Brevet FR2760749A1 — publié le 19980918

OLIGONUCLEOTIDES DERIVES DES GENES vts DE BACTERIES E. coli PRODUCTRICES DE VEROTOXINES, ET LEURS UTILISATIONS. La présente invention est relative à des oligonucléotides permettant la détection des Escherichia coli producteurs de vérotoxines (VTEC), et en particulier des Escherichia coli entérohémorragiques (EHEC). Les Escherichia coli entérohémorragiques sont de plus en plus fréquemment reconnus comme responsables de toxi-infections alimentaires (GANNON et al., 1993, J. Clin Microbiol. 31: 1268-1274; BEGUM D. et al. , 1993, J. Clin. Microbiol. 31: (12) 3153-3156), dont les conséquences chez l'homme peuvent aller de la simple diarrhée jusqu'au syndrome hémolytique urémique (SHU). Le SHU survient principalement chez les jeunes enfants; il représente environ 9% des infections à VTEC diagnostiquées aux Etats- Unis. Il est par ailleurs la principale cause d'insuffisance rénale aiguë chez l'enfant, et la létalité observée est de l'ordre de 3 à 5/1000. Ces germes sont également impliqués chez l'animal, dans des infections digestives plus ou moins graves. Les symptômes observés sont des diarrhées et des colites hémorragiques chez les bovins, la dysenterie chez les veaux ou la maladie de l'oedème chez le porc. Des cytotoxines produites par les EHEC constituent le principal facteur de pathogénicité impliqué dans ces infections. Ces cytotoxines sont dénommées " Shiga like toxins " (SLT) du fait de leur analogie avec la toxine sécrétée par Shigella dysenteriae de type 1, ou également vérotoxines (VT), du fait de leur activité toxique sur les cellules Vero. Les bactéries productrices de ces toxines sont dénommées SLTEC ou VTEC. Pour prévenir les pathologies associées aux EHEC, il serait nécessaire d'être en mesure de contrôler systématiquement les aliments susceptibles d'être contaminés par ces bactéries, c'est à dire en particulier les produits frais. Initialement, un seul sérotype d'E. coli avait été associé au SHU: il s'agit du sérotype 0157:H7, qui est celui le plus fréquemment rencontré aux Etats-Unis et au Canada. I1 a été proposé de détecter ce sérotype à l'aide de techniques biochimiques basées sur la fermentation du sorbitol et la production de bétaglucuronidase. Toutefois, il a ultérieurement été observé (BRIAN. et al., J. Clin. Microbiol., 30: (7), 1801-1806, 1992] qu'un grand nombre d'autres sérotypes (026:H11, Olll:H-, 0103:H2 pour ne citer que les principaux) pouvaient être impliqués dans les infections digestives à VTEC, et que la détermination du seul sérotype ne constituait pas un bon marqueur de pathogénicité. De plus, si la grande majorité des E. coli 0157:H7 ne fermentent pas le sorbitol en 24 heures et apparaissent sous forme de colonies blanches sur les géloses à base de sorbitol, il existe un certain nombre de mutants qui sont capables de fermenter le sorbitol. Les techniques biochimiques sont donc devenues insuffisantes car elles se limitent à l'identification du seul sérotype 0157:H7 en général sorbitol négatif, alors que la majorité des EHEC non-0157 sont capables de fermenter le sorbitol et apparaissent sous forme de colonies pigmentées, impossibles à discriminer des nombreux colibacilles non-pathogènes. Plusieurs types antigéniques de vérotoxines ont été décrits. Les types principaux sont les vérotoxines VT1 (SLT 1), VT2 (SLT2); on distingue aussi des variants comme VT2 vha, VT2 vhb, VTE (SLT II-v) et VTE-va (SLT II-va) [ZAW LIN et al., Microbiol. Immunol., 37:(7) 543-548 (1993)]. Il a été proposé de détecter ces vérotoxines à l'aide d'anticorps spécifiques, par des techniques immunologiques de type ELISA. Cependant, celles-ci sont en général relativement complexes à mettre en oeuvre ou trop peu sensibles pour permettre une détection fiable dans les aliments. En outre, la plupart des tests immunologiques actuellement disponibles sont limités à la détection de 0157:H7 et ne permettent pas la recherche de l'ensemble des sérotypes producteurs de vérotoxines. La méthode de référence utilisée en hygiène alimentaire pour détecter la présence de bactéries productrices de vérotoxines, repose sur des tests de cytotoxicité sur des cultures de cellules. Le principe de ces tests est basé sur la cytopathogénicité des vérotoxines sur des cellules de rein de singe vert d'Afrique. Cette technique a l'avantage d'être très