Brevet FR2796397A1 — publié le 20010119

La présente invention a trait à des gènes de souches particulières de calicivirus félins, aux protéines codées par ces gènes, et leur utilisation pour la réalisation de préparations immunogènes et de vaccins recombinés ou de sousunités contre la calicivirose féline. Ces préparations immunogènes et ces vaccins peuvent également être combinés avec des préparations immunogènes ou des vaccins préparés sur la base d'autres agents pathogènes félins, pour la réalisation de préparations immunogènes et de vaccins multivalents. Les calicivirus félins (en anglais Feline Calicivirus ou FCV) ont été décrits pour la première fois en 1957 (Fastier L. B. Am. J. Vet. Res. 1957.18. 382-389). Les calicivirus félins sont avec les herpès virus félins les deux sources principales des affections virales du tractus respiratoire supérieur chez le chat. Les virus FCV touchent un grand nombre d'animaux, avec des taux de portage du FCV de l'ordre de 15 à 25 %, et une séroprévalence anti-FCV de 70 à 100 % (Coutts et al. Vet. Rec. 1994.135. 555-556 ; Ellis T. M. Australian Vet. J. 1981. 57. 115-118 ; Harbour et al. Vet. Rec. 1991.128. 77-80 ; Reubel et al. Féline Dendistry 1992.22. 1347-1360). Après une phase initiale d'hyperthermie, ces affections respiratoires s'accompagnent généralement d'ulcérations buccales (palais, langue, lèvres, nez), de rhinite, de conjonctivite, éventuellement d'anorexie et d'asthénie. Les virus FCV peuvent également causer des pneumonies, des entérites, et des douleurs articulaires (syndrome de boiterie). La transmission du virus FCV ne se fait qu'horizontalement, il n'y a pas de transmission verticale de la mère à son chaton lors de la gestation (Johnson R.P. Res. Vet. Sci. 1984.31. 114-119). La transmission du FCV se fait par contact entre animaux infectés et animaux sains ou par voie aérienne lors d'éternuements (Wardley RC. Arch. Virol. 1976.52. 243-249). Les calicivirus félins sont des virus nus de la famille des Caliciviridae, ils sont pourvus d'un ARN positif simple brin, d'une taille d'environ 7,7 kilo paires de bases (kpb) (Carter M.J. Arch. Virol. 1994. 9. 429-439). Comme de nombreux virus à ARN, une grande hétérogénéité existe au sein de la population virale de FCV. Les variations antigéniques, mises en évidence dès le début des années 70 par des expériences de séroneutralisations croisées, permettent de classer les FCV en plusieurs souches virales ou quasiespèces (Radfoord étal. Proc. 1 sI Int. Symp. Caliciviruses ESVV 1997.93-99). Plusieurs souches de FCV ont été isolées et séquencées, notamment la souche F9 (Carter et al. Arch. Virol. 1992.122. 223-235, séquence déposée dans la banque de données GenBank sous le numéro d'accès M86379), CFI (Neill et al. J. Virol. 1991.65. 5440-5447, numéro d'accès GenBank U13992 et M32819), Urbana ou URB (Sosnovtsev et Green Virology 1995.210. 383-390, numéro d'accès GenBank L40021), F4 (Tohya étal. Arch. Virol. 1991.117. 173- 181, numéros d'accès GenBank D31836 et D90357), KCD (Fastier L. B. Am. J. Vet. Res. 1957.18. 882-889, numéro d'accès GenBank L09719), LLK (numéro d'accès GenBank U07131), NADC (numéro d'accès GenBank L09718), 2280 (numéro d'accès GenBank X99445) et 255 (Kahn et Gillepsie. Cornell Vet. 1970. 60.669-683, numéro d'accès GenBank U07130). La vaccination contre le FCV a été mise en place depuis la fin des années 70 à partir de souches FCV atténuées, principalement la souche F9 isolée en 1958 par Bittle (Bittle et al. Am. J. Vet. Res. 1960.21. 547-550) ou des souches dérivées de F9 par passage in vitro ou in vivo (" F9-like "). Des vaccins inactivés sont aussi disponibles. Ils utilisent les souches 255 et 2280, isolées respectivement en 1970 chez un chat présentant une pneumonie (Kahn et Gillepsie. Cornell Vet. 1970.60. 669-683) et en 1983 chez un chat atteint de boiterie (Pedersen et al. Fel. Prac. 1983.13. 26-35). La réponse humorale est essentiellement dirigée contre la protéine de capside, aussi dénommée p65 (Guiver étal. J. Gen. Virol. 1992.73. 2429-2433). Les gènes codant pour la protéine de capside de nombreux calicivirus félins ont été séquences et comparés sans que l'on puisse distinguer plus particulièrement certaines séquences (Glenn et al. Proc. 1 sI Int. Symp. Caliciviruses ESVV 1997. 106-110 ; Geissler et al. Virus Res. 1997.48. 193-206 ;Neill et al. Proc. 1 sI Int. Symp. Caliciviruses ESVV 1997. 120-124). Le gène codant pour la protéine de capside a également été cloné et exprimé dans différents systèmes d'expression, notamment le gène codant pour la protéine de capside du virus FCV KS20 dans des plasmides (Geissler et al. J. Virol. 1999.73. 834-838), les gènes codant les protéines de capside des virus FCV CFI-68, JOK63, JOK92, LS012 et F9 dans des baculovirus (DeSilver et al. Proc. 1st Int. Symp. Caliciviruses ESVV 1997.131-143), le gène codant la protéine de capside du virus FCV F4 dans des virus herpès félins de type 1 (Yokoyama et al. J. Vet. Med. Sci. 1998.60. 717-723). Ces différentes constructions ont permis la production de protéines de capside recombinées. Du fait de la dérive antigénique dans le temps, les antisérums produits contre d'anciennes souches vaccinales isolées dans les années 60-70, telles que les souches F9,255 ou 2280, ne neutralisent que peu d'isolats des années 90. Par exemple, le sérum anti-F9 neutralise 43 % des isolats de la période 1990-96, contre 56 % pour la période 1980-89 et 86 % pour la période 1958-79, et seulement 10 % des isolats anglais de la période 1990-96 (Lauritzen et al. Vet. Microbiol. 1997. 56. 55-63). La présente invention a pour objectif la mise en évidence de, souches de FCV, induisant chez les chats des anticorps ayant un large spectre de neutralisation croisée. L'invention a en particulier pour objectif, à partir des souches sélectionnées, l'isolement et la caractérisation, de gènes codant pour des protéines immunogènes utilisables pour la vaccination contre la calicivirose féline. Un autre objectif de l'invention est de proposer des vecteurs d'expression in vitro et in vivo recombinés contenant et exprimant au moins une telle séquence nucléotidique. Un autre objectif encore de l'invention est de proposer des préparations immunogènes ou des vaccins contre la calicivirose féline. Un autre objectif encore de l'invention est de proposer des préparations immunogènes multivalentes et des vaccins multivalents contre la calicivirose féline et contre au moins un autre pathogène félin. L'invention concerne essentiellement deux souches FCV obtenues par écouvillonnages pharyngés pratiqués en France et au Royaume-Uni sur des chats présentant des signes d'infection par calicivirus félins. Il s'agit respectivement de la souche G1 (déposée à la Collection Nationale de Cultures de Microorganismes (ou CNCM) de l'Institut Pasteur, Paris, France, sous le numéro d'accès 1-2167) et de la souche 431 (déposée à la CNCM sous le numéro d'accès 1-2166), toutes les deux déposées le 12 mars 1999. Cette souche FCV G1 isolée en France ne correspond pas à la souche FCV isolée au Royaume-Uni en 1978 par Tohya (Tohya Y. et al. Jpn. J. Sci., 1990,52, 955- 961) et nommée également G 1. La sélection des souches FCV 431 et G1a été réalisée par des tests de séroneutralisation croisée vis-à-vis des isolats FCV d'un panel de référence. Ce panel de référence est composé de 18 isolats actuels de FCV prélevés sur des chats présentant des signes d'infection par calicivirus félin et provenant de trois zones géographiques distinctes. 7 isolats sont américains, ces isolats sont identifiés RMI1, RMI2, RMI3, RMI5, RMI6, RMI7 et RMI9. 7 isolats sont français, ils sont désignés A2, F1, G1, G3, F3031, H3-2 et H1-4. Les 4 derniers isolats sont anglais, ils sont désignés 431,388b, 337 et J5. Les souches du panel sont accessibles auprès de la déposante sur simple demande. Elles ont aussi été publiées dans un article de la revue Archives of Virology (Poulet et al. Arch. Virol. février 2000.145(2). 