Brevet FR2816319A1 — publié le 20020510

UTILISATION D'ADN POLYMERASE MUTAGENE POUR LA CREATION DE MUTATIONS ALEATOIRES La présente invention concerne l'utilisation d'une ou plusieurs ADN polymérases mutagènes pour modifier des séquences d'ADN au moins partiellement codantes. Un tel procédé doit permettre l'obtention rapide d'un grand nombre de mutants aléatoires, donc des banques de polypeptides (par exemple de protéines) mutés, et permet la sélection de polypeptides (par exemple de protéines) d'intérêt selon un phénotype prédéterminé. Cet outil s'adresse donc en particulier à tout expérimentateur désireux de modifier une protéine soit dans un cadre d'étude fondamentale, soit dans l'optique d'une amélioration phénotypique à finalité industrielle. Différentes techniques ont été développées pour favoriser la mutagenèse in vitro sur des séquences d'ADN. Parmi celles-ci, nous pouvons citer la mutagenèse dirigée et la mutagenèse aléatoire. La mutagenèse dirigée est une méthode qui consiste à altérer in vitro la structure d'une protéine par simple modification de codons ciblés dans la séquence de l'ADN. Ainsi, des acides aminés peuvent être substitués au niveau de sites actifs connus ou supposés de la protéine. La mutagenèse aléatoire in vitro consiste à introduire, lors d'une étape de réplication ou de recombinaison, des mutations réparties de façon aléatoire sur la séquence d'un gène ou d'un fragment de gène. Les mutations peuvent être introduites tout au long de la région codante d'un gène ou confinées à des segments d'ADN bien spécifiques. Contrairement à la mutagenèse dirigée, la connaissance précise de la structure de la protéine n'est pas nécessaire pour effectuer la mutagenèse aléatoire. Plusieurs méthodes de mutagenèse aléatoire ont été mises au point. Dans une première approche largement mise en oeuvre, on utilise la réaction de polymérisation en chaîne (PCR) dans des conditions qui favorisent l'introduction de mutations (error-prone PCR). Avec la Taq polymérase, le taux de substitution de bases peut atteindre 10-3 c'est-àdire 1 substitution pour 1000 paires de bases (Moore et al. (1996)"Direct évolution of para-nitrobenzyl esterase for aqueous-organic solvant"Nat. Biotech. 14 : 458-467). Dans d'autres cas, on a atteint un taux d'environ 1 substitution pour 500 bases (Sweasy et al. (1993) "Detection and characterization of mammalian DNA polymérase ss mutants by functional complementation in Escherichia coli"Proc. Natl. Acad. Sci. USA 90 : 4626- 4630 ; Diaz et al. (1991)"PCR-mediated chemical mutagenesis of cloned duplex DNAs."Biotechniques 11 : 204-211). Cette technique présente cependant plusieurs inconvénients. En particulier, elle nécessite une étape de traitement du substrat à modifier par des composés chimiques génotoxiques. De plus, elle produit un taux de mutagenèse trop faible. Elle n'est donc pas adaptée pour la construction d'une banque de mutants et la sélection rapide de mutants avantageux. Dans une autre approche, on utilise des oligonucléotides (par exemple 19 ou 47 paires de bases) de séquence aléatoire synthétisés par voie chimique (oligonucléotides dégénérés), qui sont insérés dans un gène, de préférence dans la zone codant pour la partie active de l'enzyme, et utilisés pour fournir une diversité de protéines. (Horowitz et al. (1986) "Promoters selected from random DNA sequences"Proc. Natl. Acad. Sci. USA 83 : 7405-7409 ; Dube et al. (1989) "Mutants generated by the insertion of random oligonucleotides into the active site of the ss-lactamase gene" Biochemistry 267 : 5703-5707). Cette