Brevet FR2801904A1 — publié le 20010608

PRODUITS COMPRENANT UN SUPPORT SUR LEQUEL SONT FIXES DES ACIDES NUCLEIQUES ET LEUR UTILISATION COMME PUCE A ADN. La présente invention se rapporte à des produits comprenant un support sur lequel sont fixés des acides nucléiques, à leur procédé de préparation et à leur utilisation comme puce à ADN. La présente invention se rapporte également à des supports fonctionnalisés, à des oligonucléotides et à des ADN modifiés en position 5', ainsi qu'à leurs procédés de préparation. La présente invention se rapporte, en outre, à un procédé de fixation d'un acide nucléique sur un support. La fixation d'un ensemble d'ADN de séquences connues sur un support, dans un ordre bien précis, permet l'obtention de puces à ADN qui, par hybridation des ADN immobilisés sur le support avec des acides nucléiques ou des oligonucléotides cibles, permettent de déterminer la séquence de ces molécules cibles ou de suivre l'expression de gènes. Les applications sont nombreuses : découverte de nouveaux gènes, de nouveaux médicaments, réalisation de diagnostics, études de toxicité, etc. Le procédé d'obtention de puces à ADN qui met en oeuvre la fixation d'ADN sur une lame de verre fait intervenir principalement des étapes de préparation de la lame de verre (traitement de sa surface par de la soude, puis adsorption de polylysine ou de polyéthylèneimine sur la surface via des interactions ioniques ; BURNS, N. L., Langmuir, 1995, 11, 2768-2776), de dépôt de l'ADN sur les lames de verre ainsi préparées, puis de traitement thermique et d'irradiation UV pour lier, de façon covalente, l'ADN à la surface de verre. L'utilisation d'ADN permet normalement d'obtenir des hybridations très spécifiques et de haute affinité par rapport à ce que l'on obtient avec des oligonucléotides relativement courts. Or, comme indiqué par LOCKHART, D.J. dans Nature Biotechnology, 1996, 14, 1675-1680, cela n'est pas le cas. Le mode de fabrication des lames peut expliquer ce phénomène. En effet, les ADN interagissent avec la polylysine ou la polyéthylèneimine par des interactions ioniques faisant intervenir les groupements phosphodiesters chargés négativement des acides nucléiques : ce mode de dépôt limite ainsi la liberté conformationnelle de l'ADN et son accessibilité. D'autre part, le traitement thermique appliqué avant l'irradiation UV dégrade l'ADN. En outre, l'irradiation UV elle-même modifie les bases pyrimidiniques (formation d'hydrates ou liaison à la surface via les fonctions silanol du verre, dimérisation entre plusieurs pyrimidines) alors que ces bases sont importantes pour l'hybridation. Il apparaît ainsi que le procédé de liaison d'ADN sur une lame de verre décrit ci-dessus est complexe et sujet à un manque de reproductibilité. Les avantages liés à l'utilisation d'ADN au lieu d'oligonucléotides sont perdus du fait du mode de traitement des dépôts. Enfin, le lien ADN-surface de verre n'est pas stable : les lames de verre ne peuvent pas être utilisées plus de 2 ou 3 fois dans des réactions d'hybridation. Une autre méthode d'immobilisation d'ADN ou d'oligonucléotides sur des lames de verre a été décrite par BEIR, M. (Nucleic Acids Research, 1999, 27, 1970-1977). Elle consiste en la formation d'une liaison amide entre l'ADN ou l'oligonucléotide et le support. A cet effet, des lames de verre silanisées avec de l'aminopropyl-triméthoxysilane sont dérivatisées avec un agent de couplage bifonctionnel apportant une fonction acide carboxylique activée. Des agents de couplages utilisables sont par exemple le phénylène diisothiocyanate, le disuccinimidylcarbonate, le disuccinimidyloxalate ou le diméthylsuberimidate décrits par HERMANSON, G. T. dans Bioconjugate Techniques, 1996, Academic Press (San Diego, Californie). Les ADN ou oligonucléotides, modifiés en position 5' par une fonction amine, sont déposés en conditions basiques sur les lames de verre fonctionnalisées. Les lames obtenues semblent assez stables au recyclage. Toutefois, cette méthode comporte plusieurs inconvénients : tout d'abord, l'utilisation d'un agent bifonctionnel sur le support peut conduire à une réticulation de cet agent sur la surface, et donc à une perte partielle de charge de la surface. L'utilisation d'isothiocyanate ou d'esters de N-hydroxysuccinimide conduit à un risque d'hydrolyse de ces fonctions lors du stockage des lames ou pendant la fixation, en conditions basiques, de l'ADN ou de l'oligonucléotide au support, c'est-àdire, encore une fois, à une perte de charge de la surface. Enfin, les auteurs précisent qu'il faut bloquer les fonctions réactives du support après la fixation de l'ADN ou des oligonucléotides : clairement, toutes les fonctions réactives n'ont pas réagi. Ceci peut s'expliquer par la lenteur de la cinétique de couplage, qui conduit à un taux de fixation faible et à une hydrolyse partielle des fonctions réactives. D'autres techniques consistent à utiliser un gel de polyacrylamide en tant que support et à y immobiliser des oligonucléotides par le biais d'une liaison hydrazone (GUSCHIN, D. et al., Anal. Biochem., 1997, 250, 203-211). Une telle immobilisation fait intervenir la synthèse d'un oligonucléotide fonctionnalisé en 3' par une 3-méthyluridine, son oxydation periodique pour transformer le diol de l'uridine en dialdéhyde, l'activation du gel de polyacrylamide par de l'hydrazine afin de créer des fonctions hydrazides, puis le dépôt de l'oligonucléotide oxydé sur le gel activé. Cette méthode, qui ne s'applique pas à des ADN, est complexe et fait intervenir une oxydation périodique d'un ribose en position 3' ; produits ainsi formés sont connus pour ne pas être stables (ADAMS, R.L.P. et al., The Biochemistry of the nucleic acids, tenth édition , 1986, Chapman and Hall, New-York). GUSCHIN, D. et al. (ibid) précisent d'ailleurs que les oligonucléotides oxydés ne peuvent être conservés qu'une semaine à 4 C. En ce qui concerne l'immobilisation d'ADN, ces mêmes auteurs (GUSCHIN, D. et al., ibid) décrivent des étapes de dépurination de l'ADN dans l'acide formique, de précipitation dans l'acétone puis de dépôt sur un gel de polyacrylamide activé à l'hydrazine. Dans ce procédé, la structure initiale de l'ADN est donc dénaturée pour permettre son immobilisation, ce qui affecte ses capacités ultérieures d'hybridation. En outre, la dépurination de l'ADN en milieu acide conduit à des régions de polypentose-phosphate-diesters liant des régions d'oligonucléotides pyrimidiniques : or, les liaisons phosphate-diesters sont fragiles, donnant facilement une (3-élimination en présence de bases. L'ADN ainsi immobilisé est donc peu stable. Outre des gels de polyacrylamide, il a également été proposé d'immobiliser de l'ADN sur des gels d'agarose. A cet effet, GILLES, P.N. (Nature Biotechnology, 1999, 17, 365-370) procède à la préparation d'un gel de glycosal agarose avec de la streptavidine, à sa réduction avec du cyanoborohydrure de sodium, à la synthèse d'ADN portant une biotine en position 5', puis à leur dépôt sur le gel. Un inconvénient majeur de cette méthode est la nature non covalente de la liaison ADNsupport. Dans un autre domaine technique, le Brevet US 4 874 813 décrit la fixation de glycoprotéines sur un support solide par une liaison hydrazone, le support étant fonctionnalisé par un hydrazide et la glycoprotéine portant une fonction aldéhyde, introduite par