Brevet FR2761695A1 — publié le 19981009

L'invention concerne des ARN polymérases ARN-dépendantes (ARNpARNd) capables de synthétiser des brins d'ARN complémentaires d'une matrice ARN, qui peuvent être utilisées par exemple dans le séquençage d'ARN, la synthèse de sondes ARN, et les techniques d'amplification permettant en particulier la détection et la quantification d'ARN. Les ARNpARNd naturelles connues ne sont pas adaptées pour servir de polymérases dans plusieurs applications, parce qu'elles ont acquis une forte capacité discriminatoire visà-vis de leur ARN matrice spécifique. De plus, ces enzymes ne sont pas bien caractérisées. Pour la plupart, elles forment des complexes supra-moléculaires composés à la fois de facteurs viraux et cellulaires; ces complexes, qui sont généralement associés aux membranes, sont difficiles à purifier et sont instables au cours de l'isolement (B. N. Fields, D. M. Knipe, Virology. Vols I and 2, Raven Press, New York, (1990), G. P. Pfeifer, R. Drouin, G. P. Holmquist, Mutat. Res. Fundam. Mol. Mech. Mutagen. 288, 39 (1993)). Peu d'ARNpARNd ont été clonées, séquencées et exprimées. L'enzyme Qss est la mieux caractérisée. Cette enzyme est composée de 4 sous-unités, 3 étant des facteurs de l'hôte (M. Kajitani A. Ishihama, Nucleic Acids Res. 19, 1063 (1991)). L'enzyme Qss a été isolée; elle montre une bonne processivité et est capable de réaliser des réactions cycliques (P. M. Lizardi, C. E. Guerra, H. Lomeli, I. Tussie-Luna, F. R Kramer, Bio/Technology 6, 1197 (1988)). Cependant, cette enzyme reste très limitée dans ses applications car elle ne reconnaît comme matrice qu'une classe restreinte de molécules d'ARN fortement structurés (V. D. Axelrod, E. Brown, C. Piano, D. R Mills, Virology 184, 595 (1991)). Une autre ARNpARNd a été partiellement caractérisée. II s'agit de l'enzyme du virus L-A de Saccharomyces cerevisiae. Cette polymérase, qui a été clonée, est nécessaire à l'a s- semblage de la particule virale; elle se fixe tout d'abord à 1'ARN brin plus, puis induit l'assemblage des protéines de la particule (T. Fujimura, R. Esteban, L. M. Esteban, R. B. Wickner, Cell 62, 819 (1990)). Au moins trois facteurs sont connus pour s'associer avec les particules virales. Ces facteurs sont nécessaires à la réplication de l'ARN, à la transcription, et au maintien cohérent de la particule (T. Fujimura, R. B. Wickner, Molec. Cell. Blol. 7, 420 (1987)). Les études in vitro ont montré qu'une particule virale intacte est nécessaire à la synthèse du brin moins (réplication) (T. Fujimura, R. B. Wickner, Cell 55, 663 (1988)) et à la synthèse du brin plus (transcription) (T. Fujimura, R. B. Wickner, J. Biol. Chem. 264, 10872 (1989)). Ainsi, la complexité de ce système ne le rend pas facilement adaptable à un système de transcflption l?? vitre. De plus, tout comme le système QB, ce système est très discriminatoire, acceptant seulement les ARN viraux L-A et M comme matlice (T. Fujimura, R. B. Wickner, Cell 55, 663 (1988)). Une ARNpARNd pour laquelle il a été montré une capacité étendue d'acceptation de matrice est l'enzyme du virus de la poliomyélite ( J. Plotch, O. Palant, Y. Gluzman, J. Virol. 63, 216 (1989)). Cependant, plusieurs problèmes existent avec ce système enzymatique: l'amorçage est dépendant soit d'un facteur de l'hôte non identifié soit de l'addition d'un oligonucléotide poly(U). L'amorçage par un oligonucléotide poly(U) n'étant cependant pas sélectif visà-vis de la matrice, de nombreux produits de différentes tailles sont synthétisés, notamment des produits ayant deux fois la longueur de la matrice. De plus, la synthèse séquentielle des brins plus et moins n'a pas été démontrée (S. J. Plotch, O. Palant, Y. Gluzman, J. Virol. 63, 216 (1989), T. D. Hey, O. C. Richards, E. Ehrenfeld, J. Virol. 61, 802 (1987), J. M. Lubinski, L. J. Ransone, A. Dasgupta, J. Virol. 61, 2997 (1987)). Parmi les ARNpADNd, les enzymes des bactériophages T3 et T7 sont capables d'utiliser l'ARN comme matrice dans des conditions particulières. Par exemple, I'ARNpADNd T3 peut transcrire une matrice ARN simple brin (i.e. 1'ARN messager du gène de la résistance à la néomycine) si elle est ligaturée à la séquence double brin ADN du promoteur T3 (S. Leary, H. J. Baum, Z. G. Loewy, Gene 106, 93 (1991)). ll est également connu que la T7 ARN polymérase peut transcrire, d'une extrémité à l'autre, une matrice ARN en absence de la séquence promotrice (M. Chamberlin, J. Ring, J. Biol. Chem. 248, 2235 (1973)). De plus, il a été montré que la T7 ARN polymérase peut efficacement transcrire deux petites matrices ARN spécifiques, les ARN "X" et "Y", produisant à la fois des copies d'ARN plus et moins. Cette réplication, obtenue en absence d'une séquence promotrice consensus, semble dépendante de la présence d'une structure secondaire spécifique (M. M. Konarska, P. A. Sharp, Cell 57, 423 (1989), M. M. Konarska, P. A. Sharp, Cell 63, 609 (1990)). A contrario, les ARN "X" et "Y" ne sont pas répliqués par la T3 ARN polymérase, et on ne sait pas si cette enzyme n'est pas capable de répliquer des ARN hautement structurés, ou si la spécificité de séquence de cette enzyme empêche sa reconnaissance des ARN "X" et "Y". En l'absence de promoteur, il a également été montré que la T7 ARNpADNd était capable d'effectuer l'élongation de deux brins d'ARN chevauchants en anti-sens (C. Cazenave and O.C Ulhlenbeck, Proc. Natl. Acad. Sci. USA 91, 6972 (1994)). De même, il a été montré que la T7 ARNpADNd sauvage est capable d'effectuer l'élongation d'une amorce ARN sur matrice ADN simple brin, en l'absence de promoteur (S.S. Daube and P.H. von Hippel, Biochemisty 33, 340 (1994)). L'enzyme des bactériophages la mieux caractérisée est la T7 ARN polymérase, une enzyme monomère de 98 kDa (B. A. Moffatt, J. J. Dunn, F. W. Studier, J. Mol. Biol. 173, 265 (1984)). Cette polymérase monomère possède toutes les propriétés essentielles d'une ARN polymérase, c'est-à-dire reconnaissance d'un promoteur, initiation de la transcription, élongation et terminaison (M. Chamberlin, T. Ryan, The Enzymes XV, 87 (1982)). De plus, l'activité catalytique nécessite peu d'éléments, incluant une matrice, des ribonucléosides triphosphates et l'ion divalent Mg2+, et elle ne nécessite aucun facteur auxiliaire protéique pour initier ou terminer la transcription, contrairement aux autres ARN polymérases (M. Chamberlin, T. Ryan, The Enzymes XV, 87 (1982)). La mutagenèse du gène de la T7 ARN polymérase a permis d'identifier et de définir des régions ou des résidus impliqués dans la fonction polymérase. Une stratégie de mutagenèse a consisté à échanger des éléments entre la T7 ARN polymérase et sa proche cousine la T3 ARN polymérase dont la séquence en acides aminés est identique à 82 % (K. E. Joho, L. B. Gros, N. J. McGraw, C. Raskin, W. T. McAllister, J. Mol. Biol. 215, 31 (1990)). Cette stratégie a conduit à l'identification d'éléments de la polymérase impliqués dans la reconnaissance du promoteur. ll a été montré par exemple, que la substitution d'un seul acide aminé dans ren- zyme T3 (ou T7) permet à l'enzyme mutée de reconnaître spécifiquement le promoteur T7 (ou T3) hétérologue (C. A. Raskin, G. Diaz, K Joho, W. T. McAllister, J. Mol. Biol. 228, 506 (1992)). De la même façon, des substitutions réciproques dans les séquences promotrices respectives confèrent au promoteur muté la capacité d'être reconnu par renzyme hétérologue (C. A. Raskin, G. Diaz, K Joho, W. T. McAllister, J. Mol. Biol. 228, 506 (1992)). La T7 ARN polymérase a été cristallisée et sa structure déterminée à une résolution de 3,3 Â (R. Sousa, Y. J. Chung, J. P. Rose, B. -C. Wang, Nature 364, 593 (1993)). A partir de cette étude structurale, des alignements de séquences (K. E. Joho, L. B. Gross, N. J. McGraw, C. Raskin, W. T. McAllister, J. Mol. Biol. 215, 31 (1990), S. Mungat B. M. Steinberg, L. B. Taichman, J. Miro. 66, 3220 (1992), W. T. McAllister, C. A. Raskin, Molec. Microbiol. 10, 1 (1993)) et des études de mutagenèse (D. Patra, E. M. Lafer, R. Sousa, J. Mol. Biol. 224, 307 (1992), L. Gross, W-J. Chen, W. T. McAllister, J. Mol. Biol. 228, 1(1992)), il a été possible de corréler les éléments fonctionnels de l'enzyme T7 aux éléments structuraux. La T7 ARN polymérase peut être divisée en deux domaines fonctionnels: un domaine de reconnaissance du promoteur et un domaine catalytique (R. Sousa, Y. J. Chung, J. P. Rose, B. -C. Wang, Nature 364, 593 (1993), W. T. McAllister, Cell. Molec. Biol. Res. 39, 385 (1993)). L'asparagine 748 a été montrée comme interagissant avec les nucléotides - 10 et -11 dans la séquence promoteur, une interaction montrée comme responsable de la spécificité de promoteur (C.A. Raskin, G. Diaz, K. Joho, W.T. McAllister, J. Mol. Biol. 228, 506 (1922)). ll a été évoqué la possibilité qu'une interaction de type sigma entre la T7 polymérase et son promoteur puisse exister dans le système du bacténophage. En effet, une séquence de type sigma, correspondant à la région 2.4 de sigma, i.e. la région de sigma interagissant avec la "Pribnow box" ( séquence TATAATG reconnue par le facteur de transcription sigma 70 d'E. coli) (C. Waldburger, T. Gardella, R. Wong, M.M.Susskind, J Mol. Biol. 215, 267 (1990); D.A. Siegele, J.C. Hu, W.A. Walter, C.A. Gloses, J. Mol. Biol. 206, 591 (1989)), existe dans la région N-terminal de la T7 ARN polymérase entre les acides aminés 137 et 157 (L. Gross, W J. Chen, W.T. McAUister, J. Mol. Biol. 228, 1 (1992)). D'autre part, bien qu'aucune fonction n'ait pu lui être attribuée, la région 230 à 250 présente des homologies de séquence avec le répresseur X de E. coli (McGraw, N.J., Bailey, J.N., Cleaves, G.R., Dembinski, D.R., Gocke, C.R., Joliffe, L.K., MacWright, R.S. and McAllister, W.T. Nucleic Acids Res. 13, 6753 (1985)). Le domaine catalytique consiste en une poche résultant de la mise à proximité de plusieurs régions dispersées sur la structure primaire (R Sousa, Y.J. Chung, J.P. Rose, B. C. Wang, Nature 364, 593 (1993), W.T. McAl1ister, C.A. Raskin, Molec. Microbiol. 10, 1 (1993); D. Moras, Nature 364, 572 (1993)). Cette poche contient notamment plusieurs motifs conservés parmi lesquels les motifs A et C sont les mieux conservés chez les polymérases (Poch, O., Sauvaget, I., Delarue, M. and Tordo, N. EMBO J. 8, 3867 (1989); Delarue, M., Poch, O., Tordo, N. and Moras, D. Protein Engineering 3, 461 (1990); W.T. McAllister, C.A. Raskin, Molec. Microbiol. 10, 1 (1993)). Un troisième mot, le motif B, est conservé chez les ARN et ADN polymérases ADN dépendantes, tandis qu'un motif B' différent (aussi bien pour la séquence que pour la structure apparente) existe chez les ARN et ADN polymérases ADN dépendantes (Poch, O., Sauvaget, I., Delarue, M. and Tordo, N. EMBO J. 8, 3867 (1989); Delarue, M., Poch, O., Tordo, N. and Moras, D. Protein Engineering 3, 461 (1990); L.A. Kohlstaedt, J. Wang, J.M. Friedman, P.A. Rice, T.A. Steitz, Science 256, 1783 (1992); W.T. McAllister, C.A. Raskin, Molec. Microbiol. 10, 1(1993)). La présente invention repose sur la découverte que certaines ARN polymérases ADN-dépendantes mutées sont capables, à la différence de l'enzyme sauvage correspondante, de transcrire un ARN simple brin en présence d'un promoteur ADN bicaténaire et/ou d'effectuer l'élongation d'amorces de taille adéquate sur une matrice ARN en l'absence de promoteur. De plus, ces enzymes mutantes sont peu capables ou incapables (i) de transcrire de l'ADN simple ou double brin en présence d'un promoteur ADN bicaténaire, et (11) effectuer l'élongation d'amorces sur matrice ADN. Elles sont donc préférentiellement ou strictement ARNdépendantes. L'invention a donc pour objet une ARN polymérase capable de transcrire un segment polynucléotidique d'intérêt de séquence quelconque contenu dans une matrice polynucléotidique, en synthétisant, en présence de ladite matrice, un produit de transcription contenant une séquence d'ARN complémentaire de la séquence dudit segment polynucléotidique d'intérêt, caractérisée par le fait qu'elle est capable de synthétiser ledit produit de transcription avec un meilleur rendement lorsque ladite séquence d'intérêt contenue dans la matrice est constituée d'ARN que lorsque ladite séquence d'intérêt contenue dans la matrice est constituée d'ADN. Invention a notamment pour objet une ARN polymérase telle que définie cidessus, caractérisée par le fait que le rapport, exprimé en %, du rendement en produit de transcription de la matrice ARN au rendement en produit de transcription de la matrice ADN est supérieur à 70 %, notamment supérieur à 85 %, et en particulier supérieur à 95 %. Dans la présente demande, le terme "transcrire" désigne l'action de synthétiser un brin d'ARN en présence d'une matrice polynucléotidique et de ribonucléosides triphosphates, dans un milieu réactionnel approprié et dans