Brevet FR2754828A1 — publié le 19980424

STRUCTURE MEMBRANAIRE ARTIFICIELLE, PROCEDE ET POLYMERE POUR SA PREPARATION, PROCEDE DE PREPARATION DE CE POLYMERE, PARTICULE ET FILM COMPRENANT CETTE STRUCTURE. L'invention concerne une structure membranaire artificielle analogue aux membranes plasmiques naturelles fixées sur un cytosquelette, telles qu'on les retrouvent chez les cellules eucaryotes, notamment chez les érythrocytes et les dérivés des cellules eucaryotes que constituent les virus enveloppés. Les membranes plasmiques naturelles (cf. par exemple MOLECULAR BIOLOGY OF THE CELL, third Edition, 1994, Bruce Alberts et al., Garland Publishing, New-york, USA ou THE MEMBRANES OF CELLS, Philip YEAGLE, 1987, Académic Press Inc. San Diego, USA) comprennent une bicouche lipidique (principalement phospholipidique) formant une phase lyotrope lamellaire stable incorporant des molécules amphiphiles et des protéines maintenues ensemble par des interactions lyotropiques stables non covalentes (faisant intervenir principalement des liaisons dites "hydrophobes"). Les molécules amphiphiles sont arrangées en une double couche continue ayant une épaisseur de l'ordre de 4 à 5 nm à l'étant de cristal liquide et de mosaïque fluide (cf. Singer et Nicholson, Science, Vol. 175, 720 (1972)) qui sert de barrière imperméable à la plupart des grosses molécules polaires neutres dont les sucres, et aux ions minéraux, tout en étant perméable aux molécules hydrophobes (notamment l'oxygène), et aux petites molécules polaires neutres (notamment l'eau, l'urée, le glycérol). Les protéines transmembranaires des membranes naturelles permettent notamment de transporter de façon sélective à travers la bicouche les ions, les sucres... Les membranes plasmiques naturelles portent également des systèmes gérant les échanges avec l'extérieur (en général des protéines ou des sucres). Les membranes plasmiques naturelles des cellules eucaryotes sont fixées sur un cytosquelette (réseau de protéines filamentaires) qui stabilise la membrane plasmique de l'intérieur. La fixation fait intervenir un ensemble de liaisons spécifiques entre des protéines ancrées dans la membrane et des protéines du cytosquelette. Ainsi, les enveloppes des virus enveloppés sont formées d'une membrane plasmique fixée sur la capside du virus par des protéines spécifiques d'enveloppe virale capables de se lier avec les protéines de la capside. Egalement, la membrane des érythrocytes est fixée sur un cytosquelette fibreux, par l'intermédiaire d'une protéine, la bande 3, capable de se lier avec l'ankyrine du cytosquelette, ce qui lui confère une forme biconcave (qui se transforme en sphérocyte lorsque la fixation est défaillante). Dès lors, les membranes plasmiques fixées possèdent non seulement les propriétés fondamentales propres aux bicouches lipidiques, mais également elles peuvent présenter une morphologie complexe (notamment avec une surface spécifique considérable, par exemple les cellules intestinales dotées de microvillosités, ou les axones des neurones) et possèdent, du fait de la fixation de la bicouche sur le cytosquelette, des propriétés mécaniques remarquables, notamment de résistance et de stabilité. En outre, le système de fixation préserve la fluidité latérale de la bicouche et les membranes fixées conservent la propriété d'être autoscellables comme le sont les liposomes, c'est-à-dire sont capables de se refermer spontanément, notamment après avoir subi une perforation. Compte-tenu de l'importance de ces propriétés, propres aux membranes plasmiques fixées, il serait hautement souhaitable de pouvoir obtenir des structures artificielles analogues. Or, si l'on sait depuis longtemps réaliser des structures artificielles formées d'une bicouche lipidique (par exemple les liposomes), on n'est pas parvenu jusqu'à maintenant, de façon simple et compatible avec des contraintes industrielles, à préparer des structures membranaires artificielles mimant les membranes plasmiques naturelles des cellules eucaryotes fixées. En effet, le cytosquelette, les protéines permettant de fixer la bicouche sur le cytosquelette, et les liaisons spécifiques de ces protéines avec le cytosquelette sont extrêmement complexes à manipuler et à mettre en oeuvre artificiellement. Ainsi, la publication "Molecular Architecture and Function of Polymeric Oriented Systems Models for the Study of Organization, Surface Recognition, and Dynamics of Biomembranes", Helmut Ringsdorf et ai., Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 27 (1988) 113-158 décrit les systèmes supramoléculaires artificiels connus et indique les procédés envisageables pour simuler une membrane fixée sur un cytosquelette (≈4.8.215 p 136-138) 1 - associer par liaisons covalentes directes des réseaux de polymères linéaires faisant office de squelette à l'une des couches de la bicouche lipidique, 2 - remplir l'intérieur d'un liposome d'un gel polymère formant un réseau tridimensionnel qui n'est pas lié à la bicouche lipidique, 3 - associer par interactions électrostatiques directes des réseaux de polymères linéaires polyioniques faisant office de squelette à l'une des couches de la bicouche lipidique dont les têtes polaires sont également ioniques. Le premier procédé ne permet d'obtenir que des liposomes polymérisés sphériques stabilisés, et n'autorise pas la réalisation d'une structure membranaire de forme quelconque et autoscellable. En outre, la bicouche présente des portions polymérisées dans lesquelles la fluidité latérale est absente, et des portions non polymérisées qui restent fragiles. Ainsi, ce premier procédé fournit une structure qui ne peut pas présenter les diverses propriétés sus-mentionnées d'une membrane plasmique fixée. Le deuxieme procédé ne permet aussi d'obtenir que des lîposomes sphériques à coeur solide entouré d'une bicouche lipidique qui n'est pas liée au coeur solide. Ce procédé ne permet donc pas d'obtenir une structure de forme quelconque et/ou possédant les propriétés sus-mentionnées et les avantages d'une membrane plasmique fixée. Le troisième procédé nécessite l'utilisation d'une bicouche de phospholipides ioniques spécifiques peu courants qui altèrent les propriétés fondamentales (étanchéité et perméabilité sélectives et fluidité latérale) de la bicouche. En outre, la combinaison du premier et du troisième procédé décrite à la figure 43 de cette publication, cumule les inconvénients de chacun d'eux. Dans tous les cas, ces procédés imposent l'utilisation de monomères et de polymères spécifiques et ne permettent donc pas l'obtention d'une structure membranaire artificielle comprenant un substrat solide de nature et de formes diverses, pouvant être adaptées selon les applications. Dans tout le texte, on adopte la terminologie et les définitions suivantes - membrane fonctionnelle : toute phase lamellaire lyotrope, notamment une bicouche de composés amphiphiles, - membrane fixée sur un substrat : membrane liée par des liaisons ioniques et/ou covalentes et/ou lyotropiques sur un substrat, - liaisons, complexations, interactions lyotropiques : toutes interactions de faible énergie entre composés amphiphiles, s'organisant en une structure ordonnée en présence d'eau, notamment hydrophobes, ioniques, hydrogène, van der waals, ou combinant de telles interactions, - liaison, complexation ou interaction polyélectrolytique : liaison mettant en jeu en milieu polaire une pluralité de dipôles électrostatiques formés par des groupes ionisés, - structure artificielle analogue à une membrane plasmique naturelle fixée : structure obtenue par synthèse présentant les propriétés fonctionnelles fondamentales d'une membrane naturelle fixée sur un cytosquelette : étanchéité et perméabilité sélectives, structure de mosaïque fluide (fluidité latérale), polymorphisme, résistance, stabilité, caractère autoscellable. Dans ce contexte, 1 invention vise à proposer une structure membranaire artificielle analogue aux membranes plasmiques naturelles fixées présentant une membrane fonctionnelle stable (c'est-à-dire possédant des propriétés de fluidité latérale bidimensionnelle, et d'étanchéité et de perméabilité sélectives) fixée sur un substrat en phase solide, notamment un substrat poreux formé d'un réseau de polymères, dont la nature et les formes peuvent être diverses. L'invention vise également à proposer un procédé de préparation d'une telle structure membranaire simple et compatible avec des contraintes industrielles de mise en oeuvre ; une particule ou un film synthétique supramoléculaire comprenant une telle structure membranaire et leurs applications ; un polymère pouvant servir de composé bifonctionnel de fixation dans une telle structure membranaire ; un procédé de préparation de ce polymère ; un médicament ; et les applications thérapeutiques de cette structure membranaire, et de ces particules. Pour ce faire, l'invention concerne une structure membranaire artificielle analogue aux membranes plasmiques naturelles fixées, caractérisée en ce qu'elle comprend - un substrat en phase solide présentant une surface dotée d'une densité superficielle de charges électriques, - une membrane fonctionnelle stable de composés amphiphiles et qui présente une surface libre s'étendant à l'opposé du substrat, ladite surface étant adaptée pour pouvoir être placée au contact d'un milieu, dit milieu externe, avec une forme telle qu'elle ne circonscrit pas ce milieu externe, - au moins un composé bifonctionnel de fixation de la membrane fonctionnelle sur le substrat, inséré entre la membrane fonctionnelle et le substrat, et dont la structure chimique comprend au moins une chaîne polyionique adaptée pour coopérer par complexation polyélectrolytique avec la densité superficielle de charges électriques du substrat, au moins un ligand membranaire lié par liaison covalente à une telle chaîne polyionique, et adapté pour former une liaison lyotropique stable non covalente avec les composés amphiphiles de la membrane fonctionnelle, sans affecter significativement les propriétés fonctionnelles de la membrane fonctionnelle. Une telle structure membranaire artificielle présente ainsi tout à la fois les propriétés de la membrane fonctionnelle (étanchéité et perméabilité sélectives et fluidité latérale) et les propriétés de polymorphisme et les propriétés mécaniques qui dépendent de la nature du substrat choisi. I1 est à noter que selon l'invention la surface libre de la membrane fonctionnelle s'étendant au contact du milieu externe permet de gérer les échanges avec ce milieu externe. Cette surface libre ne circonscrit pas le milieu externe, c'est-à-dire n'est pas refermée autour de ce milieu avec lequel elle est en contact, et ce contrairement au cas d'un liposome cationique entouré d'une structure polymérique. En particulier, la surface libre de la membrane d'une structure membranaire selon l'invention est distincte d'une sphère concave, et est destinée à venir au contact d'un milieu externe qui est distinct d'une cavité sphérique interne close. Autrement dit, la surface libre de la membrane de la structure membranaire selon l'invention est telle qu'elle peut présenter une surface d'enveloppe théorique qui s'étend intégralement à l'opposé du substrat et qui est plane ou convexe à convexité orientée dans le direction opposée au substrat. En général, la surface libre de la membrane sera elle-même plane ou convexe à convexité orientée à l'opposé du substrat. Néanmoins, dans certains cas particuliers, il est possible que cette surface libre puisse présenter des parties concaves à concavité orientée