Brevet FR2733249A1 — publié le 19961025

LIPASE GASTRIQUE DE CHIEN RECOMBINANTE ET POLYPEPTIDES DERIVES PRODUITS PAR LES PLANTES, LEURS PROCEDES D'OBTENTION ET LEURS UTILISATIONS. La présente invention a pour objet la production par les plantes de lipase gastrique de chien (désignée LGC) recombinante, et autres dérivés polypeptidiques de cette dernière possédant une activité lipasique, ainsi que leurs utilisations, notamment en tant qu'aliments fonctionnels, ou dans des compositions pharmaceutiques, ou dans des formulations enzymatiques à applications agro-alimentaires ou industrielles. La LGC est une glycoprotéine de 379 acides aminés (AA) d'un poids moléculaire d'environ 50 kilodaltons (kDa) synthétisée sous forme d'un précurseur contenant un peptide signal à l'extrémité aminoterminale (NH2terminale) et sécrétée par les cellules médianes de la muqueuse fundique de l'estomac de chien (Carrière F. et al., 1991). Cette enzyme appartient à une famille de lipases dites "préduodénales" dont certains membres ont déjà été purifiés et parfois même clonés (Docherty A.J.P. et al., 1985; Bodmer M.W. et al., 1987; Moreau H. et al., 1988; Brevets européens n" 0 191 061 et nO 0 261 016). Pendant longtemps, on a tenu pour acquis que l'hydrolyse des lipides alimentaires s'effectuait au niveau de l'intestin grêle grâce à l'action d'enzymes produites par le pancréas (Bernard C., 1849). Des observations laissaient cependant penser que l'hydrolyse des triglycérides pouvait avoir lieu dans l'estomac par le biais d'enzymes préduodénales (Volhard, F., 1901; Shonheyder, F., and Volquartz, K., 1945). Ces enzymes, et en particulier la lipase gastrique de chien, ont des propriétés enzymatiques et physico-chimiques qui les différencient des lipases pancréatiques de mammifères. Ces différences entre lipases gastriques et pancréatiques concernent essentiellement les points suivants: poids moléculaire, composition en acides aminés, résistance à la pepsine, spécificité de substrat, pH optimum d'action, et stabilité en milieu acide. De plus, in vitro, dans certaines conditions, on peut mettre en évidence une synergie d'action entre les lipases gastrique et pancréatique sur l'hydrolyse de triglycérides à chaînes longues (Gargouri, Y. et al., 1989). On connaît plusieurs situations pathologiques (mucoviscidose, insuffisance pancréatique exocrine) où les patients sont totalement ou partiellement dépourvus de sécrétion pancréatique exocrine et donc des enzymes nécessaires à l'hydrolyse des aliments (amylases, lipases, protéases). La non-absorption des graisses au niveau intestinal, et notamment des triglycérides à longues chaînes, se traduit par une augmentation très importante de la stéatorrhée chez ces patients et par un ralentissement très sensible de la prise de poids chez les jeunes malades. Pour corriger cela on administre à ces sujets des extraits pancréatiques de porc au moment des repas. L'efficacité thérapeutique de ces extraits pourrait être nettement améliorée par la co-prescription de LGC grâce à sa spécificité d'action sur les triglycérides à longues chaînes. Dans l'article de Carrière et al. (1991) sont décrites la purification et la détermination de la séquence NH2-terminale de la LGC. Un procédé permettant d'extraire cette enzyme à partir d'estomacs de chien est également décrit dans cette publication. Ce procédé consiste essentiellement à faire subir à des estomacs de chiens une macération dans un milieu acide (pH 2,5) en présence de sels hydrosolubles favorisant le relargage de la lipase dans ledit milieu. Des étapes de filtrations sur tamis moléculaire et de chromatographies par échange d'ions, permettent de purifier la LGC à homogénéité. La LGC purifiée obtenue par ces procédés est une glycoprotéine ayant un poids moléculaire de 49 000 daltons, dont 6 000 correspondent à des sucres et 43 000 à la partie protéique. Des raisons évidentes de difficultés d'approvisionnement en estomacs de chiens empêchent tout développement de ce procédé tant au niveau du laboratoire qu'au niveau industriel. D'où la nécessité de trouver un procédé qui permette de produire la LGC en grande quantité, en faisant abstraction de l'utilisation d'estomacs de chiens. Les séquences nucléotidique et peptidique de la LGC ont été déterminées dans le but de produire industriellement la LGC par un procédé faisant appel au génie génétique. Ces travaux ont fait l'objet de la demande internationale n" WO 94/13816 déposée le 16 décembre 1993. Le procédé de production de LGC recombinante décrit dans cette demande internationale revendique Escherichia coli (E. coli) en tant que cellule hôte transformée pouvant produire la LGC. Certaines difficultés rencontrées lors de la production de LGC recombinante par E. coli, notamment la nécessité de cultiver des quantités importantes d'E. coli en fermenteur, avec des coûts élevés, a conduit les inventeurs à rechercher d'autres procédés de production de cette LGC. Les cellules de mammifères sont, a priori, plus adaptées à l'expression de gènes de