des conditions permettant à l'activité catalytique de l'ARN polymérase utilisée de s'exercer. Les conditions (autres que celles concernant la nature de la matrice polynucléotidique) qui conviennent pour l'activité catalytique des ARN polymérases de l'invention sont généralement les mêmes que celles qui conviennent pour l'enzyme sauvage dont elles délivent, et ces conditions peuvent, le cas échéant être déterminées par de simples expériences de routine. Les termes "transcrire" et "transcription" font plus précisément référence à la synthèse d'un brin d'ARN complémentaire d'une matrice polynucléotidique présente dans le milieu réactionnel. La transcription peut être effectués sous la dépendance d'un promoteur qui peut être le promoteur naturel de l'ARN polymérase sauvage dont dérive l'ARN polymérase mutée, ou un promoteur modifié; voir par exemple le brevet FR-2.714.062. Le promoteur, comme cela est connu, est situé, sur la matrice, en amont de la séquence à transcrire. La séquence d'intérêt peut être une séquence commençant au site d'initiation de la transcription, pour le promoteur considéré, ou bien elle peut être située en aval de ce site d'initiation. La transcription peut également être effectuée sans promoteur, par élongation d'une amorce hybridée sur la matrice, avec synthèse d'un brin d'ARN complémentaire de la matrice. Dans la définition de l'ARN polymérase de l'invention donnée ci-dessus, on appelle "produit de transcription" le brin contenant l'ARN néosynthétisé, ce dernier contenant la séquence attendue. Le "rendement" de la transcription est le rapport molaire de la quantité de produit de transcription à la quantité de matrice polynucléotidique présente à l'origine. Ce rendement peut être facilement déterminé par l'expérience, en introduisant dans le milieu réactionnel une quantité déterminée de la matrice polynucléotidique. Pour la comparaison des rendements obtenus avec une matrice d'ADN et une matrice d'ARN, il faut évidemment que les conditions autres que celles de la nature de la matrice soient comparables. L'ARN polymérase de l'invention est capable de transcrire une matrice polylibonucléotidique de séquence quelconque, et elle se distingue en cela de la Qss-réplicase. Elle transcrit préférentiellement ou exclusivement une matrice d'ARN, et elle se distingue en cela des ARN polymérases ADN-dépendantes de phage connues. Les ARN polymérases de l'invention, contrairement aux ARNp ARNd naturelles connues, sont notamment des ARN polymérases capables de fonctionner sans cofacteur(s) protéique(s) associé(s). Elles peuvent toutefois se présenter sous la forme de multimères, et en particulier de dimères. Les ARN polymérases mutées de l'invention sont donc généralement obtenues au départ d'ARN polymérases elles-mêmes capables de fonctionner sans cofacteurs protéiques. L'invention a donc notamment pour objet une ARN polymérase telle que définie précédemment, caractérisée par le fait qu'elle possède l'une au moins des propriétés suivantes: - elle est capable d'effectuer l'élongation d'une amorce oligonucléotidique lorsque celle-ci est hybridée avec une matrice d'ARN, - elle est capable de transcrire une séquence d'ARN d'une matrice comprenant, en amont de ladite séquence, un promoteur pour ladite ARN polymérase. Les ARN polymérases de l'invention peuvent être notamment des ARN polymérases dérivant par mutation d'une ARN polymérase ADN-dépendante de virus ou de phage, et en particulier d'une ADN polymérase d'un phage de E.coli. Parmi les phages de E.coli, on peut citer notamment T3, T7 et SP6. Une ARN polymérase selon l'invention peut posséder une homologie de séquence protéique supérieure à 50 %, et en particulier supérieure à 80 % avec une ARN polymérase de type sauvage de la famille des ARN polymérases ADN-dépendantes incluant la T7 ARN polymérase, la T3 ARN polymérase et la SP6 ARN polymérase. La famille d'ARN polymérases ADN-dépendantes mentionnée ci-dessus est connue ; voir par exemple Article de R. Sousa, TIBS 21, 186-190 (1996), et les références citées dans cet article. Parmi les polymérases de l'invention on citera en particulier celles qui contiennent au moins une mutation dans une région correspondant à la séquence d'acides aminés 625-652 de la T7 ARN polymérase, et notamment celles qui ont la composition d'une ARN polymérase ADN-dépendante de type sauvage, à l'exception du fait qu'elles comportent au moins une mutation dans ladite région. On entend ici par "mutation" le remplacement, la délétion ou l'insertion d'un acide aminé. On citera par exemple les ARN polymérases comportant au moins une mutation en une position correspondant à l'une des positions 627, 628, 631, 632 et 639 de la séquence d'acides aminés de la T7 ARN polymérase;en particulier ladite mutation peut comprendre le remplacement d'un résidu d'acide aminé, choisi parmi l'arginine, la lysine, la sérine et la tyrosine, de 1'ARN polymérase de type sauvage par un autre résidu d'acide aminé. L'acide aminé remplacé est par exemple une arginine ou une lysine. L'acide aminé de remplacement peut être notamment choisi parmi l'alanine, la valine, la leucine, l'isoleucine, la glycine, la thréonine ou la sérine. On comprend que l'expression "acide aminé" désigne ici, par abus de langage, un résidu d'acide aminé engagé dans une liaison peptidique. On a fait référence ci-dessus à la séquence peptidique de la T7 ARN polymérase. La numérotation des résidus d'acides aminés adoptée ici est celle décrite par Dunn, J. J. et Studier, F. W. J. Mol. Biol. 148(4), 303-330 (1981), et par Stahl, S. J. et Zinn, K, J. Mol. Biol. 148(4), 481-485 (1981). L'invention concerne également: - un gène codant pour une ARN polymérase telle que définie précédemment; un tel gène peut être obtenu par exemple selon une méthode analogue à celle décrite ci-après dans la partie expérimentale; - un vecteur d'expression dans lequel est inséré un tel gène, ledit vecteur étant capable d'exprimer ladite ARN polymérase dans une cellule-hôte; ce vecteur peut être obtenu de façon connue en soi; - une cellule-hôte contenant un tel vecteur. L'invention concerne également un procédé d'obtention d'une ARN polymérase telle que définie précédemment, caractérisé par le fait : a) que l'on obtient de façon connue un gène codant pour une ARN polymérase de type sauvage, b) que l'on effectue au moins une mutation sur ledit gène, c) que l'on insère le