Brevet FR2808285A1 — publié le 20011102

La présente invention concerne un procédé d'obtention de plantes présentant une résistance accrue à un stress hydrique. Dans les régions tempérées, des périodes de faible pluviométrie, d'intensités variables et imprévisibles sont cause d'une baisse de productivité notable chez les plantes en culture. Le déficit hydrique peut affecter sévèrement la croissance et la reproduction des plantes. Différentes stratégies faisant appel à des mécanismes physiologiques (réduction de la croissance des parties aériennes, fermeture des stomates) et/ou cellulaires (ajustement osmotique) peuvent leur permettre d'échapper à ce stress hydrique, tout au moins de le tolérer. Ces mécanismes, au moins en partie contrôlés par l'ABA (acide abscissique), phytohormone dont la concentration augmente dans les plantes soumises à un stress hydrique (Zeevaart and Creelman, 1988), impliquent de nombreuses protéines de fonctions putatives différentes : protéines de type canaux membranaires, ou exprimées en réponse à des dommages causés à la cellule (protéases, inhibiteurs de protéases) ou encore des protéines dont les fonctions ne sont pas directement liées au stress mais qui sont exprimées à des niveaux plus élevés en condition de stress hydrique ou salin (enzymes de la glycolyse, de la synthèse de la méthionine). La réponse du végétal dépend par ailleurs de paramètres environnementaux (type de contrainte, intensité, durée) et génétiques (espèce et génotype), rendant difficile la détermination du rôle de ces protéines dans les mécanismes de tolérance à la sécheresse. Il existe donc un réel besoin de mettre en évidence la fonction de gènes candidats dans les mécanismes de tolérance au stress hydrique pour leur utilisation en transgénèse visant l'obtention de plantes présentant une meilleure tolérance au stress hydrique. Ceci est particulièrement important pour les espèces de grande culture, comme le maïs par exemple, qui atteint un niveau de sensibilité maximale à la sécheresse 15 jours avant et 15 jours après la floraison de la plante Guillet-août en Europe), période pendant laquelle la plante absorberait 45% du total de ses besoins. Une première étude réalisée par Riccardi et al. (1998) sur une lignée de maïs désignée lo (Iodent) a mis en évidence une vingtaine de protéines dont l'expression est significativement augmentée en réponse à un stress hydrique, et pour lesquelles des fonctions putatives ont été proposées. Une de ces protéines, mise en évidence dans la lignée lo utilisée par Riccardi et al, (1998) mais pas dans la lignée F2, présente des homologies avec une protéine ASR1 ("ABA-water stress-ripening-induced protein") de tomate, qui est induite par l'ABA, le stress hydrique et le mûrissement du fruit, mais dont la fonction est encore inconnue (lusem et al., 1993). D'autres gènes montrant des homologies avec l'ASR de tomate ont été identifiés notamment chez la pomme de terre (Silhavy et al., 1995), le citron (Canel et al., 1995), le riz (Thomas et al., 1999) mais aucune fonction n'a été clairement démontrée pour les protéines codées par ces gènes. Une étude QTL ("Quantitative Trait loci") a permis de cartographier le gène Asr1 dans une région contenant à la fois le locus contrôlant la quantité d'ASR1 et des QTLs de sénescence foliaire et protandrie (De Vienne et al., 1999). Les auteurs de la présente invention ont maintenant mis en évidence le rôle d'une protéine ASR recombinante dans la réponse directe d'une plante à un stress hydrique pour l'utilisation de la transgénèse. En effet, ils sont parvenus à mettre au point un procédé d'obtention d'une plante présentant une quantité modifiée de protéine ASR, lui conférant une meilleure résistance au stress hydrique par rapport à une plante non transformée. L'invention a donc pour objet un procédé d'obtention d'une plante contenant une quantité modifiée de protéine ASR, lui conférant une meilleure résistance au stress hydrique par rapport à une plante non transformée, comprenant les étapes consistant à : transformer au moins une cellule de plante avec un vecteur, contenant une cassette d'expression comprenant une séquence nucléotidique codant pour une protéine ASR ou bloquant l'expression d'une protéine ASR ; cultiver la cellule ainsi transformée de manière à générer une plante contenant dans son génome ladite cassette d'expression. Par "protéine ASR", on entend une protéine exprimée naturellement par une plante en réponse à un stress hydrique, ayant une séquence d'acides aminés identique ou homologue à la séquence SEQ ID n 2 de maïs. Par "séquence homologue", on entend de préférence une séquence présentant au moins 50 %, de préférence 70 % de similitude avec la séquence SEQ ID n 2. Sont comprises dans la définition de "protéine ASR" au sens de l'invention, toutes les protéines ASR de divers végétaux, comme par exemple celle du riz, ainsi que les protéines modifiées, par exemple par addition, délétion, substitution, (de préférence conservative), d'un nombre réduit d'acides aminés. Sont également compris dans la définition de "protéine ASR", les polypeptides codés par tout ou partie de la séquence SEQ ID n 1, n 3, n 4 ou n 5, ou de toute séquence homologue, étant entendu que ces polypeptides conservent la propriété de résistance à un stress hydrique. La séquence d'acide nucléique codant pour une protéine ASR peut être plus particulièrement une séquence de céréale, en particulier une séquence de maïs. Ladite séquence peut être de manière avantageuse une séquence d'ADNc spécifique de l'état de stress hydrique, isolée à partir d'une lignée de maïs par hybridation différentielle. Une telle séquence est présentée dans le listage de séquence annexé, et désignée SEQ ID N 1. On peut également utiliser une séquence d'ADN génomique codant pour une protéine ASR de maïs, telle que définie par l'une des séquences SEQ ID N 3, SEQ ID N 4 et SEQ ID N 5 ou une séquence homologue à celles-ci, pour autant qu'elle soit exprimée en quantité modifiée par rapport à la quantité habituellement produite par une plante non transformée. Dans le listage des séquences en annexe, SEQ ID N 3 est une séquence d'ADN génomique isolée à partir d'une lignée de maïs qui exprime fortement la protéine ASR, SEQ ID N 4 est une séquence d'ADN génomique isolée à partir d'une lignée A188 de maïs, témoin, et SEQ ID N 5 est une séquence d'ADN génomique isolée à partir d'une lignée F2 de maïs. Ladite séquence peut coder en particulier pour la séquence d'acides aminés SEQ ID N 2 de la protéine ASR de maïs, ou un variant de celle-ci, par exemple un variant ayant la séquence SEQ ID n 2 avec une insertion d'un résidu lysine entre les acides aminés 55 et 56 de SEQ ID n 2. On peut également utiliser des séquences nucléotidiques codant pour des ASR d'autres végétaux, comme par exemple celles citées précédemment. L'acide nucléique codant pour une protéine ASR est inséré dans une construction d'acide nucléique, appelée cassette d'expression, et est lié de manière opérante à des éléments permettant son expression et éventuellement sa régulation. Parmi ces éléments, on peut citer les promoteurs, les activateurs et les terminateurs de transcription. On peut utiliser préférentiellement un promoteur constitutif tel que le promoteur actine de riz suivi de l'intron actine de riz (PAR-IAR) contenu dans le plasmide pAct1-F4 (Mc Elroy et al., 1991) ou le promoteur 35S (Kay et al., 1987), ou un promoteur tissu spécifique. A titre d'exemple, on peut citer le promoteur HMGW de blé ou encore le promoteur PCRU du gène de la cruciférine de radis, qui permettent tous deux une expression de la protéine d'intérêt dans les graines (Anderson O. D. et al., 1989; Depigny-This et al., 1992). On peut avantageusement utiliser des séquences promotrices induisant l'expression en condition hydrique (Kasuga et al., 1999). Parmi les terminateurs utilisables dans les constructions de l'invention, on peut citer notamment l'extrémité 3' du gène de la nopaline synthétase d'Agrobacterium tumefaciens (Depicker et al., 1982). On peut citer également le terminateur polyA 35S du virus de la mosaïque de choufleur (CaMV), décrit dans l'article de Franck et al. (1980). L'expression de la protéine ASR peut encore être régulée par l'utilisation de séquences de type signaux d'adressage peptidiques (chloroplastique, vacuolaire, de rétention endoplasmique...), ou de type séquences introns, séquences enhancers, séquences leaders. Dans la présente invention, la séquence d'intérêt peut être une séquence nucléotidique codant pour une protéine ASR, ladite séquence étant placée en sens, ou une séquence nucléotidique bloquant l'expression d'une protéine ASR. Cette séquence nucléotidique bloquant l'expression de la protéine ASR est préférentiellement une séquence codant pour tout ou partie de la protéine ASR, ladite séquence étant placée en antisens. Lorsque la séquence codant pour une protéine ASR est placée en sens, on obtient une plante transformée qui présente une augmentation de la protéine ASR par rapport à une plante non transformée. Cette plante a l'avantage de résister à un stress hydrique plus efficacement qu'une plante non transformée. Lorsque la séquence est placée en antisens, on obtient une plante transformée qui présente également une modification de la résistance au stress hydrique. Sans se lier d'une quelconque manière à un mécanisme d'action précis, cette observation pourrait s'expliquer par l'activation par la plante d'une voie alternative de résistance au stress hydrique, en réponse à