Brevet FR2812304A1 — publié le 20020201

L'hépatite C est la cause principale des hépatites acquises par transfusion. L'hépatite C peut également être transmise par d'autres voies percutanées, par exemple par injection de drogues par voie intraveineuse. Le risque de contamination des professionnels de la santé n'est par ailleurs pas négligeable. L'hépatite C se distingue des autres formes de maladies du foie associées à des virus, telles que les hépatites A, B ou D. Les infections par le virus de l'hépatite C (HCV ou VHC) sont souvent chroniques avec pour résultante des maladies du foie, telles que hépatite, cirrhose et carcinome dans un grand nombre de cas. Bien que le risque de transmission du virus par transfusion ait diminué du fait de la sélection des donneurs de sang, la fréquence des hépatites C reste élevée. Actuellement, environ 170 millions de personnes à travers le monde sont infectées de manière chronique par HCV. Les populations à risque élevé se trouvent principalement chez les transfusés et les utilisateurs de drogues intraveineuses, mais il existe des donneurs de sang asymptomatiques qui n'appartiennent pas à ces groupes à risque élevé et chez lesquels des anticorps anti-HCV circulants ont été retrouvés. Pour ces derniers, la voie de l'infection n'a encore pas été identifiée. HCV a été le premier virus hépatotrope isolé au moyen des techniques de biologie moléculaire. Les séquences du génome viral ont été clonées avant que la particule virale ait été visualisée. HCV est un virus à ARN simple brin positif, de 9,5 kb, qui se réplique par une copie d'ARN complémentaire et dont le produit de la traduction est un précurseur d'une polyprotéine unique d'environ 3 000 acides aminés. L'extrémité 5' du génome de HCV correspond à une région non traduite adjacente aux gènes qui codent pour les protéines structurales, la protéine core de la nucléocapside et les deux glycoprotéines d'enveloppe, El et E2/NS1. La région non traduite 5' et le gène core sont relativement bien conservés dans les différents génotypes, mais les protéines d'enveloppe E2 sont codées par une région hypervariable différente d'un isolat à un autre isolat. L'extrémité 3' du génome de HCV contient les gènes qui codent pour les protéines non structurales (NS) et pour une région 3' non codante bien conservée. Du fait de son organisation génomique et de son mode présumé de réplication, HCV a été classifié dans un nouveau genre de la famille des Flaviviridae, les Hepacivirus. De nombreuses techniques ont été développées pour diagnostiquer une infection par HCV. Par exemple, des essais immunologiques de diagnostic ont été réalisés pour détecter des anticorps dirigés contre des protéines de HCV dans les sérums de patients. La synthèse d'ADNc par transcription inverse de l'ARN viral et l'amplification par PCR ont également été utilisées pour détecter le génome de HCV, comme la mesure indirecte d'un virus potentiellement infectieux dans les sérums d'humains infectés de manière chronique ou ceux de chimpanzés infectés expérimentalement. Par ailleurs, sur la base du clonage de gènes, des techniques d'hybridation avec une sonde ADN ont également été développées. Cependant, il est reconnu que les techniques de diagnostic existantes manquent de sensibilité et/ou de spécificité et/ou souffrent de difficultés de mise en oeuvre. A titre d'exemple, avec la méthode d'hybridation de sondes il est impossible de faire la distinction entre un virus à faible pouvoir infectieux et un virus à pouvoir infectieux élevé. Il est donc nécessaire, mais difficile à mettre en oeuvre, d'inoculer le virus devant être testé à un chimpanzé et de tester l'infection résultante sur l'animal. Il est donc de toute première importance, d'un point de vue de santé publique, de pouvoir développer des méthodes spécifiques, sensibles et pratiques pour identifier et cribler les porteurs de HCV. Une des solutions pourrait être de réaliser un système