vers l'extérieur. La membrane fonctionnelle de la structure membranaire selon 1 invention réalise ainsi une barrière de protection à étanchéité et à perméabilité sélectives prédéterminées qui sépare et protège les composés bifonctionnels de fixation et le substrat ainsi que leurs interactions polyélectrolytiques, du milieu externe. En outre, la membrane fonctionnelle, et plus généralement la structure membranaire, est parfaitement stable et peut être manipulée sans précaution particulière, y compris lorsque le substrat est poreux. Les composés amphiphiles de la membrane fonctionnelle peuvent être formés de tous composés amphiphiles, de préférence globalement neutres (ne portant pas de charge électrique nette), aptes à former une membrane fonctionnelle, notamment une bicouche, présentant l'état de mosaïque fluide. La membrane est principalement constituée des composés amphiphiles organisés en bicouche, mais peut incorporer néanmoins tout autre composé, en proportions plus ou moins importantes, présentant des propriétés spécifiques, et qui est compatible avec la bicouche, c'est-à-dire en préserve les propriétés fonctionnelles et la stabilité. Avantageusement et selon l'invention, les composés amphiphiles de la membrane sont des composés phospholipidiques d'origine naturelle ou synthétique notamment de la famille des phosphatidylcholines- à chaînes grasses comprenant entre 12 et 22 atomes de carbone saturées ou insaturées, notamment entre 16 et 18 atomes de carbone. Les composés amphiphiles de la membrane peuvent comprendre, outre des phospholipides, une proportion plus ou moins importante des composés appartenant aux familles suivantes, seuls ou en mélange la sphingomyéline ; les gangliosides ; les glycolipides les céramides ; le di O-alkyl ; les stérols (cholestérol, ergostérol...). La structure membranaire selon l'invention peut comprendre un seul composé bifonctionnel de fixation, ou en variante, un mélange de plusieurs composés bifonctionnels de fixation de natures distinctes. Avantageusement et selon l'invention, la structure membranaire comprend au moins un composé bifonctionnel de fixation dont la structure chimique comprend au moins une pluralité de ligands membranaires, notamment une pluralité de ligands membranaires semblables ou identiques. Selon l'invention, ces ligands membranaires sont répartis sur la molécule du composé bifonctionnel de fixation à une distance les uns des autres qui est supérieure à celle séparant les composés amphiphiles qui se jouxtent dans une couche de la membrane fonctionnelle, de sorte que cette membrane présente des composés amphiphiles qui ne sont pas liés à un ligand membranaire. En outre, avantageusement et selon l'invention, le composé bifonctionnel de fixation présente un nombre de charges ioniques unitaires de même signe aptes à coopérer par complexation polyélectrolytique avec la densité superficielle de charges électriques du substrat, qui est supérieur au nombre de ligands membranaires. Avantageusement et selon l'invention, les charges ioniques sont réparties sur la molécule du composé bifonctionnel de fixation à une distance les unes des autres qui est inférieure à la plus petite distance séparant deux ligands membranaires. Avantageusement et selon l'invention, les ligands membranaires sont choisis parmi les phospholipides, les acides gras, les isoprénoïdes, les peptides, les amines grasses, les éthers, les stérols, les terpènes, les glycolipides, les shingolipides, les gangliosides, les céramides. En particulier, les ligands membranaires peuvent être composés d'une branche lipidique -notamment phospholipidique- similaire aux composés amphiphiles de la membrane fonctionnelle, et d'une branche de liaison reliant par liaisons covalentes cette branche lipidique à la chaîne polyionique du composé bifonctionnel de fixation. De la sorte, la branche lipidique du ligand membranaire s'insère dans la couche en regard de la bicouche formant la membrane fonctionnelle, et est donc liée par des interactions lyotropiques au sein de cette membrane fonctionnelle. Avantageusement et selon l'invention, les composés bifonctionnels de fixation sont formés d'oligomères ou de polymères polyioniques. A titre de composés bifonctionnels de fixation polycationiques utilisables dans l'invention, on peut citer : les protéines et les peptides polycationiques ; les oligo et polysaccharides polycationiques ; les polyamines ; les polymères synthétiques polycationiques. A titre de composés bifonctionnels de fixation polyanioniques utilisables dans l'invention, on peut citer : les protéines et peptides polyanioniques les oligo et polysaccharides polyanioniques ; les polyacides ; les polymères synthétiques polyanioniques. En outre, avantageusement et selon l'invention, les charges électriques du substrat sont négatives, et les composés bifonctionnels de fixation présentent une structure polycationique. Néanmoins, l'inverse est possible. Avantageusement et selon l'invention, la structure comprend au moins un composé bifonctionnel de fixation dont la structure chimique comprend au moins un groupe choisi parmi un peptide, un polypeptide, une protéine ou un oside. En particulier, avantageusement et selon l'invention, tous les composés bifonctionnels de fixation de la structure membranaire selon l'invention présentent cette structure chimique, de sorte que la structure membranaire est biocompatible. Par ailleurs, avantageusement la structure membranaire selon l'invention est caractérisée en ce qu'elle comprend au moins une polyamine à titre de composé bifonctionnel de fixation. En effet, une telle polyamine est un composé relativement courant et facile à manipuler, y compris à l'échelle industrielle. Avantageusement et selon l'invention, on utilise une polyamine dont la structure chimique comprend au moins un groupe choisi parmi un peptide, un polypeptide, une protéine ou un oside. De la sorte, le composé bifonctionnel de fixation présente l'avantage d'une bonne biocompatibilité et est facilement manipulable à l'échelle industrielle et de faible coût. En particulier, une structure membranaire selon l'invention comprend une polylysine-succinophospholipidique, c est-à-dire dont une partie des groupes aminés porte un ligand succinophospholipidique -notamment N-succinylphosphatidyléthanolamine- à titre de composé bifonctionnel de fixation. Avantageusement et selon l'invention, la polylysine succinophospholipidique présente un poids moléculaire de polylysine de départ compris entre 10000 et 50000, et un taux de greffage des fonctions amines par les ligands membranaires compris entre 1 % et 20 %. Le substrat solide d'une structure membranaire selon l'invention peut être choisi parmi les solides suivants - des substrats polyanioniques les polymères réticulés : les acides nucléiques, ADN, ARN ; les protéines polyanioniques polyaspartate, polyglutamate, protéines sialées ; les polysaccharides polyanioniques : acide hyaluronique, acide alginique, xanthane, héparine, et dérivés acides (phosphate, sulfonate, sulfate carboxyméthyl, succinate...) de polysaccharides neutres tels que la cellulose, l'amidon, le dextrane ; les polymères synthétiques (nylon, silicone...) dérivés par des fonctions anioniques. Tous ces polymères ne peuvent être utilisés que sous forme solide et donc réticulée. La réticulation peut être de nature covalente ou ionique. Cette réticulation doit être réalisée avant l'établissement de la membrane fonctionnelle. La réticulation peut en particulier être provoquée par une complexation polyélectrolytique entre le polymère polyanionique et un polymère polycationique, ce dernier pouvant être éventuellement une chaîne polycationique des composés bifonctionnels euxmêmes. portions de peau, cuir, muqueuses, phanères (poil...), membrane cellulaire, fibres naturelles (coton, laine, papier...), . le verre, la silice, . les tectosilicates anioniques, les particules et membranes anioniques échangeuses de cations. - des substrats polycationiques les protéines polycationiques polylysine, poly-arginine, protamine, histone, les polysaccharides polycationiques chitosan, DEAE dextrane, polymères synthétiques dérivés par des fonctions basiques (DEAE Nylon), l'alumine, les tectosilicates cationiques, les particules et membranes cationiques échangeuses d'anions. En outre, la membrane fonctionnelle d'une structure membranaire selon l'invention peut présenter au moins un composé d'interaction avec ledit milieu externe. Ce composé d'interaction est lié à la membrane fonctionnelle par toute liaison appropriée de façon à s'étendre au sein du milieu externe à partir de la surface libre de la membrane fonctionnelle. Avantageusement, la structure membranaire comporte un composé d'interaction choisi parmi un peptide, une protéine, un glucide, une glycoprotéine. Ces composés d'interation avec le milieu extérieur peuvent être des anticorps mono ou polyclonaux, des ligands de reconnaissance (transferrine, facteur de croissance, hormone, sucre, marqueurs immunologiques), des récepteurs, des protéines de transport, des enzymes ou encore des protéines de fusion. Un composé d'interaction peut être lié à au moins un ligand membranaire d'un composé bifonctionnel de fixation par une liaison covalente, ou au contraire peut être lié par interactions lyotropiques stables non covalentes avec des composés amphiphiles au sein de la membrane fonctionnelle. La membrane fonctionnelle d'une structure membranaire selon l'invention formée d'une bicouche de composés amphiphiles s'étend sur une épaisseur inférieure à 5 nm, notamment de l'ordre de 4 à 5 nm. En outre, avantageusement et selon l'invention, le substrat présente des pores de dimensions moyennes supérieures à 5 nm et inférieures à 0,5 um. De la sorte, on évite notamment une invasion des pores du substrat par la bicouche de composés amphiphiles. Une telle structure membranaire selon l'invention peut être utilisée pour l'obtention d'un médicament. En effet, la structure membranaire selon l'invention étant analogue aux membranes plasmiques naturelles de type fixées, en présente les propriétés, et peut donc être utilisée comme membrane plasmique artificielle dans des médicaments ou des compositions thérapeutiques, en particulier pour la thérapie génique. En outre, une structure membranaire selon l'invention peut servir pour préparer des particules synthétiques supramoléculaires. Ainsi, l'invention s'étend à une particule synthétique supramoléculaire, caractérisée en ce qu'elle comprend une structure membranaire selon l'invention formant sa périphérie externe et délimitant un volume interne, la membrane fonctionnelle de la structure membranaire présentant une surface libre qui s'étend à l'extérieur de la particule, et qui est destinée à être placée au contact d'un milieu externe. Dans une particule selon l'invention, le substrat occupe au moins substantiellement tout le volume interne de la particule, ou en variante, une partie seulement du volume interne de la particule. En outre, le substrat peut avantageusement être formé d'une matrice polymérique poreuse synthétique notamment d'ADN ou d'ARN réticulé-. La particule selon l'invention peut renfermer une composition liquide, notamment une composition thérapeutique- dans son volume interne. Avantageusement et selon l'invention, le volume interne est entièrement occupé par un substrat formé d'une matrice polymérique poreuse synthétique qui incorpore au sein de ses pores une composition liquide. En outre, dans une particule selon l'invention, la membrane fonctionnelle peut être