mammifères. Leur utilisation pose cependant des problèmes de maturation des protéines. L'équipement enzymatique qui réalise la maturation post-traductionnelle est différent d'un tissu, d'un organe ou d'une espèce à l'autre. Par exemple, il a été rapporté que la maturation post-traductionnelle d'une protéine plasmatique peut être différente lorsqu'elle est obtenue à partir du sang humain ou bien lorsqu'elle est produite par une cellule recombinante comme les cellules d'ovaires de hamster chinois ou dans le lait d'un animal transgénique. Par ailleurs, les faibles niveaux d'expression obtenus avec les cellules des mammifères impliquent des cultures in vitro en très grands volumes à des coûts élevés.La production de protéines recombinantes dans le lait des animaux transgéniques (souris, brebis et vaches) permet de diminuer les coûts de production et de surmonter les problèmes de niveau d'expression. Cependant, il reste des problèmes d'éthique et de contaminations virales et subvirales (prions). Pour ces raisons, la transgénèse de gènes de mammifères dans une cellule végétale pourrait offrir une voie de production en grandes quantités de protéines recombinantes nouvelles, à un coût de production réduit et sans risque de contaminations virales ou subvirales En 1983, plusieurs laboratoires ont découvert qu'il était possible de transférer un gène hétérologue dans le génome d'une cellule végétale (Bevan et al., 1983; Herrera-Estrella et al., 1983 a et b) et de régénérer des plantes transgéniques à partir de ces cellules génétiquement modifiées. Toutes les cellules de la plante possèdent alors le caractère génétiquement modifié qui est transmis à la descendance par fécondation sexuée. Grâce à ces travaux, diverses équipes se sont intéressées à la production de protéines recombinantes de mammifères dans les cellules végétales ou dans des plantes transgéniques (Barta et al., 1986; Marx, 1982). L'un des premiers résultats vraiment significatif dans ce domaine a été la production d'anticorps dans les plantes de tabac transgéniques (Hiatt et al., 1989). Pour exprimer une protéine hétérologue dans la graine, lieu de stockage des protéines chez les végétaux, I'équipe de Vandekerckhove (1989) a fusionné la séquence codant pour la leu-enképhaline au gène codant pour l'albumine 2S d'Arabidopsis thaliana. Avec cette construction, des colza transgéniques ont été produits qui expriment la leu-enképhaline spécifiquement dans les graines à des niveaux d'expression de l'ordre de 0,1% des protéines totales. En 1990, Sijmons et collaborateurs ont transféré le gène de la sérum albumine humaine dans des cellules de tabac et de pomme de terre. Quelle que soit l'origine des peptides signaux (humaine ou végétale), des taux de sérum albumine humaine de l'ordre de 0,02% des protéines totales ont été obtenus dans les feuilles, les tiges et les tubercules de pomme de terre. D'autres protéines recombinantes de mammifères ont été aussi produites dans les plantes: l'antigène de surface de l'hépatite B (Mason et al., 1992); les interférons (De Zoeten et al., 1989; Edelbaum et al., 1992; Truve et al., 1993); un anticorps de souris anti-Streptococcus mutans, agent de la carie dentaire (Hiatt et Ma, 1992; Ma et al., 1994), des fragments d'anticorps scFV anti-cellules cancéreuses (Russel D., 1994), un anticorps anti-Herpès (Russel D., 1994), l'hirndine (Moloney et al., 1994), la toxine du choléra (Hein R., 1994) et le facteur de croissance de l'épiderme humain (E.G.F.) (Higo et al., 1993). L'ensemble de ces recherches a permis de montrer que la production de protéines recombinantes de mammifères dans les cellules végétales est possible et que les mécanismes de la synthèse des protéines à partir des séquences d'ADN sont similaires chez les cellules animales et les cellules végétales. Quelques différences existent néanmoins entre les cellules végétales et animales, notamment au niveau de la maturation des glycannes polymannosidiques en glycannes complexes, ou encore au niveau des sites de clivage des peptides signaux, ne permettant pas ainsi de garantir l'obtention de protéines de mammifères actives ou suffisamment actives par transformation de cellules végétales. Les inventeurs ont mis en évidence que l'utilisation de cellules végétales transformées par une séquence nucléotidique recombinante appropriée, permet d'obtenir de la LGC recombinante, ou des polypeptides dérivés, présentant une activité enzymatique suffisante pour être susceptibles d'être développés dans une application industrielle. Le but de la présente invention est de fournir un nouveau procédé d'obtention de LGC recombinante par les plantes, ou de polypeptides dérivés de cette dernière, présentant une activité enzymatique, et plus particulièrement une activité lipasique, telle que ladite LGC recombinante, ou ses polypeptides dérivés puissent être utilisés industriellement. Un autre but de la présente invention est de fournir les outils pour la mise en oeuvre d'un tel procédé, notamment de nouvelles séquences nucléotidiques