de culture in vitro très efficace de HCV qui permettrait d'obtenir une propagation du virus, en particulier pour étudier ses mécanismes de réplication, pour tester des anticorps neutralisants ou des antiviraux, de même que pour développer des matériaux biologiques, des essais de diagnostic et des préparations vaccinales. En effet, bien que la séquence complète de HCV soit disponible depuis 1989 (Q. L Choo et al., Science 244,359 (1989) ), la compréhension du cycle de vie et du mode de réplication d'HCV a été entravée par manque d'un système de culture in vitro approprié. Ito et al. (J. Gen. Virol. 77 : 1043-1054 (1996) ) ont bien confirmé le maintien de la réplication de HCV dans des cultures primaires d' hépatocytes humains, obtenus à partir de patients porteurs de HCV et pour lesquels la maladie était établie de manière chronique, et suggéré un passage d'infection, mais des problèmes relatifs à la propagation du virus subsistent (impossibilité de culture au long cours) et le système développé est limité par la nécessité d'approvisionnement en foie humain et la lourdeur de la technique. Par ailleurs, à ce jour, il n'y a pas de consensus général sur le tropisme de HCV et tous les récepteurs cellulaires pour le virus n'ont pas encore été identifiés. Dans le plasma de patients infectés par HCV sont retrouvées des particules contenant de l'ARN viral très hétérogènes en densité. Cette hétérogénéité de densité des particules contenant de l'ARN viral est attribuée à leur association en proportion variable avec des lipoprotéines (Thomsen et al., 1993, Med. Microbiol. Immunol. 182 : 639). Dans la description de la présente demande de brevet, les inventeurs ont dénommé ces particules hybrides LVPs (lipo-viro-particules). La répartition de chacune de ces formes le long d'un gradient de densité varie d'un patient à l'autre. Les analyses existantes des particules de faible densité montrent des densités recouvrant celles des LDLs (Low Density Lipoproteins) et des VLDLs (Very Low Density Lipoproteins). La taille décrite (50 nm) les rapprochent des VLDLs. La nature des LVPs précitées contenant de l'ARN viral n'est à ce jour pas précisément connue, mais les présents inventeurs ont montré pour la première fois que les LVPs sont associées à des immunoglobumines humaines et que c'est dans ces fractions de LVPs, de densité égale ou inférieure à 1,063 g/ml, associées à des immunoglobulines humaines, qu'est retrouvé majoritairement l'ARN du virus HCV, contrairement aux données connues (Hijikata et al., J. Virol. (1993), 1953-1958). En effet, Hijikata et al. ont montré qu'il n'y avait pas d'immunoglobulines humaines dans les particules de densité inférieure à 1,06 g/ml, et que c'est dans les particules de cette densité qu'est retrouvée une forte infectivité chez le chimpanzé. Ces données expérimentales pourraient constituer au moins une des bases d'explication de la chronicité de la maladie, qui n'a pas encore été élucidée à ce jour et ouvrent de plus des perspectives pour un nouveau procédé de culture in vitro du virus HCV. Aussi, la présente invention a pour objet un complexe constitué de LVPs associées à des immunoglobulines humaines, ledit complexe ayant une densité inférieure à 1,063 g/ml et de préférence comprise entre 1,0063 et 1,063 g/ml, comme mis en évidence par centrifugation, par exemple sur gradient de bromure de sodium. L'invention concerne aussi un procédé de préparation dudit complexe LVP/Ig qui consiste à réaliser une séparation par gradient de centrifugation à partir d'un prélèvement de plasma ou de sérum d'un patient pour l'obtention d'une fraction du complexe LVP/Ig de densité inférieure à 1,063 g/ml et de préférence comprise entre 1,0063 et 1,063 g/ml, puis une purification de la fraction dudit complexe par de la protéine A ou des anti-immunoglobulines humaines ou par tout autre molécule susceptible de lier les immunoglobulines humaines (couplées à un support, tel que des