Brevet FR2827304A1 — publié le 20030117

PROCEDE ET SUPPORT D'ANALYSE BIOLOGIQUE UTILISANT DES OLIGONUCLEOTIDES COMPORTANT UN MARQUEUR ACTIVABLE ENZYMATIQUEMENT DESCRIPTION Domaine technique La présente invention a pour objet un procédé et un support d'analyse destinés à la détermination de cibles biologiques du type ADN ou ARN. Ce support et ce procédé trouvent des applications dans de nombreux domaines, en particulier en biologie pour le séquençage des génomes, la recherche des mutations, le développement de nouveaux médicaments, etc... Etat de la technique antérieure Les procédés et supports d'analyse de ce type utilisent généralement une pluralité de sondes oligonucléotidiques susceptibles de donner lieu à une hybridation avec les cibles biologiques à analyser. L'hybridation correspond à l'appariement des brinscibles avec les brins d'ADN complémentaires, soit les sondes, disposés à des coordonnées précises sur le support. Pour déterminer la nature des cibles, il est donc nécessaire de pouvoir identifier quels sont les sites du support et donc les oligonucléotides, qui ont donné lieu à une hybridation. Dans le document US-A-5 925 525 [1], on détermine l'hybridation des cibles biologiques sur le support à l'aide d'un marqueur fluorescent qui est associé aux cibles biologiques. Ainsi, après mise en contact des cibles marquées avec le support d'analyse comportant les oligosondes, puis lavage, on détermine les sites où a eu lieu l'hybridation en réalisant une excitation de l'ensemble des marqueurs fluorescents, suivie d'une localisation des sites par détection de la lumière de fluorescence réémise par les marqueurs. Les sites pour lesquels une lumière de fluorescence est détectée sont ceux qui ont fixé des molécules-cibles. Cette technique présente l'inconvénient de nécessiter le marquage de la cible biologique avant sa mise en contact avec le support d'analyse, ce qui pose certains problèmes pratiques en ce qui concerne la quantification et/ou le rendement du marquage et le délai pour l'effectuer. De plus, le marquage à une étape donnée fige la situation et empêche de réaliser par la suite des mesures dynamiques capables de suivre une réaction d'hybridation. Une autre technique pour détecter et identifier un acide nuclétique (cible) par sa capacité d'hybridation, décrite dans US-A-5,482, 832 [2], consiste à marquer ces sondes avec une enzyme, puis à mettre en contact les oligonucléotides marqués par une enzyme avec les cibles. La séparation des oligonucléotides non-hybridés des duplex se fait par électrophorèse sur gel. La détection et la détermination de l'hybridation se fait, après migration, en colorant le gel au moyen d'un substrat approprié. Cette technique sur gel limite le nombre de cibles testées et nécessite donc la fixation d'enzymes sur les sondes oligonucléotidiques, ce qui peut poser certains problèmes et risque, dans certains cas, de perturber l'hybridation de l'oligonucléotide avec l'oligonucléotide complémentaire. Exposé de l'invention La présente invention a précisément pour objet un procédé et un support d'analyse de cibles biologiques utilisant des sondes portant un marqueur activable enzymatiquement, mais qui ne nécessitent pas la fixation d'une enzyme sur des sondes oligonucléotidiques. Selon l'invention, le procédé d'analyse de cibles biologiques de type ADN ou ARN, comprend les étapes suivantes : a) mettre en contact les cibles à analyser avec des sondes oligonucléotidiques marquées par un cofacteur A d'une enzyme E, le cofacteur étant tel qu'il est reconnu par l'enzyme E lorsqu'il est fixé sur un oligonucléotide libre et qu'il est moins reconnu par l'enzyme E lorsque l'oligonucléotide sur lequel il est fixé, est hybridé avec un oligonucléotide complémentaire ; b) ajouter au milieu réactionnel l'enzyme E correspondant au cofacteur A et un substrat S de l'enzyme E, le substrat S étant converti par l'enzyme E en un composé C ; c) mesurer un signal représentatif de l'activité de l'enzyme E sur le substrat S ; et d) comparer ce signal avec le signal obtenu