Brevet FR2789695A1 — publié le 20000818

La présente invention a trait à des adénovirus pcrcins de sérotypes 3 et 5 recombinés par insertion de séquences nucléotidiques hétérologues, ces adénovirus étant aptes à se répliquer in vivo de manière autonome et exprimer ces séquences hétérologues. L'invention a aussi trait aux vaccins porcins obtenus, aux méthodes d'immunisation des porcs les utilisant, à des vecteurs adénovirus délétés et réplicatifs, aux méthodes d'obtention de ces adénovirus, vaccins et vecteurs. Les adénovirus sont des virus à molécule d'ADN double brin linéaire, avec des séquences inversées terminales répétées à chaque extrémité. Les adénovirus font partie de la famille des Adenoviridae, responsables de maladies touchant un grand nombre d'espèces, telles que les espèces simiennes, bovine, ovine, porcine, équine, murine, canine et aviaires. Les infections à adénovirus peuvent se caractériser, selon les espèces et selon les types d'adénovirus, par des signes d'encéphalites, de pneumonies, de lésions rénales, de diarrhées et d'hépatites. Le génome des adénovirus est variable d'une espèce à l'autre [(T. Adrian et al , Arch Virol 1986,91, 277-290), (J. Hamelin étal, J. Clin. Microbiol. 1988, 26,31- 33), (R. Assaf et al , Can. J. Comp. Med. 1983,47, 460-463), (T. Kurokawa et al , J Virol. 1978, 28, 212-218), (S -L. Hu et al, J. Virol. 1984, 51, 880-883), (L Zsak et al, Intervirology 1984,22, 110-114) ]. Les adénovirus des animaux, contrairement aux adénovirus humains, ont un spectre d'hôte très limité et ils n'infectent souvent que les animaux appartenant à leur espèce d'origine. Le premier adénovirus porcin (en anglais "Porcine AdenoVirus" ou PAV) a été isolé en 1964 (D. Haig étal , J. Comp. Pathol. 1964,74, 81-84). Depuis cette date, 5 sérotypes d'adénovirus porcins ont été identifiés et décrits (Hirahara et al , J Vet. Sci 1990,52, 407-409). Les adénovirus des sérotypes 1 et 2 sont associés à des diarrhées , les adénovirus du sérotype 4 sont associés à des symptômes de pneumonie et d'encéphalite. Des adénovirus porcins ont été classés dans un cinquième sérotype du fait de leur absence de neutralisation croisée avec des antisérums spécifiques des PAV des sérotypes 1 à 4. Le génome de PAV-5 a été analysé et une carte de restriction a été établie (Tuboly et al., Virus Res. 1995,37, 49-54) Cette analyse a montré l'absence de similitude entre les cartes de restriction des PAV-5 et celles des PAV des autres sérotypes : PAV-1 et PAV-2 (Reddy et al., Arch. Virol. 1995,140, 195-200), PAV-3 (Reddy et al., Irtervirology 1993, 36, 161- 168), et PAV-4 (Kleiboeker et al., Arch. Virol. 1993, 133,357-368). Parmi les sérotypes 3 et 5, il existe des souches naturellement non pathogènes pour le porc. Les PAV ont un génome d'une taille d'environ 32 à environ 34 kpb. Le génome de PAV-1 a une taille d'environ 33,5 kpb. Celui de PAV-2 a une taille d'environ 33,3 kpb. La séquence complète du virus PAV-3 a été récemment établie et déposée dans la banque de données GenBank, sous le numéro AF083132 (P. S. Reddy et al., Virol. 1998,251, 414-426) ; sa taille est de 34094 paires de bases (pb). Le génome de PAV-4 a une taille d'environ 32 kpb et celui de PAV-5 a une taille d'environ 33,2 kpb. Le génome complet de PAV-5 et notamment de la région E3 n'a pas été séquence et publié L'application principale envisagée pour les adénovirus se trouve dans le domaine de la thérapie génique chez l'homme et un très grand nombre de constructions et de systèmes ont été proposés. Les adéiovirus ont également été proposés comme vecteurs recombinés dans des compositions vaccinales pour la protection des humains et des animaux contre de nombreux virus pathogènes. A ce jour, deux stratégies de construction de vecteurs adénovirus recombinés ont été développées (M. Eloit & M. Adam, J. Gen. Virol. 1995, 76, 1583-1589). La première stratégie consiste en l'insertion de cassettes d'expression dans des régions indispensables à la réplication de l'adénovirus, d'où la nécessité de développer en parallèle des systèmes de transcomp:émentation pour pouvoir assurer la réplication du virus Pour les adénovirus porcins, la région E1 a été proposée comme site d'insertion (P S. Reddy et al., VirLs Res. 1998, 58,97-106). Les vecteurs recombinés ainsi construits sont dits " non réplicatifs " car ils ne peuvent pas se répliquer chez l'hôte auquel ils sont administrés En variante de cette première stratégie, on peut utiliser un virus non réplicatif chez l'animal destinataire La cassette d'expression PRV gD a notamment été déjà insérée dans le site E1A de l'adénovirus humain de sérotype 5, non réplicatif chez le porc (M Monteil et al , J. Gen Virol. 1997,78, 3303-3310 ; A. Ambriovic et al., Virol 1997, 238, 327-335) La seconde stratégie consiste en l'insertion de cassettes d'expression au niveau de régions du génome viral qui sont non essentielles à la réplication de l'adénovirus. La difficulté de déterminer des régions non essentielles chez les adénovirus et la présence d'une capside rigide rendent cette seconde stratégie difficile à mettre en oeuvre. En effet l'une des caractéristiques essentielles des adénovirus est qu'ils possèdent une capside rigide qui limite strictement la taille de la molécule d'ADN pouvant y être encapsidée. De manière générale, on estime qu'il est possible d'encapsider une molécule d'ADN correspondant à 105 à 114% de la taille du génome, ce qui correspond, selon la taille des génomes, à des inserts d'environ 1,7 à environ 3,9 kpb. En cas de tailles excédentaires, des délétions et/ou des réarrangements non voulus au sein du génome recombiné peuvent se produire. La région E3 n'est conservée ni en taille, ni en organisation génétique d'un adénovirus d'une espèce donnée à un adénovirus d'une autre espèce, ni entre les adénovirus porcins des différents sérotypes (S. Kleiboeker, Virus Res. 1994,31, 17- 25). La région E3 du virus PAV-3, a une taille de 1179 paires de bases. Il s'agit d'une région complexe, qui code pour au moins 3 Cadres Ouverts de Lecture (COL) Ces COL se chevauchent entre eux, et le premier COL chevauche aussi en partie le gène codant pour la protéine pVIII (P S. Reddy et al , Virus Res. 1995, 36,97-106), qui est une protéine essentielle. La présence de ces COL chevauchants dans la région E3 représente une difficulté majeure pour y déterminer les sites d'insertions et/ou les limites des délétions de manière que les adénovirus recombinés restent réplicatifs chez les porcins. La séquence en acides aminés codée par le second COL de la région E3 ne montre aucune homologie entre les adénovirus PAV-3 et HAV-2 (humain, de sérotype 2), ni avec aucune protéine d'adénovirus ac:uellement connue (P. S. Reddy et al, Virus Res. 1995,36, 97-106) Les séquences en acides aminés prédites d'après la séquence nucléotidique du premier COL de la région E3 chez PAV-3 n'ont que 33,3% d'identité avec celle de l'adénovirus canin de sérotype 2 (CAV-2). Non seulement les protéines codées par des régions E3 de différents adénovirus ne sont pas homologues, mais aussi celles codées par les COL de la région E3 ne montrent aucune homologie entre les adénovirus PAV-3 et PAV-4 (S. B. Kleiboeker, Virus Res. 1994, 31, 17-25). La région E3 a une taille de 1162 pb chez PAV-1 (avec 5 COL) ; elle est de 1222 pb chez PAV-2 (avec 5 COL) (P. S. Reddy et al., Virus Res. 1996, 43, 99-109), de 1879 pb chez PAV-4 (avec 6 COL). Seul le quatrième COL de la région E3 du virus PAV-4 (correspondant à une protéine de 13,2 kDa) présente une homologie avec un autre COL connu de la région E3, codant pou" la protéine 14,7 kDa de l'adénovirus humain de type 5 (en anglais Human AdenoVirus 5 ou HAV-5). La région E3 de PAV-4 ne présente aucune homologie de séquence avec les régions E3 des autres adénovirus porcins, et notamment avec celtes de PAV-3 et de PAV-5. Outre la difficulté de définition de leurs limites pour conserver le caractère réplicatif in vivo, les délétions dans la région E3 ne sont pas non plus sans risque. Les délétions dans la région E3 peuvent avoir en effet des conséquences sur la pathogénicité des adénovirus recombinés. Ainsi, il a été observé qu'une délétion dans la région E3 du virus HAV-5 augmentait la pathogénicité pulmonaire de ce virus dans le modèle expérimental d'infection du rat coton (Ginsberg et al., Proc. Natl Acad. Sci. USA 1989, 86, 3823-3827). Ceci montre que les conséquences des délétions dans la région E3 d'un adénovirus doivent être considérées au cas par cas, et non par simple transposition des observations faites sur un adénovirus particulier vers un autre. L'organisation génétique de la région E3 de PAV-3 est unique, celle de la région E3 de PAV-5 également La localisation précise d'un site d'insertion dans la région E3 se complique encore du fait de la présence de zones d'épissage et de polyadénylation complexes, zones caractéristiques des adénovirus (Imperiale et al., Curr. Top. Microbiol. Immunol 1995,199, 139-171). Les zones d'épissage localisées dans la région E3 sont importantes pour la maturation de nombreux ARN messagers essentiels codés par les séquences localisées hors de la région E3 La région E3 est elle-même située dans une partie du génome viral à haute activité transcriptionnelle (P. Sharp, 1984, in The Adénovirus, Ed. H. S. Ginsberg, Plenun Press, New York and London, 173-204), l'insertion d'une séquence nucléotidique hétérologue dans la région E3 peut avoir des impacts négatifs sur l'activité biologique du virus recombiné. De plus, la région E3 est localisée an aval du promoteur tardif majeur (major late promoter, MLP), région où des interférences entre la transcription dE) l'insert et celle initiée par le promoteur MLP ont été démontrées (Xu étal., J. Gen. Virol 1995, 76, 1971-1980). Les résultats obtenus avec des adénovirus provenant d'autres espèces (humain, bovin, ovin...) ne sont donc pas transposables aux adénovirus porcins. Aucun vecteur recombiné réplicatif n'a ainsi été produit à ce jour à partir d'un adénovirus porcin. La déposante s'est donnée pour objectif de rendra accessible l'insertion de gènes hétérologues dans le génome des virus PAV-3 et PAV-5 sans que leur capacité de réplication in vivo n'en soit modifiée de manière substantielle. Un autre objectif de l'invention est de proposer des régions d'insertion susceptibles d'être délétées sans remettre en cause cette capacité de réplication, de manière à accroître la capacité d'insertion dans le virus. Un autre objectif encore de l'invention est de proposer des virus PAV-3 et PAV-5 recombinés conservant une capacité de réplication in vivo et permettant leur usage en tant que vaccins vivants recombinés, y compr s vaccins administrés par voie muqueuse et/ou en présence d'anticorps d'origine maternelle. La déposante a réussi à modifier la région E3 de PAV-3 et PAV-5 tout en conservant la capacité de réplication in vivo. Elle a également pu démontrer l'expression in vivo d'un gène inséré dans cette région. Elle rend donc accessible l'utilisation de PAV-3 et PAV-5 comme vecteurs d'expression réplicatifs. La présente invention a donc pour objet un adénovirus porcin de sérotype 3 ou 5 comprenant au moins une séquence nucléotidique hétérologue insérée dans le génome de PAV-3 ou de PAV-5, dans des conditions permettant aux virus recombinés obtenus de se répliquer in vivo chez les porcins et d'exprimer la séquence insérée. De préférence, cette insertion s'effectue dans la région E3. Ces virus modifiés présentent des avantages importants en matière de vaccination : ils sont efficaces même en présence d'anticorps maternels et peuvent être alors efficacement utilisés par voie muqueuse. De manière préférée, on insère une séquence hétérologue dans une zone non essentielle du génome, notamment de la région E3, avec une délétion cette zone d'insertion. Par délétion de cette zone, on entend une délétion totale ou partielle de la zone d'insertion. En d'autres termes, la séquence hétérologue est insérée à la place de tout ou partie de la zone d'insertion. Pour le PAV-3, la zone d'insertion préférée dans E3 est une zone comprenant tout ou partie des nucléotides 706 à 1624 de la séquence publiée dans GenBank AN # U10433. En d'autres termes, cette zone d'insertion peut comprendre une partie seulement de la séquence 706 à 1624 et/ou s'étendre dans E3 au delà de la limite 706 ou 1624 De préférence, cette zone est constituée par les nucléotides 706 à 1624 ou par les nucléotides 1002 à 1624 Pour le PAV-5, la zone d'insertion préférée dans E3 est une zone comprenant tout ou partie des nucléotides 2389 à 3861 de la SEQ ID NO : 5 (figure 13). En d'autres termes, cette zone d'insertion peut comprendre une partie seulement de la séquence 2389 à 3861 et/ou s'étendre dans E3 au delà de la limite 2389 ou 3861 De préférence, cette zone est constituée par les nucléotides 2389 à 3861. L'invention entend bien sûr couvrir aussi l'insertion dans les zones correspondantes des autres souches de PAV-3 et de PAV-5 dont les séquences diffèrent de celles des souches de référence selon l'invention. La présente invention a également pour objet un virus PAV-3 ou PAV-5 ayant une capacité d'insertion supérieure en taille, tout en restant réplicatif in vivo chez les porcs Le maintien de la propriété de réplication chez l'hôte est recherché afin d'obtenir une efficacité de protection optimale, en particulier en utilisant une composition vaccinale par voie muqueuse et/ou en présence d'anticorps d'origine maternelle. L'augmentation de la capacité d'insertion se fait au moyen d'une délétion, e g. de tout ou partie de la région E3, la partie de E3 pouvant être délétée étant située entre le gène codant pour la protéine pVIII et celui codant pour la fibre. Notamment, la présente invention décrit des délétions de 622 pb et 919 pb qui peuvent être réalisées dans la région E3 du virus PAV-3, tout en conservant le caractère réplicatif des virus recombinés (voir exemples 6 à 10). La présente invention décrit par ailleurs une délétion de 1472 pb dans la région E3 du virus PAV-5, aboutissant aux mêmes caractéristiques phénotypiques du virus recombiné (voir exemples 14 à 17). L'adénovirus PAV-3 ou PAV-5 recombiné obtenu selon l'invention peut avantageusement servir à une insertion d'une taille maximale d'environ 3,0 kpb pour le virus PAV-3 et d'environ 3,5 kpb pour le virus PAV 5 et à son expression chez le porc. L'invention a donc aussi pour objet les vecteurs PAV-3 et PAV-5 délétés, notamment dans la région E3, tout en restant réplicatifs, en particulier délétés dans les zones sus-mentionnées, c'est-à-dire délétés de tout ou partie de ces zones. Les séquences nucléotidiques hétérologues pouvant être insérées sont des séquences codant pour des immunogènes ou des fragments, e. g. épitopes, immunologiquement actifs d'immunogènes, et notamment des gènes ou des fragments de gènes (e. g. épitopes) codant pour des immunogènes de pathogènes porcins. Dans le cadre de la présente invention, on peut bien entendu insérer plus d'une séquence hétérologue dans le même virus. On peut notamment y insérer des séquences hétérologues provenant d'un même virus ou de virus différents. Selon une modalité particulière, il est possible d'insérer des séquences artificielles regroupant plusieurs fragments ou