billes ou de la sepharose). Ce procédé permet d'enrichir le prélèvement de départ en complexe LVP/Ig en éliminant les lipoprotéines n'appartenant pas au complexe LVP/Ig. Le complexe LVP/Ig obtenu, de préférence purifié selon le mode de préparation de l'invention est utilisable pour la mise au point d'un procédé de culture in vitro du virus HCV. En effet, un grand nombre de cellules possède à leur surface un récepteur du fragment Fc des immunoglobulines et il est ainsi possible de faire pénétrer l'ARN viral associé aux immunoglobulines dans ces cellules permissives, via l'interaction entre le fragment Fc des immunoglobulines et l'un de ses récepteurs membranaires, et d'assurer la propagation et la réplication du virus HCV in vitro. Aussi, la présente invention a également pour objet un procédé de culture in vitro du virus HCV, selon lequel on met en contact, dans un milieu déterminé et sous des conditions appropriées, le complexe LVP/Ig (de préférence purifié selon le procédé de l'invention) et des cellules permissives qui comportent à leur surface au moins un type de récepteur du fragment Fc des immunoglobulines ou des cellules permissives exprimant au moins un récepteur pour une molécule ayant la capacité de lier les immunoglobulines, lesdites cellules permissives étant capables d'assurer la propagation et la réplication du virus HCV in vitro. Bien entendu l'expression de ce ou de ces récepteurs peut être soit spontanée soit induite, en particulier par transfection. Parmi les cellules permissives exprimant au moins un type de récepteur du fragment Fc des immunoglobulines, on peut citer à titre d'exemples non limitatifs les cellules mononucléaires (cellules souches dérivées de la moelle osseuse, monoblastes, promonocytes, monocytes et macrophages, les cellules précurseurs des macrophages, les lymphocytes B, les cellules NK, les hépatocytes, les cellules denditriques, les cellules épithéliales, les cellules de l'endothélium vasculaire, les mastocytes, les cellules de Langerhans) ; les syncytiotrophoblastes, les polynucléaires éosinophiles, basophiles et neutrophiles, les plaquettes. Parmi les cellules permissives exprimant au moins un récepteur pour une molécule ayant la capacité de lier des immunoglobulines, on peut citer les érythrocytes et leurs précurseurs, les macrophages, les monocytes, les leucocytes polymorphonucléaires (polynucléaires éosinophiles, basophiles et neutrophiles), les lymphocytes B et les cellules denditriques. Les macrophages sont de préférence choisis dans le groupe qui consiste en histiocytes, macrophages alvéolaires, macrophages de la rate et du tissu lymphoïde, cellules de Kuppfer, osteoclastes, cellules synoviales de type A, macrophages tissulaires et les cellules précurseurs dont ces cellules sont dérivées. Parce que le virus HCV est hépatotrope, les cellules d'hépatocytes primaires humains ou animal, les cellules du groupe des lignées cellulaires d'hépatocarcinome humain ou animal et les cellules de Kuppfer sont avantageusement préférées. Mais comme il a été montré que HCV est capable de se propager et de se répliquer dans les lymphocytes, les lymphocytes B sont également des cellules permissives préférentielles. Lorsque les cellules permissives sont des cellules d'hépatocytes primaires humains ou animal, des cellules du groupe des lignées cellulaires d'hépatocarcinome humain ou animal ou des cellules de Kuppfer, l'infection desdites cellules par le virus HCV est effectué via l'interaction entre le fragment Fc des immunoglobulines humaines et au moins un des récepteurs du fragment Fc présent à la surface desdites cellules permissives mais aussi via l'interaction des LVPs qui sont des ligands pour une voie d'endocytose associée au récepteur LSR présent à la surface de ces mêmes cellules permissives. Le terme virus HCV fait référence à toute espèce virale, parmi lesquelles les souches pathogènes pour l'homme, les souches atténuées et les souches