sensible; cependant il faut compter 5 à 6 jours avant d'obtenir les premiers résultats et les coûts sont élevés. Une série de transferts en milieux sélectifs est nécessaire afin de favoriser le développement des bactéries vérotoxiques préalablement au dosage des toxines sur une culture de cellules. Par la suite, une confirmation des types antigéniques de vérotoxine est nécessaire à l'aide d'anticorps anti-VTl et anti-VT2. Ce type de test ne constitue donc pas une méthode de routine utilisable dans l'industrie agro-alimentaire. Il a également été proposé de détecter les VTEC à l'aide d'oligonucléotides (sondes nucléiques ou amorces d'amplification génique) spécifiques des gènes (dénommés gènes vts ou gènes SLT) codant pour les vérotoxines. Pour être en mesure de détecter différentes souches de VTEC, les techniques d'amplification génique généralement proposées font appel soit à des cocktails d'amorces (PCR multiplex) permettant de détecter simultanément les différents gènes des vérotoxines, soit à un couple unique d'amorces permettant d'amplifier une région conservée de ces gènes. KARCH et MEYER [J. Clin. Microbiol., 27, 2751- 2757, (1989)] ont ainsi décrit des amorces, déduites d'une région conservée des gènes SLT, et permettant d'amplifier un segment de SLT1 ou de SLT2; READ et al., [Mol. and Cell. Probes, 6,153-161 (1992)] ont également décrit des amorces permettant d'amplifier une région conservée des gènes VT1, VT2, et VTE; ces amorces amplifient un fragment de 323 pb chez les VTEC, et chez Shigella dysenteriae, et des fragments de 900pb et 1200pb, respectivement, chez 2 Salmonella, et chez Proteus mirabilis; ce test permet de détecter environ 102 bactéries, à partir de souches pures. ZAW LIN et al. [Microbiol. Immunol., 37, 543-548 (1993)] ont également développé des amorces de PCR qui amplifient une région conservée d'environ 900 pb des gènes vts; ils indiquent qu'aucun produit d'amplification de cette taille n'est obtenu avec des souches non-VTEC; ils ne précisent pas le seuil de sensibilité de leur méthode. PATON et al., [J. Clin. Microbiol., 3063-3067 (1993)] décrivent des amorces qui amplifient une région conservée de 215 pb environ des gènes SLT1 et SLT2; le seuil de détection est d'environ 10 bactéries/ml; des produits d'amplification de taille non- spécifique sont observés avec une souche témoin d'E.coli. Les Inventeurs ont maintenant sélectionné des régions très conservées des gènes vts des vérotoxines, différentes de celles décrites dans les publications citées ci-dessus, et sont parvenus à obtenir des préparations d'oligonucléotides dégénérés capables de détecter l'ensemble des gènes vts codant pour les principaux types antigéniques de vérotoxines (VT1, VT2, VTE) dans les échantillons biologiques, sans présenter d'hybridation croisée avec des régions du génome d'autres espèces bactériennes. La présente invention a pour objet un oligonucléotide ou un mélange d'oligonucléotides choisis parmi: - un oligonucléotide, ou un mélange d'oligonucléotides identiques ou différents, définis par la séquence générale EH1 suivante: ' ACTGTSACAGCWGAAGCYTTACG 3' - un oligonucléotide, ou un mélange d'oligonucléotides identiques ou différents, définis par la séquence générale EH2 suivante: 'SCCACTTTWACTGTRAAKGTATC 3' - un oligonucléotide, ou un mélange d'oligonucléotides identiques ou différents, définis par la séquence générale EH3 suivante: 5'GRAGAHGTKGAYCTYACWYTGAACTGGGG 3' - un oligonucléotide, ou un mélange d'oligonucléotides identiques ou différents, définis par la séquence générale EH4 suivante: 'TWATACTGAATTGYCATCATCAKG 3' dans lesquelles S représente G ou C, W représente A ou T, Y représente T ou C, R représente A ou G, K représente G ou T, H représente A, C, ou T. L'emplacement des oligonucléotides EH1, EH2, EH3 et EH4 par rapport aux gènes vts est représenté sur la figure 1: = régions conservées; = régions hyperconservées. Ces oligonucléotides permettent de constituer des sondes utiles pour détecter les gènes vts, ou des couples d'amorces utilisables dans une technique d'amplification génique, par exemple dans l'amplification en chaîne par polymérase (PCR). La présente invention a également pour objet les couples d'amorces constitués par l'association de l'oligonucléotide EH2 avec l'un des oligonucléotides EH1, EH3, ou EH4. Les couples d'amorces EH1/EH2, EH3/EH2 