Brevet FR2776301A1 — publié le 19990924

BIOCONVERSION DE CETONE FRAMBOISE La présente invention concerne un procédé d'obtention de frambinone par bioconversion à partir d'extraits naturels, notamment d'écorce de bouleau. La frambinone est une molécule aromatique très recherchée en agro-alimentaire; c'est, en effet, elle qui rend caractéristique l'arôme framboise constitué de nombreuses autres molécules. Dans le domaine de l'agro-alimentaire, son utilisation ne se limite cependant pas à l'arôme framboise car elle peut être employée dans des mélanges aromatiques de pêche, d'ananas, de fraise, de kiwi, et de cerise (Arctander, 1969; Clarke, 1992). Cette molécule peut également être utilisée pour ses capacités à fournir une note fruitée à des mélanges aromatiques en parfumerie, en cosmétique et en pharmacie. Bien que la framboise représente, à ce jour, la seule source exploitable de cette molécule, les très faibles concentrations qui s'y trouvent (entre 0,1 et 0,2 mg/litre de jus de framboise) et le coût de ce fruit constituent des obstacles majeurs à son exploitation industrielle. En effet, l'extraction de 500 kg de framboises permettrait d'obtenir seulement 10 mg de frambinone mélangés à 25 autres constituants (Clarke, 1992). Le faible nombre de fabricants de cette molécule, la demande croissante pour ce composé, l'absence de molécules de remplacement véritablement capables de se substituer à la frambinone en terme d'impression aromatique (Clarke, 1992), le coût élevé de la synthèse chimique de molécules identiques due aux fluctuations des matières premières, et l'attrait du consommateur pour des produits alimentaires naturels, rendent attractifs d'autres procédés de fabrication de ce composé. On trouve dans la technique antérieure un certain nombre de procédés de production de frambinone par des voies non synthétiques. Ainsi, Ayer et Singer, 1980, décrivent un procédé par lequel la frambinone est biosynthétisée par un champignon filamenteux. Cependant, ce procédé naturel n'apparaît pas rentable. Une autre approche consiste à synthétiser la frambinone à partir du frambinol; en effet, Le frambinol (para-hydroxyphényl butan-2-ol), est présent à l'état naturel dans différents végétaux. Il a d'abord été identifié dans les feuilles de rhododendron (Archangelsky, 1901), puis dans un second temps, dans l'écorce interne de bouleau (Sosa, 1935). Ce composé est donc communément appelé rhododendrol et bétuligénol. Dans les écorces de bouleau, on le trouve essentiellement à l'état lié sous forme de glucoside (3-(para-hydroxyphényl)- 1 méthylpropyl-0-D-gluco- pyranoside). D'autres glycosides ont également été identifiés dans le genre Betula comme l'apiosyl-13-D-glucoside et l'arabinosyl-13-D- glucoside (Smite, Lundgren et Andersson, 1993) mais le glucoside i semble être prépondérant. Le frambinol existe sous deux formes énantiomériques: la forme R ((-) rhododendrol ou (-) bétuligénol) et d'autre part, la forme S ((+) rhododendrol ou encore D-bétuligénol). Toutefois, si on obtient les deux enantiomères en proportion égale lors de la synthèse chimique classique (mélange racémique), dans les produits d'origine naturelle, notamment dans les extraits d'écorce de bouleau, on trouve des isomères R et S en proportions variables, l'isomère R étant le plus fréquemment trouvé. La demande de brevet EP 0 707 072 concerne un procédé de fabrication par voie enzymatique de frambinone en partant du frambinol par action d'une enzyme ayant une activité alcool déhydrogénase, il est également prévu de préparer le frambinol par hydrolyse des bétulosides à l'aide d'un système enzymatique. Dans le mode préféré de l'invention, le frambinol est extrait avant sa bioconversion. Le procédé ainsi décrit est assez lourd et les productions obtenues sont assez faibles, moins de 0,5 g/1. Le brevet FR 2 728 897 décrit un procédé de préparation de frambinone à partir de frambinol utilisant l'oxydation catalytique par HLADH en présence de NAD+, 'HLADH est une enzyme provenant de foie de cheval qui est utilisée sous forme de préparation acellulaire. Là encore, le frambinol peut être préparé à partir d'extrait végétaux qui devront être purifiés avant la bioconversion. Ce procédé en deux étapes présente les mêmes inconvénients que le procédé décrit précédemment. La présente invention repose sur la mise en évidence du fait que certains microorganismes, notamment les levures, en particulier du io genre Pichia, * possèdent les deux activités 3-glucosidase et ASDH (alcool secondaire déhydrogénase) exocellulaires; * que ces deux activités pouvaient être exprimées dans un même milieu; * que cette expression simultanée permettait non seulement de simplifier le procédé mais également d'augmenter très fortement les productions de frambinone. C'est pourquoi, la présente invention concerne un procédé de production de frambinone, caractérisé en ce qu'on effectue la bioconversion d'un milieu contenant du glucoside de frambinol en frambinone en utilisant une souche de levure ayant * une activité 3-glucosidase, et ò une activité ASDH (alcool secondaire déhydrogénase) et on sépare la frambinone du milieu après bioconversion. Ainsi que cela a été indiqué précédemment, l'invention repose sur la mise en évidence que certaines espèces de levure, notamment du genre Pichia, possèdent une activité 03-glucosidase souvent inductible (Blondin et ai, 1983) et exocellulaire (excrétés dans le milieu ou périplasmique), ce qui permet de réaliser l'hydrolyse par simple contact des cellules avec le substrat comme cela a déjà été décrit dans des procédés de libération d'arômes terpéniques glycosylés (Gunata et al., 1990). Les levures selon la présente invention possèdent également une activité ASDH et de préférence pas ou peu d'activité APDH. De nombreux organismes, dont les levures, possèdent une activité alcool déhydrogénase ADH capable d'oxyder une fonction alcool R1-CHOH-R2 en fonction cétone ou aldéhyde R1-CO-R2. La spécificité des enzymes responsables de cette activité dépend essentiellement de la nature des groupes R1I et R2. La réaction