Brevet FR2822164A1 — publié le 20020920

POLYPEPTIDES DERIVES DES ARN POLYMERASE, ET LEURS UTILISATIONS La présente invention a pour objet des polypeptides dérivés des ARN polymérases, encore désignés ARN polymérases mutées, ainsi que leurs utilisations, notamment dans le domaine de la préparation in vivo ou in vitro d'ARN d'intérêt. Lorsqu'il s'agit d'obtenir des quantités importantes de molécules d'ADN de séquence parfaitement définie, de haute pureté et de taille modeste (10 à 100 nt) la synthèse chimique est à ce jour la méthode la plus économique. Il existe maintenant sur le marché de très nombreuses entreprises qui réalisent ces synthèses à la demande. Ces mêmes sociétés proposent aussi la synthèse chimique d'ARN mais la technologie est telle que le coût, au moins dix fois plus élevé que pour l'ADN, est actuellement prohibitif. On privilégie alors la synthèse enzymatique en utilisant une ARN polymérase couplée à une matrice ADN, synthétisée chimiquement ou d'origine plasmidique, qui comporte la séquence à transcrire en aval de la séquence promoteur de la polymérase utilisée. Les éléments nécessaires (polymérases, rNTP, vecteurs de clonage) sont disponibles sur le marché sous forme de kits optimisés. L'ARN polymérase du bactériophage T7 est très largement utilisée pour effectuer des réactions de transcription in vitro dans le but de synthétiser des quantités importantes (jusqu'à un milligramme) d'ARN à partir de matrices d'ADN recombinant. Ces ARN synthétisés in vitro sont nécessaires pour de nombreuses applications de la Biologie, des Biotechnologies et de la Pharmacie ; on peut citer entre autres : - la traduction in vitro. - l'étude de la maturation des ARN. - l'effet des ARN anti-sens sur l'expression des gènes. - les interactions ARN-protéines. - la synthèse d'homologues de petits ARN cellulaires (ARNt,'ARNr). - la production de ribozymes. Plus généralement ces ARN sont aussi utilisés comme sondes moléculaires et comme substrats d'études structurales. Or, l'activité sur une matrice d'ADN donnée de l'ARN polymérase de T7 (et de toutes les autres ARN polymérases connues d'ailleurs) est fortement dépendante de la nature des 6- 12 premiers nucléotides transcrits (Séquence Initialement Transcrite, ou ITS) de la séquence nucléotidique codant pour un ARN donné (Milligan et al., 1987). Si l'ITS diffère trop de la séquence consensus 5'GGGAGA... alors la polymérase avorte fréquemment et une quantité importante des ribonucléosides triphosphates est consommée pour synthétiser de petits ARN abortifs au détriment des grands ARN souhaités. De ce fait, l'expérimentateur est généralement contraint, pour obtenir une transcription efficace, de modifier la séquence qu'il souhaite transcrire pour lui ajouter une ITS favorable (encore désignée ITS consensus ou consensuelle). Dans de nombreux cas, cette contrainte est très gênante, voire inacceptable. Une méthode potentielle pour obtenir un ARN d'extrémité 5'quelconque non consensuelle utilise un post traitement d'un ARN comportant la séquence désirée en aval d'une ITS consensus ; ce dernier ARN (cible) peut donc être produit en abondance. Il faut de plus synthétiser chimiquement un oligonucléotide chimérique ADN-ARN dont la séquence ADN est complémentaire de l'extrémité 3'de l'ARN à éliminer puis digérer par la RNase H l'hybride que peut former l'oligo avec le transcrit cible. Cette méthode complexe et onéreuse se justifie si l'ARN souhaité est de très grande taille et si son extrémité 5'doit être rigoureusement définie. (Li et al. 1999, Lapham et al. 1997). L'addition, dans le milieu réactionnel, de polyamines de synthèses peut accroître la production d'ARN en diminuant semble-t-il le nombre de cycles abortifs ; cependant la détermination des conditions expérimentales optimales (choix de la polyamine, concentration d'utilisation) nécessite une recherche au cas par cas. Notons de plus que l'effet de ces polyamines est faible voire nul lorsque la matrice est d'origine plasmidique (double brin) (Frugier et al. 1994). Ces deux méthodes utilisent des réactifs qui ne sont pas d'usage courant (polyamines ou oligonucléotides spécifiques) et sont peu adaptées à une utilisation de routine. Il est évident que la possibilité de disposer au départ d'une polymérase qui par nature avorte moins serait une manière beaucoup plus simple de résoudre la difficulté. L'invention découle de la mise en évidence par les Inventeurs du fait que la modification de la séquence peptidique des ARN polymérases était susceptible de diminuer la sensibilité des ARN polymérases ainsi modifiées à la nature de l'ITS des séquences nucléotidiques à transcrire. L'invention a pour but de fournir des polypeptides dérivés des ARN polymérases sauvages habituellement utilisées dans le cadre de la production d'ARN d'intérêt, qui soient nettement moins sensibles à la nature de l'ITS non consensuelle que lesdites ARN polymérases sauvages. L'invention a également pour but de fournir de nouveaux procédés de production d'ARN d'intérêt avec des rendements supérieurs aux procédés utilisant des ARN polymérases sauvages lorsque ces dernières sont sensibles à l'ITS de la séquence nucléotidique codant pour ledit ARN d'intérêt. L'invention a pour objet l'utilisation d'ARN polymérases mutées, à savoir d'ARN polymérases dont la chaîne peptidique est modifiée, par rapport aux ARN polymérases sauvages dont elles dérivent, par substitution, ou délétion, ou addition d'au moins un acide aminé, cette modification ayant pour effet de diminuer la sensibilité desdites ARN polymérases à l'ITS contenue dans la séquence d'ADN codant pour un ARN d'intérêt, pour la mise en oeuvre d'un procédé de production dudit ARN d'intérêt, à partir de séquences nucléotidiques déterminées comprenant une séquence d'ADN codant pour ledit ARN d'intérêt et dont la transcription est placée sous le contrôle d'un promoteur reconnu par les ARN polymérases sauvages et les ARN polymérases mutées susmentionnées, ledit procédé ayant un rendement de production dudit ARN supérieur au rendement obtenu dans le cas de l'utilisation des ARN polymérases sauvages (en présence de la même ITS non consensuelle que celle contenue dans la séquence d'ADN codant pour ledit ARN d'intérêt). L'activité desdites ARN polymérases ainsi mutées dans le cadre de la transcription de la séquence d'ADN codant pour ledit ARN d'intérêt est nettement moins affectée par la nature des nucléotides constituant l'ITS non consensuelle de cette séquence d'ADN, que ne l'est celle des ARN polymérases sauvages dont elles dérivent, ce qui permet à ces ARN polymérases mutées d'être jusqu'à environ 