et EH4/EH2 amplifient respectivement des fragments de 550 pb, 450 pb et 320 pb. Ces produits d'amplification font également partie de l'objet de la présente Invention. Les séquences des oligonucléotides EH3 et EH4 sont situées à l'intérieur du fragment de 550 pb délimité par EH1/EH2. EH3 et EH4 peuvent par conséquent être utilisées comme sondes internes pour identifier le fragment de 550 pb. De même, EH4 peut être utilisé pour identifier le fragment de 450 pb délimité par EH3/EH2. Ces oligonucléotides permettent de détecter les gènes VT1, VT2, et VTE codant pour les différents types de toxines. Ces couples d'amorces peuvent également être utilisés pour effectuer une bi-amplification (hémi-nested PCR). Par exemple, le produit d'amplification obtenu avec EH1/EH2 peut être utilisé comme matrice pour une nouvelle amplification avec EH3/EH2 ou EH4/EH2, et celui obtenu avec20 EH3/EH2 peut être utilisé comme matrice pour une nouvelle amplification avec EH4/EH2. Ils peuvent aussi être utilisés dans une technique du type " PCR-ELISA ". Dans ce cas, on peut, par exemple, utiliser l'oligonucléotide EH3 préalablement immobilisé sur un support solide, en tant que sonde de capture pour fixer le produit d'amplification de 550 bp obtenu avec les amorces EH1 et EH2; ce produit d'amplification peut alors être révélé soit directement (par exemple s'il a été marqué de façon appropriée par incorporation de nucléotides marqués au cours de la réaction d'amplification) soit par l'intermédiaire d'une sonde de détection marquée (par exemple l'oligonucléotide EH4). Alternativement, EH4 peut être utilisé en tant que sonde de capture, et EH3 en tant que sonde de détection. Différentes méthodes pour fixer des acides nucléiques sur support solide, ainsi que celles pour les marquer à l'aide de marqueurs froids ou radioactifs sont bien connues de l'homme du métier, à titre d'exemple on citera celles décrites par SAMBROOK et al., dans: Molecular Cloning: A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, N.Y. (1989). Les oligonucléotides conformes à l'invention permettent donc la mise en euvre de méthodes de détection de VTEC qui sont simples à mettre en oeuvre, faciles à automatiser, et utilisables en particulier dans le cadre d'un diagnostic de masse. Avantageusement, pour la mise en oeuvre de ces méthodes de détection de VTEC dans un échantillon biologique, on utilise un contrôle interne d'amplification, dans le but d'évaluer une éventuelle inhibition de la PCR due à des substances présentes dans les échantillons biologiques analysés (par exemple produits alimentaires ou échantillons de matières fécales). Ce contrôle interne est constitué par une molécule d'acide nucléique, par exemple un plasmide, comprenant une séquence déterminée pouvant être amplifiée en utilisant l'un des couples d'amorces conformes à l'invention. Cette séquence est constituée par une séquence interne X, n'ayant pas de séquences communes avec les fragments de 550 pb, 450 pb ou 320 pb, définis ci-dessus, des gènes vts, flanquée à une extrémité d'une séquence constituée par l'oligonucléotide EH2 et son brin complémentaire, et à l'autre extrémité d'une séquence constituée soit par l'oligonucléotide EH1 et son brin complémentaire, soit par l'oligonucléotide EH3 et son brin complémentaire, soit par l'oligonucléotide EH4 et son brin complémentaire. Le produit d'amplification de cette séquence peut être détecté à l'aide de sondes spécifiques de la séquence interne X. Avantageusement, l'ensemble est inséré dans un plasmide, qui peut être préparé et purifié commodément en quantités importantes. Le plasmide ainsi préparé est ajouté à l'échantillon biologique à analyser, et l'on procède à l'amplification avec un couple d'amorces conformes à l'invention (par exemple EH1 et EH2), et à la détection des produits issus de l'amplification des gènes vts (par exemple en utilisant EH3 et/ou EH4 en tant que sondes internes) et des produits issus de l'amplification de la séquence contrôle, à l'aide des sondes spécifiques de la séquence15 interne X. Il est également avantageux d'utiliser en outre un témoin positif à titre de contrôle interne, en particulier pour vérifier la sensibilité de la détection; ce contrôle positif est constitué par l'un des fragments de20 550 pb, 450 pb ou 320 pb, définis ci-dessus, des gènes vts; il peut donc