lorsqu'on met en contact les sondes oligonucléotidiques marquées par le cofacteur A avec l'enzyme E et le substrat S, dans les mêmes conditions, mais en l'absence des cibles, la différence entre les deux signaux indiquant la présence de cibles complémentaires des sondes oligonucléotidiques. Dans ce procédé, on tire profit du fait que le cofacteur A est moins reconnu par l'enzyme E lorsque les sondes oligonucléotidiques marquées par le cofacteur A sont hybridées avec des cibles complémentaires. De ce fait, l'activité de l'enzyme E sur le substrat S chute lorsqu'il y a hybridation. De préférence, pour obtenir une comparaison significative de l'activité enzymatique de l'enzyme E sur le substrat S, le cofacteur A est tel qu'il n'est plus ou presque plus reconnu par l'enzyme E lorsque les sondes oligonucléotidiques marquées par le cofacteur A sont hybridées avec des cibles biologiques complémentaires. De préférence encore, le signal mesuré dans l'étape c) représente au plus 50% du signal obtenu en l'absence des cibles biologiques. La présente invention est ainsi basée sur le principe selon lequel on obtient un signal qui varie lors de l'hybridation de l'oligonucléotide marqué avec un oligonucléotide complémentaire. Dans le cas de l'invention, la variation de ce signal est basée sur l'utilisation d'une enzyme E qui déclenche ce signal et sur l'effet amplificateur de l'enzyme sur l'intensité de ce signal, ce qui permet une amélioration du rapport signal/bruit. Pour mettre en oeuvre le procédé de l'invention, on choisit de préférence un système : cofacteur A, enzyme E et substrat S, tel qu'il permette une détection de la chute de l'activité enzymatique au moyen d'un signal optique. On peut détecter cette chute d'activité en utilisant par exemple un substrat S présentant des propriétés d'absorption de lumière et/ou de fluorescence spécifiques qui sont différentes des propriétés d'absorption de lumière et/ou de fluorescence du composé C obtenu par transformation du substrat S sous l'action de l'enzyme E. On pourrait aussi détecter cette chute d'activité enzymatique, dans le cas où le composé C de conversion du substrat présente des propriétés d'absorption de lumière et/ou de fluorescence spécifiques, en mesurant un signal optique représentatif de la quantité de composé C formé. Ainsi, en l'absence d'oligonucléotide cible complémentaire, l'enzyme E reconnaît le cofacteur A fixé sur la sonde oligonucléotidique et une activité enzymatique peut être mesurée, après mise en contact de la sonde oligonucléotidique marquée par le cofacteur A avec l'enzyme E et le substrat S. La réaction enzymatique correspond au schéma suivant : Enzyme E, Substrat S. Compose C Co-facteur A Dans le cas où le substrat S présente un maximum d'absorption à une longueur d'onde À1 ou un maximum d'émission de fluorescence à une longueur d'onde À2 pour lesquelles le composé C ne présente pas de propriétés d'absorption de lumière ou d'émission de fluorescence, on peut déterminer l'activité enzymatique par la variation de densité optique (ADO) à la longueur d'onde Â. i ou par la variation de fluorescence (Afluo) à la longueur d'onde en fonction du temps. Lorsque la sonde oligonucléotidique marquée par le cofacteur A est hybridée avec un oligonucléotide cible complémentaire, l'enzyme E ne reconnaît plus ou presque plus le cofacteur A et le substrat S n'est plus ou presque plus transformé en composé C. Il en résulte que ADO/min ou Afluo/min diminue. De préférence, on utilise un système : cofacteur A, enzyme E, substrat S, tel que cette diminution représente de 50 à 100% de la valeur maximale ADO/min ou Afluo/min obtenue avec la sonde oligonucléotidique marquée par A, seule, c'est-à-dire sans oligonucléotide complémentaire. La reconnaissance du cofacteur A fixé sur la sonde oligonucléotidique par l'enzyme E varie en fonction du nombre de bases complémentaires présentes sur l'oligonucléotide cible. Il en résulte une relation entre ADO/min ou Afluo/min en fonction de ce nombre de bases. Ceci permet d'effectuer une analyse fine