Brevet FR2800749A1 — publié le 20010511

Procédé de modulation de la sélectivité des nitrilases, nouvelles nitrilases obtenues par ce procédé et leur utilisation La présente invention concerne de nouvelles nitrilases à sélectivité améliorée, le procédé pour les obtenir et l'utilisation desdites nitrilases Les nitrilases Les enzymes catalysant l'hydrolyse de groupements nitriles en acides carboxyliques correspondants et ions ammoniums sont les nitrilases (Faber, Biotransformations in Organic Chemistry, Springer Verlag, Berlin Heidelberg , 1992, ISBN3-540-55762-8). Toutefois, cette bioconversion des groupements nitriles en acides carboxyliques correspondants, dont le bilan final consiste en une hydrolyse des groupements nitriles peut aussi être réalisée en deux étapes, la première étape consistant en la conversion des nitriles en amides correspondants par une nitrile hydratase, la deuxième étape consistant à hydrolyser les amides obtenus en acides carboxyliques correspondants par des amidases. Les nitrilases furent découvertes d'abord chez les plantes (Thimann and Mahadevan, 1964, Arch. Biochem. Biophys. 105.133-141) puis isolées chez de nombreux représentants de la microflore du sol (Kobayashi et Shimizu, 1994, FEMS Microbiology Letters 120 : 217-224) : Pseudomonas, Nocardia, Arthrobacter, Fusarium, Rhodoccocus, Klebsiella, Alcaligenes Plus récemment, des nitrilases ont été caractérisées chez des bactéries thermophiles (Cramp et al., 1997, Microbiology, 143 : 2313-2320). Les nitrilases ont des spécificités de substrat variées mais peuvent être regroupées en trois groupes en fonction de leur spécificité : les nitrilases spécifiques des nitriles aliphatiques, celles spécifiques de nitriles aromatiques ou celles spécifiques d'arylacétonitriles (Kobayashi et al., 1993, Proc Natl. Acad Sci. USA 90 : 247-251 ; Kobayashi et Shimizu, 1994, précité ; Lévy-Schil et al., 1995, Gene 161 : 15-20 ; Layh et al., 1998, J. Mol. Catal B : Enzymatic 5 : 467-474) Les nitrilases ont un intérêt en biocatalyse car de nombreux procédés de synthèse mettent en jeu l'hydrolyse de groupements nitriles (Yamamoto et al, 1991, Appl. Environ. Microb. 57 : 3028-3032 ; Faber, Biotransformations in Organic Chemistry, 2nd edn, Springer-Verlag, Berlin, 1995 ; Lévy-Schil et al., 1995, Gene 161 : 15-20 ; Cowan et al., 1998, Extremophiles 2 : 207-216) : conversion de l'adiponitrile en cyanovalérate ou adipate, synthèse de l'acide nicotinique, de l'acide p-aminobenzoïque, de l'acide tranexamique, hydrolyse énantiosélective de mandelonitrile. En particulier, la nitrilase d'Alcaligenes faecalis ATCC8750 (appelée dans cette demande NitB) et celle de Comamonas testosteroni (appelée dans cette demande NitA) peuvent être utilisées pour accéder à l'hydroxy-analogue de la méthionine (FR9411301, W09609403, FR9613077). Les nitrilases ont des structures primaires qui s'alignent avec des degrés d'identité variables à partir d'environ 30%. Un alignement des séquences de plusiseurs nitrilases fait apparaître la conservation de plusieurs résidus dont un résidu cystéine en position 163 sur la séquence de la nitrilase de NitB. Ce résidu est impliqué dans le mécanisme réactionnel des nitrilases (Kobayashi et al., 1993, Proc. Natl. Acad Sci. USA 90 : 247- 251). Pour la présente invention, la séquence de référence est la séquence NitB, toutes les définitions et indications de positions d'acides aminés particuliers étant faites par rapport à la séquence primaire NitB. La figure 1 en annexe représente un alignement de 14 séquences de nitrilases décrites dans l'état de la technique, alignées par rapport à la séquence NitB comme référence, comprenant les séquences p~Athalia1 à 4 d'Arabidopsis thaliana (N accession SwissProt P32961, P32962, P46010, P46011), p~Tobacco1 et 2 de Nicotiana tabacum (N accession GeneBank D63331, D83078), b~RhodocJ1 de Rhodococcus rhodocrous J1 (N accession GeneBank D11425), b~RrhodocPA3 de Rhodococcus rhodocrous PA34 (N accession GeneBank E09026), b~Gterrae de Gordona terrae (N accession GeneBank: E12616), b~RrhodocK22 de Rhodococcus rhodocrous K22 (N accession GeneBank D12583), b~Kozaenae de Klebsiella ozaenae (N accession SwissProt. P100450), b-CtestosNI1 de Comamonas testosteroni Nl1 ou NitA (N accession GeneBank L32589), et b~Afaecalis d'Alcaligenes faecalrs JM3 ou NitB (N accession SwissProt P20960). La numérotation des acides aminés de la séquence de NitB est donnée sur cette figure (numérotation du bas), de même que la séquence consensus avec sa numérotation (numérotation du haut). Par convention dans cette demande, la numérotation des résidus des autres nitrilases se fait par rapport à ce résidu cystéine et la séquence de la nitrilase NitB comme séquence de référence. Sur la base d'un tel alignement, ou de tout alignement de séquences de