l'inhibition de l'ASR par les antisens. La cassette d'expression est insérée dans un vecteur nucléotidique, tel qu'un plasmide, qui peut en outre comprendre un gène marqueur, par exemple un gène permettant de sélectionner une plante transformée d'une plante qui ne contient pas l'ADN étranger transfecté. Comme gène marqueur, on peut citer un gène conférant une résistance à un antibiotique, par exemple à l'hygromycine (Herrera-Estrella et al., 1983) ou une résistance à un herbicide comme le sulfonamide asulam (WO 98/49316). Ce vecteur ou toute séquence codant pour une protéine ASR telles que les séquences SEQ ID N 1, SEQ ID N 3, SEQ ID N 4 et SEQ ID N 5 ou séquences homologues à ces dernières, sont utilisables pour la transformation des cellules végétales selon les techniques connues de l'homme de métier, pour l'obtention des plantes présentant une résistance accrue au stress hydrique. Selon un mode de réalisation du procédé d'invention, les cellules végétales sont transformées par un vecteur tel que défini précédemment, transféré dans un hôte cellulaire susceptible d'infecter lesdites cellules végétales en permettant l'intégration dans le génome de ces dernières, des séquences nucléotidiques d'intérêt initialement contenues dans le génome du vecteur susmentionné. Avantageusement, l'hôte cellulaire utilisé est une souche bactérienne, telle que Agrobacterium tumefaciens, notamment selon la méthode décrite dans l'article d'An et al., (1986), ou encore Agrobacterium rhizogenes, notamment selon la méthode décrite dans l'article de Guerche et al., (1987). Par exemple, la transformation des cellules végétales peut être réalisée par le transfert de la région T du plasmide circulaire extra chromosomique indicateur de tumeurs Ti d'Agrobacterium tumefaciens, en utilisant un système binaire (Watson et al., 1994). Pour ce faire, deux vecteurs sont construits. Dans l'un de ces vecteurs, la région T a été éliminée par délétion, à l'exception des bordures gauche et droite, un gène marqueur étant inséré entre eux pour permettre la sélection dans les cellules de plantes. L'autre partenaire du système binaire est un plasmide Ti auxiliaire, plasmide modifié qui n'a plus de région T mais qui contient toujours les gènes de virulence vir, nécessaire à la transformation de la cellule végétale. Selon un mode préféré, on peut utiliser la méthode décrite par Ishida et al. (1996), pour la transformation des Monocotylédones. On peut citer aussi d'autres modes de réalisation du procédé de l'invention, notamment les méthodes de transfert direct de gènes aux cellules végétales telles que la microinjection directes dans des embryoïdes de plante (Neuhaus et al, 1987), l'infiltration sous vide (Bechtold et al. 1993) ou l'électroporation (Chupeau et al, 1989) ou encore la précipitation directe au moyen de PEG (Schocher et al, 1986) ou le bombardement par canon de particules recouvertes de l'ADN plasmidique d'intérêt (Fromm M. et al., 1990). Selon un autre protocole, la transformation est réalisée selon la méthode décrite par Finer et al. (1992), utilisant le canon à particules de tungstène ou d'or. L'invention a également pour objet une cellule hôte transformée avec les séquences nucléiques décrites ci-dessus, ainsi qu'une plante ou partie de plante, notamment fruit, semence, grain, pollen, feuille ou tubercule, susceptibles d'être obtenues par l'un des procédés exposés précédemment. Il peut s'agir par exemple de plantes de grandes cultures (blé, colza, tournesol, pois, soja, orge, en particulier le maïs...) ou de plantes potagères et fleurs. Les plantes transgéniques hybrides, obtenues par le croisement d'au moins une plante selon l'invention avec une autre, font aussi partie de l'invention. L'invention concerne notamment une plante présentant une augmentation de l'expression de la protéine ASR par rapport à une plante non transformée, d'un facteur 2 à 3 par exemple. Cette augmentation de l'expression de la protéine ASR confère aux plantes transformées une résistance accrue à un stress hydrique. La résistance au stress hydrique des plantes transformées selon l'invention, par rapport aux plantes témoins, peut être appréciée à partir de diverses méthodes de mesures morphologiques, physiologiques et/ou biochimiques, pour des conditions d'irrigation particulières. A titre d'exemple, la mesure de la tolérance au stress peut être réalisée par observation phénotypique, (i) de la sénescence foliaire, par des mesures morphologiques et par dosage de la chlorophylle des disques foliaires, (ii) de la protandrie ou date des floraisons des plantes mâles et femelles, (iii) de la croissance de la plante par mesure de la longueur et de la largeur finales des feuilles, ainsi que de la hauteur finale de la plante, et par l'étude de