Brevet FR2827384A1 — publié le 20030117

PROCEDE DE DETECTION ET DE DETERMINATION DE DIFFERENCE (S) DANS LE PATRIMOINE GENETIQUE DE CELLULES La présente invention concerne un procédé de détection de l'existence ou non de différence (s) dans le patrimoine génétique de cellules appartenant à une espèce ou variété choisie. Plus particulièrement, le procédé objet de la présente invention permet de détecter la présence d'une différence ou de différences dans le patrimoine génétique de cellules échantillon par rapport au patrimoine génétique de cellules étalon . En fonction du choix des cellules étalon , l'identification de cette ou de ces différences est également possible selon le procédé de l'invention. Le patrimoine génétique d'une espèce ou d'une variété peut être modifié soit par croisement, l'hybride ainsi obtenu ayant un patrimoine génétique qui est un mélange aléatoire des patrimoines génétiques de ses parents, soit par manipulation génétique. Dans ce dernier cas, un gène spécifique codant pour une propriété déterminée est introduit directement dans le patrimoine génétique de l'organisme. Concernant ces derniers, la seule méthode existante à l'heure actuelle pour les détecter est la méthode dite PCR ( polymerase chain reaction). Cette technique consiste à amplifier un très grand nombre de fois une séquence d'ADN présente en très petite quantité dans le patrimoine génétique des cellules de l'organisme à étudier. Pour mettre en oeuvre cette méthode, il est nécessaire de connaître les amorces de la séquence à amplifier, c'est-à-dire de connaître le vecteur qui a permis l'introduction du gène externe dans l'organisme. Sans connaissance préalable des amorces, il est impossible de localiser la séquence introduite et donc de la détecter. De plus, cette méthode est longue et coûteuse. Une autre méthode est aussi utilisée, c'est la mise en évidence de protéines synthétisées suite à l'ADN étranger introduit. Néanmoins, l'analyse reste difficile et nécessite, comme pour la méthode précitée, la connaissance préalable des protéines à détecter. Le but de la présente invention est de proposer un nouveau procédé de détection de l'existence de différence (s) dans le patrimoine génétique de cellules dites cellules échantillon appartenant à une espèce ou variété choisie et contenues dans un mélange de cellules. Ce but est atteint au moyen d'un procédé de détection et d'identification de différence (s) existant éventuellement dans le patrimoine génétique de cellules dites cellules échantillon appartenant à une espèce ou variété choisie et contenues dans un mélange de cellules d'au moins une espèce ou variété par rapport au patrimoine génétique de cellules dites cellules étalon appartenant à ladite espèce ou variété choisie, selon lequel, de manière caractéristique : - on détermine par spectroscopie de fluorescence au moins une longueur d'onde pour laquelle on obtient un maximum d'émission pour lesdites cellules étalon , à au moins une longueur d'onde d'excitation donnée ; - on détermine par spectroscopie de fluorescence au moins une longueur d'onde pour laquelle on obtient un maximum d'émission pour lesdites cellules échantillon contenues dans ledit mélange, à la ou aux même (s) longueur (s) d'onde d'excitation que celle (s) donnée (s) pour lesdites cellules étalon ; on compare, pour la ou pour chaque longueur d'onde d'excitation donnée la longueur d'onde du maximum ou des maxima obtenue pour les cellules échantillon avec celle obtenue pour les cellules étalon ; et - on en déduit si le patrimoine génétique des cellules échantillon appartenant à l'espèce ou variété choisie est différent ou non du patrimoine génétique des cellules étalon . Le procédé de la présente invention se caractérise donc notamment par l'utilisation de la mesure de l'émission de fluorescence des cellules des organismes. En effet, les cellules contiennent des fluorophores qui absorbent la lumière et passent ainsi d'un état fondamental stable à un état excité. Le passage inverse de l'état excité à l'état fondamental s'accompagne de l'émission