défectives dérivées desdites souches. En effet, il est connu que les virus à ARN présentent un taux de mutations spontanées élevé. Il peut donc exister des souches multiples qui peuvent être plus ou moins virulentes. Il est à la portée de l'homme de l'art d'identifier de telles souches, par exemple par homologie de séquences nucléiques et/ou peptidiques par rapport à une souche de référence et/ou en identifiant une souche ou un isolat par rapport à des critères morphologiques et/ou immunologiques. Le terme système cellulaire in vitro fait référence à des cellules qui ont été répliquées in vitro et inclut donc les cultures primaires, les cultures dérivées des cultures primaires, les lignées primaires, et les lignées dérivées desdites lignées primaires. Parce qu'il est connu que des modifications induites ou spontanées peuvent survenir dans le caryotype durant le stockage ou le transfert, les cellules dérivées d'une lignée cellulaire de référence peuvent ne pas être strictement identiques aux cellules ou cultures d'origine et l'invention inclut de tels variants. Le terme lignée cellulaire fait référence aux lignées établies, immortalisées et spontanées. En pratique, pour effectuer une culture virale d'intérêt, il est nécessaire que le virus puisse se propager in vitro dans une culture dans laquelle les cellules sont capables de se multiplier en permanence et ainsi permettre la propagation virale. La lignée cellulaire est donc de préférence une lignée cellulaire établie ou qui résulte d'une immortalisation par différents procédés. Ceci peut être effectué (i) par l'établissement d'une lignée stable, établie, continue, par mise en co-culture de cellules permissives avec des cellules permissives de même nature tumorisées, capables de se multiplier indéfiniment et d'assurer la propagation du virus au sein de la culture, l'inoculation virale ayant lieu au sein de la culture, (ii) en utilisant des cellules primaires infectées par le virus qui sont ensuite cocultivées avec des cellules tumorisées permissives qui assurent la propagation du virus au sein de la culture de la lignée cellulaire ainsi établie ou encore (iii) par infection virale d'une lignée cellulaire, par exemple une lignée de lymphocytes B immortalisée, par exemple par le virus d'EpsteinBarr. Le milieu approprié retenu pour la culture de est le milieu RPMI ou un milieu dérivé du milieu RPMI. préférence, c'est le milieu RPMI 1640 supplémenté en : pénicilline 1% streptomycine 1% glutamine 2 mM. SVF (sérum de veau foetal) décomplémenté 10%. Eventuellement pour la culture de certaines cellules permissives le milieu précité comprend de plus du beta-mercaptoéthanol 50 M. On réalise plusieurs passages des cellules permissives ainsi infectées et on met en évidence la présence dudit virus dans les cellules permissives infectées et dans le surnageant de culture par RT-PCR et/ou par une technique immunologique, telle que immunofluorescence indirecte à l'aide d'un anticorps spécifique dudit virus et/ou par cytométrie de flux. Le procédé de l'invention, qui permet d'obtenir une propagation du virus HCV, est utile notamment pour étudier son mécanisme de réplication, pour tester des anticorps neutralisants et des antiviraux, pour développer des matériaux biologiques pour le diagnostic et la thérapie. Par ailleurs, le procédé de l'invention permet d'obtenir une lignée cellulaire infectée utile pour cribler et/ou sélectionner au moins une molécule anti-virale, par mise en contact de la lignée cellulaire infectée et de la molécule anti-virale. L'invention concerne encore un procédé pour préparer une composition pour la détection dans un échantillon d'anticorps dirigés contre HCV qui comprend au moins une purification partielle ou totale des particules virales dudit virus ou des polypeptides obtenus à partir du procédé de l'invention. En particulier, lesdites particules virales ou lesdits polypeptides sont fixés sur un support solide. Par