oxydation de la partie carbohydrate de la glycoprotéine, porteuse d'une fonction diol-1,2. Cette technique n'est toutefois pas extrapolable à des ADN, qui sont naturellement dépourvus de fonctions diol-1,2, ni à des acides nucléiques quels qu'ils soient. En effet, si les glycoprotéines utilisées dans le Brevet US 4 874 813 sont obtenues avec des quantités de l'ordre de la dizaine de milligramme, les acides nucléiques quant à eux sont manipulés à l'échelle du microgramme. Il est donc nécessaire de compenser ce facteur de dilution par l'utilisation de groupements fonctionnels plus réactifs que les aldéhydes obtenus par oxydation de sucres. Enfin, un acide nucléique portant une fonction aldéhyde à son extrémité est peu stable, notamment sujet à des réactions d'oxydation en présence d'air, et donne facilement lieu à la formation d'imines lorsqu'il est mis en présence d'enzymes, par exemple lors de réactions d'amplification. Ainsi, les Inventeurs se sont donnés pour but de pallier les inconvénients de l'Art antérieur et de pourvoir à un procédé de fixation d'acides nucléiques, notamment d'ADN, sur un support qui réponde notamment aux critères suivants : - le procédé est simple au niveau expérimental, reproductible et non coûteux, - il permet la liaison de l'acide nucléique à un support par l'intermédiaire de liaisons covalentes, - il permet une liaison acide nucléique-support très stable dans les conditions d'hybridation et de lavage, limitant la désorption de l'acide nucléique et permettant l'obtention, lorsque l'acide nucléique est de l'ADN, de puces à ADN réutilisables dans de nombreux cycles d'hybridation, - il met en #uvre un acide nucléique modifié qui est stable et dont l'obtention est simple, - il met en #uvre un support dérivatisé par une fonction stable, non hydrolysable, - il fait intervenir, lors de la liaison entre l'acide nucléique et le support, des fonctions très réactives, compensant la faible concentration des partenaires, - il n'implique aucune dénaturation de la structure de l'acide nucléique, cette dernière restant optimale pour des réactions ultérieures d'hybridation. La présente invention a pour objet un produit de formule (I) : SP [A1(Y1-Z-CO-M)n]m (I) dans laquelle : Z représente un groupement de formule ou un groupement-X-N=CH-, X représentant un groupement -CH2-O-, -CH2-NH- ou-NH-, i est égal à 0 ou à 1, n est compris entre 1 et 16, n étant égal à 1 lorsque i est égal à 0, m est supérieur ou égal à 1, SP représente un support, A représente un bras espaceur, Y représente une fonction assurant la liaison entre A et Z, et M représente un acide nucléique lié au groupement-COadjacent par son extrémité 5'. On entend par acide nucléique , au sens de la présente invention, un ADN, un ARN ou un oligonucléotide, ce dernier correspondant à un enchaînement de 1 à 50 bases environ. Dans la formule (I) ci-dessus, lorsque Z représente un groupement -X-N=CH-, ce dernier représente une liaison oxime quand X est un groupement -CH2-O- et une liaison hydrazone quand X est un groupement -CH2-NH- ou -NH-. Le produit de formule (I) peut également comprendre une liaison thiazolidine lorsque Z représente un groupement de formule : Selon la nature du groupement Z, le produit de formule (I) selon la présente invention peut donc correspondre aux produits de formules (la) et (Ib) représentées ci-dessous, dans lesquelles SP, A, Y, X, M, i, n et m sont tels que précédemment décrits : SP[A1(Y1-X-N = CH-CO-M)n]m (la) Le produit de formule (I) selon la présente invention est tel que la liaison entre l'acide nucléique M et le support SP est très stable. Dans la formule (I), n est avantageusement égal à 1 et A représente de préférence une chaîne carbonée linéaire ou ramifiée comprenant de 2 à 100 atomes de carbone, de préférence de 5 à 50 atomes de carbone, et comprenant éventuellement de 1 à 35 atomes d'oxygène ou d'azote et de 1 à 5 atomes de silicium, de soufre ou de phosphore. SP représente avantageusement un support solide, de préférence en verre, en silicium ou en polymère synthétique, tel que le nylon, le polypropylène et le polycarbonate. SP peut également, de façon avantageuse, représenter un support non solide, tel qu'un polymère naturel (par exemple un polysaccharide tel que la cellulose ou le mannane, ou encore un polypeptide), un polymère synthétique (par exemple un copolymère de N-vinylpyrrolidone et de dérivés de l'acide acrylique), un liposome ou un lipide. SP peut avantageusement représenter un vecteur de transfection, c'est-à-dire un composé organique (lipide ou peptide par exemple) perméable au niveau de la membrane cellulaire. Selon un mode de réalisation avantageux du produit de formule (I) selon la présente invention, SP est un support solide, i est égal à 1, n est égal à 1 et M est un ADN, ledit produit constituant une puce à ADN. Dans une telle puce à ADN, les m molécules M présentes dans la puce peuvent être identiques, mais sont de préférence différentes entre elles. Les puces à ADN selon la présente invention sont réutilisables dans de nombreux cycles d'hybridation, la liaison entre l'ADN et le support étant très stable dans les conditions d'hybridation et de lavage, ce qui limite considérablement les possibilités de désorption de l'ADN. Selon un autre mode de réalisation avantageux du produit de formule (I) selon la présente invention, SP représente un support en verre, i est égal à 1, n est égal à 1, A représente un bras espaceur de formule -Si-(CH2)3- et Y représente une fonction amide -NH-CO-. La présente invention a également pour objet l'utilisation du produit de formule (I) ci-dessus, quand SP est un support solide, comme puce à ADN. La présente invention a également pour objet un procédé de préparation du produit de formule (I) ci-dessus, qui comprend la réaction de n x m molécules de formule M-CO-CHO avec un produit de formule SP [ A, ( Y, - B - NH2 )n] m , SP, A, Y, i, n, m et M étant tels que définis ci-avant et B représentant un groupement -CH2-0-, -CH2-NH-, -NH- ou -CH(CH2SH)-. Les molécules de formule M-CO-CHO correspondent à des acides nucléiques portant une fonction a-oxoaldéhyde (-CO-CHO) à leur extrémité 5'. La présente invention a également pour objet un procédé de fixation, par liaison covalente, d'au moins un acide nucléique M sur un support SP, pour l'obtention d'un produit de formule (I) tel que précédemment décrit, caractérisé en ce qu'il comprend les étapes suivantes : i) introduction d'une fonction a-oxoaldéhyde en position 5' dudit acide nucléique, et ii) réaction de l'acide nucléique fonctionnalisé obtenu à l'étape i) avec un support modifié par une fonction sélectionnée dans le groupe constitué par les fonctions hydrazine, dérivées d'hydrazine, hydroxylamine et p-aminothiol. En tant que fonction dérivée d'hydrazine, on peut citer par exemple les fonctions hydrazides, c'est-à-dire une hydrazine substituée par au moins un groupement acyle ou carbonyle. L'étape ii) ci-dessus résulte en la formation d'une liaison hydrazone (cas où le support porte une fonction hydrazine ou dérivée d'hydrazine), oxime (cas où le support porte une fonction hydroxylamine) ou thiazolidine (cas où le support porte une fonction p-aminothiol) entre l'acide nucléique et le support. De façon particulièrement avantageuse, le procédé selon la présente invention met en #uvre un support modifié par une fonction stable