Brevet FR2788281A1 — publié le 20000713

La présente invention est relative à une méthode de production d'adipocytes à partir de fibroblastes non différenciés ainsi que l'utilisation des adipocytes ainsi obtenus pour cribler des molécules destinées au traitement de l'obésité, du diabète ainsi que des hyperlipidémies et comme modèle d'étude des mécanismes de la biologie des adipocytes. L'obésité est une maladie chronique dont les conséquences sur la santé sont importantes et dont la fréquence à travers le monde est en pleine expansion (Hill J. O. et al. (1998), Science, 280,1371-1374). Parce que l'obésité résulte d'un déséquilibre de la balance énergétique et que les adipocytes sont considérés comme le site principal de stockage et de mobilisation de l'énergie, de nombreuses études ont été réalisées pour comprendre la biologie des adipocytes. Ainsi des cultures primaires de préadipocytes semblables à des fibroblastes peuvent être différenciées in vitro en adipocytes matures qui produisent des gouttelettes lipidiques. De plus, plusieurs lignées cellulaires de préadipocytes immortalisés ont été développées, comme par exemple les lignées cellulaires de préadipocytes blancs de souris 3T3-L1 (Green H. et al. (1974), Cell, 1, 113-116) et 3T3- F442A (Green H. et al. (1976), Cell, 7,105-113) et les lignées cellulaires de préadipocytes bruns humains PAZ-6 (Zilberfarb V. et al. (1997), J Cell Sc., 110,801-807). Les recherches réalisées ces dernières années sur ces lignées cellulaires et les cultures primaires de préadipocytes ont largement contribué à la connaissance de la différenciation des adipocytes. In vitro, la différenciation des adipocytes est réalisée par addition à des préadipocytes confluents, de mélanges de différents agents qui stimulent la différenciation, comme par exemple l'insuline, la pioglitazone, la dexaméthasone et la 3-isobutyl-l-méthyl-xanthine (Cornelius P. et al., (1994) Annu. Rev. Nutr, 14,99-129 et Grégoire F. M. (1998), Physiol. Rev., 78,783- 809). Pendant la transformation en adipocytes, on observe l'apparition de gouttelettes lipidiques et l'augmentation de la transcription de plusieurs marqueurs spécifiques des gènes tels que PPARy (y form of peroxisome proliferator activated receptor) ou HSL (lipase sensitive hormone). PPARy est un des marqueurs principaux impliqués dans la différenciation des préadypocytes en adipocytes (Fajas L. et al., (1998), Curr .Opin. Cell Biol., 10, 165-173 ; Spiegelman B.M., (1996), Cell, 87, 377-389). Le récepteur adrénergique de type p3 ((33 AR) est un récepteur couplé aux protéines G qui est exprimé principalement dans le tissu adipeux (Strosberg A. D. et al. (1996), Trends Pharmacol. Sci., 17,373-381). Ce récepteur n'est pas exprimé dans les préadipocytes mais apparaît dans les adipocytes matures blancs ou bruns. Chez les rongeurs, la stimulation du ss3 AR par les catécholamines conduit à une augmentation de la concentration en AMP cyclique (AMPc) intracellulaire faisant intervenir la protéine Gs (protéine G stimulatrice) ; augmentation est suivie par une activation de la protéine kinase A (PKA) et par la phosphorylation de différentes protéines cibles comme par exemple HSL qui conduit à la lipolyse. Bien que la stimulation du ss3 AR humain induise des augmentations significatives des concentrations intracellulaires en AMPc dans des modèles de cellules transfectées, son rôle dans la régulation de l'équilibre énergétique dans les adipocytes humains est encore controversé (Arch J.R.S., Biochemical Society Transaction, 24,412- 418). Il existe à l'état naturel un polymorphisme du ss3 AR humain (W64R) qui est associé avec une obésité pathologique et une résistance à l'insuline (Strosberg A. D., (1997), Trends Pharmacol. Sci., 18, 449-454). On ne sait pas à l'heure actuelle comment cette mutation affecte le fonctionnement des adipocytes conduisant ainsi à une obésité et à une résistance à l'insuline. Aucune différence au niveau de la lipolyse faisant intervenir le ss3 AR n'a été mise en évidence dans des adipocytes issus d'hommes hétérozygotes pour la mutation W64R (Li L. S. et al., (1996), Diabetologia, 39,857-860). De plus aucune différence n'a été observée au niveau de la liaison au récepteur (binding) ou de l'activation de l'adénylyl cyclase entre des cellules CHO (Chinese hamster ovary) exprimant le type sauvage du ss3 AR et des cellules CHO exprimant le type muté du ss3 AR (Candelore M. R. et al., (1996), Endocrinology, 137, 2638-2641 ; Piétri-Rouxel et al., (1997), Eur. J Biochem., 247,1174-1179) alors que l'accumulation maximale d'AMPc est beaucoup plus faible dans les cellules exprimant le récepteur mutant (Piétri-Rouxel et al., (1997), Eur. J Biochem., 247, 1174-1179). En plus de son rôle dans la lipolyse, on a suggéré récemment que le ss3 AR pourrait être impliqué dans la régulation de la prolifération/différenciation des adipocytes, en particulier dans le tissu adipeux brun BAT (brown adipose tissue). En effet chez les rongeurs, un traitement avec des agonistes ss3 provoque une hypertrophie du BAT (Ghorbani M. (1997), Biochem. Pharmacol., 54,121-131) et en culture, l'activation du ss3 AR stimule la différenciation des adipocytes bruns (Bronnikov G. (1992), J Biol. Chem., 267,2006-2013). De plus, les patients atteints de phéochromocytome développent une tumeur sécrétrice de catécholamines, entourée de tissu adipeux brun ( Himms-Hagen J., (1990), Faseb J, 4, 2890-2898). Dans les adipocytes de rat, la stimulation du ss3 AR conduit à l'activation de la voie de signalisation des kinases ERK1/2 (Extracellular signal regulated Kinases 1/2) (Shimizu Y et al , Endocrinology, 138,248-253) et à la stimulation de la protéine kinase B (PKB) (Moule S. K. et al. J Biol. Chem., 272,7713- 7719) qui, avec la PI3K (Phosphatidylinositol-3 Kinase), jouent un rôle important dans la différenciation des adipocytes (Sale E. M. et al. (1995), Embo J, 14, 674-684; Christoffersen C. T. et al. Biochem. Biophys. Res. Com., 246, 426-430 ; Magun R. et al. (1996), Endocrinology, 137,3590-3593). Il a été suggéré qu'il existe des différences entre les ss3 AR murin et humain quant à la sélectivité des ligands ss3 AR pour ces récepteurs (Howe, R. (1993) Drugs of the Future 18,529-549). Ainsi des ligands du ss3 AR qui ont une bonne efficacité dans des systèmes cellulaires de rongeurs se sont avérés peu ou pas efficaces dans des cultures d'adipocytes humains ou in vivo chez l'homme. De plus, la seule lignée cellulaire d'origine humaine PAZ-6 (Zilberfarb V. et al. (1997), J Cell Sc., 110, 801-807), lorsqu'elle est cultivée en présence d'agents de différenciation, a la propriété d'exprimer tous les récepteurs adrénergiques (3 (pi AR, p2 AR, p3 AR) et les récepteurs adrénergiques a2 (a2 AR) rendant difficile le criblage de ligands sélectifs du récepteur adrénergique du sous-type ss3. En conséquence les Inventeurs se sont donné pour but de mettre au point une méthode de production d'adipocytes à partir de fibroblastes non différenciés exprimant de manière stable le ss3 AR humain et d'utiliser ces adipocytes comme modèle d'étude des mécanismes de la biologie des adipocytes et comme moyen de criblage de molécules spécifiques du ss3 AR destinées au traitement de l'obésité, du