Brevet FR2736065A1 — publié le 19970103

I La présente invention est relative à des phosphatases alcalines bacté- riennes (BAP ou Bacterial Alkaline Phosphatase) modifiées présentant à la fois des propriétés enzymatiques significativement améliorées et une stabilité thermique élevée, et à leurs applications notamment dans les dosages immuno-enzymatiques (réactifs et kits de diagnostic). La présente invention est également relative à un procédé d'obtention de mutants ayant des propriétés enzymatiques significativement augmentées. La phosphatase alcaline est une phosphomonoestérase non spécifi- que. Cette métalloenzyme dimérique comprend deux chaînes polypeptidiques identi- ques contenant chacune deux atomes de zinc et un atome de magnésium, situés au coeur du site catalytique. Le mécanisme catalytique comprend plusieurs étapes dont la forma- tion d'un complexe intermédiaire covalent phosphoryl-enzyme (E-Pi) avec la serine 102 de la protéine, conformément à la réaction suivante: kl k2 k3 k4 E + ROPi E.ROPi E-Pi E.Pi E + Pi (1) k-1 k2(R1OH) k-3 k4 La constante catalytique de la réaction (kcat) dépend de l'étape limi- tante du processus. A pH acide, le facteur limitant est la rupture de la liaison covalente E-Pi; à pH alcalin, c'est la dissociation du complexe non-covalent E.Pi qui est l'étape limitante (BUTLER-RANSOHOFF et al., J. Org. Chem., 1992, 57, 142-145). En présence d'un accepteur de phosphate (R2OH), tel que l'éthanolamine ou le Tris, l'enzyme catalyse une réaction de transphosphorylation avec le transfert du groupe phosphoryl à l'alcool, conformément à la formule (2) ci-après: k5 E-Pi E + R2OP (2) k.5(R2OH) L'efficacité catalytique est appréciée par le rapport kct/KM, qui tient compte à la fois de l'activité hydrolytique et de l'affinité pour le substrat, de l'enzyme. On trouve la phosphatase alcaline chez tous les organismes, des bac- téries aux mammifères. 2 2736065 Les enzymes présentes chez les mammifères possèdent les activités spécifiques les plus élevées, c'est pourquoi la phosphatase alcaline d'intestin de veau (CIP = Caif Intestine Phosphatase) est habituellement choisie pour construire les réac- tifs immuno-enzymatiques, utilisés dans les tests de diagnostic in vitro. La CIP est cependant difficile à purifier et présente une faible stabilité thermique. La phosphatase alcaline bactérienne (BAP), qui présente une activité enzymatique significativement inférieure à celle de la CIP, est produite en grande quantité par E. coli; elle peut être purifiée aisément et possède une stabilité thermique exceptionnelle. En outre, elle peut être utilisée pour la construction de réactifs immuno-enzymatiques par des techniques de fusion génétique. Différentes équipes ont, en conséquence, tenté d'améliorer les pro- priétés catalytiques de l'enzyme bactérienne, afin de la substituer à la CIP dans la fabri- cation des réactifs de dosage. L'introduction de mutations ponctuelles dans le site actif de la BAP a permis d'obtenir des molécules possédant une activité enzymatique augmentée par rapport à l'enzyme de type sauvage: CHAIDAROGLOU et KANTROWITZ (Protein Engineering, 1989, 3, 2, 127-132) ont décrit un mutant de la BAP d'E. coli, dans lequel l'acide aspartique en position 101 est remplacé par de l'alanine (mutant dénommé D101A). Un tel mutant présente, à pH 9,4 et en présence d'accepteur de phosphate, une activité catalytique trois fois supérieure à celle de l'enzyme de type sauvage, mais une nette diminution de la stabilité à la chaleur. Les études de stabilité thermique ont été réalisées dans des conditions différentes de celles communément admises; toutefois, elles montrent clairement que le mutant a une stabilité thermique inférieure à celle de l'enzyme sauvage. La Demande de Brevet européen 0 441 252, au nom de Abbott Laboratories, décrit des phosphatases alcalines ayant une activité spécifique améliorée (activité catalytique trente six fois supérieure à celle de l'enzyme de type sauvage), à pH 10, en présence de faibles concentrations soit de Tris 0,05 M, soit de diéthanol- amine 0,05 M, mais qui présentent une stabilité thermique diminuée, en vue de leur utilisation comme réactifs. Les mutations décrites dans cette Demande se situent soit à une distance d'environ 20 A du site actif de l'enzyme, soit à une distance d'environ À du site actif de l'enzyme, soit dans le site actif et incluent: (i) les mutations ne concernant qu'un seul amino-acide, telles que: la substitution de Thrl par Val ou Ile (mutants T100V ou T100I) 5. la substitution de Lys 28 par Arg (mutant L328R) À la substitution de Val99 par Ala, (mutant V99A) la substitution de Ala103 par Asp ou Cys (mutants A103D ou A103C) la substitution de Thr107 par Val (mutant T107V) 10. la substitution de Asp'0' par Ser (mutant DlO1S) (ii) les mutations faisant intervenir deux amino-acides, telles que: la substitution de Val99 par Ala et de Lys328 par Arg (mutant V99A et K328R) la substitution de Val377 par Ala et de Ser415 par Gly (mutant V377A et S415G). La Demande Internationale PCT WO 94/01531, également au nom de Abbott Laboratories et qui reprend en substance le contenu de la Demande euro- peenne précitée, décrit en outre la substitution de Asp'53 par Gly (mutant D153G). De manière générale, pour mesurer une activité catalytique, il est nécessaire de se placer pour une enzyme donnée, dans les conditions optimales de son activité; or, dans ces Demandes Abbott, l'activité de l'enzyme sauvage et des mutants est comparée dans les mêmes conditions, en l'occurrence dans les conditions optimales des mutants. En conséquence, dans le cas des Demandes Abbott, l'augmentation de l'activité catalytique d'un facteur 36, résulte de la comparaison de l'activité catalyti- que du mutant placé dans les conditions optimales de fonctionnement, avec l'activité catalytique de l'enzyme sauvage dans les mêmes conditions. Si l'on compare ces activi- tés dans les conditions optimales de fonctionnement de chacune des enzymes, le facteur d'accroissement des propriétés catalytiques se limite à 18. En outre, aucun de ces mutants (qui diffèrent de la BAP de type sau- vage par seulement un ou deux résidus au plus) ne parvient à procurer à la phosphatase alcaline modifiée à la fois une activité enzymatique équivalente à celle de l'enzyme de mammifère correspondante et une stabilité thermique significativement supérieure à celle de l'enzyme de mammifère et notamment la stabilité thermique de l'enzyme bac- térienne de départ. D'autres travaux ont été réalisés, dont l'objectif était de mieux comprendre le mécanisme catalytique de l'enzyme. Plus précisément, les Auteurs de ces différents articles se sont attachés à déterminer les causes moléculaires à l'origine des différences observées entre la BAP et les enzymes de mammifères: activité enzy- matique 20 à 30 fois plus élevée des enzymes de mammifères, déplacement de l'activité optimale vers les pH élevés, addition de magnésium nécessaire à l'obtention d'une activité maximale. Dans la région du site actif, il existe deux différences notables entre les enzymes bactériennes et les enzymes de mammifères. Dans les enzymes bactérien- nes, les positions 153 et 328 sont occupées par les résidus Asp et Lys respectivement, tandis qu'un résidu His est présent à ces deux positions dans les enzymes de mammifè- res. Afin d'évaluer l'importance de ces différences sur l'activité enzymatique, des rési- dus His ont été introduit sur ces deux positions dans l'enzyme bactérienne (XU et