243-261), disponible en ligne sur Internet à la date de dépôt auprès de l'éditeur. Lors de tests de séroneutralisations croisées entre les 18 isolats de FCV du panel de référence, il s'est avéré de manière surprenante que l'anti-sérum de l'isolat 431 neutralise 14 des 17 isolats hétérologues du panel de référence (le titre homologue de séroneutralisation n'est pas pris en compte). Par comparaison les anti-sérums des souches vaccinales " historiques " 255 et F9 ne neutralisent chacun que 2 des 18 isolats du panel. De manière inattendue, la déposante a donc trouvé avec la souche FCV 431 une souche dominante qui peut être utilisée pour la protection des félidés et en particulier des chats contre la plupart des souches FCV. Grâce au panel de souches FCV divulguées ici, il est possible à l'homme du métier de sélectionner d'autres souches FCV dominantes. Par équivalence l'invention couvre aussi à travers la souche FCV 431 les souches FCV équivalentes à cette dernière, ayant des anticorps à large spectre de neutralisation croisée. Il y a équivalence lorsque l'anti-sérum d'une souche FCV séroneutralise au moins 13 des 18 isolats hétérologues du panel de référence (c'est-à-dire incluant FCV 431), préférentiellement lorsqu'il séroneutralise au moins 14 des 18 isolats hétérologues du panel de référence, de manière encore plus préférée lorsqu'il séroneutralise au moins 15 des 18 isolats hétérologues du panel de référence. On considère généralement qu'une souche de FCV séroneutralise une autre souche FCV lorsque le titre hétérologue de séroneutralisation est supérieur ou égal à 1,2 log10 VN50 (Povey C. et Ingersoll J., Infection and Immunity, 1975, 11,877-885). La déposante a pris cette valeur comme seuil de positivité. Cependant, les résultats de séroneutralisation croisée obtenus par un isolat FCV ayant un titre homologue de séroneutralisation inférieur ou égal à 2 log10 VN50 ne peuvent être interprétés. Une seconde méthode pour établir l'équivalence d'une souche FCV vis-àvis de la souche FCV 431 est d'utiliser des anticorps monoclonaux spécifiques de la souche FCV 431 et de tester par immunofluorescence indirecte (IFI) la souche FCV candidate. La déposante a ainsi réussi à produire plusieurs anticorps monoclonaux qui se sont avérés spécifiques de la souche 431. L'un d'eux a été nommé 44. Il y a équivalence s'il y a une réactivité en immunofluorescence avec des anticorps monoclonaux spécifiques de 431, par exemple avec l'anticorps monoclonal 44. Cet anticorps monoclonal et l'hybridome correspondant sont disponibles auprès de la déposante sur simple demande et sont aussi divulgués dans l'article de Poulet et al. supra. L'hybridome correspondant a également été déposé le 11 août 1999 à la CNCM sous le numéro d'accès I-2282. Il va de soit cependant que l'homme du métier est parfaitement à même de produire des anticorps monoclonaux par les techniques classiques et de sélectionner, par rapport au panel, ceux qui sont spécifiques de la souche 431. L'autre souche FCV G1 a été choisie pour sa complémentarité vis-à-vis de la souche FCV 431, à savoir que la combinaison des anti-sérums de 431 et de G1 séroneutralisent 100% des isolats du panel de référence, c'est-à-dire que la souche FCV G1 a un titre homologue de séroneutralisation supérieur ou égal à 2 log10 VN50 et des titres de séroneutralisation hétérologues supérieurs ou égaux à 1,2 loglo VN50 vis-à-vis des isolats FCV du panel de référence contre lesquels l'anti-sérum 431 ne séroneutralise pas ou faiblement (valeur inférieure à 1,2 loglo VN50). L'invention couvre également les souches FCV équivalentes ayant la même complémentarité vis-à-vis de la souche FCV 431. On peut aussi produire et sélectionner des anticorps spécifiques de cette souche, ce qui permet de déterminer des équivalents sur cette autre base. La déposante a en outre réussi à isoler, caractériser et séquencer le gène de la capside de FCV 431 et FCV G1, la protéine de capside, et a déterminé les séquences d'ADNc (ADN complémentaire) correspondantes. L'invention a donc pour objet un fragment d'acide nucléique comprenant tout ou partie de la séquence nucléotidique codant pour la protéine de capside du virus 431 dont la séquence en acides aminés est représentée à la SEQ ID NO: 7 ou à la figure 2, ou un fragment immunologiquement actif de cette protéine, c'est-à-dire un épitope, peptide ou polypeptide conservant substantiellement l'activité immunogène de la protéine de capside. L'invention a notamment pour objet un fragment d'ADN comprenant la séquence d'ADNc de la SEQ ID NO : 6 ou un fragment conservant les propriétés essentielles de la séquence complète, c'est-à-dire codant pour un peptide, polypeptide ou épitope conservant substantiellement l'activité immunogène de la protéine de capside. L'invention a en particulier pour objet un fragment d'ADN comprenant cette séquence d'ADNc, notamment couplée avec des éléments de régulation de la transcription. Il va de soi que l'invention recouvre automatiquement les fragments d'acide nucléique, fragments d'ADN et séquences d'ADNc équivalents, c'est-à- dire les fragments et séquences nucléotidiques spécifiques de capside FCV ne changeant pas la fonctionnalité ni la spécificité de souche de la séquence décrite ou des polypeptides codés par cette séquence. Seront bien entendu incluses les séquences qui diffèrent par dégénérescence du code. L'invention recouvre également automatiquement les séquences nucléotidiques (ARN, ADN, ADNc) équivalentes en ce sens qu'elles codent pour une protéine de capside FCV, ou un peptide, polypeptide ou épitope spécifique de protéine de capside FCV, capable d'induire in vivo chez l'espèce féline, en particulier chez le chat, des anticorps ayant sensiblement le même spectre de neutralisation croisée que l'antisérum de la souche FCV 431. Il s'agit en particulier des séquences provenant de souches FCV équivalentes selon la définition donnée plus haut vis-à-vis du panel et/ou de l'anticorps monoclonal 44. L'invention a aussi pour objet un fragment d'acide nucléique comprenant tout ou partie de la séquence nucléotidique codant pour la protéine de capside du virus G1 telle que représentée à la SEQ ID NO : 5 ou à la figure 1, ou un fragment immunologiquement actif de cette protéine, c'est-à-dire un épitope, peptide ou polypeptide conservant substantiellement l'activité immunogène de la protéine de capside. L'invention a notamment pour objet un fragment d'ADN comprenant la séquence d'ADNc de la SEQ ID NO : 4 ou un fragment conservant les propriétés essentielles de la séquence complète, c'est-à-dire codant pour un peptide, polypeptide ou épitope conservant substantiellement l'activité immunogène de la protéine de capside. L'invention a en particulier pour objet un fragment d'ADN comprenant cette séquence d'ADNc, notamment couplée avec des éléments de régulation de la transcription. Il va de soi que l'invention recouvre automatiquement les fragments d'acide nucléique, fragments d'ADN et séquences ADNc équivalents, c'est-à-dire les fragments et séquences nucléotidiques ne changeant pas la fonctionnalité ni la spécificité de souche de la séquence décrite ou des polypeptides codés par cette séquence. Seront bien entendu incluses les séquences qui diffèrent par dégénérescence du code. L'invention recouvre également automatiquement les séquences nucléotidiques (ARN, ADN, ADNc) équivalentes en ce sens qu'elles codent pour un peptide, polypeptide ou épitope capable d'induire in vivo chez l'espèce féline, en particulier chez le chat, des anticorps ayant sensiblement le même spectre de neutralisation croisée que l'antisérum de la souche FCV G1. Il s'agit en particulier des séquences nucléotidiques provenant de souches FCV complémentaires selon le sens donné plus haut. Le gène codant pour la protéine de capside des virus FCV G1 et FCV 431 a une taille de 2007 nucléotides pour FCV 431 et de 2010 nucléotides pour FCV G1. La protéine de capside a une taille de 668 acides aminés pour FCV 431 et de 669 acides aminés pour FCV G1, et une masse de 60-65 kDa (protéine p65). L'invention a aussi pour objet un vecteur d'expression comprenant au moins un fragment d'ADN selon l'invention, notamment un ADNc type 431 ou un ADNc type G 1, dans des conditions permettant son expression in vivo. Suivant une modalité particulière, le vecteur d'expression comprend un ADNc type 431 et un ADNc type G1. Par type , il faut entendre que l'ADNc est complémentaire d'une séquence ARN de la souche considérée. Ces vecteurs d'expression peuvent être des poxvirus, par exemple le virus de la vaccine, les avipox (canarypox, folwpox), y compris les poxvirus spécifiques d'espèce (swine pox, raccoonpox et camelpox), les adénovirus et les herpèsvirus, tels que les virus herpès félins (e.g. FR-A-2 741 806). Pour les Poxvirus, l'homme du métier peut se reporter à WO-A-9215672, WO-A-9526751, WO-A-9012882, et WO-A-9527780. Plusieurs stratégies d'insertions peuvent être utilisées pour l'expression de plusieurs séquences nucléotidiques hétérologues à partir du même vecteur d'expression in vivo. Ces stratégies d'insertion sont notamment l'utilisation d'une double cassette d'expression ayant une orientation opposée, ou l'utilisation d'une double cassette d'expression ayant une orientation identique, ou encore une cassette multiple d'expression avec un élément " IRES " (Internai Ribosome Entry Site) situé entre chaque insert (brevet EP-A1-0803573). Les séquences nucléotidiques hétérologues sont insérées sous la dépendance de signaux régulateurs de la transcription et notamment de promoteurs, de préférence apportés lors de l'insertion. Il n'est toutefois pas exclu de faire exprimer ces séquences nucléotidiques hétérologues sous le contrôle de signaux propres au vecteur d'expression utilisé. Pour les vecteurs d'expression canarypox, un des promoteurs préférés est le promoteur vaccine H6 (Taylor J. et al. Vaccine, 1988, 6, 504-508 ; Guo P. et al. J. Virol., 1989,63, 4189-4198 ; Perkus M. étal. J. Virol., 1989,63, 3829-3836). Les vecteurs d'expression in vivo peuvent également être des plasmides. Le terme plasmide entend recouvrir toute unité de transcription ADN sous forme d'une séquence polynucléotidique comprenant une séquence d'ADNc selon l'invention et les éléments nécessaires à son expression in vivo. On préfère la forme plasmide circulaire, superenroulée ou non. La forme linéaire entre également dans le cadre de cette invention. Chaque plasmide comprend un promoteur apte à assurer, dans les cellules hôtes, l'expression de l'ADNc inséré sous sa dépendance. Il s'agit en général d'un promoteur eucaryote fort et en particulier d'un promoteur précoce du cytomégalovirus CMV-IE, d'origine humaine ou murine, ou encore éventuellement d'une autre origine telle que rat, cobaye. De manière plus générale, le promoteur est soit d'origine virale, soit d'origine cellulaire. Comme promoteur viral autre que CMV-IE, on peut citer le promoteur précoce ou tardif du virus SV40 ou le promoteur LTR du virus du Sarcome de Rous. Comme promoteur cellulaire, on peut citer le promoteur d'un gène du cytosquelette, tel que par exemple le promoteur de la desmine, ou encore le promoteur de l'actine. Un sous-fragment de ces promoteurs, conservant la même activité promotrice est compris dans la présente invention, e.g. les promoteurs CMV-IE tronqués selon WO-A-98/00166. Lorsque plusieurs séquences hétérologues (ADNc et/ou gènes de FCV ou d'autres pathogènes félins) sont présents dans le même plasmide, ceux-ci peuvent être présentés dans la même unité de transcription ou dans deux unités différentes. Les plasmides peuvent également comprendre d'autres éléments de régulation de transcription, tels que par exemple des séquences stabilisatrices du type intron, de préférence intron Il du gène de la 5-globine de lapin (van Ooyen et al. Science, 1979,206: 337-344), séquence signal de la protéine codée par le gène de l'activateur du plasminogène tissulaire (tPA ; Montgomery et al. Cell. Mol. Biol. 1997,43: 285-292), et signal de polyadénylation (polyA), notamment du gène de l'hormone de croissance bovine (bGH) (US-A-5 122 458) ou du gène de la p-globine du lapin. L'invention a également pour objet l'utilisation des ADNc selon l'invention pour la production in vitro des protéines de capside ou de leurs fragments et épitopes immunologiquement actifs et leur incorporation dans des préparations immunogènes et vaccins sous-unitaires. L'invention a également pour objet une préparation immunogène ou un vaccin contre la calicivirose féline comprenant au moins un vecteur d'expression in vivo recombiné selon l'invention et un véhicule ou excipient acceptable sur le plan vétérinaire, et éventuellement un adjuvant. La notion de préparation immunogène recouvre toute préparation susceptible, une fois administrée au chat, d'induire au moins une réponse immunitaire dirigée contre le pathogène félin considéré. Par vaccin, on entend une préparation capable d'induire une protection efficace. De préférence, cette préparation immunologique ou ce vaccin comprend un vecteur d'expression in vivo dans lequel est inséré un ADNc type FCV 431, ce qui inclut ses équivalents ou un ADNc FCV G1, ce qui inclut les équivalents de ce dernier. Selon une première particularité très avantageuse, cette préparation immunologique ou ce vaccin comprend un vecteur d'expression dans lequel est inséré un ADNc type FCV 431, ce qui inclut ses équivalents, et un ADNc type FCV G 1, ce qui inclut aussi les équivalents de ce dernier. Selon une deuxième particularité très avantageuse, cette préparation immunologique ou ce vaccin comprend au moins deux vecteurs d'expression : dans le premier est inséré un ADNc type FCV 431, ce qui inclut ses équivalents, et dans le second un ADNc de la souche FCV G1, ce qui inclut aussi les équivalents de ce dernier. Pour adjuver les préparations et vaccins conformes à l'invention, on peut utiliser tout adjuvant approprié connu de l'homme de l'art. Toutefois, on préfère soit les formuler sous forme d'émulsions huile-dans-l'eau, soit leur ajouter des polymères de l'acide acrylique ou méthacrylique ou des copolymères d'anhydride maléique et de dérivé alcényle, ou encore un lipide cationique contenant un sel d'ammonium quaternaire. Parmi les polymères, on préfère les polymères de l'acide acrylique ou méthacrylique réticulés, notamment par des éthers polyalcényliques de sucres ou de polyalcools. Ces composés sont connus sous le terme carbomère (Pharmeuropa vol. 8, n 2, juin 1996). L'homme de l'art peut aussi se référer à US-A-2 909 462 (incorporé par référence) décrivant de tels polymères acryliques réticulés par un composé polyhydroxylé ayant au moins 3 groupes hydroxyle, de préférence pas plus de 8, les atomes d'hydrogène d'au moins trois hydroxyles étant remplacés par des radicaux aliphatiques insaturés ayant au moins 2 atomes de carbone. Les radicaux préférés sont ceux contenant de 2 à 4 atomes de carbone, e.g. vinyles, allyles et autres groupes éthyléniquement insaturés. Les radicaux insaturés peuvent eux-mêmes contenir d'autres substituants, tel que méthyl. Les produits vendus sous la dénomination Carbopol (BF Goodrich, Ohio, USA) sont particulièrement appropriés. Ils sont réticulés par un allyl saccharose ou par de l'allylpentaérythritol. Parmi eux, on peut citer les Carbopol 974P, 934P et 971 P. Parmi les copolymères d'anhydride maléique et de dérivé alcényle, on préfère les EMA# (Monsanto) qui sont des copolymères d'anhydride maléique et d'éthylène, linéaires ou réticulés, par exemple réticulés par du divinyléther. On peut se référer à J. Fields et al., Nature, 186 : 4 juin 1960 (incorporé par référence). Sur le plan de leur structure, les polymères d'acide acrylique ou méthacrylique et les EMA# sont formés de préférence de motifs de base de formule suivante : dans laquelle : - R1 et R2, identiques ou différents, représentent H ou CH3 - x = 0 ou 1, de préférence x = 1 - y = 1 ou 2, avec x + y = 2 Pour les EMA#, x = 0 et y = 2. Pour les carbomères, x = y = 1. Ces polymères sont dissous dans l'eau ou dans de l'eau physiologique (NaCI à 20 g/l) et le pH est ajusté à 7,3-7,4 par de la soude, pour donner la solution adjuvante dans laquelle le vecteur d'expression ou les sous-unités seront incorporés La concentration en polymère dans la composition vaccinale finale sera de 0,01 % à 1,5 % P/V, plus particulièrement de 0,05 à 1 % P/V, de préférence de 0,1 à 0,4 % P/V. Les lipides cationiques contenant un sel d'ammonium quaternaire, qui sont particulièrement mais pas exclusivement adaptés pour les vecteurs d'expression plasmidiques répondent à la formule : dans laquelle R1 est un radical aliphatique linéaire, saturé ou insaturé, ayant de 12 à 18 atomes de carbone, R2 est un autre radical aliphatique, renfermant 2 ou 3 atomes de carbone, et X un groupement hydroxyle ou amine. On préfère le DMRIE (N-(2-hydroxyéthyl)-N,N-diméthyl-2,3- bis(tetradécyloxy)-1-propanammonium ; WO-A-9634109), de préférence couplé avec un lipide neutre, notamment le DOPE (dioléoyl-phosphatidyl-éthanolamine), pour former le DMRIE-DOPE. De préférence, le mélange plasmide avec cet adjuvant se fait de manière extemporanée et l'on préfère, avant son administration à l'animal, laisser le temps au mélange ainsi constitué de se complexer, par exemple pendant une durée allant de 10 à 60 minutes, notamment de l'ordre de 30 minutes. Lorsque du DOPE est présent, le ratio molaire DMRIE : DOPE va de préférence de 95 : à 5 : 95,plus particulièrement de 1 : Le ratio pondéral plasmide : adjuvant DMRIE ou DMRIE-DOPE peut aller notamment de 50 : à 1 : notamment de 10 : à 1 : de préférence de 1 : 1 à 1 : 2. Les vecteurs d'expression in vivo codant pour un ADNc type FCV selon l'invention peuvent également coder pour le GM-CSF félin ou être associés à un second vecteur codant pour le GM-CSF félin (e. g. les plasmides pJP089 et pJP090, respectivement figure 5 et figure 6). Dans le cas de plasmides, on préfère un mélange de deux plasmides. Dans le cas