nitrilases, il est aisé pour l'homme du métier d'identifier à partir de la définition de l'acide aminé de NitB par sa position et sa nature, la position de l'acide aminé correspondant dans une autre séquence de nitrilase. Le problème de la sélectivité La sélectivité des nitrilases se définit comme le pourcentage de composés ne possédant pas de fonction carboxylique libérés par l'hydrolyse d'un nitrile catalysée par une nitrilase Elle a été relativement peu décrite mais s'observe pour un certain nombre de nitrilases et de substrats. Ainsi, l'hydrolyse du 2-(methoxy)-mandelonitrile en acide 2- (methoxy)-mandelique catalysée par la nitrilase de Peudomonas fluorescens DSM 7155 conduit à la coproduction de 2-(methoxy)-mandelamide (Layh et al., 1998, précité). De même, l'hydrolyse de 2-hydroxy 4-(méthyl thio) butironitrile (HMTBN) catalysé par la nitrilase NitA de Comamonas testosteroni Nl1 (Lévy-Schil et al , 1995, précité) décrite dans les exemples de cette demande est accompagnée de la co-production de 2-hydroxy 4-méthyl thio butiramide (HMTBM). Dans le cas d'un procédé biocatalytique mettant en jeu un tel couple enzyme/substrat, le manque de sélectivité de la nitrilase pour son substrat conduit à une co-production d'amide qui représente une perte de rendement du procédé. Cette perte de rendement peut avoir un impact économique considérable. De plus, ce manque de sélectivité conduit à la présence d'amide contaminant le produit de la réaction. La purification de l'acide carboxylique est alors nécessaire et, là encore, a un impact économique sur le procédé. Le manque de sélectivité d'une nitrilase pour un substrat donné est par conséquent un obstacle au développement d'un procédé biocatalytique mettant en jeu cette nitrilase et ce substrat. La diminution de la sélectivité des enzymes peut également être recherchée si celle-ci s'accompagne d'une augmentation de l'activité catalytique de l'enzyme sur son substrat C'est notamment le cas dans des procédés de décontamination où l'on recherche à dégrader rapidement une molécule toxique avec une enzyme à activité spécifique maximum. Dans ce cas, la nature des produits issus de la réaction catalysée par l'enzyme a peu d'importance relativement à la vitesse de dégradation du substrat Il est donc particulièrement important de pouvoir modifier la sélectivité des nitrilases, tant dans le sens d'une amélioration de cette sélectivité que dans le sens d'une diminution. L'amélioration des enzymes L'évolution dirigée d'une enzyme consiste à adapter une enzyme à une fonction particulière en sélectionnant de manière itérative des variants qui présentent des propriétés améliorées (Arnold et Volkov, 1999, Current Opinion in Chemical Biology 3 : 54-59 ; Kuchner et Arnold, 1997, Tibtech 15 : Ces variants peuvent être créés par plusieurs techniques de mutagenèse sur le gène codant pour l'enzyme étudiée (Skandalis et al., 1997, Chemistry & Biology 4 : 8889-898 , Crameri et al., 1998, Nature 391 : 288-291) : mutagenèse chimique (Singer et Fraenkel-Conrat, 1969, Prog. Nucl Acid Res. Mol. Biol. 9 : 1-29), mutagenèse par PCR en conditions d'erreurs (Leung et al., 1989, Technique 1 :11-15), par PCR combinatoire (Crameri et al., 1998, précité ; Shao et al., 1998, Nucleic Acids Res. 26 : par mutagenèse dirigée (Directed Mutagenesis : A Practical Approach, 1991, Edited by M.J. McPHERSON, IRL PRESS), etc. Dans le cadre d'un processus d'amélioration de l'activité de la nitrilase NitB sur HMTBN (2-amino-4-(méthylthio)butyronitrile), les inventeurs ont constaté qu'une substitution ponctuelle sur NitB dans la région du site actif en position 162, en remplaçant le résidu cystéine par un résidu asparagine, entraînait une altération de la sélectivité de la nitrilase étudiée. A contrario, ils ont constaté qu'en introduisant un résidu cystéine en position 162 sur la séquence de la nitrilase NitA entraînait une amélioration de sa sélectivité sur un autre de ses substrats, l'AMTBN, démontrant ainsi que la position 162 dans la région du site actif des nitrilases est une position clé impliquée la sélectivité desdites nitrilases et que la modification du résidu acide aminé à cette position consistant à remplacer l'acide aminé d'origine par un autre acide aminé entraîne une modulation de la sélectivité des nitrilases La présente invention concerne donc une nitrilase modifiée à sélectivité modulée, caractérisée en ce qu'elle comprend en position 162 un résidu acide aminé différent du résidu acide aminé d'origine. Par nitrilase modifiée, on entend selon l'invention une nitrilase modifiée par rapport à une nitrilase d'origine, la modification consistant à remplacer le résidu acide aminé d'origine en position 162 par un autre acide aminé. Par modulation de la sélectivité, on entend selon l'invention une sélectivité de la