recombinantes, des cellules de plantes transformées génétiquement, des plantes ou fragments de plantes transformés génétiquement, et des semences transformées génétiquement. L'invention a également pour but de fournir de nouvelle(s) LGC recombinante(s), ou tout polypeptide dérivé, enzymatiquement actifs et tels qu'obtenus à partir de cellules de plantes ou de plantes, transformées génétiquement. L'invention a également pour but de fournir de nouvelles compositions enzymatiques susceptibles d'être utilisées dans le cadre de la mise en oeuvre de réactions enzymatiques, notamment à l'échelle industrielle. L'invention a également pour but de fournir de nouvelles compositions pharmaceutiques, notamment dans le cadre du traitement de pathologies associées à un déficit de production de lipase dans l'organisme, telles que la mucoviscidose. Un autre but de la présente invention est de fournir de nouveaux carburants, encore désignés biocarburants, présentant l'avantage d'être moins polluants que les carburants dérivés du pétrole, et d'être d'un coût de revient moins élevé. L'invention est illustrée dans ce qui suit à l'aide des figures suivantes: - la figure 1 représente la séquence nucléotidique de l'ADNc dont les nucléotides situés aux positions 1 à 1137 codent pour la LGC représentée sur la figure 2, - la figure 2 représente la séquence en acides aminés de la LGC, - la figure 3 représente une séquence nucléotidique dérivée de l'ADNc représenté sur la figure 1, les nucléotides situés aux positions 1 à 1137 de ladite séquence dérivée codant pour la LGC telle que représentée sur la figure 2, - la figure 4 représente les résultats d'expériences d'immunodétection du type "Western" des polypeptides recombinants produits par les feuilles et graines de tabac Xanthi, et les graines de colza transformées à l'aide des séquences recombinantes selon l'invention, - les figures 5, 6 et 7 illustrent les différents essais effectués dans le cadre de l'obtention de méthylester oléique à partir de graines transformées selon l'invention. La présente invention a pour objet l'utilisation d'une séquence nucléotidique recombinante contenant d'une part, l'ADNc représenté sur la figure 1 et codant pour la lipase gastrique de chien (LGC) représentée sur la figure 2, ou une séquence nucléotidique dérivée de cet ADNc, notamment par addition et/ou suppression et/ou substitution d'un (ou plusieurs) nucléotide(s), ladite séquence dérivée étant susceptible de coder pour un polypeptide dont la séquence en acides aminés est identique à celle de la LGC représentée sur la figure 2, ou pour un polypeptide dérivé de la LGC par addition et/ou suppression et/ou substitution d'un (ou plusieurs) acide(s) aminé(s), ce polypeptide dérivé présentant une activité lipasique, et d'autre part, les éléments permettant à une cellule végétale de produire le polypeptide codé par ledit ADNc ou par une séquence dérivée susmentionnée, notamment un promoteur et un terminateur de transcription reconnus par la machinerie transcriptionnelle des cellules végétales (et plus particulièrement par les ARN polymérases de ces dernières), pour la transformation de cellules de plantes en vue de l'obtention, à partir de ces cellules, ou des plantes obtenues à partir de ces dernières, de LGC recombinante sous forme d'enzyme active, ou d'un (ou plusieurs) polypeptide(s) dérivé(s) de cette dernière tel(s) que défini(s) cidessus. L'invention concerne également toute séquence nucléotidique recombinante telle que décrite ci-dessus, contenant à titre d'ADNc, celui représenté sur la figure 1, ou une séquence nucléotidique dérivée de ce dernier telle que définie ci-dessus. A ce titre, l'invention a plus particulièrement pour objet toute séquence nucléotidique recombinante telle que décrite ci-dessus, contenant 1'ADNc représenté sur la figure 1 et codant pour la lipase gastrique de chien (LGC) représentée sur la figure 2. L'invention a plus particulièrement encore pour objet toute séquence nucléotidique recombinante telle que décrite ci-dessus, contenant une séquence nucléotidique dérivée de 1' ADNc représenté sur la figure 1, ladite séquence nucléotidique dérivée étant telle que définie ci-dessus et codant pour la lipase gastrique de chien (LGC) représentée sur la figure 2. Une telle séquence dérivée est avantageusement celle représentée sur la figure 3, et correspond à celle représentée sur la figure 1 dans laquelle le nucléotide A en position 12 est remplacé par le nucléotide G, le nucléotide T en position 13 est remplacé par le nucléotide C, et le nucléotide A en position 15 est remplacé par le nucléotide T. Avantageusement, les séquences nucléotidiques recombinantes selon l'invention contiennent une (ou plusieurs) séquence(s) codant pour un peptide responsable de l'adressage des polypeptides recombinants de l'invention (à savoir de la LGC recombinante ou des polypeptides dérivés susmentionnés) dans un compartiment déterminé de la cellule végétale, notamment dans le réticulum endoplasmique ou dans les vacuoles, ou bien même