40 fois plus actives que les polymérases sauvages, et donc au procédé susmentionné de la présente invention d'être caractérisé par un rendement de production dudit ARN supérieur au rendement obtenu dans le cas de l'utilisation des ARN polymérases sauvages en présence de cette même ITS non consensuelle. Selon un autre aspect particulièrement avantageux de l'invention, les ARN polymérases mutées de l'invention permettent d'obtenir des ARN d'intérêt avec un rendement quasiment identique quelque soit l'ITS présente dans la séquence codant pour ledit ARN d'intérêt. Avantageusement, l'utilisation des ARN polymérases mutées susmentionnées, permet la mise en oeuvre d'un procédé de production d'ARN d'intérêt dont le rendement est jusqu'à environ dix fois supérieur au rendement obtenu dans le cas de l'utilisation des ARN polymérases sauvages en présence d'une ITS non consensuelle. Les ARN d'intérêt susceptibles d'être produits en plus grande quantité dans le cadre de la mise en oeuvre d'un procédé selon l'invention utilisant les ARN polymérases mutées susmentionnées, sont des ARN naturels ou chimériques, lesdits ARN comprenant le cas échéant un ou plusieurs nucléoside monophosphate non canonique (à savoir par exemple un désoxy-ribose à la place d'un ribose, ledit sucre pouvant lui-même éventuellement porter un analogue d'une des bases nucléiques naturelles si cet analogue est reconnu comme tel par la polymérase). Dans ce dernier cas, la présente invention a également pour objet l'application du procédé susmentionné utilisant lesdites ARN polymérases susmentionnées, à la mise en oeuvre d'une méthode de détermination de la séquence d'une molécule d'acide nucléique. Les ARN polymérases mutées utilisées sont avantageusement celles dérivant de polymérases monomériques phagiques sauvages, notamment celles issues d'ARN polymérases monomériques de bactériophages tels que T7, T3, Kl1, SP6, respectivement décrites notamment dans l'article de W. T. Me Allister and C. A. Raskin, Molecular Microbiology (1993), 10 (1), 1-6. De préférence les ARN polymérases mutées susmentionnées sont celles dérivant des ARN polymérases sauvages dont l'un au moins des acides aminés situés entre les positions 1 et environ 410, notamment entre les positions 90 et 320 environ, plus particulièrement entre les positions 115 et 300, est modifié par substitution ou délétion. Avantageusement, les ARN polymérases mutées utilisées sont celles comprenant une leucine en position 266, en substitution de la proline située en position 266 chez l'ARN polymérase sauvage de T7, ou de la proline située en position homologue chez les ARN polymérases sauvages de bactériophages, telle que la proline située aux positions 267 chez T3,289 chez Kll, et 239 chez SP6. L'invention a plus particulièrement pour objet l'utilisation susmentionnée de toute ARN polymérase mutée telle que définie ci-dessus, dont la proline définie ci-dessus, et/ou l'un au moins des acides aminés situés au voisinage de la proline susmentionnée, à savoir un acide aminé situé à une distance inférieure ou égale à 10 angström environ de la proline en question, lorsque l'on considère ladite ARN polymérase dans sa structure tridimensionnelle, est modifié par substitution ou délétion. L'invention concerne également l'utilisation susmentionnée des ARN polymérases mutées particulièrement préférées choisies parmi les suivantes : * celles dérivées de l'ARN polymérase sauvage T7, et comprenant au moins l'une des mutations suivantes : - remplacement de l'isoleucine (I) en position 117 par une valine (V), - remplacement de l'isoleucine (I) en position 119 par une valine (V), - remplacement de la valine (V) en position 134 par une alanine (A), - remplacement de l'acide aspartique (D) en position 147 par l'asparagine (N), - remplacement de l'histidine (H) en position 230 par une arginine (R), - remplacement de la proline (P) en position 266 par une leucine (L), - remplacement de l'arginine (R) en position 291 par une cystéine (C), - remplacement de la tyrosine (Y) en position 639 par une phénylalanine (F), - remplacement de l'isoleucine (I) en position 810 par une asparagine (N), * celles dérivées de l'ARN polymérase sauvage T3, et comprenant au moins l'une des mutations suivantes : - remplacement de l'acide aspartique (D) en position 148 par l'asparagine (N), - remplacement de la proline (P) en position 267 par une leucine (L), - remplacement de l'arginine (R) en position 292 par une cystéine (C), - remplacement de la tyrosine (Y) en position 640 par une phénylalanine (F), - remplacement de l'isoleucine (I) en position 811 par une asparagine (N), * celles dérivées de l'ARN polymérase sauvage Kl 1, et comprenant au moins l'une des mutations suivantes : - remplacement de l'acide aspartique (D) en position 167 par l'asparagine (N), - remplacement de la proline (P) en position 289 par une leucine (L), - remplacement de l'arginine (R) en position 314 par une cystéine (C), - remplacement de la tyrosine (Y) en position 662 par une phénylalanine (F), - remplacement de l'isoleucine (I) en position 833 par une asparagine (N), * celles dérivées de l'ARN polymérase sauvage SP6, et comprenant au moins l'une des mutations suivantes : - remplacement de l'acide aspartique (D) en position 117 par l'asparagine (N), - remplacement de la proline (P) en position 239 par une leucine (L), - remplacement de la tyrosine (Y) en position 631 par une phénylalanine (F), - remplacement de l'isoleucine (I) en position 804 par une asparagine (N). L'invention a plus particulièrement pour objet l'utilisation susmentionnée des ARN polymérases mutées suivantes : - l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 2, comprenant une leucine en position 266 en substitution de la proline, - l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 4, comprenant une valine en position 117 en substitution de l'isoleucine, et une alanine en position 134 en substitution de la valine, -1'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 6, comprenant une valine en position 119 en substitution de l'isoleucine, et une asparagine en position 147 en substitution de l'acide aspartique, - l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 8, comprenant une arginine en position 230 en substitution de l'histidine, et une cystéine en position 291 en substitution de l'arginine, - l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 10, comprenant une leucine en position 266 en substitution de la proline, et une phénylalanine en position 639 en substitution de la tyrosine, - l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 12, comprenant une