nitrilase modifiée différente de la sélectivité de la nitrilase d'origine, en particulier d'au moins 0,5 % par rapport à la nitrilase d'origine, avantageusement d'au moins 1%. De manière avantageuse, le résidu 162 est remplacé par un acide aminé choisi parmi la cystéine, l'alanine, la valine, l'asparagine, la glutamine, l'isoleucine ou la sérine, étant entendu que le résidu 162 de la nitrilase d'origine est différent d'une cystéine, alanine, valine, asparagine, glutamine, isoleucine ou sérine, respectivement. De préférence, le résidu 162 est remplacé par un résidu cystéine. Selon un mode particulier de réalisation de l'invention, la modulation consiste en une amélioration de la sélectivité. Selon un deuxième mode particulier de réalisation de l'invention, la modulation consiste en une diminution de la sélectivité. La nitrilase d'origine non modifiée est choisie parmi les nitrilases d'origine bactérienne, levure, fongique, végétale ou animale. Parmi les ntitrilases d'origine bactérienne, on peut citer notamment les nitrilases suivantes b~RhodocJ1 de Rhodococcus rhodocrous J1 (N accession GeneBank D11425), b~RrhodocPA3 de Rhodococcus rhodocrous PA34 (N accession GeneBank: E09026), b~Gterrae de Gordona terrae (N accession GeneBank: E12616), b~RrhodocK22 de Rhodococcus rhodocrous K22 (N accession GeneBank D12583), b~Kozaenae de Klebsiella ozaenae (N accession SwissProt. P100450), -CtestosNI1 de Comamonas testosteroni Nl1 ou NitA (N accession GeneBank. L32589), et b~Afaecahs d'Alcaligenes faecalis JM3 ou NitB (N accession SwissProt. P20960) Parmi les nitrilases d'origine végétale on peut citer notamment p~Athalia1 à 4 d'Arabidopsis thaliana (N accession SwissProt P32961, P32962, P46010, P46011), p~Tobacco1 et 2 de Nicotiana tabacum (N accession GeneBank: D63331, D83078). Parmi les nitrilases d'autres origines on peut citer notamment celles Saccharomyces cerevisiae (N d'accession Swiss-Prot P40447 et P4044), de Caenorhabditis elegans (N d'accession GeneBank AF069986), de Drosophila melanogaster (GeneBank AF069989), d'Homo sapiens (N d'accession GeneBank AF069987), de Mus musculus (N d'accession GeneBank AF069988). Selon un autre mode de réalisation de l'invention la nitrilase d'origine est une nitrilase obtenue par criblage de banques d'ADN, notamment ADNc ou ADN génomique de différentes sources, notamment de banques d'ADN obtenues par recombinaisons et mutations aléatoires de nitrilases, par évolution moléculaire dirigée ou par criblage d'une banque d'ADN du sol ou d'autres biotopes La présente invention concerne également une séquence d'acide nucléique, en particulier une séquence d'ADN codant pour une nitrilase modifiée ci-dessus. Selon un premier mode de réalisation de l'invention, la séquence d'acide nucléique selon l'invention est constituée par la séquence d'acide nucléique de la nitrilase d'origine, pour laquelle le codon du résidu d'origine en position 162 a été remplacé par un codon codant pour un résidu différent du résidu d'origine, en particulier les codons codant pour les résidus alanine, valine, asparagine, glutamine, isoleucine ou sérine. La modification des codons de la séquence d'origine peut être effectuée par tout moyen connu de l'homme du métier d'amélioration des enzymes définis auparavant, en particulier par mutagenèse dirigée. La présente invention concerne également un gène chimère ou cassette d'expression, comprenant dans le sens de la transcription une séquence de régulation promotrice fonctionnelle dans un organisme hôte, la séquence d'acide nucléique codant pour une nitrilase modifiée selon l'invention et une séquence de régulation terminatrice fonctionnelle dans le même organisme hôte. L'organisme hôte comprend tout organisme eucaryote ou procaryote, différencié ou indiférencié, en particulier les bactéries, les levures, les champignons, les cellules végétales et les plantes Il s'agit en particulier de bactéries, par exemple E. coli, de levures, en particulier des genres Saccharomyces , Kluyveromyces ou Pichia, de champignons, en particulier des genres Aspergillus ou Penicilium, d'un baculovirus, ou encore des cellules végétales et des plantes Par "cellule végétale", on entend selon l'invention toute cellule issue d'une plante et pouvant constituer des tissus indifférenciés tels que des cals, des tissus différenciés tels que des embryons, des parties de plantes, des plantes ou des semences. On entend par "plante" selon l'invention, tout organisme multicellulaire différencié capable de photosynthèse, en particulier monocotylédones ou dicotylédones, plus particulièrement des plantes de culture destinées ou non à l'alimentation animale ou humaine, comme le maïs, le blé, le colza, le soja, le riz, la canne à sucre, la betterave, le tabac, le coton, etc. Les éléments de régulation promotrice et