du degré de complémentarité entre l'oligonucléotide cible à analyser et la sonde oligonucléotidique marquée. Par ailleurs, la détection des hybridations peut être obtenue en mesurant la variation d'un signal optique (variation de DO ou de fluorescence) liée à la consommation du substrat S et engendrée par l'action d'une enzyme. De plus, la consommation de S et l'amplitude du signal peuvent être rendues importantes grâce à l'effet d'amplification dû à l'enzyme. Selon l'invention, il est également important que le processus de reconnaissance entre le cofacteur A et l'enzyme E ne soit pas basé sur la formation d'une liaison covalente entre ces deux éléments, c'est-à-dire que le cofacteur A ne s'accroche pas de façon covalente à l'enzyme E, afin que l'on puisse obtenir cet effet d'amplification. Selon un mode de réalisation du procédé de l'invention, le cofacteur A est la flavine ou l'un de ses dérivés. Généralement, ces composés sont fixés sur des oligonucléotides par l'intermédiaire d'un bras espaceur, par exemple de type- (CHn- pour donner des conjugués flavine-oligonucléotide. Une synthèse de conjugués de ce type est décrite par C. Frier et coll. dans J. Org. Chem., 62,1997, p. 3520-3528 [3]. Cette synthèse consiste à fixer un dérivé de flavine sur l'oligonucléotide par une méthode de couplage phosphoramidite ou H-phosphonate en partant d'un dérivé de formule : avec n étant un nombre entier de 2 à 8, par exemple 6. La stratégie de synthèse permet d'introduire le groupe flavinique, y compris dans des procédés de synthèse oligonucléotidiques automatisés. Ainsi, l'oligonucléotide est marqué par un groupe de formule- (CH) n-P dans laquelle n est un nombre entier allant de 2 à 8, et R représente le groupe de formule : Les enzymes E susceptibles d'être utilisés avec ce cofacteur, peuvent être des flavoprotéines parmi lesquelles on trouve différentes oxydases. De préférence, dans l'invention on utilise les NAD (P) H oxydases et les NAD (P) H : flavine oxydoréductases encore appelées flavine réductases. A titre d'exemple de NAD (P) H oxydase, on peut citer celle issue de la levure et appelée Old Yellow Enzyme décrite par J. Fisher et coll., Biochemistry, 1976,15, p. 1054-1063 [4]. A titre d'exemple de flavine réductase, on peut citer celle décrite par F. Fieschi et coll. J. Biol. Chem., 1995,270, p. 30392-30400 [5]. Les substrats utilisables avec ces enzymes peuvent être le NADPH et le NADH. L'utilisation des flavines comme cofacteur est très intéressante car ce sont des molécules qui agissent comme des cofacteurs des flavine réductases, c'est-à-dire des enzymes solubles qui catalysent l'oxydation du NADPH ou du NADH par l'oxygène de l'air selon le schéma suivant : NAD (P) H Flavineréductase NAD (P) fluorescent à =460 nm Flavine, 02 non fluorescent fluorescent à 2=460 nm absorption maximale à À1=340 nm pas d'absorption Dans ce schéma, la flavine réductase catalyse la réduction des flavines par le NAD (P) H. Les flavines réduites produites par la réaction réagissent ensuite spontanément avec l'oxygène de l'air pour reformer les flavines à l'état initial. De nombreux cycles de transformation peuvent être ainsi effectués permettant une consommation importante de NADPH ou NADH. Ce phénomène d'amplification enzymatique permet l'obtention de signaux importants. Dans l'invention, l'emploi du NADPH ou du NADH comme substrat, est particulièrement intéressant car ces molécules sont douées d'une absorption de lumière et d'une émission de fluorescence caractéristiques que ne possèdent pas leurs produits d'oxydation NADP+ et NAD+. Les propriétés d'émission de fluorescence du NADH sont décrites en particulier par Scott et coll. dans J. Am. Chem. Soc., 92 : 3,11 février 1970, p. 687 à 695 [6]. Ainsi, le NADH présente une fluorescence maximale à la longueur d'onde de 460 nm, et une absorption maximale à la longueur d'onde de 340 nm alors que son produit de conversion par l'enzyme NAD+ ne présente pas de fluorescence et pas d'absorption. Par ailleurs, la flavine oxydoréductase constitue un excellent