''''' .....-................. "...n.- ......., ".--- ~.- A G dG dG + A dC + T dG + A dC + A PAK 6 - + ~ - - - pSU19 PAK 6 ntd - + + + + + Ll PAK 6 ntd - + + + + + Lh PAK 6 ptd - + ~ ± + Lh PAK 6 ntd - + + + + + Lf (+) croissance (-) absence de croissance' PAK 6 : MG1655 AguaBA::Apra, Adeo ntd Ll: gène codant pour la N-désoxyribosyltransférase de Lactobacillus leichmannii ntd Lh : codant pour la N-désoxyribosyltransférase de Lactobacillus helveticus ntd Lf : codant pour la N-désoxyribosyltransférase de Lactobacillus fermentum ptd Lh: gène codant pour la purine désoxyribosyltransférase de Lactobacillus helveticus A : adénine ; G : guanine ; T : thymine ; dG : désoxyguanosine ; dC : désoxycytidine REFERENCES Cadwell et al. (1992) Research 2 : 28-33. Carson & Wasson (1988) Biochem. Biophys. Res. Comm. 155, 829-834. Carson et al., (1990) Proc. Natl. Acad.Sci. USA 81, 2232-2236. Carter (1,993) Curr. Op. Biotechnology 3,533. Danzin & Cardinaud(1976) Eur. J. Biochem. 62,365-372. Duck et al. (1990), Biotechniques, 9,142. 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Polypeptide isolé selon la revendication 1 caractérisé en ce que le polypeptide de SEQ ID N 8 est codé par la N-désoxyribosyltransférase codée par le gène ntd de Lactobacillus crispatus. 5. Polypeptide isolé selon la revendication 1 caractérisé en ce que le polypeptide de SEQ ID N 10 est codé par la N-désoxyribosyltransférase codée par le gène ntd de Lactobacillus amylovorus. 6. Polypeptide isolé selon la revendication 1 caractérisé en ce que le polypeptide de SEQ ID N 12 est codé par la N-désoxyribosyltransférase codée par le gène ntd de Lactobacillus acidophilus. 7. Polypeptide isolé caractérisé en ce qu'il comprend un polypeptide choisi parmi : a) un polypeptide de séquence SEQ ID N 4, SEQ ID N 6, SEQ ID N 8, SEQ ID N 10, SEQ ID N 12. b) un polypeptide variant de polypeptide de séquence d'acides aminés défini en a) ; c) un polypeptide homologue au polypeptide défini en a) ou b) et comportant au moins 80 % d'identité avec ledit polypeptide de a) , d) un fragment d'au moins 15 acides aminés consécutifs d'un polypeptide défini en a); e) un fragment biologiquement actif d'un polypeptide défini en a), b) ou c). 8. Polypeptide selon l'une des revendications 1 à 7 caractérisé en ce qu'il permet de satisfaire l'exigence en guanine de la souche PAK6 déposée à la CNCM le 2 mai 2001 sous le ? 1-2664. 9. Polynucléotide purifié ou isolé caractérisé en ce qu'il code pour un polypeptide selon l'une des revendications 1 à 8. 10. Polynucléotide selon la revendication 9 de séquence SEQ ID N 3, SEQ ID N 5, SEQ ID N 7, SEQ ID N 9, SEQ ID N ll, SEQ ID N 13. 11. Polynucléotide isolé caractérisé en ce qu'il comprend un polynucléotide choisi parmi a) SEQ ID N 3, SEQ ID N 5, SEQ ID N 7, SEQ ID N 9, SEQ ID N 11, SEQ ID N 13. b) la séquence d'un fragment d'au moins 15 nucléotides consécutifs de la séquence SEQ ID N 3, SEQ ID N 5, SEQ ID N 7, SEQ ID N 9, SEQ ID N ll, SEQ ID N 13 ; c) une séquence nucléique présentant un pourcentage d'identité d'au moins 70 %, après alignement optimal avec une séquence définie en a) ou b); d) la séquence complémentaire ou la séquence d'ARN correspondant à une séquence telle que définie en a), b) ou c). 12. Polynucléotide selon l'une des revendications 9 à 11 caractérisé en ce que son expression dans les souches PAK6 permet de satisfaire à l'exigence en guanine de la dite souche. 13. Utilisation d'un polynucléotide selon la revendication 11 en tant qu'amorce pour l'amplification ou la polymérisation de séquences nucléiques de Ndésoxyribosyltransférases. 14. Utilisation d'un polynucléotide selon l'une des revendications 9 à 12 en tant que sonde pour la détection de séquences nucléiques de Ndésoxyribosyltransférases. 15. Vecteur recombinant de clonage et/ou d'expression comprenant un polynucléotide selon l'une des revendications 9 à 12 ou exprimant un polypeptide selon l'une quelconque des revendications 1 à 8. 