adaptée pour présenter une cinétique de libération de la composition liquide selon un profil prédéterminé. Il suffit en effet de choisir la constitution de la membrane fonctionnelle pour obtenir l'étanchéité et la perméabilité sélectives recherchées en vue de l'obtention de cette cinétique, et ce de façon connue en soi (par exemple dans le cas des liposomes). Une particule selon l'invention peut présenter une dimension moyenne comprise entre 10 nm et 5 mm. Une particule selon l'invention peut faire l'objet de diverses applications, notamment à titre de médicament. Ainsi, l'invention s'étend également à un médicament caractérisé en ce qu'il comprend au moins une particule selon l'invention. L'invention s'étend également à un film synthétique supramoléculaire caractérisé en ce qu'il comprend une structure membranaire selon l'invention. Le film selon l'invention peut en outre incorporer un ionophore permettant de transporter sélectivement des ions à travers la bicouche. Ainsi, un film selon l'invention peut être formé d'une portion d'une structure membranaire selon l'invention non refermée sur elle-même, c'est-à-dire en forme générale de nappe. Un film selon l'invention est avantageusement au moins sensiblement plan, mais peut présenter une certaine flexibilité. Un film selon l'invention peut faire l'objet de diverses applications notamment à titre de séparateur ou d'extracteur de composés. L'invention s'étend donc aussi à l'application d'un film selon l'invention pour extraire ou séparer des sels et/ou des ions à partir d'une solution liquide par filtration. L'invention s'étend également à un polymère polycationique de pureté supérieure à 95 % doté d'une pluralité de ligands lipidiques aptes à former une liaison lyotropique stable non covalente avec une membrane fonctionnelle stable de composés amphiphiles, de sorte que ce polymère peut faire office de composé bifonctionnel de fixation de la membrane fonctionnelle sur le substrat d'une structure membranaire selon l'invention. Le polymère selon l'invention peut être formé d'une polyamine polycationique comprenant des ligands phospholipidiques greffés sur une partie des atomes d'azote des groupes amines. En particulier et selon l'invention, le polymère est formé de polylysine, notamment une Lpolylysine succinophospholipidique telle que la polylysine N-succinyl-phosphatidyléthanolamine. L'invention s'étend également au procédé de préparation d'un polymère polycationique doté d'une pluralité de ligands lipidiques aptes à former une liaison lyotropique stable non covalente avec une membrane fonctionnelle stable de composés amphiphiles, de sorte que ce polymère peut faire office de composé bifonctionnel de fixation de la membrane fonctionnelle sur le substrat d'une structure membranaire selon l'invention, caractérisé en ce qu'après avoir effectué les opérations de synthèse chimique permettant l'obtention de la molécule du polymère, on le met en contact d'un citrate dans un solvant polaire de façon à obtenir une précipitation du polymère. On a en effet constaté avec surprise qu'un tel polymère peut être purifié de façon extrêmement simple par simple adjonction de citrate dans un solvant polaire en présence de ce polymère, ce qui entraîne sa précipitation. La purification des composés bifonctionnels de fixation tels que les polylysines-NSPE est délicate car ces composés présentent des parties polaires ioniques et des parties hydrophobes. En conséquence, ils ne sont solubles ni dans l'eau ni dans les solvants organiques apolaires. Ils sont en revanche solubles dans les solvants organiques polaires comme le DMSO. Ces molécules interagissent de plus très fortement avec tous les supports chromatographiques usuels et ce beaucoup plus fortement, par exemple, que les polylysines de départ. Les techniques d'extraction et de purification usuelles par extraction liquide ou par chromatographie sont donc pratiquement inutilisables. Au contraire, la précipitation par le citrate présente l'avantage d'être rapide et quantitative. Le précipité obtenu est stable et peut être lavé facilement avec plusieurs types de solvant pour éliminer les contaminants. De plus, la précipitation est sélective des polycations et n'entraîne pas de produits annexes. Il est à noter en outre que la précipitation par le citrate est facilement reversible et ce quantitativement. La réversion se fait en jouant soit sur le pH soit sur la force ionique et conduit à une molécule non altérée parfaitement fonctionnelle. Le citrate libéré s'élimine facilement par dialyse et ne vient pas perturber l'utilisation ultérieure du composé. Enfin, le citrate est un produit naturel, bon marché, complètement non toxique et d'une simplicité d'emploi remarquable. Le procédé de purification au citrate permet donc d'envisager de réaliser sans problème l'extraction et la purification des composés bifonctionnels de fixation tels que les polylysines-NSPE à une échelle industrielle ce qui n'était pas envisageable avec les procédés traditionnels. L'invention s'étend aussi au procédé de préparation d'une structure membranaire selon l'invention, qui est caractérisé en ce qu'on prépare tout d'abord une suspension aqueuse des composés bifonctionnels de fixation de la façon suivante - on prépare une solution des composés bifonctionnels de fixation dans le DMSO, - on prépare une solution aqueuse comprenant du moins un détergent non ionique, à une concentration supérieure à sa concentration micellaire critique, - on ajoute la solution des composés bifonctionnels de fixation dans la solution aqueuse. Il est à noter que les composés bifonctionnels de fixation tels que les polylysines-NSPE sont des composés amphiphiles insolubles dans l'eau et dans les solvants organiques apolaires. Lorsque ces composés sont obtenus à l'état sec après purification au citrate, il est pratiquement impossible de les dissoudre ou même de les suspendre directement dans des solutions aqueuses même en présence d'une concentration élevée de détergent non ionique. De plus, le peu de composé qui semble se disperser ne paraît pas présenter les propriétés attendues ctest-à- dire la capacité à former des complexes polyélectrolytiques. Les inventeurs ont constaté avec surprise qu'il est possible d'obtenir une solubilisation des composés bifonctionnels de fixation en milieu aqueux en le dissolvant d'abord dans le DMSO puis en injectant sous agitation cette solution dans une solution aqueuse de détergent. En outre, les composés bifonctionnels de fixation, tels que la polylysine-NSPE, ainsi solubilisés dans le DMSO possèdent bien les propriétés de complexation polyélectrolytique attendues. Dans une première variante de l'invention, le procédé est en outre caractérisé en ce qu'on ajoute ensuite dans ladite suspension aqueuse une composition de polymères polyioniques aptes à former un substrat solide par réticulation polyélectrolytique avec les chaînes polyioniques des composés bifonctionnels de fixation. Avantageusement, dans cette première variante, le procédé est en outre caractérisé en ce que - on introduit des composés amphiphiles aptes à former une membrane fonctionnelle soit dans la solution aqueuse du détergent, soit dans la suspension aqueuse avant ou après adjonction de la composition de polymères polyioniques, et de façon à ce que la concentration du détergent reste supérieure à sa concentration micellaire critique, - on élimine ensuite le détergent de la suspension. Dans cette première variante, le substrat solide est donc formé d'un polymère polyionique réticulé lors de la préparation de la structure membranaire, par les composés bifonctionnels de fixation eux-mêmes. Tel est le cas en particulier d'un substrat formé d'acide nucléique (ADN ou ARN) réticulé. Dans cette variante, il est nécessaire de prévoir initialement une concentration de détergent supérieure à la CMC pour assurer au préalable la réticulation du substrat par formation des complexations polyélectrolytiques avec les chaînes polyioniques des composés bifonctionnels, puis, dans un deuxième temps lors de l'élimination du détergent, la formation de la membrane fonctionnelle. Il est à noter que cela permet en particulier de former la membrane à l'extérieur du substrat solide réticulé et non l'inverse. Cette première variante du procédé de préparation de la structure membranaire selon l'invention est plus particulièrement applicable lorsque le substrat est de relativement faible dimension, c'est-à-dire de dimension globale moyenne inférieure à 1 um. Par exemple, cette première variante du procédé de préparation selon l'invention permet de réaliser des particules de dimension moyenne de l'ordre de 50 à 200 nm incorporant un noyau d'ADN à titre de substrat, sur lequel une membrane fonctionnelle est fixée. Ces particules sont donc des virus artificiels. L'invention s'étend également à une autre variante du procédé de préparation de la structure membranaire selon l'invention qui est plus particulièrement applicable dans le cas où le substrat est de plus grande dimension, c'est-à-dire de dimension globale moyenne supérieure à 1 pm. Dans cette deuxième variante, le procédé de préparation est caractérisé en ce que - on introduit des composés amphiphiles aptes à former une membrane fonctionnelle soit dans ladite solution aqueuse du détergent, soit dans ladite suspension aqueuse, - puis, on diminue la concentration du détergent dans ladite suspension aqueuse jusqu'à une concentration inférieure à sa concentration micellaire critique, - puis on place cette suspension aqueuse au contact d'un substrat en phase solide, - puis on élimine le détergent non ionique. Il est à noter que l'on connaît déjà des liposomes polycationiques utilisés pour complexer des molécules polyanioniques telles que l'ADN. Mais les charges électrostatiques de ces liposomes étant situées à l'extérieur, la complexation électrolytique se propage dans le milieu, ce qui entraîne une agrégation progressive des liposomes et des molécules polyanioniques. Ce procédé produit donc des entités de structure évolutive et aléatoire présentant des propriétés finales non reproductibles et mal maîtrisées. On connaît aussi des membranes dites "membranes supportées" qui sont formées d'une bicouche lipidique sur un substrat solide plan tel que le quartz (cf. "Supported planar membrane in studies of cell-cell recognition in the immune system" H.M. Mc Connell et al, Biochimica et Biophysica Acta 864 (1986) 95-106). Dans de telles membranes simplement supportées, la bicouche n'est pas fixée sur le substrat, de sorte que le système présente une très grande fragilité, ce qui en réduit considérablement l'intérêt pratique. Dans une variante de membrane supportée décrite dans le document sus-cité (voir également WO 89/11271), des chaînes hydrophobes sont greffées en surface par des liaisons covalentes sur le support solide, sur lesquelles on dépose une monocouche de phospholipides, puis éventuellement une succession de bicouches. Avec ce système, on ne forme pas une membrane fonctionnelle stable, puisque la monocouche associée aux chaînes hydrophobes liées au support solide ne peut pas présenter les propriétés fondamentales d'une bicouche. En outre, les bicouches lipidiques éventuellement présentes au-dessus de la monocouche ne sont pas fixées et sont donc, là encore, très fragiles et instables. Par ailleurs, il est aussi à noter que les documents "Lipophilic polylysine mediate efficient DNA transfection in mammalian Cells", Xiaohuai Zhou et al., Biochimica et Biophysica Acta 1065 (1991) 8-14 et "DNA