Brevet FR2817870A1 — publié le 20020614

La présente invention a pour objet l'utilisation des polymères à base de pectines possédant d'excellentes propriétés émulsifiantes. Elle concerne également l'utilisation de ces polymères à titre d'agents émulsifiants. Les pectines sont des polysaccharides qui ont été étudiées quant à leur structure, à leurs propriétés chimiques et à leurs propriétés physiques. Plus précisément, les pectines sont des polymères de l'acide galacturonique, qui sont liés en a1-4 et sont plus ou moins estérifiés par le méthanol. Elles ont été décrites en détail, notamment par Z. 1. Kertesz dans l'ouvrage intitulé The Pectic Substances édité par Interscience Publishers, Inc., New York. On distingue deux classes de pectines : les pectines hautement méthoxylées ou"pectines HM"dans lesquelles au moins 50 % des fonctions acides galacturoniques sont estérifiées et les pectines faiblement méthoxylées ou"pectines LM"dans lesquelles moins de 50 % des acides galacturoniques sont estérifiés. Les pectines LM sont généralement obtenues à partir des pectines HM par un traitement de déméthylation utilisant une base alcaline. Les pectines sont généralement extraites des parois végétales et plus particulièrement des écorces d'agrumes et de marcs de pommes. Les propriétés physiques des pectines sont généralement liées à leur poids moléculaire et à leur taux de méthylation ; les pectines sont ainsi gélifiantes en milieu plus ou moins pauvre en eau et elles s'associent à la caséine du lait pour stabiliser celui-ci en milieu acide. Il s'ensuit un domaine d'application axé vers la gélification en milieu sucré (confiture, nappage, fruits sur sucre,"baking jam"etc...) et en milieu lacté (flan, boisson laitière acide etc..). On a également proposé l'utilisation de pectines à titre d'émulsifiants (voir Chemical Abstracts vol. 28, no 2808,1934 et vol. 64, no 8855,1966 et le brevet US 1759 182). Toutefois, ces propriétés émulsifiantes ne peuvent pas être comparées à celles des agents tensioactifs couramment utilisés dans le domaine alimentaire, tels que notamment les mono-et di-glycérides, les polysorbates, etc... De ce fait, les pectines en général ne sont pas utilisées comme agents émulsifiants dans le domaine alimentaire. On a déjà trouvé qu'en modifiant la structure des pectines d'agrumes et de pommes par dépolymérisation, on obtient des produits ayant de meilleures propriétés émulsifiantes que les pectines non dépolymérisées. A cet effet, on peut citer notamment le brevet FR 96 03 274. D'autre part, il a été proposé de modifier les polysaccharides pour leur conférer de nouvelles propriétés. Par exemple, HATTORI et al. dans Journal of Food Sciencevol. 61, n 6, 1996, p. 1171-1176 ont montré que l'on peut conférer des bonnes propriétés émulsifiantes à l'acide alginique en le couplant avec de la ss-lactoglobuline. Ce couplage est réalisé soit par la réaction de Maillard, soit en faisant réagir le polysaccharide et la protéine en présence d'un carbodiimide. Dans le document WO 99/09767, on décrit des pectines modifiées par des amines, des acides aminés ou des protéines qui présentent des propriétés gélifiantes meilleures que celles des pectines de base. Le greffage des amines ou acides aminés sur les pectines est réalisé par réaction enzymatique à l'aide d'une enzyme appropriée, par exemple une protéase, à température ambiante. Le document WO 98/09537 décrit des polymères à base de pectine hautement méthoxylée et de caséine acide ou d'un sel soluble non toxique de celle-ci. Ces polymères, qui sont obtenus par réaction d'un caséinate sur la pectine en milieu alcalin à une température d'au moins 120oC, sont des produits