Brevet FR2815969A1 — publié le 20020503

Plantes tolérantes aux herbicides par contournement de voie métabolique La présente invention concerne une nouvelle méthode permettant de rendre les plantes tolérantes aux herbicides, en particulier aux herbicides inhibiteurs d'HPPD, les séquences d'acide nucléique codant pour des enzymes susceptibles d'être employées dans cette méthode, les cassettes d'expression les contenant et les plantes transgéniques comprenant au moins l'une de ces cassettes d'expression. Les hydroxy-phényl pyruvate dioxygénases sont des enzymes qui catalysent la réaction de transformation du para-hydroxy-phényl-pyruvate (HPP) en homogentisate. Cette réaction a lieu en présence de fer (Fe2+) en présence d'oxygène (Crouch N. P. & al., Tetrahedron, 53,20, 6993-7010,1997). On connaît par ailleurs certaines molécules inhibitrices de cette enzyme, qui viennent se fixer à l'enzyme pour inhiber la transformation de l'HPP en homogentisate. Certaines de ces molécules ont trouvé un emploi comme herbicides, dans la mesure où l'inhibition de la réaction dans les plantes conduit à un blanchiment des feuilles des plantes traitées, et à la mort des dites plantes (Pallett K. E. et al. 1997 Pestic. Sci. 50 83- 84). De tels herbicides ayant pour cible l'HPPD décrits dans l'état de la technique sont notamment les isoxazoles (EP 418 175, EP 470 856, EP 487 352, EP 527 036, EP 560 482, EP 682 659, US 5 424 276) en particulier l'isoxaflutole, herbicide sélectif du maïs, les dicétonitriles (EP 496 630, EP 496 631), en particulier la 2-cyano-3-cyclopropyl-1- (2-SO2 CH3-4-CF3 phényl) propan-1, 3-dione et la 2-cyano-3-cyclopropyl-l- (2-S02 CH3-4-2, 3 C12 phényl) propan-1, 3-dione, les tricétones (EP 625 505, EP 625 508, US 5, 506, 195), en particulier la sulcotrione ou la mésotrione, ou encore les pyrazolinates. Des essais pour confirmer que l'HPPD est bien la cible des dicétonitriles (DKN) et pour mettre en évidence que l'HPPD est, au moins à certaines doses, la cible unique des dicétonitriles ont été effectués en laboratoire en faisant germer des graines d'Arabidopsis sur trois types de milieux en conditions stériles in-vitro : 1 milieu Murashig et Skoog (Murashige, T. and Skoog, F. 1962. A revised medium for a rapid growth and bioassays with tobacco tissue culture. Physiol. Plant. 15,473-479), expérience contrôle de la germination 2 milieu MS plus DKN à la dose de Ippm 3 milieu MS plus DKN à la même dose + Homogentisate à la concentration de 5 mM. Il est très net que sur le milieu 1 la germination se fait normalement, chaque plantule développant deux cotylédons bien verts. Le développement se fait ensuite normalement. Sur le milieu 2, la germination a lieu mais la plantule qui émerge est blanche, les deux cotylédons ne présentant aucune pigmentation. Les plantules meurent ensuite en quelques jours. Sur le milieu 3, la germination se fait normalement, les cotylédons sont bien verts. Les plantules se développent mais très rapidement, la quantité d'homogentisate dans le milieu diminuant, les premiers symptômes de blanchiment apparaissent et la croissance des plantes s'arrêtent, elles finissent par mourir comme dans l'essai effectué sur le milieu n 2. Ceci permet de confirmer que l'HPPD est bien la cible des DKN in planta et qu'elle semble être la cible unique. Ceci montre aussi que l'homogentisate est transporté du milieu de culture jusqu'au site cellulaire où il est nécessaire pour le bon fonctionnement de la cellule et la survie de la plante. Pour rendre les plantes tolérantes aux herbicides, on dispose actuellement de trois stratégies, (1) la détoxification de l'herbicide par une enzyme venant transformer l'herbicide, ou son métabolite actif, en produits de dégradation non toxique, comme par exemple les enzymes de tolérance au bromoxynil ou au basta (EP 242 236, EP 337 899) ; (2) la mutation de l'enzyme cible en une enzyme fonctionnelle moins sensible à l'herbicide, ou son métabolite actif, comme par exemple les enzymes de tolérance au glyphosate (EP 293 356, Padgette S. R. & al., J. Biol. Chem., 266,33, 1991) ; ou (3) la surexpression de l'enzyme sensible, de manière à produire dans la plante des quantités suffisantes d'enzyme cible au regard des constantes cinétiques de cette enzyme vis à vis de l'herbicide de manière à avoir suffisamment d'enzyme fonctionnelle, malgré la présence de son inhibiteur. C'est cette troisième stratégie qui a été décrite pour obtenir avec succès des plantes tolérantes aux inhibiteurs d'HPPD (WO 96/38567), étant entendu que pour la première fois une stratégie de simple surexpression de l'enzyme cible sensible (non mutée) était employée avec succès pour conférer aux plantes une tolérance à un niveau agronomique à un herbicide. L'identification d'HPPD mutées dans leur partie Cterminal présentant une tolérance améliorée aux inhibiteurs d'HPPD a permis d'obtenir une amélioration de la tolérance des plantes par la mise en oeuvre de la deuxième stratégie (WO 99/24585). La présente invention consiste en une nouvelle méthode permettant de rendre les plantes tolérantes à un herbicide qui met en oeuvre une nouvelle ou quatrième stratégie de tolérance herbicide, cette nouvelle stratégie comprenant le contoumement de la voie métabolique inhibée par ledit herbicide. Ce contournement métabolique peut se résumer comme suit : soit un herbicide H actif en inhibant l'activité d'une enzyme E qui transforme le substrat S en produit P , ledit produit P et ses métabolites étant essentiels à la vie de la plante, le contournement métabolique consiste à exprimer dans la plante au moins une nouvelle enzyme NE hétérologue insensible à H permettant la conversion de S en un produit intermédiaire 1 , lequel est ensuite transformé en P soit pas les voies de biosynthèse naturelles de la plante soit par l'expression d'au moins une autre enzyme hétérologue AE également insensible à H , le contoumement métabolique consistant également à exprimer au moins une autre enzyme hétérologue AE insensible à H permettant la conversion de 1 en P , 1 étant soit un intermédiaire naturellement produit par la plante soit obtenu par l'expression d'au moins une nouvelle enzyme hétérologue NE insensible à H permettant la conversion de S en 1 . La présente invention concerne plus particulièrement une nouvelle méthode permettant de rendre les plantes tolérantes aux inhibiteurs d'HPPD, ladite méthode comprenant le contoumement métabolique de l'HPPD. Aucune voie de contournement métabolique n'a été décrite à ce jour dans les plantes. On connaît de la littérature que la conversion de l'HPP en homogentisate peut être obtenue en effectuant d'abord une conversion de l'HPP en acide 4hydroxyphénylacétique (4-HPA) par un extrait enzymatique présentant une activité HPP oxydase suivie de la conversion du 4-HPA en homogentisate par un extrait enzymatique présentant une activité 4-HPA 1-hydrolase (WO 99/34008). Cette voie de contoumement est représentée par la Figure 1. Une étude bibliographique révèle que les activités enzymatiques nécessaires pour la construction de la voie de contournement de l'HPPD ont été caractérisées sur des extraits bruts bactériens dans les années 1970. Ainsi, les activités HPP oxydase (HPPO, E. C. 1.2. 3.-) et 4-HPA 1-hydroxylase (HPAH, E. C. 1.14. 13.18.) ont été identifiées respectivement chez Arthrobacter globiformis (Blakley, 1977) et chez Pseudomonas acidovorans (Hareland et al., 1975). Depuis lors, seule la HPAH a été purifiée par Suemori et al. (1996), cependant, ni la séquence protéique ni la séquence nucléique ne sont publiées. Il faut donc identifiés les gènes codant ces activités enzymatiques. Dans la voie de contoumement, la conversion de 1'HPP en HGA se fait via le 4- HPA. Or, le 4-HPA est un composé rarement identifié chez les plantes. Il est présent chez l' clbe chinensis (Kindl, 1969), dans les Plantago sp. (Swiatek, 1977), dans le pissenlit (Taraxacum officinale ; Dey & Harbome, 1997), chez les Artemisia (Swiatek et al., 1998), dans le fruit du Forsythia suspensa (Liu et al., 1998) et enfin chez l'algue marine Ulva lactuca (Flodin et al., 1999). Il y a peu de données sur son origine. Il semble pouvoir provenir de la tyrosine, du shikimate, de la tyramine. Il n'y a pas davantage d'information sur son devenir et son rôle dans la plante. Kindl (1969) a montré sa dégradation via l'acide 3,4-dihydroxyphénylacétique tandis que Flodin et al. (1999) ont démontré sa conversion via l'acide 4-hydroxymandélique en 2,4, 6tribromophénol qui s'accumule dans l'algue verte Ulva lactuca. Gross (1975) suggère que le 4-HPA pourrait être un régulateur de croissance chez certaines plantes supérieures et Abe et al. (1974) le considèrent comme un analogue d'auxine chez les algues. Pour mettre en oeuvre la voie de contoumement métabolique de l'HPPD il aura fallu au préalable identifier et isoler les gènes et les séquences d'acide nucléique codant pour la ou les enzymes responsables des deux activités ci-dessus. Définitions selon l'invention Séquence d'acide nucléique : une séquence nucléotidique ou polynucléotide, pouvant être de type ADN ou ARN, de préférence de type ADN, notamment double brin. La séquence d'acide nucléique peut être d'origine naturelle, en particulier ADN génomique ou ADNc, ou encore une séquence synthétique ou semi-synthétique, les acides nucléiques la comprenant ayant été choisis soit pour optimiser les codons d'une séquence codante en fonction de l'organisme hôte dans lequel elle sera exprimée, soit pour introduire ou éliminer un ou plusieurs sites de restriction. Les méthodes de préparation des séquences d'acide nucléique synthétiques ou semi-synthétiques sont bien connues de l'homme du métier. Séquence capable de s'hybridiser de manière sélective : les séquences d'acide nucléique qui s'hybrident avec une séquence d'acide nucléique de référence à un niveau suppérieur au bruit de fond de manière significative. Le bruit de fond peut être lié à l'hybridisation d'autres séquences d'ADN présentes, notamment d'autres ADNc présentes dans une banque d'ADNc. Le niveau du signal généré par l'interaction entre la séquence capable de s'hybridiser de manière sélective et les séquences définies par les séquence ID ci-dessus selon l'invention est généralement 10 fois, de préférence 100 fois plus intense que celui de l'interaction des autres séquences d'ADN générant le bruit de fond. Le niveau d'interaction peut être mesuré par exemple, par marquage de la sonde avec des éléments radioactifs, comme le 32P. L'hybridation sélective est généralement obtenue en employant des conditions de milieu très sévères (par exemple NaCI 0, 03 M et citrate de sodium 0, 03 M à environ 50 C-60 C). L'hybridation peut bien entendu être effectuée selon les méthodes usuelles de l'état de la technique (notamment Sambrook & al., 1989, Molecular Cloning : A Labratory Manual). Homologue d'une séquence d'acide nucléique : séquence d'acide nucléique présentant une ou plusieurs modifications de séquence par rapport à une séquence d'acide nucléique de référence. Ces modifications peuvent être obtenues selon les techniques usuelles de mutation, ou encore en choisissant les oligonucléotides synthétiques employés dans la préparation de ladite séquence par hybridation. Au regard des multiples combinaisons d'acides nucléiques pouvant conduire à l'expression d'un même acide aminé, les différences entre la séquence de référence selon l'invention et l'homologue correspondant peuvent être importantes. De manière avantageuse, le degré d'homologie sera d'au moins 60 % par rapport à la séquence de référence, de préférence d'au moins 70 %, plus préférentiellement d'au moins 80%, encore plus préférentiellement d'au moins 90 %. Ces modifications sont généralement et de préférence neutres, c'est à dire que pour une séquence codante elles n'affectent pas la séquence primaire de la protéine ou du peptide codé. Elles peuvent toutefois introduire des modifications non silencieuses, ou mutations, qui n'affectent pas la fonction de la séquence d'acide nucléique par rapport à la séquence de référence. Les méthodes de mesure et d'identification des homologies entre les séquences d'acides nucléiques sont bien connues de l'homme du métier. On peut employer par exemple les programmes PILEUP ou BLAST (notamment Altschul & al., 1993, J. Mol. Evol. 36 : 290-300 ; Altschul & al., 1990, J. Mol. Biol. 215 : 403-10). Fragments : fragment d'une séquence d'acide nucléique ou polypeptidique de référence pour laquelle des parties ont été délétées mais qui conservent la fonction de ladite séquence de référence. Hétérologue : séquence d'acide nucléique différente de la séquence d'acide nucléique ayant la même fonction dans un organisme naturel. Une séquence hétérologue peut consister en une séquence d'acide nucléique modifiée in situ dans son environement naturel. Il peut également s'agir d'une séquence d'acide nucléique isolée de son organisme naturel puis réintroduite dans ce même organisme. Il peut également s'agit d'une séquence d'acide nucléique hétérologue par rapport à une autre séquence d'acide nucléique, c'est à dire une séquence associée à une autre séquence, cette association ne se trouvant pas dans la nature. C'est le cas notamment des cassettes d'expression constituées de différentes séquences d'acide nucléique ne se trouvant pas généralement associées dans la nature. Homologue d'une séquence protéique : séquences protéiques dont la séquence primaire est différente de la séquence primaire de la protéine de référence, mais qui remplit la même fonction que cette séquence de référence. Les méthodes de mesure et d'identification des homologies entre polypeptides ou protéines sont également connues de l'homme du métier. On peut employer par exemple le package UWGCG et le programme BESTFITT pour calculer les homologies (Deverexu & al., 1984, Nucleic Acid Res. 12,387-395). Cassette d'expression : séquence d'acide nucléique comprenant différents éléments fonctionnels nécessaires à l'expression d'une séquence codante dans un organisme hôte. Ces éléments fonctionnels comprennent dans le sens de la transcription une séquence de régulation promotrice, également appelée promoteur, liée de manière fonctionnelle à une séquence codante et une séquence de régulation terminatrice, également appelée terminateur ou stop. La cassette d'expression peut également comprendre entre la séquence de régulation promotrice et la séquence codante des éléments de régulations tels que des activateurs de transcription ou enhancers et/ou des introns. Organisme hôte : on entend essentiellement selon l'invention les cellules végétales ou les plantes. Pour les vecteurs de clonages, les organismes hôtes peuvent également être des bactéries, des champignons ou des levures. Cellule végétale : cellule issue d'une plante et pouvant constituer des tissus indifférenciés tels que des cals, des tissus différenciés tels que des embryons, des parties de plantes, des plantes ou des semences. Plante : organisme multicellulaire différencié capable de photosynthèse, en particulier monocotylédone ou dicotylédone, plus particulièrement des plantes de culture destinées ou non à l'alimentation animale ou humaine, comme le riz, le maïs, le blé, l'orge, la canne à sucre, le colza, le soja, la betterave, la pomme de terre, le tabac, le coton, le trèfle, le gazon, ou les plantes ornementales comme les pétunias, ou encore les bananiers, la vigne, les framboises, les fraises, les tomates, les salades, etc. Séquence de régulation promotrice : Comme séquence de régulation promotrice dans les plantes, on peut utiliser toute séquence de régulation promotrice d'un gène s'exprimant naturellement dans les plantes en particulier un promoteur s'exprimant notamment dans les feuilles des plantes, comme par exemple des promoteurs dits constitutifs d'origine bactérienne, virale ou végétale ou encore des promoteurs dits lumière dépendants comme celui d'un gène de la petite sous-unité de ribulosebiscarboxylase/oxygénase (RuBisCO) de plante ou tout promoteur convenable connu pouvant être utilisé. Parmi les promoteurs d'origine végétale on citera les promoteurs d'histone tels que décrits dans la demande EP 0 507 698, ou le promoteur d'actine de riz (US 5,641, 876). Parmi les promoteurs d'un gène de virus de plante, on citera celui de la mosaïque du choux fleur (CAMV 19S ou 35S), du CsVMV (US...) ou le promoteur du circovirus (AU 689 311). On peut encore utiliser une séquence de régulation promotrice spécifique de régions ou de tissus particuliers des plantes, et plus particulièrement des promoteurs spécifiques des graines ( [22] Datla, R. & al., Biotechnology Ann. Rev. (1997) 3,269-296), notamment les promoteurs de la napine (EP 255 378), de la phaseoline, de la glutenine, de l'héliantinine (WO 92/17580), de l'albumine (WO 98/45460), de l'oélosine (WO 98/45461), de l'ATS1 ou de l'ATS3 (PCT/US98/06978, déposée le 20 octobre 1998, incorporée ici par référence). On peut également employer un promoteur inductible avantageusement choisi parmi les promoteurs de phénylalanine ammoniac lyase (PAL), d'HMG-CoA reductase (HMG), de chitinases, de glucanases, d'inhibiteurs de proteinase (PI), de gènes de la famille PR1, de la nopaline synthase (nos) ou du gène vspB (US 5 670 349, Tableau 3), le promoteur HMG2 (US 5 670 349), le promoteur de la beta-galactosidase (ABG1) de pomme ou le promoteur de l'amino cyclopropane carboxylate syntase (ACC synthase) de pomme (WO 98/45445). Activateurs de transcription ("enhancer") : on citera par exemple l'activateur de transcription du virus de la mosaïque du tabac (VMT) décrit dans la demande WO 87/07644, ou du virus etch du tabac (VET) décrit par Carrington & Freed. Introns : séquences d'acide nucléique non traduites. On citera par exemple l'intron 1 du gène d'histone d'Arabidopsis tel que décrit dans la demande de brevet WO 97/04114 pour une expression dans les plantes dicotylédones, le premier intron de l'actine de riz décrit dans la demande de brevet WO 99/34005, ou l'intron adhl de maïs pour une expression dans les plantes monocotylédones. Séquence codante : séquence d'acide nucléique traduite. Elle comprend une séquence codant pour une protéine ou un peptide d'intérêt, éventuellement fusionnée en 5'ou en 3'avec une séquence codant pour un peptide signal ou d'adressage vers un compartiment cellulaire particulier. Peptide signal ou d'adressage : peptides fusionnés à une protéine ou à un peptide d'intérêt dans leur partie N-ou C-terminale, reconnus par la machinerie cellulaire permettant l'adressage de la protéine ou du peptide d'intérêt vers un compartiment cellulaire particulier. Il s'agit en particulier de peptides de transit chloroplastiques permettant l'adressage de la protéine ou du peptide d'intérêt dans les chloroplastes, ou de peptides signaux vers divers compartiments cellulaires, par exemple la vacuole, les mitochondries, le réticulum endoplastique, l'appareil de golgi, etc. Le rôle de telles séquences protéiques sont notamment décrites dans le numéro 38 de le revue Plant molecular Biology (1998) consacré en grande partie aux transports des protéines dans les différents compartiments de la cellule végétale (Sorting of proteins to vacuoles in plant cells pp 127-144 ; the nuclear pore complex