procédure nécessite la synthèse, encore coûteuse, de nombreux oligonucléotides mutés. Encore une autre approche, basée sur l'utilisation de la recombinaison homologue, analogue au processus naturel de brassage génétique qui s'opère au cours de l'évolution, peut être utilisée. Cette méthode est appelée shuffling (Stemmer (1994)"DNA shuffling by random fragmentation and reassembly : in vitro recombination for molecular evolution"Proc. Natl. Acad. Sci. USA 91 : 10747-10751). Elle consiste à faire une PCR sur des fragments d'un gène ou des fragments de plusieurs gènes homologues, à la suite d'une digestion au hasard par la DNAse I. Les petits fragments issus de cette digestion servent d'amorces les uns vis-à-vis des autres lors de la PCR, et conduisent à l'introduction de mutations aléatoires par recombinaison. Cette méthode est lourde et s'articule en plusieurs étapes (digestion de l'ADN, recombinaison par PCR en présence de méga- amorces , etc. ), ce qui implique des difficultés de mise en oeuvre. Elle a été utilisée dans l'amélioration des activités de plusieurs enzymes tels que la Green Fluorescent Protéine, la ss-lactamase, ou encore l'opéron de détoxication de l'arsenate. La fidélité de plusieurs ADN polymérases a été testée afin de mesurer leur pouvoir mutagène. Parmi celles-ci, le fragment de Klenow de l'ADN polymérase I d'Escherichia coli, l'ADN polymérase T4, l'ADN polymérase séquenase du phage T7, la Taq DNA polymérase. Parmi toute ces polymérases, la Taq polymérase est la moins fidèle. Cependant, le taux de mutagenèse reste trop faible pour envisager son utilisation à des fins de mutagenèse aléatoire sans modification des conditions de réaction ou de la polymérase elle-même (Cadwell et al. (1992) "Randomization of genes by PCR mutagenesis"Cold Sprinq Harbor Laboratory 2 : 28-33). Par conséquent, en dépit des techniques mises au point, il subsiste à ce jour un besoin pour une technique de mutagenèse aléatoire simple à mettre en oeuvre, n'impliquant pas l'utilisation de composés chimiques génotoxiques, ni d'étapes complexes, ni la synthèse de nombreux oligonucléotides, et générant un taux suffisamment élevé de mutations aléatoires pour envisager la création d'une banque de protéines. Au terme de longues recherches, le Demandeur a démontré de façon surprenante qu'il est possible d'utiliser une mutase lors de la replication d'un ADN, afin d'obtenir un taux suffisamment élevé de mutagenèse aléatoire. L'invention a donc pour objet un procédé de mutagenèse aléatoire qui comprend la replication d'une séquence d'ADN en présence d'au moins une mutase en quantité efficace. La séquence d'ADN peut être un fragment de gène ou un gène complet, qui peut coder une protéine par exemple une enzyme. Plusieurs mutases peuvent être utilisées, soit simultanément, soit successivement. La ou les mutases utilisées seront de préférence thermostables. Par mutase , on entend ici une ADN polymérase de niveau mutagène au moins aussi élevé que celui de l'ADN polymérase P (Pol P), en d'autres termes une ADN polymérase au moins aussi mutagène que la Pol ss. Une telle mutase va introduire des nucléotides non appariés, source de mutations lors de la réplication de l'ADN, de façon aléatoire, dans un gène ou un fragment de gène. Une mutase appropriée peut donc être Pol P, ou encore polt, Pol il, ou pol K. L'ADN Pol P est un petit polypeptide de 39 KD. C'est une enzyme hautement conservée chez les eucaryotes supérieurs. Sa fonction primaire serait la réparation coûte que coûte de l'ADN endommagé, mais elle a aussi un rôle de réplication de