exemple d'enzyme utilisable dans l'invention. En effet, il s'agit d'une protéine monomérique, soluble, stable, facile à purifier à partir d'une souche surproductrice. La préparation de cette enzyme est décrite dans la référence [5]. Cette enzyme reconnaît exclusivement le cycle isoalloxazine de la flavine et peut donc utiliser comme cofacteurs une très grande gamme d'analogues de flavines présentant des modifications sur la chaîne ribityle, tel que décrit dans la référence [5]. Selon l'invention, on a découvert que le groupement flavinique fixé sur l'oligonucléotide était reconnu par la flavine réductase de sorte que le conjugué oligonucléotide-flavine constitue toujours un cofacteur permettant à l'enzyme de catalyser l'oxydation du NADPH ou du NADH et donc de déclencher une diminution de l'absorption de lumière à 340 nm et une diminution de la fluorescence à 460 nm. Lorsque le cofacteur flavinique A n'est pas en condition saturante par rapport à la concentration de l'enzyme E, la variation de DO en fluorescence (ADO ou Afluo) par unité de temps est proportionnelle à la quantité de cofacteur flavinique A. Ceci permet une quantification des sondes marquées par le cofacteur A. Selon l'invention, on a découvert que lorsqu'un conjugué oligonucléotide-flavine est hybridé à un oligonucléotide complémentaire, le groupement flavinique n'est plus reconnu par la flavine réductase qui de ce fait n'est plus capable de catalyser l'oxydation du NADPH ou du NADH et de déclencher la diminution d'absorption à 340 nm et de fluorescence à 460 nm. En conclusion, sans hybridation, la sonde oligonucléotide-flavine (oligo-A) est détectée par une mesure de signal consistant en une diminution de la densité optique ou de la fluorescence par unité de temps ou pour un temps fixé, par exemple 5 minutes. Ce signal tend vers une extinction partielle ou totale (ADO ou Afluo diminue ou dans le meilleur des cas devient nul) et ce spécifiquement quand il y a hybridation avec une cible complémentaire non marquée. La preuve de l'hybridation peut donc être détectée par la variation de la diminution de densité optique ou de l'émission de fluorescence. Un avantage de ce procédé est que cette variation du signal mesuré n'est pas le reflet de la variation de la densité optique ou de la fluorescence d'une molécule donnée mais de plusieurs molécules de substrat S de l'enzyme E utilisant A comme cofacteur. La réaction enzymatique permet donc une amplification considérable de la réponse. Selon une variante de réalisation de l'invention, utilisable dans le cas du système : flavine (cofacteur A), flavine réductase (enzyme E) et NADH ou NADPH (substrat), on peut obtenir un signal représentatif de l'activité enzymatique de l'enzyme E en utilisant une seconde enzyme et un aldéhyde, la seconde enzyme étant capable de catalyser la réaction de la flavine réduite avec l'aldéhyde et l'oxygène, cette réaction étant accompagnée d'une luminescence représentative de l'activité de l'enzyme E. La seconde enzyme est par exemple la luciférase, et l'aldéhyde peut être le décanal. Dans un premier temps, comme il est décrit précédemment, le substrat S est converti en composé C par la première enzyme E (flavine réductase) en formant de la flavine réduite. Dans un deuxième temps, la seconde enzyme (la luciférase) catalyse la réaction de la flavine réduite avec l'aldéhyde (RCHO) et l'oxygène, selon le schéma réactionnel suivant : Flavine réduite+RCHO+Oz-'RCOOH+flavine oxydée-f- (lumière) (hv) Ceci correspond à une luminescence à 490 nm. Cette réaction est décrite en particulier par Hastings et coll., Advances in Microbial Physiology, vol. 26,1985, p. 235-291 [7] et par Zenno et coll., J. Bacteriol., 1994, p. 3536-3543 [8]. La flavine oxydée ainsi formée peut être utilisée par la flavine réductase pour convertir le substrat S et être à nouveau réduite. Ainsi, lorsque la sonde est hybridée avec une cible complémentaire, ces réactions ne se produisent plus et il n'y a plus de lumière. Avec l'oligoflavine, cela donne donc de la lumière quand il n'y