Brevet FR2802925A1 — publié le 20010629

La présente invention est relative à des amphiphiles cationiques dérivés de l'acide lipoïque, à leurs applications comme vecteurs de transfection d'ADN et à leur procédé de synthèse. La thérapie génique est fondée sur l'administration thérapeutique d'acides nucléiques ; elle nécessite l'utilisation de vecteurs efficaces et sûrs pour le transfert des gènes thérapeutiques et son succès dépend donc de l'efficacité du trans- fert des gènes dans les cellules souhaitées. De nombreuses compositions aptes à transfecter des cellules eucaryotes avec un matériel génétique sélectionné ont déjà été décrites et appartiennent essentiellement à deux grands types de vecteurs de transfection : - les vecteurs de transfection viraux, qui sont efficaces mais qui présentent des limites d'utilisation : non-spécificité tissulaire, nécessité d'obtenir des constructions pour chaque gène d'intérêt, risques potentiels pour l'environnement qui conduisent à la mise en place d'infrastructures cliniques coûteuses et contraignantes pour le malade et le personnel, problèmes de réponse immunitaire, de production par recombinaison homologue de particules virales et d'effets oncogènes potentiels ; - des agents non-viraux (vecteurs synthétiques), capables de promouvoir le transfert et l'expression de substances chimiques telles que l'ADN dans les cellules eucaryotes. Ces vecteurs synthétiques doivent avoir essentiellement deux fonctions : condenser l'ADN à transfecter et promouvoir sa fixation cellulaire ainsi que son passage à travers la membrane plasmique et éventuellement les membranes nucléaires ; de tels vecteurs doivent donc mimer le fonctionnement des virus, pour être efficaces ; toutefois, il apparaît que les différents vecteurs proposés dans l'art antérieur ne présentent pas ces deux fonctions de manière optimale et peuvent en outre, selon les cas, être toxiques pour les cellules. Parmi ces vecteurs non-viraux, on peut notamment citer les préparations de lipides cationiques, qui peuvent être cytotoxiques, les techniques d'encapsulation de l'ADN dans des liposomes, les polymères polycationiques, tels que la poly (L-lysine), protamine, le polyéthylénimine ou encore les dendrimères catio- niques (polyamidoamines). Aussi bien les lipides cationiques que les polymères poly- cationiques présentent des efficacités de transfection variable suivant leur structure et le type cellulaire cible. Plusieurs paramètres sont à prendre en considération dans le choix du vecteur synthétique : (1) compacter et protéger l'ADN des nucléases, (2) promouvoir la fixation cellulaire de l'ADN, (3) promouvoir le passage de l'ADN à travers la membrane plasmique ou endosomique et (4) promouvoir le trafic intracellulaire et la pénétration nucléaire de l'ADN, lorsque l'on cherche à transfecter des cellules quiescentes. Ces fonctions sont remplies, partiellement pour la quatrième, par deux types de vecteurs-non viraux : les lipides cationiques et les polymères cationiques : - les lipides cationiques, qui sont généralement constitués de deux domaines : une tête cationique permettant la liaison à l'ADN, une ou plusieurs chaînes hydrophobes et éventuellement un espaceur séparant ces deux éléments (figure 2). Le lipide cationique prototype utilisé pour le transfert de gène est le bromure ou le chlorure de 2,3-dioléoyloxypropyl-triméthylammonium (DOTMA), un ammonium quaternaire amphiphile (voir figure 1). L'ADN formulé avec des lipides cationiques comme le DOTMA et un phospholipide neutre (le plus couramment, la dioléoylphosphatidyléthanolamine ou DOPE), forme des lipocomplexes (sous forme micellaire ou sous forme liposomique) capables de transfecter des cellules avec une grande efficacité, in vitro et en l'absence de protéines sériques. La partie lipidique qui interagit avec et/ou déstabilise les membranes permet la fusion et l'entrée du complexe ADN/liposome. Cependant, la transfection d'ADN par les liposomes, bien que moins immunogénique que celle réalisée à l'aide des polymères cationiques, est en fait un procédé relativement inefficace. Le mécanisme majeur de l'entrée des complexes ADN/liposomes, est, semble-t-il, l'endocytose ; en conséquence, l'ADN transfecté est piégé dans les vésicules intracellulaires et détruit par les enzymes lysosomales. Même si une partie de l'ADN transfecté est libéré dans le cyto- plasme par un effet d'action de masse, seulement une petite fraction de cet ADN se retrouve effectivement dans le noyau. Des agents capables d'augmenter la libération de l'ADN des vési- cules endosomiques et son passage dans le noyau peuvent augmenter le taux de trans- fert génique. Depuis la mise en évidence de l'efficacité transfectante des