catalysée par l'ADH est couplée à l'oxydoréduction d'un cofacteur: le NAD ou le NAPD. Saccharomyces cerevisiae possède les iso-enzymes ADH (ADH1, ADH2, ADH3) dont les activités sont plus spécifiques des alcools primaires (R2 = H) et plus particulièrement de l'éthanol (R1 = CH3). Ces ADH ont une gamme de substrat très étroite: leur activité chute rapidement lorsque la longueur de la chaîne (R1) augmente et elles n'agissent pas sur des alcools secondaires ni sur des alcools cycliques comme l'alcool benzylique ou le cyclohexanol (Ciriacy, 1997). Néanmoins, S. cerevisiae semble capable de réduire d'autres substrats comme la frambinone en frambinol (Das et al., 1993) ou des alcools à chaîne longue (Roche et Azoulay, 1969) mais l'inverse (oxydation du frambinol en frambinone) n'est pas connu à ce jour et les réactions de réduction évoquées plus haut n'ont aucun lien avec les activités des iso-enzyme ADH. En revanche, d'autres levures possèdent comme activité ADH principale une activité alcool secondaire déshydrogénase ASDH vis-à-vis d'alcools secondaires (R1 et R2 différents de H), (Rehm et Reed, 1987). Les enzymes de ce type, lorsqu'elles sont purifiées possèdent une forte affinité pour les alcools secondaires aliphatiques (non aromatiques) et sont sans effet vis-à-vis des alcools primaires correspondants. Ce sont typiquement des enzymes ASDH spécifiques d'une fonction alcool secondaire et qui n'agissent pas sur des alcools primaires, il s'agit précisément de l'activité recherchée de la présente invention. Ces enzymes nécessitent la présence d'un cofacteur NAD+ ou NADP+ qui est réduit parallèlement à l'oxydation du substrat. Lorsque ces enzymes sont utilisés dans des réacteurs, il est indispensable d'ajouter un système de régénération du cofacteur. De nombreux exemples cités dans la littérature permettent de constater que la disponibilité en cofacteur est un des éléments importants des réactions de bioconversion faisant appel à ce type s d'enzymes. Lors de l'utilisation de cellules intactes, comme préconisé dans la présente invention, le rendement de la bioconversion dépendra d'un certain nombre de conditions dont: - le niveau de cofacteur endogène dont la réduction doit profiter de façon optimale à l'oxydation du frambinol en frambinone, o - la présence d'autres alcools oxydables par les cellules (consommation indésirable de cofacteurs). C'est pourquoi, le procédé de préparation du milieu contenant le glucoside de frambinol constitue également l'une des caractéristiques intéressante du procédé selon la présente invention. Comme cela a été indiqué précédemment, la présente invention a pour objet un procédé de bioconversion des glycosides de frambinol (précurseurs de la frambinone), et plus particulièrement du glucoside de frambinol, en frambinone (deux réactions nécessaires pour la transformation) en une seule étape industrielle à fort rendement, caractérisé en ce qu'on met en contact lesdits précurseurs avec une levure comportant simultanément au moins les deux activités 3- glucosidase et alcool secondaire déhydrogénase ASDH. L'activité 13- glucosidase permet d'hydrolyser le glucoside de frambinol en glucose et en frambinol. L'activité ASDH permet d'oxyder la fonction alcool du frambinol en fonction cétone pour donner la frambinone. Les souches utilisées pour le procédé de bioconversion de la présente invention sont de préférence les souches du genre Pichia, en particulier Pichiafarinosa, de préférence Pichiafarinosa PR-L201 et/ou PR-L201-1. La sélection d'une souche qui possède simultanément les deux activités 3-glucosidase et alcool déhydrogénase ASDH peut ètre réalisée en partant de souches se trouvant parmi de nombreuses collections internationales et parmi les souches que l'on a isolé de la nature. Les procédés permettant de sélectionner les souches selon la présente invention sont décrits dans les exemples. On utilise à titre de souche de départ une souche présentant une activité 3-glucosidase, si nécessaire en testant cette activité à l'aide d'un chromogène approprié, par exemple le p-nitrophénylglucoside. Les souches présentant une activité [3-glucosidase exogène sont alors testées pour l'activité ASDH. On peut par exemple tester la capacité à convertir le frambinol et tester la présence de la cétone frambinone, mais il est également possible d'utiliser d'autres substrats alcooliques secondaires. Parmi les souches testées, il est possible de procéder à des mutations par des agents appropriés ou par des techniques dirigées qui seront décrites ci-après afin d'augmenter les chances de sélection d'une souche appropriée. La souche Pichia farinosa utilisée dans ce qui va suivre est dénommée PRL201 et a été isolée de la nature. Toutefois, cette souche possède parallèlement à l'activité ASDH une activité APDH, ce qui constitue un handicap car l'activité sur les alcools primaires étant également NAD dépendante, va consommer du cofacteur. C'est pourquoi il est intéressant d'utiliser des souches n'ayant que peu ou pas d'activité APDH. Pour obtenir de telles souches; on peut mettre en oeuvre le procédé décrit à l'exemple 1 qui utilise la résistance à l'alcool allylique sur milieu contenant du glycérol. Les souches préférées selon la présente invention sont les souches de Pichia farinosa PR-L201 et PR-L201-1 qui démontrent des niveaux d'activités [3-glucosidase et alcool déhydrogénase ADH simultanés très intéressants, et qui, pour PR-L201-1, possèdent l'activité ASDH et seulement une activité résiduelle APDH. Dans le procédé selon la présente invention, les souches utilisées proviennent d'un milieu dans lequel l'activité 13-glucosidase a été induite en utilisant une source de carbone non fermentescible, notamment le glycérol, l'éthanol, le méthanol ou lisopropanol ou leurs mélanges, le milieu étant exempt de glucose. De préférence, les souches utilisées sont prélevées en fin de phase exponentielle ou en début de phase stationnaire. La bioconversion est effectuée avec des densités cellulaires supérieures à 107 cellules/ml, de préférence de l'ordre de 108 cellules/ml. Une