être amplifié, et son produit d'amplification détecté, en utilisant les oligonucléotides conformes à l'invention. Les Inventeurs ont comparé les résultats obtenus en mettant en oeuvre un procédé d'amplification génique utilisant des oligonucléotides conformes à l'invention avec ceux obtenus en mettant en oeuvre la méthode de référence d'essais de cytotoxicité sur cellules Vero. Cette comparaison montre que la détection de VTEC à l'aide30 d'oligonucléotides conformes à l'invention, est au moins aussi sensible que la méthode de référence. Les oligonucléotides conformes à l'invention permettent de détecter toutes les bactéries VTEC. Si l'on souhaite déterminer plus précisément le type toxinique, on peut éventuellement mettre en oeuvre une étape de détection utilisant les oligonucléotides conformes à l'invention, et une étape de détection utilisant des amorces plus spécifiques d'un gène vts déterminé. Les oligonucléotides conformes à l'invention sont utilisables pour le dépistage de bactéries VTEC dans les produits alimentaires, en particulier les produits alimentaires frais tels que les viandes ou les produits dérivés, ou bien les produits laitiers. Ils peuvent également être utilisés pour le diagnostic des infections à VTEC des humains et des animaux, à partir d'un échantillon biologique, par exemple dans les selles. L'amplification génique effectuée en utilisant comme amorces les oligonucléotides conformes à l'invention permet d'abaisser le seuil de détection dans les aliments, jusqu'à environ 10 VTEC/25 g. La présente invention sera mieux comprise à l'aide du complément de description qui va suivre, qui se réfère à des exemples non-limitatifs illustrant la mise en oeuvre d'oligonucléotides conformes à l'invention pour la détection de VTEC. Exemple 1: étude de la spécificité des oligonucléotides EH1, EH2, EH3, et EH4 1) Extraction de l'ADN bactérien: Les souches bactériennes sont cultivées sur milieu TSB (Trypticase Soja Broth), à 37 C, pendant 5 heures environ, puis les cultures sont centrifugées à 12000 rpm, pendant 2 minutes à 4 C. Le culot bactérien est rincé à l'eau distillée stérile, puis récupéré par centrifugation (2 min. à 12000 rpm, à 4 C). 200 g1 de CHELEX 100 (BIO RAD) sont ajoutés au culot. Ce mélange est agité, puis mis à incuber 30 min. à 56 C, puis 8 à 10 min. à 100 C, et enfin centrifugé 1 à 2 min. à 12000 rpm, à 4 C. L'ADN purifié se retrouve alors dans le surnageant. 2)Amplification des séquences des gènes vts Des préparations d'oligonucléotides dégénérés EH1, EH2, EH3, et EH4 sont obtenus par des techniques classiques de synthèse oligonucléotidique. Les conditions d'amplification utilisées sont les suivantes: l'ADN extrait (2-3 tl) est mis en présence de désoxyribonucléotides (200 iM), de tampon Taq polymérase (BOEHRINGER) x 1, de 0,4iM de chaque amorce, et de Taq polymérase (2,5 Unités). La réaction s'effectue sous un volume final de 50 Al. On effectue 45 cycles alternant une étape de fixation des amorces à 58 C pendant 30 secondes, une étape d'extension à 72 C pendant 30 secondes, et une étape de dénaturation à 95 C pendant 30 secondes, et on termine par une étape d'extension à 72 C pendant 10 minutes. Pour déterminer la spécificité des couples oligonucléotides EH1/EH2, EH2/EH3 et EH3/EH4, l'amplification a été effectuée à partir d'ADN extrait de: - 24 souches de VTEC regroupant 11 sérotypes, dont le sérotype 0157:H7. - 66 souches bactériennes non-VTEC comprenant des E. coli non vérotoxiques et des bactéries proches de E. Coli, ou des bactéries pathogènes ou non, pouvant être rencontrées dans les aliments, et appartenant en particulier aux genres Lactobacillus, Listeria, Staphylococcus, Salmonella, Proteus, Shigella. Pour chacune des 24 souches d'E. coli productrices de vérotoxines testées avec le couple d'amorces EH1/EH2 un fragment de 550 pb a pu être observé après électrophorèse sur gel d'agarose. Toutes ces souches produisent également un fragment d'amplification de 450 pb avec le couple d'amorces EH2/EH3 et un fragment d'amplification de 320 pb avec le couple EH2/EH4. En revanche, l'ADN extrait des 66 espèces bactériennes non productrices de vérotoxines n'a donné, dans les mêmes conditions et avec les mêmes couples d'amorces, aucun fragment d'amplification. Ces résultats montrent que les oligonucléotides EH1, EH2, EH3 et EH4 sont spécifiques