a pas d'hybridation et n'en donne plus quand il y a hybridation. La détection de l'hybridation par des mesures de luminescence est intéressante car le signal est spécifiquement lié à une réaction chimique et pas aux propriétés intrinsèques (absorption ou fluorescence) des objets (moyens) utilisés. On a donc quelque chose de très spécifique car les supports peuvent être un peu fluorescents et cela peut affecter les mesures de fluorescence. En revanche, ils ne sont pas chimioluminescents. Dans cette variante de l'invention, on peut utiliser la flavine réductase de E. coli ou de V. harveyi, et la luciférase de V. harveyi. Dans ce cas, on ajoute à la sonde marquée à la flavine, la flavine réductase et la luciférase, du décanal, par exemple 0,001% vol/vol, du NADPH ou du NADH 200 uM, du tampon phosphate, pH 7,50 mM. On mesure la luminescence avec un lumiphotomètre commercial à 490 nm. Lorsqu'on répète cette opération avec un oligonucléotide cible complémentaire, il n'y a pas de luminescence. Selon l'invention, les sondes oligonucléotidiques marquées par le cofacteur A sont de préférence fixées sur un support solide. Ce support solide peut être muni de microcuvettes dans lesquelles sont fixées les sondes. Aussi, l'invention a également pour objet un support d'analyse de cibles biologiques de type ADN ou ARN comportant des sondes oligonucléotidiques fixées sur un support solide, caractérisé en ce que les sondes oligonucléotidiques sont marquées par un cofacteur A d'une enzyme E tel que le cofacteur A fixé sur la sonde est reconnu par l'enzyme E, mais qu'il est moins reconnu par l'enzyme E lorsque la sonde oligonucléotidique est hybridée avec un oligonucléotide complémentaire, l'enzyme E étant telle qu'elle possède un substrat S ou un composé C de conversion de ce substrat qui permet de déterminer l'activité de l'enzyme E par un signal optique, représentatif de la consommation du substrat S ou de la production du composé C. De préférence, le cofacteur A est la flavine ou l'un de ses dérivés. Ainsi, la sonde oligonucléotidique peut être marquée par un groupe de formule-(CH)-R dans laquelle n est nombre entier allant de 2 à 8 et RI représente un groupe répondant à la formule suivante : D'autres caractéristiques et avantages de l'invention apparaîtront mieux à la lecture de la description qui suit, donnée bien entendu à titre illustratif et non limitatif, en référence aux dessins annexés. Brève description des dessins La figure 1 est une courbe illustrant l'évolution de l'activité enzymatique de la flavine réductase en fonction de quantités croissantes d'un oligonucléotide cible complémentaire. La figure 2 illustre l'activité enzymatique déterminée en fonction du nombre de bases complémentaires de l'oligonucléotide-cible. La figure 3 représente le spectre d'émission de fluorescence du NADH. La figure 4 illustre la variation de l'intensité de fluorescence du NADH en présence de la flavine réductase et de la sonde oligonucléotique seule (droite ISIS), ou hybridée à un oligonucléotide cible complémentaire (droite ISIS + ICAM-20). La figure 5 illustre l'effet du nombre de bases complémentaires d'un oligonucléotide cible hybridé à l'oligonucléotide sonde marqué par la flavine, sur la variation de l'intensité de fluorescence du NADH induite par l'activité de la flavine réductase. La figure 6 illustre l'activité enzymatique de la flavine réductase en fonction de quantités croissantes de sondes marquées à la flavine. Exposé détaillé des modes de réalisation Dans les exemples qui suivent, on utilise les oligonucléotides suivants : 1) sonde oligonucléotide-flavine ISIS : SEQ ID NO : 1 3'-ctctcccctt caccaccccc-p-Cgflavine 2) cibles complémentaires de la sonde oligonucléotide-flavine ICAM-20 : SEQ ID NO : 2 5'-gcctgatgag aggggaagtg gtgggggaga catagcccca cc-3' ICAM-17 : SEQ ID NO : 3 5'-gcctgatgag aggggaagtg gtggcccaga catagcccca cc-3' ICAM-14 : SEQ ID NO : 4 5'-gcctgatgag aggggaagtg gattcccaga catagcccca cc-3' 3) oligonucléotide non complémentaire NC : SEQ ID NO : 5 5'-ctcatcgtgt aaaaaaaaaa aggcagtact