po 145-162 ; protein translocation into and across the chloroplastic enveloppe membranes pp 91-207 ; multiple pathways for the targeting of thylakoid proteins in chloroplasts pp 209-221 ; mitochondrial protein import in plants pp 311-338). Peptide de transit chloroplastique : le peptide de transit chloroplastique est codé par une séquence d'acide nucléique en 5'de la séquence d'acide nucléique codant pour une protéine ou un peptide d'intérêt, de manière à permettre l'expression d'une protéine de fusion peptide de transit/protéine (peptide) d'intérêt. Le peptide de transit permet d'adresser la protéine ou le peptide d'intérêt dans les plastes, plus particulièrement les chloroplastes, la protéine de fusion étant clivée entre le peptide de transit et la protéine ou le peptide d'intérêt au passage de la membrane des plastes. Le peptide de transit peut être simple, comme un peptide de transit d'EPSPS (US 5,188, 642) ou un peptide de transit de la petite sous-unité de ribulose-biscarboxylase/oxygénase (ssu RuBisCO) d'une plante, éventuellement comprenant quelques acides aminés de la partie Nterminale de la ssu RuBisCO mature (EP 189 707) ou encore un peptide de transit multiple comprenant un premier peptide de transit de plante fusionné à une partie de la séquence N-terminale d'une protéine mature à localisation plastidiale, fusionnée à un deuxième peptide de transit de plante tel que décrit dans le brevet EP 508 909, et plus particulièrement le peptide de transit optimisé comprenant un peptide de transit de la ssu RuBisCO de tournesol fusionné à 22 acides aminés de l'extrémité N-terminale de la ssu RuBisCO de mais fusionnée au peptide de transit de la ssu RuBisCO de maïs tel que décrit avec sa séquence codante dans le brevet EP 508 909. Peptide signal : ces séquences peptidiques sont notamment décrites dans le numéro 38 de le revue Plant molecular Biology (1998) consacré en grande partie aux transports des protéines dans les différents compartiments de la cellule végétale (Sorting of proteins to vacuoles in plant cells pp 127-144 ; the nuclear pore complex po 145-162 ; protein translocation into and across the chloroplastic enveloppe membranes pp 91-207 ; multiple pathways for the targeting of thylakoid proteins in chloroplasts pp 209-221 ; mitochondrial protein import in plants pp 311-338). Des peptides d'adressage vers la vacuole sont largements décrits dans la littérature (Neuhaus J. M. and Rogers J. C Sorting of proteins to vacuoles in plant cellsPlant molecular Biology 38 : 127-144,1998). De préférence, le peptide vacuolaire est le peptide vacuolaire de la protéine décrite dans J. M. Ferullo et al (Plant Molecular Biology 33 : 625-633,1997), fusionné à la partie Cterminale de la protéine ou du peptide d'intérêt. Séquence de régulation terminatrice : comprenant également les séquences de polyadénylation, on entend toute séquence fonctionnelle dans les cellules végétales ou les plantes qu'elles soient d'origine bactérienne, comme par exemple le terminateur nos d'Agrobacterium tumefaciens, d'origine virale, comme par exemple le terminateur du CaMV 35S, ou encore d'origine végétale, comme par exemple un terminateur d'histone tel que décrit dans la demande EP 0 633 317. Vecteur : vecteur de clonage et/ou d'expression pour la transformation d'un organisme hôte contenant au moins une cassette d'expression. Le vecteur comprend outre la cassette d'expression, au moins une origine de réplication. Le vecteur peut être constitué par un plasmide, un cosmide, un bactériophage ou un virus, transformés par l'introduction de la cassette d'expression. De tels vecteurs de transformation en fonction de l'organisme hôte à transformer sont bien connus de l'homme du métier et largement décrits dans la littérature. Pour la transformation des cellules végétales ou des plantes, il s'agira notamment d'un virus qui peut être employé pour la transformation des plantes développées et contenant en outre ses propres éléments de réplication et d'expression. De manière préférentielle, le vecteur de transformation des cellules végétales ou des plantes est un plasmide. HPP Oxidase Un premier objet de l'invention concerne une séquence d'acide nucléique codant pour une HPP Oxydase, et le polypeptide correspondant. De manière préférentielle, l'HPP oxydase est insensible aux inhibiteurs d'HPPD, en particulier aux isoxazoles comme l'isoxaflutole et leurs dikétonitriles, notamment ceux définis précédemment. L'HPP oxydase est notamment une HPP oxydase d'origine bactérienne, par exemple d'Arthrobacter, en particulier d'Arthrobacter globiformis. L'HPP oxydase est avantageusement une protéine dont la séquence primaire d'acides aminés est représentée par l'identificateur de séquence n 2 (SEQ ID NO 2) ses séquences homologues et ses fragments. Des séquences protéiques d'HPP oxydases homologues de la SEQ ID NO 2 sont notamment représentées par les SEQ ID NO 4 et 6, ses séquences homologues et ses fragments. L'HPP oxydase représentée par la SEQ ID NO 4 correspond à l'HPP oxydase de la SEQ ID NO 2 pour laquelle une Glycine est remplacée par une Alanine. La présente invention concerne également une séquence d'acide nucléique codant pour une HPP oxydase telle que définie ci-dessus. De manière préférentielle, la séquence codant pour l'HPP oxydase est une séquence d'ADN, notamment ADN génomique ou ADN-c, en particulier une séquence hétérologue ou isolée. La séquence codant pour une HPP oxydase selon l'invention est notamment choisie parmi les séquences codantes des séquences d'ADN représentées par les SEQ ID NO 1, 3,5 ou 15, leurs séquences homologues, leurs fragments et les séquences capable de s'hybrider de manière sélective aux SEQ ID 1,3, 5 ou 15. La séquence codante de la SEQ ID NO 5 compre nd trois mutations en positions 463, 602 et 1511 par rapport à la SEQ ID NO 1 qui sont silencieuses, c'est à dire n'introduisant aucune modification du polypeptide correspondant. 4-HPA 1-hvdroxvlase Un deuxième objet de l'invention concerne les moyens nécessaires à l'expression de la 4-HPA 1-hydroxylase. Contrairement à ce qui était attendu de la littérature sur l'activité de certains extraits protéiques, il a été constaté que l'activité 4-HPA 1hydroxylase dans les bactéries, en particulier Pseudomonas, résultait de la somme de l'activité de deux enzymes dénommées ci-après HPAH et HPAC. HPAH L'HPAH permet la conversion de l'HPA en métabolite intermédiaire dénommé ciaprès métabolite Z dont la structure reste indéterminée. Il peut être envisagé sérieusement que l'HPAH permet l'hydroxylation du noyau aromatique de l'HPA, le métabolite Z se stabilisant sous forme d'une cétone. Cette hypothèse d'activité enzymatique est représentée sur la figure 2. Un deuxième objet de l'invention concerne donc une séquence d'acide nucléique codant pour une HPAH, et le polypeptide correspondant. De manière préférentielle, l'HPAH est insensible aux inhibiteurs d'HPPD, en particulier aux isoxazoles comme l'isoxaflutole et leurs dikétonitriles, notamment ceux définis précédemment. L'HPAH est notamment une HPAH d'origine bactérienne, par exemple de Pseudomonas, en particulier de Pseudomonas acidovorans. L'HPAH est avantageusement une protéine dont la séquence primaire d'acides aminés est représentée par les identificateurs de séquence n 8 et 18 (SEQ ID NO 8 et SEQ ID NO 18) leurs séquences homologues et leurs fragments. La présente invention concerne également une séquence d'acide nucléique codant pour une HPAH telle que définie ci-dessus. De manière préférentielle, la séquence codant pour l'HPAH est une séquence d'ADN, notamment ADN génomique ou ADN-c, en particulier une séquence hétérologue ou isolée. La séquence codant pour une HPAH selon l'invention est notamment choisie parmi les parties codantes des séquences représentées par les SEQ ID NO 7 ou 17, leurs séquences homologues, leurs fragments et les séquences capable de s'hybrider de manière sélective aux SEQ ID NO 7 ou 17. HPAC L'HPAC est la deuxième enzyme permetant la conversion du métabolite Z en en homogentisate. Un troisième objet de l'invention concerne donc une séquence d'acide nucléique codant pour une HPAC, et le polypeptide correspondant. De manière préférentielle, l'HPAC est insensible aux inhibiteurs d'HPPD, en particulier aux isoxazoles comme l'isoxaflutole et leurs dikétonitriles, notamment ceux définis précédemment. L'HPAH est notamment une HPAC d'origine bactérienne, par exemple de Pseudomonas, en particulier de Pseudomonas acidovorans. L'HPAH est avantageusement une protéine dont la séquence primaire d'acides aminés est représentée par l'identificateur de séquence n 10 (SEQ ID NO 10) ses séquences homologues et ses fragments. Des séquences protéiques d'HPAC homologues de la SEQ ID NO 10 sont notamment représentées par les SEQ ID NO 12,14 et 20, leurs séquences homologues et leurs fragments. La présente invention concerne également une séquence d'acide nucléique codant pour une HPAC telle que définie ci-dessus. De manière préférentielle, la séquence codant pour l'HPAC est une séquence d'ADN, notamment ADN génomique ou ADN-c, en particulier une séquence hétérologue ou isolée. La séquence codant pour une HPAC selon l'invention est notamment choisie parmi les parties codantes des séquences représentées par les SEQ ID NO 9,11, 13 ou 19, leurs séquences homologues, leurs fragments et les séquences capables de s'hybrider de manière sélective aux SEQ ID NO 9, 11, 13 ou 19. Cassettes d'expression La présente invention concerne également une cassette d'expression dont la séquence codante comprend une séquence d'acide nucléique sélectionnée parmi les séquences d'acide nucléique codant pour une HGA oxydase, une HGAH ou HGAC telles que définies ci-dessus. La séquence codante peut également comprendre en 5'ou en 3'une séquence codant pour un peptide signal ou un peptide de transit. De manière avantageuse, la séquence codante comprend en 5'de la séquence codant pour HGA oxydase, une HGAH ou une HGAC, une séquence codant pour un peptide de transit d'adressage chloroplastique, en particulier un peptide de transit multiple, plus particulièrement le peptide de transit optimisé. La présente invention concerne donc également une protéine de fusion peptide de transit/HGA oxydase, peptide de transit/HGAH ou peptide de trasit/HGAC, la séquence du peptide de transit étant définie précédemment, en particulier la séquence du peptide de transit optimisé tel que décrit dans la demande de brevet EP 508 909. De manière préférentielle, la séquence de régulation promotrice est choisie parmi les séquence de régulation promotrice permettant une expression constitutive de la séquence codante. Il s'agira en particulier des séquences des promoteurs du CaMV 35S, du CsVMV, de l'actine de riz ou d'histone. On peut également choisir d'exprimer les séquences codantes selon l'invention à un niveau d'expression voisin du niveau d'expression du gène que l'on cherche à contourner. On pourra employer dans la cassette d'expression selon l'invention une séquence de régulation promotrice choisie parmi les séquences de régulation promotrices d'HPPD de plantes. Pour l'expression des trois enzymes HPP oxydase, HGAH et HGAC dans une même plante, on pourra choisir les cassettes d'expression des séquences codantes correspondantes, des séquences de régulation promotrices différentes présentant des profils d'expression différents, par leur force et/ou leur localisation dans les différents organes fonctionnels de la plante. On pourra choisir des séquences de régulation promotrice permettant un gradient d'expression HGAC > HGAH > HPP oxydase ou inversement. Pour l'expression de l'HPP oxydase, de l'HGAH et de l'HGAC, la séquence de régulation promotrice est avantageusement choisie parmi le groupe comprenant les promoteurs d'HPPD de plante, d'histone H3 ou H4, notamment d'Arabidopsis ou de mais, en particulier ceux décrits dans la demande de brevet EP 507 698, de SSU de RuBisCO de plante, en particulier de tournesol ou de mais comme décrit dans la demande de brevet WO 99/25842, du CaMV 35S ou du CsVMV, et leurs combinaisons, en particulier les promoteurs hybrides histone/35S tels que décrits dans les exemples de la demande de brevet EP 507 698. Pour une expression dans les plantes monocotylédones, ces séquences de régulation promotrices seront avantageusement associées avec le premier intron de l'actine de riz. Selon un mode de réalisation de l'invention, la cassette d'expression codant pour une HPP oxydase comprend un promoteur d'histone, une séquence codant pour une HPP oxydase et un terminateur d'histone (Figure 12 ; SEQ ID NO 15). Selon un autre mode de réalisation de l'invention, la cassette d'expression codant pour une HPAH comprend un promoteur CaMV 35S, une séquence codant pour une HPAHet un terminateur NOS (Figure 11 ; SEQ ID NO 17). Selon un autre mode de réalisation de l'invention, la cassette d'expression codant pour une HPAC comprend un promoteur CsVMV, une séquence codant pour une HPAC et un terminateur NOS (Figure 10 ; SEQ ID NO 19). Vecteurs : La présente invention concerne également un vecteur de clonage et/ou d'expression comprenant au moins une cassette d'expression selon l'invention. Selon un premier mode de réalisation de l'invention, le vecteur comprend une seule des cassettes d'expression selon l'invention choisie parmi les cassettes comprenant une séquence codante pour une HPP oxydase, une HGAH ou HGAC telles que définies précédemment. Selon un deuxième mode de réalisation de l'invention, le vecteur comprend deux cassettes d'expression selon l'invention choisies parmi les cassettes comprenant une séquence codante pour une HPP oxydase, une HGAH ou HGAC telles que définies précédemment associées deux à deux dans un même vecteur : HPP oxydase et HGAH, HPP oxydase et HGAC, HGAH et HGAC. Un vecteur comprenant une cassette d'expression codant pour l'HPAH etune autre codant pour l'HPAC peut comprendre la combinaison des deux cassettes d'expression définies précédemment (SEQ ID NO 17 et 19). Une telle cassette d'expression est représentée par la Figure 13 et la SEQ ID NO 21. Selon un troisième mode de réalisation de l'invention, le vecteur comprend trois cassettes d'expression selon l'invention, une première cassette d'expression de l'HPP oxydase, une deuxième cassette d'expression de l'HGAH et une troisième cassette d'expression de l'HGAC. Une telle cassette d'expression peut comprendre la combinaison des trois cassettes définies précédement (SEQ ID NO 15, 17 et 19). Un tel vecteur est représentée sur la figure 14 et la SEQ ID NO 22. Les vecteurs selon l'invention tels que définis ci-dessus peuvent également comprendre des cassettes d'expression d'autres protéines ou peptides d'intérêt. Lorsque le vecteur comprend plusieurs cassettes d'expression, ces dernières peuvent prendre différentes orientations deux à deux l'une par rapport à l'autre, colinéaires, divergentes ou convergentes. Les cassettes d'expression d'autres protéines ou peptides d'intérêt comprennent une séquence d'acide nucléique codant pour des protéines ou peptides d'intérêt différents de l'HPP oxydase, de l'HGAH et de l'HGAC définis ci-dessus. Il peut s'agir de séquences d'un gène codant pour un marqueur de sélection comme d'un gène conférant à la plante transformée de nouvelles propriétés agronomiques, ou d'un gène d'amélioration de la qualité agronomique de la plante transformée. Marqueurs de Sélection Parmi les gènes codant pour des marqueurs de sélection, on peut citer les gènes de résistance aux antibiotiques, les gènes de tolérance aux herbicides (bialaphos, glyphosate ou isoxazoles), des gènes codant pour des enzymes rapporteurs facilement identifiables comme l'enzyme GUS, des gènes codant pour des pigments ou des enzymes régulant la production de pigments dans les cellules transformées. De tels gènes marqueurs de sélection sont notamment décrits dans les demandes de brevet EP 242 236, EP 242 246, GB 2 197 653, WO 91/02071, WO 95/06128, WO 96/38567 ou WO 97/04103. Gènes d'intérêt Parmi les gènes conférant de nouvelles propriétés agronomiques aux plantes transformées, on peut citer les gènes conférant une tolérance à certains herbicides, ceux conférant une résistance à certains insectes, ceux conférant une tolérance à certaines maladies, etc. De tels gènes sont notamment décrits dans les demandes de brevet WO 91/02071 et WO 95/06128. Tolérance herbicide La présente invention est particulièrement appropriée pour l'expression de gènes conférant une tolérance à certains herbicides aux cellules végétales et aux plantes monocotylédones transformées. Parmi les gènes conférant une tolérance à certains herbicides, on peut citer le gène Bar conférant une tolérance au bialaphos, le gène codant pour une EPSPS appropriée conférant une résistance aux herbicides ayant l'EPSPS comme cible comme le glyphosate et ses sels (US 4,535, 060, US 4,769, 061, US 5,094, 945, US 4,940, 835, US 5,188, 642, US 4,971, 908, US 5,145, 783, US 5,310, 667, US 5,312, 910, US 5,627, 061, US 5,633, 435, FR 2 736 926), le gène codant pour la glyphosate oxydoréductase (US 5,463, 175), ou encore un gène codant pour une HPPD conférant une tolérance aux herbicides ayant pour cible 1'HPPD comme les isoxazoles, notamment l'isoxafutole (FR 95 06800, FR 95 13570), les dicétonitriles (EP 496 630, EP 496 631) ou les tricétones, notamment la sulcotrione (EP 625 505, EP 625 508, US 5,506, 195). De tels gènes codant pour une HPPD conférant une tolérance aux herbicides ayant pour cible F HPPD sont décrits dans la demande de brevet WO 96/38567. Parmi les gènes codant pour une EPSPS appropriée conférant une résistance aux herbicides ayant l'EPSPS comme cible, on citera plus particulièrement le gène codant pour une EPSPS végétale, en particulier de mais, présentant deux mutations 102 et 106, décrit dans la demande de brevet FR 2 736 926, dénommé ci-dessous EPSPS double mutant, ou encore le gène codant pour une EPSPS isolée d'Agrobacterium décrit par les séquences ID 2 et ID 3 du brevet US 5,633, 435, dénommé ci-dessous CP4. Parmi les gènes codant pour une HPPD conférant une tolérance aux herbicides ayant pour cible l'HPPD, on citera plus particulièrement l'HPPD de Pseudomonas et celle d'Arabidopsis, décrites dans la demande de brevet WO 96/38567. Dans les cas des gènes codant pour EPSPS ou HPPD, et plus particulièrement pour les gènes ci-dessus, la séquence codant pour ces enzymes est avantageusement précédée par une séquence codant pour un peptide de transit, en particulier pour le peptide de transit dit peptide de transit optimisé décrit dans les brevets US 5,510, 471 ou US 5,633, 448. Résistance aux Insectes Parmi les protéines d'intérêt conférant de nouvelles propriétés de résistance aux insectes, on citera plus particulièrement les protéines Bt largement décrites dans la littérature et bien connues de l'homme du métier. On citera aussi les protéines extraites de bactéries comme Photorabdus (WO 97/17432 & WO 98/08932). Résistance aux Maladies Parmi les protéines ou peptides d'intérêt conférant de nouvelles propriétés de résistance aux maladies on citera notamment les chitinases, les glucanases, l'oxalate oxydase, toutes ces protéines et leurs séquences codantes étant largement décrites dans la littérature, ou