Brevet FR2747690A1 — publié le 19971024

La présente invention est relative à de nouvelles lignées cellulaires immortalisées, d'origine rétinienne (endothéliale rétinienne et épithéliale pigmentaire rétinienne) aptes à être implanter dans la rétine et aptes å véhiculer une substance d'intérêt thérapeutique au niveau de l'oeil et du système nerveux central. De telles lignées peuvent également servir de modèle d'étude des interfaces sang-système nerveux central. Aussi bien la barrière hémato-encéphalique que la barrière hématorétinienne sont importantes dans le contrôle du passage de substances vers et å partir du parenchyme neural, notamment dans le maintien de l'hémostase. Dans la rétine, la barrière hémato-rétinienne comprend deux types cellulaires distincts, qui sont séparés anatomiquement. L'endothélium vasculaire rétinien, qui alimente la portion antérieure de la rétine, est actuellement considéré comme étant de structure identique à celle de l'endothélium cérébral (Towler et al., J. Physiol., 1994, 480, 10-1 1P), alors que les cellules de l'épithélium pigmentaire rétinien recouvrent les vaisseaux perméables de la circulation choroïdienne et forment la barrière postérieure au moyen de leurs jonctions apicales serrées et sont en conséquence similaires aux cellules épithéliales à jonctions serrées des plexus choroïdes. Les endothéliums cérébral et rétinien sont de nature différente de l'endothélium périphérique et n'ont pas pour uniques fonctions d'exprimer des jonctions serrées et de former une barrière physique. D'autres propriétés de l'endothélium contribuent à la nature spécialisée de cette barrière, il s'agit en particulier de la distribution et de l'expression de substances telles que le transporteur du glucose (GLUT1), le récepteur de la transferrine et le produit d'expression du gène de résistance aux médicaments, la P-glycoprotéine (Pgp). Les endothéliums cérébral et rétinien diffèrent également de l'endothélium périphérique, par leur perméabilité aux leucocytes circulants. L'étude in vitro des mécanismes moléculaires de l'induction du phénotype endothélial présente l'inconvénient d'être dépendante de la disponibilité en cultures cellulaires primaires de cellules endothéliales de vaisseaux cérébraux ou rétiniens ou de cellules épithéliales pigmentaires de la rétine. Pour ce qui concerne le transfert in vivo, l'utilisation de tissus nerveux primaires d'origine foetale, pour la transplantation cellulaire, en thérapie humaine est une source de nombreux problèmes éthiques et pratiques , une alternative à ce problème est l'utilisation de lignées cellulaires primaires d'origine neurale (neurones, cellules gliales, astrocytes par exemple) ou de lignées cellulaires non neurales (fibroblastes, myoblastes, cellules chromaffines de la médullo-surrénale, hépatocytes par exemple). Bien que les lignées cellulaires de médullo-surrénale, de fibroblastes ou de myoblastes puissent effectivement libérer des substances actives in vivo, elles ne sont pas normalement présentes dans le système nerveux central, peuvent modifier la fonction normale du système nerveux et entraîner une réaction de rejet. En raison de l'hétérogénéité des cellules endothéliales des différents tissus, influencée par l'environnement de ces cellules, il était important de pouvoir disposer de cellules adaptées à l'environnement rétinien, pour disposer d'outils permettant une bonne intégration morphologique et physiologique des cellules, lorsqu'elles sont implantées ou greffées. En conséquence, les Inventeurs se sont donné pour but de pourvoir à des lignées de cellules immortalisées, dérivées de cultures primaires de la barrière hémato-rétinienne et de l'épithélium pigmentaire rétinien de mammifère, notamment de rongeurs et plus particulièrement de rats, qui répondent mieux au besoin de la pratique, notamment en ce que toutes les lignées obtenues sont stables et présentent la plupart des caractéristiques des cellules différenciées. La présente invention a pour objet des lignées de cellules de mammifères, caractérisées en ce qu'elles sont dérivées de cultures primaires rétiniennes, en ce qu'elles comprennent un fragment d'acide nucléique comprenant au moins un fragment immortalisant d'un oncogène viral thermo-sensible, lequel fragment d'acide nucléique est éventuellement associé à au moins un gène de sélection et en ce qu'elles présentent les caractéristiques morphologiques et au moins les caractéristiques d'expression des antigènes de surface des cellules de cultures primaires correspondantes. Selon un mode de réalisation avantageux desdites lignées, elles sont dérivées de cellules endothéliales rétiniennes et présentent au moins les caractéristiques morphologiques et d'expression antigènique des cellules endothéliales rétiniennes de culture primaire: morphologie fusiforme, expression des marqueurs des tissus endothéliaux tel que RECA-1, expression constitutive de marqueurs spécifiques de l'endothélium de SNC tels qu'au moins P-glycoprotéine, GLUT-1 et récepteur de la transferrine, absence d'expression d'antigènes de surface spécifiques des cellules endothéliales cérébrales, tel