de vecteurs viraux, on préfère un seul vecteur. Ce vecteur d'expression ou ce mélange de vecteurs d'expression peut aussi être adjuvé tel que décrit précédemment. L'invention a aussi pour objet une préparation immunogène multivalente ou un vaccin multivalent contre la calicivirose féline et contre au moins un autre pathogène félin, utilisant un même vecteur d'expression in vivo recombiné contenant et exprimant au moins un ADNc type FCV selon l'invention et au moins une séquence nucléotidique d'un immunogène d'un autre pathogène félin ou d'un fragment immunologiquement actif de cet immunogène. L'invention a également pour objet une préparation immunogène multivalente ou un vaccin multivalent comprenant au moins un vecteur d'expression in vivo dans lequel est insérée au moins un ADNc type FCV selon l'invention et au moins un deuxième vecteur d'expression dans lequel est insérée une séquence codant pour un immunogène, ou un fragment immunologiquement actif, d'un autre pathogène félin. Des plasmides appropriés dans lesquels est insérée une séquence codant pour un immunogène, ou un fragment immunologiquement actif, d'un autre pathogène félin, peuvent être notamment ceux décrits dans les exemples 7 à 15 et 17 à 19 de la demande de brevet WOA-9803660 (pPB179, pPB180, pPB181, pAB009, pAB053, pAB052, pAB056, pAB058, pAB029, pAB030, pAB083, pAB041). Les vaccins recombinés monovalents ou multivalents tels que décrits précédemment peuvent également être associés avec au moins un vaccin classique (inactivé, vivant atténué, sous-unités) dirigé contre au moins un pathogène félin identique ou différent. Lesdits autres pathogènes félins sont notamment choisis parmi le groupe comprenant le virus de la rhinotrachéite féline ou virus herpès félin (FHV), le virus de la leucémie féline (FeLV), les parvovirus félins (FPV), le virus de la péritonite infectieuse féline (FIPV), le virus de l'immunodéficience féline (FIV), le virus de la rage, Chlamydia. L'invention a aussi pour objet les protéines de capside isolées, purifiées ou synthétiques, de la souche FCV431 et de la souche FCV G1, ayant la séquence en acides aminés représentée à la SEQ ID NO : 7, respectivement SEQ ID NO: 5. Cela recouvre automatiquement les protéines équivalentes, c'est-à-dire issues de souches équivalentes aux souches FCV 431 et FCV G1 suivant les définitions données plus haut (mise en oeuvre du panel et/ou d'un anticorps monoclonal, notamment l'anticorps monoclonal 44). Avantageusement ces protéines de capside peuvent être assemblées sous forme de capsides vides. L'invention a aussi pour objet les fragments et épitopes (au moins environ 8 à 10 acides aminés) de ces protéines, qui conservent la spécificité et l'immunogénicité de la protéine entière. Les protéines de capside, éventuellement assemblées sous forme de capsides vides, et leurs fragments et épitopes, peuvent être produits par expression in vitro. La séquence nucléotidique correspondante est insérée dans un système d'expression in vitro et exprimée par ce système, et le produit d'expression récolté et éventuellement purifié, comme cela est connu en soi. Le système d'expression peut être d'origine virale, en particulier le baculovirus (US-A-4 745 051). On intégre la séquence codante ou un fragment (dans le cas de l'épitope ou du fragment) dans le génome du baculovirus (e. g. le baculovirus Autographa californica Nuclear Polyhedrosis Virus AcNPV) et ce dernier est ensuite propagé, notamment sur cellules d'insectes, e. g. Spodoptera frugiperda Sf9 (dépôt ATCC CRL 1711). Le système d'expression in vitro peut être d'origine procaryote, e.g. Escherichia coli, ou eucaryote, en particulier levures, e. g. Saccharomyces cerevisiae, ou des cellules eucaryotes de mammifères, notamment des lignées cellulaires telles que CHO (cellules ovariennes de hamster), HeLa, BHK ou des cellules d'insectes, e. g. Spodoptera frugiperda (supra), ou encore des cellules félines. Comme promoteurs utilisables dans ces constructions cellulaires, on peut citer les promoteurs viraux forts tels que ceux du virus SV40 (Fiers et al., Nature, (1978) 273: 113) et le promoteur précoce (CMV-IE) du virus CMV ou cytomegalovirus humain (McGregor et Caskey, Nucleic Acids Res. 17 : 2365, 1989), murin ou d'une autre origine, ou encore celui du gène polyhédrine du Baculovirus AcNPV (Hooft van Iddekinge et al., 1983, Virology 131 : 561-565). L'homme de l'art sait comment purifier et/ou isoler les protéines, assemblées ou non sous forme de capsides vides, leurs fragments et épitopes à partir du produit des techniques décrites ci-dessus. A titre d'exemple, on peut rappeler que l'homme de l'art a à sa disposition différentes méthodes qui comprennent notamment : précipitation basée sur la solubilité des protéines, fragments et épitopes d'intérêt en fonction des conditions salines du milieu, précipitation par des solvants organiques, des polymères et autres matières, précipitation d'affinité et dénaturation sélective, chromatographie sur colonne, y compris chromatographie liquide haute performance (HPLC), chromatographie d'échange d'ions, chromatographie d'affinité, chromatographie d'immunoaffinité, chromatographie utilisant des ligands, immunoprécipitation, filtration sur gel, électrophorèse, méthodes de filtration, notamment ultrafiltration, et ultracentrifugation sur gradient. L'homme de l'art peut se reporter à titre d'exemple à K. Y. Green et al., J. Clin. Microb., Juillet 1997, Vol 35, 7 : 1909-1914, pour la production de capsides en baculovirus propagé sur cellules Sf9 et récolte par ultra-centrifugation sur des gradients de saccharose (10 à 50 %). Les protéines de capside, et leurs fragments et épitopes, peuvent aussi être produits par synthèse chimique par les méthodes à la disposition de l'homme de l'art. L'invention a aussi pour objet les préparations immunogènes et vaccins comprenant au moins un antigène sous-unitaire formé d'une protéine de capside, de préférence assemblée sous forme de capsides vides, de FCV 431 et/ou FCV G1, ou d'un fragment ou épitope correspondant, dans un véhicule ou excipient acceptable au plan vétérinaire, et de préférence un adjuvant. De préférence, les préparations et vaccins selon l'invention comprennent des antigènes sous-unitaires issus des deux souches FCV 431 et FCV G1. De même, les préparations et vaccins peuvent comprendre des protéines de capside non assemblées et des protéines assemblées sous forme de capsides vides. Pour adjuver les préparations immunogènes et vaccins sous-unitaires selon l'invention, on peut utiliser à titre d'adjuvant (1) de l'hydroxyde d'alumine, (2) un polymère de l'acide acrylique ou méthacrylique, un polymère d'anhydride maléique et de dérivé alcényle (décrits ci-dessus), ou (3) formuler la préparation immunogène ou vaccin sous forme d'une émulsion huile-dans-l'eau en particulier l'émulsion SPT décrite p 147 Vaccine Design, The Subunit and Adjuvant Approach edited by M. Powell, M. Newman, Plenum Press 1995, et l'émulsion MF59 décrite p183 du même ouvrage. L'émulsion huile-dans-l'eau peut notamment être à base d'huile de paraffine liquide légère (type Pharmacopée européenne) ; d'huile isoprénoide telle que le squalane, le squalène ; d'huile résultant de l'ofigomérisation d'alcènes, en particulier d'isobutène ou de decène ; des esters d'acides ou d'alcools à groupement alkyle linéaire, plus particulièrement les huiles végétales, l'oléate d'éthyle, le di(caprylate / caprate) de propylène glycol, le tri(caprylate / caprate) de glycérol, le dioléate de propylène glycol ; des esters d'acides ou d'alcools gras ramifiés, en particulier des esters de l'acide isostéarique. L'huile est utilisée en association avec des émulsifiants pour former l'émulsion. Les émulsifiants sont de préférence des tensio-actifs non ioniques en particulier les esters de sorbitan, de mannide, de glycérol, de polyglycérol, de propylène glycol et de l'acide oléique, isostéarique, ricinoléique, hydroxystéarique, éventuellement éthoxylés, les blocs copolymères polyoxypropylène-polyoxyéthylène en particulier les Pluronic, notamment L121. L'invention a aussi pour objet les préparations immunogènes et vaccins multivalents dans lesquels la valence FCV est une valence sous-unitaire comme décrit ci-dessus. La présente invention a aussi pour objet une méthode d'immunisation des chats, contre les maladies dues aux virus de la calicivirose féline. Cette méthode comprend l'administration d'une préparation immunologique ou d'un vaccin selon l'invention à des chats. Cette administration peut se faire notamment par la voie parentérale, par administration souscutanée, intradermique, intramusculaire, intrapéritonéale. De préférence, l'administration se fait par la voie sous-cutanée ou intramusculaire. Différents moyens d'administration peuvent être utilisés pour les préparations immunogènes et les vaccins plasmidiques, notamment des particules d'or enrobées d'ADN et projetées de façon à pénétrer dans les cellules de la peau du sujet à immuniser (Tang et al. Nature 1992.356. 