KANTROWITZ, Biochemistry, 1991, 30, 7789-7796; JANEWAY et al., Biochemistry, 1993, 32, 1601-1609). XU et KANTROWITZ décrivent en particulier la substitution de la lysine en position 328, par une histidine, et les propriétés du mutant obtenu (K328H). En présence d'un accepteur de phosphate, le mutant K328H a une activité comparable à celle de l'enzyme sauvage; par contre, à pH 8 et en l'absence d'accepteur de phos- phate, ce mutant présente une diminution significative de l'activité catalytique, compa- rée à celle de l'enzyme sauvage. Ces résultats suggèrent que ces mutations entraînent une inhibition de l'activité hydrolytique, accompagnée d'une augmentation de l'activité de transphosphorylation. En outre, ce mutant a une affinité réduite pour le phosphate. En résumé, une telle mutation entraîne: - un déplacement de l'activité enzymatique optimale vers pH 10, - une augmentation de l'activité spécifique (surtout activité trans- férase) et - une baisse d'affinité pour le substrat et pour le phosphate inorganique Pi, à pH 10. $ 2736065 Cette baisse d'affinité pour Pi est sans doute liée à la suppression de la liaison au Pi, par l'intermédiaire d'une molécule d'eau, qui accélère l'étape limitante de la libération du Pi par l'enzyme. MATLIN et al. (Biochemistry, 1992, 31, 8196-8200) ont étudié d'autres mutations au niveau de la position 153 de la phosphatase alcaline d'E. col (remplacement de l'acide aspartique par de l'alanine: D153A ou par de l'asparagine: D153N) et ont également montré que la présence de magnésium est indispensable à l'activité de ces mutants. En outre, alors que le mutant D153N présente des paramètres cinétiques similaires à ceux de l'enzyme sauvage, le mutant D153A entraîne une augmentation d'un facteur 6,3 du kat, une augmentation d'un facteur 13,7 du rapport kat/KM (Tris 50 mM, pH 8) et une augmentation d'un facteur 159 du Ki pour le Pi (Tris 1 M, pH 8). De plus l'activité de ce mutant augmente d'un facteur 25, lorsque le pH est augmenté de 7 à 9. L'importance de la présence de magnésium pour avoir effectivement une activité catalytique, tant pour le mutant D153A que pour le mutant D153H a été mise en évidence par MURPHY et al. (J. Biochem. Chem., 1993, 268, 29, 21497- 21500), qui montrent que la mutation D153H entraîne la conversion du site de liaison au magnésium en un site de liaison au zinc. JANEWAY et al. ont également exploré le rôle des résidus en posi- tion 153 et 328, de la phosphatase alcaline d'E. col. Les mutants D153H (remplacement de l'acide aspartique en position 153 par une histidine), K328H (remplacement de la lysine en position 328 par une histidine) et D153H/K328H ont été plus particulièrement étudiés ainsi que les interactions, au niveau du site actif de la phosphatase alcaline, faisant intervenir de l'eau. Il ressort de cet article que: - le mutant D153H présente un déplacement de l'activité enzymati- que optimale vers pH 10 et une baisse d'affinité pour le magnésium; en présence de magnésium additionnel, l'activité catalytique est restaurée et est même supérieure à celle de l'enzyme sauvage. Cette modification d'activité est sans doute due au fait que D153, dans l'enzyme sauvage, lie le magnésium par l'intermédiaire de deux molécules d'eau; 6 2736065 sa suppression déstabilise le magnésium qui est remplacé par un zinc (MURPHY et al., 1993, précite) et donne une forme inactive de l'enzyme. L'augmentation de l'activité catalytique en présence de magnésium n'est cependant pas claire; elle serait due à un effet indirect sur la K328, qui n'a plus de lien avec laD153. Aussi bien MATLIN et al. (référence précitée) que JANEWAY et al. (référence précitée) montrent le rôle essentiel du magnésium dans l'évaluation de l'activité enzymatique de la phosphatase alcaline. Le mutant K328H/D153H présente le même comportement que le mutant D153H, par rapport au magnésium; en outre, il présente un KM diminué et un kcat augmenté. Ceci montre la complexité de l'action et la difficulté d'évaluation de l'intérêt d'un mutant. MURPHY et al. (Molecular Microbiology, 1994, 12, 3, 351-357) résument également les propriétés des mutants D153H, K328H et D153H/K328H et aboutissent aux mêmes conclusions que les différents Auteurs précités. En conclusion, les mutants K328H ou D153H présentent une aug- mentation modérée de l'activité spécifique. Le double mutant (D153H/K328H) est plus actif que les simples mutants, mais sa stabilité thermique est moins élevée que celle de l'enzyme sauvage et la présence de magnésium est indispensable à l'expression d'une activité élevée; en outre, ce double mutant D1 53H/K328H présente une augmentation du KM d'un facteur supérieur à 30, ce qui entraîne une diminution du rapport kat/KM (faible affinité pour le substrat). Bien que les résidus His en position 153 et/ou 328 participent aux performances élevées de la CIP, leur seule présence ne suffit pas à conférer à la BAP les caractéristiques recherchées, pour obtenir un outil de diagnostic efficace et stable, c'est-à-dire ayant à la fois: - une activité catalytique (hydrolyse) de l'ordre de celle de la phos- phatase alcaline de mammifère (CIP notamment), - une grande affinité pour le substrat phosphoré, et - une grande stabilité thermique, c'est-à-dire de l'ordre de celle de la BAP sauvage. En conséquence, la Demanderesse s'est donné pour but de pourvoir à des phosphatases alcalines bactériennes modifiées, qui répondent mieux aux besoins de la pratique que les phosphatases alcalines de l'Art antérieur. La présente invention a pour objet une phosphatase alcaline modifiée d'origine bactérienne, caractérisée en ce qu'elle est constituée par une séquence de phosphatase alcaline bactérienne (BAP), dans laquelle au moins l'un des résidus d'amino-acide en position 329 ou en position 330 est substitué par un autre résidu d'amino-acide, laquelle phosphatase alcaline modifiée présente une activité catalytique et une affinité pour le substrat significativement augmentées par rapport auxdites acti- vités de la phosphatase alcaline bactérienne sauvage correspondante et une stabilité thermique, de l'ordre de celle de ladite phosphatase alcaline bactérienne sauvage. On entend par résidu d'amino-acide, au sens de la présente invention, n'importe quel résidu d'amino-acide naturel et notamment: Ala, Cys, Asp, Glu, Phe, Gly, His, Ile, Lys, Leu, Met, Asn, Pro, Gln, Arg, Ser, Thr, Val, Trp ou Tyr. On entend par phosphatase alcaline d'origine bactérienne modifiée (BAPm), une phosphatase alcaline biologiquement active, dont les mutations ne correspondent pas nécessairement à des résidus d'amino-acide de phosphatase alcaline de mammifère (CIP, par exemple), laquelle BAPm peut notamment être obtenue, par mutagénèse aléatoire, à partir d'une phosphatase alcaline chimère, c'est-à-dire d'une phosphatase alcaline bactérienne comprenant au moins deux résidus d'amino-acide d'une phosphatase alcaline de mammifère, et notamment de la phosphatase alcaline d'intestin de veau (CIP) et biologiquement inactive. Selon un mode de réalisation avantageux de ladite phosphatase alca- line bactérienne modifiée, elle comprend en outre une substitution au niveau du résidu d'amino-acide 153 et/ou du résidu d'amino-acide 328. Selon un autre mode de réalisation avantageux de ladite phosphatase alcaline bactérienne modifiée, la substitution au niveau de la position 330 est de préfé- rence la substitution d'un acide aspartique (Asp330 ou D) par une asparagine (Asn ou N). Conformément à l'invention, ladite phosphatase