insolubles qui peuvent être utilisés comme films comestibles pour encapsuler des liquides ou des additifs à effet retard. On a maintenant trouvé des nouveaux polymères à base de pectine qui possèdent des propriétés émulsifiantes intéressantes. On a en effet trouvé que le couplage d'une pectine hautement méthoxylée avec une protéine soluble dans l'eau et possédant des propriétés émulsifiantes permet d'obtenir des polymères qui possèdent des propriétés émulsifiantes intéressantes, qui sont nettement supérieures aux propriétés émulsifiantes conférées par la pectine et la protéine prises séparément. Le polymère selon l'invention, également dénommé "bioconjugué"dans la suite de la présente description, résulte du couplage par création de liaisons amide entre une pectine hautement méthoxylée et une protéine soluble dans l'eau et émulsifiante, le rapport en poids de la protéine à la pectine étant compris entre 0,1 et 3. Le polymère selon l'invention est un produit soluble dans l'eau. Dans la présente description, on désigne par"pectine hautement méthoxylée", les pectines dont le degré de méthoxylation (DE) est supérieur à 50 %. Ces pectines peuvent provenir de n'importe quelle source. On préfère les pectines de citrus, de pommes et de betteraves. La protéine utilisée selon l'invention est une protéine soluble dans l'eau qui doit présenter des propriétés émulsifiantes. A titre d'exemples de protéines appropriées aux fins de l'invention, on peut citer notamment les caséines, les caséinates et les fractions enrichies en caséines individuelles ainsi que les protéines solubles du lait ou protéines du lactosérum, tels que par exemple la lactoglobuline. Le couplage de la pectine et de la protéine peut être réalisé par tout moyen connu de l'homme du métier pour créer des liaisons amide entre un composé possédant des groupes carboxylates et un composé possédant des fonctions amine, sous réserve que ledit moyen ne dénature pas les produits de départ et spécialement ne réduise pas le degré d'estérification de la pectine Avantageusement, on réalise ce couplage à une température inférieure à 100oC en milieu aqueux en présence d'un agent d'activation de la fonction carboxyle. A titre d'agent d'activation de la fonction carboxyle, on peut utiliser n'importe quel agent d'activation couramment utilisé dans le domaine de la synthèse peptidique, tel que par exemple les carbodiimides solubles dans l'eau, en particulier l'éthyl-3-[3-diméthylamino propytjcarbodiimide (EDC), te N-Cyctohexyi-N'- (2-morphotinoéthyt)- carbodiimide méthyl-p-toluène sulfonate (CMC) ou les dérivés de triazine, en particulier le 2-sodium-hydroxy-4, 6-dichloro-1, 3, 5-triazine (NHDT) et le sel sodique du 2-chloro-4, 6-dihydroxy-1, 3, 5-triazine (CDHT). Plus précisément, on opère de préférence de la manière suivante : -on prépare une solution aqueuse de pectine de concentration inférieure à 10% (poids/poids), de préférence comprise entre 0, 5 % et 2,5 % (poids/poids) ; - on prépare une solution aqueuse de protéine de concentration inférieure à 50 % (poids/poids), de préférence comprise entre 0,5 % et 10 % (poids/poids) ; - on mélange les deux solutions aqueuses en présence d'un agent d'activation ; - on laisse le mélange résultant à une température inférieure à 100 C de préférence entre 15 et 30 C pendant au moins 5 heures ; - on sépare le polymère formé du mélange réactionnel. Les concentrations en pectine et en protéine des solutions aqueuses mises en oeuvre ne sont pas critiques. Toutefois, lorsque les concentrations sont trop faibles, la réaction de couplage est plus lente et moins complète. En revanche, lorsque les concentrations sont trop élevées, les