des gênes vts. Ils peuvent donc être utilisés pour identifier spécifiquement les E. coli vérotoxiques, par la présence de fragments d'amplification. Exemple 2: Détermination de la sensibilité du test sur des souches pures de VTEC. La sensibilité du test a été évaluée sur de l'ADN de 3 souches VTEC de référence: ATCC H19, ATCC EDL 933 et ATCC B2F1, en déterminant le seuil limite de détection du test après amplification simple, ou avec différents couples d'amorces, en utilisant le protocole décrit dans l'exemple 1 ci-dessus. L'amplification simple a été effectuée avec le couple d'amorces EH1/EH2, ou bien avec le couple d'amorces EH2/EH3. Dans le cas de la bi-amplification, ou bien une première amplification réalisée avec le couple d'amorces EH1/EH2 a été suivie d'une seconde amplification avec le couple d'amorces internes EH2/EH3, ou bien une première amplification réalisée avec le couple d'amorces EH2/EH3 a été suivie d'une seconde amplification avec le couple d'amorces internes EH2/EH4 (hémi-nested PCR). Les résultats sont illustrés par le tableau 1 ci-dessous. Ces résultats montrent qu'après une simple amplification, le seuil de détection est de 5 à 100 bactéries dans la prise d'essai lorsqu'on utilise le couple EH1/EH2 seul. Avec le couple EH2/EH3 seul, le seuil de détection est plus faible: 0,01 à 5 bactéries détectées après simple amplification. Dans ce dernier cas, la bi- amplification avec EH2/EH4 n'abaisse pas le seuil de détection qui reste compris entre 0,01 et 5 bactéries. En revanche, lorsque les produits d'amplification obtenus avec EH1/EH2 sont ré- amplifiés avec EH2/EH3, la bi-amplification, obtenue avec EH2/EH3 (hémi- nested PCR) permet d'abaisser le seuil de détection entre 0,01 et 50 bactéries en fonction des souches testées. TABLEAU I EH1/EH2 EH2/EH3 SOUCHE SEROTYPE SLT EH1/EH2 + EH2/EH3 + EH2/EH3 EH3/EH4 ATCC 026:Hll VT1 5 ATCC 2 2 0157:H7 VT1/VT2 10 EDL933 ATCC 091:H21 VT2V l X:nombre de bactéries détectées dans la prise d'essai. Exemple 3: Détection de VTEC dans des produits alimentaires artificiellement contaminés 1) Détection par amplification génique: échantillons de fromages au lait cru (camembert, cantal, Pont l'Evêque, reblochon) ont été contaminés par des souches de VTEC, selon 3 taux théoriques de contamination initiale: 103, 102 et 10 bactéries par g. d'aliment. Les souches de VTEC utilisées pour la contamination sont d'origine alimentaire et humaine (souches SAl, SA2, SAS, SA6, SA7 et SA8). Les enrichissements ont été réalisés selon le protocole préconisé par le Laboratoire d'Expertises et d'Analyses Alimentaires du Québec (LEAA) [P. CARDINAL: " Les E. coli producteurs de vérotoxines (E. coli 0157:H7); résumé des activités de la direction générale de la qualité des aliments et de la santé animale (1987-1993) " (1993)]. Au stade "BHI-24 heures" 1,5 ml des suspensions alimentaires enrichies sont prélevés en évitant les souillures alimentaires, et centrifugés 1 min. à 700 rpm, à 4 C. Le surnageant est alors centrifugé 2 min., à 12000 rpm, à 4 C. L'extraction d'ADN et l'amplification génique sont réalisées selon les protocoles décrits à l'exemple 1. La première amplification a été réalisée avec le couple d'amorces EH1/EH2 et la bi-amplification avec le couple d'amorces EH2/EH3. 2) Détection de l'effet cytotoxique: Parallèlement, on a effectué, à titre de comparaison, une recherche des vérotoxines par le test de cytotoxicité sur cellules. Les cellules Véro sont cultivées à 37 C et en présence de C02 (5%)en milieu de base MEM, supplémenté en ampicilline, en glutamine, en gentamycine et en HEPES. Après rinçage (en milieu MEM supplémenté), les cellules sont soumises à l'action de 2 ml de trypsine 0,25% (dans du PBS), pour les détacher des parois du flacon de culture. Cette première solution de trypsine est ensuite éliminée, puis 3 ml de trypsine 0,25% sont à nouveau ajoutés (30 sec.) aux cellules. Après élimination de cette deuxième solution, les cellules sont incubées 1 à 2 min. à 37 C. Lorsque toutes les cellules apparaissent rondes et non-confluentes au microscope inversé, elles sont reprises dans 5 ml de milieu nutritif (milieu de base supplémenté en sérum de veau foetal 10%). Une centrifugation de 15 min. à 1000 rpm permet de collecter les cellules, qui sont ensuite reprises en milieu de base supplémenté en HEPES mM (2 x 10s cellules/ml). Cette solution est ensuite répartie dans les plaques de culture (200 tl/puits) qui sont alors incubées à 37 C jusqu'à confluence des cellules (2 jours environ). 