encore les peptides antibactériens et/ou antifongiques, en particulier les peptides de moins de 100 acides aminés riches en cystéines comme les thionines ou défensines de plantes, et plus particulièrement les peptides lytiques de toutes origines comprenant un ou plusieurs ponts disulfures entre les cystéines et des régions comprenant des acides aminés basiques, notamment les peptides lytiques suivants : l'androctonine (WO 97/30082 et PCT/FR98/01814, déposée le 18 août 1998) ou la drosomicine (PCT/FR98/01462, déposée le 8 juillet 1998). Selon un mode particulier de réalisation de l'invention, la protéine ou peptide d'intérêt est choisi parmi les peptides éliciteurs fongiques, en particulier les élicitines (Kamoun & al., 1993 ; Panabières & al., 1995). Modification de la qualité On peut également citer les gènes modifiant la constitution des plantes modifiées, en particulier la teneur et la qualité de certains acides gras essentiels (EP 666 918) ou encore la teneur et la qualité des protéines, en particuliers dans les feuilles et/ou les graines desdites plantes. On citera en particulier les gènes codant pour des protéines enrichies en acides aminés soufrés (Korit, A. A. & al., Eur. J. Biochem. (1991) 195,329- 334 ; WO 98/20133 ; WO 97/41239 ; WO 95/31554 ; WO 94/20828 ; WO 92/14822). Ces protéines enrichies en acides aminés soufrés auront également pour fonction de piéger et stocker la cystéine et/ou la méthionine excédentaire, permettant d'éviter les problèmes éventuels de toxicité liés à une surproduction de ces acides aminés soufrés en les piégeant. On peut citer également des gènes codant pour des peptides riches en acides aminés soufrés et plus particulièrement en cystéines, les dits peptides ayant également une activité antibactérienne et/ou antifongique. On citera plus particulièrement les défensines de plantes, de même que les peptides lytiques de toute origine, et plus particulièrement les peptides lytiques suivants : l'androctonine (WO 97/30082 et PCT/FR98/01814, déposée le 18 août 1998) ou la drosomicine (PCT/FR98/01462, déposée le 8 juillet 1998. Cellules végétâtes et plantes transeéniques La présente invention concerne également des cellules végétales et des plantes transformées comprenant au moins une cassette d'expression d'une HPP oxydase, d'une HGAH ou d'une HGAC telles que définies ci-dessus. Selon un premier mode de réalisation de l'invention, les cellules végétales ou les plantes comprennent une seule des cassettes d'expression selon l'invention choisie parmi les cassettes comprenant une séquence codante pour une HPP oxydase, une HGAH ou HGAC telles que définies précédemment. Selon un deuxième mode de réalisation de l'invention, les cellules végétales ou les plantes comprennent deux cassettes d'expression selon l'invention choisies parmi les cassettes comprenant une séquence codante pour une HPP oxydase, une HGAH ou HGAC telles que définies précédemment associées deux à deux dans un même vecteur : HPP oxydase et HGAH, HPP oxydase et HGAC, HGAH et HGAC. Selon un troisième mode de réalisation de l'invention, les cellules végétales ou les plantes comprennent trois cassettes d'expression selon l'invention, une première cassette d'expression de l'HPP oxydase, une deuxième cassette d'expression de l'HGAH et une troisième cassette d'expression de l'HGAC. Les cellules végétales ou les plantes selon l'invention tellees que définis ci-dessus peuvent également comprendre des cassettes d'expression d'autres protéines ou peptides d'intérêt définies précédemment. De manière préférentielle, les cassettes d'expression sont intégrées de manière stable dans le génome des cellules végétales ou des plantes. Plus préférentiellement, les plantes selon l'invention sont fertiles, les cassettes d'expression selon l'invention étant transférées à leur descendance. La présente invention concerne également des graines de plantes transgéniques cidessus, lesquelles graines comprennent une cassette d'expression selon l'invention codant pour une HPP oxydase, une HGAH ou une HGAC. Les différentes cassettes d'expression dans les plantes transformées selon l'invention peuvent provenir soit de la même plante transformée parente, et dans ce cas la plante est issue d'un seul procédé de transformation/régénération avec les différentes cassettes d'expression contenues dans un même vecteur ou par co-transformation au moyen de plusieurs vecteurs. Elle peut également être obtenue par le croisement de plantes parentes contenant chacune au moins une cassette d'expression selon l'invention. Transformation des cellules végétales et des plantes L'invention a encore pour objet un procédé de transformation des des cellules végétales et des plantes par introduction d'au moins une séquence d'acide nucléique ou une cassette d'expression selon l'invention telles que définies précédemment, transformation qui peut être obtenue par tout moyen connu approprié, amplement décrit dans la littérature spécialisée et notamment les références citées dans la présente demande, plus particulièrement par le vecteur selon l'invention. Une série de méthodes consiste à bombarder des cellules, des protoplastes ou des tissus avec des particules auxquelles sont accrochées les séquences d'ADN. Une autre série de méthodes consiste à utiliser comme moyen de transfert dans la plante un gène chimère inséré dans un plasmide Ti d'Agrobacterium tumefaciens ou Ri d'Agrobacterium rhizogenes. D'autres méthodes peuvent être utilisées telles que la micro-injection ou l'électroporation, ou encore la précipitation directe au moyen de PEG. L'homme du métier fera le choix de la méthode appropriée en fonction de la nature de l'organisme hôte, en particulier de la cellule végétale ou de la plante. Lorsque l'on souhaite introduire plusieurs séquences d'acide nucléique ou cassettes d'expression, on peut le faire au moyen d'un seul vecteur selon l'invention comprenant les différentes cassettes d'expression. Elles peuvent également être introduites dans l'organisme hôte par co-transformation au moyen de plusieurs vecteurs, chacun comprenant au moins une cassette d'expression. D'une manière générale, les plantes transgéniques selon l'invention sont obtenues par transformation de cellules végétales puis régénération d'une plante, de préférence fertile à partir de la cellule transformée. La régénération est obtenue par tout procédé approprié qui dépend de la nature de l'espèce, comme par exemple décrit dans les références ci-dessus. Pour les procédés de transformation des cellules végétales et de régénération des plantes, on citera notamment les brevets et demandes de brevet suivants : US 4,459, 355, US 4,536, 475, US 5,464, 763, US 5,177, 010, US 5,187, 073, EP 267,159, EP 604 662, EP 672 752, US 4,945, 050, US 5,036, 006, US 5,100, 792, US 5,371, 014, US 5,478, 744, US 5,179, 022, US 5,565, 346, US 5,484, 956, US 5,508, 468, US 5,538, 877, US 5,554, 798, US 5,489, 520, US 5,510, 318, US 5,204, 253, US 5,405, 765, EP 442 174, EP 486 233, EP 486 234, EP 539 563, EP 674 725, WO 91/02071 et WO 95/06128. Désherbase sélectif L'invention a aussi pour objet un procédé de désherbage sélectif de plantes, notamment de cultures, à l'aide d'un inhibiteur de l'HPPD notamment un herbicide définit auparavant, caractérisé en ce qu'on applique cet herbicide sur des plantes transformées selon l'invention, tant en présemis, en prélevée qu'en postlevée de la culture. La présente invention concerne également un procédé de contrôle des mauvaises herbes dans une surface d'un champ comprenant des graines ou des plantes transformées selon l'invention, lequel procédé comprend l'application dans la dite surface du champ d'une dose toxique pour les dites mauvaises herbes d'un herbicide inhibiteur d'HPPD, sans toutefois affecter de manière substantielle les graines ou plantes transformée selon l'invention. La présente invention concerne également un procédé de culture des plantes transformées selon l'invention lequel procédé comprend le semis des graines des dites plantes transformées dans une surface d'un champ approprié pour la culture des dites plantes, l'application sur la dite surface du dit champ une dose toxique pour les mauvaises herbes d'un herbicide ayant pour cible l'HPPD défini ci-dessus en cas de présence de mauvaises herbes, sans affecter de manière substantielle les dites graines ou les dites plantes transformées, puis la récolte des plantes cultivées lorsqu'elles arrivent à la maturité souhaitée et éventuellement la séparation des graines des plantes récoltées. Par sans affecter de manière substantielle les dites graines ou les dites plantes transformées , on entend selon l'invention que les plantes transformées selon l'invention soumises à une application d'une dose d'herbicide toxique pour les mauvaises herbes, présentent une phytotoxicité légère ou nulle. Par dose toxique pour les mauvaises herbes, on entend selon l'invention une dose d'application de l'herbicide pour laquelle les mauvaises herbes sont tuées. Par phytotoxicité légère on entend selon l'invention un pourcentage de feuilles blanchies inférieur à 25%, préférentiellement inférieur à 10%, plus préférentiellement inférieur à 5%. Il est entendu également selon la présente invention que l'application de la même dose toxique sur une plante autrement comparable non transformée, c'est à dire ne comprenant pas au moins une cassette d'expression selon l'invention, conduirait à observer sur ladite plante des symptômes de phytotoxicité suppérieurs à ceux observés pour la plante transformée selon l'invention. Dans les deux procédés ci-dessus, l'application de l'herbicide ayant pour cible l'HPPD peut être faite selon l'invention, tant en présemis, en prélevée qu'en postlevée de la culture. Par herbicide au sens de la présente invention on entend une matière active herbicide seule ou associée à un additif qui modifie son efficacité comme par exemple un agent augmentant l'activité (synergiste) ou limitant l'activité (en anglais safener). Les herbicides inhibiteurs d'HPPD sont en particulier définis auparavant. Bien entendu, pour leur application pratique, les herbicides ci-dessus sont associée de manière en soi connue aux adjuvants de formulations utilisés habituellement en agrochimie Lorsque la plante transformée selon l'invention comprend un autre gène de tolérance à un autre herbicide (comme par exemple un gène codant pour une EPSPS mutée ou non conférant à la plante une tolérance au glyphosate), ou lorsque la plante transformée est naturellement insensible à un autre herbicides, le procédé selon l'invention peut comprendre l'application simultanée ou décalée dans le temps d'un inhibiteur d'HPPD en association avec ledit herbicide, par exemple le glyphosate. Les différents aspects de l'invention seront mieux compris à l'aide des exemples expérimentaux ci-dessous. Toutes les méthodes ou opérations décrites ci-dessous dans ces exemples sont données à titre d'exemples et correspondent à un choix, effectué parmi les différentes méthodes disponibles pour parvenir au même résultat. Ce choix n'a aucune incidence sur la qualité du résultat et par conséquent, toute méthode adaptée peut être utilisée par l'homme de l'art pour parvenir au même résultat. La plupart des méthodes d'ingénierie des fragments d'ADN sont décrites dans Coligan et al. (1995), Ausubel et al. (1995) ; Maniatis et al. (1982), Sambrook et al. Les références bibliographiques citées précédement sont intégrées par référence à la présente demande de brevet, en particulier les références bibliographiques définissant les séquences d'acide nucléique codant pour des HPPD natives, chimères ou mutées, éventuellement combinées avec un peptide signal ou peptide de transit. Exemple I : IDENTIFICATION DU GENE CODANT L'HPP OXYDASE D'ARTHROBACTER GLOBIFORMIS L'HPP oxydase (HPPO) convertit l'HPP en 4-HPA par une réaction de décarboxylation. Cette enzyme catalyse donc la première activité enzymatique nécessaire pour la construction de la voie métabolique contournant l'HPPD. L'activité HPP oxydase a été caractérisée dans des extraits bruts de Rhodococcus erythropolis SI (Suemori et al., 1995) ou dans un extrait partiellement purifiée d'Arthrobacter globiformis (Blakley, 1977). A notre connaissance, la protéine n'a pas été purifiée. Afin de pouvoir introduire cette activité enzymatique dans la plante, il est nécessaire d'en identifier le gène. Différentes approches sont envisageables : (1) la mutagenèse insertionnelle et donc l'identification du gène par la perte de l'activité enzymatique, (2) la complémentation fonctionnelle d'un microorganisme en utilisant une banque génomique, (3) la purification de la protéine pour remonter à la séquence nucléique. Les trois approches furent utilisées. La complémentation fonctionnelle et la mutagenèse insertionnelle seront peu développées, ces techniques n'ayant pas permis d'identifier le gène HPPO. 1. 1 Matériels et Méthodes 1. 1. 1- Les conditions de culture 1. 1.1. 1-Les milieux riches Le milieu Luria-Bertani (LB ; commercialisé par Bis101) est utilisé pour cultiver les bactéries (E. coli, P. fluorescens) lors des expériences de biologie moléculaire. Pour la culture d'A. globiformis on préférera le milieu Columbia-ANC enrichi avec 5% de sang de mouton (BioMérieux). Ce milieu riche contient deux antibiotiques (acide nalidixique et colimycine) inhibiteurs des germes à Gram négatif. Bien que les trois bactéries poussent sur milieu riche à 37 C, on cultive en général A. globiformis et P. fluorescens à 29 C. 1. 1. 1. 2- Le milieu de culture MAg Le milieu de culture décrit par Blakley (1977) précipite, il faut donc le filtrer avant utilisation. Nous avons changé progressivement le milieu afin d'atteindre un milieu"minimal"optimal. Les facteurs considérés sont la vitesse de croissance d'A. globiformis et l'activité enzymatique de l'HPPO. Le milieu retenu (MAg) est un milieu M9 (Maniatis et al., 1982) légèrement modifié : Na2HPO4 12 H20 (6 g/L) ; KH2PO4 (3 g/L) ; NH4CI (1 g/L) ; NaCl (0. 5 g/L) ; CaCl2 (6 mg/L) ; Fels04 7 H20 (6 mg/L) ; extrait de levure (20 mg/L) ; et enfin le substrat (HPP ou tyrosine ou citrate) à la concentration Ig/L. Le milieu est autoclavé. Avant utilisation, 1 mL de MgSO4 1 M stérile est ajouté par litre de milieu. Ce milieu minimum est aussi utilisé pour cultiver P. fluorescens. 1. 1. 2- Construction d'une banque génomique d'Arthrobacterglobiformis Il n'existe pas de technique fiable permettant de faire une banque de cDNA bactériens complets. Nous avons donc décidé de créer une banque génomique d'Arthrobacter globiformis. Pour la réaliser, nous choisissons le système cosmidique. La banque cosmidique fut réalisée pour les expériences de complémentation fonctionnelle, puis fut utilisée plus tard pour rechercher le ou les cosmides contenant le gène hppO. 1. 1. 2. 1-Le vecteur cosmidique pLAFR5 1. 1. 2. 1. 1-Description du vecteur Nous choisissons le vecteur cosmidique conjugatif pLAFR-5 (Keen et al., 1988) qui peut recevoir un insert d'environ 20 kb. Pourvu d'une origine de transfert et d'une origine de réplication à large spectre d'hôte à Gram négatif, il peut être transmis à d'autres genres bactériens par conjugaison tri-parentale ce qui peut être utile pour tester la complémentation fonctionnelle chez différents genres bactériens. Il confère une résistance à la tétracycline. 1. 1. 2. 1. 2- Préparation du vecteur Le plasmide pLAFR-5 est purifié par un protocole de lyse alcaline (Maniatis et al., 1982), traité à la RNAse puis digéré par Bam HI et Sca 1. La digestion par Bam HI permet d'ouvrir le site dans lequel seront"ligués"les inserts d'ADN génomique digéré par Sau3A. La digestion par Sca 1 permet de libérer les sites cos qui permettent l'encapsidation. Après extraction phénolique puis chloroformique, l'ADN est précipité à l'éthanol. L'ADN sec est solubilisé dans l'eau. Le vecteur ainsi préparé est conservé à- 20 C. 1. 1. 2. 1-Préparation de l'ADN génomique d'A. globiformis Une culture de 24 heures (200 mL, 180 rpm, 29 C) réalisée dans le milieu (200 mL) décrit par Blakley (1977) est centrifugée à 3000 g à 4 C pendant 15 minutes. Le culot cellulaire, repris par 10 mL de solution de lyse (TE pH 8 ; 0, 5 % SDS ; 1 mg protéinase K), est incubé à 37 C au bain-marie avec une agitation douce toutes les 20 minutes. Au bout de 90 minutes, la suspension de cellules lysées est versée dans un tube JA-20 en polypropylène. On ajoute alors 10 mL de phénol ! chloroforme/isoamylalcool (25/24/1) puis on centrifuge à 6 000 g pendant 15 minutes à 4 ob. Le surnageant est alors transféré dans un nouveau tube JA20 auquel on ajoute 1, 8 mL d'acétate d'ammonium 10 M et 10 mL d'isopropanol. Après centrifugation à 20 000 g pendant 20 minutes à 4 ob, le culot est rincé à l'éthanol 70 %. Le culot sec est repris avec 1 mL TE pH 8 puis transféré dans un tube Eppendorf de 2 mL auquel 10 ilL de RNAse (10 mg. mL-1) sont additionnés. Après 30 min à 37 C, 800 uL de phénol/chloroforme/ isoamylalcool sont rajoutés. Après centrifugation, le surnageant est transféré dans un nouveau tube Eppendorf et extrait avec 0, 8 mL de chloroforme. Le surnageant est alors transféré dans un dernier tube Eppendorf auquel 200 gL d'acétate d'ammonium 10 M et 800 ilL d'isopropanol sont ajoutés. Après centrifugation, le culot est rincé à l'éthanol 70% puis, une fois sec, repris dans 500 ilL d'eau. L'ADN génomique est alors stocké à- 20 C. 1. 1. 2. 3- Digestion ménagée de l'ADN génomique d'A. globiformis Seuls les cosmides faisant 40-45 kb peuvent être encapsidés. Le vecteur faisant 21, 5 kb, les inserts d'ADN génomique d'A. globiformis doivent avoir une taille comprise entre 19 et 22 kb. Ces fragments sont obtenus en réalisant une digestion ménagée de l'ADN génomique d'Arthrobacter globiformis. Pour définir les conditions optimales de la digestion ménagée nous réalisons des digestions de l'ADN génomique d'A. globiformis avec des quantités variables d'enzyme de restriction Sau 3A. Il apparaît que la meilleure condition de digestion utilise 0, 08 unité enzymatique Sau 3A pendant 30 minutes à 37 C. L'ADN génomique ainsi digéré présente une taille comprise entre 15 et 22 kb. L'ADN génomique ainsi digéré est extrait au phénol puis au chloroforme et enfin précipité à l'éthanol. 1. 1. 2. 4- Ligation de l'ADN génomique d'A. globiformis dans le vecteur cosmidique La réaction de ligation se fait dans un volume final de 10 ilL, contenant 500 ng de pLAFR-5 digéré par Bam HI et Sca I, 650 ng d'ADN génomique digéré par Sau 3A, 320 unités de T4 DNA ligase (N. E. B.) et 5 mM d'ATP. La ligation se déroule à 12 C pendant la nuit (environ 16 heures). Les 5 mM d'ATP permettent d'éviter les ligations entre les extrémités franches (Sca I) (Feretti & Sgaramella, 1981) de telle sorte que les dimères de vecteurs n'ayant pas d'insert ne puissent pas s'encapsider dans la tête des phages Â. 1. 1.2. 