que l'antigène 1A8B. Selon un autre mode de réalisation avantageux desdites lignées, elles sont dérivées de cellules épithéliales pigmentaires de rétine et présentent les caractéristiques morphologique et d'expression antigènique des cellules épithéliales pigmentaire rétiniennes de culture primaire: morphologie pavimenteuse, expression de RET-PE2 et des cytokératines. De manière surprenante, de telles cellules ne diffèrent pas dans leur expression des caractéristiques des cellules endothéliales rétiniennes différenciées ou des cellules épithéliales pigmentaires rétiniennes différenciées. En outre: les cellules épithéliales pigmentaires rétiniennes sont capables, in vivo, de s'intégrer de manière appropriée à la cytoarchitecture de la rétine d'un mammifere hôte sans proliférer et de prévenir la perte des photorécepteurs, notamment chez le rat de souche RC S (Royal College Surgeon) et les cellules endothéliales rétiniennes sont capables, in vitre, de servir de modèle de la barrière hémato-rétinienne, en l'absence ou en présence des cellules épithéliales pigmentaires rétiniennes. Selon un autre mode de réalisation avantageux desdites lignées, le fragment d'acide nucléique comprenant au moins un fragment immortalisant d'un oncogène contient un fragment d'un oncogène grand T de SV40 thermo-sensible. On a ainsi obtenu: des cellules endothéliales rétiniennes immortalisées, dénommées IO/JG2/1, fusiformes comme les cellules de culture primaire et exprimant les marqueurs spécifiques des cellules endothéliales du SNC précités ainsi que les mêmes antigènes de surface et les mêmes antigènes du système majeur d'histocompatibilité que les cellules endothéliales rétiniennes de culture primaire, et des cellules épithéliales pigmentaires rétiniennes immortalisées, dénommées IO/LD7/4, très similaires aux cellules de culture primaire, bien que non pigmentées, ces cellules expriment l'antigène spécifique RET-PE2 et les cytokératines. Conformément à l'invention, les cellules endothéliales rétiniennes immortalisées, dénommées IO/JG2/1, ont été déposées sous le n" I-1695 en date du 18 avril 1996 auprès de la Collection nationale de Cultures de Micro-organismes tenue par l'institut Pasteur. Conformément à l'invention, les cellules épithéliales pigmentaires rétiniennes immortalisées, dénommées IO/LD7/4 ont été déposées sous le n" I-1694 en date du 18 avril 1996 auprès de la Collection nationale de Cultures de Microorganismes tenue par l'institut Pasteur. La présente invention a également pour objet des lignées cellulaires issues des lignées immortalisées telles que définies ci-dessus dénommées ci-après lignées de cellules vectrices, caractérisées en ce qu'elles comprennent au moins une lignée cellulaire telle que définie ci-dessus associée à un vecteur d'expression comprenant une séquence codant pour un polypeptide, une protéine ou un vecteur viral, éventuellement associé à au moins un gène de sélection et éventuellement au moins un gène marqueur et en ce qu'elles sont capables in vivo de s'intégrer à la rétine et notamment à l'espace sous-rétinien d'un mammifère hôte, à prévenir la perte des photorécepteurs et à produire ledit peptide, ladite protéine ou ledit vecteur viral. On entend au sens de la présente invention, par vecteur d'expression, tout fragment d'acide nucléique intégré dans le génome ou présent au niveau cytoplasmique desdites lignées cellulaires et capable de permettre l'expression desdits polypeptides, protéine ou vecteur viral. L'ensemble des lignées selon la présente invention (lignées cellulaires et lignées vectrices) a l'avantage de constituer une source pure, homogène et suffisante de cellules d'origine rétinienne, en vue d'une application reproductible aux transplantations, notamment parce que l'ensemble de ces lignées présentent le phénotype des lignées de cultures primaires. En ce qui concerne plus particulièrement les lignées vectrices, elles s'intègrent bien à la vascularisation rétinienne, sont très bien tolérées et libèrent in vivo, sur une longue période, la substance active qu'elles expriment et trouvent application dans la préparation d'une composition pour le traitement des troubles primaires ou secondaires ophtalmologiques ou neurologiques. La présente invention a en outre pour objet un modèle d'étude et d'identification des systèmes biochimiques et cellulaires de la barrière hémato-rétinienne, caractérisé en ce qu'il comprend au moins une lignée cellulaire telle que définie ci-dessus. Outre les dispositions qui précèdent, I'invention comprend encore d'autres dispositions, qui ressortiront de la description qui va suivre, qui se réfère à des exemples de mise en oeuvre du procédé objet de la présente invention ainsi qu'aux dessins annexés, dans lesquels - la figure 1 illustre la morphologie des cultures primaires de cellules endothéliales rétiniennes (C), de cellules épithéliales pigmentaires rétiniennes (E) et des clones immortalisés IO/JG2/1 (D)et IO/LD7/4 (F) selon l'invention; - la figure 2 illustre en microscopie électronique à transmission, les cellules IO/LD7/4 (A) et IO/JG2/1 (C, E), - la figure 3 illustre la coloration nucléaire