solutions sont trop visqueuses et la réaction de couplage peut également être altérée. Le polymère formé est récupéré du mélange réactionnel par tout moyen permettant la séparation- du composé macromoléculaire des des autres co-solutés, comme par exemple : La précipitation dans l'alcool isopropylique (ou tout autre alcool ou agent précipitant miscible à l'eau) suivie de la séparation du précipité par centrifugation ou filtration et du séchage. La purification par dialyse suivie d'une déshydration par lyophilisation ou toute autre méthode de séchage. L'analyse et la caractérisation des polymères de l'invention ont été réalisées par les méthodes décrites ci-après. 1. Analyse des polymères de l'invention La concentration en protéines est déterminée par spectrophotométrie d'absorption pour la longueur d'onde caractéristique (277 nm) en corrigeant la densité optique de la turbidité. La contribution de la turbidité à l'absorption à 277 nm est obtenue par extrapolation de la relation linéaire en coordonnées logarithmiques de la densité otique en fonction de la longueur d'onde obtenue dans la région 400 à 450 nm. La concentration en amines libres est dosée selon la méthode à l'ortho-phtaldialdéhyde (OPA) (H. Frister, Anal. Chem. 330 (1988) 631- 633). Les fonctions amines primaires se condensent avec l'OPA et sont dosées par spectrophotométrie d'absorption à 340 nm. Les résultats sont obtenus par rapport à une gamme étalon de L-leucine. La mise en évidence du couplage covalent et plus particulièrement la caractérisation de la liaison amide créée entre la pectine et la protéine peut être réalisée par des techniques chromatographiques et spectroscopiques d'analyse structurale. L'analyse par chromatographie d'échange d'ions de pectines modifiées indique la présence d'un nouveau polymère possédant un temps de rétention différent des produits de départ. L'analyse par rayonnement UV révèle que le composé comporte une partie protéique. L'analyse par spectrophotométrie infra rouge met clairement en évidence l'apparition d'une bande amide à 1530 cm-'qui n'existe par dans la pectine et qui prouve la formation du nouveau polymère. II. Caractérisation des propriétés émulsifiantes La caractérisation des propriétés émulsifiantes des polymères de l'invention a été réalisée par la mesure des tensions interfaciales et superficielles en utilisant comme phase organique du n-hexadécane ayant une pureté supérieure à 99 %, préalablement lavé à l'eau puis séché sur zéolithes et comme phase aqueuse du tampon phosphate 0,1 M, pH 7. On a également déterminé la stabilité de l'émulsion en fonction du temps ainsi que la taille des globules d'huile de ladite émulsion. Les tensions de surface (eau/air) et interfaciales (eau/huile) sont mesurées à 21 OC en utilisant la méthode de la plaque de Wilhelmy à l'aide d'un tensiomètre KRUSS K-10ST. Les émulsions sont préparées dans du tampon phosphate 0,1 M, pH 7 (préparé au préalable avec de l'eau distillée désionisée), agitées pendant une journée puis laissées au repos avant manipulation. Les mesures sont effectuées au bout d'un temps d'équilibre de 30 min. La précision des mesures est estimée à 0,1 mN. m-1. Pour déterminer la stabilité de l'émulsion en fonction du temps, on introduit 7,5 ml d'émulsions de polymères de l'invention préparées dans du tampon phosphate 0,1 M, pH 7 (phase aqueuse) et 4,5 ml de nhexadécane (phase organique) dans des tubes à émulsion et on effectue l'homogénéisation à l'aide d'ultrasons pendant 15 s à puissance 15 W. La cinétique de floculation-crémage est établie en suivant au cours du temps la séparation entre la phase aqueuse et la phase crémée. La fraction volumique présente