gène muté obtenu dans un vecteur d'expression, d) que l'on fait s'exprimer ledit vecteur dans une cellule-hôte pour obtenir une ARN polymérase mutée et e) que l'on sélectionne parmi les ARN polymérases mutées obtenues celles qui présentent l'une au moins des propriétés d'une ARN polymérase telle que définie ci-dessus. On va donner ci-après une descliption plus détaillée d'un mode d'exécution particulier du procédé de l'invention, dans le cas de l'utilisation de la T7 ARN polymérase comme produit de départ. On a préparé un gène modulaire de la T7 ARNpADNd, ce gène résultant de l'a s- semblage de différentes cassettes (voir exemple I, figure 1 a). Le gène modulaire ainsi défini est caractérisé par le fait qu'il contient 10 cassettes bordées par des sites de restriction uniques dans le vecteur de clonage. En particulier, ces cassettes, bordées par des sites de restriction tuniques, sont caractérisées par le fait que chaque cassette comprend une région d'intérêt, notamment celles impliquées dans la reconnaissance de promoteur (région présentant une homologie avec le facteur G d'E.coli; région présentant une homologie avec le répresseur X d'E.coli; région conférant la spécificité de promoteur) et celles impliquées dans le site catalytique (motif A ; motif B ; motifC). Pour la définition des motifs A, B et C, voir par exemple R. Sousa, TIBS 21, 186-190(1996). Ces cassettes, dérivées du gène I de la T7 ARNpADNd, ont été obtenues à l'aide de techniques de biologie moléculaire conventionnelles (F. M. Ausubel, R Brent, R. E. Kingston, D. D. Moore, J. G. Seidman, et al, Current Protocols in Molecular Biology (Current Protocols, 1993)), notamment la PCR, qui a permis d'introduire des sites de restriction par mutagenèse dirigée silencieuse, et le sous-clonage dans un vecteur de clonage. Le gène modulaire ainsi obtenu est caractérisé par la présence de sites de restrictions bordant les cassettes, ces sites de restriction étant le site Nco I (-2,+4), Bcl 1(218,223), Hind 111(539,544), SacI (776,781), Pst(1587, 1592), BgllI (1811, 1816), NdeI (1865, 1870), XhoI (1951,1956), Clal (2305, 2310), SalI (2497, 2502), XbaI (2660, 2665); la position 1, en acides nucléiques, correspond a adénine du codon ATG initiateur et la position 2652 à la troisième base du codon terminateur TAA. Le site NdeI (2504, 2509) a été détruit. Toutes les mutations induisant ces sites de restriction sont silencieuses, excepté la mutation générant le site NcoI qui induit le remplacement de l'asparagine en position +2 par une glycine. La position 1, en acides aminés, correspond à la première méthionine, la position 883 correspond à l'alanine carboxy-terminale. Le gène modulaire, cloné dans un vecteur de clonage pGNEX dérivé du pGEM-l dans lequel le polylinker a été remplacé par un adaptateur contenant les sites de restriction Nco I, EcoRI, XbaI , constitue le support de base des mutagénèses ultérieures. Ceci est rendu possible par le fait que chaque cassette contenant une région d'intérêt est bordée par des sites de restriction uniques dans le vecteur de clonage. L'introduction de mutations non silencieuses, à l'aide de techniques de PCR, dans une ou plusieurs cassettes du gène modulaire précédemment défini, a conduit à des gènes codant pour des polymérases présentant une séquence en acides aminés qui diffère d'au moins un acide aminé par rapport à la T7 exprimée à partir du gène modulaire. On a préparé en particu lier des gênes mutants qui codent pour au moins un acide aminé modifié dans le motif B de l'enzyme sauvage, par exemple avec une alanine (A) à la place d'une arginine (R) en position 627 et/ou une alanine (A) à la place d'une sérine (S) en position 628 et/ou une alanine (A) à la place d'une lysine (K) en position 631 et/ou une alanine (A) à la place d'une arginine (R) en position 632 et/ou une alanine (A) à la place d'une tyrosine (Y) en position 639. On a également obtenu des gènes mutants qui codent pour une polymérase dont la région 625VTRSVTKRSVMTLAYGSKEFGFRQQVLD652 comprenant le motif B a été remplacée en tout ou partie par la région homologue B' présente chez certaines polymérases ARN dépendantes, notamment celles des polymérases du virus de l'hépatite C (NCGYRRCRASGVLTTSCGNTLTCYI), et de l'intégrase 32 de levure (HNTTLGlPQGSVV SPILCNIFLDKL). Les gènes précédemment décrits ont été clonés dans un vecteur pMR résultant de la ligation du fragment SspI du pMal-c (Biolabs) contenant notamment le répresseur lacis, et du fragment SspI du pMH (V. Cheynet, B. Verrier, F. Mallet, Protein expression andpurification 4, 367 (1993)) contenant un minicistron permettant d'atteindre un haut niveau d'expression, ainsi qu'une séquence codant pour une queue poly-histidine fusionnée à rextrémité terminale du gène cloné (exemple 1, figure lb). L'expression des protéines recombinantes T7 RNAP dans la souche bactérienne BL21 représente jusqu'à 30 % des protéines totales de la bactérie. Les protéines solubilisées dans un tampon désoxycholate contenant une forte concentration saline sont déposées sur une colonne TALON (Clontech) permettant la purification spécifique par chélation avec l'ion de protéines présentant une queue polyhistidine. 130 à 2200 g de polymérases sont ainsi obtenus pour 20 ml de culture, avec une pureté supérieure à 95 % comme indiqué (i) par une coloration au bleu de Coomassie (exemple 1, figure lc), (ii) par une analyse en western blot avec un anticorps polyclonal de cobaye anti-T7 RNAP (bioMérieux) et un anticorps monoclonal de souris (Quiagen) anti-MRGSHHHHHH, (iii) par l'absence d'activité endonucléase, exonucléase simple brin et double brin, ribonucléase, comme déterminé essentiellement selon la méthode de He et al (B. A. He, M. Rong, D. L. Lyakhov, H. Gartenstein, G. Diaz, et al, Protein Expr Purif9, 142 (1997)). Ce résultat reflète les performances du couple hôte-vecteur pMR-BL21 et du procédé de purification vis-à-vis de la queue MRGSHHHMSVLE. L'invention a également pour objet l'utilisation d'une ARN polymérase telle que définie précédemment, dans un procédé de transcription d'un segment polynucléotidique d'intérêt ayant une séquence quelconque, ledit segment, de type ARN, étant contenu dans une matrice polynucléotidique, en vue de synthétiser, en présence de ladite matrice, un produit de transcrip tion contenant une séquence d'ARN complémentaire de la séquence dudit segment polynucléotidique