l'ADN natif. L'ADN Pol ss est exprimée à un niveau constant au cours du cycle cellulaire, et l'exposition des cellules à des agents xénobiotiques, par exemple les rayonnements, induit son expression. Elle n'a jamais été utilisée à ce jour en mutagenèse aléatoire. Elle se distingue des ADN polymérases habituellement utilisées en mutagenèse par son caractère infidèle lors de la réplication de l'ADN, infidélité qui serait liée à l'absence des activités exonucléasiques correctrices associées (Kunkel, T. A. (1985)"The mutational specificity of DNA polymérase-ss during in vitro DNA synthesis."J. Biol. Chem. 260 : 5787-5796 ; Kunkel, T. A. (1986)"Frameshift mutagenesis by eucaryotic DNA polymerase in vitro."J. Biol. Chem. 261 : 13581-13587). Contrairement à ces autres polymérases utilisées, dont le caractère infidèle est insuffisant pour générer rapidement et facilement des mutations aléatoires pouvant aboutir à la création de banques de protéines mutées, le caractère infidèle de la Pol ss est particulièrement élevé, et peut atteindre 10-2. Différentes sources de Pol P peuvent être utilisées : cellules Hela (extraits cellulaires), poulet, rat et foie humain. Quelle que soit la ou les mutases utilisées, le taux de mutagenèse aléatoire est au minimum de l'ordre de 1 mutation pour 400 paires de bases, de préférence au minimum de l'ordre de 1 mutation pour 300 paires de bases, de préférence encore au minimum de l'ordre de 1 mutation pour 200 paires de bases, plus préférentiellement encore au minimum de l'ordre de 1 mutation pour 100 paires de bases, voire au minimum de l'ordre de 1 pour 50 paires de bases. La ou les mutases utilisées seront de préférence sous forme d'extrait (s) cellulaire (s). Le procédé selon l'invention comprend donc la réplication d'une séquence d'ADN en présence d'une quantité efficace d'au moins une mutase. L'homme de l'art saura définir cette quantité efficace. En raison des propriétés mutagènes particulières de la ou des mutases utilisées pour la réplication, on obtient des copies non fidèles de la séquence d'ADN de départ, copies portant des mutations aléatoires en nombre suffisant pour générer un ensemble de polypeptides mutés pouvant servir à créer une banque de polypeptides, et à sélectionner un ou plusieurs polypeptides présentant une ou des propriétés souhaitées. Les polypeptides peuvent être des protéines telles que des enzymes, d'origine végétale ou animale, en particulier humaine. La ou les propriétés souhaitées peuvent être par exemple une résistance à la chaleur améliorée, une meilleure efficacité, une action plus rapide ou plus ciblée, une liaison ou une meilleure liaison à un récepteur, une résistance ou une résistance améliorée à certains composés, etc. L'étape de réplication peut être suivie d'une étape de recombinaison. Cette recombinaison peut être une étape de digestion d'ADN suivie par une étape d'amplification par PCR. De plus, lors de la PCR, les étapes d'hybridation et de polymérisation peuvent être regroupées en une seule étape de très courte durée. La recombinaison peut également être une étape de digestion d'ADN suivie par une étape de ligation des produits de digestion. Le produit de réplication, qui est porteur de mutation (s) aléatoire (s), éventuellement recombiné et amplifié, peut ensuite être cloné dans un vecteur d'expression afin de générer les polypeptides mutés, qui sont isolés. Ces polypeptides mutés seront rassemblés en une banque de polypeptides, et pourront être sélectionnés en fonction de la ou des propriétés souhaitées. Les propriétés mutagènes de la ou