obtenue en présence d'anticorps dirigés contre l'antigène grand T : IO/JG2/1 (B) et IO/LD7/4 (C); - la figure 4 illustre l'expression de différents marqueurs endothéliaux dans les cultures IO/JG2/1 (A-F), - la figure 5 illustre l'expression comparée de différents marqueurs épithéliaux dans les cultures primaires (A, B) et le clone IO/LD7/4 (C, D) - la figure 6 illustre l'expression de la molécule d'adhésion ICAM-1 (A, B), des antigènes du système majeur d'histocompatibilité de classe I (C, D) et de classe II (E, F), dans le clone IO/LD7/4 en l'absence (A, C, E) ou en présence (B, D, F) d'induction par 'FN-y; r la figure 7 illustre, pour les cellules IO/LD7/4, I'expression des molécules d'adhésion ICAM-1 (B, barres noires) et VCAM-1 (B, barres hachurées) ainsi que des antigènes d'histocompatibilité de classe II I-A (A, noir) et I-E (A, hachuré) en réponse à l'IFN-y de 0 à 5 jours, - la figure 8 illustre la migration des lymphocytes T à travers des monocouches constituées des cultures primaires de cellules endothéliales rétiniennes (REC), pigmentaires épithéliales rétiniennes (RPE) ou des clones IO/JG2/1 et IO/LD7/4. Il doit être bien entendu, toutefois, que ces exemples sont donnés uniquement à titre d'illustration de l'objet de l'invention, dont ils ne constituent en aucune manière limitation. Exemple 1 : Méthodes utilisées pour la caractérisation des cellules immortalisées conformes à l'invention: a) Isolement et culture des cellules endothéliales d'aorte de rat L'endothélium d'aorte est isolé par la méthode décrite par McGUIRE P.G. et al. (Lab. Invest., 1987, 57, 94-105). L'aorte de rat est enlevée par dissection, coupée en petits morceaux (2-5 mm), qui sont placés sur des plaques comprenant 24 puits, recouvertes de collagène et contenant un milieu de culture de cellules endothéliales, de telle sorte que la face luminale des morceaux d'aorte soit en contact avec le collagène. Le milieu de culture RPMI est supplémenté avec du sérum de veau foetal à 20 %, un supplément de croissance des cellules endothéliales à 7,5 Rg/ml, de l'héparine à 80 llg/ml, de la glutamine 2 mM, de la vitamine C à 0,5 llg/ml, de la pénicilline à 100 U/ml et de la streptomycine à 100 Rg/ml. Après 3 jours, les explants sont retirés et les cellules adhérentes prolifèrent jusqu'à confluence. A confluence, les cellules ont une morphologie pavimenteuse, caractéristique des vaisseaux endothéliaux, expriment le facteur de Von Willebrand et prolifèrent dans un milieu contenant de la D-valine. Les cellules sont utilisée après trois passages (stade le plus précoce pour une utilisation expérimentale). b) Protocole de mise en oeuvre de la microscopie électronique, pour l'étude morphologique des différentes cellules obtenues. Les monocouches des cellules immortalisées (rétiniennes endothéliales et RPE) sont mises en culture dans des plaques contenant 24 puits, jusqu'à confluence. Les cellules sont fixées avec un mélange de paraformaldéhyde à 1 % et de glutaraldéhyde à 3 % dans du cacodylate de sodium 0,1 M-HCI (pH 7,4) ou dans du glutaraldéhyde à 2,5 % dans du cacodylate de sodium 0,1 M, tamponné à pH 6,9, par l'addition d'acide tannique à 0,5 % (p/v). Après rinçage, 3 fois 5 minutes dans un tampon au cacodylate de sodium (pH 7,4), les cellules sont à nouveau fixées pendant 2 heures à 4 C et à l'abri de la lumière, dans une solution aqueuse à 1% de tetroxyde d'osmium, déshydratées, en présence d'alcools à différents taux (lx10 min 50-90 %, 4x10 min 100 %), incluses dans de l'araldite et vulcanisées à 60 C pendant 12 heures. Des sections semi-fines (1 m) et ultra-fines sont préparées (50 nm), à l'aide d'un microtome Leica Ultracut Se Les sections semi-fines sont colorées pour être observées au microscope, avec du bleu de toluidine à 1 % dans de l'éthanol à 50 % et les sections ultra-fines sont colorées séquentiellement avec du citrate de plomb à 1 % dans de l'éthanol à 50 % et dans du citrate de plomb et observées et photographiées avec un microscope électronique à transmission JEOL 1010, opérant à 80 kV. c) Protocole de détection des antigènes de surface endothéliaux et épithéliaux par ELISA, immunohistochimie et cytométrie de flux. * ELISA: Les cellules endothéliales rétiniennes de rat (culture primaire et cellules immortalisées) sont ensemencés à densité de confluence sur des plaques comprenant 96 puits et qui ont été préalablement recouvertes de collagène de type IV à 0,05 %. Avant l'étalement des cellules, le collagène est fixé dans de la vapeur d'ammoniac et les plaques sont lavées deux fois avec du HBSS. Les cellules sont cultivées pendant 3 jours avant leur utilisation expérimentale. Après les traitements expérimentaux, les cellules sont lavées 4 fois dans une solution salée et tamponnée de Hanks (HBSS) et fixées avec du glutaraldéhyde à 0,1 % dans une solution saline tamponnée au phosphate (PBSA) pendant 10 minutes à température ambiante. Les cellules sont lavées avec un tampon Tris-HCI 50 mM pH 7,5 pendant 20 minutes à température ambiante. Les anticorps primaires sont dilués dans 100 ljI d'HBSS contenant 100 llg/ml d'IgG normales de lapin et 4 mg/ml de sérum albumine