asparagine en position 810 en substitution de l'isoleucine, - l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 14, comprenant une leucine en position 266 en substitution de la proline, et une asparagine en position 810 en substitution de l'isoleucine, - l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 16, comprenant une valine en position 119 en substitution de l'isoleucine, une asparagine en position 147 en substitution de l'acide aspartique, et une asparagine en position 810 en substitution de l'isoleucine. L'invention a également pour objet l'utilisation décrite ci-dessus d'ARN polymérases mutées susmentionnées comprenant en plus de la (ou des) modification (s) d'acide (s) aminé (s) définies ci-dessus, la modification, par substitution, ou délétion, ou addition, d'au moins un autre acide aminé impliqué dans un autre mécanisme que celui de la sensibilité à l'ITS dans le cadre de la transcription de séquences d'ADN, tel qu'une modification d'un acide aminé permettant à l'ARN polymérase ainsi modifiée d'incorporer des nucléosides triphosphates non canoniques (par exemple des dNTP) dans une chemie d'ARN. A ce titre l'invention a plus particulièrement pour objet l'utilisation susmentionnée d'ARN polymérases mutées telles que définies ci-dessus, comprenant en plus de la (ou des) mutation (s) définie (s) ci-dessus, une mutation correspondant à la substitution de la tyrosine en position 639 chez T7, ou en position analogue chez les autres polymérases définies ci-dessus, par une phénylalanine. A ce titre encore, l'invention concerne plus particulièrement l'utilisation de l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID Nu : 10 susmentionnée. L'invention concerne également tout procédé de préparation d'ARN polymérases mutées telles que définies ci-dessus, à savoir d'ARN polymérases dont l'activité de transcription d'une séquence nucléotidique déterminée comprenant une séquence d'ADN codant pour un ARN d'intérêt et dont la transcription est placée sous le contrôle d'un promoteur reconnu par les ARN polymérases mutées et par les ARN polymérases sauvages dont elles sont issues, est supérieure à l'activité de transcription de cette séquence déterminée par les ARN polymérases sauvages, notamment de préparation d'ARN polymérases mutées étant jusqu'à environ 40 fois plus actives que lesdites ARN polymérases sauvages dans le cadre de la mise en oeuvre de procédés de production d'ARN d'intérêt à partir de ladite séquence nucléotidique déterminée, ledit procédé comprenant : - une étape de modification de la chemie peptidique des ARN polymérases sauvages par substitution, ou délétion ou addition d'au moins un codon du gène codant pour lesdites ARN polymérases sauvages, et transformation de cellules appropriées, telle que E. coli, avec des vecteurs contenant le gène ainsi modifié, - détection des cellules susmentionnées produisant des ARN polymérases mutées pour lesquelles le rendement de la production d'un marqueur particulier au sein de cellules appropriées, telle que E. coli, notamment au sein des cellules susmentionnées, tel qu'un marqueur de résistance à un antibiotique, ou un marqueur chromogène, codé par une séquence nucléotidique insérée en aval du promoteur reconnu par les ARN polymérases susmentionnées, ce promoteur et la séquence codant pour le marqueur étant séparés par une ITS dont la nature des 6 à 12 premiers nucléotides environ est connue pour affecter l'activité des ARN polymérases sauvages, est supérieur au rendement de la production de ce même marqueur obtenu par utilisation des ARN polymérases sauvages dans les mêmes conditions, - purification des ARN polymérases mutées susmentionnées à partir des cellules détectées à l'étape précédente. L'invention a plus particulièrement pour objet l'utilisation susmentionnée, d'ARN polymérases mutées telles qu'obtenues par mise en oeuvre du procédé de préparation défini cidessus. L'invention concerne également les ARN polymérases mutées telles qu'obtenues par mise en oeuvre d'un procédé de préparation défini ci-dessus. L'invention a plus particulièrement pour objet les ARN polymérases mutées telles qu'obtenues par mise en oeuvre d'un procédé de préparation défini ci-dessus, issues de la modification de polymérases monomériques phagiques sauvages, notamment issues d'ARN 1 erases monoméri polymérases monomériques de bactériophages tels que T7, T3, Kl 1, SP6. L'invention a également pour objet les ARN polymérases mutées susmentionnées dérivant des ARN polymérases sauvages dont l'un au moins des acides aminés situés entre les positions 1 et environ 410, notamment entre les positions 90 et 320 environ, plus particulièrement entre les positions 115 et 300, est modifié par substitution ou délétion. L'invention a plus particulièrement pour objet les ARN polymérases mutées susmentionnées comprenant une leucine en position 266, en substitution de la proline en position 266 chez l'ARN polymérase sauvage de T7, ou dans les positions homologues chez les ARN polymérases sauvages de bactériophages, telles que les positions 267 chez T3,289 chez Kll, et 239 chez SP6. L'invention a plus particulièrement pour objet encore toute ARN polymérase mutée telle que définie ci-dessus, dont la proline définie ci-dessus, et/ou l'un au moins des acides aminés situés au voisinage de la proline susmentionnée, à savoir un acide aminé situé à une distance inférieure ou égale à 10 angström environ de la proline en question, lorsque l'on considère ladite ARN polymérase dans sa structure tridimensionnelle, est modifié par substitution ou délétion. L'invention concerne plus particulièrement les ARN polymérases mutées dérivées des ARN polymérases sauvages telles que T7, T3, Kll ou SP6, et comprenant au moins l'une des mutations suivantes : * celles dérivées de l'ARN polymérase sauvage T7, et comprenant au moins l'une des mutations suivantes : - remplacement de l'isoleucine (I) en position 117 par une valine (V), - remplacement de l'isoleucine (I) en position 119 par une valine (V), - remplacement de la valine (V) en position 134 par une alanine (A), - remplacement de l'acide aspartique (D) en position 147 par l'asparagine (N), - remplacement de l'histidine (H) en position 230 par une arginine (R), - remplacement de la proline (P) en position 266 par une leucine (L), - remplacement de l'arginine (R) en position 291 par une cystéine (C), - remplacement de la tyrosine (Y) en position 639 par une phénylalanine (F), - remplacement de l'isoleucine (I) en position 810 par une asparagine (N), * celles dérivées de l'ARN polymérase sauvage T3, et comprenant au moins l'une des mutations