à l'extérieur de la cellule, dans la paroi pectocellulosique ou dans l'espace extracellulaire aussi appelé apoplasme. Parmi les terminateurs de transcription susceptibles d'être utilisés pour la transformation de cellules de plantes dans le cadre de la présente invention, on peut citer le terminateur polyA 35S du virus de la mosaïque du chou-fleur (CaMV), décrit dans l'article de Franck. et al., 1980. A ce titre, l'invention a pour objet toute séquence nucléotidique recombinante telle que décrite ci-dessus contenant en aval dudit ADNc ou de sa séquence dérivée, le terminateur polyA 35S du CaMV. Parmi les promoteurs de transcription susceptibles d'être utilisés pour la transformation de cellules de plantes dans le cadre de la présente invention, on peut citer: - le promoteur 35S, ou avantageusement le promoteur constitutif double 35S (pd35S) du CaMV, ces promoteurs permettant l'expression des polypeptides recombinants de l'invention dans l'ensemble de la plante obtenue à partir de cellules transformées selon l'invention, et sont décrits dans l'article de Kay et al., 1987, - le promoteur pCRU du gène de la cruciférine de radis permettant l'expression des polypeptides recombinants de l'invention uniquement dans les semences (ou graines) de la plante obtenue à partir de cellules transformées selon l'invention, et décrit dans l'article de Depigny-This et al., 1992. A ce titre, l'invention a pour objet toute séquence nucléotidique recombinante telle que décrite ci-dessus, contenant en amont dudit ADNc ou de sa séquence dérivée, le promoteur constitutif double 35S (pd35S) du CaMV, ou le promoteur pCRU du gène de la cruciférine de radis. Les séquences codant pour un peptide d'adressage utilisées dans le cadre de la présente invention, peuvent être d'origine végétale, humaine ou animale. Parmi les séquences codant pour un peptide d'adressage d'origine végétale, on peut citer: - la séquence nucléotidique de 69 nucléotides (indiquée dans les exemples qui suivent) codant pour le prépeptide (peptide signal) de 23 acides aminés de la sporamine A chez la patate douce, ce peptide signal permettant l'entrée des polypeptides recombinants de l'invention dans le système de sécrétion des cellules végétales transformées selon l'invention (à savoir principalement dans le réticulum endoplasmique), - la séquence nucléotidique de 42 nucléotides (indiquée dans les exemples qui suivent) codant pour le propeptide N-terminal d'adressage vacuolaire de 14 acides aminés de la sporamine A chez la patate douce, permettant l'accumulation des polypeptides recombinants de l'invention dans les vacuoles des cellules végétales transformées selon l'invention, - la séquence nucléotidique de 111 nucléotides (indiquée dans les exemples qui suivent) codant pour le prépropeptide de 37 acides aminés de la sporamine A constitué de la partie N-terminale vers la partie C-terminale des 23 acides aminés du peptide signal susmentionné suivis par les 14 acides aminés du propeptide susmentionné, ce prépropeptide permettant l'entrée de polypeptides recombinants de l'invention dans le système de sécrétion et leur accumulation dans les vacuoles des cellules végétales transformées selon l'invention, les trois séquences susmentionnées étant décrites dans les articles de Murakami et al., 1986, et Matsuoka et Nakamura, 1991, - le propeptide carboxyterminal de la lectine d'orge décrit notamment dans les articles de Schroeder et al., 1993, et de Bednarek et Ralkhel, 1991. Parmi les séquences codant pour un peptide d'adressage d'origine humaine ou animale, on peut citer celles codant pour le peptide signal de la lipase gastrique humaine (LGH) tel que décrit dans le brevet européen n" 0 191 061, ou pour celui de la lipase gastrique de lapin (LGL) tel que décrit dans la demande de brevet européen n" 0 542 629, dont la séquence est indiquée dans les exemples qui suivent, ou encore pour celui de la lipase gastrique de chien (LGC). A ce titre, l'invention a pour objet toute séquence nucléotidique recombinante telle que décrite dessus, contenant une séquence codant pour tout ou partie d'un peptide signal tel que celui de la sporamine A de la patate douce, ou celui de la LGH, ou de la LGL, ou de la LGC, cette séquence codant pour un peptide signal étant située, dans ladite séquence nucléotidique recombinante, en amont dudit ADNc ou de sa séquence dérivée et en aval du promoteur utilisé, de telle sorte que le dernier acide aminé C-terminal du peptide signal soit lié au premier acide aminé N-terminal du polypeptide codé par ledit ADNc ou sa séquence dérivée, dans la protéine codée par ladite séquence nucléotidique recombinante. L'invention a également pour objet toute séquence nucléotidique recombinante telle que décrite dessus, contenant une séquence codant pour tout ou partie d'un peptide d'adressage vacuolaire, notamment celui de la sporamine A de la patate douce, cette séquence codant pour un peptide d'adressage vacuolaire étant située, dans ladite séquence nucléotidique recombinante, entre la séquence