des mutases utilisées peuvent être encore accrues, afin d'augmenter encore le nombre de mutations générées. Plusieurs techniques sont possibles. Ainsi, dans un mode de réalisation du procédé selon l'invention, on substitue du magnésium par du manganèse ou du cobalt dans la réaction de PCR (Beckman et al. (1985)"On the fidelity of DNA replication : manganese mutagenesis in vitro. " Biochemistry 24 : 5810-5817). Un autre mode de réalisation du procédé selon l'invention comprend l'utilisation d'un pool de nucléotides biaisé, c'est-à-dire d'un pool de nucléotides dans lequel un ou plusieurs nucléotides sont favorisés par rapport aux autres. A titre d'exemple, on peut utiliser un pool biaisé dans lequel trois des nucléotides naturels sont favorisés par rapport au quatrième (Cadwell et al. (1992)"Randomization of genes by PCR mutagenesis."Cold Sprinq Harbor Laboratory 2 : 28-33). Dans un autre mode de réalisation, on incorpore un ou des analogues de nucléotides mutagènes. Un tel analogue peut être la 8-oxoguanine (Zaccolo et al. (1996) "An approch to random mutagenesis of DNA using mixture of triphosphate derivatives of nucleoside analogues"J. Mol. Biol. 255 : 589-603). On peut également utiliser une autre ADN polymérase en combinaison avec la ou les mutases, que ce soit simultanément ou successivement. Enfin, il est possible simplement de modifier un ou des paramètres du milieu réactionnel, tels que le pH, la température ou la concentration en sels, pour modifier l'action de la ou des mutases. EXEMPLE 1 Production in vitro de mutations aléatoires par réplication d'un polynucléotide de 85 mers avec l'ADN Pol ss et utilisation d'un pool biaisé de désoxynucléotides. La figure 1 présente très schématiquement les différentes étapes du procédé depuis le polynucléotide jusqu'au séquençage des clones recombinants. Matériel : Amorce 3' : 5'GATTGAATTCCTCATTATGG 3' Amorce 5' : 5'TGAATACTGTATGATAATCG 3' Matrice 85 mer : 5'TGAATACTGTATGATAATCGTGAGGATCCCGCATATAAGCTTTT CGATCGCCTGCAGTAACTCCACCATAATGAGGAATTCAATC 3' Milieux de culture Milieu complet LB : tryptone 1 %, extrait de levure 0,5 %, Nacl 1%, H20 qsp 1 1. 15 g d'agar sont ajouté à 1 litre de LB pour la préparation du milieu LB/agar. Milieu SOC : Tryptone 2 %, 0,5 % d'extrait de levure, 10 mM NaCl, 2,5 mM KCl, 10 mM MgCl2, 10 mM MgSO4, 20 mM glucose. Souche bactérienne et vecteurs Souches Génotypes Sources F- McrA # (mrr-hsdRMS-mcrBC) TOP 10 (#80lacZ#M15 #lacX74 recA1 Invitrogen deoR araD139 A (ara-leu) 7697 galU galK rpsL (StrR) endA1 nupG F- ompT gal(dcm) (lon)hsdSB(rB- BioLabs mB-) avec DE3, a # prophage portant le gène de T7 RNA polymerase Replication in vitro de la matrice par l'ADN Pol ss Préparation et purification de l'ADN Pol P Une culture de nuit de la souche BL21 transformée par un plasmide exprimant une fusion protéique Pol P : : (His) 6 sous la dépendance d'un promoteur T7 est diluée au 1/50 dans du milieu LB+Kanamycine 50 g/ml et incubée à 37 C sous agitation. A DO 0. 6-1, de l'IPTG 1mM est ajouté et l'incubation est poursuivie pendant 4 heures. Les cellules sont centrifugées puis lysées avec du lysosyme à 100 g/ml et du triton X100 à 0.1%. La lyse s'effectue à 30 C durant 30 min. Les cellules sont ensuite soniquées puis centrifugées. La fusion Pol ss : (His) 6 est purifiée sur colonne de Nickel et élution à l'imidazole grâce à la résine et aux tampons du kit de purification Novagen. Marquage de l'amorce 20 mer : 60 ng de l'amorce 5'sont marqués par 10 unités de la T4 polynucléotide kinase (New England BioLabs) pendant une heure à 37 C dans un tampon contenant 