alcaline modifiée comprend en outre une histidine (His ou H) en position 153 à la place d'un acide 8 2736065 aspartique (Asp153) et/ou une histidine en position 328 à la place d'une lysine (Lys ou K). Conformément à l'invention, les mutants préférés sont sélectionnés parmi: - le mutant D330N - le mutant D153HfD330N - le mutant K328H/D330N - le mutant D153H/K328H/D330N. Egalement conformément à l'invention, la séquence de phosphatase alcaline bactérienne est de préférence issue d'Escherichia coli ou de Bacillus subtilis. Selon un autre mode de réalisation avantageux de ladite phosphatase alcaline bactérienne modifiée, elle comprend, outre au moins l'une des substitutions telles que définies ci-dessus, au moins un amino-acide supplémentaire, inséré entre les amino-acides +6 et +7 de ladite phosphatase alcaline bactérienne. Parmi ces séquences modifiées, on peut citer la SEQ ID N I 6 7 Arg Thr Pro Glu Met Pro Val Asp Phe Ser Ara Ara Ala Pro Glv Val 1 5 10 15 Leu Glu Asn Arg Ala Ala Gln Gly Asp Ile Thr Ala Pro Gly Gly Ala 25 30 Arg Arg Leu Thr Gly Asp Gln Thr Ala Ala Leu Arg Asp Ser Leu Ser 40 45 Asp Lys Pro Ala Lys Asn Ile Ile Leu Leu Ile Gly Asp Gly Met Gly 55 60 Asp Ser Glu Ile Thr Ala Ala Arg Asn Tyr Ala Glu Gly Ala Gly Gly 70 75 80 Phe Phe Lys Gly Ile Asp Ala Leu Pro Leu Thr Gly Gln Tyr Thr His 90 95 Tyr Ala Leu Asn Lys Lys Thr Gly Lys Pro Asp Tyr Val Thr Asp Ser 105 110 Ala Ala Ser Ala Thr Ala Trp Ser Thr Gly Val Lys Thr Tyr Asn Gly 120 125 Ala Leu Gly Val Asp Ile His Glu Lys Asp His Pro Thr Ile Leu Glu 135 140 Met Ala Lys Ala Ala Gly Leu Ala Thr Gly Asn Val Ser Thr Ala Glu 150 155 160 Leu Gln His Ala Thr Pro Ala Ala Leu Val Ala His Val Thr Ser Arg 170 175 9 2736065 Lys Cys Tyr Gly Pro Ser Ala Thr Ser Glu Lys Cys Pro Gly Asn Ala 185 190 Leu Glu Lys Gly Gly Lys Gly Ser Ile Thr Glu Gln Leu Leu Asn Ala 200 205 Arg Ala Asp Val Thr Leu Gly Gly Gly Ala Lys Thr Phe Ala Glu Thr 210 215 220 Ala Thr Ala Gly Glu Trp Gln Gly Lys Thr Leu Arg Glu Gln Ala Gln 225 230 235 240 Ala Arg Gly Tyr Gln Leu Val Ser Asp Ala Ala Ser Leu Asn Ser Val 245 250 255 Thr Glu Ala Asn Gln Gln Lys Pro Leu Leu Gly Leu Phe Ala Asp Gly 260 265 270 Asn Met Pro Val Arg Trp Leu Gly Pro Lys Ala Thr Tyr His Gly Asn 275 280 285 Ile Asp Lys Pro Ala Val Thr Cys Thr Pro Asn Pro Gln Arg Asn Asp 290 295 300 Ser Val Pro Thr Leu Ala Gln Met Thr Asp Lys Ala Ile Glu Leu Leu 305 310 315 320 Ser Lys Asn Glu Lys Gly Phe Phe Leu Gln Val Glu Gly Ala Ser Ile 325 330 335 328 330 Asp His Gln Asn His Ala Ala Asn Pro Cys Gly Gln Ile Gly Glu Thr 340 345 350 Val Asp Leu Asp Glu Ala Val Gln Arg Ala Leu Glu Phe Ala Lys Lys 355 360 365 Glu Gly Asn Thr Leu Val Ile Val Thr Ala Asp His Ala His Ala Ser 370 375 380 Gln Ile Val Ala Pro Asp Thr Lys Ala Pro Gly Leu Thr Gln Ala Leu 385 390 395 400 Asn Thr Lys Asp Gly Ala Val Met Val Met Ser Tyr Gly Asn Ser Glu 405 410 415 Glu Asp Ser Gln Glu His Thr Gly Ser Gln Leu Arg Ile Ala Ala Tyr 420 425 430 Gly Pro His Ala Ala Asn Val Val Gly Leu Thr Asp Gln Thr Asp Leu 435 440 445 Phe Tyr Thr Met Lys Ala Ala Leu Gly Leu Lys * 450 455 460 Dans cette séquence SEQ ID N 1, le fragment souligné correspond aux amino-acides ajoutés entre la proline et la valine, respectivement en positions 6 et en 7, dans la phosphatase alcaline sauvage de E.coli; les amino-acides doublement soulignés correspondent aux amino-acides modifiés et les numéros en italique corres- pondent aux positions des aminoacides correspondants dans la phosphatase alcaline sauvage de E. coli. 2736065 Bien que la séquence ci-dessus corresponde au mutant D153H/K328H/D330N, l'invention comprend toutefois également les séquences correspondant aux mutants D330N, D153H/D330N et K328H/D330N. De manière inattendue, des BAP modifiées cornmme précisé ci-dessus, présentent à la fois: - des propriétés catalytiques améliorées, aptes à permettre une dimi- nution du temps de révélation, lors de son utilisation dans un test de dosage jusqu'à un facteur 6 par rapport au réactif présentant la séquence bactérienne initiale et - une stabilité thermique de l'ordre de celle de la séquence bacté- rienne sauvage (BAP). La présente invention a également pour objet des séquences nucléi- ques codant pour l'une quelconque des protéines telles que définies cidessus. Parmi lesdites séquences, on peut citer: - les séquences modifiées, obtenue à partir de la sequence sauvage et - des séquences modifiées incluant 27 bases supplémentaires entre les bases 18 et 19, c'est-à-dire entre le codon codant pour la proline en position 6 de la phosphatase alcaline sauvage et le codon codant pour la valine en position 7, confor- mément à la SEQ ID N 2: GTGAAACAAA GCACTATTGC ACTGGCACTC TTACCGTTAC TGTTTACCCC TGTGACAAAA 60 GCC CGG ACA CCA GAA ATG CCC GTC GAC TTC AGT CGA CGA GCT CCC GGG 108 Arg Thr Pro Glu Met Pro Val Asp Phe Ser Arg Arg Ala Pro Gly 10 15 GTT CTG GAA AAC CGG GCT GCT CAG GGC GAT ATT ACT GCA CCC GGC GGT 156 Val Leu Glu Asn Arg Ala Ala Gln Gly Asp Ile Thr Ala Pro Gly Gly 25 30 GCT CGC CGT TTA ACG GGT GAT CAG ACT GCC GCT CTG CGT GAT TCT CTT 204 Ala Arg Arg Leu Thr Gly Asp Gln Thr Ala Ala Leu Arg Asp Ser Leu 40 45 AGC GAT AAA CCT GCA AAA AAT ATT ATT TTG CTG ATT GGC GAT GGG ATG 252 Ser Asp Lys Pro Ala Lys Asn Ile Ile Leu Leu Ile Gly Asp Gly Met 55 60 GGG GAC TCG GAA ATT ACT GCC GCA CGT AAT TAT GCC GAA GGT GCG GGC 300 Gly Asp Ser Glu Ile Thr Ala Ala Arg Asn Tyr Ala Glu Gly Ala Gly 70 75 GGC TTT TTT AAA GGT ATA GAT GCC TTA CCG CTT ACC GGG CAA TAC ACT 348 Gly Phe Phe Lys Gly Ile Asp Ala Leu Pro Leu Thr Gly Gln Tyr Thr 85 90 95 CAC TAT GCG CTG AAT AAA AAA ACC GGC AAA CCG GAC TAC GTC ACC GAC 396 His Tyr Ala Leu Asn Lys Lys Thr Gly Lys Pro Asp Tyr Val Thr Asp 100 105 110 TCG GCT GCA TCA GCA ACC GCC TGG TCA ACC GGT GTC AAA ACC TAT AAC 444 Ser Ala Ala Ser Ala Thr Ala Trp Ser Thr Gly Val Lys Thr Tyr Asn 120 125 GGC GCG CTG GGC GTC GAT ATT CAC GAA AAA GAT CAC CCA ACG ATT CTG 492 Gly Ala Leu Gly Val Asp Ile His Glu Lys Asp His Pro Thr Ile Leu 135 140 GAA ATG GCA AAA GCC GCA GGT CTG GCG ACC GGT AAC GTT TCT ACC GCA 540 Glu Met Ala Lys Ala Ala Gly Leu Ala Thr Gly Asn Val Ser Thr Ala 150 155 GAG TTG CAG CAC GCC ACG CCC GCT GCG CTG GTG GCA CAT GTG ACC TCG 588 Glu Leu Gln His Ala Thr Pro Ala Ala Leu Val Ala His Val Thr Ser 165 170 175 CGC AAA TGC TAC GGT CCG AGC GCG ACC AGT GAA AAA TGT CCG GGT AAC 636 Arg Lys Cys Tyr Gly Pro Ser Ala Thr Ser Glu Lys Cys Pro Gly Asn 185 190 GCT CTG GAA AAA GGC GGA AAA GGA TCG ATT ACC GAA CAG CTG CTT AAC 684 Ala Leu Glu Lys Gly Gly Lys Gly Ser Ile Thr Glu Gln Leu Leu Asn 200 205 * GCT CGT GCC GAC GTT ACG CTT GGC GGC GGC GCA AAA ACC TTT GCT GAA 732 Ala Arg Ala Asp Val Thr Leu Gly Gly Gly Ala Lys Thr Phe Ala Glu 210 220 225 ACG GCA ACC GCT GGT GAA TGG CAG GGA AAA ACG CTG CGT GAA CAG GCA 780 Thr Ala Thr Ala Gly Glu Trp Gln Gly Lys Thr Leu Arg Glu Gln Ala 230 235 240 CAG GCG CGT GGT TAT CAG TTG GTG AGC GAT GCT GCC TCA CTG AAT TCG 828 Gln Ala Arg Gly Tyr Gln Leu Val Ser Asp Ala Ala Ser Leu Asn Ser 245 250 255 GTG ACG GAA GCG AAT CAG CAA AAA CCC CTG CTT GGC CTG TTT GCT GAC 876 Val Thr Glu Ala Asn Gln Gln Lys Pro Leu Leu Gly Leu Phe Ala Asp 260 265 270 275 GGC AAT ATG CCA GTG CGC TGG CTA GGA CCG AAA GCA ACG TAC CAT GGC 924 Gly Asn Met Pro Val Arg Trp Leu Gly Pro Lys Ala Thr Tyr His Gly 280 285 290 AAT ATC GAT AAG CCC GCA GTC ACC TGT ACG CCA AAT CCG CAA CGT AAT 972 Asn Ile Asp Lys Pro Ala Val Thr Cys Thr Pro Asn Pro Gln Arg Asn 295 300 305 GAC AGT GTA CCA ACC CTG GCG CAG ATG ACC GAC AAA GCC ATT GAA TTG 1020 Asp Ser Val Pro Thr Leu Ala Gln Met Thr