bovine, puis incubés avec les cellules pendant 45 minutes à 370C. Les cellules sont lavées 4 fois avec du PBSA contenant du Tween-20 à 0,2 %, puis incubées avec une IgG anti-souris biotinylée (1 :700, Amersham) pendant 45 minutes à 370C. Les cellules sont à nouveau lavées 4 fois avec du PBSA contenant du Tween-20 à 0,2 % et incubées avec de la peroxydase de raifort-streptavidine (1 :700, Amersham) pendant 45 minutes à 370C. Les cellules sont lavées 4 fois dans du PBSA contenant du Tween20 à 0,2 % et incubées avec 100 ul de tétraméthylebenzidine dans un tampon citrateacétate (pH 5) pendant 10 minutes. Les réactions sont arrêtées par l'addition de 50 1 d'acide sulfùrique 1 M et le produit de la réaction est quantifié (densité optique à 450 nm). * Etudes histochimiques: Les cultures primaires et les cellules immortalisées sont ensemencées sur des lames (Gibco/BRL) et cultivées à confluence. La détection des antigènes de surface est effectuée en lavant les cellules dans de l'HBSS puis en bloquant à l'aide d'HBSS contenant 100 ljg/mi d'IgG normale de lapin et 4 mg/ml de sérum albumine bovine. Les anticorps primaires sont ensuite ajoutés aux cellules non-fixées et incubées pendant 1 heure sur de la glace, lavées et un deuxième anticorps biotinylé spécifique est ajouté et incubé pendant 30 minutes. Après lavage, la streptavidine marquée au FITC est incubée avec les cellules pendant 15 minutes. Les cellules sont alors fixées, montées et observées sur un Axiophot Zeiss. Pour les antigènes intracellulaires, les cellules sont fixées et perméabilisées comme décrit pour la méthode ELISA. * Cytométrie de flux: La cytométrie de flux des cultures rétinales confluentes est réalisée sur un appareil FACScan (Becton-Dickinson). Après lavage, les monocouches de cellules sont dissociées dans l'HBSS contenant 1 mg/ml de collagénase/dispase et de l'EDTA à 0,2 % et les cellules sont remises en suspension dans un tampon PBS. 5.104 cellules/flacon sont incubées pendant 1 heure avec l'anticorps primaire sur de la glace, suivie par une deuxième incubation d' 1 heure avec un anticorps F(ab')2 de lapin anti IgG de souris conjugué au FITC, en présence de sérum de rat normal à 20 %. Après 2 lavages, les cellules sont remises en suspension dans du tampon PBS et analysées. Les cellules non-colorées sont utilisées pour la calibration et les cellules colorées uniquement avec le deuxième anticorps sont utilisées pour établir le bruit de fond. d) Protocole pour l'étude de la migration des lymphocytes T à travers la monocouche: La capacité des cellules immortalisées à permettre la migration transendothéliale des cellules T spécifiques de l'antigène est déterminée comme décrit dans GREENWOOD J. et al. (Immunol., 1993, 80, 401-406). Les cellules T sont ajoutées (2.105 cellules/ml/puits) dans des plaques 24 puits contenant des monocouches de culture cellulaire primaire ou immortalisées endothéliales rétiniennes et RPE. Les cellules T sédimentent et migrent en 4 heures. Pour évaluer le taux de migration, les co-cultures sont placées dans un microscope à contraste de phase, maintenues à 37"C et à un taux de CO2 de 5 %. Un champ de 200x200 Rm est choisi de manière aléatoire et enregistré pendant 10 minutes, reparties sur la période de 4 heures, à l'aide d'une caméra. Les données sont exprimées comme le pourcentage de lymphocytes totaux dans un champ qui ont migré à travers la monocouche, un minimum de 6 puits/essai est analysé. Exemple 2: Préparation d'une lignée conforme à l'invention: cellules endothéliales rétiniennes de rat. a) Isolement et culture des cellules endothéliales rétiniennes Des cellules endothéliales sont dérivées de rats Lewis femelles âgées de 4 à 6 semaines et dépourvues d'agents pathogènes. Les cellules rétiniennes sont isolées et cultivées selon les méthodes décrites par GREENWOOD J. (J. Neuroimmunol., 1992, 39, 123-132) et ABBOTT N.J. et al. (Cell. Sci., 1992, 103, 2337). Ces techniques produisent des cultures primaires dont la pureté est supérieure à 95 %. Les rétines de rat sont dispersées par digestion enzymatique, les fragments de microvaisseaux sont séparés des cellules seules par centrifugation, qui sont lavées et mises en culture dans des flacons recouverts de collagène. Le milieu de croissance consiste en milieu Ham's F-10 (Sigma) supplémenté avec du sérum à 17,5 % (Advanced Protein Products Ltd), un supplément de croissance de cellules endothéliales à 7,5 Rg/ml (Advanced Protein Products Ltd), de l'héparine à 80 ,ug/ml, de la glutamine 2 mM, de la vitamine C à 0,5 Rg/l, de la pénicilline à 100 U/ml et de la streptomycine à 100 Rg/ml. Les cultures sont maintenues à 37 C et dans du CO2 à 5 %, le milieu est remplacé tous les trois jours jusqu'à confluence. b) Immortalisation des cellules Un vecteur rétroviral contenant le gène grand T SV40, déficient pour la réplication, obtenu conformément à la technique décrite par P. S. JAT et al. (Mol. Cell. Biol., 1986, 1204-1217) est produit en quantité dans des lignées de fibroblastes sélectionnées (lignée SVU19.5 ou lignée PA317). Ce vecteur rétroviral code en particulier pour un antigène grand T tsa58, sensible à la température, associé au gène codant pour la néomycine, en tant que marqueur de sélection. Il est obtenu à partir du surnageant de culture des cellules SVU19.5 ou PA317, après passage à travers un filtre 0,45 m, pour éliminer les cellules productrices. Il est ajouté à une culture primaire de cellules endothéliales, telles que préparées en a) (transfection). 