70 mM Tris-HCl (pH 7,6), 10 mM MgCl2, 5 mM dithiotréitol et 20/lCi 32p~y- ATP. L'enzyme est ensuite inactivée par une incubation du mélange réactionnel à 70 C pendant 10 minutes. Hybridation de l'amorce marquée à la matrice 60 ng de l'amorce 5'marquée au P-y-ATP sont ajoutés à 300 ng de la matrice dans un tampon d'hybridation (100 mM Tris-HCl, 50 mM NaCl, 10 mM MgCl2). Le mélange est d'abord dénaturé à 70 C pendant 10 minutes. L'hybridation des deux oligonucléotides est ensuite obtenue en poursuivant l'incubation jusqu'à ce que la température du bain ait atteint la température ambiante. Réplication de la matrice Une unité de l'ADN Pol P est ajoutée à 5 ng de la matrice 85 mer hybridée à 20 ng d'oligonucléotide 20 mer marquée au P-&gamma;-ATP dans un mélange réactionnel contenant 25 mM HEPES (pH 8, 5), 125mM NaCl, 5mM MgCI2, 200 juM dATP, 200 jM dGTP, 200 jM dTTP. Ces différents mélanges sont répartis dans cinq tubes auxquels sont ajoutées différentes concentrations de dCTP (0 dCTP, 0. 2 u. M dCTP, 2 M dCTP, 20 M dCTP, 200 M dCTP). Après une heure d'incubation à 37OC, une partie du mélange est déposé sur un gel d'acrylamide (15% acrylamide, 7M urée, 30% formamide) pour contrôler les produits de la réaction. L'autre partie est complémentée avec du dCTP à une concentration finale de 200 pom et la réaction est poursuivie pendant une heure. Enfin, la réaction est arrêtée avec le tampon stop (90% formamide/0, 1% xylène cyanol/0, 1% bleu de bromophénol/0,1 mM EDTA). Les échantillons sont ensuite dénaturés pendant 10 minutes à 70 Oc et chargés sur un gel d'acrylamide pour visualiser les produits de réplication. La révélation de ces produits se fait par impression d'un film autoradiographique. Réaction de polymérisation en chaine (PCR) La réaction de PCR a été réalisée en ajoutant 1 fJ. 1 du produit de réplication obtenue par l'action de la Pol ss à un mélange contenant le tampon de polymérisation (20 mM Tris HCl (pH 8,8), 10 mM KCl, 10 mM (NH4) 2SO4, 0. 1% Triton) (New England Biolabs) 1,5 mM MgSO4, 200 mM dNTP, 20 pmol de chaque oligonucléotide 5'et 3', et 5u de la Vent polymérase hautement fidèle (New England Biolabs). Ces mélanges ont été incubés dans un thermocycleur BioRad selon le programme suivant : (95OC, 5 min.) - (95OC 30 sec. - 50 C 30 sec. - 72 C 30 sec. ) x 30 cycles - (72 C - 5 min. ). Les produits de PCR sont ensuite déposés sur un gel d'agarose TAE 1%. Après migration et coloration du gel au bromure d'ethidium, la bande de 85 mer correspondant au produit d'amplification de la matrice est visualisée par trans-illumination aux ultraviolets. Clonage Le clonage des produits d'amplification a été réalisé en utilisant le kit de clonage Zero Blunt TOPO PCR Cloning Kit de Invitogen. 1 l de produit d'amplification obtenu par PCR est ajouté à 10 ng du vecteur de clonage pCR-Blunt II-TOPO (Invitrogen) contenu dans le tampon suivant : 50 % glycerol, 50 mM Tris-HCl, 1mM EDTA, 2 mM DTT, 0. 1 % Triton X-100, 100 fJ. g/ml BSA. Le mélange est maintenu à température ambiante pendant cinq minutes puis incubé à 4 C. 2 jj. l de la réaction de clonage sont ensuite ajoutés aux cellules compétentes Top 10 (Invitogen) et incubés pendant 30 minutes à 4 C. Un choc thermique est réalisé à 42 Oc pendant 30 secondes. Les cellules sont ensuite remises sur la glace avant de les incuber à 37 C pendant une heure dans 250/li de milieu SOC. Enfin les transformants sont sélectionnés sur milieu LB/agar contenant 50 jj. g/ml de kanamycine. Extraction de l'ADN plasmidique Les plasmides recombinants sont extraits et purifiés avec le système Quia Prep Spin de Quiagen. Les plasmides sont élués dans 50 pal d'eau stérile et contrôlés sur gel d'agarose 1% dans du TAE 1X après coloration au bromure d'ethidium et illumination par des rayonnements ultraviolets. Séquençage La réaction de séquençage est réalisée avec le système SequiTherm EXCEL II DNA sequencing Kits-LC de Epicentre Technologies. 