terminatrice sont bien connus de l'homme du métier en fonction des organismes hôtes Comme séquence de régulation promotrice dans les bactéries, on peut employer toute séquence de régulation promotrice d'un gène s'exprimant naturellement dans les bactéries, par exemple le promoteur de l'opéron tryptophane d'E. coli (Denèfle et al., 1987, Gene 56: 61-70). Comme séquence de régulation promotrice dans les levures, on peut employer toute séquence de régulation promotrice d'un gène s'exprimant naturellement dans les levures, par exemple le promoteur du gène Mfa1 de S cerevisiae, ou du gène de lactase de Kluyveromyces lactis (van den Berg et al., 1990, BiolTechnology 8 : 135-139) Comme séquence de régulation promotrice dans les champignons, on peut employer toute séquence de régulation promotrice d'un gène s'exprimant naturellement dans les champignons, par exemple la séquence promotrice du gène de la phophatase acide de Penicillium chrysogenum (Graessle et al., 1997, Appl. Environ. Mocrobiol. 63 :753-756) ou la séquence promotrice du gène de l'alcool deshydrogénase # d'Aspergillus nidulans (Gwyne et al., 1989, Biochem. Soc. Trans. 17 : 338-340). Comme séquence de régulation promotrice dans les cellules végétales et les plantes, on peut utiliser toute séquence promotrice d'un gène s'exprimant naturellement dans les plantes en particulier un promoteur d'origine bactérienne, virale ou végétale tel que, par exemple, celui d'un gène de la petite sous-unité de ribulose- biscarboxylase/oxygénase (RuBisCO), un promoteur d'histone (EP 0 507 698) ou un promoteur d'actine de riz, ou d'un gène de virus de plante tel que, par exemple, celui de la mosaïque du choux fleur (CAMV 19S ou 35S), ou un promoteur inductible par les pathogènes comme le PR-la du tabac, tout promoteur convenable connu pouvant être utilisé. Comme séquence de régulation terminatrice dans les bactéries, on peut employer toute séquence de régulation terminatrice d'un gène s'exprimant naturellement dans les bactéries, par exemple la séquence de régulation terminatrice de l'opéron des ARN ribosomaux d'E. coli (Denèfle et al., 1987, Gene 56 : 61-70). Comme séquence de régulation terminatrice dans les levures, on peut employer toute séquence de régulation terminatrice d'un gène s'exprimant naturellement dans les levures, par exemple le terminateur de la phosphoglycérate kinase (PGK) de S. cerevisiae, ou le terminateur de la lactase Kluyveromyces lactis (van den Berg et al., 1990, Bio/Technology 8: 135-139). Comme séquence de régulation terminatrice dans les champignons, on peut employer toute séquence de régulation terminatrice d'un gène s'exprimant naturellement dans les champignons, par exemple la séquence de régulation terminatrice du gène de la pyruvate kinase de Trichoderma reesei (Schindler et al., 1993, Gene 130 271-275). Comme séquence de régulation terminatrice dans les cellules végétales ou les plantes, on peut utiliser toute séquence de régulation terminatrice d'un gène s'exprimant naturellement dans les plantes, par exemple le terminateur d'un gène d'origine bactérienne, comme par exemple le terminateur nos d'Agrobacterium tumefaciens, d'origine virale, comme par exemple le terminateur du CaMV 35S, ou encore d'origine végétale, comme par exemple un terminateur d'histone (EP 0 633 317). La présente invention concerne également un organisme hôte transformé comprenant un gène chimère tel que défini ci-dessus, notamment un organisme hôte défini ci-dessus dans le génome duquel le gène chimère selon l'invention a été intégré de manière stable La présente invention concerne également un procédé de production de nitrilases modifiées à sélectivité améliorée définies ci-dessus, ledit procédé consistant à cultiver l'organisme hôte transformé selon l'invention, et le cas échéant à isoler la nitrilase modifiée, en mélange ou sous une forme purifiée La présente invention concerne également l'utilisation d'une nitrilase modifiée selon l'invention dans une réaction de biocatalyse dans un procédé de synthèse ou de dégradation de composés chimiques. La présente invention concerne enfin un procédé de modulation de la sélectivité des nitrilases, ledit procédé comprenant dans une nitrilase d'origine le remplacement du résidu 162 par un résidu acide aminé différent du résidu acide aminé d'origine. De manière avantageuse, le remplacement du résidu 162 est obtenu en introduisant dans la séquence d'acide nucléique codant pour la nitrilase d'origine non modifiée un codon codant pour un résidu à la position 162 différent du codon codant pour le résidu de la nitrilase d'origine. De préférence, la nitrilase obtenue par ledit procédé de modulation est une nitrilase telle que définie précédemment. Les exemples ci-après permettent d'illustrer la présente invention, sans chercher à en limiter