ailleurs, l'invention concerne un procédé pour l'obtention d'anticorps ou de fragments d'anticorps dirigés contre HCV selon lequel on immunise un animal avec des particules virales ou des polypeptides obtenus à partir d'un du procédé tel que défini précédemment. La production d'anticorps polyclonaux et monoclonaux ou de fragments d'anticorps fait partie des connaissances générales de l'homme du métier. On peut citer à titre d'exemple Kôhler G. et Milstein C. (1975) Continuous culture of fused cells secreting antibody of predefined specificity, Nature, 256 : 495-497 et Galfre G. et al. (1977) Nature, 266 : 522-550 pour la production d'anticorps polyclonaux et Roda A., Bolelli G.F. Production of high titer antibody to bile acids, Journal os Steroid Biochemistry, Vol. 13, pp 449-454 (1980) pour la production d'anticorps polyclonaux. Des anticorps peuvent être produits par immunisation de souris ou de lapins avec les particules virales ou les polypeptides obtenus selon le procédé de l'invention. Pour la production d'anticorps monoclonaux, l'immunogène peut être couplé à de l'hémocyanine de Lymphet Keyhole (peptide KLH) comme support pour l'immunisation ou à de l'albumine sérique (peptide SA). Les animaux sont soumis à une injection d'immunogène en utilisant de l'adjuvant complet de Freund. Les sérums et les surnageants de culture d'hybridome issus des animaux immunisés sont analysé pour leur spécificité et leur sélectivité en utilisant des techniques classiques, telles que par exemple des tests ELISA ou de Western Blot. Les hybridomes produisant les anticorps les plus spécifiques et les plus sensibles sont sélectionnés. Des anticorps monoclonaux peuvent également être produits in vitro par culture cellulaire des hybridomes produits ou par récupération de liquide d'ascite, après injection intrapéritonéale des hybridomes chez la souris. Quelque soit le mode de production, en surnageant ou en ascite, les anticorps sont ensuite purifiés. Les méthodes de purification utilisées sont essentiellement la filtration sur gel échangeur d'ions et la chromatographie d'exclusion ou l'immunoprécipitation. Un nombre suffisant d'anticorps sont criblés dans des tests fonctionnels pour identifier les anticorps les plus performants. La production in vitro d'anticorps, de fragments d'anticorps ou de dérivés d'anticorps, tels que des anticorps chimères produits par génie génétique est bien connue de l'homme du métier. Plus particulièrement, par fragment d'anticorps on entend les fragments F (ab)2, Fab,Fab', sFv (Blazar et al., 1997, Journal of Immunology 159 : 5821-5833 et Bird et al., 1988, Science 242 : 423-426) d'un anticorps natif et par dérivé on entend, entre autres, un dérivé chimérique d'un anticorps natif (voir par exemple Arakawa et al., 1996, J. Biochem 120 : 657-662 et Chaudray et al., 1989, Nature 339 : 394-397). L'invention concerne aussi une composition diagnostique comprenant au moins les particules virales ou les polypeptides obtenus selon le procédé de l'invention ou les anticorps obtenus selon le procédé défini précédemment et un kit de diagnostic comprenant entre autre ladite composition, ainsi qu'une composition vaccinale comprenant au moins les particules virales ou les polypeptides éventuellement associés à un véhicule et/ou à un excipient et/ou à un adjuvant pharmaceutiquement acceptable. Une composition vaccinale est une composition qui comprend au moins les particules virales ou les polypeptides obtenus selon le procédé de l'invention, mais n'est pas limitée à ceux ci et couvre également les protéines recombinantes et leurs fragments qui peuvent être obtenus par les techniques de recombinaison génétique dans une cellule hôte appropriée. Une telle composition vaccinale peut comprendre, si nécessaire, un véhicule et/ou un excipient et/ou un adjuvant et/ou diluant à la condition qu'ils soient pharmaceutiquement acceptables. Par véhicule pharmaceutiquement acceptable on