autre caractéristique importante du procédé selon l'invention o est l'origine du précurseur de frambinol. Comme cela a été indiqué précédemment, il existe un certain nombre de plantes, notamment des rhododendrons et des bouleaux, qui contiennent des précurseurs de frambinol. Selon la présente invention on préfère utiliser des extraits d'écorce de bouleau, en particulier des extraits aqueux obtenus de préférence à des températures inférieures à C, de préférence inférieure à 60 C et en général au plus égales à C. Ce type d'extrait aqueux, obtenu à basse température, permet de ne pas dégrader les produits d'extraction et de conserver l'activité 13- glucosidase endogène. Sans vouloir se limiter à certaines sources de précurseurs, on peut citer les espèces particulièrement riches en isomères R soit Betula alba, Betula chichibuensis, Betula nana et Betula populifolia. Selon un autre mode avantageux de la présente invention, les précurseurs de la frambinone, extraits de l'écorce de bouleaux sont purifiés. Ceci permet notamment d'éliminer la présence d'inhibiteurs des enzymes [3glucosidase et ADH dans l'extrait et donc d'optimiser la bioconversion. La purification est réalisée de préférence par chromatographie sur colonne de résine, par exemple des résines fixant les glycosides, par exemple les résines hydrophobes échangeuses d'anion. L'élution peut être effectuée avec une solution alcoolique à 10- % d'alcool dans l'eau suivie d'une concentration éventuelle de l'éluat avant bioconversion. La frambinone contenue dans le milieu de bioconversion peut être extraite par tout procédé approprié, notamment par extraction à l'aide d'un solvant organique approprié. Le rendement d'une telle extraction /purification est compris entre 50 et 100 % et plus particulièrement est de l'ordre de 90 % in fine, ce qui confère un avantage décisif sur les techniques décrites dans l'art antérieur (V. exemple 5 de EP 07 07 072 (dont le rendement d'extraction de bétulosides n'est que d'environ 77%). Le taux d'enrichissement en glucosides de frambinol est d'environ 10 fois ce qui permet d'utiliser des volumes de biomasse inférieurs aux techniques déjà connues (V. exemple 9 de EP 07 07 072, enrichissement = 2 fois). De même, le pourcentage de bioconversion de la présente invention est de 100 % alors qu'il n'est que de 80% pour FR 94 15848. Ainsi l'utilisation des souches Pichia farinosa PR-L201, ses mutants, particulièrement PR-L201-1, et le procédé d'extraction/ purification confèrent un rendement de bioconversion élevé, un procédé économique, en une seule étape industrielle. L'utilisation de ces souches ne se limite pas au procédé de fabrication de la frambinone, en effet, PR-L201 et PR-L201-1 peuvent être utilisées pour tout procédé de transformation de composés consistant en l'hydrolyse de dérivés glycosidiques et en l'oxydation de fonctions alcools primaires et surtout secondaires. On se référera aux figures pour la suite de la description et dans les exemples: Figure 1: Caryotypes électrophorétiques des souches: 1, S.cerevisiae YNN295; 2, P.farinosa CBS185; 3, P.farinosa CBS5013; 4, Pr-L201; , PR-L2011; 6, Hansenula uwingei YB-4662-VIA. Les blocs contenant l'ADN chromosomique ont été préparés selon Kaiser et al., (1994) et les chromosomes ont été séparés sur gel d'agarose (Bio-Rad) 0,9% dans du tampon 0,5 x TBE à l'aide du système CHEF DRIII (Bio-Rad) en appliquant les conditions de migration suivantes: 4V/cm, angle de ; 21 heures temps de pulse 120 s puis 21 heures temps de pulse s et 31 heures temps de pulse 450 s. Figure 2: Evolution des activités enzymatiques a, croissance et activité spécifique [-glucosidase sur milieu YPG20; b, croissance et activité spécifique {-glucosidase sur milieu Ypgly; c, croissance sur milieu YPG20 et activité spécifique ADH sur frambinol comme substrat; d, croissance sur milieu Ypgly et activité spécifique ADH sur frambinol comme substrat. Figure 3: Analyses par Chromatographie Liquide Haute Pression (CLHP): a. Etalons; b. Infusion de bois: le glycoside à 14,3 min représente dans ce B.alba environ 20 % du potentiel de frambinol; c. Extrait de glycosides d'écorce de bouleau purifiés sur résine; d. Milieu i5 de bioconversion. Figure 4: Cinétiques de bioconversion d'extraits de bouleau: a, par des cellules âgées de 16 heures; b, par des cellules âgées de 30 heures. G- Fol, glucoside de frambinol; F-ol, frambinol, F-one, frambinone; % d'oxydation = frambinone (mg/l) / [(frambinol (mg/l) + frambinone (mg/l)]. Volume de bioconversion 10 ml. Figure 5: Activités spécifiques ADH sur alcools primaires, alcools secondaires et le frambinol d'extrait acellulaires des souches PR-L201 et PR-L201-1: EtOH, éthanol; Prop-1, propan-l-ol; But-1, butan-1-ol; Pent-1, pentan-1-ol; Cinnamyl, alcool cinnamylique; Fr-ol, frambinol; Prop-2, propan-2-ol; But-2, butan-2-ol; Pent-2, pentan-2-ol. Cultures de 30 heures. Figure 6: Activités spécifiques ADH sur frambinol et sur frambinol additionné de 8,33 % d'extrait de bouleau: souche PR-L201 et PR- L201-1. Fr-ol, frambinol; Fr-ol + Bois, frambinol + extrait de bouleau. Cultures de 30 heures. Figure 7: Cinétique de bioconversion par la souche PR L-201 d'extrait de bouleau purifié correspondant à une concentration de 3,95g/1 de glucoside de frambinol: a, extrait non traité; b, extrait traité préalablement par 3 ml/l de pectinase contenant des glycosidases (Rapidase 9108 Gist-Brocades) incubation 11 heures à 40 C. Volume de bioconversion 10 mi. G-Fol, glucoside de frambinol; F-ol, frambinol, F- one, frambinone; % d'oxydation = frambinone (mg/l) / [frambinol (mg/1) + frambinone (mg/l)]. Figure 8: Cinétiques de bioconversion d'extrait de bouleau de différentes espèces préalablement traités à la [3-glucosidase. Le rendement de bioconversion correspond à la teneur initiale de l'isomère R du frambinol dans l'extrait avant bioconversion Bfructicosa, 43% B. humilis, 63%; B.alba, 100%o. F-ol, frambinol; F-one, frambinone. i1 Figure 9: Cinétique de bioconversion d'un extrait de bouleau B. fmcticosa par PR-L201: une infusion a été réalisée à