Transfection mediated by cationic liposomes containing lipopolylysine : characterisation and mechanism of action" Xiaohuai Zhou, Leaf Huang, Biochimica et Biophysica Acta 1189 (1994) 195-203, décrivent une lipopolylysine qui est un polymère polycationique doté de chaînes lipidiques (NGPE ou DPSG), qui serait obtenue à partir d'une polylysine de poids moléculaire de 3300. Néanmoins, dans le premier de ces documents, le polymère n'a pas été purifié ni caractérisé et ne peut pas être obtenu en pratique. Leurs auteurs considèrent en effet à tort que la consommation totale du NHS-ester de NGPE démontre l'obtention de la lipopolylysine, et n'envisagent pas de purification. Au demeurant, selon ces auteurs, le composé obtenu est susceptible de former une solution claire dans l'eau en l'absence de détergent, ce qui n'est pas le cas, et ne peut pas être le cas, de la lipopolylysine qu'ils décrivent. En pratique, la structure du produit obtenu dans ce document ne correspond pas à la lipopolylysine qu ' ils prétendent avoir obtenu qui, du fait qu'elle porte deux groupements lipidiques NGPE, serait insoluble dans l'eau, et ne pourrait au mieux que s'y disperser. En outre, il est à noter que les complexes d'ADN et de liposomes cationiques décrits par ces auteurs dans le deuxième document comprennent de l'ADN adsorbé par liaison polyélectrolytique à l'extérieur de complexes liposomiques (qui ne sont pas en fait de véritables liposomes) formés de lipopolylysine (LPLL) à chaînes DPSG non phospholipidiques et de dioléoylphosphatidyléthanolamine (DOPE). Dans cette structure, la LPLL n'est donc pas liée à une membrane fonctionnelle formée d'une bicouche stable de composés amphiphiles puisque la DOPE ne forme pas une telle bicouche fonctionnelle, mais une structure hexagonale. En outre, les chaînes DPSG triglycérides (considérées comme préférables aux chaînes NGPE auxquelles les auteurs ont renoncé dans ce deuxième document) ne peuvent pas s'insérer dans une bicouche fonctionnelle. Le document "Drug delivery : Piercing vesicles by their adsorption onto a porous medium" Marie Alice GUEDEAU-BOUDEVILLE et al., Proc. Natl. Sci. USA Vol.92, pp 9590-9592 (1995), démontre par ailleurs qu'il n'est pas possible de former une membrane continue étanche avec une bicouche phospholipidique sur un substrat poreux par complexation polyélectrolytique directe entre des phospholipides anioniques et un support cationique puisque, dans ce cas, les bicouches phospholipidiques pénètrent dans les pores et en tapissent les parois. Au contraire, l'invention procure en fait le seul moyen d'établir et de fixer une membrane fonctionnelle recouvrant continûment un substrat poreux. Les inventeurs ont en effet constaté que, dans une structure membranaire selon l'invention, le composé bifonctionnel de fixation restreint la mobilité relative de la bicouche phospholipidique par rapport au substrat en empêchant sa pénétration à l'intérieur des pores. D'autres caractéristiques et avantages de l'invention apparaîtront à la lecture de la description des exemples suivants et des figures annexées dans lesquelles - la figure 1 est un schéma réactionnel de préparation d'un polymère polycationique selon l'invention, - la figure 2 est un diagramme illustrant les résultats d'essais de l'exemple 3 d'inhibition de la fluorescence par la L-polylysine-NSPE en solution dans le DMSO et ajoutée à une solution aqueuse d'ADN, de détergent et de BET, - la figure 3 est un schéma illustrant la structure générale d'une particule virale artificielle selon l'invention obtenue à l'exemple 4, - la figure 4 est un diagramme illustrant les résultats d'essais de l'exemple 5 d'inhibition par le Cu++ de la fluorescence de particules virales artificielles selon l'invention, - la figure 5 est un diagramme illustrant la cinétique de libération d'hémoglobine des particules selon l'invention conformément à l'exemple 7, - la figure 6 est une vue partielle en coupe d'une structure membranaire selon un mode de réalisation de l'invention. EXEMPLE 1 : Préparation d'un polymère polycationique selon l'invention : une L-polylysine N-succinylphosphatidyléthanolamine 1) Synthèse de la N-succinyl-phosphatidyléthanolamine (NSPE) Dans un ballon de 25 ml, on pèse 824,2 mg de phosphatidyléthanolamine de jaune d'oeuf EYPE, (composé (I) figure 1) que 1 on solubilise dans 10 ml de chloroforme. On ajoute 163 ul de triéthylamine TEA sous agitation magnétique. On ajoute ensuite 176,7 mg d'anhydride succinique (II) et on laisse la réaction se poursuivre pendant deux heures. On suit la disparition d'amines libres par chromatographie sur gel de silice avec du mélange chloroforme / méthanol / eau (1/2/0.9; v/v/v) comme éluant. Au milieu réactionnel, on ajoute 20 ml de méthanol et 9 ml d'eau sous agitation magnétique et enfin 60 ul de HCl 5N. On vérifie que le pH a une valeur de 3 à 4. On laisse sous agitation pendant 10 min à température ambiante puis on ajoute 10 ml de chloroforme et 10 ml d'H2O et on agite. On centrifuge le mélange pendant 10 min à 4000 tours par minute (418,9 rad/s) et on aspire la phase supérieure. On prélève la phase organique et on lave une fois la phase aqueuse avec 10 ml de chloroforme. On centrifuge à nouveau 10 min, on élimine la phase aqueuse et on récupère la phase organique. On mélange les deux phases chloroformiques d'extraction et de lavage. On évapore le solvant à l'évaporateur rotatif et on obtient 1 g de N-succinyl-phosphatidyléthanolamine d'aspect cireux (produit (III) sur la figure 1). 2) Synthèse de l'ester activé N-succinylphosphatidyléthanolamine-N-succinimide (NSPE-NS) On solubilise le produit (III) dans 15 ml de chloroforme et on ajoute 560 mg de N-hydroxysuccinimide (composé (IV)) sous agitation magnétique. On pèse ensuite 1,457 g de N,N'-dicyclohexylcarbodiimide (DCCD) séchée et on la solubilise dans 6 ml de chloroforme. A la solution de III + IV, on rajoute progressivement 1 ml de solution de DCCD toutes les 10 min sous agitation magnétique à température ambiante. Après la dernière addition de DCCD, on laisse incuber le mélange pendant la nuit à température ambiante. On filtre le milieu réactionnel sur laine de verre pour éliminer le précipité de dicyclohexylurée. On réduit le volume de chloroforme à 3 ml par évaporation sous pression réduite et on filtre à nouveau le milieu réactionnel. On ajoute 20 ml d'acétone, on agite et on stocke le mélange pendant 12 h à -200C. On centrifuge ensuite le précipité et on récupère le surnageant que l'on évapore. Le mélange contient 800 mg de NSPE-NS (V) que l'on reprend dans 10 ml de chloroforme. 3) Synthèse de la L-polylysine N-succinylphosphatidyléthanolamine (VI) On pèse 20,4 mg de L-polylysine de poids moléculaire 19200 et on la dissout dans 3 ml de DMSO sous agitation magnétique. On ajoute 13,8 ul de triéthylamine TEA et 12 mg de N,N-diméthyl aminopyridine (DMAP). Au mélange, on ajoute 870 ul de chloroforme puis 130 lll de la solution de (V). On incube sous agitation magnétique pendant 30 min à température ambiante puis pendant 10 min à 500 C. Le schéma réactionnel de ces trois premières étapes de synthèse est illustré sur la figure 1. Il permet la synthèse du produit (VI) qui est une Lpolylysine N-succinyl-phosphatidyléthanolamine, c'est-àdire une L-polylysine dont certains groupes aminés portent les ligands phospholipidiques NSPE. Dans tout le texte, une telle polylysine phospholipidique est désignée par polylysine-NSPE ou, lorsque l'on veut préciser son poids moléculaire et son taux de greffage par les ligands phospholipidiques, par la désignation L-polylysine(x)-NSPE-dsy où x est le poids moléculaire (en kilodaltons) de la L-polylysine sous forme de bromhydrate de départ et y est le taux de greffage exprimé en pourcentage de fonctions amines substituées. 4) Précipitation par le citrate de sodium Au milieu réactionnel obtenu en 3) contenant 3 ml de DMSO et 1 ml de chloroforme, on ajoute 0,1 ml d'une solution de citrate trisodique 0,33 M, pH 7. Le précipité est placé pendant 12 h à + 40 C. On centrifuge ensuite le mélange pendant 10 min à 3000 tours par minute (314,16 rad/s). On élimine le surnageant et on lave le précipité avec 6 ml de DMSO contenant du citrate de Na (100 ul d'une solution 0,33 M, pH7). On laisse 2 heures à - 200 C, puis on centrifuge à 3500 tours par minute (366,52 rad/s) pendant 10 min. 5) reprise dans le DMSO On reprend le précipité dans 2 ml de DMSO, puis 1 ml d'H20 et enfin, 100 u1 de HCl 1N permettant d'abaisser le pH sous le pK de l'acide citrique. On homogénéise sous agitation magnétique. La solution devient limpide. 6) Dialyse du DMSO et du citrate et lyophilisation On dialyse les échantillons après avoir ajouté 1 ml d'une solution 64 mM de détergent non ionique HECAMEG à une concentration finale de 20 mM pendant la nuit à -40 C contre de l'eau pH 7, puis 3 h contre de l'eau acide (pH 3). On lyophilise l'échantillon (18,5 mg). On obtient ainsi le produit (VI) à l'état lyophilisé sec avec une grande pureté, supérieure à 95%. 7) Dosage des protéines et des phospholipides On reprend l'échantillon lyophilisé dans 2 ml de DMSO dans lequel il se dissout parfaitement. On soumet l'échantillon à un dosage traditionnel des protéines et des phospholipides. On constate que l'échantillon obtenu contient 7,55 mg de protéines et 180 ug de phosphore ce qui correspond à un taux de greffage de la L-polylysine de 10% des groupes aminés, c'est-à-dire à la L-polylysine(19,2)NSPE-dslO. EXEMPLE 2 : variation du taux de greffage Le nombre de groupes aminés portant un ligand phospholipidique sur le nombre total de groupes aminés du polymère (VI) constitue son taux de greffage. Des produits similaires ont été obtenus dont le taux de greffage des fonctions aminées varie entre 30% (L-polylysine(19, 2)-NSPE-ds30) et 1% (L-polylysine(19,2)-NSPE-dsî). Le procédé de synthèse est le même que celui décrit pour L-polylysine(l9,2)-NSPE-dslO à la seule différence que le volume de la solution de (V) ajouté à la L-polylysine (19,2) varie avec le taux de greffage désiré. Taux de greffage Vol. de Vol. de Taux de greffage désiré (V) Chloroforme mesuré L-polylysine-NSPE-ds1 13 987 L-polylysine-NSPE-dsl L-polylysine-NSPE-ds2 26 974 L-polylysine-NSPE-dsl,7 L-polylysine-NSPE-ds4 52 948 L-polylysine-NSPE-ds3 L-polylysine-NSPE-ds20 260 740 L-polylysine-NSPE-ds21 L-polylysine-NSPE-ds50 651 349 L-polyrysine-NSPE-ds3 O La procédure de purification est identique à celle décrite à l'exemple 1 étapes 4) à 6) pour Lpolylysine (19,2)-NSPE-ds10. EXEMPLE 3 : Caractérisation des propriétés des polylysine NSPE. 1) Solubilité: Les produits (VI) obtenus par synthèse sous forme d'une poudre sont essentiellement insolubles dans l'eau contrairement à la L-polylysine (19,2) de départ, mettant ainsi en évidence la modification chimique de la L polylysine. Ces produits sont aussi insolubles dans un tampon contenant un détergent non ionique tel que l'HECAMEG à pH 7. De plus, un produit obtenu lors d'une synthèse réalisée dans les mêmes conditions que celles décrites précédemment avec une L-polylysine de faible poids moléculaire (3900) et présentant un degré de substitution de 6 % (L-polylysine (3,9)-NSPE-ds6) n'est que très partiellement soluble dans l'eau mais aussi dans une solution de détergent non ionique, l'HECAMEG à la concentration 20 mM. Il a été aussi constaté que ce produit n'interaait pas avec des substrats anioniques tels que le SEPHADEX C50, SEPHADEX C25, SEPHADEX SPC25, l'ADN, ni avec le citrate de sodium. En revanche, lorsque le produit Lpolylysine(l9,2)-NSPE-dslO, après avoir été lyophilisé, est dissout