de photons. L'article de M. Zandomeneghi (J. Agric. Food Chem. 1999, 47878-82) a prouvé que en dépit du fait que les fluorophores soient les mêmes quelle que soit l'espèce considérée (il n'existe dons pas de fluorophores spécifiques d'une espèce), la mesure de la fluorescence (excitation et émission) de cellules permet de déterminer l'espèce à laquelle appartiennent ces cellules. Il est ainsi possible par spectrométrie de fluorescence de distinguer, par exemple, du riz d'une autre céréale. De plus, l'article précité a mis en évidence que le spectre d'émission des fluorophores peut varier en fonction du sol de culture du végétal. Ainsi, il est également possible de déterminer par mesure du spectre d'émission de fluorescence de cellules végétales si deux lots de cellules qui appartiennent à une même variété proviennent de plantes cultivées sur un même site ou sur des sites différents. En revanche, l'article précité ne suggère en aucune façon que les différences de patrimoine génétique provenant soit d'une hybridation soit d'une manipulation génétique sont susceptibles d'affecter le spectre d'émission de fluorescence d'une espèce ou variété donnée et en particulier la ou les longueurs d'ondes pour lesquelles on obtient un maximum d'émission. Le procédé de l'invention peut être utilisé aussi bien sur des cellules végétales ou animales. Il peut être mis en oeuvre sur des cellules appartenant à une seule espèce ou variété identifiée ou non ou sur un mélange de cellules provenant de deux ou plusieurs espèces ou variétés différentes, identifiées ou non. La seule nécessité du procédé de l'invention est l'identification de ou des différentes espèces ou variétés à laquelle ou auxquelles appartiennent les cellules du mélange à étudier. Cette identification des cellules échantillon détermine en effet le choix des cellules étalon . L'identification des différentes espèces ou variétés de cellules peut être mise en oeuvre par toute méthode connue. Il est possible, par exemple, de déterminer la présence d'une espèce dans un mélange par son spectre de fluorescence, par comparaison des spectres d'émission de fluorescence à une longueur d'onde donnée. De même, en présence de cellules inconnues et non mélangées, il est possible de déterminer l'espèce ou la variété à laquelle elles appartiennent, par toute méthode connue et notamment par l'établissement du spectre d'émission de fluorescence. Selon le choix des cellules étalon , il est possible de déterminer pour une espèce ou une variété donnée si les cellules à étudier appartiennent à un hybride ou à un organisme génétiquement modifié provenant de la même espèce ou variété. Ainsi, si les cellules étalon sont des cellules qui proviennent d'un organisme naturel, c'est-à-dire n'ayant subi ni hybridation ni manipulation génétique, il est possible de déterminer si les cellules échantillon à étudier proviennent d'un organisme naturel, d'un organisme hybride, ou génétiquement modifié, (on entend par ce terme et dans toute la demande de brevet, un organisme ayant subi une ou des manipulations génétiques). Si les cellules étalon sont des cellules provenant d'un organisme hybride, il est possible de déterminer si les cellules échantillon à étudier proviennent d'un hybride différent de celui de l'étalon ou du même hybride ou encore d'un organisme génétiquement modifié. Si les cellules étalon sont des cellules provenant d'un organisme génétiquement modifié, il est possible de déterminer si les cellules échantillon à étudier proviennent d'un organisme naturel, d'un organisme génétiquement modifié ou d'un hybride. Dans le cas où les cellules échantillon proviennent d'un organisme génétiquement modifié il est possible de déterminer si le patrimoine génétique de cet organisme a subi la même modification que celui des cellules étalon ce qui revient à identifier la différence de patrimoine génétique elle-même, si la séquence introduite dans le patrimoine génétique des cellules étalon est connue. Le procédé de l'invention ne nécessite pas, comme la méthode PCR précitée, de connaître