Asp Lys Ala Ile Glu Leu 310 315 320 TTG AGT AAA AAT GAG AAA GGC TTT TTC CTG CAA GTT GAA GGT GCG TCA 1068 Leu Ser Lys Asn Glu Lys Gly Phe Phe Leu Gln Val Glu Gly Ala Ser 325 330 335 328 330 ATC GAT CAC CAG AUL CAT GCT GCG AAT CCT TGT GGG CAA ATT GGC GAG 1116 Ile Asp EHL Gln A- His Ala Ala Asn Pro Cys Gly Gln Ile Gly Glu 340 345 350 355 ACG GTC GAT CTC GAT GAA GCC GTA CAA CGG GCG CTG GAA TTC GCT AAA 1164 Thr Val Asp Leu Asp Glu Ala Val Gln Arg Ala Leu Glu Phe Ala Lys 360 365 370 AAG GAG GGT AAC ACG CTG GTC ATA GTC ACC GCT GAT CAC GCC CAC GCC 1212 Lys Glu Gly Asn Thr Leu Val Ile Val Thr Ala Asp His Ala His Ala 375 380 385 AGC CAG ATT GTT GCG CCG GAT ACC AAA GCT CCG GGC CTC ACC CAG GCG 1260 Ser Gln Ile Val Ala Pro Asp Thr Lys Ala Pro Gly Leu Thr Gln Ala 390 395 400 CTA AAT ACC AAA GAT GGC GCA GTG ATG GTG ATG AGT TAC GGG AAC TCC 1308 Leu Asn Thr Lys Asp Gly Ala Val Met Val Met Ser Tyr Gly Asn Ser 405 410 415 GAA GAG GAT TCA CAA GAA CAT ACC GGC AGT CAG TTG CGT ATT GCG GCG 1356 Glu Glu Asp Ser Gln Glu His Thr Gly Ser Gln Leu Arg Ile Ala Ala 420 425 430 435 TAT GGC CCG CAT GCC GCC AAT GTT GTT GGA CTG ACC GAC CAG ACC GAT 1404 Tyr Gly Pro His Ala Ala Asn Val Val Gly Leu Thr Asp Gln Thr Asp 440 445 450 CTC TTC TAC ACC ATG AAA GCC GCT CTG GGG CTG AAA TAA 1443 Leu Phe Tyr Thr Met Lys Ala Ala Leu Gly Leu Lys * 455 460 Dans cette séquence SEQ ID N 2, le fragment souligné correspond 1 5 aux bases ajoutées entre le codon proline et le codon valine; les séquences doublement soulignées correspondent aux codons mutés et les numéros en italique correspondent aux positions des aminoacides correspondants dans la phosphatase alcaline sauvage de E. coli. Bien que la séquence ci-dessus code pour le mutant D153H/K328H/D330N, l'invention comprend toutefois également les séquences codant pour le mutant D330N, le mutant D153H/D330N et le mutant K328H/D330N. La présente invention a également pour objet un plasmide recombi- nant, caractérisé en ce qu'il comprend une séquence d'acide nucléique codant pour une phosphatase alcaline modifiée conformément à l'invention et apte à exprimer ladite protéine dans une cellule hôte convenable. Conformément à l'invention, ledit plasmide comprend avantageuse- ment des séquences régulant l'expression de la séquence d'acide nucléique codant pour la phosphatase alcaline modifiée. On entend par séquences régulatrices, des séquences de type promo- 3 0 teur et terminateur actives; on peut citer, à titre d'exemple, le promoteur du gène de la phosphatase alcaline (promoteurphoA) ou bien le promoteur tac, associé au répresseur laclf (Carrier et al., J. Immunol. Methods, 1995, 177-186 et Szmelcman et al., J. acquired Immune Defic. Syndr., 1990, 3, 859). La présente invention a également pour objet une cellule hôte, trans- formée par un plasmide selon l'invention, notamment une bactérie telle que E. coli, ladite cellule hôte étant déficiente pour le gène chromosomique de la phosphatase alca- line, ou n'exprimant pas le gene chromosomique de la phosphatase alcaline dans les conditions o le gène de la phosphatase alcaline porté par le plasmide selon l'invention s'exprime. La présente invention a également pour objet un procédé de sélection d'une phosphatase alcaline bactérienne modifiée, possédant à la fois une activité cata- lytique augmentée par rapport à celle de la phosphatase alcaline bactérienne native et une stabilité thermique de l'ordre de celle de ladite phosphatase alcaline native, carac- térisé en ce qu'il comprend: i) la préparation d'une phosphatase alcaline chimère inactive compre- nant l'introduction dans la séquence codant pour la BAP, d'au moins deux codons codant pour deux résidus d'amino-acides d'une phosphatase alcaline de mammifère (CIP, notamment); ii) la réalisation d'une mutagénèse aléatoire sur le gène codant pour cette phosphatase alcaline chimère inactive; iii) l'expression des phosphatases alcalines obtenues en ii); iv) la sélection des clones bactériens exprimant une phosphatase alca- line dont l'activité enzymatique est restaurée; et v) le séquençage des phosphatases alcalines modifiées ainsi obtenues et la sélection de la/les mutations de comptabilité à introduire dans une phosphatase alcaline bactérienne sauvage, pour construire ladite phosphatase alcaline bactérienne modifiée active. L'étape iv) permet d'obtenir des phosphatases alcalines dites réver- tantes, c'est-à-dire dont l'activité enzymatique est restaurée, par rapport au produit de l'étape i). A titre d'exemple, le mutant obtenu à l'étape i) est par exemple le mutant D153H/K328H/Q329G/D330H, correspondant à une phosphatase alcaline chi- mère inactive et le mutant obtenu à l'étape iv) est par exemple le mutant D153H/K328H/Q329G/D330N, qui est une telle enzyme révertante, c'est-à-dire qui est active. Les mutations à l'origine de cette reversion phenotypique sont appe- lées mutations de compatibilité car elles permettent à deux séquences d'origines diffé- rentes de s'adapter l'une à l'autre pour former une protéine modifiée, biologiquement fonctionnelle. L'étape v) permet la sélection desdites mutations de compatibilité, de manière à construire une phosphatase alcaline bactérienne modifiée active et stable thermiquement. Conformément à ce procédé, ladite mutation de compatibilité (sélectionnée aux étapes iv) et v)) confère à une enzyme chimère phosphatase alcaline bactérienne/phosphatase alcaline de mammifère initialement inactive, des propriétés catalytiques performantes. Transférée dans la phosphatase alcaline bactérienne, cette mutation a pour effet d'améliorer ses propriétés catalytiques. Enfin, associée à l'une des autres mutations comme précisé ci-dessus et notamment à la mutation D153H, elle conduit à une enzyme dont les propriétés sont proches de celles des enzymes de mammifère, tout en ayant une stabilité thermique proche de celle de l'enzyme bacté- rienne. Selon un mode de mise en oeuvre avantageux de l'invention, les mu- tations introduites à l'étape i) portent au moins sur les résidus d'amino-acide en posi- tion 153, 328, 329 et 330 de l'enzyme bactérienne. De préférence, elles portent sur l'ensemble des résidus suivants: résidu 153: remplacement de Asp par His, résidu 328: remplacement de Lys par His, résidu 329: remplacement de Gin par Gly, résidu 330: remplacement de Asp par His. On obtient, en particulier, le mutant D153H/K328H/Q329G/D330H (phosphatase alcaline chimère inactive). Selon un autre mode de mise en oeuvre dudit procédé, la mutation introduite à l'étape ii) porte au moins sur les résidus d'aminoacides en position 329 et/ou 330 de l'enzyme bactérienne et consiste notamment en la substitution de His en 330 par Asn (obtention du révertant actif précité, à savoir le mutant D153H/K328H/Q329G/D330N, biologiquement actif). La présente invention a également pour objet un réactif de diagnostic, caractérisé en ce qu'il comprend une phosphatase alcaline modifiée selon l'invention. Le réactif de diagnostic selon l'invention peut avantageusement être préparé par les voies classiques (couplage chimique) ou par génie génétique, notam- ment en utilisant une construction telle que décrite dans les Demandes de Brevet euro- péen n 0 407 259 et n 0 556 111. Les réactifs selon la présente invention trouvent notamment applica- tion dans des dosages immuno-enzymatiques; leurs avantages par rapport aux réactifs incluant la séquence bactérienne sauvage de phosphatase alcaline, sont illustrés, par exemple, soit par une réduction du temps de révélation, jusqu'à