1 pmol de l'amorce M13 marquée à l'IRD700 (MWG Biotech) et 300 ng de plasmides recombinants sont incubés avec 1U de l'ADN polymérase Sequitherm EXCEL II dans le tampon de séquençage Sequitherm EXCEL II (Epicentre Technologies). Ce mélange a été incubé dans un thermocycleur PTC-100 (MJ Research, Inc. ) selon le programme suivant : (95OC 5 min.) - (95OC 30 sec. - 57OC 15 sec. - 70oC 1 min. ) x 30 cycles - (70oC - 10 min. ). Les produits de la réaction sont ensuite déposés sur gel de séquence et analysés par le séquenceur LONG READIR 4200 (Li-COR). La figure 2 montre le résultat de la migration des produits de replication par la Pol ss. La partie A représente les résultats après replication pendant une heure avec les différentes concentrations de dCTP (1 = 0 M, 2 = 0, 2 M, 3 = 2 J. M, 4 = 20 m, 5 = 200/lu) et 200 jM de chacun des autres dNTP (dATP, dGTP, dTTP). Dans la partie B, les colonnes 6 à 9 représentent les produits de réplication 1 à 4, respectivement, après complémentation de dCTP à une concentration de 200 M et poursuite de la réaction pendant une heure. Le Tableau 1 présente un bilan de la production de mutations aléatoires par l'ADN Pol P sur un oligonucléotide. Elle comprend les fréquences des mutations générées par réplication avec l'ADN Pol ss dans des conditions standardisées et à partir d'un pool biaisé de désoxyribonucléotides. L'expérience dans des conditions standardisées de polymérisation par la Pol ss (les 4 dNTPs sont présents à une concentration de 200 M) montre une fréquence de mutation élevée, environ une mutation tous les 100 nucléotides répliqués, confirmant ainsi le pouvoir mutagène de cette polymérase infidèle. La Pol P est capable de répliquer entièrement la matrice de 85mers même en l'absence d'un type de nucléotide sur quatre. Ces réactions de réplication se traduisent par une augmentation du taux de mutations qui est inversement proportionnel à la concentration du quatrième nucléotide dCTP (tableau 1). Ceci confirme la potentialisation du pouvoir mutagène de la Pol P par l'association d'un biais des nucléotides dans le milieu de réaction. Même en l'absence d'un pool biaisé de nucléotides, la fréquence des mutations observées est de 0,9 10-2, soit près de 1 pour 100 paires de bases. De plus, ces mutations sont réparties tout au long de la matrice, et ce de façon aléatoire. La mutagenèse n'est donc pas confinée à des sites spécifiques. La figure 3 représente le spectre des mutations engendrées par la polymérisation de la matrice 85 mers par Pol P dans les conditions suivantes : 200 lis de dATP, dGTP, dTTP, et 0 M de dCTP. EXEMPLE 2 Production in vitro de mutations aléatoires dans le gène lacZ porté par un vecteur plasmidique. Le but de cet essai est d'effectuer la réplication SV40 d'une matrice pBK-CMV (contenant l'origine SV40, le double gène de résistance Neor-Kanr et la séquence codant pour l'a-peptide de la ss-galactosidase permettant l'acomplémentation dans des souches Aa-lacZ) par des extraits Hela et l'antigène T et ajouter de l'ADN Pol P purifiée de rat lors des essais. Mesurer la différence de fréquence de mutagenèse induite par l'excès de Pol ss grâce au test de mutagenèse décrit ci-dessous (screen blanc/bleu). Souches