parti- cules composées d'ADN et de DOTMA/DOPE, une grande variété de lipides catio- niques a été synthétisée et testée, avec pour objectif d'augmenter l'efficacité de trans- fection en l'absence comme en présence de sérum ou encore, in vivo, de réduire la cytotoxicité des formulations et d'améliorer la biodisponibilité des particules ADN- lipide. Un certain nombre de lipides cationiques est disponible commercialement (Lipofectine, Lipofectamine, Transfectam#, TransfectACE) et est utilisé en recherche fondamentale. Il s'agit notamment d'analogues de structure du DOTMA, de lipides cationiques contenant du cholestérol, de lipopolyamines dont la tête cationique est généralement dérivée de la spermine ou de polyamines d'architectures variées (figure 1 : chlorure de 1,2-dioléoyloxypropyl-triméthylammonium (DOTAP) ; bromure de diméthyldioctadécylammonium (DDAB) ; 2,3-dioléoyloxy-N-2- (sperminecarboxamido)éthyl-N-N-diméthyl-l-propanammonium (DOSPA) ; dioctadécylamidoglycylspermine (DOGS) ; bromure de cétyltriméthylammonium (CTAB) ; (diméthylaminoéthane carbamoyl) cholestérol (DC-Chol) ; bromure de 1,2-dimyristyloxypropyl-3-diméthyl-hydroxylammonium (DMRIE)). En modifiant la structure, on peut améliorer l'efficacité de transfert de gène en présence de sérum et/ou réduire la cytotoxicité ; - les polymères polycationiques, tels que la poly (L-lysine), protamine, le polyéthylénimine ou encore les dendrimères cationiques (polyamido- amines), s'associent à l'ADN par des interactions électrostatiques multiples engendrant un processus de coopérativité, ce qui produit des particules appelées polyplexes ; de tels polymères cationiques sont toutefois assez souvent toxiques in vivo. Différentes compositions à base de lipides cationiques, utiles comme vecteurs, ont été décrites : - le Brevet américain 5,264,618 au nom de Felgner et al. décrit des lipides cationiques utiles comme vecteurs de transfection. Ils présentent la formule suivante : dans laquelle : Y1 et Y2 qui peuvent être identiques ou différents sont notamment des groupes -OC(O), -O-, ou-S-, R1 et R2, qui peuvent être identiques ou différents représentent notamment un groupe alkyle ou alkylène en CI-23 (par exemple, une chaîne d'acide gras aliphatique), R3, R4 et R5, qui peuvent être identiques ou différents représentent notamment un groupe alkyle en CI.24, R6 représente par exemple un groupe alkyle, R7 représente par exemple un peptide ayant des spécificités de liaison à l'ADN ou représente un polypeptide comprenant au moins arg, his, lys ou une ornithine, et n=là8. - le Brevet américain 5,756,352 au nom de Sridhar et al. décrit des molécules lipidiques porteuses d'une charge cationique et leur utilisation dans la transfection d'acides nucléiques. Il s'agit plus précisément de lipides thiocationiques qui présentent la formule générale suivante : dans laquelle : Y1 et Y2 qui peuvent être identiques ou différents sont notamment des groupes -OC(O), -0- ou-S-, Y3 représente notamment des groupes -OC(O), -0- ou-S-, R1 et R2, qui peuvent être identiques ou différents représentent notamment un groupe alkyle ou aralkyle en CI-23, R3 représente notamment un groupe alkyle ou aralkyle en CI~,2ou un peptide (di, tri, tétra ou pentapeptide) ou un acide aminé. Ces lipides cationiques peuvent être utilisés dans des formulations pharmaceutiques, sous la forme de complexes avec une biomolécule, ou en combinaison avec d'autres substituants lipidiques. Ces composés comprennent un ion sulfonium S+ chargé positivement. Certaines des formulations qui contiennent des liposomes à base desdits lipides cationiques comprennent également en outre de la vitamine D et une substance amphiphile sensible au pH. - le Brevet américain 5,759,519 au nom de Sridhar et al. est relatif à une méthode de transport de biomolécules dans des cellules qui met en #uvre les lipides thiocationiques tels que décrits dans le Brevet américain 5,756,352. Il est en particulier précisé dans ce document que les lipides cationiques (dérivés des glycérolipides comportant un groupement contenant un ammonium ou un sulfonium chargé positivement) sont utiles dans des formulations liposomales pour le transport intracellulaire de biomolécules chargées négativement (oligonucléotides, par exemple). Il est considéré que les ions sulfonium confèrent aux lipides thiocationiques des propriétés qui facilitent l'interaction du lipide ave les membranes cellulaires, tout en diminuant la cytotoxicité. - le Brevet américain 5,777,153 au nom de Lin et al. décrit des lipides cationiques aptes à transporter des polymères anioniques (acides nucléiques) dans les cellules. Ces lipides sont considérés comme significativement plus efficaces que les lipides décrits dans l'art