épitopes provenant d'un même pathogène ou de pathogènes différents, et appelées "séquences poly-épitopes". Dans ce dernier cas, la séquence poly-épitopes est placée sous la dépendance d'un promoteur unique On peut également insérer des séquences codant pour des immunomodulateurs, en particulier des cytokines, de préférence des cytokines de porc telles que le "Granulocyte-Macrophage Colony Stimulating Factor" porcin (poGM-CSF), l'interleukine porcine 4 (polL-4), l'IL-12 porcine ou l'IL-18 porcine. L'expression de plusieurs gènes hétérologues insérés dans le locus d'insertion peut également être rendue possible par nsertion d'une séquence appelée "IRES" (Internai Ribosome Entry Site) provenant notamment d'un picornavirus tel que le virus de la maladie vésiculaire du porc (swine vesicular disease virus, SVDV , B. -F. Chen et al., J. Virology, 1993 67, 2142-2148), le virus de l'encéphalomyocardite (EMCV ; R. J. Kaufman et al., Nucleic Acids Research, 1991 19, 4485-4490), le virus de la fièvre aphteuse (FMDV , N. Luz et E. Beck, J. Virology, 1991 65,6486-6494), ou encore d'une autre origine. L'homme du métier pourra se reporter au contenu des 3 articles cités. La cassette d'expression de deux gènes aurait donc la structure minimale suivante : promoteur (optionnel) - gène 1IRES - gène 2 - signal de polyadénylation. Le vaccin vivant recombiné selon l'invention pourra donc comprendre, insérée dans le locus d'insertion, une cassette d'expression comprenant successivement un promoteur, deux ou plusieurs gènes séparés deux à deux par un IRES, et un signal de polyadénylation. Les pathogènes porcins sont des virus, des bactéries, des parasites, notamment choisis parmi ceux du groupe consistant en virus de la maladie d'Aujeszky (virus PRV ou pseudorage), virus de la grippe porcine (virus influenza porcin, SIV), virus de la maladie mystérieuse du porc (virus PRRS), virus de la parvovirose (virus PPV), virus de la peste porcine classique (virus HCV ou Hog Cholera Virus), circovirus porcin, notamment de type 2 (Porcine CircoVirus type 2, PCV2 ou virus du syndrome de dépérissement généralisé du porcelet), Actinobacillus pleuropneumoniae, Mycoplasma hyopneumoniae. En ce qui concerne la valence Aujeszky, on peut mettre en oeuvre les gènes gB (Robbins A.K. et al. J. Virol. 1987.61. 2691-2701 GenBank AN # M17321), gC (Ishikawa K. et al. Vet. Microbiol. 1996. 49.267-272 GenBank AN # D49435) et/ou gD (Rivière M. et al. J. Virol. 1992.66. 3424-3434 et Hong W.Z. et al. GenBank AN # AF086702), sous leurs formes natives ou sécrétées. En ce qui concerne la valence grippe porcine, on préfère mettre en oeuvre les gènes HA (WO-A-98/03658 exemples 10 et 12) (formes native ou sécrétée), NA (Nerome K. et al. J. Gen Virol. 1995.76. 613-624 GenBank AN # D21194) (formes native ou sécrétée) et/ou NP (WO-A-98/03658 exemples 11 et 13). En ce qui concerne la valence PRRS, on préfère utiliser les gènes ORF4 (formes native ou sécrétée), ORF5 (formes native ou sécrétée), ORF6 et/ou ORF7 de souches européennes (Meulenberg J. et al. Virology 1993.192. 62-72) et de souches américaines (Mardassi H. et al. Arch. Virol. 1995.140. 1405-1418) En ce qui concerne la valence peste porcine classique, on préfère utiliser les gènes E1 (formes native ou sécrétée) et/ou E2 (formes native ou sécrétée) (Meyers G. étal. Virology. 1989.171 18-27). En ce qui concerne la valence parvovirose, on préfère utiliser le gène de capside VP2 (Vasudevacharya J. étal. Virology. 1990 178. 611-616) En ce qui concerne la valence PCV2, on préfère utiliser les gènes ORF1 et/ou ORF2, mais de préférence ORF1 et ORF2 (Meehan B. et al. J. Gen. Virol. 1998. 79. 2171-2179). Les séquences hétérologues sont insérées sous la dépendance de signaux régulateurs de la transcription et notamment d'un promoteur, de préférence apportés lors de la recombinaison. Il n'est toutefois pas exclu de faire exprimer ces séquences hétérologues sous le contrôle de signaux propres à l'adénovirus servant de vecteur. Parmi les promoteurs utiles, on préfère utiliser des promoteurs eucaryotes forts, tels que le LTR du virus du sarcome de Rous et ds préférence le promoteur précoce du cytomegalovirus ou CMV-IE (CytoMegaloVirus Immédiate Early), notamment d'origine murine (MCMV-IE) ou humaine (HCMV-IE), ou encore ceux d'autres origines e. g. du porc, du singe, du rat ou de cobaye. De manière particulièrement avantageuse, on peut utiliser les promoteurs CMV-IE avec une partie activatrice (en anglais "enhancer") (US-A-5. 168 062, US-A- 4 968.615, US-A-4 963 481). Il peut être avantageux de recourir à des fragments de ces promoteurs, conservant l'activité promotrice, de préférence avec la partie activatrice, e.g. les promoteurs CMV-IE tronqués selon WO-A-98/00166. L'homme du métier pourra se reporter pour plus de détails à WO-A-98/00166, et notamment son exemple 12. La présente invention a aussi pour objet les préparations immunogènes et les vaccins porcins comprenant un adénovirus recombiné conforme à l'invention, dans un véhicule ou excipient acceptable sur le plan vétérinaire, et éventuellement un adjuvant. Ces adjuvants sont de préférence choisis parmi les polymères de l'acide acrylique ou méthacrylique et les copolymères d'anhydride maléique et de dérivé alcényle Les composés préférés sont les polymères de l'acide acrylique ou méthacrylique réticulés, notamment par des éthers polyalcényliques de sucres ou de polyalcools. Ces composés sont connus sous le terme carbomère (Pharmeuropa vol. 8, n 2, juin 1996). L'homme de l'art peut aussi se référer à US-A-2 909 462 décrivant de tels polymères acryliques réticulés par un composé polyhydroxylé ayant au moins 3 groupes hydroxyle, de préférence pas plus de 8, les atomes d'hydrogène d'au moins trois hydroxyles étant remplacés par des radicaux aliphatiques insaturés ayant au moins 2 atomes de carbone. Les radicaux préférés sont ceux contenant de 2 à 4 atomes de carbone, e.g vinyles, allyles et autres groupes éthyléniquement insaturés. Les radicaux insaturés peuvent eux-mêmes contenir d'autres substituants, tel que méthyl. Les produits vendus sous la dénomination Carbopol (BF Goodrich, Ohio, USA) sont particulièrement appropriés. Ils sont réticulés par un allyl saccharose ou par de l'allylpentaérythritol. Parmi eux, on peut citer les Carbopol# 974P, 934P et 971 P. Parmi les copolymères d'anhydride maléique et de dérivé alcényle, on préfère les EMA# (Monsanto) qui sont des copolymères d'anhydride maléique et d'éthylène, linéaires ou réticulés, par exemple réticulés par du divinyléther. On peut se référer à J. Fields et al., Nature, 186778-780, 4 juin 1960. Sur le plan de leur structure, les polymère,-; d'acides acrylique ou méthacrylique et les EMA# sont formés de préférence de motifs de base de formule suivante : dans laquelle : - R1 et R2, identiques ou différents, représentent H ou CH3 - X = 0 ou 1, de préférence x = 1 - Y= 1 ou2, avecx+y=2 Pour les EMA#, x = 0 et y = 2. Pour les carbomères, x = y = 1. La dissolution de ces polymères dans l'eau conduit à une solution acide qui sera neutralisée, de préférence jusqu'à pH physiologique, pour donner la solution adjuvante dans laquelle le vaccin proprement dit sera incorporé. Les groupes carboxyliques du polymère sont alors en partie sous forme COO'. De manière préférée, on réalise une solution d'adjuvant selon l'invention, notamment de carbomère, dans de l'eau distillée, de préférence en présence de chlorure de sodium, la solution obtenue étant à pH acide. On dilue cette solution mère en l'ajoutant dans la quantité nécessaire (pour l'obtention de la concentration finale souhaitée), ou une partie important de celle-ci, d'eau chargée en NaCl, de préférence eau physiologique (NaCI 6 g/1), en une ou plusieurs fois avc neutralisation concomitante ou subséquente (pH 7,3 à 7,4), de préférence par NaOH Cette solution à pH physiologique sera utilisée telle quelle pour reprendre le vaccin, notamment conservé sous forme lyophilisée. La concentration en polymère dans la composition vaccinale finale sera de 0. 