dans une large gamme de pH. Les fonctions qui interviennent lors de la liaison, à savoir la fonction a-oxoaldéhyde portée par l'acide nucléique et la fonction portée par le support, sont très réactives. En outre, le procédé selon la présente invention n'implique aucune dénaturation de la structure de l'acide nucléique, qui reste optimale pour des réactions ultérieures d'hybridation, dans le cas où le produit de formule (I) obtenu par le procédé selon la présente invention est utilisé comme puce à ADN. Selon un mode de mise en oeuvre avantageux du procédé selon la présente invention, l'introduction d'une fonction a-oxoaldéhyde en position 5' dudit acide nucléique est effectuée par les étapes suivantes : a) introduction d'un groupement sélectionné dans le groupe constitué par l'acide tartrique, la sérine, la thréonine et leurs dérivés en position 5' d'un oligonucléotide, b) hybridation de l'oligonucléotide obtenu à l'étape a) avec ledit acide nucléique, c) élongation dudit oligonucléotide, d) réitération des étapes b) et c) au moins une fois, e) oxydation periodique de l'acide nucléique obtenu à l'étape d), modifié en position 5' par un groupement sélectionné dans le groupe constitué par l'acide tartrique, la sérine, la thréonine et leurs dérivés, et f) isolement d'un acide nucléique modifié en position 5' par une fonction a-oxoaldéhyde. Selon un autre mode de mise en #uvre avantageux du procédé selon la présente invention, l'introduction d'une fonction a-oxoaldéhyde en position 5' dudit acide nucléique est effectuée par les étapes suivantes : a) introduction d'un groupement sélectionné dans le groupe constitué par l'acide tartrique, la sérine, la thréonine et leurs dérivés en position 5' d'un oligonucléotide, b) oxydation periodique de l'oligonucléotide obtenu à l'étape a), c) hybridation de l'oligonucléotide obtenu à l'étape b), portant une fonction a-oxoaldéhyde en position 5', avec ledit acide nucléique, d) élongation dudit oligonucléotide, e) réitération des étapes c) et d) au moins une fois, et f) isolement d'un acide nucléique modifié en position 5' par une fonction a-oxoaldéhyde. Les étapes d'hybridation entre un oligonucléotide et un acide nucléique, d'élongation dudit oligonucléotide et de réitération de ces étapes constituent des cycles d'amplification de l'acide nucléique, l'oligonucléotide servant d'amorce à ces amplifications, qui peuvent être réalisées par la technique dite PCR (Polymerase Chain Reaction) bien connue de l'Homme du métier, décrite par exemple dans Molecular Clomng, second edition, J. SAMBROOK, E. F. FRITSCH et T. MANIATIS (Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1989). L'étape d'élongation de l'oligonucléotide, après son hybridation avec l'acide nucléique, est réalisée dans un milieu tampon convenable, en présence des bases nucléotidiques requises pour la formation d'acide nucléique. A titre d'exemples de dérivés de l'acide tartrique utilisables dans les procédés décrits ci-dessus, on peut citer l'acide di-acétyl-tartrique, l'acide di-paratoluyl-tartrique, l'acide métatartrique, le tartrate de diméthyle et l'anhydride tartrique. De façon avantageuse, l'introduction d'un groupement sélectionné dans le groupe constitué par l'acide tartrique, la sérine, la thréonine et leurs dérivés en position 5' d'un oligonucléotide (étape a) des procédés décrits ci-dessus) est effectuée via une liaison amide. Le groupement sélectionné dans le groupe constitué par l'acide tartrique, la sérine, la thréonine et leurs dérivés est de préférence lié à l'oligonucléotide via un bras espaceur lié, par l'une de ses extrémités, à la position 5' dudit oligonucléotide et portant, à l'autre de ses extrémités, une fonction amine. Dans le procédé de fixation d'un acide nucléique M à un support SP décrit ci-dessus, l'acide nucléique est de préférence un ADN. Dans ce cas, l'oligonucléotide qui s'hybride avec cet acide nucléique est une amorce oligodésoxynucléotidique, qui peut être spécifique ou universelle. L'ADN peut être obtenu par amplification d'ADN génomique ou par amplification d'ADN inséré dans un vecteur, par exemple le phage M13. Dans le cas d'ADN obtenu par amplification d'ADN génomique, une première amplification avec une série d'amorces spécifiques peut être suivie d'une amplification à l'aide d'amorces universelles (voir par exemple POLLACK, J. R. dans Nature Genetics, 23, 41-46). Dans ce cas, deux amorces permettent d'amplifier un nombre important d'ADN différents. Il est particulièrement avantageux de modifier ces amorces universelles, en position 5', par un groupement choisi parmi l'acide tartrique, la sérine, la thréonine, leurs dérivés ou le produit d'oxydation de ces groupements, à savoir une fonction a-oxoaldéhyde. Dans le cas d'ADN obtenu par amplification d'ADN inséré dans un vecteur, ici aussi un nombre important d'ADN différents peuvent être amplifiés grâce à l'utilisation d'amorces universelles fonctionnalisées, en position 5', par un groupement choisi parmi l'acide tartrique, la sérine, la thréonine, leurs dérivés ou le produit d'oxydation de ces groupements. La présente invention a également pour objet un oligonucléotide modifié en position 5' par un groupement sélectionné dans le groupe constitué par l'acide tartrique, la sérine, la thréonine, leurs dérivés et le groupement a-oxoaldéhyde. Un tel oligonucléotide peut avantageusement être utilisé en tant qu'amorce dans des réactions d'élongation ou d'amplification d'acides nucléiques, afin d'obtenir des acides nucléiques modifiés en position 5' par les groupements portés par ledit oligonucléotide. La présente invention a également pour objet un procédé de préparation d'un tel oligonucléotide, caractérisé en ce qu'il comprend une étape d'introduction d'un groupement sélectionné dans le groupe constitué par l'acide tartrique, la sérine, la thréonine et leurs dérivés en position 5' dudit oligonucléotide, cette étape étant suivie, dans le cas où ledit oligonucléotide est modifié par un groupement a-oxoaldéhyde, d'une oxydation périodique dudit oligonucléotide. La présente invention a également pour objet un ADN modifié en position 5' par un groupement sélectionné dans le groupe constitué par l'acide tartrique, la sérine, la thréonine, leurs dérivés et le groupement a-oxoaldéhyde. Un tel ADN peut avantageusement être utilisé dans le procédé selon la présente invention permettant la fixation, par liaison covalente, d'au moins un acide nucléique M sur un support SP, tel que décrit précédemment. En effet, les groupements acide tartrique, sérine et thréonine peuvent facilement être convertis en fonction a-oxoaldéhyde par une réaction d'oxydation periodique. Il est particulièrement intéressant d'utiliser un ADN modifié par une fonction a-oxoaldéhyde, car cette fonction est très stable et très réactive, en tout état de cause bien plus stable et réactive qu'une fonction aldéhyde. Ces considérations s'appliquent aussi aux oligonucléotides selon la présente invention, modifiés par une fonction a-oxoaldéhyde. Ainsi, les acides nucléiques quels qu'ils soient (notamment les ADN ou les oligonucléotides) peuvent être conservés sans s'oxyder ni se dégrader, en particulier en présence d'air. Ils donnent lieu à des liaisons très stables avec des supports portant des fonctions réactives correspondantes, comme décrit ci-avant. En outre, et contrairement à des