entend les supports et véhicules administrables à l'être humain ou à un animal, tels que décrits par exemple dans Remington's Pharmaceutical Sciences 16th ed., Mack Publishing Co. Le véhicule pharmaceutiquement acceptable est de préférence isotonique, hypotonique ou présente une faible hypertonicité et a une force ionique relativement basse. Les définitions des excipients et adjuvants pharmaceutiquement acceptables sont également données dans Remington's Pharmaceutical Sciences précité. Enfin, l'invention a pour objet un procédé pour cribler et/ou sélectionner au moins une molécule anti-virale selon lequel on met en contact ladite molécule anti-virale et une lignée cellulaire infectée obtenue selon le procédé de l'invention. Exemple 1 : Préparation du matériel biologique. La séparation des lipoprotéines est effectuée à partir du plasma ou du sérum d'un patient à jeun depuis 12 heures et détecté positif pour le virus de l'hépatite C. Au sang prélevé du patient est ajouté 1% d'une solution d'EDTA (0,15 M NaCl - 0,1 M EDTA) . Le mélange est centrifugé pendant 10 minutes à 3500 tours/min, à la température de 4 C. Le plasma est ensuite récolté et stocké à 4 C jusqu'à utilisation. Le sang du patient est récolté sur tube sec et, après coagulation, centrifugé pendant 10 minutes à 3000 tours/min, à la température de 4 C. Le sérum est prélevé et stocké à 4 C jusqu'à utilisation. (i) Obtention d'une fraction comprenant des LVPs d'une densité inférieure à 1,0063 g/ml, d'une fraction comprenant des LVPs d'une densité comprise entre 1,0063 g/ml et 1,063 g/ml, et d'une fraction comprenant des LVPs supérieure à 1,063 g/ml. Le plasma et le sérum sont respectivement ultracentrifugés pendant 4 heures à 100 000 tours/min, à 4 C dans un appareil TL100 commercialisé par la société Beckman et comprenant un rotor TL100. 4. La fraction supérieure qui contient les LVPs de densité inférieure à 1,0063 g/ml est récupérée et conservée à 4 C. La fraction inférieure est ajustée à une densité de 1,063 g/ml par addition de 7,21 g de NaBr pour 100 ml de la fraction. La fraction inférieure est ensuite ultracentrifugée pendant 4 heures à 100 000 tours/min, à 4 C. dans un appareil TL100 comprenant un rotor TL100. 4. La fraction supérieure résultante contenant la fraction d'une densité comprise entre 1,0063 g/ml et 1,063 g/ml est récupérée et conservée à 4 C. (ii) Obtention d'une fraction comprenant des LVP d'une densité inférieure à 1,025 g/ml, d'une fraction comprenant des LVPs d'une densité comprise entre 1,025 g/ml et 1,063 g/ml, et d'une fraction comprenant des LVP d'une densité supérieure à 1,063 g/ml. Le plasma et le sérum sont respectivement ajustés à une densité finale de 1,025 g/ml par addition de 2,518 g de NaBr pour 100 ml. Une centrifugation est effectuée pendant 4 heures à 100 000 tours/min, à 4 C sur l'appareil TL100 comprenant un rotor TL100.4. La fraction supérieure qui contient la fraction d'une densité inférieure à 1,025 g/ml est récupérée et conservée à 4 C. La fraction inférieure est ajustée à une densité de 1, 063 g/ml par addition de 4,84 g de NaBr pour 100 ml. La fraction inférieure est ensuite ultracentrifugée pendant 4 heures à 100 000 tours/min, à 4 C. dans l'appareil TL100 comprenant un rotor TL100.4. La fraction supérieure résultante contenant les LDLs est récupérée et conservée à 4 C. Les différentes fractions récoltées sont ensuite dialysées pendant 18 heures à 4 C contre le tampon 0,15 M NaCl/0,24 mM EDTA. Les fractions sont ensuite récupérées et filtrées sur une membrane de 0,45 . Un dosage de protéines est effectué par la méthode de Lowry (Sigma). Exemple 2 : Mise en évidence de l'association des LVPs à des immunoglobulines humaines. Différentes fractions contenant des LVPs récoltées à partir de plasma de trois patients infectés par HCV et préparées selon le protocole de l'exemple 1 ont été analysées par électrophorèse sur gel de polyacrylamide (PAGE) en présence de SDS (Dodecyl