la portée. Matériel et méthodes La mesure de l'activité nitrilase sur le 2-hydroxy 4-(méthyl thio) butinonitrile est réalisée comme suit : Un échantillon de culture de densité optique à 660 nm (DO660) connue est prélevé et lavé dans du tampon phosphate 100 mM pH 7,0. En estimant le poids sec de l'échantillon d'après la DO660 (une unité DO660 correspond à un poids sec de 0,35 mg de Cellules Sèches /ml) environ 1 mg de CS est repris dans 1 ml de tampon phosphate 100 mM pH 7,0 et incubé dans un tube fermé de 2 ml à 35 C pendant 10 minutes La cinétique est démarrée en ajoutant 17 l de la solution d'HMTBN à 78% pour atteindre la concentration de 100 mM dans le mélange réactionnel au début de l'essai. La réaction est incubée à 35 C sous agitation. Toutes les 15 minutes, un échantillon de 100 l de la suspension est retiré et mélangé à 900 l de H3P04 100 mM pH2,5 pour arrêter la réaction Après centrifugation, le surnageant est analysé par HPLC comme décrit cidessous. L'éluant est composé d'acétonitrile de qualité HPLC dilué dans de l' H3P04 50 mM (0,9 litre d'H3PO4 50 mM mélangés à 0,1 litre d'acetonitrile). Cet éluant, filtré et dégazé, percole la colonne avec un débit de 1 ml/min et une pression de 140 bar. La colonne utilisée est une colonne de Nucleosil 5 m C18 de 250 mm de longueur et 4,6 mm de diamètre (INTERCHIM. Ref. N5CC18-25F). Le volume injecté est de 5 l et la détection est réalisée par lecture de l'absorbance à une longueur d'onde de 215 nm. Dans ces conditions, les pics d'HMTBM, d'HMTBS (acide 2-hydroxy 4-(methyl thio) butanoïque) et d'HMTBN (2-amino-4(méthylthio)butanamide) ont des temps de rétention respectifs de 9 min, 11 min et 15,8 min. Les quantités d'HMTBN, l'HMTBM et l'HMTBS sont déduites de la mesure de la surface des pics et de la comparaison à la surface des pics d'un mélange d'étalonnage de composition connue. La mesure de l'activité nitrilase sur le 2-amino 4-(méthyl thio) butinonitrile est réalisée comme suit Un culot cellulaire (entre 0,4 et 20 mg de CS) est resuspendu dans du tampon borate 200 mM pH 9,2 et incubé dans un tube fermé de 2 ml à 30 C pendant 10 minutes. La cinétique est démarrée en ajoutant une solution d'AMTBN afin d'obtenir une concentration final de 50 mM dans le mélange réactionnel au début de l'essai La réaction est incubée à 30 C sous agitation. Toutes les 15 minutes, un échantillon de 50 NI de la suspension est retiré et mélangé à 950 l de l'éluant d'HPLC (voir composition cidessous) pour arrêter la réaction. Après centrifugation, le surnageant est analysé par HPLC comme décrit ci-dessous. L'éluant est composé de 1% d'acétonitrile de qualité HPLC dilué dans une solution d' H3P04 à 0,5% dans l'eau Cet éluant, filtré et dégazé, percole la colonne avec un débit de 1 ml/min. La colonne utilisée est une colonne de Nucleosil 5 m C18 de 250 mm de longueur et 4,6 mm de diamètre (INTERCHIM. Ref N5CC18-25F) maintenue à une température de 40 C. Le volume injecté est de 20 l et la détection est réalisée par lecture de l'absorbance à une longueur d'onde de 210 nm Dans ces conditions, les pics d'AMTBM, d'AMTBS (acide 2-amino 4-(methyl thio) butanoïque) et d'AMTBN ont des temps de rétention respectifs de 4,0 min, 4,5 min et 5,0 min. Les quantités d'AMTBN, l'AMTBM et l'AMTBS sont déduites de la mesure de la surface des pics et de la comparaison à la surface des pics d'un mélange d'étalonnage de composition connue. Les autres techniques mises en oeuvre sont des techniques classiques de biologie moléculaire et de microbiologie, connues de l'homme de l'art et décrites par exemple par Ausubel et al., 1987 (Current Protocols in Molecular Biology, John Willey and Sons, New York), Maniatis et al., 1982, (Molecular Cloning : a laboratory manual Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Sring Harbor, New York), Coligan et al., 1997 (Current Protocols in Protein Science, John Wiley & Sons, Inc). Exemples Exemple 1: Construction des plasmides d'expression pBCAT29 et pBCAT41. La figure 2 représente la carte du plasmide pRPA-BCAT41. Les sites entre parenthèse sont des sites qui ont été éliminés lors des clonages. Ptrp : promoteur tryptophane ; nitB gène de la nitrilase ; TrrnB : terminateurs de transcription ; fin ROP : fin du gène codant pour la protéine ROP (Chambers et al , 1988, Gene 68 : 139-149) ; ORI : origine de réplication ; RNAI/II ARN impliqués dans la réplication ( Chambers et al., précité); Tc : gène de resistance à la tétracycline Le fragment de 1,27 kb contant le promoteur Ptrp, le site de fixation du ribosome du gène cil du phage # (RBScll) et le gène de la nitrilase d'Alcaligenes faecalis ATCC8750 (nitB) a été extrait du plasmide pRPA6BCAT6 (Demande FR 96/13077) à l'aide des enzymes de restriction EcoRI et Xbal pour être cloné dans le vecteur pXL642 (décrit dans la demande