un facteur 6 ou par une augmentation du signal. Outre les dispositions qui précèdent, l'invention comprend encore d'autres dispositions, qui ressortiront de la description qui va suivre, qui se réfère à des exemples de mise en oeuvre du procédé objet de la présente invention, ainsi qu'aux dessins annexés, dans lesquels: - la figure 1 représente le plasmide de pLIP4.0.B apte à exprimer les gènes codant pour une phosphatase modifiée, - la figure 2 représente la séquence nucléotidique du vecteur pLIP4.0.B, dans laquelle la séquence codante du gène phoA est en gras, - la figure 3 illustre la stabilité thermique des différentes phosphatases alcalines produites, - la figure 4 illustre la comparaison des activités enzymatiques des différents traceurs toxine-phosphatase fixés spécifiquement sur un anticorps anti- toxine adsorbé sur plaque de microtitration (mesure de la liaison spécifique obtenue en retranchant la liaison non spécifique de la liaison totale), - la figure 5 la séquence du gène inséré codant pour la proinsuline et - la figure 6 représente la comparaison des temps de révélation néces- saires au dosage de l'insuline en fonction du traceur utilisé. Il doit être bien entendu, toutefois, que ces exemples sont donnés à titre d'illustration de l'objet de l'invention, dont ils ne constituent en aucune manière une limitation. 16 2736065 EXEMPLE 1: Construction de gènes chimères codant pour une phosphatase alcaline bactérienne modifiée. Ces constructions ont été réalisées par mutagénese dirigée (KUNKEL et ai. , Methods Enzymol., 1987, 154, 367-382), sur un dérivé du gène naturel de la phosphatase alcaline bactérienne. Le vecteur initial est le plasmide pLIP4.0 (GILLET et ai., Analytical Chemistry, 1993, 65, 1779-1784), dérivé du plasmide pJC2431 possédant le gène sau- vage de la phosphatase alcaline bactérienne (LAZZARONI et al., J. Bacteriol., 1985, 164, 1376-1380). Il contient le gène de la phosphatase alcaline modifié dans sa partie 5' codante par insertion de plusieurs sites de restriction destinés à permettre l'intégration d'un gène étranger. Par ailleurs, un site de restriction BamHI a été introduit par mutagé- nese dirigée sur ce vecteur, en amont de la séquence de Shine-Dalgarno du gène phoA. L'oligonucléotide utilisé pour cette expérience est le suivant: TGTACAAATACATTAAAGGATCCAAACAAAGCGACTAT (le site BamHI est indique en gras dans la séquence). Le promoteur phoA, encadré par les sites EcoO109 I ou HindIH et BamHI, peut ainsi être changé à volonté. Le vecteur résultant est nommé pLIP4.0. B (figure 1: représentation schématique du vecteur pLIP4.0.B et figure 2: séquence nucléotidique du vecteur pLIP4.0.B). Trois mutations ont été introduites simultanément dans le gène de la phosphatase alcaline d'E. col, afin de substituer les résidus 328, 329 et 330 de l'enzyme bactérienne par les résidus correspondants présents dans les phosphatases de mammifère. Cette expérience a été réalisée sur un fragment SacI/SphI du gène de la phosphatase (phoA) inséré dans un phage M13 avec l'oligonucléotide de synthèse sui- vant: GATTCGCAGCATGATGACCGTGATCGATTGACGC (la séquence modifiée est indiquée en gras). Le fragment muté a ensuite été réinséré dans le vecteur pLIP4.0.B et la séquence nucléique contrôlée à nouveau. La mutation D153H a été indépendamment construite selon un protocole identique, avec un oligonucléotide adapté, et ajoutée aux trois mutations précédentes par recombinaison génétique. Le quadruple mutant obtenu 17 2736065 est le suivant: D153H/K328H/Q329G/D330H. La première lettre indique le résidu initialement présent sur la phosphatase alcaline bactérienne, le nombre correspond à la position du résidu dans la séquence bactérienne sauvage et la seconde lettre représente la mutation introduite qui correspond à l'acide aminé présent dans les phosphatases de mammifères. EXEMPLE 2: Production, purification et caractéristiques enzymatiques des phosphatases alcalines chimères. Les différentes constructions génétiques décrites dans l'exemple 1, ainsi que le vecteur pJC2431 contenant le gène sauvage de la phosphatase alcaline bac- térienne, ont été introduits dans la souche de E. coli CC118 déficiente pour le gène chromosomique de la phosphatase alcaline (MANOIL et BECKWITH, P.N.A.S., 1985, 82, 8129-8131). Les clones bactériens ont été cultivés sur un milieu contenant le sub- strat 5-bromo-4-chloro-3-indolyl phosphate. Les colonies exprimant une phosphatase alcaline possédant une activité spécifique suffisamment élevée hydrolysent le substrat et apparaissent en bleu. C'est le cas des bactéries contenant les plasmides pJC2431 et pLIP4.0.B. Le clone ayant intégré le plasmide pLIP4.0.B.- D153H/K328H/Q329G/D330H par contre est blanc et apparaît incapable d'hydrolyser le substrat colorimétrique. La protéine produite est donc dépourvue d'activité enzyma- tique. La purification des différentes phosphatases alcalines est effectuée à partir de 200 ml de culture bactérienne. Les protéines périplasmiques sont extraites par choc osmotique (NEU et HEPPEL, J. Biol. Chem., 1965, 240, 3685-3692), puis con- centrées 20 fois et dialysées contre un tampon Tris-HCI 20 mM pH 8, MgCl2 1 mM sur membrane Centricon 30. Les protéines sont séparées par isoélectrofocalisation sur une colonne Mono P HR 5/5 Pharmacia. Les différentes phosphatases alcalines sont ensuite isolées des composants du tampon sur un tamis moléculaire (G-75 Pharmacia) et conservées dans un milieu contenant 10 mM de MgCI2. La pureté des protéines obtenues est contrôlée sur un gel polyacrylamide-SDS. 18 2736065 La mobilité électrophorétique observée est identique pour toutes les protéines produites à partir des vecteurs dérivés de pLIP4. Elle est inférieure à celle obtenue pour une phosphatase alcaline commerciale (Sigma) ou produite à partir du gene sauvage contenu dans le vecteur pJC2431. Cette différence correspond à 1000 da environ. Elle est en accord avec la présence des 9 acides aminés supplémentaires pré- sents dans la partie N-terminale des phosphatases spécifiés par les vecteurs dérivés de pLIP4. Ces résidus correspondent aux sites de restriction additionnels introduits sur le gène des vecteurs pLIP4. Une mesure au scanner montre que cette bande représente plus de 95 % des protéines colorées sur le gel. Les constantes cinétiques (kcat et Kmn) des enzymes ont été mesurées en utilisant le para-nitrophényl-phosphate (pNPP) comme substrat, à 25 C dans un tampon Tris-HCl 1 M pH 8,0 et en mesurant la libération de pnitrophénolate à 410 nm, comme illustré au Tableau I ci-après, dans les conditions suivantes: préincu- bation en Tris-HCl 1 M pH 8,0 Mg2+ 10 mM, réaction en Tris-HCl 1 M pH 8, 0. TABLEAU I kcat (s-1) KM (gM) kcat/KM (106 NM'l.s-') pJC2431 65 + 1 23 0,1 2,8 pLIP4.0.B 78 + 4 30 5 2,6 D153H/K328H/Q329G/D330H Les valeurs de kcat et Km ont été obtenues à partir de la représenta- tion graphique de Eadie et Hofstee (vi=--f(vi/[s])) (L. PENASSE, Les enzymes: cinéti- que et mécanismes d'action, MASSON et CIE, eds, 1974) et calculées à l'aide du logiciel KALEIDAGRAPH (publié par Synergy Software). L'enzyme obtenue à partir du plasmide pLIP4.0.B présente des paramètres cinétiques voisins de ceux de l'enzyme de type sauvage. La présence d'une insertion dans la région N-terminale de la protéine ne modifie donc pas de façon significative l'activité catalytique de l'enzyme. L'introduction d'une boucle 328-330 issue d'une phosphatase alcaline de mammifère altère par contre profondément la constante catalytique