5- Encapsidation des cosmides et amplification de la banque cosmidique L'encapsidation des cosmides, réalisée en utilisant le kit GIGAPACK II XL (Stratagène) en respectant les instructions du fournisseur, assure une efficacité de transfection supérieure à celles obtenues avec les techniques classiques de transformation. Pour amplifier la banque cosmidique, Keen et al. (1988) conseillent d'utiliser les Escherichia coli DH-1 et HB101. En effet, lorsque ces souches sont cultivées sur maltose, elles produisent une protéine membranaire qui permet une meilleure fixation du phage et donc une transfection plus efficace des cosmides. La banque, amplifiée en suivant les recommandations de Stratagène, est conservée à-80 C. Pour évaluer la banque cosmidique, l'ADN plasmidique isolé d'une trentaine de clone est digéré par Apa 1 ou Eco RI. Les profils de restriction sont observés sur gel d'agarose à 0,8%. 1. 1. 3- Purification de l'HPP oxydase 1. 1. 3. 1-Test colorimétrique de l'activité HPP oxydase Afin de pouvoir contrôler les étapes de purification, l'activité HPP oxydase est suivie en utilisant le test colorimétrique décrit par Blakley (1977). La réaction enzymatique est stoppée par l'ajout de 2,4 dinitrophénylhydrazine (2,4-DNPH), en solution dans l'HCI 2 M. La 2,4-DNPH réagit avec la fonction cétone en alpha d'une fonction carboxylique (ex : l'HPP). Il se forme ainsi une hydrazone que l'on peut révéler en alcalinisant le milieu. Lorsque l'HPP est convertit en totalité en 4-HPA pendant la réaction enzymatique, l'hydrazone ne peut pas se former, on obtient donc, en milieu basique, la couleur jaune caractéristique de la 2, 4-DHPA. Si l'HPP n'est pas entièrement convertit en 4-HPA lors de la réaction enzymatique, la formation d'hydrazone est possible. Ces hydrazones prennent une couleur brune en milieu basique. Une variation de coloration entre ces deux extrêmes est obtenue en fonction de la quantité d'HPP consommé. Les mesures d'absorption sont faites à 445 ou 450 nm. Afin de rendre ce test plus facilement manipulable, nous l'avons adapté au format microplaque à 96 puits. Le mélange réactionnel comprend GSH (900 uM) ; HPP (135 uM) ; TPP (1,8 mM) ; MgC12 (4, 5 mM) ; FAD (4/lM) ; tampon phosphate de potassium (90 mM) pH 7, 4. Le mélange est conservé sur glace. Dans chaque puits on dépose 50 u. L de la fraction à tester et 150 gL de mélange réactionnel. Après 20 min à 30 C, la réaction enzymatique est stoppée avec 13 gL de solution 2,4-DNPH (0. 1% dans HCI 2 M). Laisser réagir 20 min à température ambiante. On révèle la formation d'hydrazone en ajoutant 13 IlL de solution NaOH 10 M. Pour réaliser la gamme étalon, des mélanges réactionnels avec des concentrations variables d'HPP sont préparés. Les 50 uL de fraction protéique sont remplacés par 50 gL de tampon d'extraction de la protéine. La courbe étalon est réalisée pour chaque nouvelle solution de 2,4-DNPH (la solution de 2,4-DNPH est stable 6 mois à l'obscurité). L'avantage de ce test est sa rapidité, sa simplicité, mais il a le défaut de mesurer une disparition de substrat et non pas une apparition de produit. En outre, la possibilité d'avoir des faux positifs existe : une activité tyrosine amino-transférase donnera le même résultat que l'activité de l'HPPO. En effet, dans les deux cas, la fonction cétone a disparu. Nous avons donc développé une méthode HPLC rapide et sensible qui permette de confirmer la production de 4-HPA. 1. 1.3. 2- Test d'activité analysé par HPLC Une méthode HPLC a été mise au point en utilisant une petite colonne Sphérisorb ODS2 50 x 4,6 mm et de granulométrie 3 um. La chromatographie est réalisée en isocratique A : 90% ; B : 10% (où tampon A : H20 0, 1% TFA et tampon B : acétonitrile), débit 0, 8 mL. min' et l'élution est suivie à 230 nm. Dans ces conditions, il est possible de séparer le 4-HPA, l'HGA, le 3,4-DHPA et l'HPP en 5 minutes après l'injection. La colonne a été réalisée à façon par Merck. 1. 1.3. 3-Purification de la protéine Lors de la mise au point de ce protocole, un souci de simplicité a été recherché. 1. 1.3. 3. 1-Tests préliminaires Les tests préliminaires ont pour but de déterminer l'influence de composés (NaCl, KCI, propanol-1, éthylène glycol, etc...) et du pH sur l'activité enzymatique. Les réactions sont réalisées avec des extraits bruts d'A. globiformis cultivé sur milieu MAg contenant de la tyrosine comme seule source de carbone (MAg-tyrosine). Le composé à tester est ajouté dans le milieu réactionnel. Pour mesurer l'influence du pH sur l'activité enzymatique de l'HPPO, différents tampons phosphate sont réalisés. 1. 1.3. 3. 2- Protocole de purification La souche d'Arthrobacter globiformis est étalée sur milieu gélosé LB ou sur milieu gélosé Columbia-ANC. Après 16 heures de culture à 29 C, une colonie est prélevée et ensemencée dans 5 mL de milieu LB, en croissance pendant 8 heures à 29 C, 180 rpm. 50 gL de cette préculture sont alors inoculés dans 1,5 L de milieu MAgTyrosine ou M-HPP, la culture est alors réalisée à 29 C, 180 rpm, dans des Erlenmeyer à ailettes (Belco). Après 48 heures de culture, les cellules sont collectées par centrifugation à 5 000 g pendant 15 minutes à 4 ob. Les cellules sont remises en suspension dans du tampon Tris-HCl 50 mM pH 7, 4 puis centrifugées comme précédemment. Le culot est repris dans 2 mL de tampon Tris-HCl 50 mM pH 7, 4. Les cellules sont soniquées (Vibra Cell, Sonic Materials INC., Connecticut, USA) pendant 15 minutes, puissance 4, pulse de 30%, dans la glace fondante. Les débris insolubles sont éliminés par une centrifugation de 25 min à 20 000 g, 4 C. Le surnageant est récupéré, il constitue"l'extrait brut". Il peut être congelé dans l'azote liquide puis conservé à-80 C (pendant 6 mois sans perte apparente d'activité). L'extrait brut est chargé, sans dessalage préalable, sur une colonne échangeuse faible d'anions 'EMD/DEAE 650 S' (Merck) équilibrée en tampon phosphate 50 mM pH 7,4. L'élution de l'activité enzymatique est obtenue en appliquant un gradient de concentration de NaCI (en solution dans un tampon phosphate 50 mM pH 7,4. Les fractions contenant l'activité enzymatique sont rassemblées. La solution protéique obtenue est diluée d'un facteur 2,7 avec du tampon phosphate 50 mM pH 7,4. Les protéines sont alors chargées sur une colonne (XK16, Pharmacia) échangeuse forte d'anions'source Q' (30 mL, Pharmacia) préalablement équilibrée avec un tampon phosphate 50 mM pH 7, 4. Les fractions protéiques intéressantes, identifiées par l'activité enzymatique, sont rassemblées puis concentrées sur membrane UVIKON 10 kDa. L'extrait protéique résultant est alors dessalé par la technique de gel-filtration en utilisant une colonne TD10' (Pharmacia) équilibrée en tampon phosphate 10 mM pH 7,4 et élué avec ce même tampon. Les protéines sont alors déposées sur une colonne (XK9/15, Pharmacia) d'hydroxyapatite (2 mL ; Hydroxyapatite DNA grade Bio-GelHTP gel ; Bio-Rad) équilibrée avec 10 mM tampon phosphate pH 7,4. On élue l'activité enzymatique en appliquant un gradient phosphate. Les fractions contenant l'activité enzymatique sont rassemblées et concentrées. On conserve les protéines actives lorsque la concentration protéique est supérieure à 1 mg/mL en ajoutant du FAD, GSH et glycérol afin d'obtenir les concentrations finales suivantes : 27 u. M FAD, 110 uM GSH, 0, 8% glycérol. Les protéines ainsi préparées peuvent être congelées à-80 C pendant au moins 6 mois. 1. 1.3. 3. 3- Dosage des protéines Le dosage des protéines se fait selon la méthode de Bradford (1976) en utilisant la y-globuline pour standard. 1. 1.3. 3. 4- Coloration des gels de protéines Les fractions protéiques sont analysées sur gel de polyacrylamide à 10 % selon la méthode de Laemmli (1970). Après migration, les protéines du gel sont colorées soit en utilisant la méthode au Bleu de Coomassie (Chua, 1980) soit en utilisant la méthode au nitrate d'argent (Schoenle et al., 1984). 1. 1. 4- Microséquençage protéique de l'extrémité N-terminale et de peptides internes Le microséquençage de la protéine est réalisé en utilisant la méthode d'Edman (Laursen, 1971). Pour obtenir les meilleurs résultats lors du séquençage, le gel est préparé le jour même. 1. 1.4. 1-Préparation du gel d'acrylamide et son électrophorèse Les gels (8, 5%, 10% ou 12%) sont réalisés selon la méthode de Laemmli (1970) en utilisant le système de minigels d'Hoefer. Les protéines sont diluées au tiers avec une solution'bleu de dépôt dénaturant' (Tris-HCl 150 mM pH 6,8 ; SDS 4 % ; p- mercaptoéthanol 2% (v/v) ; glycérol 3, 3% (v/v) ; bleu de Bromophénol 0, 03% qsp 10 mL d'eau milliQ). Après avoir été bouillies 5 minutes, les protéines sont chargées sur le gel d'acrylamide. La migration est réalisée à température ambiante en utilisant un tampon de migration dénaturant (Tris base 25 mM ; glycine 250 mM ; ss-mercaptoéthanol 0, 014% (v/v) ; SDS 0, 1 %) et en appliquant une intensité de 15 mA par gel. 1. 1.4. 2- Préparatifs pour le séquençage de l'extrémité N-terminale Afin de pouvoir réaliser le séquençage de l'extrémité N-terminale, le gel est transféré sur membrane PVDF (PROBLOTT-Applied Biosystems) en utilisant la technique de transfert semi-sec. L'électrotransfert des polypeptides se fait en 30 minutes à 300 mA avec l'appareil'Semy Dry Electroblotter' (Bio-Rad) et dans un milieu à base de CAPS (tampon de transfert : CAPS 10 mM pH 11,0 ; méthanol 10% (v/v)). Le tampon de transfert ne contient pas de glycine qui risquerait de"polluer"le séquençage. Après le transfert, la membrane est rincée quelques secondes à l'eau milliQ. Elle est alors immergée quelques secondes dans une solution de coloration à base d'amido-schwarz (Aldrich ; ref : 19, 524-3). La solution est constituée de méthanol 45% (v/v), d'acide acétique 1% (v/v), d'amido-schwarz 0,1% (m/v) et d'eau 63,9% (v/v). Lorsque la bande correspondante à la protéine d'intérêt est visible, la membrane est rincée abondamment à l'eau milliQ puis elle est séchée à l'air. La partie de la membrane contenant la protéine d'intérêt (60 kDa) est découpée et envoyée pour le séquençage. 1. 1.4. 3- Préparatifs en vu du séquençage des peptides internes Pour visualiser les protéines dans le gel, on utilise un protocole de coloration à l'Amido-Schwarz légèrement différent de celui utilisé pour colorer la membrane PVDF. Après migration, le gel est fixé deux fois trente minutes avec une solution constituée de méthanol 50 %, d'acide acétique 10 %, d'eau milliQ 40 %. La coloration est réalisée avec une solution constituée de méthanol 45 %, d'acide acétique 10 %, d'eau 45 %, d'Amido-Schwarz 0,003 % (p/v). Les protéines apparaissent progressivement. Lorsque la coloration est suffisante pour repérer la protéine, le gel est rincé abondamment à l'eau milliQ. La bande d'intérêt est découpée puis deshydratée au speed-vac (Savant). La bande de gel, ayant perdue environ un tiers de sa longueur, est envoyé pour le séquençage. Les peptides internes sont obtenus après digestion de la protéine par l'endoprotéase Lys-C (sequencing grade Boehringer). La protéine dans le gel de polyacrylamide est digérée dans 150 gL de tampon Tris-HCl pH 8, 6 (0, 1 M) contenant 0, 03% de SDS, à 35 C pendant 18 heures en présence de 0, 4 Jlg d'endoprotéase Lys-C. La protéine digérée est injectée sur colonne HPLC DEAE-C18 (diamètre 1 mm) ; les peptides sont élués en utilisant un gradient d'acétonitrile (de 2 à 75 %) contenant du TFA à 0,1%. L'endoprotéase Lys-C clive spécifiquement les polypeptides du côté carboxylique des lysines. 1. 1. 5. 1- Validation théorique en utilisant le gène MndD d'Arthrobacter globiformis Une partie (867 pb) du gène MndD est amplifié par PCR en utilisant les amorces 'OZ-MndD-S711' : ACGTCACCGA AGAGGATGAA AAC et'OZ-MndD-AS1578' : ACGGCCATTT CGGACTTTTC. La PCR est réalisée en utilisant le programme suivant : 95 C 5 min ; 25 cycles : 95 C 45 sec, 56 C 45 sec ; 72 C 1 min ; 72 C 5 min ; 4 C en attente. Le mélange réactionnel comprend 200 à 500 uM de dNTP, 20 à 200 ng d'ADN cosmidique ou génomique et 100 pmol de chaque amorce dans un volume final de 50 ilL. 1. 1. 5. 2- Identification par PCR d'une partie du gène codant l'HPP oxydase La PCR est réalisée en utilisant le kit'Advantage-GC Genomic PCR' (Clontech). Ce kit comprend, entre-autres, un adjuvant à base de bétaïne'GC melt'et un mélange de polymérases thermorésistantes-principalement avec de la Thermus thermophilus (Tth)-. L'amplification est réalisée sur l'ADN génomique d'Arthrobacter globiformis, en utilisant la programmation suivante : 94 C 5 min ; 30 cycles : 94 C 20 sec, 60 C 30 sec, 72 C 3 min ; 72 C 6 min ; 4 C en attente. Les conditions réactionnelles sont 400 M dNTP, 50 ng d'ADN génomique, 100 pmol de chaque amorce,'GC melt' IX, pour un volume réactionnel de 50 uL. Dans ces conditions, nous amplifions une bande de 937 pb que nous dénommons Z2. L'amplification par PCR peut être aussi réalisée en utilisant la Tth d'Epicentre ou la Tbr (Thermus brockianus-Finnzyme). La Tbr est la seule polymérase thermorésistante testée à pouvoir réaliser la PCR sans additifs (DMSO, glycérol, bétaïne) ; c'est en outre une enzyme de haute fidélité. 1. 1. 6- Criblage de la banque cosmidique Le criblage de la banque cosmidique est réalisé en utilisant la technique des sondes froides marquées à la dioxygénine (Boehringer Mannheim, 1995). 1. 1.6. 1-Préparation de la sonde Z2-Dig Le marquage de la sonde à la digoxygénine est faite par PCR dans un volume final de 50 ilL, dans les conditions définies au paragraphe 11. 5. 2, sauf pour le mélange de dNTP constitué par : dUTP-Dig 90 uM ; dTTP 135 IlM ; dATP 225 IlM ; dCTP 225 uM ; dGTP 225 uM. On quantifie la sonde amplifiée en déposant 3uL de la réaction sur un gel agarose à 0,8%. Il apparaît un léger bruit de fond, c'est à dire que la PCR n'est pas suffisamment spécifique. Afin d'éviter tous problèmes ultérieurs, la totalité de la PCR est déposée sur gel et la bande d'intérêt est extraite en utilisant le kit Qiaex II (Qiagen). 1. 1. 6. 2- Transfert de la banque cosmidique sur membrane Hybond N Le stock glycérol de la banque cosmidique réalisée dans E. coli HB101 est utilisé pour inoculer 2 mL de milieu LBTI5. Après 8 heures de croissance la Dz600 est estimée ; des dilutions en cascade sont réalisées afin d'étaler environ 1000 clones par boîte (144 cm2). Après 16 heures de croissance à 37 C, les bactéries sont transférées sur des membranes Hybond N (Amersham) et lysées en suivant les recommandations de Boehringer Mannheim (1995). L'ADN libéré est fixé à la membrane par exposition aux U. V. (120 mJ délivrés en 45 sec-Stratalinker ; Stratagène). Les membranes sont débarassées des débris cellulaires en réalisant le traitement à la protéinase K comme préconisé par Boehringer Mannheim (1995). 1. 1.6. 3- Préhybridation-hybridation-détection Les étapes de préhybridation et hybridation se font dans un sac disposé sur un plateau à bascule, en utilisant la technique d'hybridation avec la sonde marquée à la digoxygénine (Boehringer Mannheim, 1995). La préhybridation (5x SSC ; 0,5% SDS ; 0,1% N-laurylsarcosine ; 1% agents bloquants (Boehringer Mannheim, ref : 1096 176) ; 100 u. g. mL-1 sperme de saumon soniqué et dénaturé) est réalisée pendant 4 heures à 65 C. L'hybridation de la membrane est faite pendant la nuit à 68 C (milieu préhybridation frais contenant 20 ng. mL -1 de sonde marquée à la digoxygénine et dénaturée pendant 5 min à 100 C). Le lendemain, l'excès de sonde et les hybridations aspécifiques sont éliminées par quatre lavages avec le tampon A (0, 5x SSC ; 0, 1% SDS, 65 C). Les membranes sont alors équilibrées pendant 5 min à température ambiante dans le tampon B (acide malique 138 mM, NaCl 142 mM, ajusté à pH 7, 5 avec des pastilles de soude, 0,3% tween 20). Puis elles sont saturées par des agents bloquants (Boehringer Mannheim) durant 30 minutes avant d'être hybridées avec l'anticorps AntiDigoxigénine couplé à la phosphatase alcaline ('Anti-Digoxigénine-AP, Fab fragments' ; Boehringer Mannheim) dilué au 1/10000 dans une solution fraîche d'agents bloquants. Après 30 minutes, les membranes sont rincées deux fois 15 minutes dans du tampon B, puis équilibrées 5 minutes dans le tampon réactionnel de la phosphatase alcaline (Tris 0, 1 M ; NaC10, 1 M ; MgCh 0, 05 M pH 9, 5). Les membranes sont recouvertes avec 1 mL de CSPD prêt à l'emploi puis incubées 15 min à 37 C. Cette étape à 37 C permet une activation rapide de la phosphatase alcaline couplée à l'anticorps. On révèle les membranes en exposant des Hyperfilm ECL (Amersham) pendant 1 à 15 minutes. 1. 1. 6. 4- Analyse des cosmides positifs par Southem et PCR Les cosmides identifiés lors de l'hybridation sur membrane sont confirmés par PCR et par la technique de Southem. Dans ce cas, l'ADN cosmidique, purifié par lyse alcaline (Maniatis et al., 1982), est digéré par des enzymes de restriction puis séparé sur gel d'agarose à 0,8 %. Les gels sont transférés sur membrane Hybond N+ (Amersham) par la technique de Southem en 20x SSC (Ausubel et al., 1995). Après transfert, la membrane est rincée au 2x SSC, puis l'ADN est fixé à la membrane grâce aux U. V. (120 mJ délivrés en 45 sec-Stratalinker ; Stratagène). La membrane est alors révélée en utilisant la technique de sonde froide décrite précédemment. 1. 1. 7- Vecteurs de clonage et bactéries hôtes Les séquences d'ADN amplifiées par PCR sont généralement clonées dans le plasmide p-GEMT-easy (Proméga) qui permet un criblage par le technique"bleu- blanc". Pour la surexpression, on utilise le plasmide pKK223-3 (Pharmacia) qui place le gène sous la dépendance d'un promoteur tac. Les clonages sont généralement réalisés en utilisant E. coli DH5a (New England Biolabs) ou E. coli XL 1 Blue (Stratagène). Pour la surexpression on préférera E. coli BL21 (DE3). 1. 1. 8- Activité enzymatique de l'acétolactate synthase (ALS) L'activité acétolactate synthase (ALS) est mesurée en utilisant la méthode colorimétrique décrite par Chang et Duggleby (1997). Les réactions sont conduites en microplaques avec un volume total de 250 uL. Pour chaque réaction, 25 gL d'enzyme sont incubées 30 min à 37 C dans 225 uL de milieu réactionnel constitué de KPi 50 mM pH 7,0 ; pyruvate de sodium 50 mM ; TPP 1 mM ; MgCl2 10 mM ; FAD 10 uM. La réaction est arrêtée par ajout de 25 ilL d'H2SO4 10 %. Les microplaques alors sont incubées à 60 C pendant 15 min. Puis on ajoute 250 ilL de créatine 0, 5 % et 250 gL d'a-naphtol à 5 % dans du NaOH 4 M (la solution d'a-naphtol doit être préparée moins de 10 min avant usage). La microplaque est alors incubée 15 minutes à 60 C puis 15 minutes à température ambiante. Une couleur rouge cerise apparaît. La lecture est réalisée à 525 nm (EM= 22 700 M-'cm-l). 1. 2- Résultats-Discussion L'HPP oxydase est la première activité enzymatique que nous souhaitons introduire dans la plante dans le cadre de la création de la voie métabolique contournant l'HPPD. Afin de pouvoir identifier le gène codant l'activité HPP oxydase différentes approches furent développées : (1) la mutagenèse insertionnelle et donc l'identification du gène par la perte de l'activité enzymatique, (2) la complémentation fonctionnelle d'un microorganisme en utilisant une banque génomique, (3) la purification de la protéine pour remonter à la séquence nucléique. C'est la troisième voie qui a été préférée. 1. 2. 1- Purification de l'HPPO 1. 2.1. 