partir de 0.8 g d'écorce dans 100 ml d'eau, agitée pendant lh à 40 C, puis filtrée sur gaze. Volume de bioconversion 10 ml. On observe 90 % d'hydrolyse du glucoside par rapport à la teneur initiale en 24h. Figure 10: Analyses par Chromatographie en Phase Gazeuse (CPG) chirale de frambinol de synthèse: a, avant bioconversion; b, après bioconversion. Les pics correspondent à: 1, isomère R du frambinol; 2, isomère S du frambinol; 3, frambinone. Figure 11: Résultats analytiques de la production de frambinone, après extraction par solvant et concentration: a. Analyse par CLHP-UV b. Analyse par CPG-DIF (Détecteur à Ionisation de Flamme); C. Analyse par CPG chirale-DIF (F-ol: frambinol; F-one: frambinone). Identification de la souche PR-L201: La souche PR-L201 a été identifiée à la fois à l'aide de tests classiquement employés en taxonomie des levures (Barnett et al., 1990) 1l et aussi par l'établissement de son caryotype électrophorétique selon la méthode utilisée pour l'étude des chromosomes de S. cerevisiae (Kaiser et al., 1994) et adaptée à cette souche. Le résultat des tests d'identification et des caryotypes, comparés à ceux issus de deux souches obtenues auprès de la CBS (Centraal Bureau voor Schimmelcultures Cultures - Delft -Pays-Bas), indique que PR-L201 est une souche appartenant à l'espèce Pichiafarinosa (V. infra, tableau 1 et figure 1). Conditions CBS185 CBS5013 PR-L201 D-Galactose + + + D-Arabinose - Maltose Amidon - - Erythritol + + + Ribitol + + + Galactitol DL-Lactate Sans Biotine + + + à37 C + + + à40 C + + + D-Glucose + + + Présence + + + d'ascospores Tableau 1: Identification de l'espèce Pichia farinossa d'après Barnett et al., 1990. En comparaison: les résultats obtenus avec les souches CBS185, CBS5013 et PR-L201. Activité enzymatique et spécificité de substrats de PR-L201 et PR- L201-1: Chez PR-L201, l'activité [3-glucosidase est induite lorsque le milieu de culture contient une source de carbone telle que le glycérol, l'éthanol, le méthanol, l'isopropanol ou une combinaison de ces molécules. Elle n'est pas induite lorsque le glucose est utilisé seul ou en présence desdites sources de carbone (V. infra tableau 2). MILIEU SOUCHES PR-L201 PR-L201-1 YPG100 = YP + 100g/1 de glucose 0,045 0,197 YPG100 + eth = YPG100 + 2% éthanol 0,075 0,090 YPG100 + gly = YPG100 + 3% glycérol 0,135 0,142 YPG100 + ip = YPG100 + 1% isopropanol 0,095 0,125 YPG100 + met = YPG100 + 1% méthanol 0,102 0,105 Ypeth = YP + 2% éthanol 2,92 2,03 Ypeth + gly = Ypeth + 3% glycérol 2, 31 2,49 Ypeth + ip = Ypeth + 1% isopropanol 2,51 2,05 Ypeth + met = Ypeth + 1% méthanol 2,76 2,82 Ypgly = YP + 3% glycérol 10,15 12,26 Ypgly + ip = Ypgly + 1% isopropanol 12,89 10,87 Ypgly + met = Ypgly + 1% méthanol 11,74 8,89 Ypip = YP + 1% isopropanol 15,21 51,21 Ypmet = YP + 1% méthanol 42,29 55,33 Tableau 2: Activités spécifiques {-glucosidase obtenues avec le pNPG comme substrat. Valeurs en pmole/mn/mg. Cultures de 30 heures. YP = 1% extrait de levure, 1% peptone. Les figures 2a et 2b montrent l'évolution de l'activité [3- glucosidase au cours de la croissance. Les capacités de bioconversion de la souche PR-L201 dépendent du niveau d'activité ADH (oxydation du frambinol) qui varie selon la phase de croissance de la culture ainsi que la source de carbone utilisée (V. infra figure 2c et 2d). Les deux étapes de transformation du glucoside de frambinol en frambinone par la levure sont suivies grâce à l'analyse CLHP directe du milieu de bioconversion (V. infra, figure 3d). C'est donc au moment o les deux activités sont à leur maximum que sont prélevées les cellules nécessaires à la bioconversion. La valeur maximale de l'activité [3- glucosidase, mesurée sur cellules intactes selon Blondin et al., 1983, est atteinte lorsque la culture est en fin de phase exponentielle. De la 1o même façon, l'activité ADH sur le frambinol, mesurée à partir d'extraits acellulaires selon Bergmeyer, 1970, atteint sa valeur maximale à cette même phase de croissance. Les bioconversions d'extraits de bouleau non purifiés effectuées à l'aide de cellules d'âge différents confirment les observation obtenues in vitro (V. infra, figure 4). Plus précisément, la bioconversion du frambinol libéré par l'activité [3- glucosidase de PRL201 est réalisée grâce à la présence d'une activité ASDH NAD+ dépendante. Parallèlement, la présence d'une activité APDH, également NAD+ dépendante, est observée. Ceci a pu être démontré par l'obtention de la souche PR-L201-1, mutant "leaky", dont l'activité APDH est extrêmement réduite sur des alcools primaires et qui conservent néanmoins une activité ASDH normale sur des alcools secondaires et la capacité à convertir le frambinol en frambinone (V. infra, figure 5). Bien qu'inactive sur les alcools secondaires et le frambinol, l'activité APDH de la souche PR-L201 peut être considérée comme un handicap puisqu'elle augmente inutilement la consommation de NAD+ endogène par oxydation d'alcools primaires présents dans l'extrait de bois. L'utilisation du mutant PR-L201-1 permet d'améliorer sensiblement le rendement d'oxydation du frambinol sur extrait de bouleau purifié ou non purifié. En outre, le niveau de l'activité [3-glucosidase du mutant PRL201-1 dans certaines conditions est même augmenté (V. supra, tableau 2). PR-L201 possède une ADH active sur le frambinol, et plus précisément sur l'isomère R du frambinol. Ceci a pu être démontré par (V. infra, tableau 3): * l'oxydation systématique d'environ 50 % du frambinol de synthèse (mélange racémique) présent dans le milieu de bioconversion (concentration initiale variant de 0,05 g/1 à 4 g/l), * la séparation des deux énantiomères du frambinol par chromatographie en phase gazeuse (CPG) utilisant une colonne chirale, 0 - l'identification par RMN de la nature de l'enantiomère transformé par la souche PR-L201. Ces résultats ont justifié le choix de l'utilisation d'une source de glucoside de frambinol riche en isomère R. Certains composés non identifiés, présents dans l'extrait de bois inhibent fortement l'activité in vitro ASDH de PR-L201 vis-à-vis du frambinol