qui chute d'un facteur supérieur à 6 et surtout l'affinité pour le substrat qui diminue plus de fois. L'addition de la mutation D153H à ces modifications rend l'enzyme totalement 19 2736065 silencieuse alors qu'elle continue à être produite normalement par la bactérie. Ainsi, l'introduction de 4 résidus issus de mammifère dans la phosphatase alcaline bactérienne est incompatible avec le maintien d'une forme enzymatiquement fonctionnelle. La présence de deux d'entre eux seulement, les mutations D153H et K328H ont un effet limité sur les propriétés enzymatiques (JANEWAY et al., Biochemrnistry, 1993, 32, 16011609). La boucle 328-330 et plus précisément les résidus 329 et 330 jouent donc un rôle important dans la perte d'activité observée. EXEMPLE 3: Mutagénèse aléatoire sur la chimère inactive, sélection de réver- tants phénotypiques, identification des mutations à l'origine de cette réversion. Une mutagénèse aléatoire est réalisée sur la portion SacI-SphI du quadruple mutant de phosphatase alcaline par la technique de PCR (Polymerase Chain Reaction) (SAIKI et al., Science, 1988, 239, 487-491). L'expérience est réalisée avec la Taq polymérase (BRL), qui commet en moyenne une erreur pour 30 000 nucléotides incorporés, et les oligonucléotides suivants: AACAACATTGGCGGCATGCGGGCC (le site SphI est en gras dans la séquence) GACTTCAGTCGACGAGCTCCCGGG (le site SacI est en gras dans la séquence). Le nombre de cycles d'amplification est de 30. Le fragment de gène obtenu est contrôlé sur gel d'agarose et purifié sur Sephaglass (Pharmacia). Il est ensuite digéré par les enzymes SacI et SphI puis réinséré dans le plasmide d'origine en place du fragment SacI-SphI non mutagénéisé. La transformation des bactéries CC 118 par le produit de ligation est effectuée par électroporation (Système Biorad) et les clones sont étalés sur milieu inducteur de la phosphatase alcaline contenant de l'ampicilline et un substrat colori- métrique de l'enzyme, le 5-bromo-4-chloro-3-indolyl phosphate, dont l'hydrolyse conduit à un produit de couleur bleue. Deux clones bleus ont été obtenus pour 50 000 blancs. L'origine de cette réversion phénotypique a été recherchée par le séquençage des gènes correspon- dants. Il révèle la présence d'une seule et même mutation H330N chez ces deux clones. Ce type de mutation a été nommé mutation de compatibilité de par sa propriété à 2736065 rendre compatible la présence sur un même gene de résidus appartenant à deux phos- phatases d'origine différente et qui donne initialement une enzyme dépourvue d'activité catalytique. EXEMPLE 4: Propriétés enzymatiques de la phosphatase alcaline produite par le clone révertant (vecteur pLIP4. 0.B.-D153H/K328H/Q329G/H330N). La phosphatase alcaline synthétisée par le clone sélectionné dans l'exemple 3 a été purifiée selon la procédure décrite dans l'exemple 2 et ses propriétés catalytiques ont été mesurées à pH 8, comme illustré au Tableau II ci-après, dans les conditions suivantes: préincubation en Tris-HCI I M pH 8,0 Mg2+ 10 mM, réaction en Tris-HCl 1 M pH 8,0. TABLEAU II kcat (s'l) KM (iM) kcat/KM (106 M.s-'1) pLIP4.0.B 78 4 30 5 2,6 D153H/K328H/Q329G/D330N 82 + 2 49 6 1, 7 (révertant) D330N 148 i 3 20 2 7,2 K328H 78 2 58 + 2 1, 3 K328H/D330N 53 2 114 + 9 0, 5 D153H 110 4 50+ 5 2, 2 D153H/D330N 215 18 34 7 6, 4 D153H/K328H/D330N 160 + 4 52 6 3, 1 L'activité catalytique mesurée est similaire à celle de l'enzyme bacté- rienne de type sauvage. L'affinité pour le substrat est légèrement diminuée. La mutation de compatibilité H330N (qui ne correspond ni à un résidu naturel de l'enzyme, ni à un résidu présent sur les enzymes de mammifère) est donc capable de conférer des propriétés catalytiques performantes à l'enzyme mutée. On a contrôlé, par ailleurs, que la présence d'un résidu 330D (résidu 3 0 présent sur la phosphatase bactérienne) ne conduit pas à un tel résultat. EXEMPLE 5: Propriétés de la mutation 330N seule ou en combinaison avec les différentes mutations de type mammifère. L'impact de la mutation 330N dans un contexte phosphatase alcaline bactérienne sauvage ou en combinaison avec les mutations D1 53H et/ou K328H, a été évalué. Pour réaliser cette étude, la mutation D330N a été introduite par mutagénèse dirigée dans le gène porté par le vecteur pLIP4.0.B. initial ou modifié D153H, K328H ou D153H/K328H par mutagénese dirigée également. Les protéines ont été produites et purifiées comme dans l'exemple 2. Par rapport aux constantes déterminées pour l'enzyme produite à partir du vecteur pLIP4.0.B., la mutation D330N induit à pH 8, une augmentation d'un facteur 2 de la vitesse de catalyse de l'enzyme modifiée associée à une augmentation de % de l'affinité pour le substrat. En combinaison avec la mutation K328H, la vitesse de catalyse tombe sous le niveau de celle de l'enzyme initiale et l'affinité pour le substrat chute d'un facteur 3 à 4. La mutation K328H seule ne modifie pas la vitesse de catalyse de l'enzyme, mais provoque une chute d'affinité d'un facteur 2. Ce dernier résultat est en accord avec les travaux publiés par JANEWAY et al., Biochemistry, 1993, 32, 1601-1609. De manière inattendue, associée à la mutation D153H, la mutation D330N induit une augmentation de vitesse de catalyse d'un facteur proche de 3 et ne modifie pas de façon significative l'affinité pour le substrat. Dans des conditions similaires, la mutation D153H seule augmente seulement 1,4 fois la vitesse de catalyse et diminue d'un facteur proche de 2 l'affinité pour le substrat. Enfin, le triple mutant D153H/K328H/D330N voit sa vitesse de cata- lyse retomber au niveau de celle du mutant D330N seul et induit une baisse d'un fac- teur 2 de l'affinité pour le substrat. Ce résultat est à comparer à ceux obtenus avec le double mutant D153H/K328H (JANEWAY et al., Biochemistry, 1993, 32, 1601-1609) qui montrent une diminution d'un facteur 4 de la vitesse de catalyse et 3 de l'affinité pour le substrat par rapport à l'enzyme sauvage. 22 2736065 Les paramètres cinétiques a pH 8 et à pH 10 ont été déterminés et sont indiqués dans le Tableau II ci-dessus et le Tableau III ci-après. A pH 10, l'enzyme produit à partir du plasmide pLIP4.0.B présente une vitesse de catalyse similaire à celle observée en Tris 1 M à pH 8 et une affinité pour le substrat diminuée d'un facteur 3, comme illustré au Tableau III ci-après, dans les conditions suivantes: préincubation en CAPS (cyclohexylaminopropane sulfonic acid) 0,1 M NaCl 0,4 M pH 10,0 Mg2+ 10 mM, réaction en CAPS 0,1 M NaCI 0,4 M pH ,0 Mg2+ 10 mM. TABLEAU III kcat (s'1) KM (gM) kcat/KM (106 Mú's'l) pLIP4.0.B 80 3 90 + 8 0,9 D253H/K328H/Q329G/D330N 227 4 562 ± 45 0,4 (révertant) D330N 201 10 47+4 4, 3 K328H 214 11 l 105- 11 2,0 K328H/D330N 254 20 112 9 2,3 D153H 240 12 320 + 30 0,8 D153H/D330N 1389 + 110 350 + 30 4,0 D153H/K328H/D330N 650 + 43 170 16 3,8 Ce résultat est voisin de celui observé par JANEWAY et al., 1993, sur l'enzyme sauvage. Là encore, l'insertion de plusieurs acides aminés en Nterminal de l'enzyme ne modifie pas son comportement de façon significative. Le clone révertant possède une activité catalytique augmentée d'un facteur 3, mais une affinité pour le substrat diminuée d'un facteur 6. Le mutant D330N possède une vitesse de catalyse 2,5 fois plus élevée que l'enzyme non mutée, dans les mêmes conditions et une affinité qui s'élève d'un facteur 2. Le double mutant K328H/D330N présente une activité 3 fois supé- rieure et une affinité diminuée légèrement de 20 % environ. Le double mutant D153H/D330N