200 1ll de virus dans 2 ml d'un milieu contenant du polybrène à 8 Rg/ml (Aldnch) sont ajoutés aux cellules endothéliales, le tout est incubé pendant 4 heures à 37 C, dans un incubateur sous atmosphère COz en remuant le flacon toutes les 15 minutes. Après l'incubation, le milieu est éliminé et 5 ml de milieu frais sont ajoutés; le tout est remis en culture une nuit. Les cellules sont ensuite maintenues dans l'incubateur pendant 48 heures. Les cellules sont alors étalées sur un milieu sélectif contenant de la généticine à 200 llg/ml (G418, Gibco) et les lignées parentales immortalisées sont obtenues par sélection des colonies résistantes. Après clonage par dilution limite de la lignée parentale on obtient en particulier le clone IO/JG2/1, sélectionné, pour une étude plus approfondie. c) caractéristiques du clone IO/JG2/1 Ce clone est cultivé jusqu'au trentième passage, sans différences significatives. Morphologie Les cultures primaires de cellules endothéliales rétiniennes présentent une morphologie fùsiforme, caractéristique de ces cellules (Figure 1 C). Le clone IO/JG2/1 immortalisé conserve cette morphologie caractéristique (figure 1D). Apparence ultrastructurale L'apparence ultrastructurale du clone IO/JG2/1 (figure 2 : B, C) est similaire à celle des cultures primaires. On observe un noyau volumineux avec la présence d'hétérochromatine périphérique ainsi que de nombreux organites cytosoliques, tels que mitochondries, réticulum endoplasmique et polysomes. Les jonctions entre les cellules présentent souvent une interdigitation avec des régions de densité cytoplasmique aux points de contact étroits. Les cellules reposent sur une lame basale. . Expression de l'antigène grand T tsa58 Toutes les cellules endothéliales immortalisées rétiniennes sélectionnées dans le milieu G418 montrent une coloration nucléaire importante avec des anticorps dirigés contre l'antigène grand T (figure 3A: IO/JG2/1 , figure 3B :IO/LD7/4), alors qu'aucune coloration n'est observée dans les cellules endothéliales des cultures primaires. . Expression de marqueurs endothéliaux Le clone IO/JG2/1 exprime un certain nombre d'antigènes spécifiques des cellules endothéliales ; les résultats obtenus sont illustrés au Tableau I. TABLEAU I Antigène CER primaire Clone IO/JG2/1 CEC Primaire CE d'aorte Taux de base IFN TNF Taux de base IFN TNF Taux de base IFN TNF Taux de base INF TNF P-glycoprotéine + nd nd + nd nd + nd nd - nd nd (JSB-1) GLUT-1 + nd nd + nd nd + nd nd - nd nd facteur von + nd nd + nd nd + nd nd + nd nd Willebrand récepteur trans- + nd nd (+) nd nd + nd nd - nd nd ferrine (OX-26) RECA-1 + nd nd + nd nd + nd nd nd nd nd ICAM (3H8/1A29) + + + + + + + + + + + + VCAM-1 (5F10) - + + - + + - + + + + + PECMAM-1 + nd nd + nd nd + nd nd + nd nd Non-CE SNC (OX- - nd nd - nd nd - nd nd + nd nd 43) CD44 (OX-50) + nd nd + nd nd + nd nd + nd nd MHC classe I + + + + + + + + + + + + (OX-18) MHC classe II 1-A - (+) - - + - - + - - + (OX-6) 3H12B + + + (+) + + + + + + + + 4A2 + + + + + + + + - + + + CE SNC = Cellules endothéliales du système nerveux central CER primaire = Cellules endothéliales rétiniennes en culture primaire CEC primaire = Cellules endothéliales cérébrales en culture primaire Le Tableau I montre en particulier que ce clone exprime notamment le facteur de von Willebrand, l'antigène RECA-l, l'antigène ICAM-1, dont l'expression peut également être induite par traitement avec 100 U/ml d'IFN-y ou de TNFa pendant 24 heures (Tableau I et figures 4 et 6) et l'antigène VCAM-1, après induction par les cytokines précitées (200 U/ml d'IFN-y ou de TNF pendant 24 heures ou 48 heures) (voir Tableau I). . Expression de marqueurs endothéliaux spécifiques du SNC Le Tableau I montre également que le clone IO/JG2/1 exprime de manière constitutive un certain nombre de marqueurs spécifiques des cellules endothéliales du SNC, notamment la P-glycoprotéine, GLUT- 1, et le récepteur de la transferrine (voir Tableau I), toutefois, le clone IO/JG2/1 n'exprime pas certains des antigènes spécifiques des cellules endothéliales cérébrales et notamment les antigènes 1A8B et 2A4, ce qui permet de le différencier de l'endothélium cérébral (Tableau II ciaprès). . Comparaison de l'expression des antigènes endothéliaux sur les cultures primaires et dans les lignées immortalisées et par rapport aux cellules endothéliales périphériques. Comme précisé ci-dessus les cultures primaires d'endothélium rétinien et les clones dérivés exprimant l'antigène grand T présentent une expression constitutive des marqueurs spécifiques des cellules endothéliales du SNC, à savoir la Pglycoprotéine, GLUT- 1 et le récepteur de la transferrine (Tableau I), alors que l'endothélium aortique n'exprime pas ces antigènes mais exprime l'antigène OX-43, considéré comme spécifique