codant pour un peptide signal et celle codant pour ledit ADNc ou sa séquence dérivée, de telle sorte que le premier acide aminé N-terminal du peptide d'adressage vacuolaire soit lié au dernier acide aminé C-terminal du peptide signal, et que le dernier acide aminé C-terminal dudit peptide d'adressage soit lié au premier acide aminé N-terminal du polypeptide codé par ledit ADNc ou sa séquence dérivée, dans la protéine codée par ladite séquence nucléotidique recombinante. L'invention a également pour objet toute séquence nucléotidique recombinante telle que décrite ci-dessus, contenant une séquence codant pour tout ou partie d'un peptide d'adressage vacuolaire, notamment celui de la lectine d'orge, cette séquence codant pour un peptide d'adressage vacuolaire étant située, dans ladite séquence nucléotidique recombinante, en aval de la séquence codant pour ledit ADNc ou sa séquence dérivée, de telle sorte que le premier acide aminé N-terminal du peptide d'adressage vacuolaire soit lié au dernier acide aminé C-terminal du polypeptide codé par ledit ADNc ou sa séquence dérivée, dans la protéine codée par ladite séquence nucléotidique recombinante. L'invention a plus particulièrement pour objet les séquences nucléotidiques recombinantes suivantes: - celle (désignée pd35S-PS-LGC) contenant dans le sens 5' o 3' le promoteur pd35S du CaMV, la séquence codant pour le peptide signal de la sporamine A, cette dernière étant immédiatement suivie par la séquence nucléotidique représentée sur la figure 3, puis le terminateur polyA 35S du CaMV, - celle (désignée pd35S-PPS-LGC) contenant dans le sens 5' o 3' le promoteur pd35S du CaMV, la séquence codant pour le prépropeptide de la sporamine A, cette dernière étant immédiatement suivie par la séquence nucléotidique représentée sur la figure 3, puis le terminateur polyA 35S du CaMV, - celle (désignée pd35S-RS-LGC) contenant dans le sens 5' o 3' le promoteur pd35S du CaMV, la séquence codant pour une partie du peptide signal de la LGL (à savoir pour une séquence constituée des 19 premiers acides aminés, indiquée dans les exemples qui suivent ci-après, les 9 nucléotides codant pour les 3 derniers acides aminés C-terminaux étant supprimés), cette dernière étant immédiatement suivie par l'ADNc représenté sur la figure 1, puis le terminateur polyA 35S du CaMV, - celle (désignée pCRU-PS-LGC) contenant dans le sens 5' o 3' le promoteur pCRU de la cruciférine, la séquence codant pour le peptide signal de la sporamine A, cette dernière étant immédiatement suivie par la séquence nucléotidique représentée sur la figure 3, puis le terminateur polyA 35S du CaMV, - celle (désignée pCRU-PPS-LGC) contenant dans le sens 5' o 3' le promoteur pCRU de la cruciférine, la séquence codant pour le prépropeptide de la sporamine A, cette dernière étant immédiatement suivie par la séquence nucléotidique représentée sur la figure 3, puis le terminateur polyA 35S du CaMV. Avantageusement, les séquences nucléotidiques recombinantes de l'invention contiennent également une séquence nucléotidique utilisable en tant que marqueur desdites séquences recombinantes, notamment pour différencier (et ainsi sélectionner) celles des cellules de plantes qui sont transformées par lesdites séquences recombinantes de celles qui ne le sont pas. De préférence, une telle séquence nucléotidique utilisable en tant que marqueur desdites séquences recombinantes, est choisie parmi les gènes de résistance aux antibiotiques, notamment le gène de résistance à la kanamycine. L'invention a également pour objet tout vecteur, notamment plasmidique, contenant une séquence nucléotidique recombinante selon l'invention, insérée en un site non essentiel pour sa réplication. L'invention concerne également tout hôte cellulaire, notamment toute bactérie telle que Agrobacterium tumefaciens, transformé par un vecteur tel que défini ci-dessus. La présente invention a également pour objet tout procédé d'obtention de LGC recombinante sous forme d'enzyme active, et/ou d'un (ou plusieurs) polypeptide(s) dérivé(s) de cette dernière, notamment par addition et/ou suppression et/ou substitution d'un ou plusieurs acide(s) aminé(s), ce (ou ces) polypeptide(s) dérivé(s) présentant une activité lipasique, caractérisé en ce qu'il comprend:: - la transformation de cellules végétales, de manière à intégrer, dans le génome de ces cellules, une (ou plusieurs) séquence(s) nucléotidique(s) recombinante(s) selon l'invention, - le cas échéant, l'obtention de plantes transformées à partir des cellules transformées susmentionnées, - la récupération de la LGC recombinante et/ou du (ou des) polypeptide(s) dérivé(s) susmentionné(s) produit(s) dans lesdites cellules ou plantes transformées susmentionnées, notamment par extraction, suivie, le cas échéant, par une purification. Selon un mode de réalisation du procédé susmentionné de l'invention, la transformation de cellules végétales peut être réalisée par transfert de la séquence nucléotidique recombinante de l'invention dans les protoplastes, notamment