acides nucléiques fonctionnalisés par un aldéhyde, ils n'induisent pas de formation d'imine avec les enzymes présentes lors de réactions d'élongation ou d'amplification d'acides nucléiques et, dans le cas d'une amplification PCR à l'aide de la Taq polymérase, ils n'interagissent pas avec le dithiothreitol, agent de conservation de l'enzyme. La présente invention a également pour objet un procédé de préparation d'un ADN modifié en position 5' par un groupement sélectionné dans le groupe constitué par l'acide tartrique, la sérine, la thréonine, leurs dérivés et le groupement a-oxoaldéhyde, tel que décrit ci-dessus, caractérisé en ce qu'il comprend les étapes suivantes : a) introduction d'un groupement sélectionné dans le groupe constitué par l'acide tartrique, la sérine, la thréonine et leurs dérivés en position 5' d'un oligonucléotide, b) hybridation de l'oligonucléotide obtenu à l'étape a) avec un ADN, c) élongation dudit oligonucléotide, d) réitération des étapes b) et c) au moins une fois, ou dans le cas où ledit ADN est modifié par un groupement a-oxoaldéhyde, les étapes a) à f) des procédés précédemment décrits en rapport avec le procédé selon la présente invention ayant trait à l'introduction d'une fonction a-oxoaldéhyde en position 5' d'un acide nucléique. L'étape d'élongation de l'oligonucléotide, après son hybridation avec l'ADN, est réalisée dans un milieu tampon convenable, en présence des bases désoxynucléotidiques requises pour la formation d'ADN. La présente invention a également pour objet un support fonctionnalisé de formule (II) : SP[A1(Y1-B-NH2)n]m (II) dans laquelle SP, A, Y, B, i, n et m sont tels que définis précédemment. Un tel support porte une fonction hydrazine (cas où B représente un groupement -CH2-NH- ou-NH-), hydroxylamine (cas où B représente un groupement -CH2-O-) ou p-aminothiol (cas où B représente un groupement -CH(CH2SH)-). Le support fonctionnalisé de formule (II) peut avantageusement être utilisé dans le procédé selon la présente invention permettant la fixation, par liaison covalente, d'au moins un acide nucléique M à un support SP, tel que décrit précédemment. La présente invention a également pour objet un procédé de préparation du support fonctionnalisé de formule (II), dans lequel i est égal à 1, n est égal à 1 et SP représente un support en verre, caractérisé en ce qu'il comprend les étapes suivantes : - silanisation du support en verre, - greffage, sur ledit support en verre silanisé, d'une fonction sélectionnée dans le groupe constitué par les fonctions hydrazine, dérivées d'hydrazine, hydroxylamine et p-aminothiol. L'étape de silanisation du support est de préférence effectuée à l'aide d ' aminopropyl-triméthoxysilane. De façon particulièrement avantageuse, ledit greffage d'une fonction hydrazine est effectué à l'aide d'acide hydrazinoacétique, ledit greffage d'une fonction dérivée d'hydrazine est effectué à l'aide de triphosgène et d'hydrazine, ledit greffage d'une fonction hydroxylamine est effectué à l'aide d'acide aminoxyacétique et ledit greffage d'une fonction P-aminothiol est effectué à l'aide d'acide a-amino- p-mercaptopropionique. La présente invention a, en outre, pour objet un kit de préparation d'une puce à ADN telle que décrite ci-avant, caractérisé en ce qu'il comprend les éléments suivants : - au moins un support fonctionnalisé de formule (II) selon la présente invention, - une pluralité d'amorces oligodésoxynucléotidiques modifiées en position 5' par un groupement sélectionné dans le groupe constitué par l'acide tartrique, la sérine, la thréonine, leurs dérivés et le groupement a-oxoaldéhyde, - des réactifs et tampons aptes à la mise en #uvre de réactions d'élongation et/ou d'amplification dudit ADN, et dans le cas où lesdites amorces oligodésoxynucléotidiques sont modifiées par un groupement sélectionné dans le groupe constitué par l'acide tartrique, la sérine, la thréonine et leurs dérivés, des réactifs aptes à la mise en #uvre d'une réaction d'oxydation périodique. Outre les dispositions qui précèdent, l'invention comprend encore d'autres dispositions qui ressortiront de la description qui va suivre, qui se réfère à des exemples de mise en #uvre des procédés objets de la présente invention, ainsi qu'aux figures annexées, dans lequelles : - la figure 1 représente la fonctionnalisation d'un oligodésoxynucléotide en position 5' par une fonction a-oxoaldéhyde, par la réaction avec un dérivé de l'acide tartrique suivie d'une oxydation périodique, - la figure 2 représente la fonctionnalisation d'un oligodésoxynucléotide en position 5' par une fonction a-oxoaldéhyde, par la réaction avec un P-aminoalcool portant une fonction carbonyle en a (dérivé de la sérine ou de la thréonine), suivie d'une oxydation periodique, - la figure 3 représente la synthèse d'ADN fonctionnalisé en position 5' par une fonction a-oxoaldéhyde ou par un dérivé de l'acide tartrique, de la sérine ou de la thréonine (groupement R) par des cycles d'amplification d'ADN à l'aide d'amorces convenablement fonctionnalisées, - la figure 4 représente l'obtention d'ADN fonctionnalisé en position 5' par une fonction a-oxoaldéhyde (produit 13) par le biais d'une oxydation périodique d'ADN porteur, en position 5', d'un résidu de la senne, de la thréonine ou de l'acide tartrique (produit 12), - les figures 5aet 5b représentent l'immobilisation d'un ADN fonctionnalisé en position 5' par une fonction a-oxoaldéhyde (composé 15) sur un support, par exemple une lame de verre (composés 14 et 17), ledit support étant fonctionnalisé par une fonction hydrazine (T = NH sur la figure 5a), dérivée d'hydrazine (T = NR sur la figure 5a), hydroxylamine (T = 0 sur la figure 5a) ou p-aminothiol (figure 5b). La réaction d'immobilisation s'accompagne de la création d'une liaison oxime (T = 0 sur la figure 5a), hydrazone (T = NH ou NR sur la figure 5a) ou thiazolidine (figure 5b). Il doit être bien entendu, toutefois, que ces exemples sont donnés uniquement à titre d'illustration de l'objet de l'invention, dont ils ne constituent en aucune manière une limitation. EXEMPLE 1 : Obtention d'oligodésoxynucléotides modifiés en position 5' par une fonction a-oxoaldéhyde. a) Synthèse d'un oligodésoxynucléotide fonctionnalisé en 5' par une fonction amine. Un oligodésoxynucléotide est synthétisé en phase solide, par exemple sur un support CPG (Controled Pore Glass), suivant la technique décrite par ELLINGTON, A. et POLLARD, J. D. dans Current Protocols in Molecular Bwlogy, 1998,2.11.1-2.11.25, John Wiley & Sons Inc., New York. La synthèse suit une stratégie classique (hydroxyles en 5' protégés par des groupements diméthoxytntyles, chimie des cyanoéthoxyphosphoramidites). Les bases sont protégées par des groupements acyles, qui seront labiles en fin de synthèse lors de l'aminolyse. Une fois l'oligodésoxynucléotide synthétisé, l'hydroxyle en 5' est déprotégé et est couplé avec un aminolink (bras espaceur aminé) protégé sous forme MMT, à savoir un cyanoéthoxyphosphoramidite portant une fonction amine protégée par un groupement méthoxytritile (MMT). Deux exemples d'aminolinks convenables sont représentés ci-dessous : Après déprotection de la fonction amine de l'aminolink en milieu acide dans les conditions standard, on obtient un oligodésoxynucléotide portant à son extrémité 5', via un aminolink, une fonction amine. Un tel oligodésoxynucléotide