CIP N 08/194,588) ouvert par les mêmes enzymes de restriction. Le plasmide résultant, pRPA-BCAT15 a été ouvert par les enzymes Stul et Bsml et le fragment de 4,3 kb a été ligaturé avec le fragment Stul-Bsml de 136 bp purifié de pRPABCAT4 (Demande FR 96/13077) pour conduire au plasmide pRPA-BCAT19. Le séquençage partiel de pRPA-BCAT19 a confirmé le remplacement du codon du résidu Asp279 de la nitrilase par le codon d'un résidu Asn279. Le fragment de 1,2 kb EcoRl- Xbal de pRPA-BCAT19 contenant la fusion Ptrp: .RBScll : :nitB a été ensuite clone dans le vecteur pRPA-BCAT28 ouvert par les mêmes enzymes pour conduire au plasmide pRPA-BCAT29 de 6,2 kb. Le vecteur pRPA-BCAT28 a été obtenu en ligaturant le fragment de 3,9 kb Sspl-Scal de pXL642 (demande CIP N 08/194,588) avec le fragment de 2,1 kb Smal de pHP45QTc (Fellay et al., 1987, Gene 52 : 147-154) afin de remplacer le marqueur de resistance à l'ampicilline par le marqueur de resistance à la tétracycline. En détruisant le site Ndel proche de l'origine de réplication du plasmide pRPA-BCAT29 par digestion partielle Ndel et action de la Polymérase 1 d'E. coli (Fragment de Klenow), le plasmide pRPA-BCAT41 a été obtenu dont une carte est représentée sur la figure 1. En éliminant du plasmide pRPA-BCAT41 le fragment Xcm1 de 0,55 bp par digestion Xcm1 et ligation, le plasmide pRPA-BCAT72 a été obtenu. Exemple 2 : Remplacement de la cystéine162 de NitB par une asparagine Le codon de la cystéine 162 du gène nitB a été modifié par mutagenèse dirigée en utilisant les amorces NitB162 (CGCGTCGGTGCCCTGMASTGCTGGGAGC où M = A/C S = G/C) et SR (CGGCAATGATCAGGCCTTCGGC). Un fragment interne de 361 bp a été amplifié par réaction de PCR en utilisant les amorces NitB162 et SR, la matrice pRPA-BCAT41, la polymérase Pwo (Boehringer) et le programme d'incubation suivant : 5 min à 95 C, cinq cycles (une minute à 95 C, 1 min à 58 C, 1' à 72 C), 35 cycles (45 secondes à 95 C, 30 secondes à 58 C, 30 secondes à 72 C), 5 min à 72 C Après purification du fragment amplifié par migration sur gel d'agarose, extraction du fragment à l'aide du kit QiaEx (Quiagen), l'ADN a été incubé en présence des enzymes restriction Stul et Banl (New England Biolabs) à 37 C pendant 16h dans un tampon recommandé par le fournisseur. Un autre fragment interne de 498 bp a été amplifié de façon analogue à l'aide des amorces PCRAF1 (décrite dans la demande FR96/13072) et NitB1 (GCAGCACAGGGCACCGACGC) Après purification du fragment amplifié par migration sur gel d'agarose, extraction du fragment à l'aide du kit QiaEx (Quiagen), l'ADN a été incubé en présence des enzymes de restriction Ndel et Banl (New England Biolabs) à 37 C pendant 16h dans un tampon recommandé par le fournisseur. Le vecteur pRPA-BCAT72 a été ouvert par les enzymes Ndel et Stul et le fragment de 5,43 kp a été purifié sur gel d'agarose et extrait à l'aide du kit QiaEx Les trois fragments décrits ci-dessus ont alors été ligaturés et le mélange de ligation a été introduit par éléctroporation dans la souche d'E. coli DH5alpha Les clones obtenus ont été analysés par restriction avec les enzymes EcoRI et Xbal afin de sélectionner des plasmides présentant un insert de 1,26 kb. Après séquençage de la région englobant le codon 162 du gène de la nitrilase, 2 plasmides porteurs du codon recherché (AAC au lieu de TGC) ont été retenus et appelés pRPA-BCAT75 Ces plasmides ont été introduits dans la souche d'E. coli RPA-BIOCAT496 pour donner les souches RPA-BIOCAT526 et 527 La souche RPA-BIOCAT496 correspond à la souche W (ATCC9637) dans laquelle le plasmide pRPA-BCAT34 a été préalablement introduit. Le plasmide pRPA-BCAT34 correspond au plasmide pXL2035 (Lévy-Schil et al., 1995, Gene 161 : 15-20) dans lequel a été cloné entre les sites EcoRI et Notl un fragment de 475 bp porteur du gène trpR codant pour le régulateur du promoteur Ptrp Ce fragment a été extrait du plasmide pRPA-BCAT30, construit par clonage dans le vecteur pSL301 (Brosius, 1989, DNA 8 : 759-777) d'un fragment Aatll-Stul de 434 bp porteur du gène trpR et de son promoteur extrait du plasmide pRPG9 (Gunsalus et Yanofsky, 1980, Proc. Natl Acad. Sci. USA 77 7117-7121). Exemple 3 :Influence de la cystéine 162 de NitB sur la sélectivité de la nitrilase lors de l'hydrolyse de l'HMTBN Les souches RPA-BIOCAT526, RPA-BIOCAT527 et RPA-BIOCAT 497 (correspondant à la souche RPA-BIOCAT496 dans laquelle le plasmide pRPA-BCAT41 a préalablement été introduit) ont été cultivées dans les conditions décrites dans l'exemple 5 de la demande FR96/13072 avec les modifications suivantes : préculture de 8h, ensemencement au 1:50 dans du milieu M9 glucose contenant 0,4% de casaminoacides, 12 g/ml de tetracycline et 50 g/ml de kanamycine L'activité nitrilasique sur HMTBN a été mesurée sur un culot cellulaire lavé dans du tampon phosphate de potassium 100 mM pH 7 comme décrit ci-dessus, en engageant 1 mg de CS dans un volume réactionnel de 1 ml. La sélectivité des souches a été mesurée après 2 heures d'hydrolyse en rapportant la surface du pic d'amide formé à la somme des surfaces des pics d'amide et d'acide formés. Elle est exprimée en pourcentage Les résultats sont présentés dans le tableau 1 . Tableau 1 : Sélectivité des souches 526,527 et 497 RPA-BIOCAT Activité Sélectivité (I-Imole/h.mgCS1) 497 65 0,04 % 526 76 0,2 % 527 65 0,2 % @ 1 mg CS poids en cellules cellules sèches estimé d'après la densité optique de l'echantillon à 660 nm OD660 (mg CS = OD660 x 0. 