antérieur (Lipofectine, Transfectam ou Lipo- fectamine). D'autres composés comprenant une ou plusieurs liaisons disulfures ont été décrits pour la construction de vecteurs pour le transfert de gènes. Trubetskoy et al. (25), décrivent la condensation de molécules d'ADN en utilisant la polymérisa- tion de polymères cationiques par des agents couplants portant des ponts S-S clivables. Les particules ADN-polymères formées restaient actives biologiquement, cependant un niveau d'expression satisfaisant du gène n'a été observé qu'en ajoutant des lipides cationiques dans le complexe de transfection. Dans une autre approche, l'oxydation de détergents cationiques, à base de cystéines en lipide-cystine cationiques a été décrite pour stabiliser des particules d'ADN de l'ordre du nm, condensées par des détergents (Blessing et al., ). Cependant, en l'absence d'excès de charges cationiques de surface, ces particules ne peuvent pas transfecter les cellules. Les lipides cationiques proposés dans l'art antérieur comme vecteurs de transfection présentent l'inconvénient majeur de ne pas être détruits dans les cellules dans lesquelles ils pénètrent ; un tel comportement a pour conséquence de les rendre cytotoxiques ; en outre, leur biodisponibilité est, de manière générale, faible. La Demanderesse s'est, en conséquence, donnée pour but de proposer de nouvelles structures qui répondent mieux aux besoins de la pratique que les structures de l'art antérieur. En effet, pour répondre aux besoins de la pratique, un vecteur nonviral de thérapie génique doit posséder les propriétés suivantes : efficacité de transfert, biodisponibilité élevée, cytotoxicité réduite, ciblage cellulaire et franchissement des membranes cellulaires. La présente invention a pour objet des amphiphiles cationiques, caractérisés en ce qu'ils sont sélectionnés dans le groupe constitué par : (a) les composés A qui répondent à la formule générale A suivante : dans laquelle : Ri et R2, qui peuvent être identiques ou différents, représentent un groupement O=C-(CH2)p-R3, dans lequel R3 représente un atome d'hydrogène (résidu d'acide gras) ou un groupe (za) : au moins l'un des groupes RI ou R2 comprenant un groupe (za), Y représente l'un des groupements suivants : -0- ; -0-CO-(CH2)p-0- ; -0-CO-(CH2)p-NH-, X représente un groupement chargé positivement, sélectionné dans le groupe constitué par : dans lequel X représente un atome d'azote ou un atome de soufre, R'1, R'2 et R'3, qui peuvent être identiques ou différents représentent une liaison à un autre groupement, un atome d'hydrogène ou un groupe alkyle en C1-C24, dans lequel R'4 représente un atome d'hydrogène ou (CH2)3-NH3+, n et p sont des nombres entiers compris entre 1 et 10, et Z est un anion non-toxique. (b) les composés B, obtenus par réduction ou polymérisation des liaisons S-S des composés de formule A ; et (c) les composés C, formés par greffage d'un peptide de ciblage sur des composés A ou des composés B, soit au niveau du groupement X, soit au niveau de R3, lorsque ce dernier comprend un atome de soufre. Selon un mode de réalisation avantageux desdits amphiphiles, ledit peptide de ciblage est sélectionné dans le groupe constitué par des peptides fibre dérivant en tout ou en partie d'une fibre d'adénovirus et comportant au moins une zone constituée d'au moins 50 % d'aminoacides hydrophobes sélectionnés dans le groupe constitué par l'alanine, la valine, la phénylalanine, l'isoleucine, la leucine, la proline et la méthionine ; ledit peptide de ciblage comprend au moins : - un segment d'une séquence NLS dérivée d'une fibre d'adénovirus comprenant entre 4 et 5 aminoacides, - une séquence hydrophobe comprenant entre 7 et 50 aminoacides, dérivée d'une fibre d'adénovirus, - ou une autre séquence peptidique connue pour assurer le ciblage spécifique cellulaire ou tissulaire. De manière avantageuse, ledit peptide de ciblage peut être branché et comprend au moins deux fragments dérivant d'une fibre d'adénovirus ; lesdits frag- ments comportent chacun un segment d'une séquence NLS et une séquence hydro- phobe, tels que définis ci-dessus. De tels peptides sont notamment décrits dans la Demande de Brevet français n 97 13771 ; peptides de ciblage sont greffés au polymère amphiphile cationique, en cours de polymérisation (figures 3 et 5), lequel peptide est relié audit composé B par un atome de soufre. Selon une disposition avantageuse dudit peptide de ciblage, il correspond à la séquence: AKRARLSTSFNPVYPYEDES-C (SEQ ID NO :1) ; il comprend par rapport au peptide la de la Demande de Brevet français n 97 13771 au nom du COMMISSARIAT A L'ENERGIE ATOMIQUE, une cystéine additionnelle en C-terminal, qui est utilisée pour greffer un peptide sur le