152-154) et les injecteurs par jet liquide permettant de transfecter à la fois des cellules de la peau et des cellules des tissus sous-jacents (Furth et al. Analytical Bioch. 1992. 205. 365-368). L'homme de l'art possède les compétences nécessaires pour définir précisément le nombre d'administration et les doses à utiliser pour chaque protocole d'immunisation. L'invention va être maintenant décrite plus en détail à l'aide de modes de réalisation pris à titre d'exemples non limitatifs et se référant au dessin dans lequel : Figure 1 : Séquence d'ADNc et de la protéine capside de la souche FCV G1 Figure 2 : Séquence d'ADNc et de la protéine capside de la souche FCV 431 Figure 3 : Carte de restriction du plasmide pJCA151 Figure 4 . Séquence de la région C6L du génome du canarypox virus (souche ALVAC) Figure 5 : Carte de restriction du plasmide pJP089 Figure 6 : Séquence du gène GM-CSF félin 3R3 Figure 7 : Carte de restriction du plasmide pJP090 Figure 8 : Séquence du gène GM-CSF félin 3R4 Figure 9 : Tableau des titres de séroneutralisation croisée Liste des séquences pour les constructions de la présente invention SEQ ID NO 1 : Oligonucléotide PB331 SEQ ID NO 2 : Oligonucléotide PB333 SEQ ID NO 3 : Oligonucléotide PB332 SEQ ID NO 4 : Séquence d'ADNc capside FCV G1 SEQ ID NO 5 : Séquence de la protéine capside FCV G1 SEQ ID NO 6 : Séquence d'ADNc capside FCV 431 SEQ ID NO 7 : Séquence de la protéine capside FCV 431 SEQ ID NO 8 : Oligonucléotide JCA289 SEQ ID NO 9 : Oligonucléotide JCA290 SEQ ID NO 10 : Séquence de la région C6L du canarypox virus (souche ALVAC) SEQ ID NO 11 : Oligonucléotide C6A1 SEQ ID NO 12 : Oligonucléotide C6B1 SEQ ID NO 13 : Oligonucléotide C6C1 SEQ ID NO 14 : Oligonucléotide C6D1 SEQ ID NO 15 : Oligonucléotide JCA291 SEQ ID NO 16 : Oligonucléotide JCA292 SEQ ID NO 17 : Oligonucléotide JCA293 SEQ ID NO 18 : Oligonucléotide JCA294 SEQ ID NO 19 : Oligonucléotide JCA295 SEQ ID NO 20 : Oligonucléotide JP578 SEQ ID NO 21 : Oligonucléotide JP579 SEQ ID NO 22 : Séquence du gène GM-CSF félin 3R3 SEQ ID NO 23 : Séquence du gène GM-CSF félin 3R4 EXEMPLES Toutes les constructions de plasmides ont été réalisées en utilisant les techniques standards de biologie moléculaire (clonage, digestion par les enzymes de restriction, synthèse d'un ADN complémentaire simple brin, amplification en chaîne par polymérase, élongation d'un oligonucléotide par une ADN polymérase...) décrites par Sambrook J. et al. (Molecular Cloning: A Laboratory Manual. 2nd Edition. Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor. New York. 1989). Tous les fragments de restriction utilisés pour la présente invention, ainsi que les divers fragments d'amplification en chaîne par polymérase (= ACP ou PCR), ont été isolés et purifiés en utilisant le kit "Geneclean7" (BIO101 Inc. La Jolla, CA). Exemple 1 : Isolement et culture souches de calicivirus félin G1 et 431 La souche de calicivirus félin désignée G1 a été obtenue à partir d'un prélèvement réalisé en France sur un chat présentant des signes de calicivirose. Cette souche FCV G1a été déposée le 12 mars 1999 à la Collection Nationale de Cultures de Microorganismes (ou CNCM) de l'Institut Pasteur, Paris, France, sous le numéro d'accès 1-2167. La souche de calicivirus félin désignée 431 a été isolée à partir d'un prélèvement réalisé en Angleterre sur un chat présentant des signes de calicivirose. Cette souche FCV 431 a été déposée le 12 mars 1999 à la Collection Nationale de Cultures de Microorganismes (ou CNCM) de l'Institut Pasteur, Paris, France, sous le numéro d'accès 1-2166. Pour leur amplification, les souches de calicivirus félin ont été cultivées sur cellules de la lignée de rein de chat (Crandell-Reese Feline Kidney ou CRFK, N ATCC CCL-94, Crandell étal. In Vitro 1973, 9, 176-185). Les cellules CRFK sont mises en culture en plaque de 96 puits ou en Falcon 25 cm2 avec du milieu DMEM supplémenté de 5 % de sérum de veau f#tal contenant environ 100 000 cellules par ml. Les cellules sont cultivées à +37 C en atmosphère contenant 5% de CO2. Après 3 jours la couche cellulaire arrive à confluence. Le milieu de culture est alors remplacé par du milieu DMEM sans sérum mais additionné de 50 mg/l de gentamycine et les isolats viraux FCV sont ajoutées à raison d'un volume de 100 l de dilutions sériées de quart en quart par puit pour le clonage en dilutions limites des virus FCV ou de 1 ml par Falcon. Lorsque l'effet cytopathique (CPE) est complet (24-48 heures après le début de la mise en culture), les suspensions virales sont récoltées et congelées à -70 C. 3 à 4 passages successifs sont généralement nécessaires à la production d'un lot viral. Le lot viral est stocké à -70 C. Exemple 2 : Extraction de l'ARN viral des souches G1 et 431 de calicivirus félin Les cellules CRFK sont cultivées à 37 C en flacons roulants de 2 litres (850 cm2) en milieu Eagle modifié (MEM, Gibco BRL) supplémenté avec 2,5 % d'hydrolysat de lactalbumine (Gibco BRL) et de 5% de sérum de veau foetal (Gibco BRL). On ajoute par flacon roulant 300 ml d'une suspension cellulaire en milieu MEM à environ 100 000 cellules/ml. Après 3 jours la couche cellulaire est confluente. Le milieu de culture cellulaire est alors remplacé par du milieu MEM sans sérum et le virus FCV ajouté à une multiplicité d'infection (moi) de 0,5 DICC50/cellule. La culture virale est maintenue à 37 C pendant 24 à 48 heures jusqu'à l'obtention d'un effet cytopathique pour l'ensemble du tapis cellulaire. La suspension virale est récoltée puis clarifiée par centrifugation. L'ARN viral contenu dans 100 ml de suspension virale de la souche FCV G 1, qui vient d'être préparée, a été extrait avec les solutions du kit High PureTM Viral RNA Kit Cat # 1 858 882, Roche Molecular Biochemicals), en suivant les instructions du fournisseur pour les étapes d'extraction. Le culot d'ARN obtenu à la fin de l'extraction a été re-suspendu avec 10 ml d'eau distillée stérile sans RNase. L'ARN viral de la souche FCV 431 a été extrait dans les mêmes conditions à partir de 100 ml de suspension virale de la souche correspondante. Le culot d'ARN obtenu à la fin de l'extraction a été re-suspendu avec 10 ml d'eau distillée stérile sans RNase. Exemple 3 : Synthèse des ADN complémentaires des gènes capsides des souches G1 et 431 de calicivirus félin Les ADN complémentaires correspondant aux gènes capsides des souches G1 et 431 de calicivirus félin ont été synthétisés avec le kit Gene Amp RNA PCR Kit # (Cat # N 808 0017, Perkin-Elmer, Norwalk, CT 06859, USA) en utilisant les conditions données par le fournisseur. Pour la souche FCV G1, une réaction de transcription inverse, suivie d'une réaction d'amplification en chaîne (Réaction TI-ACP ou RT-PCR ) a été réalisée avec 1 ml de la suspension d'ARN viral FCV G1 (exemple 2) et avec les oligonucléotides suivants : PB331 (33 mer) (SEQ ID NO 1) 5' TTGCGGCCGCTGTGATGTGTTCGAAGTTTGAGC 3' et PB333 (36 mer) (SEQ ID NO 2) 5' TTGGCGCCGYTGACCMAGTGCAGCYTTRTCCAATTC 3' Les conditions de synthèse du premier brin d'ADN complémentaire sont une température de 42 C pendant 15 min, puis 99 C pendant 5 min, et enfin 4 C pendant 5 min. Les conditions de la réaction ACP sont une température de 95 C pendant 2 min, puis 35 cycles (95 C pendant 1 min, puis 62 C pendant 1 min, et 72 C pendant 2 min), et enfin 72 C pendant 7 min pour produire un fragment RTPCR d'environ 2000 paires de bases (pb) qui a été identifié G1-4 . Pour la souche FCV 431, une réaction de transcription inverse, suivie d'une réaction d'amplification en chaîne (Réaction TI-ACP ou RT-PCR ) a été réalisée avec 1 ml de la suspension d'ARN viral FCV 431 (exemple 2) et avec les oligonucléotides suivants : PB331 ( 33 mer) (SEQ ID NO 1) et PB332 (38 mer) (SEQ ID NO 3) 5' TTGGCGCCAAYWGTRTTWGHTACAGTRTCAATYARRCC 3' Les conditions de synthèse du premier brin d'ADN complémentaire sont une température de 42 C pendant 15 min, puis 99 C pendant 5 min, et enfin 4 C pendant 5 min. Les conditions de la réaction ACP sont une température de 95 C pendant 2 min, puis 35 cycles (95 C pendant 1 min, puis 62 C pendant 1 min, et 72 C pendant 2 min), et enfin 72 C pendant 7 min pour produire un fragment RTPCR d'environ 2000 paires de bases (pb) qui a été identifié 431-2 . Exemple 4 : Clonage du gène codant pour la protéine