dans la phase émulsionnée est déduite des mesures de conductivité effectuées au cours du temps à l'aide d'électrodes placées à la base des tubes. La courbe de floculation-crémage consiste à reporter l'évolution de la fraction volumique d'huile dispersée dans l'émulsion en fonction du temps : (D = 1- [ (Vaq/Vorg) * (1- (Ct/Csol))] avec : Vaq : volume de la phase aqueuse Vorg : volume de la phase organique Ct : conductivité au temps t (Ct = Cso ! *Vaq/ (Vaq+Vorg)) Csoi : conductivité de la solution aqueuse étudiée avant émulsification. A partir de cette courbe, on détermine la fraction volumique d'huile 24 dans la phase crémée au bout de 24 h, caractéristique de la stabilité de l'émulsion. Plus cette valeur est faible, plus l'émulsion est stable. Une déstabilisation sera marquée au contraire par une évolution de 24 vers 1. La taille des globules d'huile d'une émulsion préparée comme indiqué ci-dessus a été déterminée par : - granulométrie laser à l'aide d'un granulomètre Malvern (Référence : Matersizer S) en utilisant les paramètres de réglage appropriés, - microscopie optique. Les mesures ont été réalisées au microscope optique photonique LEICA en contraste interférentiel après dépôt d'une goutte d'émulsion entre lames et lamelles. Cette méthode vient compléter les analyses précédentes car elle permet une mesure sans dilution préalable. L'invention va être maintenant décrite plus en détail par les exemples illustratifs et non limitatifs ci-après. EXEMPLE 1 Préparation d'un polymère à partir de la pectine HM, d'EDC et du caséinate de sodium ayant les caractéristiques ci-après : - Pectine HM lot no 8020C217/01 SKW BIOSYSTEMS % DM : 72 % % AGA : 84 % (masse molaire de AGA : Mo = 176) % H2O : 8,6 % viscosité intrinsèque dans 0, 1 M NaCI, 20 C [ri] = 500 ml/g - Caséinate de sodium lot no C3616 ARMOR Masse molaire moyenne : Mo = 22831 Nombre de résidus NH2 par mole de caséinate : n = 15 % H2O : 7,6 % pHi=4, 8 - EDC : N- (3-diméthylaminopropyl)-N'-éthylcarbodiimide chlorhydrate (Fluka) Formule brute : C8HN3, HCI M = 191, 70 mp =113-116 C Pureté > 99 % Taux de caséinate/pectine = 53 % (poids/poids) Les solutions de pectines HM et de caséinate de sodium ont été préparées séparément ; 0, 82 g de pectine HM (1, 0 mmol de groupements COO-) ont été dissous dans 50 ml d'eau distillée et 1,64 g de caséinate de sodium (1,0 mmol de groupements NH2) ont été dissous dans 50 ml d'eau distillée. Les deux solutions ont ensuite été mélangées et le pH du mélange a été ajusté à 4,75 par addition de 0, 1N HCL Puis 191 mg d'EDC (1,0 mmol) ont été ajoutés. Le mélange réactionnel a été agité à température ambiante pendant 5 h. La solution a été traitée par 2 volumes d'isopropanol et le précipité a été lavé respectivement par 0, 1 M HCI-isopropanol/eau (1/1), par 2 volumes d'isopropanol et séché. Après ce traitement, 2, 1 g de polymère ont été isolés. On appelle ce produit, bioconjugué no 1. Analyse du bioconjuqué n 1 Spectroscopie IR : le spectre est présenté sur la figure 1 en comparaison avec la pectine initiale. Ce spectre montre clairement l'apparition d'une bande amide Il à 1530 cm-1 qui n'existait pas sur le spectre de la pectine de départ. Les spectres IR de la pectine d'origine et du bioconjugué no 1 sont très différents : Spectre de la pectine d'origine : 1734 cm-1 (bande de l'ester et de l'acide (C=O)) ; 1600 cm-1 (bande du carboxylate (C-Oasym) ; 1150-840 cm-' (bandes du cycle) ; Spectre du bioconiuqué n 1 : 1734 cm-1 (bande de l'ester et de l'acide (C=O)) ; 1650 cm-1 (bande amide 1 (C=O)) ; 1530 cm-' (bande amide Il (C-N)). L'analyse par infrarouge a clairement montré l'apparition d'une bande amide, ce qui a mis en évidence que