01 % à 2 % PN, plus particulièrement de 0. 06 à 1 % PN, de préférence de 0,1 à 0,6 % PN. Les préparations immunogènes et vaccins selon l'invention peuvent comprendre plusieurs adénovirus recombinés conformes à l'invention, comprenant des séquences nucléotidiques hétérologues différentes. La présente invention a aussi pour objet les méthodes d'immunisation et de vaccination des porcs contre un ou plusieurs pathogènes porcins, comprenant l'administration de doses efficaces des préparations immunogènes et vaccins cidessus. Les doses seront par exemple de 104 à 107 DICC50. Elle vise notamment l'administration de ces vaccins par voie muqueuse, e.g. orale, nasale, oculaire, et/ou à de jeunes animaux présentant des anticorps maternels. Les autres voies classiquement employées pour la vaccination des porcs (intramusculaire en particulier, intradermique...) peuvent être aussi utilisées. La présente invention a également pour objet des méthodes d'obtention des vecteurs recombinés PAV-3 et PAV-5, des préparaticns immunogènes et des vaccins les incorporant. Elle a aussi pour objet l'utilisation de ces vecteurs pour la fabrication des préparations immunogènes et des vaccins selon l'invention La présente invention a aussi pour objet un fragment d'ADN contenant tout ou partie de cette séquence nucléotidique référencée SEQ ID NO -5, et notamment contenant tout ou partie de la séquence de 2389 à 3861 à la SEQ ID NO . 5. Il va de soi que l'invention recouvre automatiquement les séquences équivalentes, c'est-àdire les séquences ne changeant pas la fonctionnalité ni la spécificité de souche de la séquence décrite ni des polypeptides codés par cette séquence. Seront bien entendu incluses les séquences qui diffèrent par dégénérescence du code L'invention recouvre également les séquence équivalentes en ce sens qu'elles sont capables de s'hybrider à la séquence supra dans des conditions de stringence élevées et/ou ont une forte homologie avec les souches de l'invention. L'invention va être maintenant décrite plus en détail à l'aide de modes de réalisation pris à titre d'exemples non limitatifs et se référant au dessin dans lequel : Liste des figures : Figure 1 : Schéma des plasmides pKS-Droit ITR3, pPolyll-Droit ITR3 et plTRsPAV3 Figure 2 : Schéma des plasmides pE3PAV3, pE3dl622CMV-EGFP et pE3dl622CMV-gD Figure 3 Carte de restriction des plasmides pE3PAV3 et pE3dl919 Figure 4 Schéma des plasmides pCMV-EGFP, pCMV-gD et pgD Figure 5 Carte de restriction des plasmides pCMV-EGFP, pgD, pE3d1919CMV- EGFP et pE3dl919CMV-gD Figure 6 Carte de restriction des plasmides pE3dl622EGFP et pE3dl919EGFP Figure 7 Carte de restriction des plasmides pE3d1622D et pE3dl9l9CMV-gD Figure 8 Carte de restriction des plasmides pCR-Droil ITR5, pCR-Gauche ITR5, pPolyll-Droit ITR5 et PITR-PAV5 Figure 9 : Carte de restriction du plasmide pE3PAV5 Figure 10 Carte de restriction des plasmides pE3dl1472CMV-EGFP et pE3d11472CMV-gD Figure 11 : Carte de restriction des plasmides pE3dl1472EGFP et pE3dl1472gD Figure 12 . Carte physique de PAV-5, digestion BamHl Figure 13 : Séquence de 5614 paires de bases (région E3 et séquences adjacentes du virus PAV-5) Liste des séquences : SEQ ID NO 1 Oligonucléotide ITRPAV3 SEQ ID NO 2 : Oligonucléotide T3 SEQ ID NO 3 Oligonucléotide T7 SEQ ID NO 4 : Oligonucléotide ITRPAV5 SEQ ID NO 5 : Séquence de la région E3 du virus PAV-5 Exemples: Exemple 1 : Cellules et virus Les milieux de culture de cellules et les réactifs ont été fournis par Gibco BRL. Les milieux (Dulbecco's MEM avec Glutamax-1 Cat # 61965-026) ont été additionnés de 1 mM de pyruvate de sodium (Cat # 11360-039), de gentamycine (50 g/ml, Cat # 15710-031) et de 10% de sérum de veau foetal (Cat # 10270-106 lot 40Q5774K). Les cellules PK-15 (N ATCC CCL33) et ST (N ATCC CRL 1756) ont été utilisées pour la culture des virus. Le virus sauvage adénovirus porcin de type 3 (= PAV-3), non pathogène chez le porc, a été obtenu du laboratoire du Dr. Eva Nagy (Université de Guelph, Service de Pathobiologie, 50 Stone Road Guelph, ONTARIO, Canada, NIG 2W1) (Reddy P. et al. Virus Res. 1996.43. 99-109). Le virus sauvage adénovirus porcin de type 5 (= PAV-5), non pathogène chez le porc, a été obtenu du laboratoire du Dr. Tadashi Hirahara (Kyoto Biken Laboratories Inc., Division de Microbiologie Vétérinaire, 24-16 Makishima-cho, Uji-shi, KYOTO, 611 Japon) (Hirahara T étal. J. Vet. Sci. 1990 52. 407-409). Conditions de culture et de passages : deux fois par semaine, les cellules sont trypsinées (solution de trypsine à 2,5% (Sigma Cat # 04-5075) diluée 50 fois en solution saline équilibrée de Earle (Gibco-BRL Cat # 14155-030)) et resuspendues dans du milieu de culture (dilution 1:6) Les cellules sont cultivées à +37 C en présence de 5% de C02 avant d'être remises en culture. Exemple 2 : Enzymes, bactéries, plasmides et techniques de biologie moléculaire Les enzymes de restriction, la Taq polymérase pour les réactions d'amplification en chaîne, et les autres enzymes nécessaires aux différentes modifications des ADN ont été fournies respectivement par New England Biolabs Inc., Roche Diagnostics, et Gibco-BRL. Toutes ces enzymes ont été utilisées selon les recommandations des fournisseurs. Les techniques standards de biologie moléculaire ont été réalisées comme décrites dans "Molecular Biology : A Laboratory Manual". 2nd edition. (Sambrook et al. Cold Spring Harbor Laboratory, New York. 1989). Les bactéries compétentes BJ5183 (Hanahan D. J. Mol. Biol. 1983. 166.557-580) ont été préparées comme suit : 60 ml d'une culture de ces bactéries en phase exponentielle ont été préparés selon la technique du chlorure de calcium (Sambrook et al. 1989). Elles ont été récoltées dans un volume final de 2 ml de CaCI2 50 mM. 300 l de cette suspension de bactéries ont été mélangés avec les différents ADN partenaires de recombinaison homologue contenus dans un volume de 100 l de Tris-HCI 100 mM pH 7.4, laissées en contact pendant 30 mn sur glace fondante, puis les bactéries ont été traitées par un choc thermique à +45 C pendant 2 minutes, laissées au repos sur glace fondante pendant 10 minutes, et enfin étalées sur un milieu sélectif. Exemple 3 : Extraction des ADN viraux de PAV-3 et de PAV-5 Les virus sont cultivés et amplifiés en flacons Falcon de 10 cm2 selon les conditions de l'exemple 1. Lorsque l'ECP est complet, les cellules sont récoltées, lysées par 3 cycles de congélation/décongélation, puis la suspension virale est clarifiée par centrifugation à basse vitesse. Les virus PAV-3 et PAV-5 sont purifiés sur gradient de chlorure de césium (1,34 g/ml) et la bande virale est récoltée, purifiée, puis les ADN viraux sont obtenus après traitement à la protéinase K et extraction au phénol/chloroforme (Sambrook et al. 1989). Ces ADN ont ensuite été utilisés pour les différentes étapes de clonage ou d'amplification en chaîne par polymérase (ACP) Exemple 4 : Construction du plasmide "pITRs PAV3" L'ADN génomique du virus PAV-3, préparé selon l'exemple 3, a été digéré par EcoRI et le fragment EcoRI D de 245 pb a été isolé après électrophorèse en gel d'agarose. Ce fragment a été ensuite ligaturé avec le plasmide pBlueScript KS (pBS-KS) (Stratagene Inc. La Jolla, CA) (GenBank # X52327), préalablement digéré par EcoRI et déphosphorylé, pour donner le plasmide identifié "pKS-EcoDPAV3". Une réaction d'ACP a été effectuée avec la matrice du plasmide pKS-EcoDPAV3 et avec les oligonucléotides suivants : ITRPAV3 (SEQ ID N 1) (50 mer) : 5' CCTTAATTAAGGTAGGGATAACAGGGTAATCATCATCAATAATATACCGC 3' et T3 (SEQ ID N 2) (20 mer) : 5' ATTAACCCTCACTAAAGGGA 3' Le produit d'amplification (367 pb) a été traité avec l'ADN polymérase T4 pour le rendre "bouts francs", puis il a été digéré avec l'enzyme Clal, et ligaturé avec le plasmide pBS-KS, préalablement digéré par Clal et EcoRV, pour donner le plasmide identifié "pKS-Droit ITR3" (figure 1). Le fragment EcoRI D a alors été libéré du plasmide pKS-Droit ITR3 par digestion avec les enzymes BamHl et Kpnl, et le fragment de restriction BamHl-Kpnl de 353 pb a été ligaturé avec le plasmide pPolyll (Lathe R. et al. Gene. 1987.57. 