dans du DMSO à une concentration proche de 1 mg/ml, il retrouve sa propriété d'être précipité par le citrate de sodium. A savoir, lorsque 0,5 mg du produit L-polylysine (19,2)-NSPE-dslO est mis en solution dans 1 ml de DMSO, l'addition de 200 ul d'une solution 0,19 M de citrate de sodium entraîne la précipitation d'un complexe. Ce complexe est centrifugé et le contenu protéique du surnageant est dosé. Seul 1% de la L-polylysine (19,2)-NSPE-ds10 est retrouvé dans le surnageant. De plus, lorsque le produit L-polylysine (19,2)-NSPE-dslO, après avoir été lyophilisé, est dissout dans du DMSO à une concentration proche de 1 mg/ml puis dialysé contre de l'eau pour éliminer le DMSO et le remplacer par de l'eau, on obtient une solution limpide et homogène contenant le produit L-polylysine (19,2)-NSPE-dslO à une concentration correspondant à une concentration de protéines de 290 ug/ml. Si on ajoute 1 ml de cette solution à 5 mg de SEPHADEX C25, on ne retrouve, après homogénéisation et décantation du SEPHADEX C25, que 77% de la L-polylysine(l9,2)-NSPE-dslO dans le surnageant. Si on ajoute 1 ml de cette solution à 5 mg de SEPHADEX SPC25, on ne retrouve, après homogénéisation et décantation du SEPHADEX C25, que 33% de la L-polylysine(19,2)-NSPE- dsîO dans le surnageant. Si on ajoute 1 ml de cette solution à 200 ul d'une solution de citrate de sodium 0,18 M, on ne retrouve, après homogénéisation et centrifugation du complexe, que 38% de la Lpolylysine(l9,2)-NSPE-dslO dans le surnageant. Si on ajoute i ml de cette solution à 200 u1 d'une solution d'ADN à 1 mg/ml, on ne retrouve, après homogénéisation et centrifugation du complexe, que 31% de la Lpolylysine(l9,2)-NSPE-dslO dans le surnageant. Si on ajoute 1 ml de cette solution, complémentée avec un détergeant non ionique (HECAMEG à une concentration de 20 mM, à 200 u1 d'une solution d'ADN à 1 mg/ml, on ne retrouve, après homogénéisation et centrifugation du complexe, que 30% de la L-polylysine(l9,2)-NSPE-dslO dans le surnageant. 2) Capacité des polylysines-NSPE à former un complexe polyélectrolytique avec l'ADN La capacité des L-polylysines-NSPE synthétisées comme décrit précédemment à l'exemple 1 à interagir avec de l'ADN est plus précisément étudiée par leur propriété à déplacer une sonde fluorescente, le bromure d'éthidium (BET), qui s'intercale naturellement entre les bases de l'ADN. En présence de L-polylysine, le BET est déplacé du complexe ADN/BET et perd sa fluorescence. Cette perte de la fluorescence est représentée par les courbes de la figure 2 en fonction de la quantité de L-polylysine ajoutée exprimée en abscisses par le rapport (+/-) entre les charges positives de la Lpolylysine et les charges négatives de l'ADN. La courbe A représente le déplacement du BET par la L-polylysine(19,2) non phospholidée, la courbe B représente le déplacement du BET par la L-polylysine(19,2)-NSPE-dsî, la courbe C représente le déplacement du BET par la L-polylysine(19,2) NSPE-ds1,7, la courbe D représente le déplacement du BET par la L-polylysine(19,2)-NSPE-ds3, la courbe E représente le déplacement du BET par la L-polylysine(l9,2)-NSPE-dslO, la courbe F représente le déplacement du BET par la Lpolylysine(19,2)-NSPE-ds21, la courbe G représente le déplacement du BET par la L-polylysine(19,2)-NSPE-ds30. On observe donc que l'efficacité de déplacement du BET est maximale pour la L-polylysine(19,2)-NSPE-ds1,7 (courbe C) et pour la L-polylysine(19,2)-NSPE-ds3 (courbe D). Par contre, si le taux de greffage est trop important (supérieur à 20%) la L-polylysine-NSPE ne s'associe pas à l'ADN. EXEMPLE 4 : Préparation de particules virales artificielles selon l'invention Dans un ballon de 50 ml, on prépare une solution lipidique dans 1 ml de chloroforme contenant 250 ug de lécithine de jaune d'oeuf(L-a-phosphatidylcholine de jaune d'oeuf, EPC - Lipoïd) et 25 ug de cholestérol. On sèche cette solution sous azote puis on la lyophilise pendant 12 h. A ce produit séché, on ajoute 4 ml de tampon contenant : Hepes (acide hydroxyethyl)piperazine-N' -( 2-éthanesulfonique) 10 mM, détergent non ionique HECAMEG (6-O-(N-heptylcarbamoyl)- methyl-a-D-glucopyranoside) 20 mM, pH 7 et on soumet ce mélange aux ultrasons pendant 10 min. On obtient une solution homogène et limpide. Tout en maintenant les ultrasons, on ajoute à l'aide d'une seringue Hamilton, 13,8 ug de Lpolylysine(19,2)-NSPE-ds10 en solution dans 3 u1 de DMSO (solution dans le DMSO à 4,6 mg/ml). La solution reste homogène et limpide. On ajoute ensuite, à l'aide d'une seringue Hamilton, 38 ug d'ADN en solution dans 27 ul d'eau et laisse le mélange sous agitation pendant 30 min. Il se produit alors une réticulation de l'ADN avec la polylysine NSPE. On dialyse ensuite le détergent contre 5 1 d'eau distillée pH 7 pendant 4 h et on renouvelle le bain de dialyse trois fois, ce qui entraîne la formation de la membrane fonctionnelle autour de l'ADN et de la polylysine NSPE. On obtient alors les particules virales artificielles telles que schématisé figure 3 comprenant un noyau 31 d'ADN faisant office de substrat solide polyanionique, un composé bifonctionnel de fixation 32 formé de L-polylysine-NSPE polycationique, et une membrane fonctionnelle 33 externe périphérique formée d'une bicouche de phospholipides. Le noyau 31 d'ADN peut être considéré comme une nucléocapside artificielle. Les particules virales artificielles sont stables pendant au moins 15 jours. EXEMPLE 5 : Couplage d'un composé d'interaction de ciblage, la transferrine, à la surface externe des particules virales artificielles. On synthétise d'abord des particules virales de la même manière que dans l'exemple 4 mais en ajoutant 2 % de dipalmitoyl phosphatidyléthanolamine (DPPE) à la composition phospholipidique. Préparation des particules virales avec une membrane contenant du 3-mercaptopropionate DPPE. 12 mg de particules contenant 10 mg de phospholipides et 200 ug de DPPE (0,26 umol) sont dispersés dans 30 ml d'un tampon acétate de sodium 75 mM amené à pH 8,5 par addition d'un tampon bicarbonate. On ajoute 100 u1 d'une solution 15 mM de succinnimidyl 3-(-2-pyridyldithio) propionate (SPDP) et on agite vigoureusement pendant 1 h. On ajoute alors 6 ml d'une solution d'acétate de sodium 1M. La suspension est ensuite dialysée contre un tampon 20 mM acétate de sodium. On ajoute 2,3 mg (15 umol) de dithiothréitol dans un tampon bicarbonate de sodium et la suspension est maintenue, sous argon, à pH 7,5 pendant 1 h. Le pH est ensuite ajusté à 5,2 en ajoutant un tampon acétate de sodium et la suspension est ensuite dialysée contre un tampon acétate de sodium 20 mM. On obtient une préparation contenant 0,1 umol de DPPE modifié par du mercapto propionate. Préparation de 3-(2-pyridyldithio) proprionate transferrine. On ajoute 200 u1 d'une solution éthanolique de SPDP (3,0 umol) à une solution de 120 mg (1,5 umol) de transferrine de poulet dans 3 ml d'un tampon phosphate de sodium 100 mM, pH 7,8. La solution est agitée vigoureusement pendant 1 h à température ambiante puis est soumise à une filtration sur gel sur SEPHADEX G25 pour donner 6 ml d'une solution de 1,4 umol de transferrine modifiée par 2,8 umol de dithiopyridine. . Conjugaison de la transferrine avec les particules. On mélange 1 umol de transferrine modifiée dissoute dans un tampon phosphate 100 mM, pH 7,8 avec des particules contenant 0,1 umol de 3-mercaptopropionate DPPE et dispersées dans un tampon acétate de sodium 20 mM. La préparation est agitée pendant 24 h à température ambiante, puis est ultrafiltrée sur une membrane de 100KD pour éliminer la transferrine en excès. On obtient les particules virales telles que représentées figure 3 dotées de ligands 34 formés de transferrine. EXEMPLE 6 : Caractérisation des particules virales artificielles 1) Synthèse de L-polylysine fluorescente : polylysine(l9,2)-fluorescéine-ds0,4. Dans un ballon de 25 ml, on pèse 36,3 mg de L-polylysine de poids moléculaire 19200 que l'on dissout dans 10 ml de DMSO sous agitation magnétique. On ajoute 40 1 de triéthylamine et on attend 10 min. On ajoute ensuite 1,1 mg d'isothiocyanate de fluorescéine (FITC) en solution dans 149 ul de diméthylformamide (DMF). La réaction se poursuit à 300C pendant 2 h. Le produit est analysé par chromatographie sur gel de silice qui montre la disparition du FITC libre et l'apparition d'un produit protéique et fluorescent au dépôt. La L-polylysine-fluorescéine est purifié 9. Cette solution est dialysée contre de l'eau distillée. La solution finale contient 35 mg de protéine. La quantité de fluorescéine est estimée par spectrométrie à 496 nm avec un coefficient d'extinction moléculaire de 90000 m 1cm 1 Le taux de greffage est de 1/233 des fonctions amines. 2) Caractérisation des particules virales par inhibition de la fluorescence La capacité des polylysines-NSPE synthétisées comme décrit précédemment à permettre la mise en place d'une structure membranaire imperméable aux ions cuivriques (Cu++) entourant l'ADN complexé est étudiée par la méthode d'inhibition de la fluorescence d'une sonde fluorescente liée à l'ADN complexé. Cette sonde est la Lpolylysine(l9,2)-fluorescéine-ds0,4 obtenue en 1). Les particules virales sont préparées comme décrit à l'exemple 4 à la seule différence que la L-polylysine-NSPE-ds0,1 est remplacée par un mélange de 90% de L-polylysine(19,2)-NSPEds(n) et de 10% de L-polylysine(19,2)-fluorescéine-ds0,4. Le mélange (phospholipides + cholestérol + détergent + L(polylysine-NSPE-ds(n) + L-polylysine(1 9, 2)-fluorescéine- ds0,4 + ADN) est ensuite dialysé et la fluorescence des particules est analysée avec un spectrofluorimètre. L'intensité de la fluorescence est analysée au cours de l'addition progressive de Cu++. La valeur représentée en ordonnée sur la figure 4 représente le taux d'inhibition de la fluorescence, exprimé en pourcentage et calculé comme suit : (10-1f) / Io, où 10 est l'intensité de fluorescence en absence de cuivre, et If est l'intensité de la fluorescence en présence de cuivre. La courbe A représente le taux d'inhibition de la fluorescence des particules obtenues à partir de Lpolylysine-NSPE-dslO mais en présence de détergent qui empêche la mise en place d'une membrane fonctionnelle autour de la particule. On observe que le taux d'inhibition de la fluorescence de la L-polylysine (19,2)-fluorescéineds0,4 atteint une valeur proche de 100% pour une concentration en Cu++ de 50 uM. La courbe B représente le taux d'inhibition de la fluorescence des particules obtenues à partir de L-polylysine-NSPE-ds1 après dialyse du détergent. On observe que le taux d'inhibition de la fluorescence de la L-polylysine(l9,2)-fluorescéine-ds0,4 atteint une valeur proche de 30% pour une concentration en Cu++ de 50 uM. La courbe D représente le taux d'inhibition de la fluorescence des particules obtenues à partir de Lpolylysine-NSPE-dslO après dialyse du détergent. On observe que le taux d'inhibition de la fluorescence de la Lpolylysine(19, 2)-fluorescéine-ds0, 4 atteint une valeur proche de 25% pour une concentration en Cu++ de 50 uM. La courbe E représente le taux d'inhibition de la fluorescence des particules obtenues à partir de L-polylysine-NSPE-ds21 après dialyse du détergent. On observe que le taux d'inhibition de la fluorescence de la L-polylysine(19,2)fluorescéine-ds0,4 atteint une valeur proche de 20 % pour une concentration en Cu++ de 50 uM. Ces résultats montrent que lorsque le taux de substitution des L-polylysine-NSPE-ds(n) augmente la protection du complexe ADN / L-polylysine-NSPE-ds(n) par les phospholipides libres augmente ce qui démontre la mise en place d'une membrane fonctionnelle fixée autour de la particule virale. 