l'enroulement des feuilles, ou encore (iv) du rendement en grain, du poids de mille grains, du nombre d'épis par plante. Le stress subi par les plantes peut également être évalué par mesure du contenu en ABA (méthode de Quarrie et al, 1988), ou par mesure du potentiel hydrique, ou encore le cas échéant, par le suivi de l'expression de la protéine par électrophorèse bidimensionnelle à partir d'un prélèvement de feuille. Les plantes obtenues selon l'invention peuvent également être utilisées dans des expériences de complémentation d'allèles, pour la validation de la fonction du gène inséré. L'utilisation des transformants dans des expériences de rétrocroisements permet d'apporter uniquement le gène inséré dans le fond génétique parental, sans autres séquences qui pourraient influer sur le phénotype du recombinant quant à la tolérance à la sécheresse. De préférence, on couple le gène inséré avec un gène marqueur de sélection, qui facilite le suivi des rétrocroisements et par conséquent le suivi de l'insertion du gène d'intérêt dans la lignée où l'on souhaite valider l'effet. Le principe consiste à croiser le transformant avec la lignée parentale ne possédant pas l'allèle favorable du gène d'intérêt et comparer les phénotypes de la lignée recombinante avec les lignées parentales. On peut également utiliser des transformants contenant les séquences génomiques dans ces expériences de complémentation. Ce test de complémentation permet de vérifier notamment que la surexpression de l'ADNc en sens complémente l'effet de l'allèle faible (ou nul). Ainsi, on peut par exemple valider que le gène ASR1 est le gène responsable du QTL et du PQL ("Protein quantitative Loci"), trouvés à cette position génétique sur le chromosome 10 chez le maïs. La quantité de cette protéine variant entre différentes lignées, des expressions plus fortes voire des allèles plus favorables peuvent être détectées et exploitées pour l'amélioration des plantes. La détection des plantes présentant des allèles favorables peut être réalisée par des dosages immunologiques avec des anticorps spécifiques de la protéine ASR1 (test ELISA, Western Blot, etc). Rentre également dans le cadre de l'invention l'utilisation d'un acide nucléique codant pour une ASR ou un fragment de celui-ci, comme sonde ou amorce pour une amplification de type PCR, pour la sélection de plantes, transformées, présentant une meilleure résistance au stress hydrique. Les séquences d'acides nucléiques codant pour une ASR, telles que celles désignées SEQ ID N 1, SEQ ID N 3, SEQ ID N 4, SEQ ID N 5 ainsi que tout oligonucléotide obtenu à partir de l'une de ces séquences peuvent ainsi être utilisées comme sondes dans des programmes de sélection assistée par marqueur, par exemple pour suivre l'introgression du gène codant pour la protéine ASR de maïs dans une plante. Pour cela au moins une de ces sondes est marquée, par exemple par un isotope radioactif, puis mise en contact avec de l'ADN génomique de la plante, préalablement digéré par des enzymes de restriction, dans des conditions permettant l'hydratation spécifique de la sonde marquée à l'ADN en question. D'autres techniques utilisant par exemple la PCR peuvent également être mises en #uvre pour faire du génotypage. Les figures et exemples suivants illustrent l'invention sans en limiter la portée. LEGENDE DES FIGURES La figure 1 représente une carte de restriction du plasmide pWP 280 contenant le promoteur pActin intron-barnase-Nos PolyA. La figure 2 représente une carte de restriction du vecteur intermédiaire pBIOS 308 contenant ADNc de ZmASRI en sens. La figure 3 représente une carte de restriction du vecteur intermédiaire pBIOS 309 contenant ADNc de ZmASR1 en antisens. EXEMPLES EXEMPLE 1 : Obtention et clonage de l'ADNc de ZmAsr1 d'une lignée de maïs qui exprime fortement la protéine ASR a) Conditions de culture et prélèvements pour les plantes ayant servi pour isoler l'ADNc Les auteurs de l'invention ont cloné l'ADNc de ZmAsr1 à partir de lignées de maïs lo (Riccardi et al, 1998) ou de lignées de maïs sélectionnées selon les mêmes critères que lo. Les plantes de maïs sont cultivées dans de la perlite en conditions contrôlées dans une chambre de culture (éclairement : 450 mmol m-2 s-1, photopériode : 16h, température jour/nuit : 25 C/20 C, humidité relative 60%), arrosée avec une solution nutritive. Lorsque les plantes ont atteint le stade de 5 feuilles (5ème feuille émergente), soit l'arrosage est arrêté pour les plantes en conditions de stress hydrique, soit l'arrosage se poursuit pour les plantes témoins. 