35) Ces résultats montrent que la substitution de la cystéine 162 par une asparagine altère la sélectivité de NitB pour l'hydrolyse de l'HMTBN Exemple 4 : Remplacement de la glutamine 162 de NitA par une cystéine Le codon de la glutamine 162 de la nitrilase NitA a été modifié en un codon cystéine par mutagenèse dirigée à l'aide du kit QuickChangeTM site-directed mutagenesis (Stratagene). Les amorces NitA163 (GCATGTTCCCAGCAGCAGAGTCCCCCAAGATTCC) et NitA162 (GGAATCTTGGGGGACTCTGCTGCTGGGAACATGC) ont été utilisées dans les conditions préconisées par le fournisseur sur de l'ADN du plasmide pXL2158 (Lévy-Schil étal, 1995, Gene 161 : 15-20). Le programme d'incubation de la réaction de PCR comprenait 30 secondes à 95 C et 16 cycles de 30 secondes à 95 C - 1 min à 55 C - 12 minutes à 68 C. Après digestion de l'ADN par Dpnl et transformation d'E. coli XL1-Blue par 1 l du mélange réactionnel, les clones obtenus ont été analysés par profil de restriction plasmidique à l'aide de l'enzyme Bpml. La mutation introduite altérant un site de restriction Bpm1, cinq clones ayant perdu un des 3 sites Bpml ont été sélectionnés. Les plasmides qu'ils contenaient ont été introduits séparément dans la souche RPA-BIOCAT496 pour donner les souches RPA-BIOCAT570 à RPA-BIOCAT574. Exemple 5 : Amélioration de la sélectivité de NitA C162 pour l'hydrolyse de l' HMTBN après subsitution par une cystéine en position 162 Le plasmide pXL2158 a été introduit dans la souche RPA-BIOCAT496 pour donner la souche RPA-BIOCAT575. Les souches RPA-BIOCAT570 à RPA-BIOCAT575 ont été cultivées dans les conditions d'expression décrites ci-dessus en remplaçant la tétracycline par de l'ampicilline à 100 g/ml. L'activité nitrilasique de ces souches a été dosée comme décrit ci-dessus, en engageant 5 mg de cellules (en poids sec estimé d'après la OD660 ) dans un volume réactionnel de 1 ml et pendant 1 heure. La sélectivité est mesurée en calculant le rapport de la surface du pic correspondant à l'amide à la surface du pic correspondant à l'acide. Elle est exprimée en pourcentage Le tableau 2 regroupe les résultats. Tableau 2 : Sélectivité des souches RPA-BIOCAT570 à 575 sur HMTBN RPA-BIOCAT Activité Sélectivité (mmole/h g CS) 575 135 17 % 570 8 4,3 571 8 4,3 572 4 4, 5 573 7 4,4 574 4 4,5 Ces résultats montrent que la substitution de la glutamine 162 de NitA par une cystéine permet un gain de sélectivité d'un facteur 4 pour l'hydrolyse de l'HMTBN. Exemple 6: Amélioration de la sélectivité de NitA pour l'hydrolyse de l'AMTBN après subsitution par une cystéine en position 162 Les souches RPA-BIOCAT570 et RPA-BIOCAT575 ont été cultivées dans les conditions d'expression décrites ci-dessus. L'activité nitrilasique de ces souches a été dosée en utilisant comme substrat le 2-amino 4 (méthyl thio) butanenitrile ou AMTBN (C5H10N2S) à raison de 50 mM dans du tampon borate pH 9,2. Dans un volume réactionnel de 1 ml, l'équivalent de 10 mg de cellules (exprimés en poids sec) de RPABIOCAT570 et de 0,4 mg mg de cellules (exprimés en poids sec) de RPA-BIOCAT575 ont été engagés à 30 C pendant 24 h La production d'AMTBS et d'AMTBA ont été mesurées par HPLC comme décrit ci-dessus et la sélectivité calculée de la façon analogue. Les résultats sont présentés dans le tableau 3. Tableau 3 . Sélectivité des souches RPA-BIOCAT570 et 575 sur AMTBN RPA-BIOCAT Numéro Essai Activité TT2 à 24 h Sélectivité (mmol/h g CS)' 575 1 43 98 6,3 575 2 50 100 5,6 570 3 1,5 100 1,0 570 2 2,7 97 0,6 ' Activité mesurée après 30 minutes d'hydrolyse 2 TT : (quantité d'AMTBN initiale - quantité d'AMTBN à 24h) / quantité d'AMTBN initiale Ces résultats montrent la substitution de la glutamine 162 de NitA par une cystéine permet un gain de sélectivité d'un facteur 4 sur un autre substrat que l'HMTBN, en l'occurrence l'AMTBN. Exemple 8:Autre substitution en position 162 sur NitB et perte de sélectivité sur HMTBN Par séquençage de la région englobant le codon 162 du gène nitB hebergé par les clones issus de la mutagenèse décrite dans l'exemple 2, il a été possible d'identifier des clones porteurs du codon CAG au lieu de TGC en position 162. Les plasmides correspondants ont été appelés pRPA-BCAT78 