au préalable les modifications apportées dans le génomes de l'organisme génétiquement modifié. Au contraire, le procédé de l'invention permet, premièrement, de détecter de manière rapide simple et fiable si le génome de cellules est différent par rapport à celui de cellules étalon , que ces cellules soient isolées ou en mélange et deuxièmement, selon le choix des cellules étalon d'identifier cette ou ces différences. L'utilisation du procédé de l'invention est particulièrement intéressante pour la détection de la présence ou non de végétaux génétiquement modifiés. En effet, la législation de certains Etats empêchant l'introduction d'organismes génétiquement modifiés sur leur territoire, le procédé de l'invention permet de manière fiable et rapide, sans aucune connaissance des variations apportées dans le génome de l'organisme modifié de détecter ce dernier. Dans ce cas, les cellules étalon considérées seront des cellules d'un organisme naturel non hybride et qui n'a subi aucune manipulation génétique. Le procédé de l'invention peut être mis en oeuvre, par exemple, par mesure de la fluorescence de cellules se présentant sous la forme d'une poudre sèche. Les différentes expérimentations ont montré que le procédé de l'invention est, dans le cas de cellules végétales se présentant sous la forme d'une telle poudre, très facile à mettre en oeuvre. Cette caractéristique s'avère particulièrement intéressante car il est ainsi possible d'utiliser en tant que matière première à réduire en poudre sèche pour les mesures, des graines broyées, par exemple, dans le cas des végétaux ou même des produits transformés comme cela le sera plus amplement exposé ultérieurement. De plus, l'utilisation d'une poudre réduit le phénomène de diffusion de la lumière ce qui permet une bonne reproductibilité des mesures. La présente invention, ses caractéristiques et les différents avantages qu'elle procure apparaîtront mieux à la lecture des exemples de mise en oeuvre suivants et des différents résultats obtenus. Espèces et variétés étudiées La présente étude porte plus particulièrement sur le maïs et le soja. Il existe plusieurs variétés de maïs qui ont été obtenues par sélection. Le maïs est principalement formé d'amidon qui n'est autre qu'une chaîne de sucres successifs. Ces chaînes peuvent être ramifiées ou linéaires. Les variétés de maïs qui ont été étudiées sont les suivantes : - le maïs standard ou Safrane, formé de 75 % d'amylopectine (chaînes ramifiées) et de 25 % d'amylose (chaînes linéaires) ; - le maïs WAXY qui contient 100 % d'amylopectine (ce maïs peut être sélectionné par la nature ou par l'Homme) ; - le maïs simple mutant AE (ce maïs provient de l'introduction du gène AE ( Amylose Extender ) dans le patrimoine génétique d'un maïs standard, ce maïs contient donc 25% d'amylopectine et 75% d'amylose) ; - le maïs WAXY AE qui provient de l'introduction du gène AE précité dans le patrimoine génétique d'un maïs WAXY ; - deux types de maïs cultivés en France, l'un de la région de Saint Amand-Les-Eaux et l'autre de la région d'Arras ; - du maïs pour popcorn (français et américain) ; - différents types de maïs doux français (épi d'or) et américains (tous ces maïs doux étaient des hybrides à l'exception d'un seul qui possédait un gène d'origine naturel le rendant doux) ; - un maïs cultivé dans un jardin à Seattle (Etats-Unis). - de la farine de maïs de la marque Maïzena, - du maïs grillé importé d'Espagne, - des biscuits apéritifs à base de maïs de la marque Bugles 3D's fromage (produits transformés) ; et - des pétales de maïs de la marque Kellog's@ (produits transformés). Les mélanges de maïs suivants ont également été étudiés pour vérifier si le procédé de l'invention permettait de détecter la présence d'un organisme génétiquement modifié dans un mélange. - un mélange 70 % Safrane et 30 % WAXY - un mélange 60 % Safrane et 40 % WAXY - un mélange 30 % Safrane et 70 % WAXY Concernant les échantillons de soja, la présente étude a utilisé : - un soja non-transgénique et un soja transgénique fournis gracieusement par