10 jours plus tard, on procède à des prélèvements sur la partie engainée du limbe de la 7ème feuille. b) Isolement des ADNc spécifiques de l'état de stress hydrique par hybridation différentielle Une banque d'ADNc est préparée à partir d'ARNm de feuilles de plantes stressées et du kit de clonage Lambda Zapll cDNA synthesis/Gigapack Goldl (Stratagene, La Jolla, USA), selon les indications du fabricant. Les ARNm préparés à partir des feuilles de plantes stressées et des plantes témoins sont transcrits en ADNc radiomarqué en utilisant 100 Ci de 32PdATP et des hexanucléotides servant d'amorces aléatoires (Sambrook et al., 1989). Les ADNc simple brin, provenant soit de la plante stressée soit de la plante témoin, sont mis à hybrider dans une même proportion sur les clones d'ADNc de la banque. La température d'hybridation dans le système tampon phosphate/SDS/EDTA (Church et Gilbert, 1984) est de 68 C et les lavages finaux sont effectués avec des solutions renfermant 0,1xSSC 0,05% (poids/volume) SDS. Les clones marqués sont récupérés par excision in vivo du phagemide selon le protocole Stratagene utilisant E.coli SOLR et le phage helper 'Exassist'. L'ADN de ces clones est séquence et comparé à des banques de séquences d'acides nucléiques (BLAST) selon la méthode décrite dans Altschul et al. (1990). Un de ces clones présente une forte homologie avec Asr1 de tomate et est dénommé ZmAsr1 pour Zea maize Asr1. EXEMPLE 2 : Séquences génomiques de ZmASR1 Les amorces cASR1-1F (5'-TGTCGATCCAATTGTCACTT-3')= SEQ ID N 6 et cASR1-740R (5'-TGGAGAAACGTAAACAACTA-3') = SEQ ID N 7, définies aux deux extrémités de la séquence d'ADNc de la protéine ASR1, sont utilisées en amplification PCR sur l'ADN total de lignée de maïs. Les réactions PCR sont réalisées selon les techniques classiques. Les produits PCR sont analysés en électrophorèse : une bande à 900 pb est récupérée pour en extraire l'ADN et le cloner selon les techniques classiques. Après vérification de leur taille, les inserts sont extraits et séquences. EXEMPLE 3 : Construction de gènes chimériques permettant l'expression constitutive de la protéine ASR1 ou bien d'un antisens conduisant à son inhibition Dans un premier temps est opérée la construction de 2 vecteurs plasmidiques de base pBIOS 306 et pBIOS 307 contenant le promoteur actineintron actine (pAct), l'ADNc du gène Asr1 respectivement en sens et antisens et le terminateur de la nopaline synthétase (terNos) qui amène un signal de polyadénylation fonctionnel chez de nombreuses espèces végétales. Des vecteurs intermédiaires sont ensuite réalisés pour la recombinaison homologue avec le vecteur pSB1 de Japan Tobacco (EP 672 752) dans Agrobacterium tumefaciens souche LBA 4404 (Hoekema et al, 1983). Le transfert suivi de l'expression des gènes (gène de sélection et gène d'intéret) dans le maïs est basée sur les propriétés naturelles d'Agrobacterium tumefaciens (Zambrisky et al. 1989) et sur la stratégie du plasmide superbinaire (Hiei et al; 1994 et Ishida et al; 1996). Les enzymes de restriction utilisées pour les clonages sont fournies par New England Biolabs (New England Biolabs, UK). Les réactions enzymatiques sont réalisées en suivant les protocoles décrits, par Sambrook et al., dans le manuel Molecular cloning (Molecular Cloning : A Laboratory Manual, 1989, Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, New York. a) Construction des vecteurs plasmidiques de base pour l'expression constitutive du gène Asr1 et de son antisens Les construits moléculaires permettant l'expression du gène Asr1 en sens et antisens de façon constitutive ont été réalisés comme décrit ci-après : - clonage du fragment I/Xhoi de 795 pb (ADNc Asr1 = SEQ ID n 1 ) dans le vecteur pBIOS 298 restreint à EcoRV. Le vecteur pBIOS 298 contient le promoteur actine-intron actine (pAct) (Mc Elroy et al. 1991) et le terminateur Nos. Ce vecteur a été généré par délétion du fragment Pstl de 366 pb (gène Barstar) du vecteur pWP 280, contenant la cassette pActin-intron -Barstar-Nos polyA (Figure 1). Ce clonage non orienté permet d'obtenir 2 nouveaux vecteurs : - le vecteur pBIOS 306 porteur du gène pAct-ZmAsr1 sens-terNos - le vecteur pBIOS 307 porteur du gène pAct-ZmAsr1 antisensterNos L'orientation de l'ADNc par rapport au promoteur actine a été déterminée par restriction enzymatique simple avec Eagl et double restriction enzymatique Hind III - EcoRV. b) Construction des vecteurs intermédiaires pour la recombinaison homologue avec pSB1 (obtention de plasmides superbinaires) Les vecteurs servant à la recombinaison homologue dans Agrobacterium tumefaciens sont dérivés du vecteur pBIOS 273. * Construction du plasmide pBIOS 273 Le vecteur de base pour la recombinaison homologue est le vecteur pBIOS 273. Ce vecteur a été généré en 2 étapes : - clonage du fragment BspDI/Xhol (pAct-Bar-terNos) du vecteur pDM 302 (Cao et al. 1992) dans les sites Smal et BspDl du vecteur pSB12 (Japan Tobacco). Le vecteur résultant de ce clonage est appelé