diabète ainsi que des hyperlipidémies. Le fait de transfecter de manière stable un gène codant pour un récepteur humain comme le ss3 AR humain et la mise au point d'adipocytes à partir de cellules fibroblastiques transfectées par le gène codant pour le récepteur ss3 AR et n'exprimant pas les autres sous-types adrénergiques (a2 AR, 3, AR et (32 AR) présentent un avantage certain quant à l'utilisation de ces cellules pour la mise au point de criblage de molécules sélectives du récepteur ss3 AR humain. La présente invention a pour objet une méthode de production d'adipocytes à partir de fibroblastes non différenciés, ladite méthode étant caractérisée par la mise en culture de fibroblastes non différenciés arrivés à confluence et exprimant de manière stable le ss3 AR humain, dans un milieu comprenant des agents stimulant la différenciation des adipocytes comme la biotine, le panthothénate, la triiodothyronine, l'insuline, la dexaméthasone, la 3-isobutyl-l-méthyl-xanthine et la pioglitazone ou un de ses dérivés. Les fibroblastes non différenciés peuvent être des cellules CHO/K1-p3 et des cellules mutées CHO/Kl-p3W64R. En effet la densité de P3-AR dans les cellules Choisi-(33 est proche de celle observée dans la lignée cellulaire PAZ-6 d'adipocytes bruns humains dont le Bmax est voisin de 0,4 pmole de récepteur/mg protéine (Zilberfarb V. et al. (1997), J Cell Se., 110,801-807), ce qui en fait un modèle physiologique intéressant. Dans ces conditions, et ce de manière surprenante, des gouttelettes lipidiques apparaissent au bout de cinq jours de culture et cette accumulation semble spécifiquement liée à la présence du ss3 AR ; en effet des cellules CHO/K1 non transfectées ou des cellules exprimant le récepteur P2 adrénergique z2 AR) humain n'accumulent pas de quantités significatives de lipides lorsqu'elles sont cultivées dans un milieu supplémenté en agents stimulant la différenciation des adipocytes. De plus cette production de lipide peut être inhibée de manière significative en cultivant les cellules en présence de bupranolol, antagoniste de ss3 AR. Les cellules CHO/K1 qui expriment le polymorphisme naturel W64R du ss3 AR humain, lequel a été corrélé avec une obésité pathologique, montrent une accumulation supérieure de lipides comparativement à des cellules CHO/K1 exprimant le type sauvage de ss3 AR. La présente invention concerne également un modèle d'étude des mécanismes de la biologie des adipocytes, caractérisé en ce qu'il comprend des adipocytes obtenus par la méthode selon l'invention. La présente invention a également pour objet l'utilisation des adipocytes ainsi obtenus pour cribler des molécules destinées au traitement de l'obésité, du diabète ainsi que des hyperlipidémies. Plus particulièrement l'invention concerne l'utilisation des adipocytes ainsi obtenus pour cribler des agents antilipidiques. D'autres caractéristiques et avantages de l'invention apparaissent dans la suite de la description et des exemples illustrés par les figures dans lesquelles : - la figure 1 représente la stimulation de l'accumulation des lipides dans les cellules CHO/K1 exprimant le ss3 AR humain ; les cellules CHO/K1 exprimant le type sauvage du ss3 AR à confluence sont cultivées dans un milieu contenant des agents stimulant la différenciation des adipocytes (voir exemple 1). Après 10 jours de culture, les cellules sont fixées et marquées avec une solution de Oil Red O.