après incubation de ces derniers dans une solution de polyéthylène glycol (PEG) en présence de cations divalents (Ca2 +) selon la méthode décrite dans l'article de Krens et al., 1982. La transformation des cellules végétales peut également être réalisée par électroporation notamment selon la méthode décrite dans l'article de Fromm et al., 1986. La transformation des cellules végétales peut également être réalisée par utilisation d'un canon à gène permettant la projection, à très grande vitesse, de particules métalliques recouvertes de séquences nucléotidiques recombinantes selon l'invention, délivrant ainsi des gènes à l'intérieur du noyau cellulaire, notamment selon la technique décrite dans l'article de Sanford, 1988. Une autre méthode de transformation des cellules végétales, est celle de la micro-injection cytoplasmique ou nucléaire telle que décrite dans l'article de De La Penna et al., 1987. Selon un mode de réalisation particulièrement préféré du procédé susmentionné de l'invention, les cellules végétales sont transformées par mise en présence de ces dernières avec un hôte cellulaire transformé par un vecteur selon l'invention, tel que décrit ci-dessus, ledit hôte cellulaire étant susceptible d'infecter lesdites cellules végétales en permettant l'intégration dans le génome de ces dernières, des séquences nucléotidiques recombinantes de l'invention initialement contenues dans le génome du vecteur susmentionné. Avantageusement, l'hôte cellulaire susmentionné utilisé est Agrobacterium tumefaciens, notamment selon les méthodes décrites dans les articles de Bevan, 1984 et d'An et al., 1986, ou encore Agrobacterium rhizogenes, notamment selon la méthode décrite dans l'article de Jouanin et al., 1987. Parmi les cellules végétales susceptibles d'être transformées dans le cadre de la présente invention, on peut citer celles du colza, tabac, maïs, pois, tomate, carotte, blé, orge, pomme de terre, soja, tournesol, laitue, riz et luzerne. Selon un mode de réalisation du procédé susmentionné de l'invention, les cellules végétales transformées selon l'invention, sont cultivées in vitro, notamment en bioréacteurs selon la méthode décrite dans l'article de Brodelius, 1988, en milieu liquide, ou selon la méthode décrite dans l'article de Brodelius et al., 1979, sous forme immobilisées, ou encore selon la méthode décrite dans l'article de Deno et al., 1987, procédant par culture de racines transformées in vitro. Les milieux des cultures in vitro susmentionnés sont ensuite récupérés pour en extraire, et le cas échéant purifier, notamment par chromatographie, la LGC recombinante et/ou les polypeptide(s) dérivé(s) définis ci-dessus, produits par lesdites cellules transformées cultivées in vitro. Selon un mode de réalisation préféré du procédé susmentionné d' obtention de LGC recombinante et/ou de polypeptide(s) dérivé(s) selon l'invention, la transformation de cellules végétales est suivie par une étape d'obtention de plantes transformées par mise en culture desdites cellules transformées dans un milieu approprié. La LGC recombinante et/ou le (ou les) polypeptide(s) dérivé(s), produit(s) dans les cellules des plantes entières ainsi obtenues, sont récupérés par extraction réalisée à partir des plantes entières, ou de fragments de ces plantes (notamment à partir des feuilles ou des tiges), ou encore à partir de semences issues de ces plantes, cette extraction étant le cas échéant suivie par une étape de purification de la LGC recombinante et/ou du (ou des) polypeptide(s) dérivé(s). Les plantes transformées utilisées pour la récupération de la LGC recombinante et/ou du (ou des) polypeptide(s) dérivé(s) dans le cadre du procédé susmentionné, sont celles de la génération TO, à savoir celles obtenues à partir de culture de cellules transformées de l'invention sur un milieu approprié, ou avantageusement celles des générations suivantes (T1, T2 etc.) obtenues par autofécondation des plantes de la génération précédente et dans lesquelles les séquences nucléotidiques recombinantes de l'invention se reproduisent selon les lois de Mendel. Parmi les polypeptides dérivés de la LGC recombinante susceptibles d'être obtenus dans le cadre de la mise en oeuvre d'un procédé selon l'invention, on peut citer - le polypeptide délimité par les acides aminés situés aux positions 55 et 379 de la figure 2, encore désigné polypeptide (A54), - le polypeptide délimité par les acides aminés situés aux positions 5 et 379 de la figure 2, encore désigné polypeptide (A4). L'invention a plus particulièrement pour objet tout procédé tel que décrit ci-dessus, d'obtention de la LGC recombinante représentée sur la figure 2, et le cas échéant, d'obtention d'un (ou de plusieurs) polypeptide(s) dérivé(s), notamment du polypeptide (554) et/ou du polypeptide (A4) susmentionnés, ledit procédé étant caractérisé en ce que l'étape de transformation des cellules végétales est réalisée par intégration dans le génome de ces dernières, d'une séquence recombinante telle que décrite ci-dessus, contenant d'une