pBIOS 272. - délétion du site Xhol en position 3363 du vecteur pBIOS 272 par digestion partielle avec Xhol et action de l'ADN Polymerase I, large (Klenow) fragment. Le vecteur obtenu, possédant un site unique Xhol, est nommé pBIOS 273. * Génération des vecteurs intermédiaires de recombinaison contenant l'ADNc Asr1 en sens ou en antisens Ces construits ont été générés à partir du vecteur pBIOS 274, dérivé du vecteur pBIOS 273 par clonage du fragment (ProA9-Barnase-terCaMV) Xhol du vecteur pWP 128 (Paul et al. 1992) dans le vecteur pBIOS 273 restreint à Xhol. Les vecteurs intermédiaires pBIOS308 et pBIOS309 ont été obtenus par clonage des fragments Sall/Xhol de 2970 pb des vecteurs pBIOS 306 et pBIOS 307 dans les sites BspDI/Xho 1 du vecteur pBIOS 274. Ces clonages permettent ainsi de substituer le gène pA9-BarnaseterCaMV du vecteur pBIOS 274 par le gène pAct-ZmAsr1 sens-terNos, vecteur résultant appelé pBIOS 308 (Figure 2) ou par le gène pAct-ZmAsr1 antisensterNos ,vecteur résultant appelé pBIOS 309 (Figure 3). c) Construction des vecteurs superbinaires de transformation pour l'expression du gène Asr1 et de son antisens dans Agrobacterium tumefaciens et dans les plantes de maïs * Construction des vecteurs superbinaires Les vecteurs utilisés pour la transformation du maïs sont issus de la recombinaison homologue des plasmides pBIOS 308 et pBIOS 309 avec le vecteur pSB1 (EP 672 752). Le vecteur pSB1 contient les gènes virB et virG du plasmide Ti pTiBo542 présent dans la souche d'Agrobacterium tumefaciens A281 (ATCC 37349), le gène de résistance à la tétracycline, une origine de réplication fonctionnelle chez E. coli et Agrobacterium et une région homologue retrouvée dans les vecteurs intermédiaires pBIOS 308 et pBIOS 309. La présence de cette région homologue dans le plasmide receveur (pSB1) et les plasmides intermédiaires (pBIOS 308 et pBIOS 309) est à l'origine du phénomène de recombinaison homologue. Les vecteurs intermédiaires pBIOS 308 et pBIOS 309 sont introduits dans les cellules d'Agrobacterium tumefaciens contenant le vecteur pSB1 par électroporation en utilisant le GIBCO BRL CELL PORATOR Voltage Booster selon la méthode décrite par Mattanovitch et al.(1989) et le protocole donné par le fournisseur (Life Technologies, USA). Les agrobactéries contenant les vecteurs superbinaires sont sélectionnées sur milieu YT CaCl2 en présence de rifampicine et de spectinomycine à une concentration de 50mgll. Le gène de résistance à la rifampicine est porté par le chromosome bactérien. La résistance à la spectinomycine, portée par les plasmides pBIOS 308 et pBIOS 309 (origine de réplication dans E. coli), ne pourra s'exprimer qu'après recombinaison homologue avec le vecteur pSB1 ( origine de réplication fonctionnelle chez Agrobacterium et E. coli). Les plasmides superbinaires obtenus après recombinaison sont nommés pRec 308 (pBIOS 308 x pSB1) et pRec 309 (pBIOS 309 x pSB1). Ils possèdent des origines de réplication fonctionnelles à la fois dans E. coli et Agrobacterium tumefaciens, les gènes de résistance à la tétracycline et à la spectinomycine, le T-DNA dans lequel se trouvent les cassettes d'expression des gènes Bar et Asr1 (ADNc sens ou antisens) et les gènes de virulence virB et virG du plasmide pTiBo542. * Caractérisation des vecteurs superbinaires pRec 308 et pRec 309 Ces plasmides superbinaires pRec 308 (gène Asr1 en sens) et pRec 309 (gène Asr1 en antisens) sont caractérisés par restriction enzymatique avec Sali. Une analyse Southem des fragments de restriction Sali est ensuite effectuée avec la sonde Bar et la sonde du gène Asr1 (cette sonde correspond au fragment EcoRI/Xhol de 795 pb du vecteur pHHU516 donc à l'ADNc complet). Les profils obtenus sont ceux attendus. EXEMPLE 4 : Transformation des plantes de maïs La transformation des plantes de maïs est réalisée selon le protocole d'Ishida et al. (1996) La transformation débute avec une co-culture où les embryons immatures des plantes de maïs (taille variant de 1 à 1,2 mm) sont mis en contact pendant 5 minutes avec Agrobacterium tumefaciens LBA 4404 contenant les vecteurs superbinaires pRec 308 ou pRec 309. Les embryons sont ensuite placés sur milieu LSAs pendant 3 jours à l'obscurité et à 25 C. L'étape suivante est celle de la première sélection des cals transformés : les "embryon-cals" sont transférés sur milieu LSD 5 contenant de la phosphinotricine à 5mg/l et de la céfotaxime à 250 mg/l (Elimination d'Agrobacterium tumefaciens). Cette étape est menée 2 semaines à l'obscurité et à 25 C. La deuxième étape de sélection s'effectue par transfert des embryons qui se sont développés sur milieu LSD 5 sur milieu LSD 10 (phosphinotricine à 10 mg/l) en présence de céfotaxime, pendant 3 semaines dans les mêmes conditions qu'en première