la réaction a bien généré un nouveau bioconjugué constitué de caséinate de sodium greffé de manière covalente sur la pectine HM. Chromatographie d'échanges d'ions On a utilisé une colonne Whatman Mono 0, 2, 2x200 mm ; équilibrée avec 0, 1 M de tampon - phosphate pH 7. L'injection d'une solution de bioconjugué n 1 à 0, 01% est réalisée puis l'élution est effectuée avec un gradient linéaire de concentration allant de 0 à 1 M NaCl (au débit de 4 ml/min) de manière à ce qu'il y ait annihilation des interactions ioniques. L'analyse du spectrogramme confirme l'analyse précédente, la pectine et le caséinate de sodium sont bien liés de manière covalente. Analyse chimique : Le dosage de protéines et des groupes NH2 du bioconjugué no 1 a permis de déterminer que taux de greffage en caséinate était de 53 % et celui en NH2 de 50 %. Le conjugué no 1 est donc une pectine fortement modifiée ; la moitié des fonctions amines de la protéine ont réagi avec la pectine. étude de la stabilité des émulsions : Des émulsions à 0, 5 9/1 de produit (bioconjugué, pectine seule ou protéine seule) ont été préparées selon le protocole décrit précédemment. La figure 2 montre que la pectine HM n'est pas stable et que le bioconjugué n 1 donne des propriétés émulsifiantes ( ()) 24=0, 59) supérieures à celles du caséinate de sodium (#24=0,69). Détermination de la taille des gouttelettes d'huile : On a également mesuré la taille des gouttelettes d'huile formées en fonction du temps (0,1 et 10 jours) pour une émulsion à concentration 1 g/l de produit (bioconjugué, pectine seule ou protéine seule). Les résultats sont rassemblés dans le tableau 1 ci-dessous. Les résultats granulométriques et clichés microscopiques correspondants après 10 jours sont présentés sur la figure 3. TABLEAU) D43 (t = 0) ( m) D43 (t = 1 j) ( m) D43 (t = 10j) ( m) Bioconjugué n 1 75 87 89 Caséinate de Nd 17 61 (polydispersé) sodium Pectine HM Nd 6 44 (polydispersé) EXEMPLE 2 On a utilisé les mêmes produits de départ que dans l'exemple 1 et on a préparé des bioconjugués à différents taux de caséinate/pectine, tout en respectant la condition : apporter autant de moles de NH2 que de moles EDC selon le mode opératoire décrit à l'exemple 1. Les analyses chimiques (dosage de protéines et de NH2), ainsi que l'étude de la stabilité des émulsions à 0,5 g/l préparées selon le protocole précédent sont reportées dans le tableau Il ci-après. Il apparaît clairement que la stabilité de l'émulsion est liée au taux de greffage, plus le taux de greffage en caséinate est élevé et plus l'émulsion est stable. TABLEAU Il Pectine HM Caséinate de EDC % % NH2 (j) 24 sodium caséinate 0, 82g 2, 46g 287 mg 73 72 0,48 (1,0 mmol de (1,5 mmol de NH2) (1,5 mmol) COO-) 0, 82g 1, 23g 143 mg 51 30 0,58 (1,0 mmol de (0, 75 mmol de (0,75 COO-) NH2) mmol) 0, 82g 0, 49g 57 mg 21 21 0,78 (1,0 mmol de (0,3 mmol de NH2) (0,3 mmol) COO-) * 0,82 g 1,64 g 191 mg 53 50 0,59 (1,0 mmol de (1, 0 mmol de NH2) (1, 0 moo !) COO-) * Bioconjugué no 1 EXEMPLE 3 On a utilisé les mêmes produits de départ que dans l'exemple 1 et on a préparé des bioconjugués à différents taux d'agent de couplage. Les analyses chimiques (dosage de protéines et de NH2), ainsi que l'étude de la stabilité des émulsions à 0,5 g/l préparées selon le protocole précédent sont reportées dans le tableau III ci-après. Comme dans l'exemple 2 ; ta stabilité de l'émulsion est liée au taux de greffage, plus le taux de greffage en caséinate est élevé et plus l'émulsion est stable. TABLEAU 111 Pectine HM Caséinate de EDC % % NH2 24 sodium caséinate 0, 82g 2, 46 g 287 mg 73 72 0,48 (1,0 mmol de (1,5 mmol de NH2) (1,5 mmol) COO) 0, 82g 2, 46g 143 mg 65 72 0,56 (1, 