composé 2C comprenant 5 molécules de monomères amphiphiles pour un peptide (voir figure 5, n = 5). Selon un autre mode de réalisation avantageux desdits amphiphiles, ils correspondent à un composé A dans lequel Y représente -0-, RI et R2, sont iden- tiques et représentent un groupement O=C-(CH2)p-R3, dans lequel R3 représente un groupe (za) , p étant compris entre 1 et 10. Selon un autre mode de réalisation avantageux desdits amphiphiles, ils correspondent à un composé B, dans lequel R1 et R2 sont identiques et représentent un groupement O=C-(CH2)p-R3, dans lequel R3 représente un groupe -S-(CH2)2-(H)-S, les deux groupes R3 formant un groupe (zb) -S-(CH2)2-(CH)-S-S-(CH)-(CH2)2-S-, p étant compris entre 1 et 10. Selon un autre mode de réalisation avantageux desdits amphiphiles, ils correspondent à un composé C, dans lequel R1 et R2 sont identiques et représentent un groupement O=C-(CH2)p-R3, dans lequel R3 représente un @ groupe -S-(CH2)2-(CH)-S, les deux groupes R3 formant un groupe (Z'b) R4-[S-(CH2)2-(CH)-S-S-(CH)-(CH2)2-S-]n, p étant compris entre 1 et 10, n étant supérieur à 2 et de préférence compris entre 2 et 10 et R4 correspondant à un peptide de ciblage de SEQ ID NO:1. Des amphiphiles cationiques selon l'invention préférés sont notam- ment représentés à la figure 3. La présente invention a également pour objet une composition capable de transférer une séquence d'acide nucléique vers une cellule eucaryote, caractérisée en ce qu'elle comprend un acide nucléique et un polymère amphiphile cationique tel que défini ci-dessus, opérativement couplé audit acide nucléique. L'amphiphile cationique B2 est capable de complexer un ADN plasmidique et de le transférer au travers d'une membrane cellulaire. Cette complexation avec l'ADN est réversible par des thiols intracellulaires, aboutissant au relargage de l'ADN au sein de la cellule. Selon un mode de réalisation avantageux de ladite composition, elle comprend en outre au moins un véhicule pharmaceutiquement acceptable. Selon un autre mode de réalisation avantageux de ladite composi- tion, elle comprend un composé C tel que défini ci-dessus, dans lequel Ri et R2 sont identiques et représentent un groupement O=C-(CH2)p-R3, dans lequel R3 représente un groupe -S-(CH2)2-(CH)-S, les deux groupes R3 formant un groupe (z'b) R4-[S-(CH2)2-(CH)-S-S-(CH)-(CH2)2-S-]n, p étant compris entre 1 et 10, n étant supérieur à 2 et de préférence compris entre 2 et 10 et R4 correspondant à un peptide de ciblage de SEQ ID NO: 1. Selon un autre mode de réalisation avantageux de ladite composi- tion, elle comprend en outre un agent endosomolytique, capable de transporter ledit acide nucléique à travers les membranes cytoplasmiques ou endosomales de ladite cellule eucaryote. La présente invention est également relative à un procédé de synthèse dudit polymère cationique dérivé de l'acide lipoïque qui comprend : * la synthèse du composé Al (voir figure 6), par estérification du 3- diméthylamino-l,2-propanediol avec l'anhydride d'acide (6,8-thioctique) lipoïque, puis l'alkylation du produit obtenu en présence de diméthyle sulfate, et * la polymérisation dudit composé Al, induite par addition d'un agent réducteur en quantités catalytiques (DTT (obtention d'un composé B2) ou peptide fibre de l'adénovirus (obtention d'un composé 2C) tel que défini ci-dessus) à 37 C, pendant au moins 48 heures sous atmosphère azotée. Outre les dispositions qui précèdent, l'invention comprend encore d'autres dispositions, qui ressortiront de la description qui va suivre, qui se réfère à des exemples de mise en #uvre du procédé objet de la présente invention ainsi qu'aux dessins annexés, dans lesquels : - la figure 1 illustre les structures de différents lipides cationiques ; - la figure 2 illustre la structure des lipides cationiques et en parti- culier du DOTAP ; - la figure 3 illustre différentes structures de composés A et B selon l'invention ; - la figure 4 illustre la structure de l'acide lipoïque ; - la figure 5 illustre une structure de composé C ; - la figure 6 illustre les structures des composés Al et B2 selon l'invention : le composé Al est un composé de formule A dans lequel Y représente -O-, R1 et R2, sont identiques et représentent un groupement 0=C-(CH2)p-R3, dans lequel R3 représente un groupe (za) et le composé B2 est un composé de formule A dans lequel Y représente -O-, R1 et R2, sont identiques et représentent un groupement 0=C-(CH2)p-R3, dans lequel R3 représente un groupe -S-(CH2)2-(CH)-S, les deux groupes R3 formant un groupe (z'b) R4[-S-(CH2)2-(CH)-S -S-(CH)-(CH2)2-S-]n, p étant compris entre 1 et 10 et R4 correspondant à un peptide de ciblage de SEQ ID NO:1, n étant de préférence supérieur à 2 ; la figure 6 