un laboratoire américain. - un soja cultivé dans le Nord par un particulier et qui a été importé du Canada il y a plus de 18 ans ; - un soja label AB commercialisé en France CONDITIONS OPERATOIRES Dans les exemples de mise en oeuvre qui suivent, la mesure des maxima d'émission a été effectuée sur une poudre sèche (sauf dans le cas des expériences faites sur le maïs mouillé). Cette poudre est introduite dans la cuve du spectromètre de fluorescence sans être tassée. Néanmoins, le procédé de l'invention n'est pas limité à l'utilisation d'une telle poudre. En effet, L'homme du métier est à même de déterminer quelles sont les conditions optimales (taux d'humidité, granulométrie, tassement, compression de la poudre pour obtenir une pastille servant à la mesure de l'émission de fluorescence...) de mise en oeuvre de cette mesure en sorte d'obtenir le maximum d'information pour l'espèce ou la variété considérée à étudier. Dans le cas particulier du maïs, la présente étude montre qu'il est préférable d'effectuer les mesure sur une poudre sèche qui peut provenir soit de grains broyés finement soit de produit transformés (type biscuit apéritifs) réduits en poudre. Ces conditions opératoires optimales peuvent éventuellement être différentes dans le cas d'une autre espèce ou variété de cellules à étudier. ETUDE SUR LE SOJA La figure 1 montre les spectres de fluorescence du soja non transgénique (a), du soja transgénique (b) d'un soja cultivé dans le nord de la France depuis 1985 et importé du Canada (c) et d'un soja label AB (d). La longueur d'onde d'excitation est fixée à bey = 380 nm. Le spectre d'émission de fluorescence du soja non transgénique (courbe a) présente deux pics à 473 et 513 nm. Le spectre d'émission de fluorescence du soja transgénique possède des pics à 470 et 520 nm. Si l'on considère le soja importé du Canada (courbe c), on constate que le spectre d'émission de ce soja présente un premier maximum à 473nm et un second maximum à 520 nm comme le spectre du soja transgénique représenté sur la courbe b. On en déduit donc que le soja importé du Canada est un soja transgénique. Si l'on considère le soja label AB (courbe d), le spectre d'émission de ce soja présente un premier maximum à 473nm et un second maximum à 513 nm comme c'est le cas du spectre du soja non transgénique représenté sur la courbe a. On en déduit donc que le soja label AB n'est pas un soja transgénique. ETUDE SUR LE MAIS Contrairement au soja, le maïs peut être soit standard (non hybridé et non génétiquement modifié), soit hybridé, soit génétiquement modifié. De plus il existe une variété spéciale de maïs appelée maïs doux dont le spectre d'émission est différent des spectre d'émission des autres maïs. La présente étude a donc pour but de distinguer entre eux ces différents types de maïs. Détermination du spectre d'émission de fluorescence du maïs standard La figure 2 montre la variation du spectre de fluorescence du maïs standard en fonction de la longueur d'onde d'excitation. La longueur d'onde d'excitation varie de 280 nm (spectre a) à 360 nm (spectre i). On constate que dans cette gamme de longueurs d'onde d'excitation, le premier pic ou maximum obtenu à 415 nm (spectre a) se déplace vers 423 nm (spectre i), tandis que la longueur d'onde d'obtention du deuxième pic (535 nm) ne varie pas. Variation de la longueur d'onde des maxima de fluorescence en fonction des longueurs d'onde d'excitation. La figure 3 montre la variation de la longueur d'onde pour laquelle on obtient le deuxième pic pour les maïs standard (a), WAXY (b), simple mutant AE (c) et double mutant WAXY AE (d). Nous constatons que l'allure générale est identique sauf que la longueur d'onde correspondant au second maximum d'émission n'est pas la même surtout entre les longueurs d'onde d'excitation entre 280 et 370 nm. La figure 4 montre la variation de la longueur d'onde pour laquelle on obtient le premier pic (autour de 420 nm) en fonction de la longueur d'onde d'excitation pour les maïs standard (a), mutant WAXY (b), mutant AE (c) et double mutant AE (d). Nous