présente une vitesse de catalyse augmentée 17 fois par rapport à l'enzyme initiale, 7 fois par rapport au simple mutant D330N et 6 fois par rapport au simple mutant D153H. Dans ce cas, il y a un véritable effet synergique entre ces deux mutations D153H/D330N. Par contre, l'affinité pour le substrat diminue d'un facteur 4 23 2736065 environ par rapport aà l'enzyme bactérienne et cette chute peut être attribuée à la muta- tion D153H qui, seule, induit un effet similaire. L'association des trois mutations D153H/K328H/D330N engendre une vitesse de catalyse et une affinité intermédiaires par rapport aux valeurs obtenues pour les deux doubles mutants. La combinaison D153H/D330N constitue la construction la plus effi- cace en terme de vitesse de catalyse qui atteint une valeur approchant celle de la CIP dont le kcat est de l'ordre de 2000 sl. La stabilité thermique des enzymes produites par le vecteur * pLIP4.0.B et les dérivés D153H, D330N et D153H/D330N a été mesurée (figure 3). Les enzymes sont préincubées 2 h à 25 C dans un tampon Tris 1 M pH 8 Mg' mM. Un aliquot est porté à la température indiquée pendant 15 min dans un tampon Tris 1 M pH 8, 10 mM Mg'. Après refroidissement dans la glace, la mesure de l'activité enzymatique est réalisée en présence de 5 mM de paranitrophényl phosphate pendant 15 min à 25 C. La protéine produite par le vecteur pLIP4.0.B (courbe - -) et le mutant D330N (courbe --) ont une température de demi-dénaturation de 95 C envi- ron, similaire à celle de la phosphatase alcaline bactérienne naturelle. Ni l'insertion en N-terminal de plusieurs acides aminés, ni la mutation D330N ne provoquent une aug- mentation de sensibilité de l'enzyme à la température. Par contre, le mutant D153H (courbe -O-) et le double mutant D153H/D330N (-x-) ont une température de demi- dénaturation de 70 C environ, similaire à celle publiée pour le mutant D153H par JANEWAY et al., 1993. Cette valeur est nettement supérieure à la valeur publiée pour la CIP et qui se situe aux environs de 55 C. EXEMPLE 6: Construction de vecteurs de fusion toxine-mutants de phospha- tase alcaline. Les vecteurs pLIP4.0.B, pLIP4.0.B/D330N, pLIP4.0.B./D153H/ D330N ont été digérés par l'enzyme SalI et refermés sur eux-mêmes de façon à créer un déphasage du cadre de lecture du gène phoA. Les bactéries CC 118 transformées par ces vecteurs apparaissent blanches sur milieu inducteur de PhoA contenant de l'ampicilline et le substrat 5-bromo-4-chloro-3-indolyl phosphate. Ces vecteurs dépha- sés sont nommés pLIP4.B, pLIP4.B/D33 ON, pLIP4.B/D153H/D330N. 24 2736065 Une réaction de PCR est réalisée sur la portion SalI-XmaI du vecteur pLIPI (GILLET et al., Protein Ingeneering, 1992, 5, 3, 273-278), qui contient le gène codant pour la toxine de venin de serpent érabutoxine a. Les oligonucléotides utilisés sont les suivants: GAAATGCCCGTCGACAGGATATGTTTTAAC (le site SalI est en gras dans la séquence), GAACCCCGGGAGCTCCATTGTTGCAGACCT (le site XmaI est en gras dans la séquence). Le nombre de cycles d'amplification est de 30. Le gène obtenu est contrôlé sur gel d'agarose " Low Melting Point " et extrait du gel par des traitements au phénol et au chloroforme. Il est ensuite digéré par les enzymes de restriction SalI et XmaI et inséreé dans l'ADN double brin du phage M13mpl8 afin d'en contrôler la séquence. Puis le gène est inséré entre les sites SalI et XmaI des vecteurs pLIP4.B, pLIP4.B D330N, pLIP4.B D153H/D330N. Les bactéries CC118 sont trans- formées par le produit de ligation et étalées sur un milieu inducteur de la phosphatase alcaline contenant de l'ampicilline et le substrat 5-bromo-4-chloro-3indolyl phosphate. Les colonies exprimant la protéine de fusion érabutoxine a/Phosphatase alcaline (Ea/PhoA) hydrolysent le substrat et apparaissent en bleu. 21 clones bleus pour 300 clones blancs ont été obtenus pour la construction pLIP4.B/Ea, 4 clones bleus pour 100 blancs pour la construction pLIP4.BD330N/Ea et 4 clones bleus pour 113 blancs pour la construction pLIP4.BD153H-D330N/Ea. La présence de l'insert dans les constructions a été vérifiée par restriction SacI/XmaI (insert à envi- ron 200 pb) et la séquence du gène codant pour Ea a été de nouveau vérifiée par séquence. EXEMPLE 7: Production/extraction des traceurs immuno-enzymatiques. La production des différentes protéines de fusion est effectuée à par- tir de 400 ml de culture bactérienne. Les protéines périplasmiques sont extraites par choc osmotique puis concentrées sur membrane YM-30 AMICON jusqu'à un volume de 1 ml et dialysés contre un tampon Tris-HCl 20 mM pH 8, MgC12 10 mM, pour l'hybride non modifié et le mutant D330N; un tampon Tris-HCI 20 mM pH 8, MgC12 2736065 mM pour le mutant D153H/D330N. Les solutions sont conservées à -20 C en présence de NaN3 0,02 %. EXEMPLE 8: Comparaison des activités enzymatiques des différents traceurs fixés spécifiquement sur un anticorps anti-toxine adsorbé sur plaque de micro- titration. L'anticorps monoclonal Mcx2-3 spécifique des toxines (TREMEAU et al., FEBS Lett., 1986, 208, 236-240) est adsorbé une nuit à 4 C sur plaque de microtitration à raison de 10 ng par puits dans un volume de 50 j.l de tampon Tris-HCl mM pH 7,4. Les puits sont ensuite saturés une nuit à 4 C avec 250 RI d'une solu- tion Tris-HCI 100 mM pH 7,4 contenant 0,3 % de sérum albumine bovine. lavages sont réalisés avec un tampon Tris-HCI 10 mM pH 7,4 0,05 % Tween 2. Les dilutions des différents traceurs sont réalisées dans un tampon TrisHCl pH 7,4 100 mM, 0,1 % sérum albumine bovine, 10 mM MgCI2. 50 pI de ces dilutions sont ajoutés dans les puits de titration et incubés une nuit à 4 C. lavages sont réalisés avec un tampon Tris-HCI 10 mM pH 7,4 0,05 % Tween 2. La quantité de traceur fixée sur les plaques est révélée par addition de 200 lI de Tris-HCI 1 M pH 8, 10 mM MgCI2, 10 mM para-nitro-phénylphosphate (pNPP) pour le traceur non modifié et celui portant la mutation D330N; 200 RI de tampon CAPS 100 mM pH 10,0, 400 mM NaCl, 10 mM MgCI2, 10 mM pNPP sont utilisés pour le traceur portant les deux mutations D153H/D330N. La densité optique est mesurée à 410 nm après 2 heures 30 et 24 h d'incubation à température ambiante. Les mêmes expériences sont réalisées en présence d'un excès de toxine (50 lI d'une solution de toxine à 1 mg/ml) afin de mesurer la liaison non spécifi- que qui est retranchée de la liaison totale. Les résultats sont reportés sur la figure 4. 