illustre également la structure du composé 3, qui résulte de la réduction du composé B2 ; - la figure 7 illustre la liaison des amphiphiles cationiques selon l'invention à un ADN (pDNA) ; - la figure 8 illustre la transfection d'une cellule avec une composition polymère amphiphile cationique-pDNA ; - la figure 9 illustre le mode de préparation des produits de formule A, dans lesquels X+ comprend une spermine (ou une spermidine). Il doit être bien entendu, toutefois, que ces exemples sont donnés uniquement à titre d'illustration de l'objet de l'invention, dont ils ne constituent en aucune manière une limitation. EXEMPLE 1 : Synthèse des polymères amphiphiles cationiques selon l'invention Matériels et méthodes Tous les réactifs chimiques sont des produits Sigma ou Aldrich et les réactifs de transfection, Lipofectine# et Lipofectamine sont des produits Boehringer Mannheim. Les plasmides pSV-lacZ, pGL3-luc et pCMV-luc ont été amplifiés et purifiés comme décrits précédemment (10). La séquence N-terminale de la protéine de fibre de l'adénovirus (AKRARLSTSNPVYPYEDESC) (SEQ ID NO:1) a été synthétisée par une technique de chimie standard en phase solide Fmoc, en flux continu. Synthèse du N-[1-(2,3-dilipoyloxy)propyll-N,N,N-triméthyl- ammonium méthylsulfate (composé Al) Le monomère Al est synthétisé par une réaction en deux étapes : estérification de [3-diméthylamino-1,2-propanediol] avec un anhydride de l'acide lipoïque (6,8-thioctic), puis alkylation par le sulfate de diméthyle. L'anhydride de l'acide lipoïque. Un mélange d'acide lipoïque (figure 4) (500 mg, 2,5 mmol) et de dicyclohexylcarbodiimide (330 mg, 1,5 mmol) a été agité dans 7 ml de chlorure de méthylène sec pendant 48 h à température ambiante, sous azote. Le précipité de dicyclohexylurée formé est éliminé par filtration et la solution d'anhydride résultante (IR, vc=o 1735 and 1805 cm-I) a été utilisée sans purification supplémentaire. N-[1-(2,3-dilipoyloxy)propyl]-N,N-diméthylamine. Du 3-diméthyl- amino-1,2-propanediol (40 mg, 0,3 mmol) a été ajouté à 4 ml d'une solution d'un anhydride de l'acide lipoïque (0,25 M), contenant 50 mg (0,4 mmol) de 4-(diméthylamino) pyridine. Après une nuit d'agitation, sous azote, à température ambiante, la réaction est arrêtée avec du méthanol ; le produit est concentré sous vide et le résidu est purifié sur colonne d'HPLC (gel de silice, 3% méthanol dans chloroforme). La réaction permet d'obtenir 105 mg de N-[1-(2,3-dilipoyloxy)propyl]-N,N,-diméthyl- amine avec un rendement de 70 %. Composé Al. Un mélange de N-[1-(2,3-dilipoyloxy)propyl]-N,N,diméthylamine (75 mg, 0,15 mmol) et de sulfate de diméthyle (20 mg, 0,16 mmol) a est maintenu sous agitation dans 3 ml de chloroforme anhydre, à température ambiante, sous azote. Après 20 h de réaction, le produit est concentré à 1 ml, sous faible pression et séparé par HPLC sur colonne (chloroforme/méthanol/acide acétique, 95/5/1) pour donner 67 mg de produit final avec un rendement de 87 %. La structure du composé Al a été confirmée par ses spectres UV (absorption caractéristique à 333 nm) et IR, son spectre de masse m/z 511:(MH+) et son analyse élémentaire (différence entre C, H, N, S calculée et déterminée Réaction de polymérisation (composés B2 et C). La solution du composé Al dans le chloroforme (1 mg, 0,002 mmol) est évaporée et le résidu est séché sous vide (20 h, température ambiante, 0,03 mmol). Le film obtenu est dissous dans 50 l de DMSO et la solution obtenue est mélangée à 500 l de tampon TNE (25 mM Tris, 140 mM NaCl, 0,5 mM EDTA, pH 8,5). Après avoir insufflé des bulles d'azote dans la solution, la polymérisation est induite par addition de DTT (30 l d'une solution 2 mM) ou de peptide fibre (1 mg, 0,0004 mmol) et on laisse la réaction se dérouler pendant 48 h, à 37 C, sous azote. Composé A2. * Boc4Sper-CO-OH Ce composé est synthétisé à partir de la L-ornithine comme décrit dans Loeffler JP. et al., Methods in Enzymology, 1993, 217,599, 618. * Boc4SperCO-NH- (CH2)-(CHOH)-(CH2OH) 0,55 g du composé Boc4SperC02H est ajouté à une solution de dicyclohexylcarbodiimide (DCC, 0,18 g) dans 3 ml de mélange de DMF/pyridine (1:1), sous agitation pendant 30 min à température ambiante. Du 3-amino-1,2-propanediol (300 l dans 0,5 ml de DMF/Py) est ensuite ajouté ; le mélange est agité pendant 20 h. Les produits de la réaction sont précipités et lavés avec de l'éthyl-éther et le composé Boc4SperCO-NH-(CH2)-(CHOH)-(CH20H) est purifié par HPLC sur du gel de silice. * Boc4SperCO-NH- (CH2)-(CHOLip)-(CH2OLip) le composé Boc4SperCO-NH-(CH2)-(CHOLip)-(CH20Lip) est obtenu par estérification du composé Boc4SperCO-NH-(CH2)-(CHOH)-(CH20H) avec de l'anhydride de l'acide lipoïque tel que décrit pour le composé