en fonction du milieu sur lequel ont poussé les cellules (V. infra, figure 9). De même, in vivo, la bioconversion du frambinol en frambinone par PR-L201-1 est inhibée par des composés de l'extrait de bois. Ceci est démontré par la comparaison des rendements d'oxydation obtenus après la bioconversion de différents extraits (V. infra, tableau 3). Conditions de bioconversion PR-L201 PR-L201-1 t Frambinol de synthèse: volume de bioconversion 10ml 0,05g/1 initial Rendement maximum d'oxydation 50 % 49.8 % frambinone (g/l) 0,025 0,024 4g/1 initial Rendement maximum d'oxydation 49,9 % 49.9 % frambinone (g/l) 1,99 1,99 Extrait de bouleau B. alba: volume de bioconversion: 1Oml 1,2g/l de glucoside de frambinol (A) Rendement maximum d'oxydation 59 % 52 % frambinone (g/l) 0,180 0,140 Extrait de bouleau B.alba partiellement purifié: volume de bioconversion: 10ml 34,2 % 43.5 % 3,5 g/1 de glucoside de frambinol (B) 0,790 1, 01 Rendement maximum d'oxydation frambinone (g/l) volume de bioconversion: 300ml 3,5 g/1 de glucoside de frambinol 40 % 45 % Rendement maximum d'oxydation 0,940 1,057 frambinone (g/l) glucoside de frambinol purifié de B.alba: volume de bioconversion: l OmI 3,95 g/1 de glucoside de frambinol (C) 82,1 % 81,5 % Rendement maximum d'oxydation 1,60 1,58 frambinone (g/l) Tableau 3: Rendements d'oxydation molaire et production de frambinone dans différentes conditions. Souches PR-L201 et PR-L201-5 1. (Précultures de 30 heures sur milieu Ypip: 1 % extrait de levure, 1 % de peptone, 1 % isopropanol comme source de carbone. Les extraits de bouleau ont été obtenus comme suit: A par infusion de 20 g d'écorce dans 100 ml d'eau lh à 40 C; B par infusion de 600 g d'écorce dans 3 litres, puis purification du filtrat sur 0,5 1 de résine IRA 93SP, en trois chromatographies successives à raison de 1 L d'infusion par purification; C par infusion de 200 g d'écorce infusés dans 1 L, puis purifiés sur 0,5 L de résine IRA 93SP). In vitro, cette inhibition est beaucoup moins marquée chez le io mutant PR-L201-1. Les performances de bioconversion sur extrait de bouleau partiellement purifié confirme ces observations (V. infra, figure 3c). La préparation d'un extrait glycosidique d'écorce de B. alba a été effectuée comme suit: 0,2 Kg de copeaux d'écorce sont macérés 1 heure à 40 C dans un litre d'eau. Après élimination du résidu insoluble par _filtration, l'extrait est déposé sur une colonne de 0,5 litres de résine IRA 93 SP préalablement lavé à l'eau et à l'éthanol. La colonne est ensuite éluée par 1,5 litres d'eau de lavage, puis par 2 litres d'alcool à 15 % dans l'eau. Ce dernier éluat constitue l'extrait glycosidique. Il est alors concentré 10 fois au concentrateur à 40 C sous vide partiel en vue del'utilisation directe en bioconversion. La résine est réutilisée deux nouvelles fois suivant la même procédure que celle décrite ci-dessus, après reconditionnement par lavages successifs à l'éthanol pur et à l'eau. 2,5 g de glycoside sont ainsi obtenus dans 0, 6 litres à partir de 0,6 kg d'écorce de B. alba. Il est important de noter que la température d'extraction est basse, ce qui permet de conserver l'activité endogène 13- glucosidase du végétal si l'extrait à convertir n'est pas purifié. L'utilisation d'un extrait de bouleau purifié par chromatographie sur colonne de résine représente une amélioration considérable par rapport aux procédés de l'art antérieur. En effet, l'étape de purification permet: * d'ajuster la concentration en précurseurs du milieu de bioconversion à une valeur donnée quelque soit la richesse de la matière végétale employée et ainsi, * de réaliser la bioconversion à des concentrations en précurseurs élevées ce qui conduit à une manipulation de biomasse et de volume de milieu réduits; * d'améliorer le rendement de formation de la frambinone par la souche PR-L201 (V. supra, tableau 3 et infra, figure 3a), l'analyse chirale après bioconversion démontrant d'ailleurs que l'oxydation de l'isomère R atteint dans ces conditions 95 à 99 %; * de réaliser une purification et une extraction simplifiée de la frambinone obtenue après bioconversion du frambinol; * d'éliminer divers inhibiteurs agissant notamment sur les enzymes f3- glucosidase et ADH (V. infra, figures 3b et 3c). * Une extraction et une purification de la frambinone produite plus aisément du fait de l'élimination préalable de très nombreux composés présents dans l'extrait de bois, notamment de divers inhibiteurs des enzymes 3-glucosidase et ADH (V. infra, figures 3b et 3c). L'intérêt des activités 03-glucosidase et ADH est démontré sur extrait glycosidique (V. infra, figure 7b). En effet, si on réalise l'hydrolyse préalable du glucoside par une 03-glucosidase exogène (préparation commerciale), le rendement n'est pas supérieur (80 % = 1,6 g/l de cétone produite) et le procédé apparaît plus long et plus onéreux. A l'issue de la bioconversion, la molécule aromatique ainsi produite est récupérée après l'élimination de la biomasse par tout procédé chimique, physique ou physico-chimique approprié. Celui-ci peut consister par exemple en une extraction par un solvant polaire non miscible à l'eau, en une séparation sur membrane, en une évaporation, ou bien en une rectification. La présente invention concerne également la souche de Pichia farinosa comportant une activité 13-glucosidase et ASDH et en particulier ayant peu ou pas d'activité APDH, de préférence APDH , notamment les souches Pichiafarinosa PR-L201 et PR-L201-1, ainsi que leurs mutants ayant gardé les activités précédentes. Enfin, l'invention concerne les extraits purifiés de frambinol et de glucoside de frambinol obtenus par la mise en oeuvre du procédé de purification selon la présente invention ainsi que la frambinone obtenue par le procédé selon la présente invention. Des modes de réalisation préférentiels de la présente invention vont maintenant être décrits dans les exemples qui suivent, ces derniers étant donnés à titre purement illustratif et non limitatif. EXEMPLE 1: Obtention de mutants de la souche PR-L201 Le protocole d'isolement de mutants affectés dans l'activité APDH est inspiré de celui utilisé par Wills et Phelps, 1975. Ce protocole a permis l'isolement de mutants ADH (nulle) de Saccharomyces cerevisiae totalement dépourvus d'activité isoenzyme ADH I, ADH II et ADH III (S. cereuisiae ne possède pas d'activité ASDH connue à ce jour). Bien qu'initialement mis au point chez S. cerevisiae, le principe a permis l'obtention de mutants APDH de Pichia farinosa par isolement de colonies résistantes à 50 mM d'alcool allylique sur milieu contenant le glycérol comme source de carbone tel que décrit dans le protocole ci- dessous. 