capside de la souche G1 du calicivirus félin Le fragment RT-PCR G1-4 a été digéré par Narl puis par Notl pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, le fragment Narl-Notl d'environ 2000 pb. Ce fragment a été ligaturé avec le vecteur pBlueScript# Il KS+ (Cat # 212208 Stratagene Inc., La Jolla, CA 92037, USA), préalablement digéré par Notl et Clal, puis déphosphorylé, pour donner le plasmide pG1-4-5 (5033 pb). Le fragment Notl-Narl cloné dans ce plasmide a été entièrement séquence sur les deux brins pour déterminer la séquence du gène capside. La séquence du gène capside de la souche FCV G1 (2010 pb) (SEQ ID NO 4), ainsi que la séquence de la protéine capside (p65) (668 acides aminés) (SEQ ID NO 5) codée par ce gène, sont présentées sur la figure 1. Exemple 5 : Clonage du gène codant pour la protéine capside de la souche 431 du calicivirus félin Le fragment RT-PCR 431-2 a été digéré par Narl puis par Notl pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, le fragment Narl-Notl d'environ 2000 pb. Ce fragment a été ligaturé avec le vecteur pBlueScript# Il KS+ (Cat # 212208 Stratagene Inc., La Jolla, CA 92037, USA), préalablement digéré par Notl et Clal, puis déphosphorylé, pour donner le plasmide p431-2-1 (4985 pb). Le fragment Notl-Narl cloné dans ce plasmide a été entièrement séquence sur les deux brins pour déterminer la séquence du gène capside. La séquence du gène capside de la souche FCV 431 (2007 pb) (SEQ ID NO 6), ainsi que la séquence de la protéine capside (p65) (668 acides aminés) (SEQ ID NO 7) codée par ce gène, sont présentées sur la figure 2. Exemple 6 : Construction du plasmide pJCA151 Une réaction ACP a été réalisée en utilisant le plasmide p431-2-1 (exemple 5) comme matrice et les oligonucléotides suivants : JCA289 SEQ ID NO 8 (36 mer) : 5'AAACGCGTCGACATGTGCTCAACCTGCGCTAACGTG3' et JCA290 SEQ ID NO 9 (33 mer) : 5' TTTTGATATCTCATATTTTAACCATTCCACTCC 3' pour amplifier un fragment ACP d'environ 2030 pb. Ce fragment a été digéré avec les enzymes de restriction Sali et EcoRV pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, un fragment Sall-EcoRV de 2014 pb. Ce fragment de restriction a alors été ligaturé avec le plasmide pVR1012 (Hartikka J. et al. Human Gene Therapy. 1997.7. 1205-1217), préalablement digéré par Sali et EcoRV, pour donner le plasmide pJCA151 (6908 pb) (Figure 3). Exemple 7 : Construction du plasmide donneur pour l'insertion dans le site C6L du canarypox virus La figure 4 (SEQ ID NO 10) montre la séquence d'un fragment de 3700 pb de l'ADN génomique du canarypox virus. L'analyse de cette séquence a révélé un cadre ouvert de lecture (COL) qui a été appelé C6L, qui commence à la position 377 et se termine à la position 2254. La construction d'un plasmide d'insertion aboutissant à la délétion du COL C6L et à son remplacement par un site de clonage multiple flanqué de signaux d'arrêt de transcription et de traduction a été réalisée comme décrit ci-après. Une réaction ACP a été réalisée à partir de la matrice constituée par l'ADN génomique du canarypox virus et avec les oligonucléotides suivants : C6A1 (SEQ ID NO 11) (42 mer) 5' ATCATCGAGCTCGCGGCCGCCTATCAAAAGTCTTAATGAGTT 3' et C6B1 (SEQ ID NO 12) (73 mer) 5'GAATTCCTCGAGCTGCAGCCCGGGTTTTTATAGCTAATTAGTCATTTTTTC GTAAGTAAGTATTTTTATTTAA 3' pour isoler un fragment ACP de 432 pb (fragment A). Une réaction ACP a été réalisée à partir de la matrice constituée par l'ADN génomique du canarypox virus et avec les oligonucléotides suivants : C6C1 (SEQ ID NO 13) (72 mer) 5'CCCGGGCTGCAGCTCGAGGAATTCTTTTTATTGATTAACTAGTCAAATGAG TATATATAATTGAAAAAGTAA 3' et C6D1 (SEQ ID NO 14) (45 mer) 5' GATGATGGTACCTTCATAAATACAAGTTTGATTAAACTTAAGTTG 3' pour isoler un fragment ACP de 1210 pb (fragment B). Les fragments A et B ont été hybridés ensemble pour servir de matrice à une réaction ACP réalisée avec les oligonucléotides C6A1 (SEQ ID NO 11) et C6D1 (SEQ ID NO 14) pour générer un fragment ACP de 1630 pb. Ce fragment a été digéré par les enzymes de restriction Sacl et Kpnl, pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, un fragment Sacl-Kpnl de 1613 pb. Ce fragment a été ligaturé avec le vecteur pBlueScript# Il SK+ (Stratagene, La Jolla, CA, USA, Cat # 212205), préalablement digéré par les enzymes Sacl et Kpnl , pour donner le plasmide pC6L. La séquence de ce plasmide a été vérifiée par séquençage. Ce plasmide contient 370 pb de séquences situées en amont du COL C6L ( bras flanquant gauche C6 ), un signal vaccine d'arrêt précoce de transcription, des codons stops dans les 6 phases de lecture, un site de clonage multiple contenant les sites de restriction Smal, Pstl, Xhol et EcoRI, et enfin 1156 pb de séquences situées en aval du COL C6L ( bras flanquant droit C6 ). Le plasmide pMP528HRH (Perkus M. étal. J. Virol. 1989. 63. 3829-3836) a été utilisé comme matrice pour amplifier la séquence complète du promoteur vaccine H6 (N d'accès GenBank M28351) avec les oligonucléotides suivants : JCA291 (SEQ ID NO 15) (34 mer) 5' AAACCCGGGTTCTTTATTCTATACTTAAAAAGTG 3' et JCA292 (SEQ ID NO 16) (43 mer) 5' AAAAGAATTCGTCGACTACGATACAAACTTAACGGATATCGCG 3' pour amplifier un fragment ACP de 149 pb. Ce fragment a été digéré par les enzymes de restriction Smal et EcoRI pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, un fragment de restriction Smal-EcoRI de 138 pb. Ce fragment a alors été ligaturé avec le plasmide pC6L, préalablement digéré par Smal et EcoRI, pour donner le plasmide pJCA150. Exemple 8 : Construction du virus recombiné vCP1710 (canarypox virus recombiné exprimant le gène capside de la souche FCV 431) Une réaction ACP a été réalisée en utilisant le plasmide p431-2-1 (exemple 5) comme matrice et les oligonucléotides suivants : JCA293 (SEQ ID NO 17) (55 mer) : 5'AAATCGCGATATCCGTTAAGTTTGTATCGTAATGTGCTCAACCTGCGCTAA CGTG 3' et JCA294 (SEQ ID NO 18) (33 mer) : 5' TTTTGTCGACTCATATTTTAACCATTCCACTCC 3' pour amplifier un fragment ACP d'environ 2050 pb. Ce fragment a été digéré avec les enzymes de restriction Nrul et Sali pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, le fragment Nrul-Sall de 2035 pb (fragment A). Le plasmide pJCA150 (exemple 7) a été digéré par les enzymes de restriction Nrul et Sali pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, le fragment de restriction Nrul-Sall d'environ 4500 pb (fragment B). Les fragments A et B ont alors été ligaturés ensemble pour donner le plasmide pJCA152. Le plasmide pJCA152 a été linéarisé par Notl, puis transfecté dans des cellules primaires d'embryons de poulets infectées avec du canarypox virus (souche ALVAC) selon la technique de précipitation au phosphate de calcium précédemment décrite (Panicali et Paoletti Proc. Nat. Acad. Sci. 1982.79. 4927- 4931 ; Piccini et al. In Methods in Enzymology. 1987.153. 545-563. Eds. Wu R. and Grossman L. Academic Press). Des plages positives ont été sélectionnées sur la base d'une hybridation avec une sonde radiomarquée spécifique du gène capside de la souche FCV 431. Ces plages ont subi 4 cycles successifs de sélection/purification de plages jusqu'à ce qu'une population pure ait été isolée. Une plage représentative de la recombinaison in vitro entre le plasmide donneur pJCA152 et le génome du canarypox virus ALVAC a alors été amplifiée et le stock de virus recombiné obtenu a été désigné vCP1710. Exemple 9 : Construction du virus recombiné vCP1711 (canarypox virus recombiné exprimant le gène capside de la souche FCV G1) Une réaction ACP a été réalisée en utilisant le plasmide pG1-4-5 (exemple 4) comme matrice et les oligonucléotides suivants : JCA293 (SEQ ID NO 17) et JCA295 (SEQ ID NO 19) (33 mer) : 5' TTTTGTCGACTCATAGTTTTGTCATAGTACTCC 3' pour amplifier un fragment ACP d'environ 2050 pb. Ce fragment a été digéré avec les enzymes de restriction Nrul et Sali pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, un fragment Nrul-Sall de 2035 pb (fragment A). Le plasmide pJCA150 (exemple 7) a été digéré par les enzymes de restriction Nrul et Sali pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, le fragment de restriction Nrul-Sall d'environ 4500 pb (fragment B). Les fragments A et B ont alors été ligaturés ensemble pour donner le plasmide pJCA153. Le plasmide pJCA153 a été linéarisé par Notl, puis transfecté dans des cellules primaires d'embryons de poulets infectées avec du canarypox virus (souche ALVAC) selon la technique de précipitation au phosphate de calcium précédemment décrite (Panicali et Paoletti Proc. Nat. Acad. Sci. 1982.79. 4927- 4931 ; Piccini étal. In Methods in Enzymology. 1987.153. 