sélection (25 C, obscurité). La troisième étape de sélection consiste à exciser les cals de type I (fragments de 1 à 2 mm) et à les transférer pendant 3 semaines à l'obscurité et à 25 C sur milieu LSD 10 en présence de céfotaxime. La régénération des plantules est ensuite effectuée en excisant les cals de type 1 qui ont proliféré et en les transférant sur milieu LSZ en présence de phosphinotricine à 5 mg/l et de céfotaxime pendant deux semaines à 22 C et sous lumière continue. Les plantules ayant régénéré sont transférées sur milieu d'enracinement (Ishida et al, 1996) pendant deux semaines à 22 C et sous illumination continue pour l'étape de développement. Les plantes obtenues sont alors transférées au phytotron en vue de leur acclimatation. EXEMPLE 5: Mise en évidence de l'expression de la protéine ZmASR1 dans les plantes transformées Les protéines des échantillons de feuilles provenant des plantes transformées ont été extraites selon la méthode de Damerval et al (1986), puis ont été analysées par électrophorèse bidimensionnelle (EBD) suivant le protocole de Riccardi et al. (1998). L'électrophorèse bidimensionnelle consiste à séparer les polypeptides en fonction de leur point isoélectrique et en fonction de leur poids moléculaire (électrophorèse en présence de SDS). Avant électrophorèse, les protéines sont extraites et maintenues dans des conditions dénaturées : la structure quaternaire est éliminée. Les différents polypeptides constituant les protéines oligomériques migrent indépendamment durant les deux électrophorèses. Les gels sont ensuite colorés au nitrate d'argent. Le gel bidimensionnel ainsi obtenu est comparé à celui réalisé à partir de protéines de feuilles de plantes A188 non transformées. Les résultats obtenus des plantes transformées avec la séquence codante placée en sens montrent, par simple examen visuel de ces deux gels, une expression plus intense de la protéine ASR1 dans les plantes transformées par rapport aux plantes témoins A188. Le spot ASR observé sur les plantes transformées avec le construit antisens semble être toujours détectable, mais avec une intensité plus faible, ce qui montre que les transformants 'antisens' expriment moins la protéine que les plantes témoins. Cette analyse protéique met donc en évidence une expression de la protéine ASR1 dans les plantes transformées, en quantité modifiée par rapport aux plantes non transformées. EXEMPLE 6 : Mesure de la tolérance au stress hydrique des plantes transgéniques obtenues selon l'invention La résistance au stress hydrique des plantes transformées selon l'invention, par rapport aux plantes témoins, peut être appréciée à partir de diverses méthodes d'analyses phénotypique, physiologique et/ou biochimique, pour des conditions d'irrigation particulières- en conditions normales (culture traditionnelle avec arrosage) et en conditions de stress hydrique. A titre d'exemple, les conditions hydriques en champ peuvent être les suivantes : - une irrigation normale dans la partie irriguée sur la base de 5 mm par jour pilotée par des tensiomètres placés à 30,50,70 cm de profondeur. - une irrigation restrictive, sans apport d'eau si possible jusqu'à 10 jours après la floraison. A cette date approximative, il est décidé d'apporter de l'eau lorsque le stress est jugé trop intense, le rythme d'apport ne devra pas excéder 3mm par jour. Les données météo et les conditions d'irrigation sont enregistrées. Les notations effectuées aux différentes périodes de floraison et de récolte consistent à mesurer : a) Mesure de la tolérance au stress par observation phénotypique Les analyses génétiques effectuées antérieurement ont suggéré un rôle potentiel de ASR1 dans la sénescence foliaire et la protandrie (décalage entre la floraison mâle et femelle) en conditions de sécheresse. Ces caractères sont donc étudiés préférentiellement. La sénescence foliaire peut être étudiée par des mesures morphologiques qui consistent à compter le nombre de feuilles desséchées et vertes à 4 dates espacées de 15 jours, à partir de la date de floraison ou à différents stades de développement. Lorsque des comportements très différents sont observés concernant l'enroulement et la couleur des feuilles, une mesure est réalisée suivant une échelle de 0 à 5 (de la plus tolérante à la moins tolérante au stress). La sénescence peut également être mesurée par dosage de la chlorophylle sur des prélèvements de disques foliaires dans la feuille de l'épi à la floraison. La protandrie ou décalage entre les dates de floraisons des plantes mâles (présence de pollen) et femelles (sortie des soies) est mesurée comme suit : les dates d'apparition des soies et du pollen sont notées individuellement pour chaque plante, et la dynamique est représentée par la courbe du