suivantes : - remplacement de l'acide aspartique (D) en position 148 par l'asparagine (N), - remplacement de la proline (P) en position 267 par une leucine (L), - remplacement de l'arginine (R) en position 292 par une cystéine (C), - remplacement de la tyrosine (Y) en position 640 par une phénylalanine (F), - remplacement de l'isoleucine (I) en position 811 par une asparagine (N), * celles dérivées de l'ARN polymérase sauvage Kll, et comprenant au moins l'une des mutations suivantes : - remplacement de l'acide aspartique (D) en position 167 par l'asparagine (N), - remplacement de la proline (P) en position 289 par une leucine (L), - remplacement de l'arginine (R) en position 314 par une cystéine (C), - remplacement de la tyrosine (Y) en position 662 par une phénylalanine (F), - remplacement de l'isoleucine (I) en position 833 par une asparagine (N), * celles dérivées de l'ARN polymérase sauvage SP6, et comprenant au moins l'une des mutations suivantes : - remplacement de l'acide aspartique (D) en position 117 par l'asparagine (N), - remplacement de la proline (P) en position 239 par une leucine (L), - remplacement de la tyrosine (Y) en position 631 par une phénylalanine (F), - remplacement de l'isoleucine (I) en position 804 par une asparagine (N). L'invention a plus particulièrement pour objet les ARN polymérases mutées suivantes : - l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 2, comprenant une leucine en position 266 en substitution de la proline, - l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 4, comprenant une valine en position 117 en substitution de l'isoleucine, et une alanine en position 134 en substitution de la valine, - l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 6, comprenant une valine en position 119 en substitution de l'isoleucine, et une asparagine en position 147 en substitution de l'acide aspartique, - l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 8, comprenant une arginine en position 230 en substitution de l'histidine, et une cystéine en position 291 en substitution de l'arginine, - l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 10, comprenant une leucine en position 266 en substitution de la proline, et une phénylalanine en position 639 en substitution de la tyrosine, - l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 12, comprenant une asparagine en position 810 en substitution de l'isoleucine, - l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 14, comprenant une leucine en position 266 en substitution de la proline, et une asparagine en position 810 en substitution de l'isoleucine, - l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 16, comprenant une valine en position 119 en substitution de l'isoleucine, une asparagine en position 147 en substitution de l'acide aspartique, et une asparagine en position 810 en substitution de l'isoleucine. L'invention concerne également les séquences nucléotidiques codant pour une ARN polymérase mutée telle que définie ci-dessus. A ce titre l'invention a plus particulièrement pour objet les séquences nucléotidiques SEQ ID NO : 1,3, 5,7, 9, 11, 13,15, codant respectivement pour les protéines SEQ ID NO : 2,4, 6,8, 10,12, 14,16, susmentionnées, ou toute séquence nucléotidique dérivée des séquences nucléotidiques susmentionnées par dégénérescence du code génétique et conservant la propriété de coder pour les protéines susmentionnées. L'invention a également pour objet tout vecteur, notamment tout plasmide, contenant une séquence nucléotidique telle que définie ci-dessus. L'invention a également pour objet toute cellule transformée par un vecteur susmentionné, ladite cellule étant choisie notamment parmi celles des bactéries (E. coli par exemple), des levures, ou des eucaryotes supérieurs. L'invention concerne également tout procédé de préparation d'ARN polymérases mutées susmentionnées, comprenant la mise en culture de cellules transformées définies ci-dessus dans un milieu de culture approprié, et la purification des ARN polymérases produites par lesdites cellules. L'invention a également pour objet tout procédé de préparation in vitro d'ARN d'intérêt, comprenant la mise en présence dans un milieu approprié d'au moins une ARN polymérase mutée telle que définie ci-dessus, avec des séquences nucléotidiques déterminées comprenant une séquence d'ADN codant pour ledit ARN d'intérêt et dont la transcription est placée sous le contrôle d'un promoteur reconnu par les ARN polymérases sauvages et les ARN polymérases mutées susmentionnées. L'invention concerne également tout procédé de préparation in vivo d'ARN d'intérêt, comprenant la mise en culture de cellules telles que définies ci-dessus, lesdites cellules produisant au moins une ARN polymérase mutée selon l'invention, et dont le génome a été modifié de manière à contenir des séquences nucléotidiques déterminées comprenant une séquence d'ADN codant pour ledit ARN d'intérêt et dont la transcription est placée sous le contrôle d'un promoteur reconnu par les ARN polymérases sauvages et les ARN polymérases mutées susmentionnées. L'invention a également pour objet tout procédé de préparation in vivo de protéines d'intérêt comprenant la mise en culture de cellules telles que définies ci-dessus, lesdites cellules produisant au moins une ARN polymérase mutée selon l'invention, et dont le génome a été modifié de manière à contenir des séquences nucléotidiques déterminées comprenant une séquence d'ADN codant pour lesdites protéines d'intérêt et dont la transcription est placée sous le contrôle d'un promoteur reconnu par les ARN polymérases sauvages et les ARN polymérases mutées susmentionnées. Avantageusement, dans le cas de la mise en oeuvre de procédés de préparation de protéines d'intérêt tels que décrits ci-dessus, les ARN polymérases mutées produites par les cellules, sont choisies parmi SEQ ID NO : 12,14 et 16, et les cellules utilisées sont des cellules eucaryotes. L'invention concerne également tout procédé de préparation in vitro ou in vivo d'ARN ou de protéines d'intérêt, tel que décrit ci-dessus, et comprenant en plus une étape d'addition de polyamines de synthèse telles que décrites par Frugier et al. Parmi les polyamines susceptibles d'être utilisées, on peut citer les suivantes : (CH2) 3NH (CHoNH (CH2) 3NH, NH2 (CH2) 3NH (CH2) 3NH (CH2), oNH (CH2) 3NH (CH2) 3NH2 L'invention sera davantage illustrée à l'aide de la description détaillée qui suit de l'obtention d'ARN polymérases mutées selon l'invention, et de leur utilisation pour augmenter la production d'ARN détenninés par rapport à la production de ces mêmes ARN à l'aide d'ARN