193-201) (GenBank # G209113), préalablement digéré par BamHI et Kpnl, pour générer le plasmide identifié "pPolyll-Droit ITR3" (figure 1). L'ADN génomique du virus PAV-3, préparé selon l'exemple 3, a été digéré par Kpnl pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, le fragment terminal Kpnl F de 939 pb. Ce fragment a été ligaturé avec le plasmide pBS-KS, préalablement digéré par Kpnl et déphosphorylé, pour donner le plasmide identifié "pKS-KpnFPAV3". Une réaction d'ACP a ensuite été effectuée avec la matrice du plasmide pKSKpnFPAV3 et avec les oligonucléotides suivants : ITRPAV3 (SEQ ID N 1) (50 mer) : 5' CCTTAATTAAGGTAGGGATAACAGGGTAATCATCATCAATAATATACCGC 3' et T7 (SEQ ID N 3) 5' TAATACGACTCACTATAGGG 3' Le produit d'amplification (1086 pb) a été traité avec l'ADN polymérase T4 pour le rendre "bouts francs", puis il a été digéré avec l'enzyme Xhol, et ligaturé avec le plasmide pPolyll-Droit ITR3, préalablement digéré par Bglll, traité par l'ADN polymérase T4, puis digéré par Xhol, pour générer le plasmide identifié "pITRsPAV3" (figure 1). Exemple 5 : Construction du plasmide pPAV3 Le plasmide plTRsPAV3 (exemple 4) a été linéarisé par digestion avec Clal, puis cotransformé dans des bactéries compétentes BJ5183 avec l'ADN génomique du virus PAV-3 préparé selon l'exemple 2. Cette co-transformation a permis de générer, par recombinaison homologue dans Escherichia coli (Chartier C. et al. J. Virol. 1996.70. 4805-4810), un plasmide contenant le génome complet cloné de PAV-3. Ce plasmide a été désigné "pPAV3". Exemple 6 : Construction des plasmides navettes PAV-3 6. 1. Construction du plasmide avec une délétion de 622 paires de bases (petite délétion) dans la région E3 Le plasmide pNEB193 (New England BioLabs Cat # 305-1) a été digéré par Pacl, traité avec l'ADN polymérase T4, puis religaturé sur lui-même pour générer le plasmide "pNEBPac-". Le plasmide pPAV3 (exemple 5) a été digéré par Kpnl et BamHl pour isoler le fragment Kpnl-BamHl de 4344 pb contenant la région E3 (Reddy et al Virology. 1998 251 414-426). Ce fragment a été ligaturé avec le plasmide pNEBPac-, préalablement digéré par Kpnl et BamHl, pour donner le plasmide "pE3PAV3" (figure 2). La séquence du fragment Kpnl-BamHl a été vérifiée et a été trouvée identique à la séquence publiée par Reddy P. et al. (Virus Research 1995.36. 97- 106 et Virology 1998.251. 414-426) (GenBank AN # U10433 et AN # AF083132). L'homme du métier pourra se reporter à ces références. Le plasmide pEGFP-F (Chalfie M. et al Science. 1994. 263. 802-805 ; Clontech Cat # 6074-1) a été modifié pour éliminer complètement le polylinker. Cette délétion a été obtenue par une digestion avec BamHI, suivie d'un traitement par l'ADN polymérase T4. La religature sur lui-même du vecteur ainsi modifié a généré le plasmide pCMV-EGFP Le plasmide pCMV-EGFP a été ensuite digéré par les enzymes Asnl et Mlul, puis traité avec l'ADN polymérase T4, pour isoler le fragment Asnl (bout franc) - Mlul (bout franc) de 1,6 kpb (= cassette d'expression CMVEGFP). Ce fragment a été ligaturé avec le plasmide pE3PAV3, préalablement digéré par BsrGI et SnaBl et traité avec l'ADN polymérase T4, pour générer le plasmide PE3dl622CMV-EGFP (figure 2). La délétion créée entre les sites BsrGI et SnaBI de la région E3 du virus PAV-3 a une taille de 622 paires de bases Cette délétion s'étend des nucléotides 1002 à 1624 de la séquence publiée par P. Reddy et al. (Virus Research. 1995.36. 97-106) (GenBank AN # U10433). Le plasmide pCMV-gD (Ambriovic A. et al. Virology. 1997. 238.327-335) a été digéré par SnaBl et Clal pour isoler le fragment SnaBl-Clal de 1,8 kpb (contenant la partie 3' du promoteur CMV et le gène PRV gD). Ce fragment a ensuite été traité avec l'ADN polymérase T4 pour le rendre bouts francs, puis il a été ligaturé avec le plasmide pE3dl622CMV-EGFP, préalablement digéré par SnaBl et Hpal, pour générer le plasmide pE3dl622CMV-gD (figure 2). 6. 2. Construction du plasmide avec une délétion de 919 paires de bases (grande délétion) dans la région E3 Le plasmide pE3PAV3 (voir partie 6.1. supra ) a été digéré par SgrAI et Sacl pour isoler le fragment SgrAI-Sacl de 644 pb. Ce fragment a été traité avec l'ADN polymérase T4 pour le rendre bouts francs, puis il a été ligaturé avec le plasmide pNEBPac- (6 supra), préalablement digéré avec EcoRl, traité avec l'ADN polymérase T4, puis digéré avec Sacl, pour générer le plasmide pSgrAI-Sacl. Le plasmide pE3PAV3 a été digéré par SnaBl et Hindlll pour isoler le fragment SnaBl-Hindlll de 2,4 kpb. Ce fragment a été ligaturé avec le plasmide pSgrAI-Sacl, préalablement digéré avec Pmel et Hindlll, pour générer le plasmide pE3dl919 (figure 3). La délétion créée entre les sites Sacl et SnaBl de la région E3 du virus PAV-3 a une taille de 919 paires de bases. Cette délétion s'étend des nucléotides 706 à 1624 de la séquence publiée par P Reddy et al. (Virus Research. 1995.36. 97-106) (GenBank AN # U10433). Le plasmide pCMV-gD (exemple 6.1) a été digéré par SnaBl et Clal pour isoler le fragment SnaBI-Clal de 1,8 kpb. Ce fragment a été alors traité avec le fragment Klenow de l'ADN polymérase pour le rendre bouts francs, puis il a été ligaturé avec le plasmide pCMV-EGFP (exemple 6.1), préalablement digéré avec SnaBl et Hpal puis déphosphorylé, pour générer le plasmide pgD (figure 4). Le plasmide pCMV-EGFP (exemple 6.1) a été digéré par Asnl et Mlul pour isoler le fragment Asnl-Mlul de 1,8 kpb (cassette CMV-EGFP). Ce fragment a été traité avec le fragment Klenow de l'ADN polymérase pour le rendre bouts francs, puis il a été ligaturé avec le plasmide pE3d1919, préalablement digéré avec Ascl, traité avec le fragment Klenow de l'ADN polymérase pour le rendre bouts francs, puis déphosphorylé, pour générer le plasmide pE3dl9l9CMV-EGFP (figure 5). Le plasmide pgD (supra) a été digéré par Asnl et Mlul peur isoler le fragment AsnlMlul de 2,3 kpb Ce fragment a été traité avec l'ADN polymérase T4 pour le rendre bouts francs, puis il a été ligaturé avec le plasmide pE3dl919, préalablement digéré avec Ascl et traité avec le fragment Klenow de l'ADN polymérase pour le rendre bouts francs, puis déphosphorylé, pour générer le plasmide pE3dl919CMV-gD (figure 5). Exemple 7 : Construction des génomes recombinés pPAV3dl622CMV-EGFP et pPAV3dl622CMV-gD Le plasmide pE3dl622CMV-EGFP (exemple 6.1) a été digéré par Kpnl et BamHI pour isoler le fragment Kpnl-BamHI de 5,5 kpb. Ce fragment a été co-transformé dans des bactéries compétentes BJ5183 avec le plasmide pPAV3 (exemple 5) linéarisé par digestion avec l'enzyme SnaBl. Cette co-transformation a conduit à la génération, par recombinaison homologue dans Escherichia coli, du plasmide pPAV3dl622CMV-EGFP. Le plasmide pE3CMVgD (exemple 6 1) a été digéré par EcoRl et Pmel pour isoler le fragment EcoRI-Pmel de 6,0 kpb. Ce fragment a été co-transformé dans des bactéries compétentes BJ5183 avec le plasmide pPAV3 (exemple 5) linéarisé par digestion avec l'enzyme SnaBl. Cette co-transformation a conduit à la génération, par recombinaison homologue dans Escherichia coli, du plasmide pPAV3dl622CMVgD Exemple 8 : Construction des génomes recombinés pPAV3dl919CMV-EGFP et pPAV3dl9l9CMV-gD Le plasmide pE3dl9l9CMV-EGFP (exemple 6.2) a été linéarisé par Hindlll, puis co- transformé dans des bactéries compétentes BJ5183 avec le plasmide pPAV3 (exemple 5) linéarisé par digestion avec l'enzyme SnaBl. Cette co-transformation a conduit à la génération, par recombinaison homologue dans Escherichia coli, du plasmide pPAV3dl9l9CMV-EGFP. Le plasmide pE3dl919CMV-gD (exemple 6. 