16. Vecteur recombinant appelé pLH4 comprenant le polynucléotide SEQ ID N 3 tel que présent dans la souche bactérienne déposée à la CNCM le 30 mai 2001 sous le N I-2677. 17. Vecteur recombinant appelé pLF6 comprenant le polynucléotide SEQ ID N 5 tel que présent dans la souche bactérienne déposée à la CNCM le 30 mai 2001 sous le N I-2678. 18. Vecteur recombinant appelé pLA comprenant le polynucléotide SEQ ID N 11 tel que présent dans la souche bactérienne déposée à la CNCM le 21 juin 2001 sous le N I-2689. 19. Cellule hôte, caractérisée en ce qu'elle est transformée par un vecteur selon l'une des revendications 15 à 18. 20. Bactérie transformée par le vecteur pLH4 comprenant le polynucléotide SEQ ID N 3 telle que déposée à la CNCM le 30 mai 2001 sous le N I-2677. 21. Bactérie transformée par le vecteur pLF6 comprenant le polynucléotide SEQ ID N 5 telle que déposée à la CNCM le 30 mai 2001 sous le N I-2678. 22. Bactérie transformée par le vecteur pLA comprenant le polynucléotide SEQ ID N 11 telle que déposée à la CNCM le 21 juin 2001 sous le N I-2689. 23. Organisme métazoaire animal ou végétal, excepté l'homme, caractérisé en ce qu'il comprend une cellule selon la revendication 19. 24. Procédé de préparation d'un polypeptide recombinant caractérisé en ce que l'on cultive une cellule hôte selon la revendication 19 ou une bactérie selon l'une des revendications 20 à 22 dans des conditions permettant l'expression et éventuellement la sécrétion dudit polypeptide recombinant et que l'on récupère ledit polypeptide recombinant. 25. Polypeptide recombinant susceptible d'être obtenu par un procédé selon la revendication 24. 26. Anticorps monoclonal ou polyclonal et ses fragments caractérisé en ce qu'il lie sélectivement un polypeptide selon l'une des revendications 1 à 8 ou 25. 27. Procédé de synthèse enzymatique in vitro ou in vivo de désoxyribonucléotides caractérisé en ce qu'il comprend au moins une étape réactionnelle catalysée par une N-désoxyribosyltransférase selon l'une quelconque des revendications 1 à 8. 28. Procédé selon la revendication 27 caractérisé en ce que la dite N-désoxyribosyltransférase catalyse l'échange d'une première nucléobase présente dans un désoxyribonucléoside par une seconde nucléobase. 29. Procédé selon la revendication 28 caractérisé en ce que ladite seconde nucléobase, est sélectionnée dans le groupe composé des purines liées par N9, des 'pyrimidines liées par N1, des azines liées par NI, des imidazoles liées par NI, lesdites secondes nucléobases pouvant porter des substitutions des hydrogènes aux positions non liées. 30. Procédé selon la revendication 29 caractérisé en ce que la dite seconde nucléobase est sélectionnée dans le groupe composé de la 6-méthyl purine, 2-amino-6- méthylmercaptopurine, 6-diméthylaminopurine, 5azacytidine, 2,6-dichloropurine, 6-chloroguanine, 6chloropurine, 6-aza-thymine, 5-fluoro-uracile, éthyl-4amino-5-imidazole carboxylate, imidazole-4-carboxamide et 1,2,4-triazole-3-carboxamide. 31. Procédé selon la revendication 28 caractérisé en ce que la dite première nucléobase est sélectionnée dans le groupe composé de l'adénine, la guanine, la thymine, l'uracile et l'hypoxanthine. 32. Procédé in vivo selon l'une des revendications 28 à 31 caractérisé en ce qu'il comprend en outre l'étape d'introduire dans la cellule hôte la première nucléobase présente dans un désoxyribonucléoside. 33. Procédé in vivo selon l'une des revendications 28 à 31 caractérisé en ce qu'il comprend en outre l'étape d'introduire dans la cellule hôte la seconde nucléobase présente dans un désoxyribonucléoside. 34. Procédé in vivo selon l'une des revendications 28 à 31 caractérisé en ce qu'il comprend en outre l'étape d'introduire dans la cellule hôte la première nucléobase présente dans un désoxyribonucléoside et la seconde nucléobase de manière simultanée et/ou décalée dans le temps