ggaagggcta attct-3' La sonde oligonucléotide-flavine ISIS a été synthétisée selon la méthode décrite dans la référence [6]. Dans ces exemples, on utilise comme enzyme E, la flavine réductase préparée selon la méthode décrite dans la référence [8]. Les spectres d'émission de fluorescence et d'excitation ont été enregistrés sur un spectrofluorimètre LS 50B Perkin-Elmer équipé d'une source au xénon pulsé, d'un monochromateur d'excitation, d'un monochromateur d'émission et d'un système de régulation de température. Exemple 1 Dans cet exemple, on étudie l'évolution de l'activité enzymatique de la flavine réductase sur la sonde ISIS (SEQ. ID : ? 1) en fonction de quantités croissantes d'oligonucléotide-cible complémentaire ICAM-20 (SEQ. ID NO : 2). On introduit dans la cuve d'un spectrophotomètre Varian-Cary équipé d'un régulateur de température, un volume total de 100 pl comprenant les composés suivants : tampon Tris HCl 50 mM, pH 7,5, NaCl 10 mM, sonde ISIS 10 uM, NADH 200 uM et flavine réductase 0,1 uM ainsi que des quantités croissantes de l'oligonucléotide-cible ICAM-20. Dans un premier temps, la double hélice entre ISIS et ICAM-20 est formée dans le tampon Tris en présence de NaCl, à température ambiante, et le NADH est ensuite ajouté. La réaction est ensuite déclenchée par ajout de 0,1 uM de flavine réductase (0,3 pg par essai). Elle est suivie pendant quelques minutes à l'air et à 25 C. On suit l'oxydation du NADH par spectroscopie électronique à 340 nM, longueur d'onde d'absorption caractéristique du NADH. La figure 1 illustre l'évolution de l'activité enzymatique de la flavine réductase (en nmol NADH oxydé min/mg d'enzyme) en fonction du nombre d'équivalents de la cible ICAM-20 présents. Les résultats obtenus sur la figure 1 montrent que l'activité enzymatique décroît rapidement lorsque le nombre d'équivalents de la cible ICAM-20 augmente. Exemple 2 Dans cet exemple, on vérifie l'influence du nombre de bases complémentaires de la cible sur l'activité enzymatique mesurée. Dans cet exemple, on suit le même mode opératoire que dans l'exemple 1 mais on utilise de plus, les autres oligonucléotides cibles constitués par ICAM-17 (SEQ. ID NO : 3), ICAM-14 (SEQ. ID NO : 4) et NC (SEQ. ID NO : 5). On utilise dans chaque cas dix équivalents des oligonucléotides cibles. L'activité enzymatique est déterminée comme dans l'exemple 1. Les résultats obtenus sont donnés dans le tableau 1 et la figure 2. Tableau 1 Activité enzymatique nmol de NADH oxydé/min Cible ICAM-20 : 20 bases complémentaires (SEQ. ID NO : 2 200 Cible ICAM-17 : 17 bases complémentaires (SEQ. IDN : 3) 500 Cible ICAM-14 : 14 bases complémentaires (SEQ. ID NO : 4) 1700 Cible non complémentaire (SEQ. ID NO : 5) 5000 La figure 2 et les résultats du tableau I montrent que l'activité enzymatique (en nmol de NADH oxydé/min) diminue fortement à mesure que le nombre de bases complémentaires de l'oligonucléotide cible augmente puisqu'elle passe de 1700 à 200 nmol de NADH oxydé/min lorsqu'on passe de 14 à 20 bases complémentaires. Dans le cas où la sonde oligonucléotidique est utilisée seule, on obtient une activité enzymatique de 5 000 à 5 800 nmol/min. Exemple 3 Dans cet exemple, on détermine la variation de l'intensité de fluorescence du NADH en présence de la flavine réductase et de la sonde ISIS seule marquée à la flavine, et en présence de la sonde ISIS marquée à la flavine hybridée à l'oligonucléotide complémentaire ICAM-20. La figure 3 illustre le spectre d'émission de fluorescence du NADH pour une excitation à 340 nm. Sur cette figure, on remarque que le maximum d'émission est à 460 nm. Dans cet exemple, on utilise un volume total de 400 pi contenant du tampon Tris/HCl, pH 7,6, 50 mM, NaCl 10 mM, la sonde ISIS marquée à la flavine 5 pM, du NADH 200 uM, en présence ou non de la cible complémentaire ICAM-20, 50 uM, 10 équivalents. La sonde ISIS est mise en solution seule ou appariée avec ICAM-20. Le NADH est ensuite ajouté, puis la réaction est déclenchée à 250C par ajout de la flavine réductase (0, 3 pg par essai), soit 