est représenté sur les figures 1 et 2 (composé 1) ; pour plus de clarté, seules les bases A (adénine), G (guanine), T (thymine) et C (cytosine) de l'oligodésoxynucléotide ont été représentées, l'oligodésoxynucléotide étant lié au support solide (SP) par l'hydroxyle du sucre de la cytosine. Sur les figures 1 et 2, 1 représente l'aminolink d'extrémité amine (-NH2) ; il est lié à l'oligodésoxynucléotide au niveau du groupe phosphate de l'adénine. b) Fonctionnalisation de l'oligodésoxynucléotide, en position 5'. par une fonction a-oxoaldéhvde. Cette étape permet d'obtenir une amorce, utilisable ensuite dans des réactions d'amplification d'un acide nucléique, fonctionnalisée en position 5' par une fonction a-oxoaldéhyde. Selon la séquence de l'oligonucléotide, cette amorce peut être spécifique ou universelle. Différentes méthodes d'obtention d'une telle amorce sont utilisables. # Réaction de l'oligodésoxynucléotide avec un dérivé de l'acide tartrique, suivie d 'une oxydation periodique (figure 1). Toujours en phase solide, les bases de l'oligodésoxynucléotide étant protégées, la fonction amine en 5' de l'oligodésoxynucléotide réagit avec un dérivé de l'acide tartrique, par exemple l'anhydride (+)-diacétyl-L-tartrique, par la formation d'une liaison amide. On utilise 10 équivalents (eq.) d'anhydride (+)-diacétyl-Ltartrique et 10 eq. de DIEA (diisopropyléthylamine) dans le diméthylformamide, à température ambiante. Le fait que l'ensemble des fonctions amines aient réagi est contrôlé à l'aide du test TNBS (CAYOT, P., Anal. Biochem., 1997, 249, 184-200) ou de KAISER (SARIN, V. K., Anal. Biochem., 1981, 117, 147-157). L'oligodésoxynucléotide (composé 2 sur la figure 1) est ensuite séparé du support (réaction d'aminolyse) et déprotégé dans des conditions standard : ajout d'ammoniac 9 N dans l'eau, réaction pendant 8 h à 55 C. On utilise 1,4 ml d'ammoniac pour 0,2 mol d'oligodésoxynucléotide. Le milieu réactionnel est décanté, le support est lavé à l'eau (1 ml) et la solution est évaporée sous pression réduite. L'oligodésoxynucléotide (composé 3 sur la figure 1) est dissous dans 0,5 ml de tampon phosphate pH 7. 0 (tampon triéthylamine/acide acétique par exemple). On ajoute 5 eq. de periodate de sodium (NaI04) dans 100 (il d'eau. Après 30 minutes à 1 heure de réaction à température ambiante, la réaction d'oxydation periodique (KOENIG, S. et al., Synthesis, 1993, 12, 1233-1234) est arrêtée par l'ajout de 5 eq. d'éthanolamine pendant 5 minutes. De manière très avantageuse, il n'est pas nécessaire que la réaction d'oxydation periodique soit totale puisque les oligodésoxynucléotides non oxydés vont conduire à des ADN non réactifs vis-à-vis du support modifié et seront éliminés lors des lavages. L'oligodésoxynucléotide porteur d'une fonction a-oxoaldéhyde en position 5' (composé 4 sur la figure 1) est ensuite désalé par chromatographie en phase inverse sur une colonne Cl 8 (Interchim, Montluçon, France), par des techniques connues en elles-mêmes. D'autres dérivés de l'acide tartrique que celui décrit ci-dessus, par exemple le disuccinimidyl tartrate ou le disulfosuccinimidyl tartrate et, de façon générale, des diols-1,2 portant une fonction carbonyle en a, peuvent convenir, à condition que les hydroxyles-1,2 ne soient pas protégés ou soient protégés par une fonction labile dans les conditions utilisées pour déprotéger et couper l'oligodésoxynucléotide du support. Ces groupements protecteurs sont connus de l'Homme du métier et peuvent être choisis comme indiqué par GREENE, T.W. dans Protective groups in Organic Synthesis, second edition, 1991, John Wiley & Sons Inc., New York. # Réaction de l'oligodésoxynucléotide avec un dérivé de la sérine ou de la thréonine, suivie d 'une oxydation périodique (figure 2). Outre les dérivés de l'acide tartrique, on peut également utiliser, pour fonctionnaliser l'extrémité 5' de l'oligodésoxynucléotide, des dérivés convenablement protégés de la sérine ou de la thréonine ou, de façon générale, des (3-aminoalcools portant une fonction carbonyle en a. La fonction amine de la sérine ou de la thréonine peut par exemple être protégée sous forme de trifluoroacétate ou de 9-fluorènylméthoxycarbonyle (Fmoc), et la fonction hydroxyle peut être non protégée ou protégée sous forme d'ester, tel qu'un acétate. Encore une fois, de nombreux groupement protecteurs peuvent être utilisés, choisis selon des critères bien connus de l'homme de métier (GREENE T.W., ibid). Comme pour les dérivés de l'acide tartrique, les dérivés de la sérine ou de la thréonine conduisent à une fonction a-oxoaldéhyde en position 5' de l'oligodésoxynucléotide après oxydation periodique. La figure 2 représente une telle réaction : l'oligodésoxynucléotide (comme pour la figure 1, seules les bases A, G, T et C ont été représentées et SP représente un support solide), portant un bras espaceur 1 (aminolink) et une fonction amine terminale en position 5', réagit avec un (3-aminoalcool (P représente un groupe protecteur de l'amine du P-aminoalcool). Comme décrit ci-dessus en rapport avec la figure 1, l'oligodésoxynucléotide 5 est clivé du support (réaction d'aminolyse) et déprotégé. L'oligodésoxynucléotide 6 est ensuite soumis à une réaction d'oxydation periodique qui donne naissance à la fonction a-oxoaldéhyde en position 5' (produit 7). # Variante. Lorsque la fonction diol de l'acide tartrique ou lorsque le P-aminoalcool (sérine ou thréonine) peuvent être déprotégés sélectivement sur le support, alors l'oxydation periodique peut être effectuée en phase solide. Dans ce cas, un lavage du support permet d'enlever tous les sels. Une aminolyse permet d'obtenir directement le produit séparé du support, déprotégé et fonctionnalisé par une fonction a-oxoaldéhyde. EXEMPLE 2 : Synthèse d'ADN fonctionnalisé en position 5' par une fonction a-oxoaldéhyde. Les oligodésoxynucléotides obtenus dans l'exemple 1, fonctionnalisés en position 5' par une fonction a-oxoaldéhyde, sont utilisés en tant qu'amorces dans des réactions d'amplification (par exemple des amplifications PCR à l'aide de la Taq polymérase) selon des procédures classiquement utilisées par un Homme du métier. On obtient des ADN fonctionnalisés en position 5' par une fonction a-oxoaldéhyde. Ils sont prêts à être fixés sur un support fonctionnalisé par des fonctions réactives vis-à-vis de la fonction a-oxoaldéhyde, tel que des lames de verre convenablement fonctionnalisées, comme cela sera décrit ci-après. La figure 3 schématise l'obtention d'ADN fonctionnalisé en position 5' par une fonction a-oxoaldéhyde (cas où R représente une fonction a-oxoaldéhyde sur la figure 3). L'ADN non amplifié (produit 8) est dénaturé et hybridé avec des amorces oligodésoxynucléotidiques modifiées par des fonctions a-oxoaldéhydes (produit 9), telles que celles obtenues ci-avant. L'élongation des amorces à l'aide de la Taq polymérase permet d'obtenir deux brins d'ADN modifiés en position 5' par une fonction a-oxoaldéhyde (produits 10). La répétition des étapes de dénaturation des ADN, d'hybridation avec des amorces porteuses de fonctions a-oxoaldéhyde et d'élongation de ces amorces, constituant des cycles d'amplification, permet d'obtenir un lot d'ADN amplifié, modifié en position 5' par une fonction a-oxoaldéhyde (produit 11). Les protocoles d'amplification PCR sont plus précisément détaillés ci-dessous. 