polymérases sauvages. Alors que l'ARN polymérase du bactériophage T7 est normalement très processive en phase d'élongation, il n'en est pas de même durant la transcription de l'ITS : là, il existe une haute probabilité pour que le transcrit naissant soit prématurément relargué (transcription abortive) (Martin et al., 1988). C'est le nombre de cycles abortifs que l'enzyme doit réaliser, en moyenne, avant de transcrire l'ITS avec succès et d'entrer en phase d'élongation, qui détermine la fréquence avec laquelle les transcrits complets sont synthétisés (Ikeda, 1992). Ce nombre est minimal lorsque l'ITS correspond à la séquence 5'des gènes de classe in du bactériophage T7 (ITS'consensuelle' : 5'GGGAGA...). Toutefois, même dans ces conditions, les transcrits abortifs constituent une forte proportion (40% à 60%) des transcrits totaux. Cette proportion augmente très rapidement lorsque l'ITS s'éloigne du consensus, ou lorsque l'ARN polymérase porte des mutations qui diminuent sa vitesse d'élongation, augmentant le temps nécessaire à la traversée de l'ITS (Bonner et al., 1994 ; Bonner et al., 1992). Éventuellement, la combinaison d'une ITS non consensuelle et d'une polymérase lente conduit à une situation où l'enzyme boucle indéfiniment en phase abortive : aucun transcrit de grande taille n'est alors synthétisé. Cette propriété peut être observée non seulement in vitro, mais aussi in vivo, dans des cellules d'Escherichia coli exprimant l'ARN polymérase de T7 (Lopez et al., 1997 ; Makarova et al., 1995). C'est cette dernière situation que nous avons exploitée pour sélectionner des mutants de l'ARN polymérase de T7 dont l'activité est moins sensible à la nature de l'ITS que celle de l'enzyme sauvage. Nous avons placé un gène cible dont l'expression est facilement détectable-le gène lacZ, dont le produit est la ss-galactosidase-précédé d'une ITS non consensuelle, sous le contrôle du promoteur T7. Ce gène est alors introduit dans une cellule bactérienne contenant en outre un plasmide codant pour une polymérase de T7 mutée dans son site catalytique (une polymérase'lente', donc). Comme indiqué ci-dessus, le système, bloqué en phase abortive, ne produit pas de grands transcrits, et donc pas de ss-galactosidase. Toutefois, après mutagenèse au hasard du plasmide, il est possible de sélectionner des clones bactériens qui synthétisent de nouveaux mutants de l'enzyme capables d'exprimer le gène cible. Outre des révertants de la mutation initiale du site catalytique, nous avons ainsi isolé des mutations dans la partie Nterminale de l'enzyme, qui n'est pas impliquée dans la catalyse. Lorsque ces nouvelles mutations ont été introduites dans l'enzyme sauvage, c'est à dire dépourvue de mutations au site catalytique, nous avons observé qu'elles diminuaient la susceptibilité de l'enzyme à la nature exacte de l'ITS. C'est le mutant ponctuel P266L qui est plus particulièrement décrit ici et fait l'objet de la présente invention. En fait, il permet de transcrire à des niveaux utilisables des matrices sur lesquelles l'enzyme sauvage est pratiquement inopérant. Descriptif détaillé a) Préparation, purification et stockage Le mutant SEQ ID NO : 2 ponctuel obtenu correspond au changement dans la séquence de la polymérase de T7 de la Proline 266 en Leucine (P266L). Le gène de cette polymérase de T7 mutée est inclus dans le plasmide pAR1219 sous le contrôle d'un promoteur inductible (pLac UV5). La protéine (polymérase) est surexprimée dans la souche BL 21 (ompF-) d'E. coli. Les protocoles d'extraction, purification et stockage de la protéine purifiée sont identiques à ceux de la polymérase sauvage. Pour faciliter la purification la polymérase a été étiquetée par six histidines en N-terminal par transfert de la région mutée en lieu et place de la séquence codante équivalente du plasmide pBH 161. (He et al. 1977). Cette étiquette ne modifie en rien les propriétés catalytiques de la polymérase. Il suffit alors d'un passage du surnageant bactérien sur une colonne d'affinité au Nickel pour obtenir la protéine pure à > 90%. La conservation de longue durée (2 ans) à-20 C n'altère pas les propriétés de l'enzyme. b) Activité catalytique. Dans les conditions standard utilisées pour la polymérase sauvage, le mutant est aussi capable de convertir tous les rNTP qui lui sont fournis en ARN. Cependant la vitesse à laquelle cette incorporation est réalisée est environ trois fois plus petite pour le mutant c. a. d. qu'une transcription complète nécessitera un temps plus long (p. ex. 6 h au lieu de 2h). Comme évoqué plus bas la principale distinction entre la polymérase sauvage et le mutant se situe au niveau de la distribution en fonction de la taille (et donc de la masse) des ARN obtenus. Deux types d'ARN sont observables à l'issue d'une transcription in vitro : les ARN abortifs et les ARN de grande taille. Nous présentons ci dessous les résultats de transcriptions in vitro obtenus avec la polymérase sauvage et le mutant sur sept ITS très différentes. Les matrices sont des ADN plasmidiques (ca 6 kbp) linéarisés à des sites de restriction situés de 31 à 78 nt en aval du promoteur. Les réactions sont arrêtées à 10,20 ou 30 mn suivant les cas et le marquage est a32PGTP, a32PUTP ou y3PGTP. Les conditions expérimentales utilisées sont décrites dans J. Mol. Biol. (1997) 269 : 41-51. Les transcrits sont séparés sur un gel de polyacrylamide dénaturant de haute résolution. G10 (5'GGGAGACCA.. linéarisé à 33 nt) porte l'ITS consensuelle. De fait dans ce cas les 30 premiers nucléotides correspondent à la séquence du gène 10 du phage T7 l'un des mieux transcrits par la polymérase de T7. GGLac (5'GGGGAAUU. linéarisé à 69 nt) porte l'ITS que l'on trouve dans le plasmide commercial pET15b (Novagen) qui comporte le site de fixation du répresseur Lac pour éventuellement réprimer la transcription T7. Lac (5'GGAAUUG. linéarisé à 30 nt) est un plasmide équivalent au précédent dans lequel le site opérateur est rapproché de 2 nucléotides du promoteur. TyrG (5'GUCUCGG. linéarisé à 78 nt), Gly (5'ACUCUUU. linéarisé à 71 nt), Tyr (5'CUCUCGG. linéarisé à 78 nt) et Val (5'GGUUUCG. linéarisé à 31 nt) sont des plasmides correspondant à des matrices destinées à synthétiser in vitro des ARNt ou des fragments d'ARNt et réputées difficiles à transcrire (Frugier et al., 1994) Sont présentés sur les figures 1 à 7, les résultats détaillés indiquant les ARN abortifs observés, leur pourcentage par rapport au nombre total de transcrits, ainsi que les chiffrages équivalents pour les longs transcrits qui on échappé à la phase abortive, dans le cas de l'utilisation de la polymérase T7 sauvage (encore désignée wt, et représentée à l'aide de colonnes noires) et de l'utilisation de l'ARN polymérase mutée SEQ ID NO : 2 (encore désignée P266L, et représentée à l'aide de colonnes grises) en présence de l'ITS G10 (figure 1), GGLac (figure 2), TyrG (figure 3), Lac (figure 4), Gly (figure 5), Tyr (figure 6), Val (figure 7). Les transcrits abortifs sont répartis entre le 2mer et le 13mer (numérotation 2 à 13 en abscisse). Les transcrits issus de polymérases qui ont échappé à la phase abortive sont identifiés longs transcrits (LT en abscisse). Une échelle logarithmique est utilisée en ordonnée pour permettre de quantifier les transcrits peu abondants. Ces résultats montrent clairement que dans tous les cas le mutant a moins de difficulté que la polymérase sauvage pour incorporer les cinquième, sixième et septième nucléotides. Si à ces positions la polymérase a et/ou doit incorporer une pyrimidine (U ou C) le taux d'avortement est élevé pour la polymérase sauvage et la levée du handicap par le mutant d'autant plus importante. La conséquence immédiate est résumée sur la figure 8 qui reprend les résultats évoqués précédemment en chiffrant les productivités comparées des deux polymérases pour des ITS de plus en plus défavorables. Les valeurs indiquées correspondent au pourcentage d'incorporation des rNTP en transcrits de grande taille dans le cas de l'utilisation de la polymérase T7 sauvage (wt, colonnes noires) et de l'utilisation de l'ARN polymérase mutée SEQ ID NO : 2 (P266L, colonnes grises). Mis à part G10 et GGLac où les deux polymérases donnent entière satisfaction, dans tous les autres cas la polymérase sauvage a un rendement faible, voire très faible, compris entre 22% et 1%, alors que celui du mutant demeure raisonnable puisque compris entre 30% et 85%. BIBLIOGRAPHIE Bonner, G., Lafer, E. M. & Sousa, R. (1994). Characterisation of a set of T7 RNA polymerase active site mutants. J. Biol. Chem. 269,25120-25128. Bonner, G., Patra, D., Lafer, E. M. & Sousa, R. (1992). Mutations in T7 RNA polymerase which support the proposal for a common polymerase active site structure. EMBOJ. 11, 3767-3775. Davanloo, P., Rosenberg, A. H., Dunn, J. J. & Studier, F. W. (1984). Cloning and expression of the gene for bacteriophage T7 RNA polymerase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 81, 2035-2039. Frugier, M., C., F., M. W., H., J-M., L. & R., G. (1994). Synthetic polyamines stimulate in vitro transcription by T7 RNA polymerase. Nucl. Acid Res. 22,2784-2790. He, B., Rong, M., Lyakhov, D., Gartenstein, H., Diaz, G., Castagna, R., McAllister, W. T. & Durbin, R. K. (1997). Rapid mutagenesis and purification of phage RNA polymerase. Protein Express Purif. 9,142-151. Ikeda, R. A. (1992). The efficiency ofpromoter clearance distinguishes T7 class II and class III promoters. J. Biol. Chem. 267,11322-11328. Lapham J, Yu YT, Shu MD, Steitz JA, Crothers DM. (1997) The position of sitedirected cleavage of RNA using RNase H and 2'-O-methyl oligonucléotides is dependent on the enzyme source. RNA 3,950-951 Li Z, Pandit S, Deutscher MP. (1999). Maturation of 23S ribosomal RNA requires the exorbonuclease RNase T. RNA 5, 139-146 Lopez, P. J., Guillerez, J., Sousa, R. & Dreyfus, M. (1997). The low processivity ofT7 RNA polymerase over the initially transcribed sequence can limit productive initiation in vivo. J. Mol. Biol. 269, 41-51. Makarova, O. V., Makarov, E. M., Sousa, R. & Dreyfus, M. (1995). Transcribing Escherichia coli genes with mutant T7 RNA polymerase : stability of lacZ rnRNA inversely correlates with polymerase speed. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 92,12250-12254. Martin, C. T., Muller, D. K. & Coleman, J. E. (1988). Processivity in early stages of transcription by T7 RNA polymerase. Biochemistry 27,3966-3974. Milligan, J. F., Groebe, D. R., Witherell, G. W. & Uhlenbeck, O. C. (1987). Oligonucleotid synthesis using T7 RNA polymerase and synthetic DNA templates. Nucleic Acids Res. 15 (21), 8783-8798. REVENDICATIONS 1. Utilisation d'ARN polymérases mutées dont la chaîne peptidique est modifiée, par rapport aux ARN polymérases sauvages dont elles sont issues, par substitution, ou délétion, ou addition d'au moins un acide aminé, cette modification ayant pour effet de diminuer la sensibilité desdites ARN polymérases à l'ITS contenue dans la séquence d'ADN codant pour un ARN d'intérêt, pour la mise en oeuvre d'un procédé de production d'ARN d'intérêt, à partir de séquences nucléotidiques déterminées comprenant une séquence d'ADN codant pour ledit ARN d'intérêt et dont la transcription est placée sous le contrôle d'un promoteur reconnu par les ARN polymérases sauvages et les ARN polymérases mutées susmentionnées, ledit procédé ayant un rendement de production dudit ARN supérieur au rendement obtenu dans le cas de l'utilisation des ARN polymérases sauvages en présence de la même ITS non consensuelle que celle contenue dans la séquence d'ADN codant pour ledit ARN d'intérêt. 2. Utilisation selon la revendication 1, pour la mise en oeuvre d'un procédé de production d'ARN d'intérêt dont le rendement est jusqu'à environ 10 fois supérieur au rendement obtenu dans le cas de l'utilisation des ARN polymérases sauvages. 3. Utilisation selon la revendication 1 ou 2, d'ARN polymérases mutées issues de polymérases monomériques phagiques sauvages, notamment issues d'ARN polymérases monomériques de bactériophages tels que T7, T3, Kl 1, SP6. 4. Utilisation d'ARN polymérases mutées selon l'une des revendications 1 à 3, dérivant des ARN polymérases sauvages dont l'un au moins des acides aminés situés entre les positions 1 et environ 410, ou entre les positions 90 et 320 environ, ou entre les positions 115 et 300, est modifié par substitution ou délétion. 5. Utilisation selon l'une des revendications 1 à 4, d'ARN polymérases mutées choisies parmi : - celles comprenant une leucine en position 266, en substitution de la proline située en position 266 chez l'ARN polymérase sauvage de T7, ou de la proline située en position homologue chez les ARN polymérases sauvages de bactériophages, telle que la proline située aux positions 267 chez T3,289 chez Kl 1, et 239 chez SP6, - et/ou celles dont l'un au moins des acides aminés situés au voisinage de la proline susmentionnée, à savoir un acide aminé situé à une distance inférieure ou égale à 10 angström environ de la proline en question, lorsque l'on considère ladite ARN polymérase dans sa structure tridimensionnelle, est modifié par substitution ou délétion. 