2.108 cellules d'une culture liquide en milieu YPG20 (extrait de levure 1%, peptone 1% et glucose 2 %) incubée pendant 16 heures à 30 C sous agitation 150 rpm ont été prélevées. Les cellules récupérées par centrifugation ont été lavées deux fois à l'eau distillée et resuspendues dans un ml de tampon phosphate de potassium 50 mM, pH 7. La suspension cellulaire a ensuite été diluée séquentiellement et l05 cellules ont été étalées par boîte de milieu solide YPgly (extrait de levure 1%, peptone 1%, glycérol 3 % et agar 2 %) additionné de 50 mM d'alcool allylique. Les cellules étalées ont ensuite été traitées par exposition aux UV à 40 cm d'un tube germicide (UV-C 254 nm, 30 W, énergie: 60 4LW.cm-2 à 2 m de distance) pendant 20 secondes. Les boîtes ont été incubées 3 jours à 30 C et les colonies apparaissant ont été repiquées et testées. Parmi celles présentant une résistance stable à s 50 mM d'alcool allylique, la souche PR-L201-1 a fait l'objet d'études en comparaison avec la souche de type sauvage PR-L201 (V. supra, tableau 2,et infra, figures 5 et 6). EXEMPLE 2: Caractérisation de la matière première Le potentiel en précurseurs des matières premières végétales est déterminé: - par la teneur en glucoside de frambinol mesurée par chromatographie liquide haute pression (CLHP) (- potentiel "glucoside"), - par la teneur en frambinol libérée par hydrolyse acide, mesurée par CLHP (hydrolyse exhaustive des glycosides -- potentiel "glycosides"), - et, enfin, par la composition isomérique du frambinol libéré par hydrolyse acide (-> potentiel en isomère R). Les analyses montrent que selon l'espèce de Betula ou le lot de bois considérés, la composition en isomère R peut varier considérablement (exemple: de 7 à 99 %); il en est de même pour la teneur en glucoside (0 à près de 23 g/kg) (V. infra, tableau 4). Certains bouleaux présentent par ailleurs des teneurs en glycosides de frambinol (autres que le glucoside) non négligeables (V. infra, figure 3b). Cette caractéristique, ainsi que la présence éventuelle de frambinol à l'état libre, explique la non adéquation systématique entre la concentration molaire du glucoside et celle du frambinol après hydrolyse. Dans le procédé décrit ici même, l'analyse chirale du milieu après bioconversion montre que les souches considérées transforment la totalité (99 à 100 %) de l'isomère R issu de bouleaux. Le rendement de production de la frambinone est donc directement corrélé à la teneur en isomère R (V. infra, figure 8 et tableau 4). Echantillon de Glucoside de Potentiel l'espèce: Frambinol Frambinol Isomère R g frambinol g/Kg de bois g/kg de bois % R/kg de bois 1 2 3 4 B.utilis sp O O o B. saposhnikovii 5,6 3 7 0,2 B. coerulea 7 3,9 33 1,3 B. populifolia 15,6 9,5 41 3,9 B. fructicosa 10,2 5,8 45 2,6 B. aurata 4,5 4 52 2,1 B. humilis 6,7 3,1 68 2,1 B.alba 5,4 3,8 95 3,6 B. chichibuensis 5,2 6,8 96 6,5 B.nana 22,7 16 97 15,5 Tableau 4: Teneur en glucoside et composition isomérique du frambinol de différentes espèces du genre Betula. 1 - Glucoside déterminé par analyse CLHP directe d'extrait de bois; 2 Frambinol total déterminé par analyse CLHP après hydrolyse acide de l'extrait de bois; o0 3 - Prépondérance de l'isomère R déterminée par analyse CPG chirale après hydrolyse acide; 4 - Potentiel en frambinone convertible, déterminé par les valeurs 2 et 3. Contrairement à l'étape d'oxydation, l'hydrolyse du glucoside de frambinol par la levure n'est pas sélective puisque sur des extraits de bouleaux contenant les deux glucosides isomères en proportion racémiques (B. fructicosa), 90 % de l'hydrolyse est observées en 24 heures (V. infra, figure 9). EXEMPLE 3: Mesure in vitro de l'activité 0-glucosidase Les cellules d'une culture en début de phase stationnaire ont été centrifugées et lavées deux fois à l'eau distillée avant d'être transférées dans un tube microfuge de 2 ml avec 1 ml de tampon phosphate de potassium 50 mM, pH 7. Le dosage de l'activité [3-glucosidase selon Blondin et al. (1983) a été modifié comme suit: à 500 gl de tampon citrate-phosphate 20 mM, pH 6 ont été ajoutés 100 tl de suspension cellulaire et 100 gl de pNPG 2,5 mM (para-nitrophényl-p3-D- glucopyranoside). L'ensemble a été incubé 15 minutes à 30 C, puis la 1o réaction a été arrêtée par l'addition de 500 gl de carbonate de sodium 1M. Le tube a été centrifugé une minute à 14000 rpm et l'absorbance du surnageant enregistrée à 405 nm, longueur d'onde à laquelle l'absorbance du pNP (para-nitrophénol) est maximum. Le pNP est produit par l'action de la 3-glucosidase sur le pNPG. L'activité spécifique s5 a été calculée en utilisant un coefficient d'extinction molaire du pNP de 17890 M-'.cm-1. Les concentrations en protéines ont été mesurées par la méthode du biuret après extraction à 95 C en présence de NaOH 2N. EXEMPLE 4: Mesure in vitro des activités ADH 50 ml d'une culture en début de phase stationnaire ont été centrifugés et les cellules lavées deux fois à l'eau distillée, avant d'être transférées dans un tube microfuge de 2 ml avec 1 ml de tampon phosphate de potassium 50 mM, pH 7. Un volume de billes de verre a été ajouté à la suspension et l'ensemble, préalablement refroidi 10 minutes sur de la glace, a été vigoureusement agité pendant une minute à l'aide d'un broyeur de cellules. La phase liquide a été récupérée et centrifugée à 14000 rpm pendant 15 mn à 4 C. Le surnageant transféré dans un tube neuf a servi d'extrait brut acellulaire pour les mesures d'activités. Différents substrats, dont