2) a été linéarisé par Hindlll, puis cotransformé dans des bactéries compétentes BJ5183 avec le plasmide pPAV3 (exemple 5) linéarisé par digestion avec l'enzyme SnaBl. Cette co-transformation a conduit à la génération, par recombinaison homologue dans Escherichia coli, du plasmide pPAV3dl919CMV-gD. Exemple 9 : Construction des génomes recombinés pPAV3dl622EGFP, pPAV3d1622gD, pPAV3dl919EGFP et pPAV3dl919gD (insertion des séquences codantes sans les séquences du promoteur CMV) 9. 1. Construction des plasmides pE3dl622EGFP et pE3dl919EGFP Le plasmide pCMV-EGFP (exemple 6.1) a été digéré par Nhel et Mlul pour isoler le fragment Nhel-Mlul de 1,0 kpb. Ce fragment a été traité avec le fragment Klenow de l'ADN polymérase pour le rendre bouts francs, puis ligaturé avec le plasmide pE3PAV3 (exemple 6.1), préalablement digéré par BsrGI, traité avec le fragment Klenow de l'ADN polymérase, et enfin digéré par SnaBI, pour générer le plasmide pE3dl622EGFP (figure 6). Le plasmide pCMV-EGFP a été digéré par Nhel et Mlul pour isoler le fragment NhelMlul de 1,0 kpb. Ce fragment a été traité avec le fragment Klenow de l'ADN polymérase pour le rendre bouts francs, puis ligaturé avec le plasmide pE3dl919, préalablement digéré par Ascl, traité avec le fragment Klenow de l'ADN polymérase, puis déphosphorylé, pour générer le plasmide pE3dl919EGFP (figure 6). 9. 2. Construction des plasmides pE3dl622gD et pE3dl919gD Le plasmide pgD (exemple 6. 2) a été digéré par Xhol et Clal pour isoler le fragment Xhol-Clal de 1,5 kpb. Ce fragment a été traité avec le fragment Klenow de l'ADN polymérase pour le rendre bouts francs, puis il a été ligaturé avec le plasmide pE3PAV3 (exemple 6.1), préalablement digéré par BsrGI, traité avec le fragment Klenow de l'ADN polymérase, puis digéré par SnaBI, pour générer le plasmide pE3dl622gD (figure 7). Le plasmide pgD (exemple 6 2) a été digéré par Xhol et Clal pour isoler le fragment Xhol-Clal de 1,5 kpb Ce fragment a été traité avec le fragment Klenow de l'ADN polymérase pour le rendre bouts francs, puis il a été ligaturé avec le plasmide pE3dl919 (exemple 6. 2), préalablement digéré par Ascl, traité avec le fragment Klenow de l'ADN polymérase, et enfin déphosphorylé, pour générer le plasmide pE3dl919gD (figure 7). 9. 3. Construction des plasmides pPAV3dl622EGFP, pPAV3dl622gD, pPAV3dl919EGFP et pPAV3dl919gD Le plasmide pE3dl622EGFP (exemple 9. 1) a été digéré par Kpnl et BamHl, puis cotransformé dans des bactéries compétentes BJ5183 avec le plasmide pPAV3 (exemple 5), préalablement linéarisé par digestion avec SnaBl. Cette cotransformation a permis de générer, par recombinaison hcmologue dans Escherichia coli le plasmide pPAV3dl622EGFP. Le plasmide pE3dl622gD (exemple 9. 2) a été digéré par EcoRI et Pmel, puis cotransformé dans des bactéries compétentes BJ5183 avec le plasmide pPAV3 (exemple 5), préalablement linéarisé par digestion avec SnaBl. Cette cotransformation a permis de générer, par recombinaison hcmologue dans Escherichia col@ le plasmide pPAV3d1622gD. Le plasmide pE3dl919EGFP (exemple 9.1) a été linéarisé par digestion avec Hindlll, puis co-transformé dans des bactéries compétentes BJ5183 avec le plasmide pPAV3 (exemple 5), préalablement linéarisé par digestion avec SnaBl. Cette cotransformation a permis de générer, par recombinaison homologue dans Escherichia coli le plasmide pPAV3dl919EGFP. Le plasmide pE3dl919gD (exemple 9. 2) a été linéarisé par digestion avec Hindlll, puis co-transformé dans des bactéries compétentes BJ5183 avec le plasmide pPAV3 (exemple 5), préalablement linéarisé par digestion avec SnaBl. Cette cotransformation a permis de générer, par recombinaison hcmologue dans Escherichia col@e plasmide pPAV3d1919gD. Exemple 10 : Obtention des virus PAV3 recombinés par transfection avec les génomes PAV3 recombinés clonés dans Escherichia coli Les cellules PK-15 ou ST (voir exemple 1) sont transfectées en plaque 6 puits à une densité de confluence de 60-80 % avec 2 g d'ADN génomique PAV-3 recombiné, préalablement digéré par Pacl, dilué en présence de 4 à 12 l de LipofectAMINE (Gibco-BRL Cat # 18324-012) selon la lignée cellulaire. Après transfection selon les conditions recommandées par le fournisseur, les cellules sont laissées en culture pendant quelques jours jusqu'à l'apparition d'un ECP viral. Un nouveau passage en culture de cellules est alors réalisé pour amplifier le virus recombiné obtenu. La transfection réalisée avec le plasmide pPAV3dl6;?2CMV-EGFP (exemple 7) a généré le virus recombiné vPAV3-1 La transfection réalisée avec le plasmide pPAV3dIE22CMV-gD (exemple 7) a généré le virus recombiné vPAV3-2. La transfection réalisée avec le plasmide pPAV3dI9'19CMV-EGFP (exemple 8) a généré le virus recombiné vPAV3-3 La transfection réalisée avec le plasmide pPAV3dl919CMV-gD (exemple 8) a généré le virus recombiné vPAV3-4. La transfection réalisée avec le plasmide pPAV3dl622EGFP (exemple 9. 3) a généré le virus recombiné vPAV3-5. La transfection réalisée avec le plasmide pPAV3dl622gD (exemple 9. 3) a généré le virus recombiné vPAV3-6 La transfection réalisée avec le plasmide pPAV3dl919EGFP (exemple 9. 3) a généré le virus recombiné vPAV3-7. La transfection réalisée avec le plasmide pPAV3dl919gD (exemple 9. 3) a généré le virus recombiné vPAV3-8 Exemple 11 : Construction du plasmide pITRsPAV5 11. 1. Clonage du fragment génomique terminal droit L'ADN génomique du virus PAV-5, préparé selon l'exemple 3, a été digéré par EcoRI et le fragment terminal droit EcoRI # de 0,9 kpb a été isolé après électrophorèse en gel d'agarose. Ce fragment a été ligaturé avec le plasmide pBSKS, préalablement digéré par EcoRI et déphosphorylé, pour générer le plasmide "pKS-Droit ITR5". Une réaction ACP a alors été réalisée avec la matrice du plasmide pKS-Droit ITR5 et avec les oligonucléotides suivants : ITRPAV5 (SEQ ID N 4) (50 mer) . 5' CCTTAATTAAGGTAGGGATAACAGGGTAATCATCATCAATAATATACGGA 3' et T3 (SEQ ID N 2) (20 mer) : 5' ATTAACCCTCACTAAAGGGA 3' pour produire un fragment de 1,0 kpb. Ce fragment a été ligaturé avec le plasmide pCRIl (InVitrogen Original TA Cloning Kit Cat # K2000-01) pour donner le plasmide "pCR-Droit ITR5" (figure 8) 11. 2. Clonage du fragment génomique terminal gauche L'ADN génomique du virus PAV-5, préparé selon l'exemple 3, a été digéré par Hindlll et le fragment terminal gauche Hindlll de 1,2 kpb a été isolé après électrophorèse en gel d'agarose. Ce fragment a été ligaturé avec le plasmide pBSKS, préalablement digéré par Hindlll et déphosphorylé, pour générer le plasmide "pKS-Gauche ITR5" Une réaction ACP a alors été réalisée avec la matrice du plasmide pKS-Gauche ITR5 et avec les oligonucléotides suivants : ITRPAV5 (SEQ ID N 4): 5' CCTTAATTAAGGTAGGGATAACAGGGTAATCATCATCAATAATATACGGA 3' et T7 (SEQ ID N 3) (20 mer) 5' TAATACGACTCACTATAGGG 3' pour produire un fragment de 1,3 kpb. Ce fragment a été ligaturé avec le plasmide pCRIl pour donner le plasmide "pCR-Gauche ITR5" (figure 8). 