0, 1 uM. L'intensité d'émission de fluorescence (I) du NADH est enregistrée en fonction du temps t (en s) à 460 nm (longueur d'onde maximale d'émission du NADH). Les résultats obtenus sont donnés sur la figure 4. Sur cette figure, la droite (ISIS) correspond à la variation de l'intensité de fluorescence pour la sonde ISIS seule, la droite (ISIS + ICAM-20) illustre la variation de l'intensité de fluorescence pour la sonde ISIS hybridée à ICAM-20. On remarque sur la figure 4 que l'intensité d'émission de fluorescence de la sonde hybridée ne varie pratiquement pas en fonction du temps. Exemple 4 Dans cet exemple, on détermine la variation de l'intensité de fluorescence du NADH en fonction du nombre de paires de bases de la cible complémentaire. On suit le même mode opératoire que dans l'exemple précédent en utilisant soit la cible ICAM-20, soit la cible ICAM-17, soit la cible ICAM-14 à raison de 10 équivalents de cible par rapport à la sonde ISIS. L'intensité d'émission de fluorescence I du NADH exprimée en unité arbitraire est enregistrée à 460 nm pour une longueur d'onde d'excitation de 340 nm, en présence de flavine réductase en fonction du temps. Les droites I=f (t) obtenues permettent de déterminer la variation de fluorescence par minute en fonction du nombre de paires de bases associées dans le duplex formé. Le tableau 2 illustre la variation d'intensité d'émission de fluorescence et la figure 5 illustre cette variation en fonction du nombre de bases complémentaires de l'oligonucléotide cible. Sur cette figure, la valeur 100 de l'unité arbitraire représente la variation de l'intensité de fluorescence par unité de temps dans le cas ISIS non hybridée. Tableau 2 Cible Intensité d'émission de fluorescence (unité arbitraire) I (t=0) I (t=5 min) Activité enzymatique Sans 828 688 100% ICAM-20 828 814 10% ICAM-17 828 809 20% ICAM-14 828 803 30% Si l'on compare les résultats obtenus sur la figure 5 avec ceux de la figure 2 où il s'agissait d'une mesure de densité optique, on voit que l'on obtient des résultats similaires. Exemple 5 Dans cet exemple, on détermine l'activité enzymatique de la flavine réductase, en utilisant des concentrations croissantes de sonde ISIS marquée à la flavine. On réalise l'expérience en l'absence d'oligonucléotides complémentaires, en utilisant une solution de tampon Tris 50 mM, pH 7,6, NaCl 50 mM, NADH 200 uM et 0,05 g/l de flavine réductase. On utilise des quantités de sonde ISIS allant de 0 à 7 uM. La figure 6 illustre l'activité enzymatique, soit le nombre de nanomoles de NADH oxydé par minute, en fonction de la concentration (en pM) en sonde ISIS. On remarque ainsi que l'activité enzymatique augmente avec la concentration en sonde ISIS, c'est-à-dire en flavine. REFERENCES CITEES [1] US-A-5 925 525, [2] US-A-5,482, 832, [3] C. Frier et coll., J. Org. Chem., 62,1997, p. 3520-3528, [4] J. Fisher et coll., Biochemistry, 1976,15, p. 1054-1063, [5] F. Fieschi et coll. J. Biol. Chem., 1995,270, p. 20392-20400, [6] Scott et coll., J. Am. Chem. Soc., 92 : 3,11 février 1970, p. 687 à 695 [7] Hastings et coll., Advances in Microbial Physiology, vol. 26,1085, p. 235-291 [8] Zenno et coll., J. Bacteriol., 1994, p. 3536- 3543. REVENDICATIONS 1. Procédé d'analyse de cibles biologiques de type ADN ou ARN, qui comprend les étapes suivantes : a) mettre en contact les cibles à analyser avec des sondes oligonucléotidiques marquées par un cofacteur A d'une enzyme E, le cofacteur étant tel qu'il est reconnu par l'enzyme E lorsqu'il est fixé sur un oligonucléotide libre et qu'il est moins reconnu par l'enzyme E lorsque l'oligonucléotide sur lequel il est fixé, est hybridé avec un oligonucléotide complémentaire ; b) ajouter au milieu réactionnel l'enzyme E correspondant au cofacteur A et un substrat S de l'enzyme E, le substrat S étant converti par l'enzyme E en un composé C ; c) mesurer un signal représentatif de l'activité de l'enzyme E sur le substrat S ; et d) comparer ce signal avec le signal obtenu lorsqu'on met en contact les sondes oligonucléotidiques marquées par le cofacteur A avec l'enzyme E et le substrat S, dans les mêmes conditions, mais en l'absence des cibles, la différence entre les deux signaux indiquant la présence de cibles complémentaires des sondes oligonucléotidiques. 