1) Amplification d'ADN énomique de levure. L'amplification d'ADN génomique de levure (Yeast Genomic DNA, Research Genetics Inc., USA) s'effectue en deux étapes. # Première étape. Une première étape met en jeu des amorces spécifiques non fonctionnalisées, du type : Amorce anti-sens : (gat ccc cgg gaa ttg cca tg + 25 bases environ représentatives du cadre de lecture ouvert) 3', Amorce sens : 5' (gga att cca gct gac cac c + 25 bases environ représentatives du cadre de lecture ouvert) 3'. Ces amorces sont disponibles commercialement chez Research Genetics Inc. sous le nom Yeast ORF spécifie GENEPAIRSTM . Le cycle de variation en température est le suivant : 92 C (30 minutes), 56 C (45 minutes), 72 C (3 minutes et 30 secondes). 36 cycles sont effectués. On utilise une plaque de 96 puits. La teneur de chaque puits est la suivante : 5 fil d'amorce sens, 5 fil d'amorce anti-sens, 10 l de tampon PCR 10X (PERKIN ELMER), 8 l de MgCl2 (25 mM), 1 l de dNTPs 100X (mélange des 4 bases oligodésoynucléotidiques, 25 mM pour chaque base), 0,2 l d'ADN génomique (0,2 g/ l), 70,45 l de ddH20 (eau doublement distillée) et 0,35 l d'enzyme AmpliTaq (5 U/ul). # Deuxième étape. La deuxième étape fait intervenir une amplification des ADN produits à l'étape précédente grâce à des amorces universelles fonctionnalisées en 5' par une fonction a-oxoaldéhyde ( 1 représente un aminolink, comme indiqué dans l'exemple 1) : Amorce anti-sens : 5'HOC-CO-NH-1- gat ccc cgg gaa ttg cca tg 3' Amorce sens : 5' HOC-CO-NH-1- gga att cca gct gac cac c 3' Le cycle de variation en température est le même que pour la première étape. 25 cycles sont effectués. On utilise une plaque de 96 puits. La teneur de chaque puits est la suivante : 3 l d'amorce sens, 3 l d'amorce anti-sens, 10 (il de tampon PCR 10X (PERKIN ELMER), 8 l de MgCl2 (25 mM), 1 (il de dNTPs 100X (mélange des 4 bases oligodésoynucléotidiques, 25 mM pour chaque base), 4 l de séquence d'ADN correspondant au cadre de lecture ouvert (0,5 ng/ l), 73,6 (il de ddH20 et 0,4 l d'enzyme AmpliTaq (5 U/ l). # Variante. Au lieu d'une première étape à l'aide d'amorces spécifiques non fonctionnalisées et d'une deuxième étape à l'aide d'amorces universelles fonctionnalisées en 5' par une fonction a-oxoaldéhyde, il est possible d'utiliser des amorces spécifiques à chacune des deux étapes, d'abord non fonctionnalisées, puis fonctionnalisées en 5' par une fonction a-oxoaldéhyde. Les protocoles d'amplification PCR sont identiques à ceux mentionnés ci-dessus pour les première et deuxième étapes. 2) Amplification d'ADN inséré au sein d'un vecteur. Pour l'amplification d'ADN inséré au sein d'un vecteur, par exemple dans le cas des banques d'ADN I.M.A.G.E. humains (cf. LENNON, G. et al., Genomics, 1996,33, 151-152), on utilise des amorces universelles modifiées en 5' par une fonction a-oxoaldéhyde. Dans le cas d'un ADN inséré au sein d'un phage M13, les amorces utilisées sont les suivantes : Amorce anti-sens : 5' HOC-CO-NH-I- gag cgg ata aca att tca cac agg 3' Amorce sens : 5' HOC-CO-NH-1- gcc agg gtt ttc cca gtc acg a 3' Le cycle de variation en température est le suivant : 2 minutes à 95 C (correspondant à la dénaturation initiale), 1 minute à 95 C (dénaturation), 1 minute à 60 C (réaction d'hybridation), 2 minutes à 72 C (réaction d'extension). 25 cycles sont effectués. On utilise une plaque de 96 puits. La teneur de chaque puits est la suivante : 3 l d'amorce sens (30 M), 3 l d'amorce anti-sens (30 M), 10 l de tampon PCR 10X (PERKIN ELMER), 8 l de MgCl2 (25 mM), 1 1 de dNTPs 100X (mélange des 4 bases oligodésoynucléotidiques, 25 mM pour chaque base), 4 (il de vecteur (1 ng/ l), 73,6 (il de ddH20 et 0,4 l d'enzyme AmpliTaq (5 U/ul). EXEMPLE 3 : Autre méthode d'obtention d'ADN modifiés en position 5' par une fonction a-oxoaldéhyde. La synthèse d'un oligodésoxynucléotide portant une fonction amine en position 5', puis sa fonctionnalisation par un dérivé de l'acide tartrique, de la sérine ou de la thréonine sont effectuées comme décrit dans l'exemple 1. L'oligodésoxynucléotide ainsi obtenu sert ensuite directement d'amorce pour la synthèse, par amplification, des ADN. Les étapes correspondantes sont résumées sur la figure 3, dans laquelle R représente un dérivé de l'acide tartrique, de la sérine ou de la thréonine. On obtient donc des ADN fonctionnalisés en position 5' par un dérivé de l'acide tartrique, de la sérine ou de la thréonine (produit 11 sur la figure 3, R représentant un dérivé de l'acide tartrique, de la sérine ou de la thréonine). Ces ADN subissent ensuite une oxydation periodique, selon un protocole semblable à celui décrit dans l'exemple 1 pour les oligodésoxynucléotides : l'oxydation periodique est réalisée sur les ADN en solution dans l'eau et à pH 7.0 (tampon triéthylamine/acide acétique), avec un excès de penodate de sodium (par exemple 10-2 à 1 M). Après 5-10 minutes de réaction, cette dernière est arrêtée avec un excès d'éthanolamine (par exemple 2 M pour 60 à 150 picomoles d'ADN) pendant 10 minutes. La réaction est représentée sur la figure 4. Le produit 12 représente l'ADN amplifié, modifié en position 5' par un résidu de la sérine (produit 12a), de la thréonine (produit 12b) ou de l'acide tartrique (produit 12c). Les ADN obtenus, porteurs d'un résidu a-oxoaldéhyde en position 5' (produit 13),sont précipités et sont prêts à être fixés sur un support convenable, tel que des lames de verre, comme cela sera décrit ci-après. EXEMPLE 4: Préparation de surfaces de verre fonctionnalisées par une fonction hydrazine, dérivée d'hydrazine, hydroxylamine ou ss-aminothiol. Afin de pouvoir se lier aux ADN obtenus dans les exemples 2 et 3, la surface des lames de verre nécessite d'être convenablement aménagée au préalable. En particulier, la présence d'un bras espaceur peut être utile pour éloigner la sonde de la surface et obtenir une hydridation optimale, ainsi que pour contrôler en partie les propriétés physico-chimiques de la surface (hydrophilie, hydrophobie, charge). La surface peut également être aménagée pour augmenter le nombre de sites fonctionnels par unité de surface, par exemple par la synthèse de structures dendrimériques sur le verre (BEIER, M. et al., Nucleic Acids Research, 1999, 27, 1970-1977) ou par le couplage de polyamines. Les procédés décrits ci-dessous permettent d'obtenir des surfaces de verre convenablement fonctionnalisées en vue de la fixation d'ADN modifiés en position 5' par une fonction a-oxoaldéhyde. a) Silanisation des lames de verre. La silanisation des lames de verre est effectuée comme décrit par BEIER, M. et al. dans Nucleic Acids Research, 1999, 27, 1970-1977 et par BURNS, N. L. et al. dans Langmuir, 1995, 11, 2768-2776. Les lames sont traitées avec une solution aqueuse de soude (10%) pendant une nuit, lavées à l'eau, à l'acide chlorhydrique à 1% dans l'eau, de nouveau à l'eau et enfin au méthanol. Après une sonication pendant 15 minutes dans du méthanol à 95% contenant 3% en volume d'aminopropyltriméthoxysilane, les lames sont lavées au méthanol, puis à l'eau, et séchées sous un flux d'azote. Elles sont chauffées pendant 1 minutes à 110 C. Après refroidissement, elles sont stockées sous azote. b) Fonctionnalisation des lames de verre. # Par une fonction hydrazine. L'acide Fmoc-hydrazinoacétique (Fmoc : 9-fluorènylméthoxycarbonyle) de formule Fmoc-NH-NH-CH2-COOH est synthétisé à partir du chlorhydrate de l'a-hydrazinoacétate