- Grossissement 40 x, - la figure 2 représente l'accumulation de lipides (triglycérides) dans des cellules CHO/K1 transfectées soit par le ss3 AR humain soit par la forme mutée de ce récepteur ; les cellules CHO/K1 de type sauvage (control, blanc), les cellules CHOIKI transfectées de manière stable par le p3 AR humain de type sauvage xi3, noir), les cellules CHO/K1 transfectées de manière stable par le ss3 AR humain de type muté (p3W64R, hachuré) et les cellules CHO/K1 transfectées de manière stable par le p2 AR humain (32, gris) sont cultivées en présence des agents de différenciation ; les lipides sont marqués par une solution de Oil Red O., extraits et quantifiés (voir exemple 1-3). Les résultats sont exprimés comme la moyenne erreur standard à la moyenne (sem) de 3 à 7 expériences réalisées en double, * p 10 iM agoniste sélectif p3 AR (CGP12, hachuré). La transformation des cellules est suivie comme indiqué dans les exemples. Les résultats sont exprimés en pourcentage de la valeur témoin observée dans les cellules CHO/K1 transfectées de manière stable par le ss3 AR humain de type sauvage cultivées en présence des agents de différenciation en l'absence d'agoniste ss3 AR. Les données sont exprimées comme la moyenne erreur standard à la moyenne (sem) de 3 à 5 expériences réalisées en double. (B). Les cellules CHO/K1 transfectées de manière stable par le ss3 AR humain de type muté W64R sont cultivées en présence des agents de différenciation, soit en l'absence d'agoniste p3 AR (blanc), soit en présence de noradrénalinelO M (NEPI, noir), soit en présence de CGP12177A 10 nM agoniste sélectif p3 AR, (CGP12, hachuré). La transformation des cellules est suivie comme indiqué dans les exemples. Les résultats sont exprimés en pourcentage de la valeur témoin observée dans les cellules CHO/K1 transfectées de manière stable par le W64R ss3 AR humain cultivées en présence des agents de différenciation en l'absence d'agoniste ss3 AR. Les données sont exprimées comme la moyenne erreur standard à la moyenne (sem) de 3 à 5 expériences réalisées en double. * p transfectées de manière stable par le p3 AR humain de type sauvage xi3) ou par le ss3 AR humain de type muté (p3W64R) sont cultivées en présence des agents de différenciation soit en l'absence (blanc), soit en présence de bupranolol 10 M antagoniste sélectif du ss3 AR (BUPRA). La transformation des cellules est suivie comme indiqué dans les exemples. Les résultats sont exprimés en pourcentage de la valeur témoin observée dans les cellules CHO/K1 transfectées de manière stable par le ss3 AR humain de type sauvage cultivées en présence des agents de différenciation en l'absence d'antagoniste ss3 AR. Les données sont exprimées comme la moyenne erreur standard à la moyenne (sem) d'au moins 3 expériences réalisées en double. * p sauvage z33) ou la forme mutée de ce récepteur (P3W64R) sont cultivées en l'absence (-) ou en présence (+) des agents de différenciation comme indiqué dans les exemples. BAT = tissu adipeux brun ; WAT = tissu adipeux blanc ; HSL = hormone sensitive lipase ; PPARgamma = PPAR/ = y form of the peroxisome proliferator activated receptor. Exemple 1 : Matériel et méthodes mis en #uvre pour étudier la différenciation des fibroblastes en adipocytes 1. Cultures cellulaires Les cellules CHO/K1 (Chinese Hamster OvarylKI) exprimant le ss3 AR humain sauvage (Bmax = 0,47 pmole de récepteur/mg protéine) appelées CHO/K1-p3 ou exprimant la forme mutée de ce récepteur W64R (Bmax = 0,32 pmole de récepteur/mg protéine) appelées CHO/K1-(33W64R sont décrites par Piétri-Rouxel et al., (1997), Eur. J Biochem., 247, 1174-1179 ; les cellules CHO/K1 transfectées de manière stable (Bmax = 0,30 pmole de récepteur/mg protéine) avec le gène codant pour le récepteur adrénergique ss2 AR humain sauvage