3) Taille des particules virales artificielles L'analyse de la taille des particules virales artificielles effectuée avec un microanalyseur de particules, démontre la présence de particules dont la dimension moyenne est de 100 nm. 4) Application des particules virales artificielles. Les particules virales artificielles peuvent servir à titre thérapeutique pour assurer la délivrance intracellulaire in vivo de gênes thérapeutiques, par exemple pour le traitement de maladies génétiques (mucoviscidose...), de certains cancers ou pour la préparation de vaccins géniques. Les résultats obtenus indiquent clairement qu'une membrane étanche aux ions a été établie autour des complexes ADN/polylysine. Ils démontrent donc la possibilité d'établir une membrane fonctionnelle selon l'invention. Ils indiquent également que les complexes polyélectrolytiques sont bien isolés du milieu extérieur et n'ont plus la possibilité de se propager dans le milieu extérieur. EXEMPLE 7 : Préparation de particules synthétiques supramoléculaires renfermant de l'hémoglobine absorbée dans un substrat poreux (érythrocytes artificiels). Dans cet exemple, on prépare des particules synthétiques supramoléculaires à partir d'un polymère polycationique polylysine-NSPE. a) Association de la L-polylysine-NSPE et des phospholipides formant bicouche On dissout 9 mg de phospholipides EYPC (phosphatidylécholine de jaune d'oeuf) et un 1 mg de cholestérol dans 1 ml de chloroforme que l'on évapore sous pression réduite à l'évaporateur rotatif. Les lipides sont ensuite dispersés dans 10 ml d'une solution aqueuse de détergent non ionique HECAMEG à 40 mM. Lorsque la dispersion est complète, on rajoute 100 u1 d'une solution du détergent non ionique 40 mM contenant 1 mg de Lpolylysine(19,2)-NSPE-ds6,25 obtenue comme indiqué aux exemples 1 et 2. La préparation micellaire est soniquée 1 min au bain à ultrasons, puis est ensuite mise à dialyser contre de l'eau distillée pour donner une suspension de la polylysine-NSPE et des phospholipides formant bicouche. On observe à l'analyseur de particules la présence de particules de taille moyenne comprise entre 300 et 600 nm. b) préparation de liposomes témoins neutres on procède comme indiqué en a), mais sans ajouter la solution de polylysine-NSPE à la dispersion des lipides dans le détergent. On observe la présence de liposomes de taille moyenne comprise entre 200 et 400 nm. c) absorption de l'hémoglobine sur le substrat poreux 5 mg de particule poreuse (SEPHADEX SPC50) d'un diamètre de 150 um dérivées par des groupements sulfopropyles et dont la taille des pores est suffisante pour laisser pénétrer des molécules d'un poids moléculaire maximum de 250000 sont dispersés dans 5 ml de tampon bistris 10 mM à pH 6,5 (où l'hémoglobine est cationique est attirée à l'intérieur des sites anioniques des particules poreuses). On ajoute à cette dispersion 20 mg d'hémoglobine extraite d'hématies humaines par la méthode de lyse en milieu hypotonique. La préparation est agitée pendant 24 h à 40 C sur un agitateur soleil. Les particules sont ensuite décantées et la quantité présente dans le surnageant est dosée par spectrométrie UV à 410 nm. Les résultats obtenus indiquent que plus de 98 % de l'hémoglobine est présente à l'intérieur des particules. L'hémoglobine non absorbée est éliminée par décantation des particules et lavage par le tampon bistris 10 mM. d) fixation de la membrane fonctionnelle Les particules chargées en hémoglobine (24 mg) obtenues en c) sont dispersées dans 4 ml de tampon bistris 10 mM à pH 6,5. On ajoute 1 ml de la suspension de polylysine-NSPE/phospholipides obtenue en a), et on agite pendant 2 h sur l'agitateur soleil à 40 C. On ajoute ensuite 625 u1 d'une solution de détergent non ionique HECAMEG 40 mM pour atteindre une concentration finale de 5 mM. La suspension est encore agitée 5 min, puis on décante les particules et on lave le culot à l'eau distillée pour éliminer le détergent et les complexes polylysine-NSPE/phospholipides en excès. e) Une expérience témoin est réalisée comme indiqué en d) mais en utilisant les liposomes témoins neutres obtenus en b) à la place de la suspension obtenue en a). Les résultats obtenus démontrent que la structure membranaire des particules selon l'invention, comme dans le cas des érythrocytes naturels, est la seule barrière empêchant l'hémoglobine de sortir de la particule. EXEMPLE 8 : Etude de la libération de l'hémoglobine Dans cet exemple, on étudie de façon comparée la libération de l'hémoglobine absorbée à l'intérieur des particules poreuses obtenues à l'exemple 7. Les particules chargées en hémoglobine sont incubées dans 5 ml de tampon PBS 150 mM à pH 7,4 (où l'hémoglobine est au-dessus de son point isoélectrique et a donc tendance à être exclue du substrat poreux). On agite à 40 C sur l'agitateur soleil. Des aliquots sont prélevés à intervalles de temps réguliers et la concentration d'hémoglobine présente dans le surnageant est dosée par spectrophotométrie. La figure 5 illustre les courbes de cinétique de libération de l'hémoglobine obtenue au cours du temps avec en ordonnée la masse en mg d'hémoglobine libérée et en abscisse le temps en heure. La courbe C51 correspond au résultat obtenu avec les particules simplement chargées d'hémoglobine issue de l'étape c) de l'exemple 7. La courbe C53 correspond aux résultats obtenus avec les particules obtenues à l'étape e) de l'exemple 7 (liposomes neutres obtenus en b) mis en contact dans la suspension polylysine-NSPE/phospholipides obtenue en a)). La courbe C52 correspond aux résultats obtenus avec les particules selon l'invention obtenues en d) de l'exemple 7. Comme on le voit, en l'absence de membranes fonctionnelles fixées (courbes C51 et C53) l'hémoglobine est quantitativement libérée des particules dès le début de l'incubation. Au contraire, avec les particules selon l'invention (courbe C52) dotées d'une membrane fonctionnelle fixée, l'hémoglobine n'est pas libérée et reste associée à l'intérieur des particules poreuses. Ces résultats démontrent donc que la membrane fonctionnelle fixée permet de retenir efficacement l'hémoglobine. EXEMPLE 9 : préparation de particules synthétiques supramoléculaires renfermant un anticancéreux On procède globalement comme dans l'exemple 7, mais en incorporant de la doxorubicine (C27H29NO11,PM543, 53) à la place de l'hémoglobine, 5 mg de chlorhydrate de doxorubicine sont dissous dans 1 ml d'eau distillée et incubés avec 5 mg de particules poreuses (SEPHADEX C25) dérivées par des groupements carboxyméthyles. Les pores des particules ont une taille permettant la pénétration des molécules de poids moléculaire maximum de 25000. La suspension est agitée 2 h à 40 C sur un agitateur soleil. Elle est ensuite décantée et la concentration de doxorubicine libre est mesurée par spectrophotométrie UV à 480 nm. Les résultats obtenus indiquent que plus de 97% de la doxorubicine est associé aux particules. La fraction de doxorubicine non absorbée est éliminée par décantation et lavage du culot à l'eau distillée. Les particules chargées en doxorubicine sont dispersées dans 4 ml d'eau distillée. On ajoute ensuite 1 ml de la suspension de polylysine-NSPE et des phospholipides formant bicouche obtenue à l'étape a) de l'exemple 7, et on agite doucement pendant 2 h à 40 C. On ajoute alors 625 u1 de solution de détergent non ionique HECAMEG 40 mM, on agite 5 min, et on décante les particules et on lave le culot à l'eau distillée pour éliminer le détergent et les complexes polylysine NSPE/phospholipides en excès. Comme dans l'exemple 7, une expérience témoin est réalisée en utilisant une suspension de liposomes neutres composés uniquement de phospholipides (EYPC) et de cholestérol. EXEMPLE 10 : Etude de la libération de la doxorubicine On étudie la cinétique de libération de la doxorubicine par les particules obtenues à l'exemple 9. Les particules sont dispersées dans 150 ml de tampon PPS 150 mM à pH 7,1 et agitées doucement. Des aliquots sont prélevés à intervalles de temps réguliers et la concentration de doxorubicine dans le surnageant est mesurée par spectrophotométrie UV à 480 nm. Les résultats obtenus indiquent que, au bout de 1 h, 45 % en poids de la doxorubicine a été libéré des particules de l'expérience témoin et des particules chargées en doxorubicine utilisées avant la mise en contact avec la suspension polylysine-NSPE/phospholipides, c'est-àdire des particules exemptes de membrane fonctionnelle fixée. Au contraire, avec les particules selon l'invention comprenant une membrane fonctionnelle fixée, seulement 5 % de la doxorubicine a été libéré. Ainsi, la membrane fonctionnelle fixée formée des phospholipides permet de retenir efficacement la doxorubicine à l'intérieur des particules selon l'invention. EXEMPLE 11 : préparation de particules synthétiques supramoléculaires de petites tailles On procède comme dans l'exemple 9, mais on cherche à préparer des particules poreuses de plus petite taille. 1 g de matrice poreuse SEPHADEX C25 est dispersé dans 100 ml d'eau distillée et la préparation est broyée pendant 15 min avec un broyeur à hélice. La préparation est ensuite centrifugée à 3000 g pendant 10 min, le surnageant est récupéré puis soumis à une autre centrifugation à 25000 g pendant 45 min. Le surnageant est éliminé, le culot est remis en suspens ion et on obtient 50 mg de produit sec après lyophilisation. La taille des particules obtenues, mesurée à l'analyseur de particules, est comprise entre 300 et 500 nm. 5 mg de ces particules poreuses de petite taille sont dispersés dans 5 ml d'eau distillée. On ajoute 5 mg de doxorubicine et on agite pendant 2 h. La concentration de doxorubicine non associée aux particules est déterminée par ultrafiltration d'un aliquot de la suspension sur une membrane d'ultrafiltration dont le seuil de séparation est à 50000, et on mesure la concentration de la doxorubicine libre par spectrométrie UV à 480 nm. Les résultats obtenus indiquent que plus de 98 % de la doxorubicine est associé aux particules. Celles-ci sont ensuite utilisées telles quelles, sans purification supplémentaire. Pour associer ces particules poreuses de petites tailles à des complexes polylysine NSPE/phopholipides aptes à former une membrane fonctionnelle fixée sur ces particules, on prépare des complexes de petites tailles. Pour ce faire, on dissout 9 mg de phospholipides EYPC et 1 mg de cholestérol dans un 1 ml de chloroforme que l'on évapore sous pression réduite à l'évaporateur rotatif. Les lipides sont ensuite dispersés dans 2,5 ml d'une solution aqueuse de détergent non ionique HECAMEG à 40 mM. Lorsque la dispersion est complète, on ajoute 100 u1 d'une solution de L-polylysine(19,2)-NSPEds6,25 obtenue comme indiqué aux exemples 1 et 2. La préparation micellaire est soniquée pendant 1 min au bain à ultrasons, puis est ensuite diluée rapidement dans 10 ml d'eau distillée et mise à dialyser contre de l'eau distillée pour donner une préparation de complexes polylysine-NSPE/phospholipides de petite taille. On observe à l'analyseur de particules la présence de particules dont la taille moyenne est de 50 nm. On prépare ensuite les particules poreuses de petites tailles selon l'invention. On ajoute 625 ul de solution de détergent non ionique HECAMEG 40 mM à 2,5 ml de la suspension de polylysine-NSPE/phospholipides préparée précédemment, de façon à obtenir une concentration de 10 mM en détergent. La suspension est soniquée 1 min au bain à ultrasons et