et portent un insert nitB codant pour une nitrilase NitB Q162 dont la cystéine 162 est substituée par une glutamine. Ces plasmides ont été introduits dans la souche d'E. coli RPA-BIOCAT496 pour donner les souches RPA-BIOCAT530 et 531. Les souches RPA-BIOCAT530, RPA-BIOCAT531 et RPABIOCAT 497 ont été cultivées dans les conditions décrites dans l'exemple 3 L'activité nitrilasique sur HMTBN a été mesurée sur un culot cellulaire lavé dans du tampon phosphate de potassium 100 mM pH 7 comme décrit dans l'exemple 4 de la demande FR96/13072, en engageant 1 mg de CS dans un volume réactionnel de 1 ml. La sélectivité des souches a été mesurée après 2 heures d'hydrolyse en rapportant la quantité molaire d'amide formé à la somme des quantités molaires d'amide et d'acide formés Elle est exprimée en pourcentage. Les résultats sont présentés dans le tableau 5. Tableau 5 : Sélectivité des souches 530,531 et 497 RPA-BIOCAT Activité Sélectivité (tjmote/h.mgCS) 497 65 0,04 % 530 18 0,2% 531 22 0,2 % 1 mg CS : poids en cellules cellules sèches estimé d'après la densité optique de l'echantillon à 660 nm OD660 (mg CS = OD660 x 0.35) Ces résultats montrent que la substitution de la cystéine 162 par une glutamine altère la sélectivité de NitB pour l'hydrolyse de l'HMTBN. Revendications 1. Nitrilase modifiée à sélectivité modulée, caractérisée en ce qu'elle comprend en position 162 un résidu acide aminé différent du résidu acide aminé d'origine. 2. Nitrilase modifiée selon la revendication 1, caractérisée en ce que la sélectivité modulée diffère de la sélectivité de la nitrilase d'au moins 0,5 %, avantageusement d'au moins 1 %. 3. Nitrilase modifiée selon l'une des revendications 1 ou 2, caractérisée en ce que le résidu 162 est remplacé par un acide aminé choisi parmi la cystéine, l'alanine, la valine, l'asparagine, la glutamine, l'isoleucine ou la sérine, étant entendu que le résidu 162 de la nitrilase d'origine est différent d'une cystéine, alanine, valine, asparagine, glutamine, isoleucine ou sérine, respectivement. 4. Nitrilase modifiée selon la revendication 3, caractérisée en ce que le résidu 162 est remplacé par un résidu cystéine 5. Nitrilase modifiée selon l'une des revendications 1 à 4, caractérisée en ce que la modulation consiste en une amélioration de la sélectivité. 6. Nitrilase modifiée selon l'une des revendications 1 à 4, caractérisée en ce que la modulation consiste en une diminution de la sélectivité. 7. Nitrilase modifiée selon l'une des revendications 1 à 6, caractérisée en ce que la nitrilase d'origine non modifiée est choisie parmi les nitrilases d'origine bactérienne, levure, fongique, végétale ou animale. 8. Nitrilase modifiée selon l'une des revendications 1 à 7, caractérisée en ce que la nitrilase d'origine est une nitrilase obtenue par criblage de banques d'ADN. 9. Séquence d'acide nucléique, en particulier une séquence d'ADN codant pour une nitrilase modifiée selon l'une des revendications 1 à 8. 10. Séquence d'acide nucléique selon la revendication 9, caractérisée en ce qu'elle est constituée par la séquence d'acide nucléique codant pour la nitrilase d'origine, pour laquelle le codon du résidu d'origine en position 162 a été remplacé par un codon codant pour un résidu différent du résidu d'origine. 11. Gène chimère ou cassette d'expression, caractérisé en ce qu'il comprend dans le sens de la transcription une séquence de régulation promotrice fonctionnelle dans un organisme hôte, la séquence d'acide nucléique codant pour une nitrilase modifiée selon l'une des revendications 9 ou 10 et une séquence de régulation terminatrice fonctionnelle dans le même organisme hôte. 12. Organisme hôte transformé, caractérisé en ce qu'il comprend un gène chimère selon la revendication 11intégré de manière stable dans son génome. 13. Organisme hôte selon la revendication 12, caractérisé en ce qu'il est choisi parmi les bactéries, les levures, les champignons, les cellules végétales et les plantes. 14. Procédé de production de nitrilases modifiées à sélectivité améliorée définies selon l'une des revendications 1 à 8, caractérisé en ce qu'il consiste à cultiver un organisme hôte transformé selon l'une des revendications 12 ou 13, et le cas échéant à isoler la nitrilase modifiée, en mélange ou sous une forme purifiée. 15. Utilisation d'une nitrilase modifiée selon l'une des revendications 1 à 8 dans une réaction de biocatalyse dans un procédé de synthèse ou de dégradation de composés chimiques 16. Procédé de modulation de la sélectivité des nitrilases, caractérisé en ce qu'il consiste à remplacer dans une nitrilase d'origine le résidu 162 par un résidu acide aminé différent du résidu acide aminé d'origine. 17. Procédé selon la revendication 16, caractérisé en ce que la nitrilase est définie selon l'une des revendications 2 à 8.