bactériennes, plasmides, enzymes de restriction Le plasmide pBK-CMV (Stratagène) a été amplifié chez une bactérie dam+ (DH5&alpha;) et purifié par Wizard Plus DNA Purification System (Promega). L'enzyme DpnI provient de BioLabs. Souches Génotypes Sources MC1061Mut S F- araD139 #(araleu) 7696 galE15 T. galkl6 #lacX74 rpsL (StrR) Kunkel, USA hsdR2 (rK-mK+) mcrA mcrB1 [mutS : :Tn10] JM109 F' traD36 lacIq #(lacZ)M15 T. proA+B+/e14- (McrA-) #(lac- Kunkel, USA proAB) thi gyrA96 (NaIr) endA1 hsdR17 (rK-mK+) relA1 supE44 DH5&alpha; EndA1 hsdR17 (rK-mK+) supE44 BioLabs thi-1 recA1 gyrA (NaIr) relA1 #(lacIZYA-argF) U169 deoR (#80dlac#(lacZ)M15) Préparation des extraits cellulaires réplicatifs issus de cellules Hela La préparation des extraits cellulaires a été réalisée en suivant la procédure développée par Robert et al. (Robert et al. (1993)"Chromosome and gene analysis" Methods in Molecular Genetics. Adolph, K. W. Ed. 2 : 295- 313). Les cellules Hela en suspension sont cultivées dans 4 litres de RPMI1640 complémenté en sérum 9%, Pen/Strep5500, récoltées en phase exponentielle et centrifugées à 1500 rpm, 5 min, température ambiante. Elles sont lavées dans 200ml PBS 1X à 4 C et centrifugées à 1500 rpm, 5min, 4 C. Les cellules sont lavées dans 25 ml d'un milieu isotonique à 4 C (20mM Hepes-KOH pH 7. 5, 5mM KCl, 1. 5mM MgCl2, 0. 5mM DTT, 250mM Sucrose) et centrifugées à 4000 rpm, 10 min, 4 C. Elles sont reprises dans du milieu hypotonique à 4 C sans sucrose (20mM Hepès-KOH pH 7.5, 5mM KCl, 1.5mM MgCl2, 0. 5mM DTT) puis centrifugées. Elles sont ensuite lysées dans un potter après ajout de 50ul d'aprotinine à 1. 5mg/ml puis centrifugées à 10000 rpm, 20 min, 4 C. Le surnageant est ensuite centrifugé à 50.000 rpm, 60 min, 4 C puis aliquoté et congelé dans l'azote liquide. Le dosage de la quantité de protéines présente s'effectue selon la méthode de Bradford en utilisant la BSA pour établir la gamme étalon standard. Réplication SV40 Cette étape de réplication a été réalisée en utilisant l'essai développé par Robert et al. La réaction de réplication SV40 s'effectue à 37 C pendant 6h dans un volume réactionnel final de 25ul contenant 30mM HEPES-KOH pH 7,8/7mM MgClz/0. 5mM DDT/200, uM CTP, GTP, UTP/4mM ATP/1OOuM dCTP, dGTP, dTTP/40mM créatine phosphate/ 1OOug/ml créatine phosphokinase/100ng pBK-CMV/400ug d'extraits réplicatifs Hela/0, 5ug Large-Antigène T auquel on ajoute +/-5rug (soit 1. 2U) de Pol ss. La réaction de réplication est arrêtée par l'ajout de 25ul d'un tampon contenant 2mg/ml PK, 50mM EDTA, 2% SDS et l'incubation à 55 C pendant 60 min. L'ADN est purifié par extraction au phénol, phénol/chlorophorme/alcool isoamilique, éther puis précipité par 2. 5V éthanol 100%, O. 1V acétate de sodium et lug de glycogène et centrifugé à 13000rpm, 30min, 4 oc. L'ADN est ensuite lavé à l'methanol 70%, centrifugé (13000rpm, 15 min, 4OC), et digéré par 10U de DpnI pendant 2h afin d'éliminer toute matrice pBK-CMV non répliquée au moins une fois par les extraits Hela. Il est enfin reprécipité et repris dans lOul H20. Analyse de la mutagenèse 2ul de plasmide répliqué sont électroporés dans la souche MC1061MutS, déficiente pour le système de réparation des mésappariements, afin de fixer les mutations puis on amplifie le plasmide en sélectionnant la population électroporée par la Kanamycine (50ug/ml) sur un volume total de 20ml de LB. Le plasmide est extrait par Wizard Plus DNA Purification System (Promega) puis 100 ng est électroporé dans la souche JM109 permettant l'a- complémentation. Un volume adéquat de la population bactérienne (contenant