des cellules endothéliales périphériques; l'antigène OX-43 n'est effectivement pas exprimé, ni par les cultures primaires, ni par les cultures immortalisées de cellules endothéliales cérébrales et rétiniennes (Tableau I). Ces différentes cultures ont en outre été criblées par rapport à un panel d'antigènes considérés comme spécifiques des cellules endothéliales cérébrales. Les résultats sont illustrés au Tableau II. TABLEAU Il Antigène CER primaire Clone IO/JG2/1 CEC Primaire CE d'aorte 3B7 + - + + 3D11 + + + + 3D7B + + + + 4C6C + (+) + + 2FlB + + + + 2A4 - - + + 4E3 + + + + 2A5 + + + + 1A8B - - + + iCi + - + + icil + + + + 1D2 + - + + 4E8.C4 + + + + . Expression des antigènes du système majeur d'histocompatibilité Toutes les cultures endothéliales présentent une expression constitutive des antigènes majeurs d'histocompatibilité de classe I (OX-18, voir Tableau I et figures 4, 6 et 7), qui est induite par 100 U/ml d'IFN-y recombinant de rat, pendant 24 heures. Les cultures primaires de cellules endothéliales rétiniennes et cérébrales aussi bien que les lignées parentales et les clones exprimant l'antigène grand T ne présentent pas ou très peu d'expression des antigènes majeurs d'histocompatibilité de classe II. Des cultures de cellules endothéliales traitées pendant 24 heures avec 100 U/ml d'IFN-y recombinant uniquement présentent une induction importante de certains antigènes de classe Il : OX-6 et OX-17 (voir Tableau I et figure 4). . Migration des lymphocytes T à travers la monocouche n n'existe pas de différence significative dans la capacité des cellules primaires et des cellules immortalisées à supporter la migration T spécifique. Le degré de migration à travers les monocouches au cours d'un essai d'une durée de 4 heures est de 52+5 % pour les cellules endothéliales primaires cérébrales, de 48+4 % pour les cellules endothéliales primaires rétiniennes et de 54+6 % pour le clone endothélial rétinien IO/JG2/1 (figure 8). ExemDle 3: Préparation d'une lignée conforme à l'invention : cellules épithéliales rétiniennes de rat. a) Isolement et culture des cellules épithéliales pigmentaires rétiniennes Les cellules épithéliales pigmentaires rétiniennes de rat sont isolées à partir de rats PVG, âgés de 6 à 8 jours, conformément à la méthode de CHANG et al. (Curr. Eye Res., 1991, 10, 1081-1086). Les yeux sont prélevés et les globes intacts sont digérés avec de la dipase à 2 %, pendant 30 minutes. Les yeux sont ensuite disséqués, de manière à retirer la cornée et le corps vitré, la rétine est ensuite isolée et incubée 15 minutes dans un milieu de culture. Après incubation, des couches de cellules rétiniennes pigmentaires épithéliales (cellules RPE) sont séparées de la neurorétine et trypsinisées, de manière à obtenir un suspension cellulaire. Les cellules sont étalées dans des flacons de cultures de tissus et cultivées jusqu'à semi-confluence. Le milieu de culture est constitué d'un milieu Ham's F-10, supplémenté avec du sérum de veau foetale à 20 %, de l'HEPES 20 mM, du bicarbonate de sodium à 7,5 %, de la glutamine 2 mM, de la pénicilline à 100 U/ml et de la streptomycine à 100 CLg/ml. Ces cultures primaires croissent sous la forme de monocouches pigmentées, positives pour les cytokératines et l'épitope spécifiques des RPE, le RET-PE2 (NEILL et al., Exp. Eye Res., 1990, 51, 573-583). b) Immortalisation des cellules Elles sont réalisées dans les mêmes conditions que celles exposées à l'exemple l, à l'exception du temps d'incubation avec le vecteur rétroviral, qui est de 2 heures. Les lignées parentales immortalisées sont obtenues par sélection des colonies résistantes. Après clonage par dilution limite de la lignée parentale, on obtient en particulier le clone IO/LD7/4, sélectionné pour une étude plus approfondie. c) caractéristiques du clone IO/LD7/4 Morphologie La morphologie des cellules RPE immortalisées (figure 1F) est similaire à celle des cultures primaires (figure 1E). Contrairement aux cultures primaires, les cellules immortalisées ne sont pas pigmentées. Apparence ultrastructurale Bien que les cellules immortalisées du clone IO/LD7/4 ne soient pas pigmentées, lorsqu'elles sont observées au microscope, le TEM révèle des corps denses ayant l'apparence de premelanosomes (figure 2A). Expression de l'antigène grand T tsa58 Les cellules immortalisées RPE, sélectionnées à l'aide de G418 montrent une coloration nucléaire importante en présence d'anticorps dirigés contre l'antigène grand T (figure 3B), alors qu'aucune coloration n'est observée avec les cellules RPE en cultures primaires. Expression de marqueurs RPE Les cultures primaires de RPE et le clone immortalisé IO/LD7/4 expriment l'antigène spécifique des cellules RPE, à savoir RET-PE2 (figure 5). De plus, l'expression des cytokératines, qui sont habituellement utilisées pour identifier des cellules RPE, sont présentes, au même degré, aussi bien dans les cultures primaires que dans les cellules immortalisées, comme cela est illustré dans l'analyse en cytométrie de flux (figure 5). Expression des antigènes du système majeur d'histocompatibilité Toutes les cultures épithéliales pigmentaires