6. Utilisation selon l'une des revendications 1 à 5 des ARN polymérases mutées suivantes : * celles dérivées de l'ARN polymérase sauvage T7, et comprenant au moins l'une des mutations suivantes : - remplacement de l'isoleucine (I) en position 117 par une valine (V), - remplacement de l'isoleucine (I) en position 119 par une valine (V), - remplacement de la valine (V) en position 134 par une alanine (A), - remplacement de l'acide aspartique (D) en position 147 par l'asparagine (N), - remplacement de l'histidine (H) en position 230 par une arginine (R), - remplacement de la proline (P) en position 266 par une leucine (L), - remplacement de l'arginine (R) en position 291 par une cystéine (C), - remplacement de la tyrosine (Y) en position 639 par une phénylalanine (F), - remplacement de l'isoleucine (I) en position 810 par une asparagine (N), * celles dérivées de l'ARN polymérase sauvage T3, et comprenant au moins l'une des mutations suivantes : - remplacement de l'acide aspartique (D) en position 148 par l'asparagine (N), - remplacement de la proline (P) en position 267 par une leucine (L), - remplacement de l'arginine (R) en position 292 par une cystéine (C), - remplacement de la tyrosine (Y) en position 640 par une phénylalanine (F), - remplacement de l'isoleucine (I) en position 811 par une asparagine (N), * celles dérivées de l'ARN polymérase sauvage Kll, et comprenant au moins l'une des mutations suivantes : - remplacement de l'acide aspartique (D) en position 167 par l'asparagine (N), - remplacement de la proline (P) en position 289 par une leucine (L), - remplacement de l'arginine (R) en position 314 par une cystéine (C), - remplacement de la tyrosine (Y) en position 662 par une phénylalanine (F), - remplacement de l'isoleucine (I) en position 833 par une asparagine (N), * celles dérivées de l'ARN polymérase sauvage SP6, et comprenant au moins l'une des mutations suivantes : - remplacement de l'acide aspartique (D) en position 117 par l'asparagine (N), - remplacement de la proline (P) en position 239 par une leucine (L), - remplacement de la tyrosine (Y) en position 631 par une phénylalanine (F), - remplacement de l'isoleucine (I) en position 804 par une asparagine (N). 7. Utilisation selon l'une des revendications 1 à 6 des ARN polymérases mutées suivantes : - l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 2, comprenant une leucine en position 266 en substitution de la proline, - l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 4, comprenant une valine en position 117 en substitution de l'isoleucine, et une alanine en position 134 en substitution de la valine, - l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 6, comprenant une valine en position 119 en substitution de l'isoleucine, et une asparagine en position 147 en substitution de l'acide aspartique, - l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 8, comprenant une arginine en position 230 en substitution de l'histidine, et une cystéine en position 291 en substitution de l'arginine, - l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 10, comprenant une leucine en position 266 en substitution de la proline, et une phénylalanine en position 639 en substitution de la tyrosine, - l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 12, comprenant une asparagine en position 810 en substitution de l'isoleucine, - l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 14, comprenant une leucine en position 266 en substitution de la proline, et une asparagine en position 810 en substitution de l'isoleucine, - l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 16, comprenant une valine en position 119 en substitution de l'isoleucine, une asparagine en position 147 en substitution de l'acide aspartique, et une asparagine en position 810 en substitution de l'isoleucine. 8. Procédé de préparation d'ARN polymérases mutées dont l'activité de transcription d'une séquence nucléotidique déterminée comprenant une séquence d'ADN codant pour un ARN d'intérêt et dont la transcription est placée sous le contrôle d'un promoteur reconnu par les ARN polymérases mutées et par les ARN polymérases sauvages dont elles sont issues, est supérieure à l'activité de transcription de cette séquence déterminée par les ARN polymérases sauvages, notamment de préparation d'ARN polymérases mutées étant jusqu'à environ 40 fois plus actives que lesdites ARN polymérases sauvages dans le cadre de la mise en oeuvre de procédés de production d'ARN d'intérêt à partir de ladite séquence nucléotidique déterminée, ledit procédé comprenant : - une étape de modification de la chemie peptidique des ARN polymérases sauvages par substitution, ou délétion ou addition d'au moins un codon du gène codant pour lesdites ARN polymérases sauvages, et transformation de cellules appropriées, telle que E. coli, avec des vecteurs contenant le gène ainsi modifié, - détection des cellules susmentionnées produisant des ARN polymérases mutées pour lesquelles le rendement de la production d'un marqueur particulier au sein de cellules appropriées, telle que E. coli, notamment au sein des cellules susmentionnées, tel qu'un marqueur de résistance à un antibiotique, ou un marqueur chromogène, codé par une séquence nucléotidique insérée en aval du promoteur reconnu par les ARN polymérases susmentionnées, ce promoteur et la séquence codant pour le marqueur étant séparés par une ITS dont la nature des 6 à 12 premiers nucléotides environ est connue pour affecter l'activité des ARN polymérases sauvages, est supérieur au rendement de la production de ce même marqueur obtenu par utilisation des ARN polymérases sauvages dans les mêmes conditions, - purification des ARN polymérases mutées susmentionnées à partir des cellules détectées à l'étape précédente. 9. Utilisation selon l'une des revendications 1 à 7, d'ARN polymérases mutées telles qu'obtenues par mise en ceuvre d'un procédé selon la revendication 8. 10. ARN polymérases mutées telles qu'obtenues par mise en oeuvre d'un procédé selon la revendication 8. 11. ARN polymérases mutées selon la revendication 10, issues de la modification de polymérases monomériques phagiques sauvages, notamment issues d'ARN polymérases monomériques de bactériophages tels que T7, T3, Kll, SP6. 12. ARN polymérases mutées dérivant des ARN polymérases sauvages dont l'un au moins des acides aminés situés entre les positions 1 et environ 410, ou entre les positions 90 et 320 environ, ou entre les positions 115 et 300, est modifié par substitution ou délétion. 