Sulfate de Sodium) (SDS-PAGE) (Laemmli, Nature (1970), 227 :680-685). La mise en évidence de la présence d'immunoglobulines (Ig) dans ces fractions a été réalisée par la technique de Western blot (Towbin et al., PNAS, (1979) 76 : 4350-4354), à l'aide d'un sérum de chèvre anti-immunoglobulines humaines couplé à la peroxydase (Jackson ImmunoResearch laboratories, France). Les résultats montrent que les immunoglobulines humaines sont toujours détectées dans les fractions contenant des LVPs, en quantité différente selon les patients. La quantité du génome HCV dans ces fractions contenant des LVPs a été mesurée par quantification de l'ARN de HCV par RT-PCR (RT = transcriptase inverse ; PCR = polymerase chain reaction)et détection de fluorescence en temps réel (LIGHTCYCLERTM, ROCHE) (Wittwer et al., Biotechniques (1997), 22 :176-181). Les résultats montrent que l'ARN de HCV est toujours associé aux fractions contenant des LVPs, en quantité différente selon les patients. Les LVPs associées aux Ig (LVP/Ig+) ont de plus été purifiées à l'aide de la protéine A couplé à des billes de type MAGmol Protein A MicroBeads Miltenyi Biotec, France) après un passage dans des colonnes MS+ Separation Columns (Miltenyi Biotec, France) ou bien à l'aide de la Protéine A-Sepharose CL-4B (Pharmacia Biotech, France). Dans ce cas, tout ou majorité de l'ARN-HCV co-purifie avec les Ig, comme illustré dans les tableaux qui suivent. En conséquence, à partir d'une fraction riche en LVPs, les échantillons utilisés pour les infections peuvent être purifiés par l'intermédiaire de leurs Ig de manière à utiliser préférentiellement les LVP/Ig+/ARN+. Patient n 1 d* 1,0063 d* 1,063 1,0063 Présence d'Ig +++ +++ Quantification d'ARN 27300 copies 33600 copies (pour 0,2ml de LVPs) Quantification d'ARN 23625 copies 31875 copies co-purifiés avec Ig (86,5%) (94,8%) d* signifie la densité des LVPs en g/ml. Patient n 2 d* 1,0063 d* 1,063 1,0063 Présence d'Ig +++ +/Quantification d'ARN 32400 copies 235800 copies (pour 0,2ml de LVP) Quantification d'ARN 21300 copies 21300 copies (9%) co-purifiés avec Ig (65,7%) d* signifie la densité des LVPs en g/ml. Patient n 3 d* 1,0063 d* 1,025 1,055 Présence d'Ig +++ + Quantificati 197100 copies 45900 copies on d'ARN (pour 0,2ml de LVP) Quantification d'ARN 142500 copies 26100 copies (56,8%) co-purifiés avec Ig (72,3%) d* signifie la densité des LVPs en g/ml. Ces résultats montrent que lorsque des immunoglobulines sont présentes dans les fractions contenant des LVPs les ARNs viraux sont retrouvés majoritairement dans les fractions de LVPs associées à des immunoglobulines humaines. REVENDICATIONS 1. Complexe constitué de LVPs associées à des immunoglobulines humaines ayant une densité inférieure à 1,063 g/ml. 2. Complexe selon la revendication 1, ayant une densité comprise entre 1,0063 et 1,063 g/ml. 3. Procédé de préparation d'un complexe constitué de LVPs associées à des immunoglobulines humaines et ayant une densité inférieure à 1,063 g/ml, de préférence comprise entre 1,0063 et 1,063 g/ml, selon lequel : on dispose d'un prélèvement d'un échantillon de plasma ou de sérum d'un patient infecté par HCV, on sépare dudit prélèvement les LVPs par centrifugation en fonction de leur densité, et on sépare les LVPs associées à des immunoglobulines humaines à l'aide de la protéine A, d'anti-immunoglobulines humaines ou de tout autre molécule susceptible de lier les immunoglobulines humaines. 4. Procédé selon la revendication 3, dans lequel la protéine A, les anti-immunoglobulines humaines ou autre molécule susceptible de lier les immunoglobulines humaines sont couplées à un support, tel que des billes ou de la sepharose. 