présentent une expression constitutive des antigènes majeurs d'histocompatibilité de classe I (OX-18, voir Tableau I et figures 4, 6 et 7), qui est induite par 100 U/ml d'IFN-y recombinant de rat, pendant 24 heures. A la fois les cultures primaires et les cellules RPE immortalisées sont incapables d'exprimer les antigènes du complexe majeur d'histocompatibilité de classe II I-A ou de classe II I-E ; toutefois, après 5 jours d'activation, il existe une expression faible mais significative à la fois de I-A (figures 6 et 7) et de I-E. Expression des molécules d'adhésion Les cultures cellulaires RPE primaires et immortalisées n'expriment pas de manière constitutive le VCAM-1, mais après 3-5 jours d'activation avec de l'IFN-ly, on observe des taux faibles d'expression (figure 7). Migration des lymphocytes T à travers la monocouche La migration à travers les monocouches de cellules RPE primaires et immortalisées diffère de manière significative : les cellules primaires présentent un degré de migration significativement supérieur (38+3 %) à celui des cellules immortalisées IO/LD7/4 (17+2 %, p EXEMPLE 4: Implantation dans l'espace sous-rétinien de cellules IO/LD7/4. Les cellules RPE immortalisées selon l'invention sont implantables dans l'espace sous-rétinien et permettent de sauver les photorécepteurs de la dégénération et constituent une source de production de cellules donneuses particulièrement avantageuse. A - matériel et méthodes 1. Des couches confluentes de cellules RPE immortalisées (clone IO/LD7/4), conformes à l'invention sont cultivées sur des lamelles ThermanoxX . Elles sont fixées avec du paraformaldéhyde à 4 % et colorées avec des anticorps spécifiques des cellules RPE et un anticorps monoclonal spécifique de l'antigène grand T de SV40. 2. Des fragments de rétine adulte sont étalés sur des lamelles portant la couche confluente de cellules RPE immortalisées selon l'invention dans des puits de culture de tissu. 4 jours ou 7 jours plus tard, les lamelles sont fixées avec du paraformaldéhyde à 4 % et colorées avec du crésyl-violet et un anticorps dirigé contre la rhodopsine (ID4). 3. Les greffes de cellules immortalisées (2.105 cellules/l) sont injectées dans l'espace sous-rétinien chez 8 rats Sprague Dawley, âgés de 12 semaines. Quatre animaux sont traités avec de la cyclosporine-A par voie orale (2,1 mg/rat, deux fois par jour), pendant toute la durée de l'expérience. 1, 2, 3 et 4 semaines après la transplantation, un animal de chaque groupe est perfusé transcardiaquement avec du PBS associé à une dose létale d'anesthésique (Eutatal) et énucléé. Les yeux sont fixés dans du paraformaldéhyde à 4 %, cryoprotégés en les plongeant dans du saccharose pendant une nuit et inclus dans de l'OCT. Des sections sont préparées (épaisseur de 14 Rm) et colorés au crésyl-violet et un anticorps monoclonal dirigé contre l'antigène SV40. 4. Des greffes de cellules RPE, fraîchement isolées ou de cellules RPE immortalisées selon l'invention ont été transplantées dans l'espace sous-rétinien de rats RCS, âgés de 1, 2, 2,5, 3 et 6 mois. Les animaux sont anesthésiés avec du tribromo-éthanol (230 mg/kg). Une anesthésie supplémentaire de l'oeil est réalisée à l'aide d'une application topique (1 ou 2 gouttes d'hydrochlorure de proxymétacaine à 0,5 %). L'oeil est soumis à une rotation vers le nez et ancré; une incision est effectuée avec un scalpel très fin (couteau microchirurgical ayant un angle de 15 ) à travers les couches scléreuse et choroïdale, pour faciliter l'insertion d'une micropipette. Les cellules (2 itl à 2. 105) sont injectées dans l'espace sous-rétinien à travers la micropipette qui est attachée à une seringue d'Hamilton 10 ltl. Les animaux sont tués, 6, 12 et 24 semaines après la greffe. On leur donne une dose létale d'anesthésique, perfusé transcardiaquement avec du PBS, ils sont ensuite énucléés et l'oeil est fixé pendant 6 heures dans du paraformaldéhyde à 4 %. On cryoprotège le tissu, en le plongeant une nuit dans une solution de saccharose à 30 %, puis on l'inclut dans de l'OCT. Des sections de 14 ,um sont préparées et 5 séries sont collectées. Une série de coupes est colorée au crésyl- violet. B - Résultats * Etudes in vitro 1. Les cellules RPE immortalisées (clone IO/LD7/4) selon l'invention, sont colorées avec tous les anticorps spécifiques des cellules RPE. Les cellules sont positives pour SV40 uniquement in vitro, ce qui suggère qu'après la greffe, l'expression de l'antigène grand T de SV40 est inhibée à température du corps. 2. Les fragments de rétine adulte s'associent aux cellules RPE immortalisées selon l'invention et ne peuvent pas être séparés par trituration. Beaucoup de cellules liées aux cellules RPE ont été identifiées comme étant des photorécepteurs (coloration positive pou la rhodopsine). * Etudes in vivo 3. Les cellules immortalisées selon l'invention forment une monocouche lorsqu'elles sont implantées dans l'espace sous-rétinien, dans la plupart des cas. Elles sont identifiables chez l'hôte Sprague-Dawley, dans la mesure où leur noyau est plus volumineux et qu'elles sont fréquemment binucléées. Les cellules immortalisées selon l'invention, in vivo, présentent les caractéristiques hexagonales des cellules RPE, même si ces caractéristiques sont perdues in vitre. Aucun rejet de greffe n'a été observé, ni chez les animaux traités à la cyclosporine-A, ni chez ceux qui n'ont pas été traités. 