1-Optimisation des conditions de culture Avant de commencer à purifier la protéine, il est utile de déterminer quels sont les conditions de culture qui permettent son expression dans la bactérie. Les résultats d'optimisation des conditions de culture montrent que l'activité HPP oxydase n'est pas détectable lorsque la croissance d'A. globiformis est faite au dépend d'une source de carbone telle que le succinate, le fumarate ou le glucose. Par contre l'activité HPP oxydase est détectée lorsqu'A. globiformis est cultivé en utilisant l'HPP, la tyrosine ou la phénylalanine comme seule source de carbone. Si l'on augmente la quantité d'extrait de levure (par exemple 200 mg. L-1 au lieu de 20 mg. L-I) on observe une diminution de l'activité enzymatique produite. Sur la base de ces observations, le milieu MAg est défini. Enfin, on observe qu'une culture à forte densité (en début de phase stationnaire ; DO6oo - 1) présente une activité enzymatique HPP oxydase plus faible que dans le cas d'une culture en phase exponentielle de croissance (DO6oo - 0, 4). 1. 2. 1. 2- Tests préliminaires Nous venons de définir le milieu optimal pour la production de l'HPPO, nous allons maintenant rechercher les conditions qui n'altèrent pas la stabilité de l'activité HPP oxydase lors des processus de purification. Pour les chromatographies impliquant les résines échangeuses d'anions et les chromatographies en fonction du pH, il est important de connaître la sensibilité de l'enzyme au pH et aux sels. Nous observons que le pH optimum est compris entre pH 7,0 et 7,8 ainsi que l'avait déjà démontré Blakley (1977). L'enzyme semble peu sensible aux sels (NaCl et KCI) puisqu'il faut des concentrations supérieures à 750 mM pour observer une baisse de l'activité enzymatique. Nous connaissons maintenant les conditions permettant une bonne expression de l'activité enzymatique et nous avons déterminé la sensibilité de l'activité HPP oxydase à des facteurs pouvant intervenir lors de la purification. La purification de l'HPPO peut donc commencer. 1. 2.2. 3- Purification de l'HPPO Pour purifier l'HPPO, on applique le protocole décrit précédemment. L'activité enzymatique est éluée de la DEAE EMD 650S avec 150 à 200 mM de NaCl en solution dans un tampon phosphate 50 mM pH 7,4. Les fractions contenant l'activité enzymatique sont rassemblées et conservées pendant la nuit à 4 cm. En effet la congélation à cette étape entraîne une perte d'activité. Les protéines sont ensuite chargées sur une résine Source Q. L'activité enzymatique est alors éluée avec une concentration en NaCl comprises entre 150 et 200 mM en solution dans un tampon phosphate 50 mM pH 7,4. Les fractions contenant l'activité enzymatique sont rassemblées puis concentrées sur membrane UVIKON 10 kDa, et conservées à 4 C pendant la nuit. Enfin l'HPPO est purifiée lors d'une troisième étape en appliquant un gradient phosphate sur colonne d'hydroxyapatite. L'activité est éluée avec une concentration de phosphate voisine de 30 mM. Les fractions contenant l'activité enzymatique HPP oxydase, en sortie de colonne d'hydroxyapatite, sont alors analysées sur un gel SDS-PAGE à 8,5% coloré au nitrate d'argent. Le gel présente l'évolution de deux bandes protéiques. Par comparaison entre le profil d'activité enzymatique et le profil d'élution des protéines, nous considérons que l'HPPO correspond à la protéine de plus haut poids moléculaire (environ 60 kDa). Dans l'essai présenté, la purification est initiée avec 1,5 g de protéines solubles extraites d'A. globiformis et nous avons récupéré 150 ug d'un mélange de protéines (dont environ 70 ug d'HPPO). Le facteur de purification en terme d'activité spécifique n'a pas été déterminé. En effet, nous utilisons des conditions de réaction totale pour suivre l'élution de l'activité enzymatique. En outre, la problématique était davantage l'identification de la protéine que la mise au point d'un protocole de purification. L'analyse HPLC, des réactions faites au sortir de chaque étape de purification, montre l'apparition d'un produit qui présente le même temps de rétention que le standard 4-HPA (SIGMA). Quarante picomoles de la protéine HPPO (60 kDa) sont transférées sur une membrane PVDF et sont envoyées pour le séquençage en même temps que 40 pmol de la protéine incluse dans le gel d'acrylamide. Les protéines transférées sur membranes servent à déterminer la séquence N-terminale tandis que les protéines incluses dans le gel sont utilisées pour déterminer la séquence de peptides internes. 1. 2.2. 4- Résultats de séquençage de l'HPPO Peu de peptides internes sont obtenus en sortie d'HPLC après digestion de l'HPPO par l'endoprotéase Lys-C. Ce résultat suggère que la protéine contient peu de lysine, en effet l'endopeptidase Lys-C coupe après les lysines. Si la lysine est peu fréquente, la digestion par l'endopeptidase K génère des fragments peptidiques longs qui restent adsorbés dans la colonne et ne peuvent pas être élués, même en utilisant des conditions très hydrophobes. En se basant sur la forme des pics chromatographiques ainsi que sur la quantité apparente, on sélectionne puis on séquence trois peptides. Leur dénomination est fonction de leur ordre de sortie de la colonne HPLC : peptide N'4, peptide N'6, peptide ? 11. Leur séquence est respectivement : (A) WWAEALK, AAAGRILRLL DDAAGANASK, XDNRFTAVDF XT (où X est un acide aminé non déterminé). La séquence des 30 premiers acides aminés N-terminaux est obtenue avec un rendement initial de 40 % : TSLTVSGRVA QVLSSYVSD VFGVMGNGNV Y. L'acide aminé (méthionine ou valine) correspondant au codon initiation (ATG ou GTG) n'est pas retrouvé. Le rendement initial obtenu (15 pmol équivalent BSA), comparé avec celui obtenu pour les peptides internes (30 à 35 pmol équivalent BSA), suggère qu'une partie des protéines étaient bloquées en N-terminal. La séquence N-terminale et les séquences internes obtenues ne présentent aucune homologie dans les bases de données. En nous basant sur les séquences peptidiques obtenues, des oligonucléotides dégénérés sont synthétisés afin d'identifier le gène HPPO par PCR. 1. 2. 3- Validation des techniques PCR et identification d'une partie du gène hppO 1. 2. 3. 1-Validation des techniques PCR La teneur en base guanine et cytosine (GC %) de la majorité des ADN génomiques des Arthrobacter sp. est comprise entre 59 et 66 %, cependant il est de 67 à 69 % pour A. agilis (anciennement Micrococcus agilis) (Koch et al., 1995), de 70 % pour A. atrocyaneus (Jones et al., 1991) et de 73 % pour un Arthrobacter sp. identifié dans les glaces arctiques (Junge et al., 1998). Ces fortes teneurs en guanine et cytosine peuvent rendre plus difficile la mise en oeuvre de la PCR. Pour cette raison que nous avons validé nos méthodes PCR (ADN génomique, polymérases,...) en utilisant le gène codant la'Manganese dependent Dioxygenase' (MndD) d'Arthrobacter globiformis (Boldt et al., 1995). Cette enzyme de la voie de dégradation de l'HPP catalyse l'ouverture du cycle aromatique du 3, 4-dihydroxyphénylacétate. Pour l'amplification contrôle du gène MndD, nous avons testé des polymérases thermorésistantes de thermophilus aquaticus (Taq) commercialisées par différents fournisseurs (Perkin Elmer, ATGC, Appligène, Qiagen, Sigma). Dans tous les cas, l'amplification du gène MndD est obtenue. Cependant, dans des conditions équivalente, en utilisant les amorces dégénérées codant les peptides de l'HPPO, l'amplification du gène hppO n'est pas obtenue même en utilisant des additifs (DMSO, glycérol). 1. 2.3. 2- Identification par PCR de la partie N-terminale du gène hppO Nous amplifions de manière spécifique une séquence d'ADN de 936 pb qui pourrait correspondre à la partie N-terminale du gène hppO. L'amplification est obtenue en utilisant d'une part les amorces dégénérées Ox3 : TTNGCNCCNG CNGCRTCRTC et OZ 10N : GAYGTNTTYG GNGTNATGGG NAAYGG correspondant respectivement à une partie du peptide ? 6 et à une partie de la séquence peptidique N-terminale et d'autre part le kit'Advantage GC Genomic PCR' (Clontech). Le kit de Clontech est conçu pour réaliser des PCR sur des génomes riches en bases GC. Il contient un mélange de polymérases thermorésistantes (dont la Tth) et un additif à base de bétaïne. La Tth est une polymérase thermorésistante purifiée à partir de Thermus thermophilus. La dégénérescence de chaque amorce est de 1024 ; c'est à dire qu'une amorce sur 1024 présente la séquence nucléique exacte du gène recherché. La dégénérescence provient du fait qu'un acide aminé peut être codé par plusieurs codons, pour exemple, l'alanine est codée par quatre codons (GCA, GCC, GCG, CGT). Le code de dégénérescence utilisé pour les amorces est défini comme suit : N = A ou T ou G ou C ; R = A ou G ; Y = T ou C. Les températures théoriques d'hybridation sont respectivement de 55, 4 C et 57, 6 C. Malgré une température d'hybridation de 60 C utilisée lors de la PCR, l'amorce OX3 seule permet des amplifications non spécifiques. Nous avons amplifié par PCR un fragment d'ADN de 936 pb de manière spécifique en utilisant deux amorces dégénérées. Nous devons nous assurer que cet ADN amplifié correspond bien au gène hppO recherché. 1. 2. 4- Caractéristique du fragment d'ADN de 936 pb Le fragment d'ADN de 936 pb, amplifiée par PCR, est purifié sur gel d'agarose. Il est alors cloné dans pGEM-T easy, selon les instructions du fournisseur, puis séquencé. Lorsque l'on traduit la séquence nucléique obtenue, on observe qu'elle code aux deux extrémités pour la totalité du peptide ? 6 et pour une bonne partie de la séquence Nterminale. Nous sommes donc sûr d'avoir amplifié une partie du gène codant la protéine purifiée et microséquencée, l'HPPO. La séquence nucléique contient 73% de bases guanine (G) et cytosine (C) on note en outre la possible formation de structures secondaires dites"en épingles à cheveux" (stem-loop) dans les 250 premières bases de l'ARN messager. Cette haute teneur en bases G et C ainsi que l'existence de ces structures secondaires peuvent expliquer en partie les difficultés rencontrées pour parvenir à l'amplification par PCR d'une partie de ce gène. La séquence nucléique de 936 pb ainsi que la séquence protéique correspondante ne présentent pas d'homologies avec les séquences enregistrées dans les bases de données. Nous possédons maintenant une séquence de 936 pb, orientée de N-terminal vers le peptide interne ? 6. La protéine faisant environ 60 kDa, nous recherchons un gène d'environ 1650 pb. Il reste donc à identifier environ 700 pb. Pour cela nous allons cribler la banque génomique d'A. globiformis réalisée dans le cosmide pLAFR5 et amplifiée dans E. coli HB101. 1. 2. 5- Criblage de la banque cosmidique d'A. globiformis La banque génomique réalisée est transférée sur membrane, puis criblée en utilisant, comme sonde, le fragment d'ADN de 936 pb marqué à la digoxygénine. Le protocole standard est adapté pour un ADN"classique" (60% AT), tandis que le fragment de 936 pb présente une proportion estimée de 23% AT. Si nous gardons le même rapport dUTP-Dig/dTTP que dans le cas d'un ADN classique nous obtenons une sonde faiblement marquée donc une détection moins sensible. Nous avons donc optimisé la proportion dUTP-Dig/dTTP nécessaire pour le marquage de la sonde (paragraphe 11. 7. 1). Le criblage de la banque génomique a permis d'identifier quatre cosmides (CosIA, Cos2A, Cos4A, Cosl7Al) ayant des profils de restriction différents. En comparant les résultats d'hybridation de Southem obtenus à partir des cosmides avec ceux obtenus à partir de l'ADN génomique d'Arthrobacter globiformis, nous sélectionnons le cosmide 2A. La figure ? 14 illustre la démarche utilisée en prenant pour exemple la digestion des cosmides par l'enzyme de restriction Not I. Nous observons tout d'abord que le vecteur cosmidique pLAFR5, digéré par Not I, n'hybride pas avec la sonde Z2-Dig. Par contre, nous observons que le cosmide 1A présente une seule bande d'hybridation à 2,3 kb alors que les cosmides 2A, 4A et 17A présentent deux bandes d'hybridation à 4,3 et 2,3 kb. Or la digestion du génome d'A. globiformis par Not 1 produit deux bandes de 4,3 et 2,3 kb ; de fait nous considérons que le cosmide 1A ne contient pas toute l'information que nous recherchons. En nous basant sur d'autres restrictions et en utilisant une démarche équivalente nous éliminons les cosmides 4A et 17A. Le Cosmide 2A est alors séquencé sur une distance d'environ 3 kb de part et d'autre du site Not 1 identifié au milieu de la sonde Z2-Dig. Les résultats d'hybridation de l'ADN génomique montrent en outre que le gène est présent à une seule copie. Nous avons identifié le cosmide 2A que nous avons fait séquencer sur 6,2 kb. Nous allons maintenant pouvoir analyser cette séquence d'ADN issue de génome d'Arthrobacter globiformis. 1. 2. 6- Analyse globale de 6,2 kb d'ADN génomique d'Arthrobacter globiformis. En utilisant le logiciel Vector Nti, la position des gènes potentiels est définie à partir de la séquence nucléique de 6255 pb obtenue en séquençant le cosmide 2A. Nous retrouvons la séquence de 936 pb, identifiée par PCR, comme faisant partie d'un gène potentiel. Ce gène potentiel correspond donc vraisemblablement au gène hppO. Quatre autres gènes (A, B, C, D) sont potentiellement identifiés (Figure 3) en effectuant une recherche par homologie en utilisant l'algorithme BLASTX. Le gène A coderait un transporteur d'acide aminés, le gène B coderait une histidinol-phosphate aminotransférase cependant de précédents travaux montrent que cette enzyme possède l'activité tyrosine aminotransférase chez la bactérie à Gram positif Bacillus subtilis (Nester & Montoya, 1976), le gène C coderait un régulateur de transcription, tandis que le gène D coderait un régulateur d'opéron. 1. 2. 7- Analyse du gène hppO 1. 2.7. 1-Description générale Sur la séquence obtenue de 6256 pb, le gène hppO (en vert) est délimité en 5'par le codon d'initiation ATG en position 3143 et en 3'par le codon stop TAG (en rouge) en position 4823. Le gène présente donc une longueur réelle de 1680 pb. Il présente une forte teneur en bases G et C (71,4 % GC). La recherche d'homologies au niveau des séquences nucléiques (BLASTN), ne permet aucune identification. Afin de mieux caractériser le gène, nous recherchons les éléments spécifiques de la transcription et de la traduction. 1. 2. 7. 2- Eléments caractérisant la transcription et la traduction du gène hppO Nous identifions les potentielles boîtes promotrices de la transcription (Figure 4). La boîte -10 , dite boîte de Pribnow , est située entre les positions 3082 à 3088 (AAAAATA) et la boîte -35 est située en position 3055 à 3059 (TTGCA). Les boîtes ainsi définies sont légèrement différentes des séquences canoniques (respectivement TATAAT et TTGACA ; Singer & Berg, 1992). Cela peut refléter une interaction faible avec les facteurs permettant la transcription constitutive ou bien la nécessaire interaction avec des facteurs de transcription différents. L'adénine en position 3096 pourrait être la base d'initiation de la transcription. Enfin nous identifions entre les positions 3068 à 3072 (TGTGA) une séquence correspondant au site d'attachement de la protéine CAP (catabolic gene activator protein). Le fait de retrouver ce site de fixation de la protéine CAP va dans le sens des résultats obtenus lors de l'optimisation des conditions de culture. En conclusion la transcription du gène hppO est vraisemblablement sous le contrôle d'un promoteur faible, notamment régulé par le glucose. La séquence de ShineDalgamo (Singer & Berg, 1992) permet la fixation de la petite sous unité ribosomique. Elle est identifiée (GACGAT ; en position 3131 à 3136) 12 bases en amont du codon d'initiation (ATG) de la traduction, par analogie avec la séquence consensus AGGA. On observe en outre que la partie 5'terminale (environ 250 bases) de l'ARN messager est capable de se structurer en épingle à cheveux (stem-loop). Or la structure secondaire de la région de l'ARNm qui avoisine l'ATG initiateur influence l'étape d'initiation de la traduction. Ainsi l'initiation est nulle ou peu efficace lorsque l'ATG initiateur ou la séquence Shine-Dalgarno sont impliqués dans un appariement intramoléculaire. On peut donc se poser la question d'un éventuel rôle régulateur de la traduction des structures en épingle à cheveux observées. 1. 2.7. 3- Expression de l'HPPO sous la dépendance du promoteur tac La surexpression de l'HPPO est intéressante pour définir les caractéristiques cinétiques, pour permettre la production d'anticorps, mais aussi en vu de l'analyse structurale. Le gène est cloné dans un vecteur pKK223-3 en deux étapes. Le gène, amplifié par PCR dans les conditions définies pour l'identification du gène hppO et en utilisant les amorces HPP-N-sens (CATGACTTCA CTTACAGTGT CC) et HPP-C-term (CAAACTGAGT AGCAGCTCAG G), est cloné dans le vecteur pGEMT-easy. On sélectionne le clone présentant le gène hppO en antisens du promoteur lac. On le digère alors par Eco RI. Ce faisant on récupère le gène hppO que l'on insert dans le vecteur pKK223-3 digéré par Eco RI. Le clone pKK3-2, présentant le gène hppO sous le contrôle du promoteur tac, est retenu. Lorsque l'on induit l'expression du clone pKK3-2 par l'ajout d'IPTG, on peut détecter une activité HPP oxydase. Cependant la protéine surexprimée (57,4 kDa) n'est pas décelable dans un extrait brut séparé sur gel acrylamide dénaturant. Il reste donc à améliorer le protocole de surexpression. Nous envisageons en outre de cloner l'HPPO en fusion avec une séquence Tag, (GST, polyhistidine, protéine A....) afin de faciliter la purification de la protéine surexprimée. Nous venons définitivement de montrer que le gène identifié codait une activité HPP oxydase. Cependant, en réalisant des recherches d'homologie au niveau des séquences protéiques (BLASTX ou BLASTP), nous observons que la protéine HPPO présente jusqu'à 25% d'identité avec des acétolactate synthases (ALS), des pyruvate oxydases (POX) et des pyruvate deshydrogénases (PDH). Il est ainsi possible d'identifier des motifs très conservés tel ceux concernant la fixation du cofacteur TPP (Figure 5). En outre le profil d'hydrophobicité de l'HPPO est très proche de celui obtenu pour des ALS (non montré). Afin d'être sûr que le gène identifié code réellement l'HPPO et non pas une ALS, une POX ou une PDH ayant une activité annexe de type HPP oxydase, nous décidons de tester 1'HPPO pour une éventuelle activité annexe. 1. 2. 