est ajoutée lentement à 2,5 ml de la suspension de particules poreuses de petite taille chargées en doxorubicine préparée précédemment, puis placée dans une cellule de dialyse continue, maintenue sous agitation. EXEMPLE 12 : Etude de la libération de la doxorubicine Les particules préparées à l'exemple 11 sont dispersées dans 150 ml de tampon PBS à pH 7,4 150 mM et agitées doucement. Des aliquots sont prélevés à intervalles de temps réguliers, la concentration de doxorubicine libérée est mesurée par spectrophotométrie UV à 480 nm après ultrafiltration sur une membrane dont le seuil de filtration est à 50000. Les résultats obtenus démontrent que au bout de 4 h, 65 % de la doxorubicine a été libéré des particules sans membrane fixée (avant mise en contact avec la suspension de polylysine-NSPE/phospholipides) alors que seulement 10 % de la doxorubicine a été libéré des particules dotées d'une membrane fonctionnelle fixée selon l'invention. EXEMPLE 13 : Etude de la complexation polyélectrolytique de la polylysine-NSPE sur les particules poreuses de l'exemple 7. Méthodologie On utilise un marqueur fluorescent (commercialisé par la Société Molécular Probes) constitué d'un phospholipide, la dipalmitoylphosphatidyléthanolamine, dérivé par un groupement fluorescent, la rhodamine. Ce composé de nature phospholipidique permet de visualiser les phospholipides, soit sous forme de motifs lorsqu'ils sont associés entre eux, soit sous forme de fluorescence diffuse lorsqu'ils sont sous forme soluble ou très dispersés. L'observation se fait à la fois en contraste de phase et en microscopie à fluorescence( ex 510-560 nm, A em rem 590 nm). Préparation des liposomes fluorescents témoins 9 mg d'EYPC, 1 mg de cholestérol et 0,05 mg de dipalmitoyl phosphatidyl ethanolamine rhodamine (DPPERd) sont dissouts dans 1 ml de chloroforme puis évaporé sous pression réduite. Le résidu est repris par 10 ml d'une solution d'HECAMEG 40 mM. Lorsque la solution est devenue complètement limpide, elle est mise à dialyser contre de l'eau distillée. Les liposomes fluorescents obtenus se distinguent très mal à l'observation et apparaissent, par suite de leur petite taille, sous forme d'un bruit de fond uniforme. Préparation de complexes polylysine-NSPE/phospholipides fluorescents On opère comme précédemment en ajoutant 100 ,ul d'une solution d'HECAMEG 40 mM contenant 1 mg de Lpolylysine(19,2)-NSPE-d6 à la solution des lipides en détergent. La préparation est soniquée 1 min au bain à ultrasons puis mise à dialyser contre de l'eau distillée. Les complexes polylysine-NSPE/phospholipides fluorescents ont une taille supérieure à celle des liposomes témoins et sont visibles sous forme de petites taches fluorescentes. Interaction entre les complexes polylysineNSPE/phoWholipides et les particules poreuses de SEPHADEX SPC50. Les particules de SEPHADEX sont d'abord visualisées en microscopie à contraste de phase. Elles se présentent sous forme de sphères régulières d'un diamètre compris entre 100 et 150 um. Ces particules (0,1 mg dans 0,5 ml sont ensuite mises à incuber avec 20 u1 de la préparation des complexes polylysine-NSPE/phospholipides fluorescents. A l'observation, on perçoit nettement l'adhésion des premières entités fluorescentes à la surface de la particule. A un stade d'association plus avancé, on distingue une couronne fluorescente dense mais discontinue avec une juxtaposition de petits points fluorescents. Ces résultats indiquent que, grâce à leur charge positive, les complexes polylysine-NSPE/phospholipides sont attirées par la surface des particules qui est chargée négativement. Le fait d'avoir une couronne avec une structure discontinue indique, par ailleurs, que les entités ne fusionnent pas entre elles. Les particules obtenues sont ensuite incubées avec 2 ml d'un tampon PBS 150 mM NaCl pendant 10 min. On constate à l'observation que l'aspect des particules reste inchangé. L'énergie impliquée dans la formation de la complexation polyélectrolytique est, en effet, considérable et cette complexation reste stable dans un grand intervalle de pH et de force ionique. La préparation est alors décantée et incubée avec 2 ml d'une solution d'HECAMEG 5 mM pendant 10 min. On constate que l'aspect de la couronne a été modifié et devient complètement régulier. Ce résultat indique que les entités qui s'étaient accrochées individuellement à la surface des particules ont maintenant fusionnées entre elles pour former une bicouche continue phospholipidique fixée au substrat particulaire. . La préparation est alors décantée à nouveau et incubée avec 2 ml d'une solution d'HECAMEG 40 mM pendant 10 min. On constate que l'aspect des particules a, à nouveau, complètement changé. Il n'est plus possible de visualiser les particules grâce à la fluorescence. Au contraire, les particules semblent plutôt apparaître en noir sur un fond de fluorescence diffuse provenant de la solubilisation des phospholipides par la solution d'HECAMEG 40 mM. Cette expérience indique que les phospholipides étaient bien attachés aux particules par des interactions hydrophobes. Un témoin est, de plus, réalisé avec de liposomes fluorescents neutres incubés avec des particules de SEPHADEX SPC50. On ne constate aucune interaction entre les particules qui apparaissent en noir et les liposomes qui apparaissent en fond uniforme fluorescent. Ce résultat indique que les propriétés d'adhésion des complexes polylysine-NSPE/phospholipides sont bien dues à la présence de la polylysine-NSPE/phospholipidée. Efficacité de la complexation polyélectrolytique Cette efficacité est illustrée par les deux expériences suivantes 1) Réalisation d'un complexe polyélectrolytique entre des particules de SEPHADEX SPC25 (de taille environ 80 um) dont la surface est couverte de charges négatives sont incubées avec 200 ul d'une solution de L-polylysine(19,2)fluorescine-dsO,4 telle que préparée à l'exemple 5. Ces particules sont d'abord observées en contraste de phase. L'observation en fluorescence (il ex 458 490, A em 515-565 nm) après une incubation d'une durée de 10 s révèle déjà la présence de fluorescence autour de la particule. Dans une autre préparation, les particules sont incubées de la même façon pendant 5 min avec la solution de polylysine fluorescente. Elles sont ensuite lavées à l'eau distillée, incubées avec 2 ml de tampon PBS 150 mM NaCl pendant 10 min et enfin lavées avec 2 fois 2 ml de tampon PBS. Les résultats de l'observation indiquent que la fluorescence s'est apparemment maintenue quantitativement autour de la particule. De même, aucune modification n'est apportée par une incubation avec une solution d'HECAMEG 40 mM. 2) Réalisation d'un complexe polyélectrolytique entre des particules de silice poreuse et la L-polylysine (19,2) fluorescente. 0,1 mg de particules de silice (taille des pores 60 Angström, taille des particules 40 um) sont incubés avec 200 u1 de la solution de polylysine fluorescente pendant 5 min puis décantées et lavées avec 2 ml d'eau distillée. Les résultats sont observés en contraste de phase et en fluorescence. Ils indiquent que la polylysine présente une forte affinité pour la silice. Une incubation de ces particules avec 2 ml de tampon PBS 150 mM NaCl indique que cette affinité n'est pas affectée par ce tampon, la stabilité des interactions polyélectrolytiques entre la polylysine et la silice est donc également très forte avec un matériau comme la silice. Ces résultats indiquent donc que les matériaux à base de silice sont capables d'interagir fortement avec des polycations comme la polylysine. Ainsi, en particulier, tout matériau à base de verre peut être recouvert d'une membrane fonctionnelle selon l'invention et être utilisé à titre de substrat solide. EXEMPLE 14 : Préparation d'un film synthétique supramoléculaire selon l'invention. Dans cet exemple, on fixe une membrane fonctionnelle phospholipidique sur un substrat poreux plan formé d'un filtre d'échange d'ions. On prépare une suspension polylysine NSPE/phospholipides comme indiqué à l'étape a) de l'exemple 6, mais avec 20 % en poids de cholestérol par rapport au phospholipides EYPC. On dissout 2 ml de cette suspension dans 200 ml d'eau distillée, et on place le mélange dans une cellule d'ultrafiltration de 47 mm de diamètre et équipée d'un filtre anionique Gelman (référence 60943) de porosité de 0,445 um et diamètre égal à 47 mm. Ce filtre anionique forme donc le substrat poreux solide du film. La pression de la cellule est ajustée pour obtenir un débit initial de 2 ml/min. Lorsque le débit devient inférieur à 0,3 ml/min, indiquant que les complexes polylysine NSPE/phospholipides ont recouvert la surface du filtre et ont obturé les pores, on arrête l'ultrafiltration. On élimine la plus grande partie du surnageant et on ajoute 100 ml d'une solution 5 mM de détergent non ionique. On réajuste la pression pour obtenir un débit de 1 ml/min jusqu'à ce que les deux tiers de la solution aient été filtrés. L'adjonction de la solution de détergent non ionique 5 mM a pour effet de former la bicouche de phospholipides sur le filtre anionique. En effet, ce détergent non ionique introduit en dessous de sa concentration micellaire critique permet de faire fusionner les complexes polylysine-NSPE/phospholipides à la surface du filtre. On élimine alors la plus grande partie du surnageant et on lave avec précaution le filtre plusieurs fois avec de l'eau distillée en remettant la pression pour faire passer l'eau distillée au travers du filtre. Une expérience témoin est réalisée en utilisant des liposomes neutres comme dans l'exemple 7. On prépare, en outre, une autre expérience en fixant sur le filtre une membrane fonctionnelle contenant un ionophore (agent facilitant la diffusion des ions). Pour ce faire, on prépare une suspension de polylysine-NSPE/phospholipides comme indiqué précédemment dans cet exemple, mais en ajoutant 0,1 mg de monensin (ionophore) à la solution chloroformique de phospholipides EYPC (18 en poids du total). La suspension est ensuite utilisée pour établir la membrane sur le filtre de la même manière que précédemment indiqué. EXEMPLE 15 : Etude de l'imperméabilité aux ions des films. On introduit dans la cellule d'ultrafiltration 200 ml d'une solution de NaCl à 25 g/l dont la résistivité est de 55 mS/cm. On établit la pression pour obtenir un débit de 0,5 ml/min et on collecte des fractions de 1 ml sur lesquelles on mesure la conductivité. Les expériences sont réalisées dans différentes conditions avec : un filtre seul, un filtre issu de l'expérience témoin associé à des liposomes neutres, un film synthétique selon l'invention formé du filtre et de la membrane fonctionnelle fixée, et un film selon l'invention formé du filtre doté d'une membrane fonctionnelle fixée contenant un ionophore. Les résultats obtenus sont exprimés dans le tableau suivant: Conductivité (en % de la conductivité de la solution de NaCl initiale) Fractions 1 2 3 4 5 6 7 8 Nature du film Filtre seul 50 100 100 100 100 100 100 100 Filtre + liposomes neutres 55 100 100 100 100 100 100 100 Filtre + membrane fixée 1 1 1 2 2 2 2 2 Filtre + membrane fixée + ionophore 4 6 6 7 7 7 7 7 Ces résultats indiquent que la membrane fixée permet bien de retenir les ions alors que le filtre seul et le filtre associé aux liposomes neutres sont complètement inefficaces. Les résultats montrent aussi que cet effet est partiellement inversé par la présence au sein de la membrane d'un composé ionophore dont la fonction est de transporter les ions à travers les bicouches. Ainsi, les membranes fonctionnelles fixées