constatons que seul dans le cas du maïs standard, le premier pic d'émission est obtenu à une longueur d'onde de 412-414 nm ; la courbe des variations de la longueur d'onde d'émission correspondant au premier pic en fonction de la longueur d'onde d'excitation croit avec la longueur d'onde d'excitation. Les 3 autres maïs mutants, présentent un premier maximum d'émission dès 420 nm ; cette longueur d'onde pour laquelle on obtient le premier maximum reste stable pendant plusieurs longueurs d'onde d'excitation. La figure 5 montre la variation de la longueur d'onde du premier pic de fluorescence en fonction de la longueur d'onde d'excitation pour le maïs standard (a), les mélanges (70 % standard + 30 % WAXY) (b), (60% standard + 40% WAXY) (c) et (30 % standard + 70 % WAXY) (d). Nous constatons que le premier maximum d'émission est obtenu pour le maïs standard seul à 412 nm. Ces résultats montrent qu'il est donc possible de différencier un maïs standard d'un maïs transgénique et de détecter la présence d'un mélange de maïs. Variation de la longueur d'onde correspondant au premier pic de fluorescence des maïs récoltés respectivement en France et aux Etats-Unis. La figure 6 montre la variation du premier pic de fluorescence du maïs standard (a), du maïs cultivé à Saint Amand-Les-Eaux (b), du maïs cultivé à Seattle (c) et du maïs de la marque Maïzena (d). Les résultats montrent clairement que le maïs cultivé à Saint AmandLes-Eaux (plus petite longueur d'onde correspondant maximum d'émission est égale à 412nm) et le maïs de Maïzena (la plus petite longueur d'onde correspondant au premier maximum d'émission est égale à 410nm) sont des maïs dont le patrimoine génétique n'a pas été modifié par rapport au maïs standard. En revanche, le maïs cultivé à Seattle est un maïs dont le patrimoine génétique diffère du maïs standard, il peut s'agir soit d'un hybride soit d'un organisme génétiquement modifié. La figure 7 montre la variation de la longueur d'onde correspondant au premier pic d'émission de fluorescence des différents maïs trempés dans l'eau. On constate que seuls le maïs standard et celui cultivé dans la région de SaintAmand-Les-Eaux possèdent une variation du maximum de fluorescence identique. Le maïs cultivé à Seattle présente une variation de la longueur d'onde du maximum de fluorescence identique ou proche de celui observée pour les maïs mutants, ce qui n'est pas le cas lorsque les maïs étaient secs. Ces résultats confirment ceux obtenus pour le maïs sec particulièrement concernant la différence dans la fluorescence entre un maïs non transgénique (standard) et un mutant (Figures 2 à 6) mais aussi montre qu'il est préférable de travailler sur du maïs sec directement puisque cet état sec permet de déceler certaines propriétés de fluorescence non observables en présence d'eau. Fluorescence du maïs doux. La figure 8 montre les spectres de fluorescence du maïs pour popcorn vendu au cinéma Cléopatra à Seattle (a) et du maïs Sweet Sunglow Hybrid (U. S. A. ) (b). Les pics d'émission du maïs pour popcorn sont obtenus à des longueurs d'ondes de respectivement 415 et 535 nm qui sont donc comparables à celles des pics du maïs standards et aux autres maïs non transgéniques. Les résultats obtenus sur les quatre variétés de maïs pour popcorn d'origine française, américaine et espagnole (graphes non montrés) sont caractéristiques d'un maïs non transgénique. Le maïs doux présente des pics de fluorescence localisés à 529 et 438 nm. Les mêmes types de spectres ont été obtenus sur différents maïs doux hybrides. La figure 9 montre la variation des longueurs des maxima d'émission du maïs safrane 100% standard (a), du maïs mutant AE (b), du maïs hybride américain E. H. seeds (c), d'un maïs hybride français (épi d'or) (d), du maïs cultivé dans un jardin à Seattle (e), et d'un maïs doux français non hybride (f), avec la longueur d'onde d'excitation. Nous constatons que tous les maïs doux, hybride ou pas, possèdent un pic de fluorescence autour de 430-435 nm. Ainsi, cette longueur d'onde à laquelle on obtient un pic de