1 ml de suspension alimentaire enrichie (stade BHI-24 h.) est traité au sulfate de polymyxine B selon le protocole décrit par EVANS et al. [EVANS et al., Infect. Immun. 10, 1010-1017 (1974)] pour libérer les cytotoxines Shiga like. Pour réaliser le test de cytotoxicité, 100 1l de solutions contenant les toxines sont diluées au 1/10 puis 7 fois au 1/2 en milieu de base. Chaque dilution est ensuite ajoutée aux cellules Véro confluentes (1:1). La plaque de culture est alors incubée jusqu'à 72 h. à 37 C. L'activité cytotoxique est surveillée au microscope inversé (x 200) dès 24 h. d'incubation. Après 72 h. d'incubation, les cellules sont fixées 1 min. avec une solution de formaldéhyde (2%) PBS (0,067 M, pH 7,2) La coloration des cellules (10 min. dans une solution de coloration violet cristal 0, 13%, éthanol 5%, formaldéhyde 2%, PBS) permet de différencier les cellules mortes des cellules vivantes: seules les cellules vivantes prennent une coloration violette. La détermination du type toxinique est réalisée par séroneutralisation de l'effet cytotoxique à l'aide d'anticorps anti-VT. Un sérum anti-VT1 (titre:1/1024) est dilué (1/500) en milieu de base. Les surnageants de culture sont dilués 8 fois successivement (1/10), puis chaque dilution est mélangée au sérum dilué (1:1). 100 gl de ce mélange sont ajoutés dans les micropuits contenant les cellules Véro confluentes. Le suivi de l'activité cytotoxique est similaire à celui décrit ci-dessus. 3) Résultats: Que ce soit avec le test d'amplification génique utilisant les oligonucléotides conformes à l'invention, ou avec le test de culture cellulaire de référence, il a été possible de détecter jusqu'à 10 VTEC/25 g. d'aliment. Les résultats respectivement obtenus avec le test (BM) et le test de culture cellulaire (CC) sont comparés dans le tableau II ci dessous. TABLEAU II. ALIMENTS N BM+/CC+ BM-/CC- BM+/CC- BM-/CC+ Camembert 24 15 7 2 0 Cantal 12 9 3 0 0 Pont 12 3 6 2 1 l'Evêque Reblochon 12 4 7 1 O TOTAL 60 31 23 5 1 N nombre d'analyses réalisées BM: test d'amplification génique CC: test de culture cellulaire Tous les échantillons positifs avec le test de culture cellulaire sont également positifs avec le test d'amplification génique (31 échantillons), excepté 1 échantillon (Pont l'Evêque) pour lequel le test d'amplification génique est resté négatif. On note cependant que le test d'amplification génique utilisant les oligonucléotides conformes à l'invention s'avère légèrement plus sensible que le test de référence: 36 échantillons détectés à l'aide des oligonucléotides conformes à l'invention, contre 32 échantillons avec le test de référence. Exemple 4: Préparation d'un plasmide de contrôle interne utilisable pour évaluer une inhibition éventuelle de la réaction d'amplification Pour des facilités de clonage et de sélection du clone recombinant, un gène de résistance au chloramphénicol (Cm) du Tn9 porté par le plasmide PACYC 184 commercialisé par BIOLABS (Genbank accession: 06403) a été choisi comme insert. Le couple d'amorces (C11 et C12) qui a servi à l'amplification du gène (Cm) a été choisi pour insérer de part et d'autre du gène (Cm) les séquences des oligonucléotides EH1 et EH2. L'amorce Cll est ainsi constituée de l'amorce EH1 en position 5' et des bases complémentaires de la région 494-452 du PACYC 184 en position 3'; sa séquence est la suivante: Oligonucléotide Cl: '-ACTGTCACAGCAGAAGCCTTACGAGCACCTCAAAAACACCATCATACACTAAATCA GTAAGTTGGC-3' L'amorce C12 est ainsi constituée de l'amorce EH2 en position 5' et des bases de la région 3645-3684 du PACYC184 en position 3'; sa séquence est la suivante: Oligonucléotide C12: '-CCCACTTTTACTGTGAATGTATCGGTAAACCAGCAATAGACATAAGCGGCTATTT AACGACCC -3' Après 35 cycles d'amplification avec une température d'hybridation de 57 C, un produit d'amplification contenant le gène Cm de 1141 bp a été obtenu et purifié par phénol/chloroforme, et précipitation à l'éthanol. Le produit d'amplification a été cloné au niveau du site EcoRV du plasmide pMOSBlue T-vector portant un marqueur de résistance à l'ampicilline, à l'aide du pMOSBlue T-vector kit (AMERSHAM). Après ligature et transformation de E. coli MOS Blue, le clone T3 portant