N-(1-(2,3dilipoyloxy) propyl)-NN-diméthylamine et purifé par HPLC. * Composé A2 (figure 9) 0,25 g du composé Boc4SperCO-NH-(CH2)-(CHOLip)-(CH20Lip) est déprotégé avec 2 ml d'acide trifluoroacétique à température ambiante pendant 15 min ; le TFA est ensuite évaporé aboutissant au composé A2. Composé 3B. Le composé 3 est préparé par réduction soit du composé Al, soit du polymère B2, pendant 20 h, sous azote, en présence de DTT, dans une solution de TNE. La réduction du cycle 1,2-dithiolane est plus efficace avec le borohydrate de sodium qu'avec le DTT, cependant une hydrolyse significative des liaisons diesters est observée dans ce cas. Le composé 3 purifié par chromatographie sur colonne Sephadex G10 présente une absorption à 333 nm. EXEMPLE 2 : Mise en évidence de la formation du complexe amphiphile-ADN. L'incorporation d'iodure de propidium à l'ADN a été utilisée pour évaluer la formation de complexes entre l'ADN plasmidique (pADN) et les polymères amphiphiles cationiques selon l'invention. Une faible quantité ( la concentration d'amphiphile correspondant au point de transition et CDNA la concentration totale d'ADN. - Résultats Cette technique permet la détermination des constantes apparentes d'association et repose sur le fait que la formation de complexes entre l'ADN et l'amphiphile cationique empêche l'interposition du colorant dans l'ADN, diminuant ainsi sa fluorescence réelle (16). La comparaison des constantes d'association montre que le polymère B2 fixe l'ADN 15 à 200 fois plus fortement que les composés Al et 3, respectivement (Fig. 8). La différence entre les constantes d'association peut-être discutée en terme de force motrice pour la formation de complexes. Pour l'interaction des polymères amphiphiles cationiques avec l'ADN à des concentrations d'amphiphile inférieures à celles de la concentration critique micellaire, la force motrice majeure est de nature électrostatique à laquelle s'ajoute l'effet hydrophobe (1, 17). Ainsi la formation du composé B2 à partir du monocation Alprovoque une augmentation de plusieurs ordres de la composante électrostatique, laissant la composante hydrophobe inchangée. A l'inverse, le composé 3 réduit aura le même impact électrostatique que le composé Al ; cependant l'interaction hydrophobe sera considérablement réduite en raison de l'augmentation de polarité du résidu lipoate réduit (18). La différence d'affinité des composants B2 et 3 pour l'ADN explique la différence dans le mécanisme de libération de l'ADN à partir du complexe avec le cation amphiphile. La réduction du polymère B2 dans le complexe avec le pADN induira la formation du composé 3 réduit et le relargage de pADN libre (Fig 7, cadre, flèche). En effet, le traitement du complexe préformé entre le composé B2 et le pADN par le DTT provoque la libération du pADN, illustrée par l'augmentation de fluorescence de l'iodure de propidium (Fig 7, cadre). Des effets similaires ont été observés après réduction du complexe B2-pADN avec d'autres thiols tels que le lipoate réduit, le glutathion et même le système enzymatique lipoamide/lipoamide deshydrogènase ; cependant les cinétiques de libération de l'ADN observées sont plus lentes que celles observées avec le DTT. La formation des complexes pADN-amphiphile a également été étudiée par électrophorèse en gel d'agarose. Le complexe est préparé avec pDNA (pGL3luc, 21 M de phosphate) et différentes concentrations d'amphiphiles, dans 100 l de tampon TNE, pH 7,4. Le mélange est incubé 30 min à température ambiante avant d'être chargé sur un gel d'agarose 1 %. L'électrophorèse est effectuée dans du tampon TBE et l'ADN est visualisé après coloration au bromure d'éthidium. Le traitement du pADN avec des concentrations croissantes du polymère B2 induit la formation du complexe B2-pADN et le retard de migration du pADN. En présence de 5mM DTT qui induit la réduction de B2 en 3, aucun retard de migration de l'ADN n'a été observé. Tous ensemble, ces résultats montrent que la réduction des complexes de transfection B2-pADN avec des résidus thiols intracellulaires libèrera l'ADN qui sera plus accessible pour la machinerie cellulaire transcriptionnelle. En prenant en compte le gradient de concentration intracellulaire de résidus thiols, à savoir : de 1 à 3 mM dans le compartiment cytoplasmique (19), de 10 à 20 mM dans le noyau (20), on peut s'attendre à un relargage maximum de pADN dans le noyau, là où la transcription a lieu. EXEMPLE 3 : Transfection des cellules. - Méthode L'efficacité de transfection des composés B2, C2, et 3 a été évaluée en culture cellulaire. Puisque l'expression du gène rapporteur dépend du promoteur et du type cellulaire, différents plasmides (pSV-lacZ, pG3-luc et pCMV-luc) ainsi que différentes