545-563. Eds. Wu R. and Grossman L. Academic Press). Des plages positives ont été sélectionnées sur la base d'une hybridation avec une sonde radiomarquée spécifique du gène capside de la souche FCV G 1. Ces plages ont subi 4 cycles successifs de sélection/purification de plages jusqu'à ce qu'une population pure ait été isolée. Une plage représentative de la recombinaison in vitro entre le plasmide donneur pJCA152 et le génome du canarypox virus ALVAC a alors été amplifiée et le stock de virus recombiné obtenu a été désigné vCP1711. Exemple 10 : Plasmide codant pour le GM-CSF félin Du sang de chat a été récolté par prise de sang sur un tube contenant de l'EDTA. Les cellules mononucléées ont été récoltées par centrifugation sur un gradient de Ficoll, puis mises en culture en boîte de Petri de 60 mm de diamètre. Les cellules mononuclées de chat ont alors été stimulés avec de la concanavaline A (ConA) (concentration finale d'environ 4 g/ml) et avec de la phyto-hémagglutinine (PHA) (concentration finale d'environ 10 g/ml). Après stimulation, les lymphoblastes " ConA " et " PHA " ont été récoltés par grattage des boîtes de culture, et l'ARN total de ces cellules a été extrait en utilisant le kit " mRNA isolation kit for White Blood Cells " (Boehringer Mannheim/Roche Cat # 1 934 325). L'ARN total extrait des lymphoblastes de chat stimulés par la ConA et la PHA a servi de matrice pour la synthèse du premier brin d'ADN complémentaire. Ce premier brin d'ADN complémentaire a été produit par élongation de l'oligonucléotide p (dT)15 (Boehringer Mannheim/Roche Cat # 814 270). L'ADN complémentaire simple brin obtenu a été ensuite utilisé comme matrice pour une réaction d'ACP avec les oligonucléotides suivants : JP578 (SEQ ID NO 20) (33 mer) 5' TATGCGGCCGCCACCATGTGGCTGCAGAACCTG 3' et JP579 (SEQ ID NO 21) (36 mer) 5' TATGCGGCCGCTACGTATCACTTCTTGACTGGTTTC 3' pour amplifier un fragment ACP d'environ 450 paires de bases (pb). Ce fragment a été digéré par Notl pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, le fragment Notl-Notl de 450 pb. Ce fragment a été alors ligaturé avec le plasmide pVR1012 (Hartikka J. et aL Human Gene Therapy. 1997.7. 1205-1217). Deux clones contenant la séquence GM-CSF félin (SEQ ID NO 22 et SEQ ID NO 23), dans la bonne orientation par rapport au promoteur hCMV/IE ont été identifiés respectivement pJP089 et pJP090. Ces deux plasmide ont une taille de 5364 pb (Figures 5 et 7). La séquence du gène GM-CSF félin cloné dans le plasmide pJP089 contient 13 différences au niveau nucléotidique avec la séquence GM-CSF félin disponible sur GenBank (n d'accès AF053007). Le changement le plus important est une changement C # T qui entraîne un changement Leucine Phenylalanine pour l'acide aminé (première base du codon de l'acide aminé # 107 ; Figure 6). La séquence du gène GM-CSF félin cloné dans le plasmide pJP090 est équivalent à celle contenue dans le plasmide pJP089, sauf que le changement Leucine Phenylalanine au n'existe pas pour l'acide aminé # 107 (Figure 8). La vérification de la séquence 3' du gène GM-CSF félin au moyen du kit 3' RACE a montré que, à cette position 107, on peut avoir chez le même chat, l'acide aminé Leucine ou l'acide aminé Phenylalanine. Exemple 11 : Fabrication des vaccins plasmidiques associés Les divers plasmides nécessaires à la fabrication d'un vaccin associé sont mélangés. Ces plasmides peuvent être notamment ceux décrits dans les exemples 6 et 10 (pJCA151, pJP089 et pJP090) et les exemples 7 à 15 et 17 à 19 de la demande de brevet WO-A-9803660 (pPB179, pPB180, pPB181, pAB009, pAB053, pAB052, pAB056, pAB058, pAB029, pAB030, pAB083, pAB041). Les mélanges sont réalisés de telle manière que la concentration finale de chaque plasmide corresponde à la dose efficace de chaque plasmide. Les solutions utilisables pour ajuster la concentration finale du vaccin peuvent être soit une solution NaCI à 0,9 %, soit du tampon PBS. Exemple 12 : Formulation des plasmides vaccinaux La solution d'ADN contenant un ou plusieurs plasmides selon l'exemple 11est concentrée par précipitation éthanolique comme décrit dans Sambrook et al (1989). Le culot d'ADN est repris par une solution de NaCI 0. 9% de façon à obtenir une concentration de 1 mg/ml. Une solution de DMRIE-DOPE à 0,75mM est préparée par reprise d'un lyophilisât de DMRIE-DOPE par un volume adapté d'H20 stérile. La formation des complexes ADN plasmidique-lipide est réalisée par dilution à parties égales de la solution de DMRIE-DOPE 0. 75 mM par la solution d'ADN à 1 mg/ml dans NaCI 0. 9%. La solution d'ADN est introduire progressivement à l'aide d'une aiguille sertie 26G le long de la paroi du flacon contenant la solution de lipide cationique de façon à éviter la formation de mousse. On procède à une agitation douce dès que les deux solutions ont été mélangées. On obtient en final une composition comprenant 0,375 mM de DMRIE-DOPE et 500 pg/ml de plasmide. Il est souhaitable que l'ensemble des solutions utilisées soient à température ambiante pour l'ensemble des opérations décrites ci-dessus. On laisse la complexation ADN/DMRIE-DOPE se mettre en place à température ambiante pendant 30 minutes avant de procéder à l'immunisation des animaux. Exemple 13 : Formulation des vecteurs canarypox vaccinaux Pour la préparation de vaccins, les virus recombinés canarypox vCP1710 (exemple 8) et vCP1711(exemple 9) peuvent être adjuvés avec des solutions de carbomère. Le carbomère préféré est le CarbopolTM 974P fabriqué par BF Goodrich, Ohio, USA (poids moléculaire d'environ 3 000 000). Une solution stock à 1,5 % de CarbopolTM 974P est initialement préparée dans de l'eau distillée contenant 1 g/l de chlorure de sodium. Cette solution stock est alors utilisée pour l'élaboration d'une solution à 4 mg/ml de CarbopolTM 974P en eau physiologique. La solution stock est mélangée au volume adéquat d'eau physiologique, soit en une étape unique soit en plusieurs étapes successives, la valeur du pH est ajustée à chaque étape avec une solution d'hydroxyde de sodium 1 N (ou encore plus concentrée) afin d'obtenir une valeur finale de pH de 7,3-7,4. La solution de CarbopolTM 974P prête à l'emploi ainsi obtenue peut être utilisée pour reprendre des virus recombinés lyophilisés (e. g. vCP1710, vCP1711) ou pour diluer des solutions stocks concentrées de virus recombinés (e.g. vCP1710, vCP1711). Par exemple, pour obtenir une suspension virale contenant 108 pfu par dose de 1 ml, on peut diluer une solution virale stock de manière à obtenir un titre de 108,3 pfu/ml, puis diluer à parties égales avec ladite solution de CarbopolTM 974P prête à l'emploi à 4 mg/ml. Exemple 14 : Tests d'immunofluorescence indirecte (IFI) Les tests IFI sont effectués sur des plaques 96 puits contenant les cellules CRFK cultivées en monocouches et infectées par les virus FCV à tester. 200 (il par cupule d'une suspension de cellules CRFK à 90 000 cellules/ml en milieu F15 (Gibco BRL, Cat # 045-1075) contenant 5 % de sérum de veau foetal sont mises en culture en plaque de 96 cupules. A la confluence, 320 DICC50 de FCV sont inoculés sous 100 (il de milieu F15. Lorsque les premiers foyers d'ECP apparaissent, les cellules sont alors rincées par du PBS sans calcium ni magnésium (PBS-, Sigma) froid, puis fixées à -20 C pendant 30 minutes par de l'acétone froid contenant 5 % v/v d'eau. Après séchage, les cellules infectées et fixées sont mises en contact pendant 30 minutes à 37 C avec 100 l par cupule de liquide d'ascite correspondant à l'anticorps monoclonal 44 anti-FCV 431 (hybridome 431 2 0 17 E9 T, déposé à la CNCM sous le numéro d'accès I-2282), dilué au 1/5000 ème environ dans du tampon TRIS-HCI 50 mM pH7,6. Après deux rinçages en PBS, la fixation des anticorps est révélée par incubation dans les mêmes conditions d'un anticorps de chèvre anti-IgG de souris conjugué à de l'isothianate de fluorescéine (Biosys, conjugué FITC à 2mg/ml) et dilué à 1/150 en tampon TRIS-HCI 50 mM pH7,6. La lecture est faite sous microscope optique en lumière UV. Cet anticorps monoclonal a été testé vis-à-vis de chacun des isolats du panel. Il s'est fixé exclusivement sur les cellules CRFK infectées par le FCV 431. Ce test peut être utilisé pour déterminer les équivalents de la souche FCV 431. Ces équivalents sont ceux sur lesquels se fixe l'anticorps monoclonal 44. Exemple 15 : Séroneutralisation croisée in vitro Des tests de séroneutralisation croisée ont été effectués entre 18 isolats de terrain obtenus par écouvillonnages pharyngés pratiqués sur des chats présentant des signes de calicivirose féline. 7 ont pour origine géographique la France, il s'agit des isolats identifiés A2, F3031, G1, G3, F1, H3-2 et H1-4. 