11. 3. Construction du plasmide pPolyll-Droit ITR5 Le plasmide pCR-Droit ITR5 (exemple 11. 1) a été digéré par BamHl et Hindlll pour isoler le fragment BamHl-Hindlll de 1,0 kpb. Ce fragment a été ensuite ligaturé avec le plasmide pPolyll (voir exemple 4), préalablement digéré par BamHl et Hindlll, pour générer le plasmide "pPolyll-Droit ITR5" (figure 8). 11. 4. Construction du plasmide plTRsPAV5 Le plasmide pCR-Gauche ITR5 (exemple 11. 2) a été digéré par BamHl et Hindlll pour isoler le fragment BamHI-Hindlll de 1,3 kpb Ce fragment a été ensuite ligaturé avec le plasmide pPolyll-Droit ITR5, préalablement digéré par Bglll et Hindlll, pour générer le plasmide "plTRs PAV5" (figure 8). Exemple 12 : Construction du plasmide pPAV5 Le plasmide plTRsPAV5 a été linéarisé par digestion avec Hindlll. Le fragment obtenu a alors été co-transformé dans des bactéries compétentes BJ5183 avec l'ADN génomique du virus PAV-5 préparé selon l'exemple 3. Cette co-transformation a permis de générer par recombinaison homologue un plasmide contenant la totalité du génome du virus PAV-5 Ce plasmide a été désigné "pPAV5" Exemple 13 : Construction des plasmides Navette PAV-5 13. 1. Construction du plasmide Navette E3 PAV-5 Le plasmide pPAV5 (exemple 12) a été digéré par Sacl et Mlul pour isoler le fragment Sacl-Mlul de 4372 pb contenant la région E3. Ce fragment a été ligaturé avec le plasmide pNEB193 (exemple 6 1), préalablement digéré par Smal et Ascl, pour donner le plasmide "pE3PAV5" (figure 9) Le fragment Sacl-Mlul cloné dans le plasmide pE3PAV5 a été entièrement séquence et analysé. L'analyse de cette séquence et des séquences adjacentes présentes sur le plasmide pPAV5 a confirmé que le fragment cloné représentait bien la région E3 du virus PAV-5. La séquence de cette région (5614 paires de bases) (SEQ ID NO 5) est présentée sur la figure 13. 13. 2. Construction des plasmides donneurs CMV-EGFP et CMV-PRV gD avec une délétion de 1472 paires de bases dans la région E:3. Le plasmide pCMV-EGFP (exemple 6. 1) a été digéré par les enzymes Asnl et Mlul, puis traité avec l'ADN polymérase T4 pour isoler le fragment Asnl (bout franc) - Mlul (bout franc) de 1,6 kpb. Ce fragment a été ligaturé avec le plasmide pE3PAV5 (exemple 13 1), préalablement digéré par Pvull et Bgll, et traité avec l'ADN polymérase T4, pour générer le plasmide pE3dl1472CMV-EGFP (figure 10). La délétion introduite entre les sites Pvull et Bgll a une taille de 1472 pb. Cette délétion est comprise entre les nucléotides 2389 et 3861 de la séquence présentée sur la figure 13 (SEQ ID NO 5). Le plasmide pgD (exemple 6.1) a été digéré par les enzymes Asnl et Mlul pour isoler le fragment Asnl-Mlul de 2,3 kpb. Ce fragment a ensuite été traité avec l'ADN polymérase T4 pour le rendre bouts francs, puis il a été ligaturé avec le plasmide pE3PAV5, préalablement digéré par Pvull et Bgll et traité avec l'ADN polymérase T4, pour générer le plasmide pE3dl1472CMVgD (figure 10). Le plasmide pCMV-EGFP a été digéré par Nhel et Mlul pour isoler le fragment NhelMlul de 1,0 kpb. Ce fragment a été traité avec le fragment Klenow de l'ADN polymérase pour le rendre bouts francs, puis ligaturé avec le plasmide pE3PAV5, préalablement digéré par Pvull et Bgll, traité avec l'ADN polymérase T4, pour générer le plasmide pE3dl1472EGFP (figure 11). Le plasmide pCMVgD (exemple 6.1) a été digéré par Xhol et Clal pour isoler le fragment Xhol-Clal de 1,5 kpb Ce fragment a été traité avec le fragment Klenow de l'ADN polymérase pour le rendre bouts francs, puis il a été ligaturé avec le plasmide pE3PAV5, préalablement digéré par Pvull et Bgll, traité avec l'ADN polymérase T4, pour générer le plasmide pE3dl1472gD (figure 12). Exemple 14 : Construction des génomes recombinés pPAV5dl1472CMV-EGFP et pPAV5dl1472CMV-gD Le plasmide pE3dl1472CMV-EGFP (exemple 13. 2) a été linéarisé par Pmel, puis cotransformé dans des bactéries compétentes BJ5183 avec le plasmide pPAV5 (exemple 12) linéarisé par digestion partielle avec l'enzyrne BamHI (site de jonction des sous-fragments de restriction BamHI A-BamHI D, figure 12). Cette cotransformation a conduit à la génération, par recombinaison homologue dans Escherichia coli, du plasmide pPAV5dl1472CMV-EGFP Le plasmide pE3dl1472CMVgD (exemple 13. 2) a été linéarisé par Pmel, puis cotransformé dans des bactéries compétentes BJ5183 avec le plasmide pPAV5 (exemple 12) linéarisé par digestion partielle avec l'enzyme BamHl (site de jonction des sous-fragments de restriction BamHl A-BamHl D, figure 12). Cette cotransformation a conduit à la génération, par recombinaison homologue dans Escherichia coli, du plasmide PPAV5dl1472CMV-gD Exemple 15 : Construction des génomes recombinés pPAV5dl1472EGFP et pPAV5dl1472 gD (insertion des séquences codantes sans les séquences du promoteur CMV) Le plasmide pE3dl1472EGFP (exemple 13. 2) a été linéarisé par Pmel, puis cotransformé dans des bactéries compétentes BJ5183 avec le plasmide pPAV5 (exemple 12) linéarisé par digestion partielle avec l'enzyme BamHl (site de jonction des sous-fragments de restriction BamHl A-BamHl D, figure 12) Cette cotransformation a conduit à la génération, par recombinaison homologue dans Escherichia coli, du plasmide pPAV5dl1472EGFP. Le plasmide pE3dl1472gD (exemple 13. 2) a été linéarisé par Pmel, puis cotransformé dans des bactéries compétentes BJ5183 avec le plasmide pPAV5 (exemple 12) linéarisé par digestion partielle avec l'enzyme BamHl (site de jonction des sous-fragments de restriction BamHI A-BamHl D, figure 12). Cette co- transformation a conduit à la génération, par recombinaison homologue dans Escherichia coli, du plasmide pPAV5d11472gD. Exemple 16 : Obtention des virus PAV-5 recombinés par transfection avec les génomes PAV-5 recombinés clonés dans Escherichia coli Les cellules PK-15 ou ST (voir exemple 1) sont transfecté3s en plaque 6 puits à une densité de confluence de 60-80 % avec 2 g d'ADN génomique PAV-5 recombiné, préalablement digéré par Pacl, dilué en présence de 4 3 12 l de LipofectAMINE (Gibco-BRL Cat # 18324-012) selon les lignées cellulaires. Après transfection selon les conditions recommandées par le fournisseur, les cellules sont laissées en culture quelques jours jusqu'à # apparition d'un ECP viral. Un passage est alors réalisé pour amplifier le virus recombiné obtenu La transfection réalisée avec le plasmide pPAV5dl1472CMV-EGFP (exemple 14) a généré le virus recombiné vPAV5-1 La transfection réalisée avec le plasmide pPAV5dl1472CMV-gD (exemple 14) a généré le virus recombiné vPAV5-2. La transfection réalisée avec le plasmide pPAV5dl1472EGFP (exemple 15) a généré le virus recombiné vPAVS-3 La transfection réalisée avec le plasmide pPAV5dl1472gD (exemple 15) a généré le virus recombiné vPAV5-4. Exemple 19 : Fabrication des vaccins selon l'invention Les virus recombinés obtenus selon l'invention sont cultivés et amplifiés en culture de cellules PK-15 Les surnageants sont récoltés après observation d'un effet cytopathogène complet. Après clarification par centrifugation à basse vitesse pour éliminer les débris cellulaires, puis centrifugation pour concentrer les virions et lavage du culot viral, le culot est repris par une solution de milieu de culture. Le titre viral de ces suspensions est mesuré. Le titre viral est alors éventuellement ajusté par dilution de manière à obtenir un titre viral final compris entre 104 doses infectantes 50 % en culture de cellules (DICC50) et 107 DICC50/mi. Les suspensions virales peuvent être soit congelées, soit de préférence lyophilisées en présence