d'intérêt. Selon un mode d'exécution particulier, on opère en présence d'une amorce oligonucléotidique contenant au moins 10 nucléotides, et le produit de transcription est celui qui résulte de l'élongation de ladite amorce. Les amorces sont notamment de type ARN. Elles contiennent, ou sont constituées par, une séquence complémentaire de la matrice. Selon un autre mode d'exécution particulier, ladite utilisation est caractérisée par le fait que ladite matrice polynucléotidique comprend, en amont dudit segment polynucléotidique d'intérêt, un promoteur reconnu par ladite ARN polymérase, et que ledit produit de transcription est un ARN complémentaire d'une séquence de la matrice commençant en un site d'initiation de la transcription pour ledit promoteur. Les ARN polymérases de l'invention peuvent être utilisées notamment en vue de réaliser (i) une amplification de cible ARN de façon isotherme, (ii) un séquençage direct d'ARN et (iii) la synthèse d'ARN d'intérêt particulier (par exemple des sondes, des ribozymes, etc.). En outre, des ARN polymérases de l'invention sont capables d'incorporer des bases modifiées dans le brin néosynthéthisé, ce qui facilite notamment la quantification ou l'utilisation dudit brin. L'invention concerne notamment l'utilisation de ces enzymes recombinantes ainsi exprimées et purifiées dans une méthode de synthèse d'ARN à partir d'une matrice ARN, soit sous la dépendance d'un promoteur (exemple 2 figure 2), soit par élongation d'une amorce oligoribonucléotidique (exemple 3 figure 3). Les enzymes ainsi purifiées ont été évaluées, dans un contexte promoteurdépendant, sur différentes matrices (exemple 2 figure 2) en particulier une matrice comportant un brin ARN simple brin. 11 a été montré qu'une valie entre 9 et 18 bases. Il a été montré qu'une polymérase mutée obtenue selon l'invention était capable de générer un transcrit spécifique de la bonne taille sur matrice ARN simple brin en présence d'une amorce ARN, et en palticulier en présence d'une amorce ARN de grande taille, alors que l'enzyme sauvage identiquement produite ne peut réaliser ce phénomène. De plus, une telle polymérase mutée est incapable d'effectuer l'élongation d'une amorce, en particulier une amorce ARN de petite taille, conduisant à un transcrit de bonne taille, à partir d'une matrice ADN simple brin, ceci la distinguant de l'enzyme sauvage. L'invention permet notamment l'amplification de cible, mono enzymatique, isotherme et spécifique d'ARN, à l'aide d'amorces appropriées (l'une complémentaire de la matrice cible et l'autre complémentaire du transcrit de la cible). Les avantages d'un tel système d'amplification d'ARN sont multiples. Vis-à-vis d'un système d'amplification de type RT-PCR monoenzyme (Tth) ou bi-enzyme (AMV-RT, Taq), les risques d'amplification d'ADN résiduels sont exclus. En outre, pour la détection d'ARN intracellulaires, ce système ne requiert pas le positionnement d'amorces chevauchant les sites d'épissages, stratégie couramment utilisée en RT-PCR afin d'éliminer les amplifications d'ADN résiduel. Vis-à-vis de systèmes d'amplification transcriptionnels de type Nasba ou Tma, ce système présente tout d'abord une simplification, puisqu'il utilise une seule enzyme au lieu de trois actMtés enzymatiques, et conserve l'avantage de ne pas amplifier 1'ADN, même si ce phénomène dans les techniques Nasba et TMA est moindre que dans les procédés dérivés de la PCR. De plus, dans le cas d'un système d'amplification tel que défini ci-dessus, avec amorces, on s'affranchit de la nécessité de reconnaître le promoteur spécifique de l'enzyme, ce qui induisait dans des méthodes d'amplification telles que la Nasba ou la TMA des définitions d'amorces particulièrement complexes. Vis-à-vis d'autres systèmes utilisant des ARNpARNd telle que la Qss réplicase, ce système présente l'avantage d'être un système d'amplification de cible et non de sonde, réduisant les risques de faux positifs générés par les bruits de fond fréquents dans les méthodes d'amplification de sonde en outre, il ne requiert pas la présence d'une structure complexe de reconnaissance par l'enzyme. EXEMPLES Exemple 1: Construction du gène de la T7 ARN polvmérase sous forme modulaire; expres sion et purification de la T7 ARN polymérase. Le gène de la T7 ARN polymérase a été construit sous firme modulaire, en tenant compte des régions d'homologie avec les autres polymérases ainsi que des fonctions associées à certains domaines de la T7 ARN polymérase. n a été divisé en 10 régions ou cassettes (Figure la-A), chaque région étant délimitée par des sites de restriction uniques dans le vecteur de clonage. Six cassettes sont en caractéristiques en ce qu'elles contiennent respectivement un domaine ayant une similarité avec une partie du facteur sigma d'E.coli, un domaine ayant une homologie avec le répresseur lambda d'E.coli, un domaine impliqué dans la spécificité de promoteur des polymérases phagiques, les motifs A et C conservés chez les polymérases matrices dépendantes et le motif B conservé chez les polymérases ADN-dépendantes. Chaque région est amplifiée par PCR (F. M. Ausubel, R. Brent, R. E. Kingston, D. D. Moore, J. G. Seidman, et al, Current Protocols in Molecular Biology (Current Protocols, 1993)) (Figure la-B 1) à partir du gène sauvage (gène 1) en utilisant des amorces définies comme suit: (i) ces amorces contiennent des mutations silencieuses permettant l'introduction de sites de restriction délimitant les cassettes; (ii) l'amorce située en position 3' d'une région et l'amorce située en position 5' de la région contiguë sont partiellement chevauchantes. Les produits d'amplification contigus sont mélangés et réamplifiés en utilisant les amorces externes (Figure la-B 1). Les 5 fragments générés sont clonés dans le vecteur PARTI (Invitrogen) (Figure la-B2). A partir des 5 fragments clonés, le gène de la T7 ARN polymérase est reconstruit de l'extrémité 5' vers l'extrémité 3', par des sous-clonages successifs dans le vecteur de clonage pGNEX (Figure la-B3). Ce vecteur est dérivé du plasmide pGEM- 1 (Promega) dans lequel le polylinker est remplacé par un adaptateur contenant les sites de restriction NcoI-EcoRI-XbaI. Le gène modulaire de la T7 ARN polymérase (T7 ARN pol) ainsi obtenu contient 17 sites uniques de clonage dans le pGNEX dont 1 1 sites nouvellement introduits (Figure la-C). Ce gène est ensuite sous-cloné dans le