le vecteur recombinant résultant a été sélectionné sur milieu gélosé contenant de l'ampicilline et du chloramphénicol. (Le clone T3 recombinant exprime la résistance au chloramphénicol). Le plasmide recombinant de 4028pb (= contrôle interne T3) a été purifié à partir de 100 ml de culture. Plus de 100 tg de plasmide ont été obtenus. Ce plasmide est reconnu et amplifié avec le couple d'amorces EH1 et EH2. Il produit un fragment d'amplification de 1141 bp, dans les mêmes conditions d'amplification génique que celles décrites ci-dessus pour l'obtention du fragment de 550bp chez les VTEC. Il peut par conséquent être utilisé comme contrôle interne d'une éventuelle inhibition dans les amplifications par EH1 et EH2. Pour permettre la détection par hybridation ADN/ADN des produits de 1141 bp générés par l'amplification par EH1 et EH2 du contrôle interne, deux oligonucléotides nommés CATcap et CATrev ont été choisis à l'intérieur de la séquence du gène Cm. Ces oligonucléotides peuvent être utilisés indifféremment comme sonde de capture et sonde de révélation dans une réaction d'hybridation sandwich pour détecter le produit d'amplification de 1141 bp correspondant au contrôle interne T3. L'oligonucléotide CATcap correspond aux bases complémentaires des positions 4104-4075 du plasmide PACYC184. Sa séquence est la suivante: '-TCGCAAGATGTGGCGTGTTACGGTGAAAAC-3' CATcap marqué en 5' à la biotine a servi à la capture du produit d'amplification de 1141 bp sur des microplaques sensibilisées à la streptavidine. L'oligonucléotide CATrev correspond aux bases complémentaires des positions 3930-3901 du plasmide PACYC184. Sa séquence est la suivante: ' - CAAGGCGACAAGGTGCTGATGCCGCTGGCG -3' CATrev marqué en 3' à la digoxigénine a permis la révélation par chemioluminescence du produit d'amplification de 1141 bp. Les sondes CATcap et CATrev sont spécifiques du fragment de 1141 bp; elles ne réagissent pas de façon croisée avec le produit d'amplification de 550 bp obtenu à partir des gènes VTs. La co-amplification par EH1 et EH2 de souches de VTEC ou d'échantillons biologiques contaminés par VTEC et du contrôle interne, suivie de la double détection des produits issus de l'amplification des gènes de vérotoxines par EH3 et EH4 et des produits issus de l'amplification du contrôle interne par CATrev et CATcap a permis de vérifier que le plasmide recombinant T3 est un bon indicateur d'une éventuelle inhibition de la réaction d'amplification. Exemple 5: Préparation d'un plasmide de contrôle interne utilisable comme témoin positif d'amplification. Pour obtenir un contrôle positif, un plasmide recombinant purifié, ayant comme insert le fragment d'amplification de 550 bp obtenu avec les amorces EH1 et EH2 a été préparé. Un produit d'amplification de 550 bp a été obtenu à partir de la souche E32511 de E. coli 0157:H7 à l'aide des amorces EH1 et EH2, comme décrit à l'exemple 1 ci-dessus. Le produit d'amplification a été cloné au niveau du site EcoRV du pMOSBlue T-vector (portant la résistance à l'ampicilline) à l'aide du pMOSBlue T-vector kit (AMERSHAM). Après ligature et transformation de E. col! MOS Blue, le clone T2 portant le vecteur recombinant résultant a été sélectionné sur milieu gélosé contenant de l'ampicilline. Le plasmide recombinant de 3437bp (= contrôle positif T2) a été purifié à partir de 100 ml de culture. Plus de 100 ig de plasmide ont été obtenus. Ce plasmide est reconnu et amplifié avec le couple d'amorces EH1 et EH2. Il produit un fragment d'amplification de 550 bp caractéristique des VTEC qui peut s'hybrider avec les amorces EH3 et EH4. Le plasmide recombinant T2 peut par15 conséquent être utilisé comme contrôle positif dans les amplifications par EH1 et EH2. REVENDICATIONS 1) Oligonucléotide ou mélange d'oligonucléotides choisis parmi: - un oligonucléotide, ou un mélange d'oligonucléotides identiques ou différents, définis par la séquence générale EH1 suivante: ' ACTGTSACAGCWGAAGCYTTACG 3' - un oligonucléotide, ou un mélange d'oligonucléotides identiques ou différents, définis par la séquence générale EH2 suivante: 'SCCACTTTWACTGTRAAKGTATC 3' - un oligonucléotide, ou un mélange d'oligonucléotides identiques ou différents, définis par la séquence générale EH3 suivante: 5'GRAGAHGTKGAYCTYACWYTGAACTGGGG 3' - un oligonucléotide, ou un mélange d'oligonucléotides identiques ou différents, définis par la séquence générale EH4 suivante: 'TWATACTGAATTGYCATCATCAKG 3' dans lesquelles S représente G ou C, W représente A ou T, Y représente T ou C, R représente A ou G, K représente G ou T, H représente A, C, ou T. 2) Procédé d'amplification génique d'une portion d'ADN commune aux gènes VT1, VT2 et VTE des bactéries vérotoxiques, caractérisé en ce que l'on utilise comme amorces: - un oligonucléotide ou un mélange d'oligonucléotides définis par la séquence EH2 et - un oligonucléotide ou un mélange d'oligonucléotides définis par l'une des séquences EH1, EH3, ou EH4. 