fluorescence est caractéristique du mais doux. La figure 10 montre la variation de la longueur d'onde du 2"'pic d'émission du maïs safrane 100% standard (a), du maïs doux français non hybride, épi d'or (b), du maïs doux français hybride, épi d'or (c), du maïs hybride américain E. H. seeds (d), du maïs cultivé à Seattle (e), du maïs hybride américain CN202 TS Company (f) et du maïs mutant AE (g), avec la longueur d'onde d'excitation. Le spectre du maïs doux non hybride présente un pic de fluorescence qui chevauche le pic du maïs standard qui lui n'est pas un maïs doux. Les spectres des autres maïs doux présentent un pic de fluorescence autour de 530 nm et qui n'atteint jamais 535 nm. L'hybridation a lieu entre deux espèces différentes de maïs et engendre un maïs doux. Ainsi, l'hybridation induit une fusion de gênes d'où la longueur d'onde d'émission du maximum égale à 530 nm au lieu de 535 nm lorsque le maïs possède son propre gêne (maïs non hybridé). Or le spectre d'émission de fluorescence d'un O. G. M. (organisme génétiquement modifié) présente lui aussi un pic d'émission à 428 nm (g) sauf que l'O. G. M. signifie ajout d'un gêne spécifique à une résistance contre un phénomène bien précis. Nous constatons que l'un des maïs hybrides américains présente une variation des longueurs d'onde des pics de fluorescence identique à celle du maïs mutant AE. Nous ne sommes pas capables de dire pour l'instant si c'est le pur hasard ou si l'hybride est un O. G. M. Les présents résultats montrent qu'une fusion de gênes naturelle (hybridation) ou artificielle (manipulation génétique) induit un déplacement du premier pic d'émission de fluorescence du maïs d'une longueur d'onde de 535nm vers une longueur d'onde de 530 nm. Fluorescence des produits transformés à base de maïs La figure 11 montre la variation de la longueur d'onde pour laquelle on obtient le premier pic d'émission du maïs Safrane 100% standard (a), de l'apéritif à base de maïs Bugles 3 D's fromage (b), de pétales de maïs Kellogs, Corn Flakes (c), du maïs mutant AE (d) et d'un maïs doux hybride (e). Les courbes des maxima des produits finis démarrent à partir de 410 nm et présentent la même allure que le maïs standard. On constate que les valeurs des longueurs d'ondes pour lesquelles on obtient des maxima d'émission sont plus faibles pour les produits transformés que dans le cas du maïs standard. Le maïs ayant été transformé, il est possible que la structure des fluorophores ait été légèrement altérée. La figure 12 représente les variations de la longueur d'onde pour laquelle on obtient le 2è'pic de fluorescence en fonction de la longueur d'onde d'excitation pour les produits transformés, nous constatons que ce second pic apparaît toujours à une longueur d'onde d'émission sensiblement égale à 535 nm comme c'est le cas pour le maïs standard (courbe a). Au vu de ces courbes, on en déduit que le maïs utilisé dans les produits transformés est un maïs non transgénique, type standard. Détermination du seuil de détection de la méthode utilisée Des mesures successives alternant le maïs standard et un mélange de (maïs standard + simple mutant AE provenant de la même espèce) à des pourcentages variés ont été effectuées. Ainsi, après chaque mesure du mélange, nous avons refait une mesure avec du maïs standard non contaminé pour nous assurer que le résultat obtenu sur le mélange est dû à la présence du maïs mutant. Les tableaux suivants regroupent les résultats obtenus : Tableau 1 1ère expérience : mélange (99% standard + 1 % AE) #ex(nm) #em1(nm) #em2(nm) 280 420 - 290 420 531 300 420 532 310 420 530 320 420 530 330 420 530 340 420 530 350 423 531 360 426 530 370 430 531 380 438 531 390 440 533 400 445 534 Tableau Il 2ème expérience : maïs standard #ex(nm) #em1(nm) #em2(nm) 280 416 - 290 414 - 300 419 535 310 423 535 320 423 535 330 420 535 340 421 535 350 422 535 360 425 534 370 430 536 380 438 534 390 440 536 400 450 536 Tableau III 3ème expérience : mélange (99,9% standard + 0,1 % AE) #ex(nm) #em1(nm) #em2(nm) 280 420 - 290 421 527 300 422 530 310 422 530 320 422 531 330 422 530 340 423 530 350 423 530 360 425 532 370 432 532 380 435 532 390 440 533 400 450 533 Tableau IV 4è'expérience : maïs 100 % standard mis dans une cuve contaminée par du mélange à 99. 