13. ARN polymérases mutées choisies parmi : - celles comprenant une leucine en position 266, en substitution de la proline située en position 266 chez l'ARN polymérase sauvage de T7, ou de la proline située en position homologue chez les ARN polymérases sauvages de bactériophages, telle que la proline située aux positions 267 chez T3,289 chez Kll, et 239 chez SP6, - et/ou celles dont l'un au moins des acides aminés situés au voisinage de la proline susmentionnée, à savoir un acide aminé situé à une distance inférieure ou égale à 10 angström environ de la proline en question, lorsque l'on considère ladite ARN polymérase dans sa structure tridimensionnelle, est modifié par substitution ou délétion.. 14. ARN polymérases mutées choisies parmi les suivantes : * celles dérivées de l'ARN polymérase sauvage T7, et comprenant au moins l'une des mutations suivantes : - remplacement de l'isoleucine (I) en position 117 par une valine (V), - remplacement de l'isoleucine (I) en position 119 par une valine (V), - remplacement de la valine (V) en position 134 par une alanine (A), - remplacement de l'acide aspartique (D) en position 147 par l'asparagine (N), - remplacement de l'histidine (H) en position 230 par une arginine (R), - remplacement de la proline (P) en position 266 par une leucine (L), - remplacement de l'arginine (R) en position 291 par une cystéine (C), - remplacement de la tyrosine (Y) en position 639 par une phénylalanine (F), - remplacement de l'isoleucine (I) en position 810 par une asparagine (N), * celles dérivées de l'ARN polymérase sauvage T3, et comprenant au moins l'une des mutations suivantes : - remplacement de l'acide aspartique (D) en position 148 par l'asparagine (N), - remplacement de la proline (P) en position 267 par une leucine (L), - remplacement de l'arginine (R) en position 292 par une cystéine (C), - remplacement de la tyrosine (Y) en position 640 par une phénylalanine (F), - remplacement de l'isoleucine (I) en position 811 par une asparagine (N), * celles dérivées de l'ARN polymérase sauvage Kll, et comprenant au moins l'une des mutations suivantes : - remplacement de l'acide aspartique (D) en position 167 par l'asparagine (N), - remplacement de la proline (P) en position 289 par une leucine (L), - remplacement de l'arginine (R) en position 314 par une cystéine (C), - remplacement de la tyrosine (Y) en position 662 par une phénylalanine (F), - remplacement de l'isoleucine (I) en position 833 par une asparagine (N), * celles dérivées de l'ARN polymérase sauvage SP6, et comprenant au moins l'une des mutations suivantes : - remplacement de l'acide aspartique (D) en position 117 par l'asparagine (N), - remplacement de la proline (P) en position 239 par une leucine (L), - remplacement de la tyrosine (Y) en position 631 par une phénylalanine (F), - remplacement de l'isoleucine (I) en position 804 par une asparagine (N). 15. ARN polymérases mutées choisies parmi les suivantes : - l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 2, comprenant une leucine en position 266 en substitution de la proline, - l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 4, comprenant une valine en position 117 en substitution de l'isoleucine, et une alanine en position 134 en substitution de la valine, - l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 6, comprenant une valine en position 119 en substitution de l'isoleucine, et une asparagine en position 147 en substitution de l'acide aspartique, - l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 8, comprenant une arginine en position 230 en substitution de l'histidine, et une cystéine en position 291 en substitution de l'arginine, - l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 10, comprenant une leucine en position 266 en substitution de la proline, et une phénylalanine en position 639 en substitution de la tyrosine, - l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 12, comprenant une asparagine en position 810 en substitution de l'isoleucine, - l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 14, comprenant une leucine en position 266 en substitution de la proline, et une asparagine en position 810 en substitution de l'isoleucine, - l'ARN polymérase T7 mutée représentée par SEQ ID NO : 16, comprenant une valine en position 119 en substitution de l'isoleucine, une asparagine en position 147 en substitution de l'acide aspartique, et une asparagine en position 810 en substitution de l'isoleucine. 16. Séquence nucléotidique codant pour une ARN polymérase selon l'une des revendications 10 à 15. 17. Séquences nucléotidiques selon la revendication 16 choisies parmi les séquences SEQ ID NO : 1,3, 5,7, 9,11, 13,15, codant respectivement pour les protéines SEQ ID NO : 2,4, 6,8, 10,12, 14,16, ou toute séquence nucléotidique dérivée des séquences nucléotidiques susmentionnées par dégénérescence du code génétique et conservant la propriété de coder pour les protéines susmentionnées. 18. Vecteur contenant une séquence nucléotidique selon la revendication 16. 19. Cellule transformée par un vecteur selon la revendication 18. 20. Procédé de préparation in vitro d'ARN d'intérêt, comprenant la mise en présence dans un milieu approprié d'au moins une ARN polymérase mutée selon l'une des revendications 10 à 15, avec des séquences nucléotidiques déterminées comprenant une séquence d'ADN codant pour ledit ARN d'intérêt et dont la transcription est placée sous le contrôle d'un promoteur reconnu par les ARN polymérases sauvages et les ARN polymérases mutées susmentionnées. 21. Procédé de préparation in vivo d'ARN d'intérêt, comprenant la mise en culture de cellules selon la revendication 19, lesdites cellules produisant au moins une ARN polymérase mutée selon l'une des revendications 10 à 15, et dont le génome a été modifié de manière à contenir des séquences nucléotidiques déterminées comprenant une séquence d'ADN codant pour ledit ARN d'intérêt et dont la transcription est placée sous le contrôle d'un promoteur reconnu par les ARN polymérases sauvages et les ARN polymérases mutées susmentionnées. 22. Procédé de préparation in vivo de protéines d'intérêt comprenant la mise en culture de cellules selon la revendication 19, lesdites cellules produisant au moins une ARN polymérase mutée selon l'une des revendications 10 à 15, et dont le génome a été modifié de manière à contenir des séquences nucléotidiques déterminées comprenant une séquence d'ADN codant pour lesdites protéines d'intérêt et dont la transcription est placée sous le contrôle d'un promoteur reconnu par les ARN polymérases sauvages et les ARN polymérases mutées susmentionnées. 23. Procédé de préparation in vitro ou in vivo d'ARN ou de protéines d'intérêt, selon l'une des revendications 20 à 22, comprenant également une étape d'addition de polyamines de synthèse.