cloné par Emorine L. et al. (PNAS, (1987), 84,6995-6999), ont été fournies par le Dr. S. Marullo (France). Les cellules sont cultivées jusqu'à confluence dans un mélange (1:1) de Ham's F12/DMEM (Dubelcco's modified Eagles medium) supplémenté avec du tampon Hepes 20 mM, 5 % de sérum de veau foetal décomplémenté et des antibiotiques. Lorsque les cellules ont atteint la confluence, elles sont transférées dans un milieu supplémenté avec de la biotine (33 pM), du panthoténate (18 jaM), de la triiodothyronine (T3,1 nM), de l'insuline (85 nM), de la dexaméthasone (1 M), de la 3-isobutyl-1-méthyl-xanthine (250 nM) et de la pioglitazone ou un de ses dérivés (1 M). Les cellules sont maintenues dans ce milieu pendant 10 à 12 jours en changeant le milieu tous les 3 jours. Si nécessaire 10 M des produits suivants sont ajoutés dans le milieu : (-)-noradrénaline (Sigma), CGP12177A (()-4-(3-t-butyl- amino-2-hydroxypropoxy)benzimidazol-2-one] (don de Ciba-Geigy) et bupranolol (Schwarz Pharma AG). 2. Marquage au OU Red O. et quantification de l'accumulation des lipides dans les cellules La solution de Oil Red O. est préparée selon la méthode décrite par Ramirez-Zacarias J. L. et al. (1992), Histochemistry, 97,493-497. Six plaques multipuits sont lavées 2 fois par du tampon PBS salin (phosphate buffered saline), fixées pendant 1 heure par une solution de formaline à 10 % dans le PBS, lavées avec de l'eau, marquées pendant 2 heures par immersion complète dans une solution de Oil Red O. et rincées deux fois avec de l'eau. L'excès d'eau est évaporé en plaçant les plaques à 37 C. Le colorant est extrait par 200 l d'alcool isopropylique par puits et l'absorbance d'un aliquot est mesurée immédiatement à 492 nM. Les lipides (triglycérides) sont quantifiés en utilisant des courbes de calibration de trioléine (Sigma) selon la méthode décrite par Ramirez-Zacarias J.L. (Ramirez-Zacarias J.L. et al. (1992), Histochemistry, 97,493-497). 3. RT-PCR L'ARN total est extrait des cellules CHO/K1 en utilisant l'agent d'isolement Trizol RNA (Life Technology). L'ARN d'hamster est extrait du tissu adipeux brun interscapulaire et du tissu adipeux blanc abdominal omental. L'ARN total est traité pendant 60 minutes à 37 C par 0,3 U d'ADNase I sans AR1ase//lg d'acide nucléique (RQ1 DNase Promega) dans un milieu contenant du Tris-HCI 40 mM, à pH 9, NaCl 10 mM, MgCl2 6 mM, CaCl2 10 mM en présence de 2 U/ l d'inhibiteur d'ARNase (RNasin Promega). Après extraction par un mélange phénol/chloroforme et précipitation de l'ARN, 2 g d'ARN sont utilisés pour synthétiser de l'ADNc. L'ARN est incubé pendant 90 minutes à 42 C avec la transcriptase inverse du Virus de Moloney de la leucémie murine (SuperScriptTM II, Gibco-BRL) dans 10 fil de tampon de transcriptase inverse (Tris-HCI 50 mM, à pH 8,3, KCI 75 mM, MgCl2 3 mM et dithiothréitol 10 mM) contenant 0,4 mM de chaque dNTP, 0,0033 U d'hexanucléotides aléatoires (Pharmacia France) et 2 U d'inhibiteur de ARnase. La PCR semi-quantitative est réalisée dans un volume final de 50 l contenant 0,25 mM d'amorces, 2,5 U de Taq polymérase (Gibco), 0,25 mM de chaque dNTP, lx de tampon de réaction (Gibco) supplémenté par 1,5 mM de MgCl2. Parmi les gènes étudiés, seules les séquences codant pour le PPARy (Aperlo C. Et al., (1995), Gene, 162,297-302) sont connues du hamster. En conséquence les séquences pour le gène HSL ont été alignées à partir d'autres espèces (rat, cochon et humain) et des oligonucléotides ont été générés par rapport aux séquences conservées de manière importante. L'ARN de tissu adipeux brun et blanc de hamster est utilisé comme témoin. 