4 ont pour origine géographique la Grande-Bretagne, il s'agit des isolats identifiés J5, 337,388b et 431. Enfin, 7 ont pour origine géographique les USA, il s'agit des isolats identifiés RMI1, RMI2, RMI3, RMI5, RMI6, RMI7 et RMI9. Pour chaque virus FCV, un antisérum a été produit par inoculation de chatons par la voie oronasale avec 1060DICC50 du virus FCV concerné. Les chatons exempts de pathogènes spécifiques (EOPS) étaient âgés de 10 à 14 semaines. Le sérum de chaque animal a été collecté un mois après l'infection. Les sérums ont été inactivés par la chaleur (30 minutes à 56 C), répartis, aliquotés et stockés à -20 C. Le sérum obtenu pour chaque isolat a été testé pour son aptitude à neutraliser les 18 isolats. Les sérums ont été dilués en cascade au tiers avec du milieu DMEM dans des plaques à 96 puits pour culture cellulaire. A 0,05 ml du sérum dilué on a ajouté 0,05 ml de milieu de culture contenant approximativement 100 DICC50 de la souche virale sélectionnée. Ce mélange a été incubé pendant 2 heures à 37 C en étuve en atmosphère contenant 5% C02. 0,15 ml d'une suspension de cellules CRFK contenant environ 100 000 cellules par ml a été ensuite ajoutée à chaque mélange. L'effet cytopathique a été observé par microscopie à contraste de phase après 4 jours de culture à 37 C en atmosphère contenant 5% C02. Les titres neutralisants de chaque sérum ont été calculés d'après la méthode de Kârber. Les titres sont donnés sous la forme de la dilution la plus importante inhibant l'effet cytopathique pour 50 % des cupules. Les titres sont exprimés en log10. Le titre minimum ainsi trouvé a été de 0,7 log10 VN50. Chaque sérum a été titré au moins deux fois, de préférence trois fois. La Figure 9 donne l'ensemble des titres neutralisants obtenus lors des séroneutralisations croisées effectuées entre ces 18 souches FCV et ces 18 sérums. Il doit être bien compris que l'invention définie par les revendications annexées n'est pas limitée aux modes de réalisation particuliers indiqués dans la description ci-dessus, mais englobe les variantes qui ne sortent ni du cadre ni de l'esprit de la présente invention. Revendications 1. Fragment d'ADN comprenant la séquence nucléotidique représentée à la SEQ -ID NO : 6 ou un fragment de cette séquence codant pour un épitope, peptide ou polypeptide conservant substantiellement l'activité immunogène de la protéine codée par la séquence complète. 2. Fragment selon la revendication 1, comprenant la séquence nucléotidique représentée à la SEQ ID NO: 6 et des éléments de régulation de sa transcription. 3. Fragment d'acide nucléique codant pour la protéine de capside représentée à la SEO ID NO : 7 ou un fragment immunologiquement actif de cette protéine. 4. Vecteur d'expression in vivo ou in vitro comprenant un fragment d'acide nucléique selon l'une des revendications 1 à 3. 5. Vecteur d'expression in vivo selon la revendication 4, caractérisé en ce qu'il est choisi dans le groupe constitué des poxvirus, adénovirus et herpèsvirus. 6. Vecteur d'expression in vivo selon la revendication 4, caractérisé en ce qu'il s'agit d'un plasmide. 7. Vecteur d'expression in vivo selon l'une quelconque des revendications 4 à 6, caractérisé en ce qu'il comprend en outre un fragment d'ADN comprenant tout ou partie de la séquence nucléotidique représentée à la SEQ ID NO : 4. 8. Fragment d'ADN comprenant tout ou partie de la séquence nucléotidique représentée à la SEQ ID NO : 4 ou un fragment de cette séquence codant pour un peptide ou polypeptide conservant substantiellement l'activité immunogène de la protéine codée par la séquence complète. 9. Fragment selon la revendication 8, comprenant la séquence nucléotidique représentée à la SEQ ID NO: 4 et des éléments de régulation de sa transcription. 10. Fragment d'acide nucléique codant pour la protéine de capside représentée à la SEQ ID NO : 5 ou un fragment immunologiquement actif de cette protéine. 11. Vecteur d'expression in vivo selon l'une quelconque des revendications 4 à 6, caractérisé en ce qu'il comprend en outre un fragment d'acide nucléique selon l'une des revendications 8 à 10. 12. Vecteur d'expression selon l'une quelconque des revendications 4 à 7 et 11, caractérisé en ce qu'il comprend en outre une séquence nucléotidique d'un immunogène, ou fragment immunologiquement actif, d'un autre pathogène félin. 13. Vecteur d'expression selon la revendication 12, caractérisé en ce que l'autre pathogène félin est choisi dans le groupe consistant en le virus de la rhinotrachéite féline (nommé aussi herpèsvirus félin, FHV), le virus de la leucémie féline (FeLV), les parvovirus félins (FPV), le virus de la péritonite infectieuse féline (FIPV), le virus de l'immunodéficience féline (FIV), le virus de la rage, Chlamydia. 14. Préparation immunogène ou vaccin contre la calicivirose féline, dans lequel l'antigène est une protéine, un peptide, un polypeptide ou un épitope capable d'induire in vivo chez l'espèce féline, en particulier chez le chat, des anticorps capables de séroneutraliser au moins 13 souches FCV parmi celles d'un panel constitué des 18 souches FCV suivantes: RMI1, RMI2, RMI3, RMI5, RMI6, RMI7, RMI9, A2, F1, G1, G3, F3031, H3-2, H1-4, 431,388b, 337 et J5, préférentiellement au moins 14 desdites 18 souches, et de manière encore plus préférée au moins 15 desdites 18 souches. 15. Préparation immunogène ou vaccin contre la calicivirose féline, dans lequel l'antigène est une protéine, un peptide, un polypeptide ou un épitope d'une souche FCV reconnue par l'anticorps monoclonal 44 déposé à la CNCM sous le numéro d'accès I-2282. 16. Préparation immunogène ou vaccin selon la revendication 14 ou 15, caractérisé en ce qu'il comprend un vecteur d'expression in vivo dans lequel est insérée une séquence d'ADNc type FCV codant pour l'antigène. 17. Préparation immunogène ou vaccin selon la revendication 16, caractérisé en ce qu'ilcomprend un vecteur d'expression in vivo selon l'une des revendications 4 à 7 et 11, et un véhicule ou excipient acceptable sur le plan vétérinaire, et éventuellement un adjuvant. 18. Préparation immunogène ou vaccin contre la calicivirose féline et contre au moins un autre pathogène félin, caractérisé en ce qu'il comprend un vecteur d'expression in vivo selon l'une des revendications 4 à 7 et 11 et un vecteur d'expression in vivo dans lequel est insérée une séquence codant pour un immunogène d'un autre pathogène félin. 19. Préparation immunogène ou vaccin multivalent contre la calicivirose féline et contre au moins un autre pathogène félin, caractérisé en ce qu'il comprend un vecteur d'expression in vivo selon la revendication 12 ou 13, et un véhicule ou excipient acceptable sur le plan vétérinaire, et éventuellement un adjuvant. 20. Préparation immunogène ou vaccin selon l'une quelconque des revendications 15 à 19, caractérisé en ce que l'un au moins des vecteurs d'expression in vivo est un plasmide et en ce que l'adjuvant est un lipide cationique contenant un sel d'ammonium quaternaire, de formule : dans laquelle R1 est un radical aliphatique linéaire, saturé ou insaturé, ayant de 12 à 18 atomes de carbone, R2 est un autre radical aliphatique, renfermant 2 ou 3 atomes de carbone, et X un groupement hydroxyle ou amine. 21. Préparation immunogène ou vaccin selon la revendication 20, caractérisé en ce que l'adjuvant est le DMRIE, de préférence couplé avec un lipide neutre, le DOPE pour former le DMRIE-DOPE 22. Préparation immunogène ou vaccin selon l'une quelconque des revendications 15 à 19, caractérisé en ce que l'un au moins des vecteurs d'expression in vivo est un poxvirus, de préférence un canarypox, et en ce que l'adjuvant est un polymère de l'acide acrylique ou méthacrylique, de préférence un carbomère. 23. Préparation immunogène ou vaccin selon l'une quelconque des revendications 15 à 22, caractérisé en ce qu'il comprend en outre un vecteur plasmidique d'expression in vivo dans lequel est inséré le gène codant pour le GM-CSF félin. 24. Préparation immunogène ou vaccin selon la revendication 14, caractérisé en ce qu'il comprend une protéine capside de la souche FCV 431, éventuellement assemblée sous forme de capsides vides, cette protéine ayant la séquence SEQ ID NO : 7, ou un fragment ou épitope immunologiquement actif de cette protéine. 25. Préparation immunogène ou vaccin selon la revendication 14 ou 24, caractérisé en ce qu'il comprend une protéine capside de la souche FCV G1, éventuellement assemblée sous forme de capsides vides, cette protéine ayant la séquence SEQ ID NO : 5 ou un fragment ou épitope immunologiquement actif de cette protéine. 26. Protéine de capside isolée, purifiée ou synthétique, ayant la séquence SEQ ID NO: 7. 27. Protéine de capside isolée, purifiée ou synthétique, ayant la séquence SEQ ID NO: 5.