3) Procédé selon la revendication 2 caractérisé en ce qu'il comprend une première amplification au cours de laquelle on utilise comme amorces les oligonucléotides ou mélanges d'oligonucléotides définis par les séquences EH1 et EH2, et une seconde amplification, au cours de laquelle l'on utilise comme matrice le produit d'amplification de la première étape, et comme amorces les oligonucléotides ou mélanges d'oligonucléotides définis par les séquences EH2 et EH3 ou EH2 et EH4. 4) Procédé selon la revendication 2, caractérisé en ce qu'il comprend une étape d'amplification au cours de laquelle on utilise comme amorces les oligonucléotides ou mélanges d'oligonucléotides définis par les séquences EH1 et EH2, et une étape de capture du produit d'amplification sur un support solide, dans laquelle on utilise comme sonde de capture au moins un des oligonucléotides ou mélanges d'oligonucléotides définis par les séquences EH3 et EH4, préalablement fixé audit support solide. ) Procédé selon la revendication 2, caractérisé en ce qu'il comprend une étape d'amplification au cours de laquelle on utilise comme amorces les oligonucléotides ou mélanges d'oligonucléotides définis par les séquences EH1 et EH2, et une étape de détection du produit d'amplification, dans laquelle on utilise comme sonde au moins un des oligonucléotides ou mélanges d'oligonucléotides définis par les séquences EH3 et EH4. 6) Molécule d'acide nucléique choisie dans le groupe constitué par: - un fragment de 550 pb amplifié à partir d'un gène vts de VTEC, en utilisant comme amorces un oligonucléotide ou un mélange d'oligonucléotides définis par30 la séquence EH1 et un oligonucléotide ou un mélange d'oligonucléotides définis par la séquence EH2; - un fragment de 450 pb amplifié à partir d'un gène vts de VTEC, en utilisant comme amorces un oligonucléotide ou un mélange d'oligonucléotides définis par la séquence EH3 et un oligonucléotide ou un mélange d'oligonucléotides définis par la séquence EH2; - un fragment de 320 pb amplifié à partir d'un gène vts de VTEC, en utilisant comme amorces un oligonucléotide ou un mélange d'oligonucléotides définis par la séquence EH4 et un oligonucléotide ou un mélange d'oligonucléotides définis par la séquence EH2; 7) Plasmide caractérisé en ce qu'il comprend un insert constitué par une molécule d'acide nucléique selon la revendication 6. 8) Molécule d'acide nucléique utilisable comme contrôle interne d'amplification pour la mise en oeuvre d'un procédé selon une quelconque des revendications 2 à 5, caractérisée en ce qu'elle est constituée par une séquence X, n'ayant pas de séquence commune avec les fragments de 550 pb, 450 pb ou 320 pb des gènes vts, tels que définis dans la revendication 6, flanquée à une extrémité d'une séquence constituée par l'oligonucléotide EH2 et son brin complémentaire, et à l'autre extrémité d'une séquence constituée soit par l'oligonucléotide EH1 et son brin complémentaire, soit par l'oligonucléotide EH3 et son brin complémentaire, soit par l'oligonucléotide EH4 et son brin complémentaire. 9) Plasmide caractérisé en ce qu'il comprend un insert constitué par une molécule d'acide nucléique selon la revendication 8. ) Utilisation d'au moins un oligonucléotide, ou un mélange d'oligonucléotides selon la revendication 1, pour la détection de souches d'E. coli productrices de vérotoxines. 11) Utilisation d'au moins un oligonucléotide, ou un mélange d'oligonucléotides selon la revendication 1, pour la recherche de souches d'E. coli productrices de vérotoxines, dans des produits alimentaires. 12) Utilisation d'au moins un oligonucléotide, ou un mélange d'oligonucléotides selon la revendication 1, pour la recherche de souches d'E. coli productrices de vérotoxines dans un échantillon de fèces.