5. Procédé de culture in vitro du virus HCV selon lequel, on met en contact dans un milieu de culture et sous des conditions appropriées un complexe constitué de LVPs associées à des immunoglobulines humaines selon les revendications 1 et 2, éventuellement préparé selon les revendications 3 et 4 et des cellules permissives qui comportent à leur surface au moins un type de récepteur du fragment Fc des immunoglobulines ou des cellules permissives exprimant au moins un récepteur pour une molécule ayant la capacité de lier les immunoglobulines, lesdites cellules permissives étant capables d'assurer la propagation et la réplication du virus HCV in vitro. 6. Procédé selon la revendication 5, selon lequel les cellules permissives sont choisies dans le groupe consistant en les cellules mononucléaires, telles que les cellules souches dérivées de la moelle osseuse, monoblastes, promonocytes, monocytes et macrophages, les cellules précurseurs des macrophages, les lymphocytes B, les cellules NK, les hépatocytes primaires humains ou animaux, les cellules du groupe des lignées cellulaires d'hépatocarcinome humain ou animal, les cellules de Kuppfer, les cellules denditriques, les cellules épithéliales, les cellules de l'endothélium vasculaire, les mastocytes, les cellules de Langerhans ; les syncytiotrophoblastes, les polynucléaires éosinophiles, basophiles et neutrophiles, les plaquettes, les érythocytes et leurs précurseurs. 7. Procédé selon la revendication 6 dans lequel les macrophages sont de préférence choisis dans le groupe qui consiste en histiocytes, macrophages alvéolaires, macrophages de la rate et du tissu lymphoïde, cellules de Kuppfer, osteoclastes, cellules synoviales de type A, macrophages tissulaires et les cellules précurseurs dont ces cellules sont dérivées. 8. Procédé selon la revendication 6, dans lequel les cellules permissives sont les hépatocytes primaires ou animaux, les cellules du groupe des lignées cellulaires d'hépatocarcinome humain ou animal ou les cellules de Kuppfer qui possèdent au moins un type de récepteur du fragment Fc des immunoglobulines et/ou le récepteur LSR. 9. Procédé selon l'une quelconque des revendications 5 à 8, dans lequel le milieu de culture est le milieu RPMI 1640 supplémenté en pénicilline 1%, streptomycine 1%, glutamine 2 mM, SVF 10%, et comprenant de plus éventuellement du betamercaptoéthanol 50 uM. 10. Procédé selon l'une quelconque des revendications 6 à 9, selon lequel on met en évidence la présence du virus HCV dans les cellules permissives par RT-PCR et/ou par technique immunologique, telle que par immunofluorescence indirecte, notamment à l'aide d'un anticorps spécifique dudit virus et/ou par cytométrie de flux. 11 Procédé pour préparer une composition pour la détection dans un échantillon d'anticorps dirigés contre le virus HCV qui comprend au moins une purification partielle ou totale des particules virales de HCV ou des polypeptides obtenus à partir d'un procédé de culture selon les revendications 5 à 10. 12. Procédé selon la revendication 11, dans lequel lesdites particules virales ou lesdits polypeptides sont fixés sur un support solide. 13. Procédé pour l'obtention d'anticorps ou de fragments d'anticorps dirigés contre le virus HCV, selon lequel on immunise un animal avec des particules virales ou des polypeptides obtenus à partir d'un procédé de culture selon les revendications 5 à 10. 14. Composition diagnostique comprenant au moins les particules virales ou les polypeptides obtenus à partir d'un procédé de culture selon les revendications 5 à 10 ou les anticorps ou fragments d'anticorps obtenus selon le ' procédé de la revendication 13. 15. Kit de diagnostic comprenant une composition telle que définie dans la revendication 14. 16. Composition vaccinale comprenant au moins les particules virales ou les polypeptides obtenus selon le procédé défini dans les revendications 5 à 10 associé à un véhicule et/ou excipient et/ou adjuvant et/ou diluant pharmaceutiquement acceptable. 17. Procédé pour cribler et/ou sélectionner au moins une molécule anti-virale, selon lequel on met en contact ladite molécule anti-virale avec une lignée cellulaire obtenue par un procédé selon les revendications 5 à 10.