26 2736065 EXEMPLE 9: Construction des vecteurs de fusion proinsuline-mutants de phos- phatase alcaline et production des traceurs immuno-enzymatiques. Un gène de synthèse codant pour la proinsuline humaine a été cons- truit et inséré aux sites SalI et SacI du vecteur pLIP5 (CARRIER et al., J.I.M., 1995, 181, 177-186) qui est un dérivé du vecteur pLIP4.B dans lequel le promoteur phoA a été remplacé par le promoteur tac associé au répresseur laclQ. La séquence du gène inséré codant pour la proinsuline est représentée a la figure 5. Les mutations D330N et D153H/D330N ont été introduites dans ce vecteur par recombinaison génétique entre les vecteurs pLIP4.0.B. portant ces muta- tions et le vecteur pLIP5-proinsuline. Les constructions obtenues ont été vérifiées par séquençage. Les plasmides obtenus ont été utilisés pour transformer la souche E. coli W3 110 (American Type Culture Collection n 27325). La production des différents traceurs proinsuline-phosphatase alca- line est effectuée a partir de 400 ml de culture bactérienne. Les échantillons sont traités comme dans l'exemple 7. EXEMPLE 10: Comparaison des temps de révélation nécessaires au dosage de l'insuline en fonction du traceur utilisé. Dans un premier temps, la quantité des différents traceurs a été mesu- rée en équivalent insuline par un test commercial RIA par compétition (Kit INSI-PR), de façon à standardiser les solutions de traceurs utilisées dans les tests ELISA qui sui- vent. La même quantité de traceur sera ainsi introduite dans les différents tests réalisés. Des anticorps de chèvre anti-immunoglobuline de souris (IgG+IgM, H+L, Jackson ImmunoResearch Laboratories, Baltimore) ont été adsorbés sur des pla- ques de microtitration une nuit à 4 C dans un tampon Tris-HCl 50 mM pH 7, 4 à raison de 100 pl par puits à la concentration de 10 pg/ml. Les puits sont saturés ensuite une nuit à 4 C avec 200 Ill d'une solution de TrisHCl 100 mM pH 7,4, 0,3 % sérum albumine bovine. Après lavages comme dans l'exemple 8, 50,l d'une solution stan- dardisée de traceur immunoenzymatique, 50 Il de différentes concentrations d'insuline humaine puis 50 pl d'une solution d'anticorps monoclonal anti-insuline, sont ajoutés dans les puits de microtitration et incubés une nuit à 4 C. Le tampon d'incubation est 27 2736065 Tris-HCI 100 mM pH 7,4, 0,1 % sérum albumine bovine, 10 mM MgCl2. Les puits sont lavés, puis 200 gl de tampon contenant 10 mM de substrat pNPP sont ajoutés dans un tampon Tris-HCl 1 M pH 8, 10 mM MgCl2 pour le traceur non muté et pour le traceur muté en position D330N, alors que pour le traceur D153H/D330N, l'incubation est réalisée dans un tampon CAPS 100 mM pH 10, 400 mM NaCI, 10 mM MgCI2. La lecture de la densité optique à 410 nm est réalisée lorsqu'elle atteint 0,5 en absence d'insuline. Les résultats sont présentés sur la figure 6. Ainsi que cela ressort de ce qui précède, l'invention ne se limite nullement à ceux de ses modes de mise en oeuvre, de réalisation et d'application qui viennent d'être décrits de façon plus explicite; elle en embrasse au contraire toutes les variantes qui peuvent venir à l'esprit du technicien en la matière, sans s'écarter du cadre, ni de la portée, de la présente invention. 28 2736065 REVENDICATIONS 1 ) Phosphatase alcaline modifiée d'origine bactérienne, caractérisée en ce qu'elle est constituée par une séquence de phosphatase alcaline bactérienne (BAP), dans laquelle au moins l'un des résidus d'amino-acide en position 329 ou en position 330 est substitué par un autre résidu d'amino-acide, laquelle phosphatase alcaline modifiée présente une activité catalytique et une affinité pour le substrat signi- ficativement augmentées par rapport auxdites activités de la phosphatase alcaline bac- térienne sauvage correspondante et une stabilité thermique, de l'ordre de celle de ladite phosphatase alcaline bactérienne sauvage. 2 ) Phosphatase alcaline modifiée d'origine bactérienne selon la revendication 1, caractérisée en ce qu'elle comprend en outre une substitution au niveau du résidu d'amino-acide 153 et/ou du résidu d'amino-acide 328. 3 ) Phosphatase alcaline modifiée d'origine bactérienne selon la revendication 1 ou la revendication 2, caractérisée en ce que la substitution au niveau de la position 330 est de préférence la substitution d'un acide aspartique (Asp330 ou D) par une asparagine (Asn ou N). 4 ) Phosphatase alcaline modifiée d'origine bactérienne selon l'une quelconque des revendications 1 aà 3, caractérisée en ce qu'elle comprend en outre une histidine (His ou H) en position 153 à la place d'un acide aspartique (Asp153) et/ou une histidine en position 328 à la place d'une lysine (Lys ou K). ) Phosphatase alcaline modifiée d'origine bactérienne selon l'une quelconque des revendications I à 4, caractérisée en qu'elle est sélectionnée dans le groupe qui comprend le mutant D330N, le mutant D153H/D330N, le mutant K328H/D330N et le mutant D153HIK328H/D330N. 6 ) Phosphatase alcaline modifiée d'origine bactérienne selon l'une quelconque des revendications 1 à 5, caractérisée en ce que la séquence de phosphatase alcaline bactérienne est de préférence issue d'Escherichia coli ou de Bacillus subtilis. 7 ) Phosphatase alcaline modifiée d'origine bactérienne selon l'une quelconque des revendications 1 à 5, caractérisée en ce que la séquence de phosphatase alcaline bactérienne comprend, outre au moins l'une des substitutions telles que défi- nies aux revendications 1 à 5, au moins un amino-acide supplementaire, inséré entre les amino-acides +6 et +7 de ladite phosphatase alcaline bactérienne. 29 2736065 8 ) Phosphatase alcaline modifiée d'origine bactérienne selon la revendication 7, caractérisée en ce qu'elle est constituée par la SEQ ID N I1 ou ses variants. 9 ) Séquences nucléiques codant pour une phosphatase alcaline selon l'une quelconque des revendications I à 8. ) Plasmide recombinant, caractérisé en ce qu'il comprend une séquence d'acide nucléique codant pour une phosphatase alcaline selon l'une quelcon- que des revendications I à 8 et apte à exprimer ladite phosphatase alcaline dans une cellule hôte convenable. 11 ) Cellule hôte, transformée par un plasmide selon la revendication 10. 12 ) Procédé de sélection d'une phosphatase alcaline bactérienne modifiée, possédant à la fois une activité catalytique augmentée par rapport à celle de la phosphatase alcaline bactérienne native et une stabilité thermique de l'ordre de celle de ladite phosphatase alcaline native, caractérisé en ce qu'il comprend: i) la préparation d'une phosphatase alcaline chimère inactive compre- nant l'introduction dans la séquence codant pour la BAP, d'au moins deux codons codant pour deux résidus d'amino-acides du site actif d'une phosphatase alcaline de mammifère; ii) la réalisation d'une mutagénèse aléatoire sur le gène codant pour cette phosphatase alcaline chimère inactive; iii) l'expression des phosphatase alcalines obtenues en ii); iv) la sélection des clones bactériens exprimant une phosphatase alca- line dont l'activité enzymatique est restaurée; et v) le séquençage des phosphatases alcalines mutées ainsi obtenues et la sélection de la/les mutations de compatibilité à introduire dans une phosphatase alca- line bactérienne sauvage. 13 ) Procédé de sélection selon la revendication 12, caractérisé en ce que les mutations introduites à l'étape i) portent au moins sur les résidus d'amino-acide en position 153, 328, 329 et 330 de l'enzyme bactérienne. 14 ) Procédé de sélection selon la revendication 12 ou la revendica- tion 13, caractérisé en ce que la mutation introduite à l'étape ii) porte au moins sur les 2736065 résidus d'aminoacides en position 329 et/ou 330 de l'enzyme bactérienne et consiste notamment en la substitution de His en 330 par Asn. ) Procédé de sélection selon l'une quelconque des revendications 12 à 14, caractérisé en ce que les mutations introduites à l'étape i) portent sur l'ensemble des résidus suivants: résidu 153: remplacement de Asp par His, résidu 328: remplacement de Lys par His, résidu 329: remplacement de Gln par Gly, résidu 330: remplacement de Asp par His. 16 ) Réactif de diagnostic, caractérisé en ce qu'il comprend une phosphatase alcaline selon l'une quelconque des revendications 1 à 8. 17 ) Phosphatase alcaline chimère constituée d'une phosphatase alcaline bactérienne comprenant au moins 2 résidus d'amino-acide du site actif d'une phosphatase alcaline de mammifère et biologiquement inactive. 18 ) Phosphatase alcaline chimère selon la revendication 17, carac- térisée en ce quelles correspond au mutant D153H/K328H/Q329G/D330H.