0 mmol de (1,5 mmol de NH2) (0,75 COO) mmol) 0, 82g 2, 46g 70 mg 48 72 0,72 (1, 0 mmol de (1, 5 mmol de NH2) (0,37 COO) mmol) EXEMPLE 4 Comparaison des propriétés du bioconjugué no 1 et d'un mélange de pectine/caséinate non couplés. Des émulsions à 0, 5 g/1 ont été préparées selon le protocole précédent à partir du bioconjugué no 1 et d'un mélange de caséinate de sodium et de pectine HM dans les mêmes proportions et on a déterminé la stabilité de l'émulsion au bout de 24 h selon la méthode décrite précédemment. On a constaté que les deux émulsions sont différentes. Le bioconjugué no 1 permet d'obtenir une émulsion nettement plus stable ( ()) 24 = 0, 59) que le mélange de pectine et de caséinate ( = 0, 75). EXEMPLE 5 Préparation de 2 bioconjugués fortement (Bioconjugué no 2) et faiblement (Bioconjugué no 3) modifiés à partir de pectines dépolymérisées, d'EDC et de caséinate de sodium. L'EDC et le caséinate de sodium sont les mêmes que ceux utilisés dans l'exemple 1. - Pectine dépolymérisée lot no 13064 SKW BIOSYSTEMS % DM : 55, 5 % % AGA : 84, 2 % (masse molaire de AGA : Mo = 176) % H2O : 8, 2 % [rt] = 90 ml/g Les polymères ont été préparés selon le mode opératoire décrit à l'exemple 1 et les caractéristiques des polymères obtenus sont rassemblées dans le tableau IV ci-après. TABLEAU IV Pectine Caséinate de EDC % % dépolymérisée sodium caséinate NH2 0, 51g 1, 64g 191 mg 65 60 Bioconjugué (1, 0 mmol de (1,0 mmol de NH2) (1,0 mmol) no 2 COO) 0, 51g 0, 41g 47 mg 25 16 Bioconjugué (1,0 mmol de (0,25 mmol de (0,25 n 3 COO) NH2) mmol) Des émulsions ont été préparées selon le protocole précédent. A titre de comparaison, on a préparé des émulsions soit avec le bioconjugué no 2, soit avec le bioconjugué no 3, soit avec le caséinate seule ou soit avec la pectine dépolymérisée seule. On a étudié leur stabilité à travers la fraction volumique d'huile dans la phase crémée au bout de 24 h, les valeurs sont rassemblées dans le tableau V ci-après pour une concentration de 1 g/l par rapport à l'émulsion. TABLEAU V 24 Bioconjugué n 2 0,60 Bioconjugué n 3 0,76 Caséinate de sodium 0,68 Pectine dépolymérisée Déstabilisé On a également mesuré la taille des gouttelettes d'huile formées au bout d'un temps d'équilibre de 30 h pour 2 concentrations différentes, les résultats sont rassemblés dans le tableau VI ci-après. TABLEAU VI Concentration (g/l) D43 (t=30h) ( m) Bioconjugué n 2 1 152 2,5 98 Bioconjugué n 3 1 27 2,5 9 Caséinate de sodium 1 17 2,5 8 Pectine dépolymérisée 1 Coalescée 2,5 Polydispersée à (130) Les clichés microscopiques, après homogénéisation et après un temps de 30 h, ainsi que les résultats granulométriques après un temps de 30 h, sont présentés sur les figures 4 et 5. EXEMPLE 6 Influence du degré de méthoxylation de la pectine On a préparé des polymères à partir du sel de sodium d'un acide polygalacturonique, d'EDC et de caséinate de sodium selon le mode opératoire décrit à l'exemple 1. L'EDC et le caséinate de sodium sont ceux utilisés dans l'exemple 1. - Sel de sodium de l'acide polygalacturonique 85-90 % (Sigma lot 122H3780) Masse molaire : M = 25 000-50 000 % AGA = 100 % % H20= 12, 3% Masse molaire de AGA : Mo = 176 Dans ce cas, le bioconjugué obtenu est insoluble dans l'eau quel que soit le taux de greffage en protéines et, par conséquent, il est inutilisable comme agent émulsifiant. EXEMPLE 7 Influence de la protéine utilisée. On a procédé selon le mode opératoire de l'exemple 1 en utilisant la p-tactogtobutine ci-après à la place du caséinate. - ss-lactoglobuline lot n 735 BESNIER BRIDEL Masse molaire moyenne : Mo = 18 400 Nombre de résidus NH2 par mole de BLG : n = 15 % H20 : 5, 4 % pHi = 5, 2 La purification