9% standard + 0. 1 % AE) Dans cette cuve, le calcul des pourcentages finaux permet de déduire que dans cette cuve, il y a environ 6 parties par million de maïs mutant AE. #ex(nm) #em1(nm) #em2(nm) 280 418 290 420 528 300 422 530 310 423 530 320 420 530 330 420 530 340 422 528 350 422 526 360 425 526 370 430 530 380 437 530 390 440 530 400 442 530 Tableau V 5ème expérience : maïs standard #ex(nm) #em1(nm) #em2(nm) 280 416 - 290 418 300 419 535 310 421 536 320 422 536 330 422 535 340 423 535 350 423 536 360 426 535 370 428 534 380 433 536 390 436 535 400 440 538 Nous pouvons constater suite à ces résultats que la contamination du maïs standard par une quantité infime de maïs mutant AE donne des spectres de fluorescence caractéristiques du mutant observables au niveau des deux pics. En effet, même dans le cas de l'expérience N05, les premières valeurs de ^em1 et km2 sont bien inférieures aux valeurs obtenues pour le maïs standard ce qui prouve que l'émission du mélange est affectée par la présence du mutant. Sans être liée par cette explication, la Demanderesse estime que les variations de la longueur d'onde des maxima sont dues soit à une modification de l'environnement du fluorophore, modification provoquée par l'hybridation ou par manipulation génétique soit à une modification de la structure même du fluorophore qui serait produite par manipulation génétique, même si le gène introduit ou modifié ne code à priori que pour une propriété donnée sans rapport avec le fluorophore. REVENDICATIONS 1. Procédé de détection et d'identification de différence (s) existant éventuellement dans le patrimoine génétique de cellules dites cellules échantillon appartenant à une espèce ou variété choisie et contenues dans un mélange de cellules d'au moins une espèce ou variété par rapport au patrimoine génétique de cellules dites cellules étalon appartenant à ladite espèce ou variété choisie, caractérisé en ce que : - on détermine par spectroscopie de fluorescence, à au moins une longueur d'onde d'excitation donnée, au moins une longueur d'onde pour laquelle on obtient un maximum d'émission pour lesdites cellules étalon ; - on détermine par spectroscopie de fluorescence au moins une longueur d'onde pour laquelle on obtient un maximum d'émission pour lesdites cellules échantillon contenues dans ledit mélange, à la ou aux même (s) longueur (s) d'onde d'excitation que celle (s) donnée (s) pour lesdites cellules étalon ; on compare, pour la ou pour chaque longueur d'excitation donnée la longueur d'onde du maximum ou des maxima obtenue pour les cellules échantillon avec celle obtenue pour les cellules étalon ; et - on en déduit si le patrimoine génétique des cellules échantillon appartenant à l'espèce ou variété choisie est différent ou non du patrimoine génétique des cellules étalon . 2. Procédé selon la revendication 1, caractérisé en ce que lesdites cellules étalon sont des cellules provenant d'un organisme naturel n'ayant subi aucun hybridation ni manipulation génétique. 3. Procédé selon la revendication 1, caractérisé en ce que lesdites cellules étalon proviennent d'un organisme hybride. 4. Procédé selon la revendication 1, caractérisé en ce que lesdites cellules étalon proviennent d'un organisme génétiquement modifié. 5. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 4, caractérisé en ce que ledit mélange contient des cellules végétales. 6. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 5, caractérisé en ce que lesdites cellules étalon et ledit mélange de cellules se présentent sous la forme d'une poudre sèche. 7. Procédé selon la revendication 6, caractérisé en ce que la mesure des longueurs d'ondes des maxima d'émission est mise en oeuvre sur ladite poudre. 8. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 7, caractérisé en ce que lesdites cellules échantillon proviennent d'un produit transformé.