d'un substrat de lyophilisation. Exemple 20 : Vaccination des porcs Après décongélation ou après reprise des doses lyophilisées en eau pour préparations injectables, et addition éventuelle d'un adjuvant, les porcs sont vaccinés avec des doses de 104 à 107 DICC50 de chaque virus recombiné. Les vaccins comprennent un ou plusieurs virus PAV recombinés exprimant chacun des immunogènes différents. Les vaccins sont administrés soit par injection à l'aiguille (voie intramusculaire) sous un volume de 2 ml, soit par voie muqueuse (voie intranasale ou instillation oculaire) (volumes adaptés à chaque voie). Les injections par voie intradermique sont également réalisables au moyen d'un injecteur sans aiguille tel que l'appareil PIGJET (Société Endoscoptic, Laon, France). Exemple 21 : Protocole de vaccination/épreuve maladie d'Aujeszky Un protocole de vaccination/épreuve a été mis en #uvre pour évaluer l'efficacité d'un vaccin constitué par une suspension du virus recombiné vPAV3-2 non adjuvé (exemple 10 de la présente invention). Des groupes de 6 porcelets de 8 à 10 semaines d'âge, nés de truies ayant été vaccinées contre le virus de la maladie d'Aujeszky (PRV) en début de gestation, ont été constitués Tous les porcelets possédaient bien des anticorps maternels antiPRV au jour JO de la vaccination. Les porcelets des groupes 1 et 2 ont été vaccinés à JO par voie intranasale avec 1 millilitre (ml) d'une suspension du virus recombiné vPAV3-2 (PAV-3/PRV gD) titrant 107 DICC50/ml (0,5 ml par narine). Le groupe 2 a été vacciné de la même façon, mais a également reçu une deuxième administration à J21. Le groupe 3 a reçu à JO par voie intramusculaire 1 ml d'une suspension virale de PAV-3/gD titrant 107 DICC50/ml. Le groupe 4 a été vacciné de la même façon que le groupe 3, mais a reçu une seconde injection de suspension virale à J21. Le groupe 5 n'a pas été vacciné et a servi de groupe témoin négatif pour l'épreuve Tous les groupes ont été éprouvés à J35 par administration de 2 ml (1 ml par narine) d'une suspension de la souche PRV NIA3 titrant au moins 107,3 pfu/ml. Après épreuve, les porcs ont été suivis sur les critères d'évolution pondérale (delta G7) (Stellmann C. et al. J. Biol. Standard. 1989.17. 1-11) (JO à J7 après épreuve), de niveau d'excrétion virale au niveau des muqueuses nasales, et sur les titres anticorps ELISA et séroneutralisants anti-PRV. Il doit être bien compris que l'invention définie par les revendications annexées n'est pas limitée aux modes de réalisation particuliers indiqués dans la description ci-dessus, mais en englobe les variantes qui ne sortent ni du cadre ni de l'esprit de la présente invention. Revendications 1. Adénovirus porcin de sérotype 5 (PAV-5) recombiné et réplicatif in vivo, comprenant une séquence nucléotidique hétérologue insérée dans le génome de l'adénovirus porcin dans des conditions permettant à ce dernier de se répliquer in vivo et d'exprimer la séquence nucléotidique hétérologue insérée. 2. Adénovirus porcin selon la revendication 1, caractérisé en ce que la séquence nucléotidique hétérologue est insérée dans une zone non essentielle de la région E3. 3. Adénovirus porcin selon la revendication 1, caractérisé en ce que la séquence nucléotidique hétérologue est insérée dans une zone non essentielle de la région E3 avec une délétion de cette zone. 4. Adénovirus porcin selon l'une des revendications 1 à 3, caractérisé en ce que la séquence nucléotidique hétérologue est insérée dans la région E3, dans une zone comprenant tout ou partie des nucléotides 2389 à 3861 de la SEQ ID NO : 5. 5. Adénovirus porcin selon la revendication 4, caractérisé en ce que la séquence nucléotidique hétérologue est insérée dans la zone comprise entre les nucléotides 2389 à 3861 de la SEQ ID NO : 5. 6. Adénovirus porcin selon l'une des revendications 1 à 4, caractérisé en ce que la séquence nucléotidique hétérologue code pour un immunogène ou un fragment immunologiquement actif ou un épitope d'un immunogène, de pathogène porcin, et/ou pour un immunomodulateur. 7. Adénovirus selon l'une des revendications 1 à 6, caractérisé en ce que plusieurs séquences nucléotidiques hétérologues sont insérées. 8. Adénovirus selon l'une des revendications 1 à 6, caractérisé en ce qu'une séquence poly-épitopes est insérée. 9. Adénovirus selon l'une des revendications 1 à 6, caractérisé en ce qu'une séquence IRES est insérée. 10. Adénovirus selon l'une des revendications 1 à 9, caractérisé en ce qu'il comprend une séquence nucléotidique hétérologue provenant d'un agent pathogène porcin choisi dans le groupe consistant en virus, bactéries et parasites. 11. Adénoyirus selon la revendication 10, caractérisé en ce qu'il comprend une séquence nucléotidique hétérologue provenant d'un agent pathogène porcin choisi dans le groupe consistant en virus de la maladie d'Aujeszky, virus de la grippe porcine, virus de la maladie mystérieuse du porc, virus de la parvovirose, virus de la peste porcine classique, circovirus porcin de type 2, Actinobacillus pleuropneumoniae, Mycoplasma hyopneumoniae. 12. Adénovirus selon la revendication 11, caractérisé en ce que le ou les séquence (s) nucléotidique(s) hétérologue(s) est/sont choisie (s) dansle groupe consistant en gène gB, gène gC, gène gD du virus de la maladie d'Aujeszky, gène HA, gène NA, gène NP du virus de la grippe porcine, gène ORF4, gène ORF7 du virus de la maladie mystérieuse du porc, gène E1, gène E2 du virus de la peste porcine classique, gène VP2 du virus de la parvovirose, gène ORF1, gène ORF2 du circovirus de type 2, et fragments immunologiquement actifs et épitopes de ces gènes. 13. Adénovirus porcin selon l'une des revendications 1 à 12, caractérisé en ce qu'il comprend une séquence nucléotidique hétérologue codant pour une cytokine porcine. 14. Adénovirus selon la revendication 13, caractérisé en ce que la cytokine porcine est choisie dans le groupe consistant en GM-CSF, IL-4, IL-12 et IL-18. 15. Vaccin recombiné porcin comprenant un adénovirus porcin selon l'une quelconque des revendications 1 à 14, et un véhicule ou excipient acceptable sur le plan vétérinaire. 16. Vaccin recombiné porcin selon la revendication 15, caractérisé en ce qu'il comprend plusieurs adénovirus porcins selon l'une quelconque des revendications 1 à 14, lesquels comprennent des séquences nucléotidiques hétérologues différentes. 17. Vaccin recombiné porcin selon la revendication 15 ou 16, caractérisé en ce qu'il comprend un adjuvant. 18. Vaccin recombiné porcin selon la revendication 17, caractérisé en ce que l'adjuvant est choisi parmi les polymères de l'acide acrylique ou méthacrylique et les copolymères d'anhydride maléique et de dérivé alcényle. 19. Vaccin recombiné porcin selon la revendication 18, caractérisé en ce que l'adjuvant est un carbomère. 20. Vecteur adénovirus porcin de sérotype 5, à la fois réplicatif in vivo et délété dans une région non essentielle de son génome. 21. Vecteur adénovirus porcin de sérotype 5, à la fois réplicatif in vivo et délété dans la région E3. 22. Vecteur adénovirus porcin selon la revendication 21, caractérisé en ce que l'adénovirus porcin de sérotype 5 comportant une délétion dans la région E3, dans une zone comprenant tout ou partie des nucléotides 2389 à 3861 de la SEQ ID N0:5. 23. Vecteur adénovirus porcin selon la revendication 22, caractérisé en ce que la délétion est dans la zone comprise entre les nucléotides 2389 à 3861 de la SEQ ID NO : 5. 24. Fragment d'ADN comprenant tout ou partie de la séquence nucléotidique référencée SEQ ID NO : 5. 25. Fragment d'ADN comprenant la séquence nucléotidique de 2389 à 3861 à la SEQ ID NO : 5.