selon l'invention sur des supports plans conservent les mêmes propriétés de perméabilité sélective que les membranes plasmiques des cellules eucaryotes, et peuvent comme elles, s'étendrent sur des surfaces considérables tout en restant fonctionnelles. Un film selon l'invention peut être utilisé pour extraire ou séparer des sels et/ou des ions à partir d'une solution liquide par filtration. La figure 6 illustre en détail mais de façon schém membrane fonctionnelle 63. L'invention peut faire l'objet de nombreuses variantes et applications. En particulier d'autres polymères polycationiques ou polyanioniques peuvent être utilisés à titre de composés bifonctionnels d'autres composés amphiphiles peuvent être utilisés pour former la membrane ; d'autres substrats solides polyioniques peuvent être utilisés dès lors qu'ils présentent une densité superficielle de charges électriques positives et/ou négatives. REVENDICATIONS 1/ - Structure membranaire artificielle analogue aux membranes plasmiques naturelles fixées, caractérisée en ce qu'elle comprend - un substrat (31, 61) en phase solide présentant une surface dotée d'une densité superficielle de charges électriques, - une membrane fonctionnelle (33, 63) stable de composés amphiphiles et qui présente une surface libre s'étendant à l'opposé du substrat, ladite surface libre étant adaptée pour pouvoir être placée au contact d'un milieu, dit milieu externe, avec une forme telle qu'elle ne circonscrit pas ce milieu externe, - au moins un composé (32, 62) bifonctionnel de fixation de la membrane fonctionnelle (33, 63) sur le substrat (31, 61), inséré entre la membrane et le substrat, et dont la structure chimique comprend au moins une-chaîne (64) polyionique adaptée pour coopérer par complexation polyélectrolytique avec la densité superficielle de charges électriques du substrat (31, 61), au moins un ligand membranaire (65, 66) lié par liaison covalente à une telle chaîne polyionique, et adapté pour former une liaison lyotropique stable non covalente avec les composés amphiphiles de la membrane fonctionnelle (33, 63), sans affecter significativement les propriétés fonctionnelles de la membrane fonctionnelle (33, 63). 2/ - Structure membranaire selon la revendication 1, caractérisée en ce que les composés amphiphiles de la membrane fonctionnelle (33, 63) sont des composés phospholipidiques. 3/ - Structure membranaire selon l'une des revendications 1 et 2, caractérisée en ce qu'elle comprend au moins un composé (32, 62) bifonctionnel de fixation dont la structure chimique comprend au moins une pluralité de ligands membranaires (65, 66). 4/ - Structure membranaire selon la revendication 3, caractérisée en ce que les ligands membranaires (65, 66) sont répartis sur la molécule du composé (32, 62) bifonctionnel de fixation à une distance les uns des autres qui est supérieure à celle séparant les composés amphiphiles qui se jouxtent dans une couche de la membrane fonctionnelle (33, 63), de sorte que la membrane fonctionnelle (33, 63) présente des composés amphiphiles qui ne sont pas liés à un ligand membranaire (65, 66). 5/ - Structure membranaire selon l'une des revendications 3 ou 4, caractérisée en ce que le composé (32, 62) bifonctionnel de fixation présente un nombre de charges ioniques unitaires de même signe aptes à coopérer par complexation polyélectrolytique avec la densité superficielle de charges électriques du substrat, supérieur au nombre de ligands membranaires (65, 66). 6/ - Structure membranaire selon la revendication 5, caractérisée en ce que les charges ioniques sont réparties sur la molécule du composé (32, 62) bifonctionnel de fixation à une distance les unes des autres qui est inférieure à la plus petite distance séparant deux ligands membranaires (65, 66). 7/ - Structure membranaire selon l'une des revendications 1 à 6, caractérisée en ce que les ligands membranaires (65, 66) sont choisis parmi les phospholipides, les acides gras, les isoprénoïdes, les peptides 8/ - Structure membranaire selon l'une des revendications 1 à 7, caractérisée en ce que les composés (32, 62) bifonctionnels de fixation sont formés d'oligomères ou de polymères. 9/ - Structure membranaire selon l'une des revendications 1 à 8, caractérisée en ce que les charges électriques du substrat (31, 61) sont négatives, et en ce que les composés (32, 62) bifonctionnels de fixation présentent une structure polycationique. 10/ - Structure membranaire selon l'une des revendications 1 à 9, caractérisée en ce qu'elle comprend au moins un composé (32, 62) bifonctionnel de fixation dont la structure chimique comprend au moins un groupe choisi parmi ùn peptide, un polypeptide, une protéine ou un oside. 11/ - Structure membranaire selon l'une des revendications 1 à 10, caractérisée en ce qu'elle comprend au moins une polyamine à titre de composé bifonctionnel de fixation. 12/ - Structure membranaire selon la revendication 11, caractérisée en ce que la polyamine est une polylysine succinophospholipidique. 13/ - Structure membranaire selon l'une des revendications 1 à 12, caractérisée en ce que la membrane fonctionnelle (33, 63) présente au moins un composé (34) d'interaction avec le milieu externe. 14/ - Structure membranaire selon la revendication 13, caractérisée en ce qu'elle comporte un composé (34) d'interaction choisi parmi un peptide, une protéine, un glucide, une glycoprotéine. 15/ - Structure membranaire selon l'une des revendications 13 et 14, caractérisée en ce qu'un composé d'interaction est lié à au moins un ligand membranaire (65, 66) d'un composé bifonctionnel (32, 62) de fixation par une liaison covalente. 16/ - Structure membranaire selon l'une des revendications 13 à 15, caractérisée en ce qu'un composé (34) d'interaction est lié par une liaison lyotropique stable non covalente avec des composés amphiphiles de la membrane fonctionnelle (33, 63). 17/ - Structure membranaire selon l'une des revendications 1 à 16, caractérisée en ce que la membrane fonctionnelle (33, 63) s'étend sur une épaisseur inférieure à 5 18/ - Structure membranaire selon l'une des revendications 1 à 17, caractérisée en ce que le substrat (31, 61) présente des pores de dimension moyenne supérieure à 5 nm et inférieure à 0,5 um. 19/ - Utilisation d'une structure membranaire selon l'une des revendications 1 à 18 pour l'obtention d'un médicament. 20/ - Particule synthétique supramoléculaire caractérisée en ce qu'elle comprend une structure membranaire selon l'une des revendications 1 à 18 formant sa périphérie externe et délimitant un volume interne, la membrane fonctionnelle (33) de la structure membranaire présentant une surface libre qui s'étend à l'extérieur de la particule et qui est destinée à être placée au contact d'un milieu externe. 21/ - Particule selon la revendication 20, caractérisée en ce que le substrat (31) occupe au moins substantiellement tout le volume interne de la particule. 22/ - Particule selon la revendication 20, caractérisée en ce que le substrat (31) occupe une partie seulement du volume interne de la particule. 23/ - Particule selon l'une des revendications 20 à 22, caractérisée en ce que le substrat (31) est formé d'ADN ou d'ARN. 24/ - Particule selon l'une des revendications 20 à 23, caractérisée en ce que le substrat (31) est formé d'une matrice polymérique poreuse synthétique. 25/ - Particule selon l'une des revendications 20 à 24, caractérisée en ce qu'elle contient une composition liquide dans son volume interne. 26/ - Particule selon la revendication 25, caractérisée en ce que la membrane fonctionnelle (33) est adaptée pour présenter une cinétique de libération de la composition liquide selon un profil prédéterminé. 27/ - Particule selon l'une des revendications 20 à 26, caractérisée en ce qu'elle présente une dimension moyenne comprise entre 5 nm et 5 mm. 28/ - Médicament caractérisé en ce qu'il comprend au moins une particule selon l'une des revendications 20 à 27. 29/ - Film synthétique supramoléculaire, caractérisé en ce qu'il comprend une structure membranaire selon l'une des revendications 1 à 18. 30/ - Application d'un film selon la revendication 29 pour extraire ou séparer des sels et/ou des ions à partir d'une solution liquide par filtration. 31/ - Procédé de préparation d'un polymère polycationique doté d'une pluralité de ligands (65, 66) lipidiques aptes à former une liaison lyotropique stable non covalente avec une membrane fonctionnelle (33, 63) stable de composés amphiphiles, de sorte que ce polymère peut faire office de composé (32, 62) bifonctionnel de fixation de la membrane fonctionnelle (33, 63) sur le substrat (31, 61) d'une structure membranaire selon l'une des revendications 1 à 18, caractérisé en ce qu'après avoir effectué les opérations de synthèse chimique permettant l'obtention de la molécule du polymère, on le met en contact d'un citrate dans un solvant polaire de façon à obtenir une précipitation du polymère. 32/ - Polymère polycationique de pureté supérieure à 95 % doté d'une pluralité de ligands (65, 66) lipidiques aptes à former une liaison lyotropique stable non covalente avec une membrane fonctionnelle (33, 63) stable de composés amphiphiles, de sorte que ce polymère peut faire office de composé (32, 62) bifonctionnel de fixation de la membrane fonctionnelle (33, 63) sur le substrat (31, 61) d'une structure membranaire selon l'une des revendications 1 à 18. 33/ - Polymère selon la revendication 32, caractérisé en ce qu il est formé d'une polyamine polycationique comprenant des ligands phospholipidiques greffés sur une partie des atomes d'azote des fonctions amines. 34/ - Polymère selon la revendication 33, caractérisé en ce qu'il est formé d'une L-polylysine succinophospholipidique. 35/ - Procédé de préparation d'une structure membranaire selon l'une des revendications 1 à 18, caractérisé en ce qu'on prépare tout d'abord une suspension aqueuse des composés bifonctionnels de fixation de la façon suivante - on prépare une solution des composés (32, 62) bifonctionnels de fixation dans le DMSO, - on prépare une solution aqueuse comprenant au moins un détergent non ionique à une concentration supérieure à sa concentration micellaire critique, - on ajoute la solution des composés (32, 62) bifonctionnels de fixation dans la solution aqueuse. 36/ - Procédé selon la revendication 35, caractérisé en ce qu'on ajoute ensuite dans ladite suspension aqueuse une composition. de polymères polyioniques aptes à former un substrat (33) solide par réticulation polyélectrolytique avec les chaînes polyioniques des composés bifonctionnels de fixation. 37/ - Procédé selon la revendication 36, caractérisé en ce que - on introduit des composés amphiphiles aptes à former une membrane fonctionnelle (33) soit dans la solution aqueuse du détergent, soit dans la suspension aqueuse avant ou après adjonction de la composition de polymères polyioniques, et de façon à ce que la concentration du détergent reste supérieure à la concentration micellaire critique, - on élimine ensuite le détergent de la suspension. 38/ - Procédé selon la revendication 35, caractérisé en ce que - on introduit des composés amphiphiles aptes à former une membrane fonctionnelle (63) soit dans la solution aqueuse du détergent, soit dans la suspension aqueuse, - puis on diminue la concentration du détergent dans la suspension aqueuse jusqu'à une concentration inférieure à sa concentration micellaire critique, - puis on place ensuite cette suspension aqueuse au contact d'un substrat (61) en phase solide, - puis on élimine le détergent non ionique.