200 ng de matrice d'ADNc sont dénaturés pendant 4 minutes à 94 C et amplifiés comme suit : PPARy (94 C, 30 s ; 51 C, 30 s ; 72 C, 40 s ; 35 cycles) ; HSL (94 C, 30 s ; 55 C, 30 s ; 72 C, 45 s ; 35 cycles) ; p-actine (94 C, 30 s ; 60 C, 30 s ; 72 C, 30 s ; 25 cycles). L'extension finale est réalisée pendant 3 minutes à 72 C. Pour comparer les produits issus de la PCR d'une manière semiquantitative on procède de la manière suivante : i) on détermine la phase exponentielle de l'amplification en réalisant 25-30-35-40 cycles et ii) on amplifie le gène pour la P-actine (15-20-25 cycles) comme standard interne de la quantité et de la qualité de l'ADNc. Les séquences amorces sont : PPARy : amorce amont 5'-AGA CAA CAG ACA AAT CAC CAT- 3' et amorce aval 5'-AAG TTT GAG TTT GCT GTG AAG-3' HSL : amorce amont 5'- GCT GGT GTC CTT CGG GG-3' et amorce aval 5'- GCG GCT TAC CCT CAC GG-3' p-actine : amorce amont 5'-GAG ACC TTC AAC ACC CC-3' et amorce aval 5'-GTG GTG GTG AAG CTG TAG CC-3'. Les produits d'amplification sont visualisés après électrophorèse sur un gel d'agarose à 1 % par du BET (Ethidium bromide) ; PPARy 401 bp ; HSL environ 250 bp et P-actine environ 250 bp (figure 5). EXEMPLE 2 : des lipides dans les cellules CHO/K1 transfectées par la forme sauvage ou par la forme mutée du ss3 AR humain. Des cellules CHO/K1-p3 sont cultivées dans les conditions définies ci-dessus. Après 5 jours de culture dans le milieu supplémenté en agents stimulant la différenciation, de petites gouttelettes de lipides apparaissent dans les cellules. Après 10 jours, l'accumulation de lipides atteint son maximum et les lipides sont marqués par de l'Oil Red O. comme décrit précédemment. L'examen macroscopique des boites montrent qu'il y a accumulation des lipides dans environ 40 % des cellules transfectées (figure 1). Ni les cellules CHO/K1-p3 cultivées dans un milieu normal (lipides non détectables), ni les cellules CHO/K1 de type sauvage cultivées dans un milieu supplémenté en agents stimulant la différenciation ne présentent une telle accumulation de lipides (figure 2). L'accumulation de gouttelettes de lipides observée dans les cellules CHO/Kl-p3 dont la densité en récepteur est telle que Bmax = 0,47 pmole de récepteur/mg protéine, n'est pas due à un effet de clone puisque des cellules qui expriment une densité supérieure en ss3 AR accumulent des lipides de façon similaire lorsqu'elles sont cultivées en milieu supplémenté. Après culture des cellules Choisi-(33 en milieu supplémenté, on extrait 1055 273 /lg/mllpuits de triglycérides (n = 7) alors que le taux basal observé dans des cellules CHO/K1 non transfectées est de 218 47 g/ml/puits (n=7) (figure 2). Les cellules CHO/Kl-(32 cultivées dans les mêmes conditions n'accumulent pas de manière significative plus de lipides que les cellules CHO/K1 de type sauvage (212 470 g/ml/puits (n=3) (figure 2). De manière intéressante, les cellules CHO/K1-p3W64R accumulent en revanche significativement plus de triglycérides que les cellules CHO/Kl-p3 de type sauvage (1473 254 pg/ml/puits (n=7) (figure 2). Ces résultats montrent que la présence de ss3 AR suffit par ellemême à augmenter la formation de lipides intracellulaires. EXEMPLE 3: Modulation de l'accumulation des lipides par les ligands (3-adrénergiques La noradrénaline et le CGP 12177A (agoniste sélectif du ss3 AR) diminuent la quantité de gouttelettes lipidiques dans les cellules CHO/Kl-p3 respectivement de 32 % et 22 % par rapport au mêmes cellules cultivées en l'absence de ces agonistes P-adrénergiques (figure 3A). Dans les cellules CHO/K1-p3W64R en revanche aucune diminution de