vecteur d'expression pMR (Figure lb). Ce vecteur, dérivé du vecteur pMH (V. Cheynet, B. Verrier, F. Mallet, Protein expression andpurification 4, 367 (1993)), contient le promoteur fort tac régulé par IPTG (isopropyl-bêta-D-tiiiogalactopyranoside), un court minicistron entouré de 2 sites de liaison des ribosomes constituant un contexte efficace pour l'initiation de la traduction et une queue polyhistidine fusionnée à l'extrémité N-telTminale de la protéine exprimée permettant sa purification par chromatograpllie d'affinité pour un ion métallique. Le gène codant pour le répresseur laclq permettant un meilleur contrôle de l'expression est également présent dans pMR. Ce vecteur d'expression est transformé selon les méthodes classiques (F. M. Ausubel, R. Brent, R. E. Kingston, D. D. Moore, J. G. Seidman, et al, Current Protocols in Molecular Biology (Current Protocols, 1993)) dans la souche bactérienne E.coli BL21. Une préculture est utilisée pour inoculer 30 ml de milieu de culture. L'expression des protéines est induite par 1PTG pendant 4 h à 37"C dès que la densité optique à 600 nm de la culture atteint 0,6. La T7 ARN pol ainsi exprimée représente 30 % des protéines bactériennes totales (Figure Ic). Elle est ensuite extraite des bactéries par lyse (sonication) en présence d'un détergent. A partir de la fraction d'extraction soluble, la T7 ARN pol est purifiée par chromatographie d'affinité pour l'ion Co2+ et éluée par un gradient d'imidazole. Elle est analysée sur un gel SDS-PAGE et visualisée par coloration au bleu de Coomassie (Figure Ic). L'absence de produits de dégradation est vérifiée par Western Blot avec un anticorps polyclonal anti T7 ARN pol produit chez le cobaye et un anticorps monoclonal anti MRGSH6 commercial (Qiagen). L'absence d'activités parasites endonucléase, exonucléases et RNase est vérifiée selon le protocole décrit par He et al (B. A. He, M. Rong, D. L. Lyakhov, H. Gartenstein, G. Diaz, et al, Protein Expr Purif 9, 142 (1997)). A partir de 20 ml de culture, 700 à 800 g d'enzymes, de pureté supérieure à 95 %, sont obtenus de manière reproductible. Le rendement de purification est de 75 %. Les mutations ponctuelles sont créées par PCR séquentielle (F. M. Ausubel, R Brent, R. E. Kingston, D. D. Moore, J. G. Seidman, et al, Current Protocols in Molecular Biology (Current Protocols, 1993)) (ou double PCR), de la même façon qu'avaient été introduits les sites de restriction: les amorces internes contiennent la mutation à introduire; les amorces externes encadrent la région à muter et contiennent les sites de restriction délimitant cette région dans le gène modulaire. Cette cassette ainsi mutée est ensuite clonée dans le gène modulaire. Des oligonucléotides synthétiques peuvent également remplacer une cassette complète. Légende des figures de l'exemple 1: Figure la : illustre la stratégie d'amplification pour la construction du gène modulaire de la T7 ARN polymérase. (A): Division du gène de la T7 ARN polymérase (flèches verticales) par rapport aux régions d'intérêt. Les régions notées de I à 6 sont: 1, homologie avec une partie du facteur sigma d'E. coli 2, homologie avec le répresseur lambda d'E.coli ; 3, motif A; 4, motif B ; 5, spécificité de promoteur des polymérases phagiques; 6, motif C. (B) : (1) Position des amorces contenant les mutations silencieuses pour la création des sites de restriction (); Nc, NcoI; Bc, Bcll; H, Hindi!!; Sc, Sacs; P, PstI; Bg, Bglll; Nd, NdeI; Xo, XhoI; C, Clal, , SI, Sali ; Xb, XbaI. L'extension par PCR chevauchante conduit à 5 fragments contenant 3 sites de restriction (Fl à F5). Sub-cloning signifie: sous-clonage. (2) Chaque frag ment ainsi généré (FI à F5) est cloné dans le vecteur pCRIl. E, EcoRl. (3) Reconstruction du gène modulaire de l'extrémité 5' vers l'extrémité 3', en utilisant à chaque étape le site de restriction commun à 2 fragments et le site de restriction EcoRI du vecteur pCRII et du vecteur de clonage pGNEX; le site de restriction Xbal commun au dernier fragment et au vecteur pGNEX est utilisé pour le dernier sous-clonage. (C) Structure du gène modulaire de la T7 ARN polymérase et position des sites de restriction uniques dans le vecteur pGNEX déjà existants (en bas) et créés par mutagénèse (en haut). Figure lb : illustre la structure du vecteur d'expression pMR contenant le gène modulaire de la T7 ARN polymérase. Ptac: promoteur tac (boîte noire); RBS1-MC-RBS2, minicistron entouré de 2 sites de liaison des ribosomes (flèche blanche); (His)6T7RNAPcas, gène modulaire de la T7 ARN polymérase (flèche grise); rrnB T1 T2, terminateurs de transcription forts (boîte avec pointillés); bla, gène de résistance à l'ampicilline (flèche noire); pMBl ori/M132 ori-, origines de réplication (fine boîte blanche); lacis, gène codant pour le répresseur lacis (flèche rayée); certains sites de restriction sont indiqués, dont les nouveaux sites introduits par mutagénèse (soulignés). Figure lc: montre les profils électrophorétiques obtenus permettant l'analyse de l'expression et de la purification de la T7 ARN polymérase. Les lysats bactériens sont préparés à partir de imi prélevés dans 30 ml de culture pour contrôler l'expression de la T7 ARN polymérase en présence (+) ou absence (-) d'IPTG. La T7 ARN polymérases est extraite à partir de 20 ml de la même culture. La fraction soluble est chargée sur la colonne de purification (piste L) et la T7 ARN polymérase est éluée (piste E) par un gradient d'imidazole. M, marqueur de poids moléculaire. Les protéines sont visualisées sur un gel 10 % SDS-PAGE par coloration au bleu de Coomassie. La flèche indique la position de la T7 ARN polymérase. Exemple 2 : Transcnption de matrices ARN et ADN par la T7 ARN polymérase mutée R627A dans un contexte promoteur dépendant. Les systèmes matriciels utilisés dans cet exemple sont présentés schématiquement figure 2a. Le système de transcription ADN simple brin comprend un brin matrice (a) de 50 bases de séquence 3'AI IATGCTGAGTGATATCCCAACCGGCGTCACAAGTGAGTACCAATACCG5' et hybhdé des positions - 17 à + 1 au brin promoteur non-matrice (b) de séquence 5'TAATACGACTCACTATAG 3'(bloqué à son extrémité 3'). Le système de transcription ADN double brin comprend le brin matrice (a) hybridé au brin non matrice (c) de séquence 5'TAATACGACTCACTATAGGGTTGGCCGCAGTGTTCACTCATGGTTATGGC3'. Le système de transcription ARN simple brin est formé d'un brin hybride ADN des