8- HPPO versus ALS Les recherches d'homologies protéique montrent que l'HPPO présente jusqu'à 25% d'identité avec des ALS. Ce résultat, bien que surprenant au premier abord, présente une certaine logique. En effet ces deux enzymes utilisent le FAD et le TPP comme cofacteurs réactionnels. Elles réalisent toutes deux une décarboxylation. Par ailleurs, l'un des substrats de l'ALS est le pyruvate, or notre substrat un pyruvate ss substitué : l'hydroxyphénylpyruvate. Il est donc possible que la structure du site actif soit voisine et que par conséquence ces protéines partagent des activités enzymatiques communes. Nous avons utilisé la grande sous-unité recombinante et purifiée des ALS d'Arabidopsis thaliana (Chang & Duggleby, 1997) et de E. coli (Hill & Duggleby, 1998) pour servir de contrôle positif dans nos expériences réalisées pour rechercher une activité ALS chez l'HPPO. Les résultats obtenus montrent que l'HPPO ne présente pas d'activité ALS. Nous montrons aussi à cette occasion que les deux ALS testées n'ont pas d'activité HPP oxydase. Enfin nous observons que l'HPPO n'est pas inhibé par 115 ppm d'imazapyr (inhibiteur d'ALS, Cyanamid). Ces résultats montrent que bien qu'en dépit de points communs (séquence protéique et hydrophobicité) les ALS et l'HPPO sont des enzymes bien distinctes, n'ayant pas d'activités enzymatiques secondaires. Exemple 2 IDENTIFICATION DES GENES CODANT LA 4-HPA 1HYDROXYLASE La 4-HPA 1-hydroxylase (HPAH) convertit le 4-HPA en HGA par une réaction d'hydroxylation accompagnée par un déplacement de la chaîne acétyle. Son activité a été caractérisée sur extraits bruts de Rhodococcus erythropolis S 1 (Suemori et al., 1995) ou sur extrait partiellement purifiés de P. acidovorans (Hareland, 1975). Elle a été purifiée par Suemori et al. (1996) cependant les séquences protéique et génétique ne sont pas publiées. Afin de pouvoir introduire cette activité enzymatique dans la plante, il est nécessaire d'identifier le gène. Différentes approches sont envisageables : (1) la complémentation phénotypique et/ou fonctionnelle en utilisant une banque génomique, (2) la mutagenèse insertionnelle et donc l'identification du gène par la perte de l'activité enzymatique, (3) la purification de la protéine pour remonter à la séquence nucléique. Nous avons choisi de développer ces trois approches avec Pseudomonas acidovorans car il y a de nombreux outils de biologie moléculaire dont l'efficacité a été démontrée sur différentes espèces et souches de Pseudomonas. A titre d'exemples nous pouvons citer le transposon mini-Tn5 (De Lorenzo et al., 1990), les vecteurs large spectre d'hôte tels PBBRIMCS (Kovach et al., 1994,1995 ; D'Souza et al., 2000), les techniques de transfert par conjugaison. Le transposon mini-Tn5 peut être utilisé soit pour perturber un gène (de Lorenzo et al., 1990 ; Fedi et al., 1996 ; Campos-Garcia et al., 2000) soit pour introduire un gène dans le génome bactérien (Prieto et al., 1999). Nous avons commencé par l'approche par la complémentation phénotypique car c'est ce qui paraissait le plus rapide et le plus simple. Cette approche a été suivie par les deux autres simultanément. Cependant, nous n'aborderons pas ici l'approche par mutagenèse insertionnelle, cette voie n'ayant pas été exploitée par la suite. 11. 1- Matériels et Méthodes 11. 1. 1- Construction d'une banque génomique de P. acidovorans dans E. coli Pour construire la banque nous utilisons le cosmide pLAFR5 et l'ADN génomique de P. acidovorans. Nous utilisons la souche hôte E. coli HB101. 11. 1. 2- Purification de la 4-HPA l-hydroxylase II. 1.2. 1-Test d'activité spectrophotométrique Dans la réaction catalysée par la 4-HPA 1-hydroxylase, décrite par Hareland et al. (1975), il y a consommation d'oxygène moléculaire et de NADH, H+. Nous avons choisi de mesurer l'activité enzymatique en suivant l'oxydation du NADH, H+ en NAD+. Le milieu réactionnel comprend : NADH, H+ 300 uM ; FAD 6, 7 uM ; KPi 100 mM ; DTT 1 mM ; 10 à 50 ug de protéines. La réaction est déclenchée par l'ajout du substrat : 4HPA 1 mM. La réaction est suivie à 340 nm ou à 292 nm pendant 2 à 10 min. En effet, la consommation du NADH, H+ se traduit par une diminution de l'absorbance à 340 nm tandis que la production d'homogentisate se traduit par une augmentation de l'absorbance à 292 nm. Le test spectrophotométrique est très rapide, il est utilisé en routine pour suivre l'élution des protéines lors des étapes de purification. II. 1.2. 1-Test d'activité HPLC L'analyse des réactions enzymatiques par HPLC permet de confirmer la production d'HGA (temps de rétention, spectre UV). Le test enzymatique est réalisé dans les mêmes conditions que ci-dessus. Cependant la réaction est arrêtée par ajout d'un tiers de volume d'acide perchlorique 20%. Les réactions sont alors analysées par HPLC en élution isocratique avec 90% de phase A et 10 % de phase B ou 92% de phase A et 8% de phase B. La phase A est de l'eau milli Q contenant 0,1% d'acide trifluoroacétique (TFA) et la phase B correspond à de l'acétonitrile. Dans l'élution en isocratique 90%-10%, l'HGA est élué en 1, 2 min alors qu'en système isocratique 92% - 8% il est élué en 1, 4 min. L'élution est enregistrée généralement à 230 nm. Van den Tweel et al. (1986) ont utilisé le 2, 2'-bipyridyl (inhibiteur de protéine à fer non hémique) pour inhiber l'homogentisate dioxygénase et ainsi permettre l'accumulation de l'HGA. Pour cette raison, nous ajoutons dans certains milieu réactionnel 2 mM de 2,2bipyridyl. Dans ces conditions chromatographiques, il est possible d'identifier le 4-HPA et l'HGA. La chaîne HPLC est constituée d'une HPLC Alliance 2690 (Waters) et d'un détecteur à barette diode 996 (Waters). II. 1.2. 3-Purification de la protéine HPAH Pseudomonas acidovorans est cultivé 48 heures sur milieu M63 contenant du 4HPA comme seule source de carbone, à 29 C, 220 rpm. Les bactéries sont centrifugées à 3 000 g pendant 15 min à 6 C (Beckmann J2/21 M/E centrifuge). Le culot bactérien est repris dans le tampon de sonication (KPi 0,1 M pH 7,2 ; MgSO4 1mM ; DTT ImM ; benzamidine hydrochloride 1 mM ; acide caproïque 5 mM). La benzamidine hydrochloride et 1'acide caproïque sont des inhibiteurs de protéases. La sonication est réalisée pendant 9 minutes en sonicant toutes les quarante secondes pendant vingt secondes à la puissance 5 (Vibra Cell, Sonic Materials INC., Connecticut, USA). Durant la sonication, l'échantillon est maintenu à la température de la glace fondante. L'extrait soniqué est centrifugé à 15 000 g pendant 15 min à 4 cm. Le surnageant récupéré est précipité avec 1 % de sulfate de streptomycine. Le précipité est éliminé par centrifugation à 15 000 g pendant 15 min à 4 cm. Le surnageant est dessalé sur colonne PD10 (Pharmacia) puis chargé sur colonne DEAE/EMD 650 S équilibrée en tampon A (KPi 20 mM pH 7, 2, glycérol 10 %, MgSO4 1 mM, DTT 1 mM). L'élution se fait en utilisant un tampon B (tampon A ; KCI 1 M ; 100 uM FAD). L'activité 4-HPA 1hydroxylase est éluée pour une concentration en KCI voisine de 150 mM. Les fractions actives, concentrées sur membrane UVIKON 10 kDa puis dessalées sur colonne PD10, sont alors déposées sur une colonne d'affinité Red (Red 120 Agarose type 3000 CL, SIGMA Ref R-0503) équilibrée en tampon A (ci dessus). L'élution est réalisée en deux étapes. La première est un lavage de la colonne Red en utilisant le tampon A enrichi avec du FAD 50 uM final. La deuxième permet l'élution de la protéine ; pour cela le tampon A est enrichi en FAD (3 mM) et en NADH, H+ (10 mM). Les fractions, contenant la protéine d'intérêt, sont rassemblées, concentrées et congelées à-80 C. 11. 1. 3- Microséquençage protéique de l'extrémité N-terminale et de peptides internes Le même protocole que celui décrit dans le cas de l'HPP oxydase a été utilisé pour réaliser le séquençage de la protéine purifiée. Cependant, pour produire les peptides internes, la protéine a été digérée à la trypsine au lieu de l'endopeptidase Lys-C. La trypsine coupe après les arginines et les lysines. La digestion par la trypsine conduit généralement à l'obtention de fragments plus petits que ceux obtenus lors d'une digestion par l'endopeptidase Lys-C. Afin de pouvoir séquencer avec précision les peptides récupérés, il est parfois nécessaire de repurifier par HPLC les peptides récupérés. 11. 1. 4- Identification d'une partie du gène codant l'HPAH par PCR dégénérée Pour la synthèse des amorces dégénérées on utilise le code de dégénérescence présenté en page 43. La PCR est réalisée dans un volume final de 50 I ! L, dans des tubes de 200 I ! L. La solution réactionnelle contient le tampon Perkin Elmer, 250 uM dNTP, 50 ng d'ADN génomique de P. acidovorans, 2 unités enzymatiques d'AmpliTaq (Perkin Elmer). La réaction est réalisée en utilisant un thermocycleur"Hybaid Touchdown" : 3 min à 94 C, puis quarante cinq cycles : 30 sec à 94 C, 1 min à 50 C, 1 min 30 sec à 72 C, suivi d'une élongation finale de 5 min à 72 C avant de revenir à 4 C. La PCR est évaluée après dépôt de 10 u. L sur gel 1% agarose. Dans ces conditions une bande de 536 pb est identifiée. 11. 1. 5- Criblage de la banque cosmidique de P. acidovorans Etalement de la banque cosmidique sur milieu LBT'5 et croissance pendant 16 h00 à 37 C. Les boîtes sont alors transférées à 4 C. Au bout d'une heure, les colonies sont transférées sur membranes Hybond N (Amersham) selon la méthode de Grunstein & Hogness (1975). Les membranes sont hybridées en utilisant le fragment PCR de 536 pb précédemment identifié et purifié. La détection est réalisée en 32p. La sonde est marquée en utilisant le kit DNA Ready to Go (Pharmacia). La pré-hybridation, l'hybridation et les lavages sont réalisés en ampoules. Les membranes sont pré-hydridées dans une solution composée de SSC 5x, Denhardt 6%, SDS 0, 5% pendant 4 heures à 68 C. L'hybridation est réalisée pendant 16 heures à 68 C. Les lavages sont effectués à 65 C en SSC 2x, SDS 0,1%. Les membranes sont révélées en exposant des films Kodak ou Amersham. 11. 1. 6- Milieux de croissance de P. putida Pseudomonas putida est cultivé sur milieu riche de Luria-Bertani (LB) ou 2YT contenant 100 ng. mL-1 de rifampicine. En fonction des besoins d'autres antibiotiques sont ajoutés (exemple : tétracycline à 15 ug. mL-1). Le milieu minimum M63 contenant 1,5 g. L-1 de 4-HPA comme seule source de carbone est utilisé pour tester la complémentation fonctionnelle. Dans ce cas les antibiotiques sont omis. Toutes les cultures sont réalisées à 29 C. 11. 1. 7- Transformation de P.putida par électroporation 1 litre de milieu LB Rifampicine (100 ng. mL-1) est inoculé avec une culture de P. putida mise en croissance à 29 C pendant environ 16 heures en agitation à 180 rpm. Lorsque la DOsoonm est voisine de 1, 2, les cellules sont collectées par centrifugation pendant 15 min à 3 000 g, 4 C. Le milieu de culture est éliminé et les cellules sont reprises avec 400 mL de glycérol 10% à 4 cm. Les cellules sont centrifugées une nouvelle fois à 3000 g, 20 min, 4 C. Deux nouvelles étapes de lavage sont effectuées avec respectivement 200 puis 100 mL de glycérol 10%, 4 cm. Enfin, les bactéries sont reprises par 3 à 10 mL de glycérol 10% puis réparties en aliquotes de 100 uL immédiatement congelées dans l'azote liquide. Les bactéries ainsi préparées se conservent au moins six mois à-80 C. Lors de la préparation, on observe une perte de bactéries due à la lyse. L'ADN cosmidique (TetR) est introduit par électroporation dans les P. putida (RifR). L'électroporation (Bio-Rad Gene Pulsen) de 80 ng d'ADN cosmidique dans 100 uLP. putida électrocompétentes se fait en cuvette d'électroporation de 2 mm sous une tension de 0,9 volt avec une résistance de l'électroporateur de 200 Q. Dans ces conditions, la constante de temps T est d'environ 4,5 msec. Après le choc électrique, les cellules sont reprises avec 900 L de LB et mise en culture pendant lh30 à 29 C, 180 rpm. Les P. 15 putida transformées sont sélectionnées sur milieu gélosé LB Rif Tetl5. 11. 1. 8- Modification du vecteur large spectre d'hôte pBBRIMCS-GmR Nous avons utilisé les vecteurs à large spectre d'hôte à Gram négatif de la série des PBBRIMCS (Kovach et al., 1994,1995). Ces plasmides, qui possèdent une origine de réplication de Bordetella bronchiseptica, se répliquent à environ 20-30 copies par cellule chez E. coli. Ils contiennent deux sites Not I. Afin de faciliter les clonages ultérieurs on supprime le site Not 1 présent hors du multi-site de clonage (MCS) sur le R plasmide pBBRIMCS-Gm. Pour cela, le plasmide est coupé par Sfi 1 (50 C) puis traité à la T4 DNA polymérase afin d'obtenir des bouts francs. Le plasmide est religué sur lui même (T4 DNA Ligase-New England Biolabs). Après ligation (16 heures, 16 C), une digestion par Sfi 1 est réalisée afin d'éliminer les éventuels plasmides"sauvages", puis on électropore E. coli DH5a. L'ADN plasmidique est isolé des clones sélectionnés sur milieu LB Gm20. Les ADN plasmidiques sont caractérisés par deux digestions : Not 1 et Not IlBgl II. Un clone est retenu : pBBRIMCS-Gm-Not-U. II. 1. 9- Sous-clonage du Ccos8 dans pBBR1MCS-Gm-U Le cosmide Ccos8 est restreint par Not 1 puis déposé sur gel agarose. Après migration, 6 bandes d'ADN sont visualisées : 1, 7-3-4-5-8-10 kbp. Les bandes sont purifiées par Quiaex Il. Par ailleurs, pBBR1MCS-Gm-Not-U est restreint par Not 1, déphosphorylé en utilisant la phosphatase alcaline de crevette (S. A. P. ; shrimp alkaline phosphatase). Les différentes bandes sont alors liées (T4 DNA ligase, 16 heures, 16 C) dans le vecteur en utilisant des rapports"insert/vecteur"variables. Les produits de ligation sont transformés dans E. coli DH5a. II. 1. 10- Conjugaison tri-parentale entre E. coli et P. putida Afin de transférer les différents sous-clones de Ccos8 (GmR) de E. coli DH5a vers P. putida (RifR), on opère par conjugaison tri-parentale sur filtre en utilisant le protocole décrit par De Lorenzo et al. (1990). Les bactéries récupérées sont étalées sur LB Rif"Gm et sur M63 ayant le 4-HPA comme seule source de carbone. II. 1. 11- Elimination du plasmide p5kbC Pour éliminer rapidement le plasmide p5kbC de P. putida, nous utilisons la stratégie des origines de réplication incompatibles et nous forçons la perte du p5kbC à l'aide d'antibiotiques. On transforme P. putida (Rif') complémenté par le plamide p5kbC (GmR) avec PBBRIMCS KnR. Les clones obtenus (Rif* GmR KnR) sont vérifiés pour leur activité de complémentation. Les clones sont alors cultivés sur deux milieux : LB Rif'0 Knl5 Gm20 et LB Rif" Kn'0. Ce faisant nous maintenons la pression de sélection pour p5kbC et PBBRIMCS KnR ou bien seulement pour PBBRIMCS KnR. Les croissances sont réalisées à 29 C. Le repiquage est réalisé tous les trois jours. Au huitième repiquage, les colonies sont repiquées sur 4 milieux différents (M63, M63 + 4-HPA, LB Rieoo Kn'50 Gm20 et LB Rif' Kn') quelle que soit la boîte d'origine. L'état de croissance est alors relevé au bout de 2 et 7 jours. 11. 1. 12- Identification des protéines participant à l'activité enzymatique. * II. 1. 12. 1-Préparation d'extraits bruts de P. putida Deux clones P. putida sont cultivés sur LB Gm20 pendant 24 heures. Le premier comporte le plasmide pBBRIMCS-Gm-Not-U tandis que le second contient le plasmide de complémentation p5kbC. Après sonication dans un tampon (KPi 0.1 M ; MgSO4 1mM ; DTT 1mM ; benzamidine hydrochloride 1 mM ; acide caproïque 5 mM), puis centrifugation à 20 000 g pendant 10 min à 4 cm, le surnageant est testé pour son activité 4-HPA 1-hydroxylase en utilisant les deux méthodes de mesure de l'activité enzymatique. Les extraits bruts sont, en outre, analysés par SDS-PAGE à 10%. Il. 1.12. 2- Transfert sur membrane, Séquençage N-terminal Le séquençage est réalisé comme en exemple 1. Il. 1. 12. 3- Gel Filtration S75 L'éluat (5 mL) est concentrée d'un facteur 10 en utilisant un Macrosep 10 K (Pall Filtron) pendant deux heures à 4 C. Les 500 uL concentrés sont injectés sur une colonne de gel filtration SuperdexTM 75 prep grade (HiLoad 16/60, Pharmacia) préalablement équilibrée avec 700 mL de tampon (KPi 0,02 M pH 7,2 ; glycérol 10% ; 1 MgSO4 1 mM ; DTT 1 mM ; 4 C) à un débit de 0, 7 mL. min-l. La chromatographie est réalisée à 4 C avec un débit de 1 mL. min-l. Les fractions sont collectées toutes les minutes et conservées à 4 C. II. 1.12. 4- Construction de pBBRIMCS FT12A1 Pour construire le plasmide PBBRIMCS FT12#1 on utilise une stratégie de clonage en deux étapes. Le plasmide p5kbC est digéré par Nsi 1 et Not 1. L'insert obtenu, codant les gènes 1, hpaH et 3, est alors cloné dans pBBRIMCS-Gm-Not-U digéré Pst I et Not 1. Le clone résultant, dénommé PBBRIMCS FT12, est restreint par Hind III et Asc I, puis rendu bout-francs et enfin religué. Ce faisant, les gènes 1 et 3 sont détruits et le gène hpaH se trouve sous la dépendance du promoteur lac du vecteur originel. Nous obtenons ainsi le plasmide pBBR1MCS FT12#1 (Figure 6). II. 1.12. 5-Construction de pLllac2 Le laboratoire possède un plasmide dénommé"Clone L". Cette construction correspond au clonage du promoteur et du gène de l'HPPD de P. fluorescens dans le vecteur pBBRIMCS-KnR. Le promoteur du gène HPPD est fonctionnel chez P. putida et chez E. coli. Le plasmide"Clone L"est digéré par Bam HI et Hin dIII ce qui permet de récupérer l'insert contenant le promoteur et le gène HPPD de P. fluorescens. Cet insert est alors ligué dans le vecteur pBBR1MCS-GmR digéré par Barn HI et Hin dIII. Le clone résultant est dénommé pBBRG-L-HPPD. Le plasmide obtenu, digéré par Nco 1 pour éliminer le gène codant l'HPPD, est ligué avec le gène hpaC amplifié par PCR et digéré par All 111. La construction obtenue est appelée pBBRG-L-ORFl. Pour l'amplification du gène hpaC par PCR, on utilise des amorces qui permettent d'introduire un site Afl III en début et en fin de gène (le site Afl III est compatible avec le site Not 1). Les amorces utilisées sont : en 5'du gène : GCAGGATGCA CATGTCCACC AAGAC et en 3'du gène : CGGACGCCGA CATGTATCAG CCTTC. La PCR est réalisée en utilisant 1 unité de KlenTaq polymérase (Sigma), 250 uM de dNTP, 200 nM de chaque amorce et 50 ng du plasmide p5kbC. Le programme de PCR est défini comme suit sur Perkin Elmer 9600 : 3 min à 95 C ; puis 20 cycles : 94 C pendant 1 min, 60 C pendant 30 sec, 68 C pendant 3 min ; enfin une dernière étape de 10 min à 68 C est réalisée. Le plasmide pBBRIMCS FT12A1 précédemment obtenu est restreint par Ssp I et Not I. Le site Not 1 est rendu franc par traitement avec la Pfu. Le fragment récupéré (2468 pb), contenant le gène hpaH sous la dépendance du promoteur lac, est ligué dans pBBRG-L-ORF1 digéré par Ssp 1. Le clone présentant les gènes hpaC et hpaH en antisens est retenu, il est nommé pLllac2. Tous ces clonages sont réalisée dans E. coli DH5a. 11. 2- Résultats Différentes approches sont envisageables pour identifier le gène codant l'activité 4-HPA 1-hydroxylase de P. acidovorans. Nous décidons dans un premier temps d'utiliser une approche par coloration phénotypique. Cette approche paraît simple et rapide. En effet, nous possédons au laboratoire un outil de criblage phénotypique pour détecter la production d'HGA. Or l'enzyme que nous recherchons convertit le 4-HPA en HGA. 11. 2. 1- Approche par coloration phénotypique Nous avons observé au laboratoire qu'E. coli K12 ne peut pas croître en utilisant la tyrosine ou le 4-HPA comme seule source de carbone. Nous savons d'autre part qu'E. coli K12 possède l'activité tyrosine aminotransférase qui permet la synthèse de tyrosine à partir d'HPP. Cette activité enzymatique est réversible, la cellule peut donc produire de l'HPP à partir de la tyrosine. Si le milieu riche de culture est enrichi en tyrosine (1 g. L-1), la tyrosine est importé dans les bactéries qui l'accumulent puis la transforme en HPP, selon la constante d'équilibre de la réaction de conversion entre HPP et tyrosine. Au laboratoire, nous avons déjà observé que si nous introduisons l'HPPD de P. fluorescens dans E. coli K12 alors l'HPP produit lors de la désamination de la tyrosine, est transformé en homogentisate (HGA). La réaction catalysée par l'HPPD étant irréversible, l'HGA s'accumule dans la cellule où il s'oxyde puis polymérise spontanément pour former un pigment ochronotique présentant une coloration brune. Nous avons donc là un moyen de détecter la production d'HGA. La 4-HPA 1hydroxylase recherchée convertit le 4-HPA en HGA. On étale donc les E. coli HB101 contenant la banque génomique de Pseudomonas acidovorans sur milieu gélosé 2YT enrichi en 4-HPA. Après deux jours, deux colonies brunissent : elles produisent donc de l'homogentisate. Cependant, les activités enzymatiques réalisées sur les extraits bruts de ces deux clones révèlent une activité enzymatique de type HPPD alors que l'activité 4- HPA 1-hydroxylase recherchée est discrète, voire inexistante. A priori cette approche a permis de sélectionner les clones dont le cosmide contient le gène codant une HPPD de P. acidovorans et non pas la 4-HPA 1-hydroxylase. Lors de l'étude préliminaire in vitro sur les extraits bruts de P. acidovorans, l'activité HPPD n'a pas été identifiée. On peut supposer que l'activité HPPD de P. acidovorans s'exprimerait lorsque la bactérie est cultivée sur milieu riche tandis que l'activité 4-HPA 1-hydroxylase s'exprimerait lorsque le 4-HPA est la seule source de carbone. Cette approche ne permettant pas l'identification de la 4-HPA 1-hydroxylase nous décidons de purifier l'enzyme. Une fois la protéine identifiée, il sera possible de remonter au gène correspondant. 