le frambinol de synthèse, ont été utilisés (V. infra, figures 5 et 6). La méthode de mesure des activités ADH utilisée est celle décrite par Bergmeyer (1970) pour l'étude de l'activité ADH d'extraits acellulaires de S. cerevisiae utilisant l'éthanol comme substrat et le NAD+ comme cofacteur. Le principe de la mesure réside dans l'enregistrement de la formation du NADH (absorbance à 334 nm) au cours du temps, parallèlement à l'oxydation du substrat. Chaque substrat étudié était à concentration saturante (Vmax) et les activités spécifiques ont été calculées. Les concentrations en protéines ont été mesurées par la méthode de Lowry et al. (1951). EXEMPLE 5: Quantifications du frambinol, de la frambinone et du glucoside de frambinol Une méthode de Chromatographie Liquide Haute Pression (CLHP) a été développée, dans l'optique de réaliser la quantification simultanée des trois composés, en injection directe et dans un temps minimum. L'analyse est réalisée en phase inverse, sur une colonne RP18 (Hibar: 5 lm; 250 x 4 mm) avec un solvant d'élution composé de 25% de méthanol dans un tampon acétate 0,1 M (pH = 4,66). La détection est réalisée en UV à 280 nm. La quantification est obtenue par étalonnage externe, avec les trois composés purs (V. infra, figure 3a). Les extraits de bois, purifiés ou non et les milieux de bioconversion sont injectés directement pour l'analyse (70 il). La frambinone obtenue à l'issue du procédé est analysée par réalisation d'un échantillon de concentration connue dans le solvant de CLHP. EXEMPLE 6: Hydrolyse acide des glycosides de frambinol de bouleau Le potentiel en frambinol total des bouleaux est déterminé par l'analyse CLHP après hydrolyse exhaustive des glycosides présents dans le bois. 0, 625 g de matières végétales sont mis sous reflux à 100 C pendant 1 h dans 25 ml HC1 2 N. Après neutralisation à pH = 7 avec de la soude, l'échantillon est directement injecté pour la détermination du frambinol libéré (V. supra tableau 4). EXEMPLE 7: Analyse chirale s La composition isomérique des différentes matières premières ainsi que la spécificité d'action des levures sont déterminées grâce à la résolution des isomères R et S de frambinol sur une colonne chirale en phase gazeuse (V. infra, figures 10 et 1 lc). La phase aqueuse à analyser est extraite à l'éther, concentrée puis i0 injectée en chromatographie en phase gazeuse, dans les conditions suivantes: Colonne capillaire; 30% 2,3-diacétyl 6 ter-butyldiméthylsilyl-p- cyclodextrine/PS-086; longueur: 25m; Diamètre interne: 0,25 mm; programme de température: 3 minutes à 50 C, montée à 190 C à raison de 2 C/min, 60 minutes à 190 C; détecteur à Ionisation de Flamme (DIF) à 250 C. Les isomères ont été repérés dans le profil chromatographique par analyse chirale et RMN de l'unique isomère présent dans certains échantillons de B. alba (analyse RMN après purification par chromatographie). EXEMPLE 8: Synthèse du frambinol Le frambinol est produit par réduction de la frambinone par du lithium aluminium hydrure dans le tétrahydrofuranne. L'alcool est ensuite obtenu avec une pureté proche de 100 % par chromatographie sur colonne de silice en milieu "éther/pentane". La structure du composé synthétisé a été confirmée par analyse en chromatographie en phase gazeuse couplée à la spectrométrie de masse. EXEMPLE 9: Extraction des glycosides de frambinol de l'écorce de bouleau Les glycosides présents dans les écorces de bouleau sont extraits par trempage et brassage de fragments d'écorce dans de l'eau à 40 C pendant une heure. Ce procédé doux d'extraction permet de conserver l'activité, [3-glucosidase endogène du végétal éventuellement présente. La suspension est débarrassée des particules solides par filtration ou par centrifugation et la concentration en précurseurs est déterminée par CLHP (V. infra, figure 3b). Le rendement d'extraction des glycosides dans ces conditions est de l'ordre de 90 - 99% du potentiel présent dans la matière première selon le bois et la concentration en bois employée. Une concentration de 200 g bois/l d'infusion apparaît maximale d'un point de vue pratique. L'infusion colorée ainsi obtenue est utilisée soit directement pour la bioconversion, soit purifiée par chromatographie sur résine en vue d'obtenir un extrait de glycosides plus pur et plus concentré pour la bioconversion (V. supra, tableau 3). EXEMPLE 10: Purification sur colonne des glycosides de frambinol Les extraits aqueux contenant les glycosides extraits de la matière première végétale (infusions à 40 C) sont purifiés par élution sur une colonne de type "IRA 93 SP" de ROHM & HAAS. Cette résine est composée de styrène-divinyl benzène (de nature hydrophobe) greffée de groupements azotés (échangeurs d'anions). Les glycosides adsorbés sur la colonne sont élués par un mélange éthanolique à 15 % dans l'eau, après un lavage aqueux de la résine chargée en extrait. Cette fraction à % est concentrée sous vide afin d'atteindre la teneur en glycosides souhaitée et d'éliminer l'alcool, en vue de la conversion microbienne. L'analyse par CLHP permet de déterminer les rendements du procédé ainsi que la teneur et la pureté de l'extrait obtenu (V. infra, figure 3c). Ce procédé permet d'obtenir un rendement de récupération de l'ordre de % et une réutilisation de la résine. EXEMPLE 1 1: Conversion du glucoside de frambinol ou du frambinol de synthèse en frambinone Des cellules de la souche PR-L201 ou du mutant PRL201-1, issues d'une culture en début de phase stationnaire contenant soit du glycérol, de l'éthanol, du méthanol, de l'isopropanol ou une combinaison de ces sources de carbone ont été utilisées pour ensemencer à une densité de 108 cellules par ml soit un extrait d'écorce de bouleau, soit un extrait purifié comme décrit précédemment, soit n0 encore une solution de frambinol de synthèse. L'ensemble a été incubé 24 heures à 35 C sous agitation à 170 rpm. Les deux réactions de transformation microbienne sont suivies simultanément par analyse CLHP (V. infra, figure 3d). EXEMPLE 12: Extraction et obtention de la frambinone Le milieu de