positions - 17 à -1 et ARN des positions +1 à +33 de séquence 3'ATTATGCTGAGTGATATCCCAACCGGCGUCACAAGUGAGUACCAAUACCG 5', hybridé au brin promoteur non-matrice (b). Les transcrits complets attendus sur les trois systèmes sont de 33 bases. Les réactions sont faites dans 20 p1 d'un tampon dérivé de celui décrit par Milligan et col (J. F. Milligan, D. R Groebe, G. W. Witherell, O. C. Uhlenbeck, Nucleic Acids Res. 25, 8783 (1987)), à savoir Tris-HCl 40 mM, pH 8,1, spermidine lmM, PEG 8 % (g/V), triton 0,01 % (V/V), BSA 5 ,ug/100 l, 1 p1 (40 u) de RNAguard porcine (Pharmacia Biotech), UTP 12,5 uM, a 32P UTP 0,5 FuCi (Amersham, 10 mCi/ml 400Ci/mmol) 0,4 mM des trois ribonucléosides triphosphate A, G, C, Mg(OAc)2 6 mM. La concentration en matrice est fixée à 1011 copies de chaque brin dans 20 ,ul de réaction. La T7 ARN polymérase sauvage est utilisée à 0,5 RM (100 ng / 20 cri1), la T7 ARN polymérase mutée R627A à 3,65 ,uM (730 ng / 20 Cil). Avant d'ajouter les enzymes, les réactions sont dénaturées 5 minutes à 65"C dans un bloc chauffant puis ramenées progressivement à 37"C. Les réactions sont initiées par l'ajout des polymérases, incubées l heure à 37"C puis stoppées par ajout d'un volume égal de bleu formamide 2x (formamide 90 %, EDTA 25 mM, xylène cyanol 0,02 %, bleu de bromophénol 0,02 %) et dénaturées 5 minutes à 65"C. 20 ul de chaque réaction sont déposés sur gel dénaturant (20 % acrylamide, urée 7 M, TBE 1X), puis après migration le gel est autoradiographié à -70 C sur film Biomax MR (Kodak). Les résultats (profils d'électrophorèse) sont présentés figure 2b, et en particulier les résultats de transcription obtenus avec la T7 ARN polymérase mutée R627A (puits 1-3) et la T7 ARN polymérase sauvage (puits 4-6) , sur les matrices ARN simple brin (puits 1 et 4), ADN double brin (puits 2 et 5), et ADN simple brin (puits 3 et 6). La transcription sur ARN simple brin, détectée par la détection d'un transcrit complet de 33 bases, est possible en utilisant la T7 ARN polymérase mutée R627A (puits 1) et non l'enzyme sauvage (puits 4) qui produit par contre de nombreux transcrits abortifs. La T7 ARN polymérase mutée R627A présente une activité de transcription résiduelle sur ADN double brin (puits 2), caractérisée par la présence d'un transcrit majoritaire de taille inférieure au transcrit attendu, et la présence en faible quantité de produits abortifs. Sur ADN simple brin (puits 3), ce transcrit de taille anomale disparaît, alors que la quantité de produits abortifs augmente. A contralto, l'enzyme sauvage permet l'obtention de transcrits spécifiques en présence de matrices ADN (puits 5 et 6), cette enzyme présentant par ailleurs une meilleure activité de transcription sur la matrice ADN double brin (puits 5) que sur la matrice ADN simple brin (puits 6); pour ces deux matrices, l'enzyme sauvage induit la synthèse de nombreux transcrits abortifs. Ces résultats montrent que le remplacement de l'arginine 627 par une alanine confère à l'enzyme mutante la possibilité de synthétiser de l'ARN à partir d'une matrice ARN et induit la perte de capacité à synthétiser de l'ARN à partir d'une matrice ADN. Exemple 3 : Extension d'amorces ARN sur des matrices ARN et ADN par la T7 ARN polvmé- rase mutée R627A. Les systèmes matriciels utilisés sont présentés schématiquement figure 3a. Le système d'élongation sur matrice ADN simple brin comprend un brin matrice (a) de 50 bases (séquence exemple 2) et hybridé aux amorces (ARN 9 ( séquence 5' GGGUUGGCC 3') et ARN 18 ( séquence 5' GGGUUGGCCGCAGUGUUC3')) de la position +1 à +9 et +1 à +18, respectivement. Le système d'élongation sur ARN simple brin comprend un brin matrice (b) de 50 bases (séquence exemple 2) et hybridé aux amorces ARN 9 et ARN 18 (séquences identiques). La taille des produits d'élongation est environ de 33 bases. Les réactions d'extension se font dans un volume de 20R1 Elles sont réalisées à 37"C dans un tampon dérivé de celui décrit par Maslak et col (M. Maslak, C. T. Martin, Biochemistry 33, 6918 (1994)) (30mM Hepes (acide), 25 mM KOH, 100 mM glutamate, 0,25 mM EDTA, 0,05 % tween-20, pH7,8) contenant 40 unités de "RNA guard" porcine (Pharmacia) 6mM d'acétate de magnésium et 0,4 mM des quatre nucléosides triphosphates. La T7 ARN polymérase sauvage est utilisée à 0,5 ,uM (100 ng), la T7 ARN polymérase mutée à 3,65M (730 ng). Les amorces ARN de 9 et 18 nucléotides sont marqués au y 32P-ATP puis purifiées. La concentration des acides nucléiques est de 1011 copies de matrices et d'amorces soit (0,16 pmoles de chaque). Les tubes sont incubés 5 minutes à 65"C dans un bloc chauffant puis ramenées progressivement à 37"C. La réaction est initiée par addition de l'enzyme pendant 1 heure et arrêtée par ajout d'un volume égal de Bleu de Formamide 2X ( 90 % fbrmamide, 25 mM EDTA; 0,02 % xylène cyanol, 0,02 % bleu de bromophénol. Après dénaturation 5 minutes à 65"C, la moitié de la réaction d'extension est déposée sur gel de polyacrylamide 20 % urée 7M TBE 1X puis après migration le gel est autoradiographié. La figure 3b (profils d'électrophorèse) montre les résultats d'élongation obtenus avec la T7 ARN polymérase mutée (puits là 4) et la T7 ARN polymérase sauvage (puits 5 à 8) sur les matrices ARN simple brin (puits 1-2-5-6) et les matrices ADN simple brin (puits 3-4-78), avec les amorces ARN 18 (puits 1-3-5-7) et ARN 9 (puits 2-4-6-8). La T7 ARN polymérase mutée permet l'élongation de l'amorce ARN 18 sur matrice ARN simple brin (puits 1) . On observe un produit d'élongation de taille attendue (33 bases) ainsi que des produits plus courts mais également des produits de taille supérieure. Si la T7 ARN polymérase mutée R627A est capable d'élongation avec une amorce de 18 ribonucléotides (puits 1), elle n'est pas capable d'élongation avec une amorce ARN de 9 bases (puits 2). A contrario, sur cette matrice ARN simple brin, la T7 ARN polymérase sauvage est incapable d'élongation avec des amorces ARN, indépendamment de la taille de l'amorce (puits 5 et 6, amorces ARN 18 et ARN 9). De plus, sur les matrices ADN simple brin (puits 3 et 4) la T7 ARN polymérase mutée R627A ne permet pas d'obtenir de produits d'élongations de 33 bases, indépendamment de la taille de l'amorce (puits 3 et 4, amorces ARN 18 et ARN 9). A contrario, Enzyme sauvage permet rélongation des amorces ARN 18 et ARN 9 (puits 7-8) sur la matrice ADN simple brin, utilisant plus efficacement ramorce