du bioconjugué a été réalisée par dialyse successive, la p-lactoglobuline étant une protéine qui précipite en milieu alcoolique. Pectine HM ss-lactoglobuline EDC % % #24 caséinate NH2 0, 82g 0, 97g 143 mg 46 30 0,62 (1, 0 mmol de (0, 75 mmol de NH2) (0,75 COO) mmol) 0, 82g 0, 39 g 57 mg 25 20 0,76 (1, 0 mmol de (0, 3 mmol de NH2) (0, 3 mmol) COO) Les bioconjugués obtenus sont solubles dans l'eau. L'étude de la stabilité d'émulsions à 0, 5 g/1 de bioconjugué, préparées selon le protocole décrit précédemment, confirme que plus le taux en protéines greffées est élevé, plus l'émulsion est stable. EXEMPLE 8 On a préparé des bioconjugués avec différents taux de greffage à partir de pectines HM et de caséinate de sodium en utilisant le NHDT comme agent activant et le mode opératoire décrit à l'exemple 1. La pectine HM et le caséinate de sodium sont les mêmes que ceux dans l'exemple 1. . NHDT, 2-sodium hydroxy-4, 6-dichloro-1, 3,5-triazine stabilisé Formule brute C3CI2N3NaO CAS no 2736-18-7 M = 187,9, en solution aqueuse de 7,6-8, 4 %-pH 8,2-9, 0. 0,5-0, 9 % NaHCO3. L'agent activant NHDT a été ajouté sans ajuster le pH du mélange réactionnel. Pectine HM Caséinate de NHDT % caséinate #24 sodium 1g 1g 5ml 47 0,63 (1,2 mmol de COO) (0, 6 mmol de NH2) 1g 1g 10m ! 36 0, 72 (1,2 mmol de COO) (0,6 mmol de NH2) 1 g 1 g 20 ml 30 0,74 (1,2 mmol de COO) (0, 6 mmol de NH2) 0. 5g 1g 10m ! 20 0, 76 (0,6 mmol de COO) (0,12 mmol de NH2) Le spectre IR des bioconjugués obtenus est équivalent à celui du bioconjugué n 1 et met en évidence la liaison amide formée. Les conclusions des études effectuées sur la stabilité des émulsions à 0,5 g/l préparées selon le protocole précédent sont identiques aux résultats précédents, à savoir plus le taux de greffage est élevé, plus le pouvoir émulsifiant est important. REVENDICATIONS 1. Polymère constitué d'une pectine hautement méthoxylée couplée par liaison amide avec une protéine soluble dans l'eau et présentant des propriétés émulsifiantes, le rapport en poids de la protéine à la pectine étant compris entre 0,1 et 3. 2. Polymère selon la revendication 1, caractérisé en ce que la pectine a un degré de méthoxylation supérieur à 50%. 3. Polymère selon l'une quelconque des revendications 1 à 2, caractérisé en ce que la pectine est une pectine de citrus, de pommes ou de betteraves. 4. Polymère selon l'une quelconque des revendications 1 à 3, caractérisé en ce que la protéine est choisie parmi les caséines, les caséinates, les fractions enrichies en caséines individuelles et les protéines solubles du lait. 5. Procédé pour l'obtention d'un polymère selon l'une quelconque des revendications 1 à 4, caractérisé en ce qu'il consiste à coupler la pectine avec la protéine en milieu aqueux à une température inférieure à 100oC par réaction de la fonction carboxyle de la pectine avec la fonction amine de la protéine en présence d'un agent d'activation de la fonction carboxyle. 6. Procédé selon la revendication 5, caractérisé en ce qu'il consiste : - à préparer une solution aqueuse de pectine de concentration inférieure à 10% (poids/poids), de préférence comprise entre 0,5% et 2,5% (poids/poids) ; - à préparer une solution aqueuse de protéine de concentration inférieure à 50% (poids/poids), de préférence comprise entre 0,5% et 10% (poids/poids) ; - à mélanger les deux solutions aqueuses en présence d'un agent d'activation ; - à porter le mélange résultant à une température inférieure à 100oC, de préférence entre 15 et 30 C pendant au moins 5 heures ; et - à séparer le polymère formé du mélange réactionnel. 7. Utilisation du polymère selon l'une quelconque des revendications 1 à 4 à titre d'agent émulsifiant.