pourcentage de plantes ayant fleuri en fonction du temps. Par ailleurs, différentes mesures sont effectuées à la récolte pour évaluer l'effet de la tolérance au stress sur la production en grain, notamment : le pourcentage de fécondation (rapport du nombre de grains par épi / nombre d'ovules fécondables), le nombre de rangs par épi, le nombre de grains par rang, l'humidité des grains, le poids de 1000 grains, le nombre de plantes fusariées. L'utilisation d'un test d'identification non destructif utilisant le basta permet de distinguer facilement dans chaque descendance transgénique les plantes qui sont résistantes au basta des plantes sensibles, les plantes résistantes contenant le gène Asr lié génétiquement au gène marqueur de sélection, sauf événement de recombinaison. Ce test consiste à badigeonner l'extrémité d'une feuille avec une solution de basta et observer le phénotype résultant, sans que la vitalité de la plante entière ne soit remise en cause : l'extrémité de la feuille se nécrose et dessèche lorsque la plante est sensible, ou reste verte si la plante est résistante. Ceci permet d'observer sur les mesures de tolérance au stress si le transgène ASR influence positivement la réponse au stress en fonction de l'expression du gène en sens ou en anti-sens. b) Evaluation du stress subi par les plantes Des prélèvements sont effectués sur les feuilles, afin de mesurer le contenu en ABA (méthode de Quarrie et al, 1988), et le cas échéant, l'expression de la protéine par électrophorèse bidimensionnelle. Le stress subi par les plantes peut être évalué par des mesures du potentiel hydrique de base à l'aide d'une chambre à pression portable sur des plantes non transformées, en conditions témoin et en conditions de stress hydrique. Des mesures de la teneur relative en eau des feuilles peuvent également être réalisées. BIBLIOGRAPHIE - An et al. (1986), Plant Physiol. 81 : 86-91 - Altschul et al. (1990), J. Mol. Biol. 215 :403-410 - Anderson O. D. et al., (1989), T.A.G., 77 :689-700 - Bechtold et al. 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Procédé d'obtention d'une plante présentant une quantité modifiée de protéine ASR, lui conférant une meilleure résistance au stress hydrique par rapport à une plante non transformée, comprenant les étapes consistant à : - transformer au moins une cellule de plante avec un vecteur, contenant une cassette d'expression comprenant une séquence nucléotidique codant pour une protéine ASR ou bloquant l'expression d'une protéine ASR ; - cultiver la cellule ainsi transformée de manière à générer une plante contenant dans son génome ladite cassette d'expression. 2. Procédé selon la revendication 1, dans lequel ladite protéine ASR est issue d'une céréale, telle que le maïs. 3. Procédé selon la revendication 2, dans lequel ladite protéine ASR comprend la séquence SEQ ID N 2. 4. Procédé selon l'une des revendications de 1 à 3, dans lequel ladite séquence nucléotidique est insérée en sens. 5. Procédé selon l'une des revendications de 1 à 3, dans lequel ladite séquence nucléotidique est une séquence codant pour une protéine ASR, qui est insérée en anti-sens. 6. Procédé selon l'une des revendications 1 à 5, dans lequel la cassette d'expression comprend un promoteur permettant l'expression constitutive de la séquence codant pour l'ASR, par exemple le promoteur actine-intron. 7. Procédé selon l'une des revendications 1 à 6, dans lequel la cassette d'expression contient une séquence choisie parmi SEQ ID n 1, n 3, n 4 ou n 5. 8. Plante ou partie de plante, susceptible d'être obtenue par le procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 7. 9. Plante ou partie de plante selon la revendication 8, présentant une augmentation de l'expression de la protéine ASR par rapport à une plante non transformée. 10. Plante ou partie de plante selon la revendication 8 ou 9, caractérisée en ce qu'il s'agit d'une plante de grande culture choisie parmi le maïs, le blé, le colza, le tournesol et le pois, en particulier le maïs. 11. Plante transgénique hybride susceptible d'être obtenue par un procédé comprenant : a) l'obtention de deux plantes transgéniques selon le procédé de l'une quelconque des revendications 1 à 7, et b) le croisement de ces plantes. 12. Utilisation d'un acide nucléique codant pour une protéine ASR pour l'obtention d'une plante transgénique présentant une quantité modifiée de protéine ASR, lui conférant une résistance accrue au stress hydrique par rapport à une plante non transformée. 13. Utilisation d'un acide nucléique codant pour une protéine ASR ou un fragment de celui-ci, comme sonde ou amorce pour amplification pour la sélection de plantes transformées selon l'une des revendications 8 à 11, présentant une meilleure résistance au stress hydrique.