11. 2. 2- Purification de la 4-HPA 1-hydroxylase Pour suivre la purification de la protéine, nous utilisons le dosage de son activité NADH, H+ oxydase dépendante du 4-HPA. Nous purifions ainsi la protéine à quasi homogénéité en appliquant le protocole de purification décrit précédemment. Le facteur d'enrichissement de l'activité spécifique NADH, H+ oxydase est généralement compris entre 50 et 100 selon les préparations. Sur SDS-PAGE, la protéine présente un poids moléculaire apparent de 60 kDa. En fait, nous observons que l'activité NADH, H+ oxydase et la production d'HGA sont bien visibles en sortie de DEAE/EMD 650S. Par contre en sortie de colonne d'affinité, la production d'HGA est très difficilement décelable ; l'activité NADH, H+ oxydase reste cependant dépendante de l'ajout du 4-HPA i dans le milieu réactionnel. Si nous partons de l'hypothèse que l'enzyme est monomérique, la perte de l'activité catalytique permettant la production d'HGA peut s'expliquer en supposant qu'une partie de la protéine a été endommagée (ex : perte d'un cofacteur fortement lié) lors de son passage sur la colonne Red. Le site catalysant l'oxydation du NADH, H+ ne serait pas touché. On peut aussi supposer que l'enzyme recherchée est un hétérodimère. La perte de l'activité catalytique s'expliquerait alors par la perte du monomère responsable de la production d'HGA. Dans la littérature de nombreuses monooxygénases hétérodimériques à flavine ont été identifiées, ayant toutes un substrat aromatique, dans des espèces bactériennes variées (Adachi et al., 1964 ; Arunachalam et al., 1992,1994 ; Prieto et al., 1993 ; Prieto & Garcia, 1994 ; Arunachalam & Massey, 1994 ; Takizawa et al., 1995 ; Xun, 1996 ; Xun & Sandvik, 2000). Cependant, il existe deux hypothèses pour expliquer le fonctionnement de ces enzymes hétérodimériques : (1) Arunachalam et al. (1992, 1994) proposent que la 4-hydroxyphénylacétate 3hydroxylase de P. putida soit constituée d'une flavoprotéine homodimérique de 65 kDa ainsi que d'une protéine de couplage de 38,5 kDa. La flavoprotéine seule est capable d'oxyder le NADH, H+ indépendamment de la présence de 4-HPA. Cette oxydation du NADH, H+ permet de renouveler le"pool"de NAD+, mais produit de l'H202 dans des proportions stoechiométriques. Si la protéine de couplage est ajoutée, le complexe protéique devient capable d'hydroxyler le 4-HPA en acide 3,4-dihydroxyphénylacétique. Ainsi, l'oxydation du NADH, H+ n'est pas gaspillée et permet la synthèse d'un métabolite. La protéine de couplage seule n'a pas d'activité enzymatique. (2) Prieto et al. (1993,1994) et Xun & Sandvik (2000) suggèrent que la 4-HPA 3hydroxylase de E. coli W (ATCC 11105) soit considérée comme un nouveau membre des monooxygénases à flavine à deux composantes mobiles (TC-FDM). Les deux composantes seraient d'une part la 4-hydroxyphénylacétate 3-hydroxylase, une enzyme monomérique de 59 kDa codée par le gène HpaB, et d'autre part une flavine : NADH oxydoréductase monomérique de 19 kDa, codée par le gène HpaC. Dans ce cas, le FAD est réduit au dépend du NADH, H+ par la flavine : NADH, H+ oxydoréductase. Le FADH2 est alors utilisé par l'oxygénase pour permettre l'oxydation du substrat en utilisant l'oxygène moléculaire. L'enzyme que nous avons purifiée oxyde fortement le NADH, H+ mais produit très peu d'homogentisate. En outre l'oxydation du NADH, H+ est dépendante de l'ajout de 4HPA. Ceci suggère que nous possédons une enzyme du type de celle décrite par Prieto et al. Nous considérons donc que l'enzyme purifiée est la 4-HPA 1-hydroxylase (HPAH) recherchée. Il est possible, que par la suite, il soit nécessaire d'identifier une protéine de couplage pour optimiser l'activité enzymatique. L'approche biochimique peut donc se poursuivre avec la protéine purifiée. Il. 2. 3- Obtention des peptides internes et de la séquence N-terminale. La protéine purifiée est envoyée à l'Institut Pasteur pour être micro-séquencée. C'est ainsi que l'on obtient la séquence N-terminale SHPAISLQAL RGSGADIQSI HIPYER et six peptides internes nommés respectivement peptides ? 11C, 12D, 20A, 22B, 23,24 en fonction de leur ordre de sortie de colonne : ATDFITPK, LGVGQPMVDK, VVFAGDSAHG VSPFX, VTALEPQAEG AL, IDFQLGWDAD PEEEK, LSVPATLHGS ALNTPDTDTF. Sur la séquence N-terminale, on ne retrouve pas l'acide aminé (méthionine ou valine) correspondant normalement au codon d'initiation du gène (ATG ou GTG). Les analyses d'homologies dans les bases protéiques en utilisant l'algorithme BLASTP ne permettent pas d'identifier de protéines homologues. Sur la base des séquences protéiques obtenues, nous faisons synthétiser les oligonucléotides dégénérés correspondants. Ceux-ci sont utilisés dans des réactions de PCR afin d'identifier une partie du gène codant la protéine HPAH purifiée et partiellement séquencée. 11. 2. 4- Obtention du fragment PCR L'amplification par PCR d'une portion (536 pb) du gène codant la 4-HPA 1hydroxylase est obtenue en utilisant les amorces dégénérées Hy4R : TCYTCNGGRT CNGCRTCCCA et Hy5F : GGNGTNGGNC ARCCNATGGT qui codent respectivement les peptides 23 et 12D. Ces amorces ont une température d'hybridation de 55, 4 C et présentent une dégénérescence de 128 et 512 respectivement. La séquence amplifiée est clonée dans le vecteur pGEMT-easy puis elle est séquencée. L'analyse de la séquence obtenue permet de retrouver, outre les séquences codant les peptides Hy4R et Hy5F, la séquence nucléique codant le peptide interne 22B. Ce dernier élément permet de confirmer que nous avons bien amplifié une partie du gène codant la protéine HPAH purifiée. A ce stade, les recherches d'homologies dans les bases protéiques, en utilisant l'algorithme BLASTX, font ressortir quelques faibles homologies avec des hydroxylases, des oxydases et des monooxygénases. En utilisant la séquence de 536 pb amplifiée par PCR, nous allons pouvoir cribler une banque cosmidique de P. acidovorans afin de rechercher le cosmide contenant le gène complet. 11. 2. 5- Criblage de la banque cosmidique de P. acidovorans Le criblage de la banque cosmidique, en utilisant comme sonde la séquence obtenue ci-dessus, a permis d'identifier 4 groupes de cosmides considérés comme différents sur la base de leurs profils de restriction et d'hybridation après transfert par la technique de Southern. Les cosmides Nu 1, 2,6 forment le premier groupe, les cosmides Nu 3, 7,9 forment le second tandis que les cosmides ? 5 et 8 forment le troisième. Le dernier groupe est représenté par le cosmide ? 4. Les résultats d'hydridation suggèrent en outre que le gène hpaH recherché est présent en un seul exemplaire dans le génome de Pseudomonas acidovorans. Nous avons identifié des cosmides comportant au moins une partie du gène codant la protéine HPAH purifiée. Entre temps, nous avons observé que P. putida était incapable de croître sur 4-HPA mais pouvait croître en utilisant l'HGA comme seule source de carbone. Nous possédons donc là un excellent crible pour la complémentation fonctionnelle ; nous pourrons ainsi définir lequel de ces cosmides comporte le gène fonctionnel codant l'activité 4-HPA 1-hydroxylase. Il. 2. 6- Complémentation fonctionnelle avec les cosmides Les neuf cosmides précédemment identifiés sont introduits dans P. putida par électroporation. Les clones obtenus sont alors repiqués sur milieu M63 contenant du 4HPA comme seule source de carbone. Au bout de 7-8 jours seules les bactéries possédant le cosmide ? 8 ont réussi à croître. C'est à dire que seul le cosmide ? 8 contient toute l'information exprimable permettant la conversion du 4-HPA en HGA utilisable par P. putida. Le cosmide est alors dénommé Ccos8. La transformation avec l'ensemble des cosmides est répétée. C'est toujours le cosmide 8 qui permet la complémentation après un certain délai (6-10 jours). Afin de pouvoir avancer dans notre approche de détermination du fragment d'ADN minimum exprimant l'activité 4-HPA 1hydroxylase, il nous faut sous-cloner le Ccos8. La sélection du sous-clone intéressant se fera en utilisant le crible de la complémentation fonctionnelle. 11. 2. 7- Sous clonage par complémentation fonctionnelle La digestion par Not 1 du cosmide permet d'obtenir 6 fragments d'ADN de taille comprise entre 1, 7 et 10 kb. Ces fragments sont clonés dans pBBRIMCS-Gm-Not-U. Cinq sous-clones de Ccos8 sont obtenus. L'analyse par restriction montre que les fragments de 4 et 10 kb ne sont pas sous clonés. En revanche, nous observons que la bande de 5 kb observée initialement était en fait une bande double de 5, 1 et 5, 2 kb. Ces clones sont passés, par conjugaison tri-parentale, de E. coli à P. putida. Au bout de 5 jours, seul P. putida contenant le sous-clone correspondant à la bande de 5,2 kb du cosmide Ccos8 a poussé sur M63 contenant le 4-HPA comme seule source de carbone. Nous venons donc d'identifier le fragment minimal comportant l'activité 4-HPA 1hydroxylase. Les clones correspondants à la bande de 5,2 kb sont nommés 5kbC. Pour confirmer le résultat de la complémentation fonctionnelle, nous provoquons l'élimination du plasmide p5kbC en utilisant la stratégie des origines de réplication incompatibles et en forçant l'élimination du plasmide p5kbC par la pression de sélection des antibiotiques utilisés. Nous observons que P. putida perd la capacité à croître sur 4HPA comme seule source de carbone lorsqu'il a perdu le plasmide p5kbC. Nous en concluons que l'activité enzymatique 4-HPA 1-hydroxylase est bien portée par le plasmide p5kbC. Nous pouvons donc faire séquencer l'insert de 5,2 kb, ce qui devrait nous permettre d'identifier le gène hpaH fonctionnel. 11. 2. 8- Analyse de la séquence de 5,2 kb L'insert de 5,2 kb du plasmide p5kbC est séquencé. Une recherche d'homologie nucléique (BLASTN) permet d'identifier ainsi trois parties dans l'insert. La première partie comprise entre les bases ? 1 et 1465 est parfaitement homologue d'une partie du plasmide Birmingham IncP-alpha. Il s'agit donc vraisemblablement d'une séquence issue de pLAFR5. Une seconde partie nucléique comprise entre les bases Nu 1466 et 1695 présente une homologie parfaite avec une partie du plasmide de clonage M13mp8/pUC8. Cette séquence fait donc encore partie du pLAFR-5 ; en effet le multi- site de clonage de pLAFR-5 provient de pUC8 (Keen et al., 1988). Ainsi, les sites Eco RI et Sma 1 (Figure 7) en position respective 1689 et 1695 sont vraisemblablement les sites de clonage du pLAFR-5. La troisième partie, comprise entre les bases 1696 et 5264 (soit 3568 pb) ne présente pas d'homologies fortes. Cette partie d'ADN provient du génome de P. acidovorans. Lorsque la séquence de 5,2 kb est analysée en utilisant l'agorithme BLASTX, on identifie des protéines probables (Figure 7). Ainsi la protéine codée par le gène 1 présente de faibles homologies avec à des béta-lactamases, des déhydrases et des cyclases. La protéine purifiée est codée par le gène 2 puisque l'on retrouve les séquences codant les peptides internes précédemment obtenus ; c'est donc vraisemblablement la 4-HPA 1-hydroxylase. Les alignements protéiques montrent que cette protéine présente quelques homologies avec des oxygénases et des hydroxylases. La protéine potentiellement codée par le gène 3 ne présente pas d'homologies avec les bases de données. Enfin le gène 4 code vraisemblablement un régulateur d'opéron. Faisons maintenant à une analyse plus fine du gène hpaH. D'après la séquence protéique N-terminale obtenue, le codon initiation ATG de la protéine 4-HPA 1hydroxylase se trouve en fait 78 pb en aval d'un codon initiateur GTG en phase avec l'ATG. La séquence Shine-Dalgamo AGGA, permettant la fixation des ribosomes, est retrouvée en amont de l'ATG initiateur mais pas en amont du codon initiateur GTG ; ce qui confirme que la région codante commence au codon initiateur ATG. La portion comprise entre les codons GTG et ATG ne correspond donc vraisemblablement pas à une préprotéine. Ainsi défini, le gène hpaH est long de 1737 pb et se termine par le codon stop TGA. Le gène est constitué à 70,9 % de bases GC. Maintenant que nous avons défini avec précision les limites du gène hpaH, analysons le produit de sa traduction : la protéine HPAH 11. 2. 9- Analyse de la protéine HPAH La séquence hpaH est traduite en utilisant le sytème universel des codons. Nous obtenons ainsi une protéine de 563 acides aminés, ce qui représente un poids moléculaire de 62,2 kDa. Les recherches d'homologies protéique (BLASTP) montre que l'HPAH présente environ 15 à 25 % d'identité essentiellement avec des protéines d'organismes à Gram positif codant pour des activités enzymatiques apparemment très différentes de celle recherchée. Ainsi on retrouve une oxygénase de Streptomyces argillaceus, la 3- (3-hydroxy-phényl) propionate hydroxylase (EC 1.14. 13.-) d'E. coli, la 2.4-dihydroxybenzoate monooxygénase de Sphingomonas sp., l'enzyme catalysant la 6hydroxylation de la tétracycline chez Streptomyces aureofaciens, une oxygénase potentielle de Streptomyces fradiae. En fait, l'HPAH présente des homologies avec les protéines de la famille des phénol monooxygénases (pheA) et celles de la famille des 2,4-dichlorophénol hydroxylase (tfdB). L'alignement correspondant aux protéines précitées est réalisé en utilisant l'algoritme ClustalW (Figure 8). Il permet de mettre en évidence des boîtes très conservées. On relèvera entre autre trois motifs d'interaction avec le FAD. Le premier (GXGXXG) correspond au motif structurel p-a-p qui permet l'interaction de la partie ADP du FAD avec la protéine. Le deuxième motif (A/C) DG est impliqué dans la fixation du FAD tandis que le troisième motif G (R) VXX (A) GD (A) XH permet l'interaction avec la partie flavine du FAD. Bien que l'enzyme utilise du NADH, H+ le site de fixation correspondant (GDH) n'est pas identifié. Cette absence de site de fixation au NADH, W est une caractéristique souvent observée chez d'autres monooxygénases à FAD. Enfin, on observe un motif (DXXXLXWKLX XXXXXXXXXX LLXXYXXER) que l'on retrouve aussi chez d'autres hydroxylases (Ferrandez et al., 1997), mais dont la signification n'est pas éclaircie. Bien que la 3- (3-hydroxyphényl)-propionate hydroxylase d'E. coli catalyse une réaction d'hydroxylation sur un substrat structurellement proche du 4-HPA, les informations acquises par ces analyses bioinformatiques ne permettent pas de s'assurer que nous avons bien identifié la 4-HPA 1-hydroxylase. La seule manière de le faire, c'est d'exprimer le gène hpaH et d'étudier son activité enzymatique. 11. 2. 10- Identité des protéines impliquées dans l'activité 4-HPA 1-hydroxylase 11. 2.10. 1-Expression du gène hpaH codant la 4-HPA 1-Hydroxylase Afin de confirmer que le gène hpaH code l'activité 4-HPA 1-hydroxylase, il est nécessaire d'exprimer le gène. Pour ce faire, une stratégie de clonage en deux étape est utilisée permettant d'éliminer les gènes ? 1 et 3 et de placer le gène hpaH sous la dépendance du promoteur lac du vecteur originel pBBRIMCS-Gm-Not-U. Le plasmide obtenu est dénommé PBBRIMCS FT12A1. Un extrait brut est réalisé à partir d'une culture sur milieu riche de P. putida transformée avec ce plasmide. La recherche d'activité par spectrophotométrie (à 340 et 292 nm) montre que le clone possède certes l'activité NADH, H+ oxydase induite par l'ajout de 4-HPA, mais ne possède pas la capacité de synthèse de l'homogentisate à partir du 4-HPA. En revanche on observe l'apparition d'une molécule Z ayant un temps de rétention très proche (tr = 1, 2 minutes versus 1,4 minutes) mais un spectre UV très différent de celui de l'HGA. Nous posons l'hypothèse que l'HPAH oxyde le NADH, H+ pour réduire son cofacteur FAD. La réoxydation du FAD se fait au détriment du 4-HPA puisque c'est l'ajout du 4-HPA qui initie la réaction. Le 4-HPA est donc convertit en métabolite Z. Le spectre UV de ce métabolite suggère que le cycle n'est plus aromatique mais peut être cependant insaturé. Nous présentons en figure 2 une hypothèse structurale pour le métabolite Z. Cette expérience montre que le promoteur lac est fonctionnel chez P. putida en absence d'inducteur IPTG, ce qui suggère que le répresseurlacl est naturellement absent chez P. putida. Nous démontrons en outre que la protéine initialement purifiée (HPAH) est réellement une NADH, H+ oxydase dépendante du 4-HPA qui convertit le 4-HPA en un métabolite Z. La HPAH ne produit pas d'HGA. Il est donc nécessaire d'identifier la ou les protéines partenaires de cette NADH, H+ oxydase dépendante du 4-HPA et dont l'ajout permet de restorer l'activité 4-HPA 1-hydroxylase. 11. 2.10. 2- Identification de la protéine HPAC par gel filtration Nous avons vu que l'activité 4-HPA 1-hydroxylase disparaissait lors de la purification de l'HPAH sur colonne d'affinité Red. Nous posons donc l'hypothèse que la ou les protéines partenaires de la NADH, H+ oxydase dépendante du 4-HPA n'ont pas été retenus par la résine d'affinité Red 120 agarose et sont donc récupérées dans le "flow-through". Nous décidons donc de purifier le"flow-through"et de rechercher la ou les protéines qui ajoutées à la HPAH permettent de restorer l'activité 4-HPA 1- hydroxylase. Pour ce faire, le"flow-through"est concentrée par ultrafiltration (MacrosepTM 10K) puis chargée sur une colonne de gel filtration S75. Un débit de 1 mL. min-1 est appliqué et les fractions de 1 mL sont collectées. On réalise alors des réactions enzymatiques mettant en présence 50 nL de chaque fraction et 10 u. L d'HPAH préalablement purifié sur colonne Red, dans les conditions réactionnelles normales. Les réactions stoppées sont alors analysées par HPLC. On observe que les fractions 90 à 108, lorsque additionnées à de la protéine HPAH, permettent de produire davantage du métabolite Z. La production du métabolite Z est détectée dans ces même fractions en l'absence d'apport d'HPAH. Par ailleurs, sur les gels d'acrylamide correspondants à ces fractions, nous observons une protéine de poids moléculaire équivalent à HPAH. Nous concluons que le"flow-through"contenait encore un peu de protéine HPAH. Lorsque les fractions 109 à 143 sont additionnées à de la protéine HPAH, on observe la production d'HGA. Plus la production d'HGA est forte, plus celle du métabolite Z est faible. Le maximum de production d'homogentisate est obtenu pour les fractions 116 à 128. Le dépôt sur gel acrylamide de des fractions comprises entre 95 et 145 montre qu'une protéine est fortement enrichie dans les fractions 109 à 143, c'est à dire que le profil chromatographique de cette protéine coïncide avec le profil de production d'HGA. Nous décidons de dénommer cette protéine HPAC. La protéine HPAC est excisées du gel puis microséquencée en N-terminal. La séquence obtenue, MTTKTFA, montre que cette protéine est codée par le gène 1 (Figure 7) que nous dénommons dorénavant hpaC. Cette expérience montre que l'activité 4-HPA 1-hydroxylase implique deux protéines, l'HPAH et l'HPAC. Cependant, nous n'avons pas défini la nature de l'interaction entre ces deux protéines : (1) HPAH et HPAC sont elles toutes deux des enzymes ou bien (2) est-ce l'HPAH qui possède une activité enzymatique modifiable en fonction de l'interaction avec l'HPAC. 11. 