de courte taille (puits 8). Ces résultats montrent que le remplacement de l'arginine 627 par une alanine confère à l'enzyme mutante la possibilité de synthétiser de L'ART à partir d'une matrice ARN, en particulier en présence d'une amorce ARN de taille relativement grande, et induit la perte de capacité à synthétiser de l'ARN à partir d'une matrice ADN, en particulier en présence d'une amorce ARN de petite taille. REVENDICATIONS 1. ARN polymérase capable de transcrire un segment polynucléotidique d'intérêt de séquence quelconque contenu dans une matrice polynucléotidique, en synthétisant, en présence de ladite malice, un produit de transcription contenant une séquence d'ARN complémentaire de la séquence dudit segment polynucléotidique d'intérêt, caractérisée par le fait qu'elle est capable de synthétiser ledit produit de transcription avec un meilleur rendement lorsque ladite séquence d'intérêt contenue dans la matrice est constituée d'ARN que lorsque ladite séquence d'intérêt contenue dans la matrice est constituée d'ADN. 2. ARN polymérase selon la revendication 1, caractérisée par le fait que le rapport, exprimé en %, du rendement en produit de transcription de la matrice ARN au rendement en produit de transcription de la matrice ADN est supérieur à 70 %, notamment supérieur à 85 %, et en particulier supérieur à 95 %. 3. ARN polymérase selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisée par le fait qu'elle possède l'une au moins des propriétés suivantes: - elle est capable d'effectuer l'élongation d'une amorce oligonucléotidique lorsque celle-ci est hybridée avec une matrice d'ARN, - elle est capable de transcrire une séquence d'ARN d'une matrice comprenant, en amont de ladite séquence, un promoteur pour ladite ARN polymérase. 4. ARN polymérase selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisée par le fait qu'elle dérive par mutation d'une ARN polymérase de virus ou de phage. 5. ARN polymérase selon la revendication 4, caractérisée par le fait que ledit phage est un phage de E. coli. 6. ARN polymérase selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisée par le fait qu'elle possède une homologie de séquence protéique supérieure à 50 %, et en particulier supérieure à 80 % avec une ARN polymérase de type sauvage de la famille des ARN polymérases ADN-dépendantes incluant la T7 ARN polymérase, la T3 ARN polymérase et la SP6 ARN polymérase. 7. ARN polymérase selon la revendication 6, caractérisée par le fait qu'elle contient au moins une mutation dans une région correspondant à la séquence d'acides aminés 625-652 de la T7 ARN polymérase. 8. ARN polymérase selon la revendication 7, caractérisée par le fait qu'elle a la composition d'une ARN polymérase ADN-dépendante de type sauvage, à l'exception du fait qu'elle compote au moins une mutation dans ladite région. 9. ARN polymérase selon la revendication 7 ou 8, caractérisée par le fait qu'elle comporte au moins une mutation en une position correspondant à l'une des positions 627, 628, 63 l, 632 et 639 de la séquence d'acides aminés de la T7 ARN polymérase. 10. ARN polymérase selon l'une quelconque des revendications 7 à 9, caracténsée par le fait que ladite mutation comprend le remplacement d'un résidu d'acide aminé, choisi parmi l'arginine, la lysine, la sérine et la tyrosine, de l'ARN polymérase de type sauvage par un autre résidu d'acide aminé. 11. ARN polymérase selon la revendication 10, caractérisée par le fait que ledit acide aminé remplacé est une arginine ou une lysine et/ou par le fait que ledit autre résidu d'acide aminé est un résidu d'alanine, de valine, de leucine, d'isoleucine, de glycine, de thréonine ou de séline. 12. ARN polymérase selon l'une quelconque des revendications 7 à 11, caractérisée par le fait que ladite mutation comprend le remplacement de tout ou partie de ladite région par une région homologue présente dans une polymérase ARN-dépendante de type sauvage. 13. ARN polymérase selon l'une quelconque des revendications précédentes, caractérisée par le fait qu'elle est capable de fonctionner sans cofacteur protéinique associé. 14. Gène codant pour une ARN polymérase telle que définie par l'une quelconque des revendications précédentes. 15. Vecteur d'expression dans lequel est inséré un gène tel que défini dans la revendication précédente, ledit vecteur étant capable d'exprimer ladite ARN polymérase dans une cellule-hôte. 16. Cellule-hôte contenant un vecteur d'expression tel que défini dans la revendication précédente. 17. Procédé d'obtention d'une ARN polymérase telle que définie dans l'une quelconque des revendications 1 à 13, caractérisé par le fait : a) que l'on obtient de façon connue un gène codant pour une ARN polymérase de type sauvage, b) que l'on effectue au moins une mutation sur ledit gène, c) que l'on insère le gène muté obtenu dans un vecteur d'expression, d) que l'on fait s'exprimer ledit vecteur dans une cellule-hôte pour obtenir une ARN polymérase mutée et e) que l'on sélectionne parmi les ARN polymérases mutées obtenues celles qui présentent l'une au moins des propriétés d'une ARN polymérase telle que définie dans l'une quelconque des revendications 1 à 3. 18. Utilisation d'une ARN polymérase telle que définie par l'une quelconque des r evendications I à 13, dans un procédé de transcliption d'un segment polynucléotidique d'intérêt ayant une séquence quelconque, ledit segment, de type ARN, étant contenu dans une matlice polynucléotidique, pour synthétiser, en présence de ladite matrice, un produit de transcription contenant une séquence d'ARN complémentaire de la séquence dudit segment polynucléotidique d'intérêt. 19. Utilisation selon la revendication précédente, caractérisée par le fait que l'on opère en présence d'une amorce oligonucléotidique contenant au moins 10 nucléotides, et que ledit produit de transcription résulte de l'élongation de ladite amorce. 20. Utilisation selon la revendication précédente, caractérisée par le fait que ladite amorce est une amorce de type ARN. 21. Utilisation selon la revendication 18, caractérisée par le fait que ladite matrice polynucléotidique comprend, en amont dudit segment polynucléotidique d'intérêt, un promoteur reconnu par ladite ARN polymérase, et que ledit produit de transcription est un ARN complémentaire d'une séquence de la matrice commençant en un site d'initiation de la transcription pour ledit promoteur.