environ 2000 à 3000 clones) est ensuite inoculé dans 7ml soft LB contenant 1.6 mg X-Gal, 1.6 mg IPTG, 350 ug Kanamycine puis étalée sur des boites de diamètre 14 contenant 40 ml de LB/agar avec 50ug/ml de Kanamycine. La fréquence de mutagenèse présente sur le plasmide répliqué est déduite du nombre de colonies blanches par rapport au nombre de colonies totales présentes sur la boîte. La figure 4 montre le résumé de cette production de mutations aléatoires. Le Tableau 2 présente un bilan de la production de mutations aléatoires. Il montre qu'en conditions physiologiques, c'est à dire en présence d'extraits cellulaires, Pol P est capable d'induire des mutations aléatoires sur une cible de mutagenèse portée par un substrat de réplication plasmidique. Encore une fois, on constate immédiatement que la fréquence des mutations induites est élevée, en l'occurrence 1,4 10-2, soit plus de 1 pour 100 paires de bases. Les résultats de ces essais démontrent la pertinence de l'utilisation de cette enzyme en vue de la création de mutants alétoires et permettent d'envisager la conception d'un outil basé sur l'utilisation de Pol P ou d'extraits cellulaires/Pol P en vue de modifier toute séquence portée par un vecteur plasmidique. REVENDICATIONS 1. Procédé de mutagenèse aléatoire comprenant la réplication d'une séquence d'ADN en présence d'une quantité efficace d'au moins une mutase. 2. Procédé selon la revendication 1, caractérisé en ce que la mutase est une ADN polymérase P, t, il ou K. 3. Procédé selon la revendication 1 ou 2, caractérisé en ce que l'on utilise la ou les mutases sous forme d'extrait (s) cellulaire (s). 4. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 3, caractérisé en ce que l'on utilise plusieurs mutases, simultanément ou successivement. 5. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 4, caractérisé en ce que l'on utilise une ADN polymérase en association avec la ou les mutases. 6. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 5, caractérisé en ce que le taux de mutagenèse aléatoire est au minimum de l'ordre de 1 mutation pour 400 paires de bases, de préférence au minimum de l'ordre de 1 mutation pour 300 paires de bases, de préférence encore au minimum de l'ordre de 1 mutation pour 200 paires de bases, plus préférentiellement encore au minimum de l'ordre de 1 mutation pour 100 paires de bases, voire au minimum de l'ordre de 1 pour 50 paires de bases. 7. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 6, caractérisé en ce que l'étape de réplication est suivie d'une étape de recombinaison, telle qu'une étape de digestion d'ADN suivie par une étape d'amplification par PCR dans laquelle les étapes d'hybridation et de polymérisation peuvent être regroupées en une seule étape de très courte durée, ou encore une étape de digestion d'ADN suivie par une étape de ligation des produits de digestion. 8. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 7, caractérisé en ce qu'on utilise un pool de nucléotides biaisé et/ou un ou des analogues de nucléotides mutagènes dans l'étape de réplication. 9. Procédé selon la revendication 8, caractérisé en ce qu'on utilise du manganèse ou du cobalt lors de la PCR. 10. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 9, caractérisé en ce que le produit de réplication éventuellement recombiné et/ou amplifié est cloné dans un vecteur d'expression pour synthétiser des polypeptides mutés qui sont isolés. II. Procédé selon la revendication 10, caractérisé en ce qu'on sélectionne les polypeptides mutés présentant la ou les propriétés souhaitées.