d'éthyle (ALDRICH) par saponification de la fonction ester dans de la soude suivie d'une protection de la fonction hydrazine, selon le protocole décrit par ATHERTON, E. dans The Peptides, 1987, 9, part C, Udenfriend S. et Meienhofer J. Eds., Academic Press, San Diego, Californie. Les lames de verre silanisées sont mises en contact avec l'acide Fmoc-hydrazinoacétique (100 mM) en présence de BOP (100 mM) et de DIEA (diisopropyléthylamine ; 200 mM) dans le diméthylformamide (DMF), pendant 1 heure. Les lames sont ensuite lavées au DMF, traitées avec de la pipéridine à 20% en volume dans le DMF pendant 5 minutes (départ des groupes Fmoc protecteurs des fonctions hydrazines), puis lavées au DMF, au méthanol, et séchées sous azote. # Par une fonction hydrazide (fonction dérivée d'hydrazine). Les lames de verre silanisées sont traitées au triphosgène (300 mM) selon le protocole décrit par PATTERSON, J. dans Tetrahedron Letters, 1999,40, 6121-6124, en présence de DIEA (100 mM) et dans le dichlorométhane, pendant 1 heure à température ambiante et avec sonication. Ce traitement permet de fonctionnaliser la surface des lames de verre par des groupements isocyanates (-N=C=O). Les lames sont lavées au dichlorométhane. Elles sont alors traitées par le Fmoc-NHNH2 (lOOmM) dans le dichlorométhane, pendant 2 heures à température ambiante et avec sonication. Elles sont ensuite lavées au dichlorométhane, au DMF, puis traitées par de la pipéridine à 20% en volume dans le DMF pendant 5 minutes. Après des lavages successifs au DMF et au méthanol, elles sont séchées sous azote. # Par une fonction hydroxylamine. Les lames de verre silanisées sont traitées par l'acide Fmocaminoxyacétique de formule Fmoc-NH-O-CH2-COOH (SENN CHEMICALS ; 100 mM) en présence de BOP (100 mM) et de DIEA (200 mM) dans le DMF, pendant 1 heure. Elles sont lavées au DMF et traitées, pendant 5 minutes, par de la pipéridine à 20% en volume dans le DMF (départ des groupes Fmoc protecteurs des fonctions hydroxylamines). Elles sont ensuite lavées au DMF, au méthanol et séchées sous azote. # Par une fonction ss-aminothiol. Les lames de verre silanisées sont traitées, en présence de BOP (100 mM), de DIEA (200 mM) et dans le DMF, pendant 1 heure, par l'acide Fmoc-Cys (StBu)-OH (acide de formule Fmoc-NH-CH(CH2SStBu)-COOH, correspondant à l'acide a-amino-p-mercaptopropionique dont les fonctions thiol et amine sont respectivement protégées par des groupes StBu et Fmoc ; NOVABIOCHEM, 100 mM). Après un lavage au DMF, elles sont traitées avec de la pipéridine à 20% dans le DMF pendant 5 minutes (départ des groupes Fmoc protecteurs des fonctions amines). Elles sont ensuite lavées au DMF, au méthanol, et traitées avec une solution aqueuse de chlorhydrate de tris-(carboxyéthyl)phosphine (TCEP) 100 mM dans un tampon phosphate de pH 7. 0, pendant 30 minutes (départ des groupes StBu protecteurs des groupes thiols). Elles sont ensuite lavées au DMF, au méthanol et séchées sous azote. EXEMPLE 5 : Dépôt d'ADN modifiés en 5' par une fonction a-oxoaldéhyde sur des lames de verre convenablement fonctionnalisées. a) Cas des lames de verre fonctionnalisées par des fonctions hydrazine, dérivées d'hydrazine ou hydroxylamine (figure 5a). L'ADN modifié en 5' par une fonction a-oxoaldéhyde (produit 15 sur la figure 5a), tel qu'obtenu dans les exemples 2 et 3, est précipité et repris en solution dans un tampon phosphate de pH 6. 0 et est déposé manuellement ou à l'aide d'un robot sur les lames de verre obtenues dans l'exemple 4, fonctionnalisées par des fonctions hydrazine (produit 14 avec T = NH sur la figure 5a), dérivées d'hydrazine (produit 14 avec T = NR) ou hydroxylamine (produit 14 avec T = 0). Le dépôt s'accompagne de l'immobilisation de l'ADN sur la surface par la formation de liaisons hydrazone (dans le cas où la surface porte une fonction hydrazine ou dérivée d'hydrazine, telle qu'un hydrazide) ou oxime (dans le cas où la surface porte une fonction hydroxylamine), comme représenté sur la figure 5a (produit 16). Les lames 16 sont incubées dans une chambre humide pendant une nuit à 37 C. Elles ont lavées à l'eau, puis subissent un traitement de stripping par du phosphate de disodium (Na2HP04; 2,5 mM) et 0,1% en volume de SDS (sel de sodium de l'ester du sulfate de dodécyle) à 95 C et pendant 30 secondes. Après des lavages à l'eau, les lames sont séchées sous flux d'azote et stockées sous atmosphère inerte. b) Cas des lames de verre fonctionnalisées par une fonction -aminothiol (figure 5b). L'ADN modifié en 5' par une fonction a-oxoaldéhyde (produit 15 sur la figure 5b), tel qu'obtenu dans les exemples 2 et 3, est précipité et repris en solution dans un tampon phosphate de pH 6. 0 contenant 1 mM de TCEP (chlorhydrate de tris-(carboxyéthyl)phosphine) et est déposé manuellement ou à l'aide d'un robot sur les lames de verre obtenues dans l'exemple 4, fonctionnalisées par une fonction P-aminothiol (produit 17 sur la figure 5b). L'immobilisation de l'ADN sur la lame de verre s'accompagne de la formation d'une liaison thiazolidine, comme représenté sur la figure 5b. Les lames 18 sont incubées et traitées comme décrit précédemment. Ainsi que cela ressort de ce qui précède, l'invention ne se limite nullement à ceux de ses modes de mise en oeuvre, de réalisation et d'application qui viennent d'être décrits de façon plus explicite ; elle en embrasse au contraire toutes les variantes qui peuvent venir à l'esprit du technicien en la matière, sans s'écarter du cadre, ni de la portée, de la présente invention. En particulier, il est entendu que dans les formules (I) et (II) des produits et des supports selon la présente invention, ainsi que dans le procédé de fixation d'un acide nucléique M sur un support SP selon la présente invention, le support SP peut consister en un polymère arborescent de type polyacrylamide ; dans ce cas de figure, il sera intéressant de fixer, par liaison covalente, des oligonucléotides sur ce polymère arborescent, en utilisant le procédé selon la présente invention. REVENDICATIONS 1 ) Produit de formule (I) : SP[A1(Y1-Z-CO-M)n]m (I) dans laquelle : Z représente un groupement de formule ou un groupement-X-N=CH-, X représentant un groupement -CH2-O-, -CH2-NH- ou-NH-, i est égal à 0 ou à 1, n est compris entre 1 et 16, n étant égal à 1 lorsque i est égal àO, m est supérieur ou égal à 1, SP représente un support, A représente un bras espaceur, Y représente une fonction assurant la liaison entre A et Z, et M représente un acide nucléique lié au groupement-COadjacent par son extrémité 5'. 2 ) Produit selon la revendication 1, caractérisé en ce que n est égal à 1 et en ce que A représente une chaîne carbonée linéaire ou ramifiée comprenant de 2 à 100 atomes de carbone, de préférence de 5 à 50 atomes de carbone, et comprenant éventuellement de 1 à 35 atomes d'oxygène ou d'azote et de 1 à 5 atomes de silicium, de soufre ou de phosphore. 3 ) Produit selon la revendication 1 ou la revendication 2, caractérisé en ce que SP représente un support solide. 4 ) Produit selon la revendication 3, caractérisé en ce que ledit support est sélectionné dans le groupe constitué par le verre, le silicium et les polymères synthétiques. 5 ) Produit selon la revendication 1 ou la revendication 2, caractérisé en ce que ledit support est un support non solide. 