l'accumulation de lipides n'est observée en présence de ces agonistes (figure 3 B). Lorsque les cellules CHO/Kl-p3 sont cultivées en présence de bupranolol, antagoniste sélectif du z33 AR, à 10 uM, une diminution drastique (91 %) de l'accumulation des lipides est observée (figure 4). Dans les cellules CHO/K1-p3W64R cultivées en présence de bupranolol, antagoniste sélectif du ss3 AR, à 10 M une diminution drastique (92 %) de l'accumulation des lipides est également observée (figure 4). Ces résultats montrent que l'accumulation de lipides nécessitent la présence d'un récepteur fonctionnel mais pas nécessairement la présence de son ligand. EXEMPLE 4 : de marqueurs spécifiques des adipocytes Les cellules CHO/K1 non transfectées préconfluentes, les cellules CHO/Kl-p3 préconfluentes, les cellules CHO/Kl-p3W64R préconfluentes, expriment toutes le même taux de HSL. Ce taux n'est pas modifié dans les cellules confluentes qu'elles soient en présence ou en absence d'agents stimulant la différenciation (figure 5). Les cellules CHO/K1 non transfectées préconfluentes expriment PPARy ; en revanche dans les cellules CHO/K1-[33 préconfluentes et les cellules CHO/Kl-p3W64R préconfluentes l'expression de PPARy est diminuée de manière significative (figure 5). Après culture des différents types de cellules en présence d'agents stimulant la différenciation, l'expression du PPARy n'est pas modifiée dans les cellules non-transfectées mais est augmentée dans les cellules transfectées (figure 5). La P-actine utilisée comme standard interne est détectée dans les cellules CHO/KI non transfectées, dans les cellules CHO/K1-ss3 et dans les cellules CHO/K1-p3W64R cultivées en présence ou non d'agents stimulant la différenciation. Les résultats obtenus qui mettent en évidence la modulation de l'expression de PPARy par le ss3 AR humain confirment l'importance du rôle de ce récepteur dans la biologie des adipocytes et montrent que son expression est liée à un stade plus avancé de l'adipogénèse. L'expression ectopique du ss3 AR humain dans les cellules CHO/K1 est capable de moduler l'expression de PPARy, un des gènes majeurs de l'adipogénèse. REVENDICATIONS 1) Méthode de production d'adipocytes à partir de fibroblastes non différenciés caractérisée par : - la mise en culture de fibroblastes non différenciés arrivés à confluence et exprimant de manière stable le récepteur adrénergique ss3 humain ou le récepteur adrénergique ss3 humain muté W64R, dans un milieu comprenant des agents stimulant la différenciation des adipocytes. 2) Méthode selon la revendication 1 caractérisée en ce que les fibroblastes sont choisis dans le groupe comprenant des cellules CHO/K1 exprimant de manière stable le récepteur adrénergique ss3 humain et les cellules CHO/K1 exprimant de manière stable le récepteur adrénergique ss3 humain muté W64R. 3) Méthode selon l'une quelconque des revendications 1 et 2 caractérisée en ce que les agents stimulant la différenciation des adipocytes sont la biotine, le panthothénate, la triiodothyronine, l'insuline, la dexaméthasone, la 3-isobutyl-l-méthylxanthine et la pioglitazone ou un de ses dérivés. 4) Utilisation des adipocytes obtenus par la méthode selon la revendication 1 pour le criblage de molécules destinées au traitement de l'obésité, du diabète ainsi que des hyperlipidémies. 5) Utilisation selon la revendication 4 caractérisée en ce qu'elle permet le criblage d'agents antilipidiques. 6) Modèle d'étude des mécanismes de la biologie des adipocytes, caractérisé en ce qu'il comprend des adipocytes obtenus par la méthode selon l'une quelconque des revendications 1 à 3.