4. Le nombre de photorécepteurs sauvés par la greffe de cellules immortalisées est plus important que ce que l'on peut obtenir avec des cellules fraîchement isolées, lorsque l'animal receveur est âgé de 1 à 2 mois. De plus, la durée de protection est plus longue. Aucune des greffes (cellules fraîches ou cellules IO/LD7/4) ne sont capables de sauver des photorécepteurs chez des animaux âgés de plus de 2 mois. Les Tableaux ffi et IV ci-après illustrent la prévention de la perte des photorécepteurs en présence des cellules immortalisées conformes à l'invention. TABLEAU III Prévention de la perte des photorécepteurs 6 semaines après transplantation Transplants 1 mois 2 mois 2,5 mois 3 mois 6 mois Cellules RPE T R T R T R T R T R fraîchement isolées + + + + + - + - + - + + + + + - + - + + + + - + - + - + + + - - oeil contrôle - - - - - - - - - Cellules RPE + ++ + + + - + - + IO/LD7/4 + ++ + ++ + - + - + immortalisées + ++ + ++ ++ - - - - - T = transplant détecté R = photorécepteur sauvé TABLEAU IV Prévention de la perte des photorécepteurs 12 semaines après transplantation Transplants 1 mois 2 mois 3 mois 6 mois Cellules RPE fraîchement T R T R T R T R isolées + ++ + + + - + + + + + + Contrôle - - - - - - - - Cellules RPE IO/LD7/4 + ++ + ++ + - + immortalisées + ++ + + + - + + ++ + ++ + ++ + # T = transplant détecté R = photorécepteur sauvé Ainsi que cela ressort de ce qui précède, l'invention ne se limite nullement à ceux de ses modes de mise en oeuvre, de réalisation et d'application qui viennent d'être décrits de façon plus explicite; elle en embrasse au contraire toutes les variantes qui peuvent venir à l'esprit du technicien en la matière, sans s'écarter du cadre, ni de la portée, de la présente invention. REVENDICATIONS 1") Lignées de cellules de mammifères, caractérisées en ce qu'elles sont dérivées de cultures primaires rétiniennes, en ce qu'elles comprennent un fragment d'acide nucléique comprenant au moins un fragment immortalisant d'un oncogène viral thermo-sensible, lequel fragment d'acide nucléique est éventuellement associé à au moins un gène de sélection et en ce qu'elles présentent les caractéristiques morphologiques et au moins les caractéristiques d'expression des antigènes de surface des cellules de cultures primaires correspondantes. 2") Lignées de cellules selon la revendication 1, caractérisée en ce qu'elles sont dérivées de cellules endothéliales rétiniennes, présentent au moins les caractéristiques morphologiques et d'expression antigênique des cellules endothéliales rétiniennes de culture primaire. 3 ) Lignées de cellules selon la revendication 1, caractérisées en ce qu'elles sont dérivées de cellules épithéliales pigmentaires de rétine et présentent les caractéristiques morphologique et d'expression antigènique des cellules épithéliales pigmentaire rétiniennes de culture primaire et en ce qu'elles sont capables in vivo de s'intégrer au tissu rétinien d'un mammifère hôte et de prévenir la perte des photorécepteurs. 4 ) Lignées de cellules selon l'une quelconque des revendications 1 à 3, caractérisées en ce que le fragment d'acide nucléique comprenant au moins un fragment immortalisant d'un oncogène contient un fragment d'un oncogène grand T de SV40 thermo-sensible. 5 ) Lignées de cellules selon la revendication 2, dénommées IO/JG2/1, caractérisées en ce qu'elles ont été déposées sous le n" I-1695 en date du 18 avril 1996 auprès de la Collection nationale de Cultures de Micro-organismes tenue par l'institut Pasteur. 6 ) Lignées de cellules selon la revendication 3, dénommées IO/LD7/4, caractérisées en ce qu'elles ont été déposées sous le n" I-1694 en date du 18 avril 1996 auprès de la Collection nationale de Cultures de Micro-organismes tenue par l'Institut Pasteur. 7 ) Lignées cellulaires vectrices, caractérisées en ce qu'elles comprennent au moins une lignée cellulaire selon l'une quelconque des revendications 1 à 6, associée à un vecteur d'expression comprenant une séquence codant pour un polypeptide, une protéine ou un vecteur viral, éventuellement associé à au moins un gène de sélection et éventuellement au moins un gène marqueur et en ce qu'elles sont capables in vivo de s'intégrer à la rétine et notamment à l'espace sous-rétinien d'un mammifère hôte, à prévenir la perte des photorécepteurs et à produire ledit peptide, ladite protéine ou ledit vecteur viral. 8) Modèle d'étude et d'identification des systèmes biochimiques et cellulaires de la barrière hémato-rétinienne, caractérisé en ce qu'il comprend au moins une lignée cellulaire selon l'une quelconque des revendications 1 à 7. 9 ) Utilisation des lignées de cellules épithéliales pigmentaires rétiniennes immortalisées selon la revendication 3, la revendication 6 ou la revendication 7, pour l'obtention d'un médicament pour le traitement des troubles primaires et secondaires ophtalmologiques ou neurologiques.