6 ) Produit selon la revendication 5, caractérisé en ce que ledit support est un vecteur de transfection. 7 ) Produit selon l'un quelconque des revendications 1 à 4, caractérisé en ce que SP est un support solide, i est égal à 1, n est égal à 1 et M est un ADN, ledit produit constituant une puce à ADN. 8 ) Produit selon l'une quelconque des revendications 1 à 4 et 7, caractérisé en ce que SP représente un support en verre, i est égal à 1, n est égal à 1, A représente un bras espaceur de formule -Si-(CH2)3- et Y représente une fonction amide -NH-CO-. 9 ) Utilisation du produit selon l'une quelconque des revendications 1 à 4, 7 ou 8 comme puce à ADN. 10 ) Procédé de préparation du produit de formule (I) selon l'une quelconque des revendications 1 à 8, caractérisé en ce qu'il comprend la réaction de n x m molécules de formule M-CO-CHO avec un produit de formule SP [ A, ( Y, - B - NH2 )n] m , SP, A, Y, i, n, m et M étant tels que définis dans l'une quelconque des revendications 1 à 8 et B représentant un groupement -CH2-0-, -CH2-NH-, -NH- ou -CH(CH2SH)-. 11 ) Procédé de fixation, par liaison covalente, d'au moins un acide nucléique M sur un support SP, pour l'obtention d'un produit de formule (I) selon l'une quelconque des revendications 1 à 8, caractérisé en ce qu'il comprend les étapes suivantes : i) introduction d'une fonction a-oxoaldéhyde en position 5' dudit acide nucléique, et ii) réaction de l'acide nucléique fonctionnalisé obtenu à l'étape i) avec un support modifié par une fonction sélectionnée dans le groupe constitué par les fonctions hydrazine, dénvées d'hydrazine, hydroxylamine et P-aminothiol. 12 ) Procédé selon la revendication 11, caractérisé en ce que l'introduction d'une fonction a-oxoaldéhyde en position 5' dudit acide nucléique est effectuée par les étapes suivantes : a) introduction d'un groupement sélectionné dans le groupe constitué par l'acide tartrique, la sérine, la thréonine et leurs dérivés en position 5' d'un oligonucléotide, b) hybridation de l'oligonucléotide obtenu à l'étape a) avec ledit acide nucléique, c) élongation dudit oligonucléotide, d) réitération des étapes b) et c) au moins une fois, e) oxydation penodique de l'acide nucléique obtenu à l'étape d), modifié en position 5' par un groupement sélectionné dans le groupe constitué par l'acide tartrique, la sérine, la thréonine et leurs dérivés, et f) isolement d'un acide nucléique modifié en position 5' par une fonction a-oxoaldéhyde. 13 ) Procédé selon la revendication 11, caractérisé en ce que l'introduction d'une fonction a-oxoaldéhyde en position 5' dudit acide nucléique est effectuée par les étapes suivantes : a) introduction d'un groupement sélectionné dans le groupe constitué par l'acide tartrique, la sérine, la thréonine et leurs dérivés en position 5' d'un oligonucléotide, b) oxydation periodique de l'oligonucléotide obtenu à l'étape a), c) hybridation de l'oligonucléotide obtenu à l'étape b), portant une fonction a-oxoaldéhyde en position 5', avec ledit acide nucléique, d) élongation dudit oligonucléotide, e) réitération des étapes c) et d) au moins une fois, et f) isolement d'un acide nucléique modifié en position 5' par une fonction a-oxoaldéhyde. 14 ) Procédé selon la revendication 12 ou la revendication 13, caractérisé en ce que l'introduction d'un groupement sélectionné dans le groupe constitué par l'acide tartrique, la sérine, la thréonine et leurs dérivés en position 5' d'un oligonucléotide est effectuée via une liaison amide. 15 ) Procédé selon la revendication 14, caractérisé en ce que ledit groupement sélectionné dans le groupe constitué par l'acide tartrique, la sérine, la thréonine et leurs dérivés est lié à l'oligonucléotide via un bras espaceur lié, par l'une de ses extrémités, à la position 5' dudit oligonucléotide et portant, à l'autre de ses extrémités, une fonction amine. 16 ) Procédé selon l'une quelconque des revendications 11 à 15, caractérisé en ce que ledit acide nucléique est un ADN. 17 ) Procédé selon la revendication 16, caractérisé en ce que ledit oligonucléotide défini dans la revendication 12 ou dans la revendication 13 est une amorce oligodésoxynucléotidique. 18 ) Procédé selon la revendication 17, caractérisé en ce que ladite amorce est une amorce spécifique. 19 ) Procédé selon la revendication 17, caractérisé en ce que ladite amorce est une amorce universelle. 20 ) Oligonucléotide modifié en position 5' par un groupement sélectionné dans le groupe constitué par l'acide tartrique, la sérine, la thréonine, leurs dérivés et le groupement a-oxoaldéhyde. 21 ) Procédé de préparation d'un oligonucléotide selon la revendication 20, caractérisé en ce qu'il comprend l'étape a) selon la revendication 13 suivie, dans le cas où ledit oligonucléotide est modifié par un groupement a-oxoaldéhyde, de l'étape b) selon la revendication 13. 22 ) ADN modifié en position 5' par un groupement sélectionné dans le groupe constitué par l'acide tartrique, la sérine, la thréonine, leurs dérivés et le groupement a-oxoaldéhyde. 23 ) Procédé de préparation d'un ADN selon la revendication 22, caractérisé en ce qu'il comprend les étapes a) à d) selon la revendication 12 ou, dans le cas où ledit ADN est modifié par un groupement a-oxoaldéhyde, les étapes a) à f) selon la revendication 12 ou la revendication 13. 24 ) Support fonctionnalisé de formule (II) : SP[A1(Y1-B-NH2)n]m (II) dans laquelle SP, A, Y, i, n et m sont tels que définis dans l'une quelconque des revendications 1 à 8 et dans laquelle B est tel que défini dans la revendication 10. 25 ) Procédé de préparation d'un support fonctionnalisé de formule (II) selon la revendication 24, dans lequel i est égal à 1, n est égal à 1 et SP représente un support en verre, caractérisé en ce qu'il comprend les étapes suivantes : - silanisation du support en verre, - greffage, sur ledit support en verre silanisé, d'une fonction sélectionnée dans le groupe constitué par les fonctions hydrazine, dérivées d'hydrazine, hydroxylamine et p-aminothiol. 26 ) Procédé selon la revendication 25, caractérisé en ce que ladite silanisation du support est effectuée à l'aide d'aminopropyl-triméthoxysilane. 27 ) Procédé selon la revendication 25 ou la revendication 26, caractérisé en ce que ledit greffage d'une fonction hydrazine est effectué à l'aide d'acide hydrazinoacétique, ledit greffage d'une fonction dérivée d'hydrazine est effectué à l'aide de triphosgène et d'hydrazine, ledit greffage d'une fonction hydroxylamine est effectué à l'aide d'acide aminoxyacétique et ledit greffage d'une fonction p-aminothiol est effectué à l'aide d'acide a-amino-p-mercaptopropionique. 28 ) Kit de préparation d'une puce à ADN selon la revendication 7, caractérisé en ce qu'il comprend les éléments suivants : - au moins un support fonctionnalisé selon la revendication 24, - une pluralité d'amorces oligodésoxynucléotidiques modifiées en position 5' par un groupement sélectionné dans le groupe constitué par l'acide tartrique, la sérine, la thréonine, leurs dérivés et le groupement a-oxoaldéhyde, - des réactifs et tampons aptes à la mise en oeuvre de réactions d'élongation et/ou d'amplification dudit ADN, et - dans le cas où lesdites amorces oligodésoxynucléotidiques sont modifiées par un groupement sélectionné dans le groupe constitué par l'acide tartrique, la sérine, la thréonine et leurs dérivés, des réactifs aptes à la mise en #uvre d'une réaction d'oxydation periodique.