lignées cellulaires (HeLa, A549 et BHK) ont été testés avec ces composés, par comparaison avec le DOTAP# (Boehringer Mannheim). De manière plus précise, des cellules HeLa, A549 et BHK ont été cultivées dans des flacons, à 37 C, en atmosphère humide en présence de 5% CO2, dans un milieu DMEM supplémenté avec 20 mM L-glutamine et 10 % de sérum de veau f#tal (GIBCO/BRL/Life technologies). Les cellules ont été ensemencées dans des plaques à 24 puits (Falcon) et transfectées à 60-80 % de confluence avec des complexes comprenant 1,5 g d'ADN. L'activité luciférase (pGL3-luc et pCMV-luc) est mesurée par un test de luminescence (10). Chaque transfection a été effectuée plusieurs fois, en double et les résultats ont été exprimés en unités de luminescence par mg de protéines (test de dosage de protéines, Biorad). - Résultats Quel que soit le gène rapporteur (P-galactosidase ou luciférase) ou bien le type cellulaire utilisé, les composés B2 et C, respectivement, ont permis d'obtenir des niveaux de transfection 1,5 à 3 et 6 à 10 fois supérieurs à ceux observés avec le DOTAP . Le composé 3 réduit n'entraîne aucune augmentation de l'expression du gène rapporteur, probablement en raison de son incapacité à se lier solidement à l'ADN. Les niveaux d'expression du transgène les plus élevés ont été obtenus dans les cellules HeLa, en utilisant des plasmides portant le gène lucifèrase sous le contrôle du promoteur CMV (Fig. 8). L'efficacité de transfection des composés B2 et C a pu être augmentée par addition d'agent lysosomotropes comme la chloroquine à 100 M ou de lipide fusogènique comme la phosphatidyl-éthanolamine (rapport molaire 1:1), suggérant un mécanisme similaire de pénétration du complexe de transfection, dans les deux cas. La dépolymérisation du polymère, induite par la réduction du pont disulfure dans les cellules provoquerait la libération de l'ADN à partir du complexe de transfection et augmenterait donc l'efficacité d'expression du transgène. Les cellules n'ont pas montré de traces de cytotoxicité jusqu'à 100 M de polymère B (voir figure 8 pour comparaison des conditions optimales de transfection). EXEMPLE 4: Vectorisation du polymère B2 par le peptide de la fibre de l'adénovirus (-composé C). Puisque le transport nucléaire de pADN est considéré comme l'une des étapes les plus importantes, limitant l'efficacité de transfection, plusieurs tentatives ont été faites pour améliorer l'entrée de pADN dans le noyau de la cellule. Un peptide de 20 amino-acides dérivé de la région N-terminale de la protéine de fibre de l'adénovirus (SEQ ID NO:1) peut à lui seul effectuer la translocation de pDNA au travers de la membrane cellulaire et diriger le complexe de transfection dans le noyau. Ce peptide comprend un signal de localisation nucléaire pour la protéine de fibre, ainsi qu'une séquence NPXY connue pour être impliquée dans l'internalisation de plusieurs récepteurs de la surface cellulaire. Le ciblage du complexe B2-pADN pour le noyau cellulaire est significativement amélioré quand ce peptide est couplé au polymère B2. Pour ce faire, le peptide AKRARLSTSNPVYPVYPYEDESC, contenant une cystéine C-terminale additionnelle a été synthétisé et utilisé comme inducteur de la réaction de polymérisation A1->B2 (Fig 6). En présence de 20% mol du peptide, la réaction a été achevée en 2 jours, comme l'a montré la perte d'absorption du 1,2-dithiolane à 333 nm, confirmée par la chromatographie TLC. L'analyse du spectre de masse du mélange de réaction a révélé la présence d'un signal majeur à m/z : 4984(MH+), correspondant au composé C, contenant cinq molécules de monomère d'amphiphile pour une molécule de peptide (Fig 5, n=5). La réaction entre le composé Al et le thiolate se produit dans des conditions très douces et peut-être utilisée pour l'attachement de divers ligands au polymère B2. Ainsi que cela ressort de ce qui précède, l'invention ne se limite nullement à ceux de ses modes de mise en #uvre, de réalisation et d'application qui viennent d'être décrits de façon plus explicite ; elle en embrasse au contraire toutes les variantes qui peuvent venir à l'esprit du technicien en la matière, sans s'écarter du cadre, ni de la portée, de la présente invention. REVENDICATIONS 1 ) Amphiphiles cationiques, caractérisés en ce qu'ils sont sélectionnés dans le groupe constitué par : (a) les composés A qui répondent à la formule générale A suivante : dans laquelle : RI et R2, qui peuvent être identiques ou différents, représentent un groupement O=C-(CH2)p-R3, dans lequel R3 représente un atome d'hydrogène (résidu d'acide gras) ou un groupe (za) : au moins l'un des groupes R1 ou R2 comprenant un groupe (za), Y représente l'un des groupements suivants : -0- ; -0-CO-(CH2)p-0- ; -0-CO-(CH2)p-NH-, X représente un groupement chargé positivement, sélectionné dans le groupe constitué par : dans lequel X représente un atome d'azote ou un atome de soufre, R'1, R'2 et R'3, qui peuvent être identiques ou différents représentent une liaison à un autre groupement, un atome d'hydrogène ou un groupe alkyle en C1-C24, dans lequel R'4 représente un atome d'hydrogène ou (CH2)3-NH3+, n et p sont des nombres entiers compris entre 1 et 10, et Z est un anion non-toxique. (b) les composés B, obtenus par réduction ou polymérisation des liaisons S-S des composés de formule A ; et (c) les composés C, formés par greffage d'un peptide de ciblage sur des composés A ou des composés B, soit au niveau du groupement X, soit au niveau de R3, lorsque ce dernier comprend un atome de soufre. 2 ) Amphiphiles selon la revendication 1, caractérisés en ce que ledit peptide de ciblage est sélectionné dans le groupe constitué par des peptides fibre dérivant en tout ou en partie d'une fibre d'adénovirus et comportant au moins une zone constituée d'au moins 50 % d'aminoacides hydrophobes sélectionnés dans le groupe constitué par l'alanine, la valine, la phénylalanine, l'isoleucine, la leucine, la proline et la méthionine ; ledit peptide de ciblage comprenant au moins : - un segment d'une séquence NLS dérivée d'une fibre d'adénovirus comprenant entre 4 et 5 aminoacides, - une séquence hydrophobe comprenant entre 7 et 50 aminoacides, dérivée d'une fibre d'adénovirus, - ou une autre séquence peptidique apte à assurer un ciblage spécifique cellulaire ou tissulaire. 3 ) Amphiphiles selon la revendication 1 ou la revendication 2, caractérisés en ce que ledit peptide de ciblage correspond à la séquence : AKRARLSTSFNPVYPYEDES-C (SEQ ID NO :1). 4 ) Amphiphiles selon l'une quelconque des revendications 1 à 3, caractérisés en ce qu'ils correspondent à un composé A dans lequel Y représente -O-, R1 et R2, sont identiques et représentent un groupement O=C-(CH2)p-R3, dans lequel R3 représente un groupe (za), p étant compris entre 1 et 10. 5 ) Amphiphiles selon l'une quelconque des revendications 1 à 4, caractérisés en ce qu'ils correspondent à un composé B, dans lequel R1 et R2 sont identiques et représentent un groupement O=C-(CH2)p-R3, dans lequel R3 représente un groupe -S-(CH2)2-(CH)-S, les deux groupes R3 formant un groupe (zb) -S-(CH2)2-(CH)-S-S-(CH)-(CH2)2-S-, p étant compris entre 1 et 10. 6 ) Amphiphiles selon l'une quelconque des revendications 1 à 5, caractérisés en ce qu'ils correspondent à un composé C, dans lequel RI et R2 sont identiques et représententun groupement O=C-(CH2)p-R3, dans lequel R3 représente un groupe -S-(CH2)2-(CH)-S, les deux groupes R3 formant un groupe (z'b) R4-[S-(CH2)2-(CH)-S-S-(CH)-(CH2)2-S-]n, p étant compris entre 1 et 10, n étant supérieur à 2 et de préférence compris entre 2 et 10, et R4 correspondant à un peptide de ciblage de SEQ ID NO:1. 7 ) Composition capable de transférer une séquence d'acide nucléique vers une cellule eucaryote, caractérisée en ce qu'elle comprend un acide nucléique et un polymère amphiphile cationique selon l'une quelconque des revendications 1 à 6, opérativement couplé audit acide nucléique. 8 ) Composition selon la revendication 7, caractérisée en ce qu'elle comprend en outre au moins un véhicule pharmaceutiquement acceptable. 9 ) Composition selon la revendication 7 ou la revendication 8, caractérisée en ce qu'elle comprend un composé C, dans lequel RI et R2 sont identiques et représentent un groupement O=C-(CH2)p-R3, dans lequel R3 représente un groupe -S-(CH2)2-(CH)-S, les deux groupes R3 formant un groupe (z'b) R4-[S-(CH2)2-(CH)-S-S-(CH)-(CH2)2-S-]n, p étant compris entre 1 et 10, n étant supérieur à 2 et de préférence compris entre 2 et 10, et R4 correspondant à un peptide de ciblage de SEQ ID NO:1. 10 ) Composition selon l'une quelconque des revendications 7 à 9, caractérisée en ce qu'elle comprend en outre un agent de endosomolytique, capable de transporter ledit acide nucléique à travers les membranes cytoplasmiques ou endosomales de ladite cellule eucaryote. 11 ) Procédé de synthèse d'un polymère cationique selon l'une quelconque des revendications 1 à 6, caractérisé en ce qu'il comprend : * la synthèse du composé Al, par estérification du 3-diméthyl- amino-1,2-propanediol avec l'anhydride d'acide (6,8-thioctique) lipoïque, puis l'alkylation du produit obtenu en présence de diméthyle sulfate, et * la polymérisation dudit composé Al, induite par addition d'un agent réducteur en quantités catalytiques (DTT (obtention d'un composé B2)) ou peptide fibre de l'adénovirus selon la revendication 2 ou la revendication 3 à 37 C, pendant au moins 48 heures sous atmosphère azotée.