bioconversion, débarrassé des cellules par centrifugation ou par filtration, est extrait volume à volume par un solvant de polarité appropriée, comme l'acétate d'éthyle, l'éther, et autres. La phase organique contenant la frambinone est par la suite éliminée par évaporation. La pureté de la frambinone ainsi obtenue est contrôlée par CLHP (V. infra, figure 11). La figure 11 illustre la pureté de 0,58 grammes de frambinone obtenue: par bioconversion de 0,3 litres de milieu (1,2 g/1 de frambinone), extraction (2 fois 0,3 litres) à l'acétate d'éthyle et évaporation à sec sous vide partiel. Le rendement d'extraction de la frambinone dans ces conditions est de 95 % et la teneur massique en frambinone de l'extrait aromatique ainsi produit est de 59 % (plus 27 % de frambinol résiduel). Les puretés déterminées par analyse CLHP-UV et CPG-DIF sont respectivement de 61 % (plus 28 % de frambinol résiduel) et 67 % (plus 30 % de frambinol résiduel). L'analyse chirale démontre que 92 % du frambinol résiduel dans cette production à. partir d'écorce de B. alba, correspond à l'isomère S, non convertible. REFERENCES Archangelsky K., 1901. Arch.Exp. Pathol. Pharmakol., 46: 313. Arctander S. (Ed.). Perfume and flavor chemicals. Montclair, N.J., USA, 1969. Ayer W., Singer P., 1980. Phenolic metabolites of the bird's nest fungus O10 Nidula niveo-tomentosa. Phytochem., 19: 2117-2721. Barnett J.A., Payne R.W., Yarrow D. (Eds.). Yeasts: characteristics and identification. 2nd edition. Cambridge University Press, Cambridge, UK. Bergmeyer H.U., 1970. Alcohol dehydrogenase, In "Methoden der enzymatischen Analyse ". Vol.1 2nd ed. Verlag Chemie (Ed.), Weinheim/Bergt. pp. 392. Blondin B., Ratomahenia R., Arnaud A., Galzy P., 1983. European J. Appl. Microbiol. Biotechnol., 17: 1 -6. Chapperon T., Fraisse L., Delest P., 1996. Procédé de production de frambinone. Brevet FR 94/15848. Ciriacy M, 1997. Alcohol Dehydrogenases, In "Yeast sugar metabolism: Biochemistry, Genetics, Biotechnology and Applications", Zimmermann F.K., Entian K.-D. (Eds.). Technomic Publishing Company, Lancaster, Pennsylvania, USA. pp.213-223. Clarke G.S., 1992. Perfumer and flavorist, 17: 21-26. Das B., Padma Rao S., Srimias K.V.M.S., Yadav J.S., 1993. Phytochem., 33: 1529-1530. Dumont B., Hugueny P., Belin J.-M., 1996. Production par bioconversion de cétone framboise. Brevet EP 95/402114.3. Gunata Y.Z., Bayonove C., Cordonnier R., Arnaud A., Galzy P., 1990. J. lO Food Sci. Agric., 50: 499-506. Kaiser C., Michaclis S., Mitchell A. (Eds.). Methods in yeast genetics: a Cold Spring Harbor Laboratory Course Manual, 1994 edition. Cold Spring Harbor Laboratory Pres s. Lowry O.H., Rosenbrough N.J., Farr A.1., Randall R.J., 1951. J. Biol. Chem. 193: 265-275. Rehm H.J., Reed G. (Eds.). Biotechnology Vol 7A: enzyme technology. 1987. pp.629. Roche B., Azoulay E., 1969. Eur. J. Biochem., 8: 426. Smite E., Lundgren L. & Andersson R., 1993. Arylbutanoid and diarylheptanoid glycosides from inner bark of Betula pendula. Phytochem. 32: 365-369. Sosa A., 1.935. Un glucoside nouveau de Betula alba L. Le bétuloside et son aglycone, le bétuligénol. Archives du museum T.XII: 341-345. Wills C. et Phelps J.: "A technique for the isolation of yeast alcohol dehydrogenase mutants with altered substract specificity". Arch. * Biochem. Biophys. 167: 627-637 (1975). REVENDICATIONS 1) Procédé de production de frambinone, caractérisé en ce qu'on effectue la bioconversion d'un milieu contenant du glucoside de frambinol en frambinone en utilisant une souche de levure ayant à la fois * une activité [3-glucosidase et * une activité ASDH (alcool secondaire déhydrogénase), et on sépare la frambinone du milieu après bioconversion. 2) Procédé de production selon la revendication 1, caractérisé en ce que la souche de levure est du genre Pichia. 3) Procédé selon l'une des revendications 1 ou 2, caractérisé en ce que l'activité APDH de la souche est nulle ou très faible. 4) Procédé selon l'une des revendications 1 à 3, caractérisé en ce que la souche est utilisée sous forme d'une culture en fin de croissance exponentielle ou en début de phase stationnaire. ) Procédé selon l'une des revendications 1 à 4, caractérisé en ce qu'on utilise une ou plusieurs source(s) de carbone non fermentescible pour induire l'activité des enzymes impliqués dans la bioconversion. 6) Procédé selon la revendication 5, caractérisé en ce que la culture contient du glycérol, de l'éthanol, du méthanol ou de l'isopropanol ou un mélange de ces alcools. 7) Procédé selon l'une des revendications 1 à 6, caractérisé en ce que la souche est utilisée à une densité supérieure à 107 cellules/ml. 8) Procédé selon l'une des revendications 1 à 7, caractérisé en ce que le milieu contenant le glucoside de frambinol est obtenu par extraction aqueuse de l'écorce de bouleau et séparation de la partie insoluble. 9) Procédé selon la revendication 8, caractérisé en ce que la température d'extraction est inférieure à 80 C. ) Procédé selon la revendication 9, caractérisé en ce que la température d'extraction est de préférence inférieure à 40 C. 11) Procédé selon l'une des revendications 8 à 10, caractérisé en ce que les bouleaux sont choisis parmi les espèces riches en isomère R des glycosides de frambinol, particulièrement les espèces Betula alba, Betula chichibuensis, Betula nana et Betula populifolia. 12) Procédé selon l'une des revendications 8 à 11, caractérisé en ce que l'extrait aqueux d'écorce de bouleau est purifié par chromatographie sur une résine hydrophobe échangeuse d'anion suivie d'une concentration éventuelle de l'éluat avant bioconversion. 13) Procédé selon l'une des revendications 1 à 12, caractérisé en ce que la frambinone est extraite après bioconversion par un solvant organique approprie. 14) Extrait purifié de glucoside de frambinol selon la revendication 12. ) Souche de Pichia farinosa ayant une activité [3-glucosidase et ASDH. 16) Souche selon la revendication 15, caractérisée en ce qu'elle est APDH . 17) Frambinone obtenue par la mise en oeuvre du procédé selon l'une des revendications 1 à 13.