2.10. 3- Nature des interactions entre HPAH et HPAC L'expérience précédente démontre que les protéines HPAH et HPAC sont nécessaires pour reconstituer l'activité 4-HPA 1-hydroxylase. Deux hypothèses pour expliquer le rôle respectif de ces protéines sont posées. Dans ce paragraphe nous présentons les résultats qui suggèrent que l'HPAC est une enzyme à part entière. Les fractions 100, 101 et 102 de la gel filtration sont rassemblés. Elles contiennent la HPAH c'est à dire l'activité NADH, H+ oxydase qui permet de produire le métabolite Z à partir du 4-HPA. Par ailleurs, les fractions 123,124 et 125 de la gel filtration sont rassemblées. Elles contiennent la HPAC. Différentes réactions enzymatiques sont réalisées en utilisant l'HPAH et/ou l'HPAC. Ces réactions sont réalisées en deux temps. Une première réaction est réalisée avec l'HPAH (respectivement HPAC), elle est stoppée au bout de 30 minutes par un traitement thermique (100 C, 10 min). On ajoute alors la HPAC (respect. HPAH) et la réaction est poursuivie pour 30 minutes. La réaction est finalement arrêtée par un ajout d'acide perchlorique. Des réactions sont aussi réalisées en remplaçant l'une des enzymes par de l'eau. Enfin, des expériences équivalentes sont réalisées en filtrant les réactions sur Nanosep 10 kD (Pall Filtron) au lieu de les bouillir. Le tableau ? 1 synthétise les résultats obtenus. Expérience ?"Enzyme" ? !"Enzyme"N 2 Métabolite observé HPAH, HPAC/HGA HPAH H20 métabolite Z B HPAH HPAC HGA C H20 HPAC D HPACH2O/ E HPAC HPAH métabolite Z F H20 HPAH Métabolite Z Nous observons que la seule manière de produire de l'HGA c'est d'avoir les deux protéines HPAH et HPAC simultanément ou successivement dans cet ordre. Lorsque l'HPAH est seule, ou lorsque l'HPAC est introduite avant l'HPAH, seul le métabolite Z est détectable. Enfin, la protéine HPAC n'a aucune activité enzymatique sur le 4-HPA. Ces résultats suggèrent que le métabolite Z est un intermédiaire réactionnel. L'HPAH convertirait le 4-HPA en métabolite Z, cette réaction permettant l'oxydation du NADH, H+. Le métabolite Z serait alors convertit en HGA par la HPAC. Les interactions physiques entre les deux protéines n'apparaissent pas nécessaires puisque la protéine HPAH peut être dénaturée ou éliminée par filtration avant ajout de l'HPAC. Nous avons montré in vitro que l'activité 4-HPA 1-hydroxylase dépendait des protéines HPAC et HPAH. Cependant la protéine HPAC n'est pas pure en sortie de gel filtration, elle est seulement enrichie. Il reste donc possible qu'en réalité se soit une autre protéine contenue dans cet extrait enrichi qui convertisse le métabolite Z en HGA. Pour éliminer les doutes, nous décidons de cloner les deux gènes (hpaC et hpaH) sur un même vecteur, nous devrions dans ce cas produire l'activité 4-HPA 1-hydroxylase et donc être capable de faire croître P. putida sur milieu minimum contenant du 4-HPA comme seule source de carbone. 11. 2. 10. 4- Complémentation fonctionnelle de P. putida par hpaH et hpaC Le plasmide pLllac2 (Figure 9) est un vecteur pBBR1MCS-GmR contenant le gène hpaC sous la dépendance du promoteur de l'HPPD de P. fluorescens et en opposition, le gène hpaH sous la dépendance d'un promoteur lac. Le plasmide est introduit dans P. putida par électroporation. Les bactéries sont alors étalées sur milieu minimum contenant ou non du 4-HPA comme seule source de carbone. Après 5 jours, les colonies sont visibles seulement sur boîtes contenant le 4-HPA comme seule source de carbone. Au bout de 8 jours, les colonies sont de belles tailles. L'ADN plasmidique extrait à partir de ces colonies confirme la présence du plasmide pLllac2 intègre. Par ailleurs P. putida est incapable de croître sur 4-HPA lorsque la bactérie est transformée avec le vecteur pBBRIMCS-GMR contenant soit le gène hpaC soit le gène hpaH. La complémentation fonctionnelle obtenue dans cette expérience confirme que les gènes hpaC et hpaH sont nécessaires et suffisants pour instaurer l'activité 4-HPA 1hydroxylase recherchée. Exemple 111 : constructions des différentes cassettes d'expression cytosolique. 111. 1 HPAC Le gène HPAC a été isolé de Pseudomonas acidovorans par PCR sur un plasmide dérivé (p5kbC) d'une banque cosmidique d'ADN génomique, en utilisant les oligonucléotides suivants : Start ORF1 (AflIII) : GCAGGATGCA CATGTCCACC AAGAC ORF1 Fin (HindIII) : CGGACGCAAG CTTGCATCAG CCTTC La réaction a été effectuée selon les conditions standards. Le fragment amplifié d'une taille de 993 pb a été sous-cloné dans le plasmide pGEMTeasy (Promega) selon le protocole du fournisseur. Le plasmide pOZ150 ainsi obtenu a été séquencé. La cassette obtenue par digestion EcoRI + SpeI a été clonée dans le plasmide pBluescriptII-KS+ ouvert par les mêmes enzymes pour donner le plasmide pEPA13. Le promoteur CsVMV est isolé du plasmide pCH27, dérivé du plasmide pUC19 contenant la cassette d'expression d'un gène de tolérance herbicide sous le contrôle du CsVMV. Pour cela une PCR standard a été réalisée sur thermocycler avec la Pfu polymérase générant des bouts francs ; 1 cycle de 5 min à 95 C, 30 cycles [95 C 30 sec, 57 C 30 sec, 72 C 1 min], 72 C 3 min. Les amorces utilisées sont : N-CsVMV : GCCCTCGAGG TCGACGGTAT TGATCAGCTT CC introduisant les sites Xhol et Bcll C-CsVMV : CGCTCTAGAA TTCAGATCTA CAAAC (EcoRI) Le fragment de 565 pb généré est digéré par XhoI+EcoRI avant d'être inséré dans le plasmide pEPA13 préalablement digéré par XhoI+EcoRI ; le plasmide pEPA14 est obtenu. Le terminateur Nos est isolé du plasmide pRD11, dérivé de pBlueScript II-SK (-) dans lequel est cloné le terminateur Nos, par digestion HindII+NotI. Le fragment de 292 pb obtenu est cloné dans le plasmide pEPA14 ouvert par les mêmes enzymes, donnant pEPA15. Cassette pEPA15 = promoteur CsVMV-hpa C-terminateur Nos (Figure 10 ; SEQ ID NO 19) 111. 2. HPAH Le gène HPAH a isolé de Pseudomonas acidovorans par PCR sur un plasmide dérivé (p5kbC) d'une banque cosmidique d'ADN génomique, en utilisant les oligonucléotides suivants : Start ORF2 (Afllll) : CAGAGGACGA ACAACATGTC CCACC ORF2 Fin 3 (HindIII) : CTGTGGATGA AGCTTAAGAG GTTCAGGC La réaction a été effectuée selon les conditions standard. Le fragment amplifié d'une taille de 1729pb a été sous-cloné bouts-francs dans le plasmide pBlueScript II SK digéré par EcoRV. Le plasmide pEPA16 ainsi obtenu a été séquencé. Le promoteur CaMV 35S est isolé du plasmide pCH14, dérivé du plasmide pBI 121 contenant la cassette d'expression GUS : promoteur CaMV 35S-GUS-terminateur Nos. Pour cela une PCR standard a été réalisée sur thermocycleravec la Pfu polymérase générant des bouts francs ; 1 cycle de 5 min à 95 C, 30 cycles [95 C 30 sec, 63 C 30 sec, 72 C 1 min], 72 C 3 min. Les amorces utilisées sont : N-CaMV : GCATGCCTCG AGCCCACAGA TGG introduisant le site Xhol C-CaMV : CCACCCGGGG ATCCTCTAGA G introduisant le site BamHI Le fragment de 839 pb généré est digéré par XhoI+BamHI avant d'être inséré dans le plasmide pEPA16 préalablement digéré par XhoI + Bcll ; Le plasmide pEPA17 est ainsi obtenu. Le terminateur Nos est isolé du plasmide pRD11 par PCR, sous les mêmes conditions que précédemment, pour 1 cycle de 5 min à 95 C, 30 cycles [95 C 30 sec, 57 C 30 sec, 72 C 1 min], 72 C 3 min., avec les amorces suivantes : N-Nos : CAAGCTTATC GATACCGTCG ACG introduisant HindIII C-Nos : GAATTGCGGC CGCAATTCCC GACCTAGGA ACATAG introduisant Notl et Avril. Le fragment de 305 pb obtenu est digéré par Notl + HindIII avant d'être cloné dans le plasmide pEPA17 ouvert par les mêmes enzymes, donnant pEPA18. Cassette pEPA18 = promoteur CaMV 35S-hpa H-terminateur Nos (Figure 11 ; SEQ ID NO 17). 111. 3. HPPO Le gène HPPO a été isolé d'Arthrobacter globiformis par PCR sur le cosmide 2A issu d'une banque cosmidique d'ADN génomique, en utilisant les oligonucléotides suivants : N-term-HPPO-ScaI : GAATTCAGTA CTTCACTTAC AGTGTCCGGC introduisant les sites de restriction EcoRI et Scal. C-term-HPPO-AsuII-XhoI : GAATTCTCGA GTTCGAACAA ACTGAGTAGC AGCTCA introduisant les sites EcoRI, Xhol et AsuII La réaction a été effectuée selon les conditions standard. Le fragment de 1800 pb obtenu est cloné dans le vecteur pGEMT-easy (Promega) selon le protocole du fournisseur. Le plasmide pOZ151 ainsi obtenu a été séquencé. La cassette obtenue par digestion SphI + XhoI a été clonée dans le plasmide pBBR1-MCS (Gm) ouvert par les mêmes enzymes pour donner le plasmide pEPA20. Le promoteur simple histone est isolé du plasmide pCH9, dérivé du plasmide pUC19 contenant la cassette d'expression de l'EPSPS : promoteur simple histone-intron2-OTP-EPSPS-terminateur Histone. Pour cela une PCR standard a été réaliséeavec Pfu polymérase générant des bouts francs ; 1 cycle de 5 min à 95 C, 5 cycles [95 C 30 sec, 45 C 30 sec, 72 C 1 min], 30 cycles [95 C 30 sec, 65 C 30 sec, 72 C 1 min], 72 C 3 min. Les amorces utilisées sont : N-SH : GCTTGCATGC CTAGGTCGAG GAGAAATATG introduisant les sites SphI et Avrll C-SH : CATGAGGGGT TCGAAATCGA TAAGC Le fragment de 970 pb généré est digéré par SphI avant d'être inséré dans le plasmide pEPA20 préalablement digéré par SphI + ScaI ; Dans le plasmide pEPA21 obtenu, l'ATG d'initiation du gène HPPO est recréé derrière le promoteur Simple Histone. Le terminateur Histone est isolé du même plasmide pCH9 par PCR, sous les mêmes conditions que précédemment, pour 1 cycle de 5 min à 95 C, 35 cycles [95 C 30 sec, 55 C 30 sec, 72 C 1 min], 72 C 3 min., avec les amorces suivantes : N-Hister : CTAGACCTAG GGGATCCCCC GATC introduisant AvrII C-Hister : CCCACTAGTG TTTAAATGAT CAGTCAGGCC GAAT introduisant Spiel et BclI. Le fragment de 726 pb obtenu est digéré par SpeI + AvrIl avant d'être cloné dans le plasmide pEPA21 ouvert par Spiel, donnant pEPA22. Cassette pEPA22 = promoteur simple histone-hppO-teminateur histone (Figure 12 ; SEQ ID NO 15). 111. 4. Association des gènes La cassette contenant le gène HPAC est extraite de pEPA15 par digestion Notl et clonée dans pEPA18 (NotI+Bspl20I) pour former pEPA19 (Figure 13 ; SEQ ID NO 21). Ce dernier est digéré par Avrll pour cloner la cassette extraite dans les sites AvrII+Spel de pEPA22. Le plasmide contenant les trois constructions est pEPA23 (Figure 14 ; SEQ ID NO 22). 111. 5. Vecteur binaire Afin de transformer les plantes par Agrobacterium, les trois constructions sont extractibles par Bcll afin d'être introduites dans un vecteur binaire d'Agrobactéries. Abréviations : 3, 4-DHPA acide 3, 4-dihydoxyphénylacétique 4-HPA acide 4-hydroxyphénylacétique ADN acide désoxyribonucléique APcI Ionisation chimique à Pression Atmosphérique ARN acide ribonucléique ARNm acide ribonucléique messager BET bromure d'éthidium BLAST Basic Local Alignment Search Tool BSA albumine de sérum bovin cloo carbénicilline (100 gg/mL) CRLD Centre de Recherche La Dargoire Da Dalton DKN dicétonitrile de l'isoxaflutole DMSO diméthylsulfoxyde dATP 2'désoxyadénosine 5'-triphosphate dCTP 2'désoxycytidine 5'-triphosphate dGTP 2'désoxyguanosine 5'-triphosphate dNTP 2'-désoxynucléotides 5'-triphosphate dTTP 2'désoxythymidine 5'-triphosphate DTE dithioerithriol DIT 1,4-dithiothréitol EDTA acide éthylène diamine tétraacétique FAD flavine adénine dinucléotide FPLC"ÛO/M/M C/ ! r0/07'0p/ ! " Gm20 gentamycine (20lig/mL) HGA acide homogentisique HPLC chromatographie liquide haute performance HPP acide hydroxyphénylpyruvique HPPD acide hydroxyphénylpyruvrique dioxygénase HPPO hydroxyphénylpyruvate oxydase IFT isoxaflutole IPTG isopropyl-ss-thiogalactopyranoside Kn5o kanamycine (50 ug/mL) kb kilo bases Km constante de Michaelis Menten L-DOPA 3,4-dihydroxyphénylalanine LB milieu de Luria Bertani min minutes mJ milli-joules MNDD manganese dependant dioxygenase MndD gène codant la MNDD NAD+ (H, H+) nicotinamide adénine dinucléotide (forme oxydée/forme réduite) OGM Organisme génétiquement modifié OTP Optimised Transit Peptid ; peptide de transit optimisé pb paire de bases pBBRIMCS-Gm plasmide pBBRI MCS résistant à la gentamycin PCR réaction de polymérisation en chaîne ppm partie par million ; mg. Lol PVDF polyvinylène difluoride qsp quantité suffisante pour Q. r. coefficient respiratoire Rif Rifampicine (100 ug/mL) RMN résonance magnétique nucléaire SDS dodécyle sulfate de sodium sec seconde TBE tris borate EDTA TEV"tobaccoetchvirus" TFA acide trifluoroacétique TrEMBL banque génomique EMBL traduite (translated EMBL bank) Tris tris (hydroxyméthyl) aminométhane U. V. ultra-violet vs versus X-gal5-bromo-4-chloro-3-ss-D-galactopyranoside Références Abe, H. ; Uchiyama, M. ; Sato, R. (1974) Isolation of phenylacetic acid and its phydroxyderivative as auxin-like substances from Undaria pinnatifida. Agric. Biol. Chem. 38 : 897-898 Adachi, K. ; Takeda, Y. ; Senoh, S. ; Kita, H. (1964) Metabolism of phydroxyphenylacetic acid in Pseudomonas ovalis. Biochem. Biophys. 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Microbiol. 66 : 481-486 Revendications 1. Procédé permettant de rendre les plantes tolérantes à un herbicide caractérisé en ce que l'on exprime dans lesdites plantes au moins une enzyme permettant le contoumement de la voie métabolique inhibée par ledit herbicide. 2. Procédé selon la revendication 1, caractérisé en ce que l'herbicide est un inhibiteur d'HPPD. 3. Procédé selon la revendication 2, caractérisé en ce que l'on exprime dans la plante une HPP oxydase et/ou une HPAH et/ou une HPAC. 4. Polypeptide, caractérisé en ce qu'il possède une activité HPP oxydase. 5. Polypeptide selon la revendication 4, caractérisé en ce qu'il est insensible aux inhibiteurs d'HPPD. 6. Polypeptide selon l'une des revendications 4 ou 5, caractérisé en ce qu'il comprend la séquence d'acides aminés de la SEQ ID NO 2, ses fragments et ses séquences homologues. 7. Polypeptide selon la revendication 6, caractérisé en ce qu'il comprend une séquence d'acides aminés sélectionnée parmi le groupe comprenant SEQ ID NO 4 et SEQ ID NO 6, leurs fragments et leurs séquences homologues 8. Polypeptide, caractérisé en ce qu'il possède une activité HPAH. 9. Polypeptide selon la revendication 8, caractérisé en ce qu'il est insensible aux inhibiteurs d'HPPD. 10. Polypeptide selon l'une des revendications 8 ou 9, caractérisé en ce qu'il comprend la séquence d'acides aminés de la SEQ ID NO 8, ses fragments et ses séquences homologues. 11. Polypeptide, caractérisé en ce qu'il possède une activité HPAC. 12. Polypeptide selon la revendication 11, caractérisé en ce qu'il est insensible aux inhibiteurs d'HPPD. 13. Polypeptide selon l'une des revendications 11 ou 12, caractérisé en ce qu'il comprend la séquence d'acides aminés de la SEQ ID NO 10, ses fragments et ses séquences homologues. 14. Polypeptide selon la revendication 13, caractérisé en ce qu'il comprend une séquence d'acides aminés sélectionnée parmi le groupe comprenant SEQ ID NO 12 et SEQ ID NO 14, leurs fragments et leurs séquences homologues 15. Séquence d'acide nucléique caractérisée en ce qu'elle code pour un polypeptide selon l'une des revendications 4 à 14. 16. Séquence d'acide nucléique codant pour une HPP oxydase, caractérisée en ce qu'elle comprend une séquence d'acide nucléique sélectionnée parmi le groupe comprenant les séquences codantes des SEQ ID NO 1, SEQ ID NO 3, SEQ ID NO 5 ou SEQ ID NO 15, leurs séquences homologues, leurs fragments et les séquences capables de s'hybrider de manière sélective aux dites SEQ ID NO 1, 3, 5 ou 15. 17. Séquence d'acide nucléique codant pour une HPAH, caractérisée en ce qu'elle comprend une séquence d'acide nucléique sélectionnée parmi le groupe comprenant les séquences codantes des SEQ ID NO 7 ou SEQ ID NO 17, leurs séquences homologues, leurs fragments et les séquences capables de s'hybrider de manière sélective aux dites SEQ ID NO 7 ou 17. 18. Séquence d'acide nucléique codant pour une HPAC, caractérisée en ce qu'elle comprend une séquence d'acide nucléique sélectionnée parmi le groupe comprenant les séquences codantes des SEQ ID NO 9, SEQ ID NO 11, SEQ ID NO 13 ou SEQ ID NO 19, leurs séquences homologues, leurs fragments et les séquences capables de s'hybrider de manière sélective aux dites SEQ ID NO 9, 11,13 ou 19. 19. Cassette d'expression comprenant une séquence codante, caractérisée en ce que la séquence codante comprend une séquence d'acide nucléique selon l'une des revendications 15 à 18. 20. Vecteur de clonage et/ou d'expression, caractérisé en ce qu'il comprend au moins une cassette d'expression selon la revendication 19. 21. Cellule végétale transformée, caractérisée en ce qu'elle comprend au moins une cassette d'expression selon la revendication 19. 22. Plante transformée, caractérisée en ce qu'elle comprend au moins une cassette d'expression selon la revendication 19. 23. Graines de plantes transformées selon la revendication 22, caractérisées en ce qu'elles comprennent au moins une cassette d'expression selon la revendication 19. 24. Procédé de transformation des plantes, caractérisé en ce que l'on intorduit dans leur génome au moins une cassette d'expression selon la revendication 19. 25. Procédé de désherbage sélectif de plantes, notamment de cultures, à l'aide d'un inhibiteur de l'HPPD, caractérisé en ce qu'on applique cet herbicide sur des plantes transformées selon la revendication 22. 26. Procédé de contrôle des mauvaises herbes dans une surface d'un champ comprenant des graines selon la revendication 23 ou des plantes transformées selon la revendication 22, caractérisé en ce qu'il comprend l'application dans la dite surface du champ d'une dose toxique pour les dites mauvaises herbes d'un herbicide inhibiteur d'HPPD, sans toutefois affecter de manière substantielle les graines ou plantes transformée selon l'invention. 27. Procédé de culture des plantes transformées selon la revendication 22, caractérisé en ce qu'il comprend le semis des graines selon la revendication 23 dans une surface d'un champ approprié pour la culture des dites plantes, l'application sur la dite surface du dit champ une dose toxique pour les mauvaises herbes d'un herbicide ayant pour cible l'HPPD en cas de présence de mauvaises herbes, sans affecter de manière substantielle les dites graines ou les dites plantes transformées, puis la récolte des plantes cultivées lorsqu'elles arrivent à la maturité souhaitée et éventuellement la séparation des graines des plantes récoltées. 28. Procédé selon l'une des revendications 25 à 27, caractérisé en ce que l'herbicide est appliqué en pré-semis et/ou en post-levée.