2. Procédé selon la revendication 1, dans lequel le cofacteur A n'est plus ou presque plus reconnu par l'enzyme E lorsque les sondes oligonucléotidiques marquées par le cofacteur A sont hybridées avec des cibles biologiques complémentaires. 3. Procédé selon la revendication 2, dans lequel le signal mesuré dans l'étape c) représente au plus 50% du signal obtenu en l'absence des cibles biologiques. 4. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 3, dans lequel le signal représentatif de l'activité enzymatique de l'enzyme E sur le substrat S est un signal optique. 5. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 4, dans lequel l'enzyme E et le cofacteur A sont tels que le cofacteur A ne se fixe pas sur l'enzyme E par liaison covalente. 6. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 5, dans lequel l'enzyme E est telle que son substrat S ou le composé C de conversion de ce substrat S permet de déterminer l'activité enzymatique de l'enzyme E par une variation de propriétés d'absorption de lumière ou de fluorescence due à la consommation du substrat S ou à la production du composé C. 7. Procédé selon la revendication 5, dans lequel le cofacteur A est la flavine ou l'un de ses dérivés. 8. Procédé selon la revendication 7, dans lequel l'enzyme est une flavoprotéine. 9. Procédé selon la revendication 8, dans lequel l'enzyme E est une flavine réductase ou une NAD (P) H oxydase et le substrat S est le NADPH ou le NADH. 10. Procédé selon la revendication 9, dans lequel le signal mesuré est l'intensité de fluorescence du NADH à 460 nm ou l'absorption de lumière du NADH à 340 nm. 11. Procédé selon la revendication 1, dans lequel le cofacteur A étant la flavine, l'enzyme E étant une flavine réductase et le substrat S étant le NADH ou le NADPH, on obtient le signal représentatif de l'activité de l'enzyme E en utilisant une seconde enzyme et un aldéhyde, la seconde enzyme étant capable de catalyser la réaction de la flavine réduite avec l'aldéhyde et l'oxygène, cette réaction étant accompagnée d'une luminescence représentative de l'activité de l'ensyme E E. 12. Procédé selon la revendication 11, dans lequel la seconde enzyme est la luciférase. 13. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 12, dans lequel la comparaison des deux signaux permet de déterminer le degré de complémentarité entre la cible et la sonde oligonucléotidique marquée par le cofacteur A. 14. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 13, dans lequel on utilise des quantités de substrat telles que l'on amplifie le signal représentatif de l'activité de l'enzyme E. 15. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 14, dans lequel les sondes oligonucléotidiques marquées par le cofacteur A sont fixées sur un support solide. 16. Support d'analyse de cibles biologiques de type ADN ou ARN comportant des sondes oligonucléotidiques fixées sur un support solide, caractérisé en ce que les sondes oligonucléotidiques sont marquées par un cofacteur A d'une enzyme E tel que le cofacteur A fixé sur la sonde est reconnu par l'enzyme E, mais qu'il est moins reconnu par l'enzyme E lorsque la sonde oligonucléotidique est hybridée avec un oligonucléotide complémentaire, l'enzyme E étant telle qu'elle possède un substrat S ou un composé C de conversion de ce substrat qui permet de déterminer l'activité enzymatique de l'enzyme E par un signal optique, représentatif de la consommation du substrat S ou de la production du composé C. 17. Support d'analyse selon la revendication 16, dans lequel le cofacteur A est la flavine ou l'un de ses dérivés. 18. Support d'analyse selon la revendication 16, dans lequel la sonde oligonucléotidique est marquée par un groupe de formule-(CHn-R dans laquelle n est nombre entier allant de 2 à 8 et R représente le groupe répondant à la formule suivante :