part l'ADNc représenté sur la figure 1, et, d'autre part, la séquence codant pour le peptide signal de 22 acides aminés de la LGL, avantageusement celle codant pour les 19 premiers acides aminés du peptide signal de la LGL. L'invention vise plus particulièrement un procédé d'obtention tel que décrit ci-dessus de la LGC recombinante représentée sur la figure 2, le cas échéant en association avec le polypeptide (A54) et/ou le polypeptide (A4), caractérisé en ce qu'il comprend: - la transformation de cellules d'explants de feuilles d'une plante, par mise en présence de ces dernières avec une souche d'Agrobacterium tumefaciens transformée par un plasmide tel que décrit cidessus contenant la séquence nucléotidique recombinante pd3 5S-RS-LGC susmentionnée, sur un milieu de culture approprié, - sélection des explants transformés sur un milieu contenant de la kanamycine, - obtention de plantes transformées à partir des explants transformés susmentionnés par culture de ces derniers sur des milieux appropriés, - extraction de la LGC recombinante, et le cas échéant du polypeptide (A54) et/ou du polypeptide (A4), notamment par broyage des feuilles et/ou des graines des plantes transformées susmentionnées dans un tampon approprié, centrifugation et récupération du surnageant constituant l'extrait végétal à activité enzymatique, - le cas échéant purification de la LGC recombinante à partir de l'extrait obtenu lors de l'étape précédente, notamment par chromatographie réalisée à partir du surnageant, ce qui conduit à l'obtention de LGC recombinante sous forme essentiellement pure. L'invention a également pour objet l'application du procédé susmentionné à l'obtention du polypeptide (A54) ou du polypeptide (A4) sous forme essentiellement pure, par purification de ces derniers à partir de l'extrait obtenu dans le procédé susmentionné, notamment par chromatographie réalisée à partir du surnageant d'extraction. L'invention a plus particulièrement pour objet tout procédé, tel que décrit ci-dessus, d'obtention de LGC recombinante et/ou d'un (ou plusieurs) polypeptide(s) dérivé(s) de cette dernière, tels que définis ci-dessus, caractérisé en ce que l'étape de transformation des cellules végétales est réalisée par intégration, dans le génome de ces dernières, d'une séquence contenant, d'une part, la séquence nucléotidique représentée sur la figure 3, et d'autre part, la séquence codant pour le peptide signal de la sporamine A décrit cidessus. Parmi les polypeptides dérivés de la LGC recombinante, susceptibles d'être obtenus dans le cadre de la mise en oeuvre du procédé décrit dessus, on peut citer le polypeptide (A54) et/ou le polypeptide (A4) susmentionnés. L'invention vise plus particulièrement un procédé d'obtention de LGC recombinante et/ou du polypeptide (A54) et/ou du polypeptide (A4) susmentionnés, caractérisé en ce qu'il comprend: - la transformation de cellules d'explants d'une plante (notamment d'explants de feuilles), par mise en présence de ces dernières avec une souche d 'Agrobacterium tumefaciens transformée par un plasmide tel que décrit cidessus contenant la séquence nucléotidique recombinante pd35S-PS-LGC et/ou la séquence pd35S-PPS-LGC, - sélection des explants transformés sur un milieu contenant de la kanamycine, - obtention de plantes transformées à partir des explants transformés susmentionnés par culture de ces derniers sur des milieux appropriés, - extraction de la LGC recombinante et/ou du polypeptide (A54) et/ou du polypeptide (A4), notamment par broyage, dans un tampon approprié, des feuilles et/ou des graines des plantes transformées susmentionnées, centrifugation et récupération du surnageant constituant l'extrait végétal à activité enzymatique, - le cas échéant, purification de la LGC recombinante et/ou du polypeptide (A54) et/ou du polypeptide (A4) à partir de l'extrait obtenu lors de l'étape précédente, notamment par chromatographie réalisée à partir du surnageant, ce qui conduit à l'obtention de la LGC recombinante et/ou du polypeptide (A54) et/ou du polypeptide (A4) sous forme essentiellement pure. L'invention vise plus particulièrement un procédé d'obtention du polypeptide (554) et/ou du polypeptide (A4) susmentionnés, par mise en oeuvre du procédé décrit ci-dessus dans lequel les cellules transformées sont des cellules d'explants de feuilles de tabac. Selon un mode particulier de réalisation du procédé susmentionné de l'invention, le polypeptide (A54) peut être spécifiquement obtenu par extraction à partir des graines de tabac transformées susmentionnées, notamment par broyage de ces graines dans un tampon approprié, centrifugation et récupération du surnageant. Le polypeptide (A54) peut ensuite être purifié à partir de l'extrait de graines susmentionné, contenant ledit polypeptide (A54), notamment par chromatographie réalisée à partir du surnageant susmentionné. L'invention vise plus particulièrement un procédé d'obtention de LGC recombinante et/ou du polypeptide (A54) et/ou du polypeptide (A4), caractérisé en ce qu'il comprend: - la transformation de cellules d'explants d'une plante, par mise en présence de ces dernières avec une souche d 'Agrobacterium tumefaciens transformée par un plasmide tel que décrit ci-dessus contenant la séquence nucléotidique recombinante pCRU-PPS-LGC et/ou la séquence pCRU-PS LGC, - sélection des explants transformés sur un milieu contenant de la kanamycine, - obtention de plantes transformées à partir des explants transformés susmentionnés par culture de ces derniers sur des milieux appropriés, - extraction de la LGC recombinante et/ou du polypeptide (A54) et/ou du polypeptide (A4), notamment par broyage, dans un tampon approprié, des graines issues des plantes transformées susmentionnées, centrifugation et récupération du surnageant constituant l'extrait végétal à activité enzymatique, - le cas échéant, purification de la LGC recombinante et/ou du polypeptide (A54) et/ou du polypeptide (A4), à partir de l'extrait obtenu lors de l'étape précédente, notamment par chromatographie réalisée à partir du surnageant, ce qui conduit à l'obtention de la LGC recombinante et/ou du polypeptide (554) et/ou du polypeptide (54), sous forme essentiellement pure. L'invention a plus particulièrement pour objet un procédé d'obtention du polypeptide (A54) susmentionné, par mise en oeuvre du procédé décrit cidessus dans lequel les cellules transformées sont des cellules d'explants de colza. Les cellules végétales transformées dans les procédés décrits ci-dessus sont avantageusement choisies parmi celles de tabac, colza, maïs, pois, tomate, carotte, blé, orge, pomme de terre, soja, tournesol, laitue, riz et luzerne. L'invention a également pour objet toute cellule végétale transformée génétiquement, contenant une (ou plusieurs) séquence(s) nucléotidique(s) recombinante(s) telle(s) que décrite(s) ci-dessus, selon l'invention, intégrée(s) de façon stable dans leur génome. L'invention concerne également toute cellule végétale transgénique telle que décrite cidessus, contenant un (ou plusieurs) polypeptide(s) recombinant(s) selon l'invention, tels que la LGC recombinante et/ou le polypeptide (A54) et/ou le polypeptide (A4), ladite cellule végétale étant encore désignée cellule végétale à activité enzymatique, et plus particulièrement à activité lipasique telle que définie ci-après. L'invention a également pour objet des semences transformées génétiquement contenant une (ou plusieurs) séquence(s) nucléotidique(s) recombinante(s) telle(s) que décrite(s) ci-dessus, selon l'invention, intégrée(s) de façon stable dans leur génome. L'invention concerne également les semences transgéniques décrites cidessus, et contenant un (ou plusieurs) polypeptide(s) recombinant(s) selon l'invention, tels que la LGC recombinante et/ou le polypeptide (A54) et/ou le polypeptide (A4), lesdites semences étant encore désignées semences à activité enzymatique, et plus particulièrement à activité lipasique telle que définie ciapres. Les semences transformées selon l'invention sont celles récoltées à partir de plantes transformées génétiquement selon l'invention, ces plantes transformées étant soit celles de la génération TO susmentionnée et obtenues par mise en culture de cellules transformées selon l'invention, soit celles des générations suivantes (T1, T2 etc...) obtenues par autofécondation ou par croisement des plantes des générations précédentes (comme indiqué ci-dessus). L'invention a également pour objet les plantes ou fragments de plantes (notamment expirants, tiges, feuilles, racines, pollen, etc...) transformé(e)s génétiquement, caractérisé(e)s en ce qu'elles (ils) contiennent une (ou plusieurs) séquence(s) nucléotidique(s) recombinante(s) telle(s) que décrite(s) ci-dessus, selon l'invention, intégrée(s) de façon stable dans leur génome. L'invention concerne également les plantes ou fragments de plantes transgéniques décrits ci-dessus, contenant un (ou plusieurs) polypeptide(s) recombinant(s) selon l'invention, tels que la LGC recombinante et/ou le polypeptide (A54) et/ou le polypeptide (A4), lesdit(e)s plantes ou fragments de plantes étant encore désigné(e)s plantes ou fragments de plantes à activité enzymatique, et plus particulièrement à activité lipasique telle que définie ciapres. L'invention a plus particulièrement pour objet, les plantes transformées susmentionnées, telles qu'obtenues par mise en culture de cellules ou de semences telles que décrites ci-dessus, selon l'invention. Les plantes, fragments de plantes, cellules végétales ou semences transformés selon l'invention sont avantageusement choisis parmi le colza, le tabac, le maïs, le pois, la tomate, la carotte, le blé, l'orge, la pomme de terre, le soja, le tournesol, le riz, la laitue et la luzerne, ou les fragments, les cellules ou semences issus de ces plantes. La présente invention a pour objet tout extrait végétal à activité enzymatique, et plus particulièrement à activité lipasique définie ci-après, tel qu'obtenu par mise en oeuvre de l'un des procédés décrits ci-dessus de l'invention, contenant, à titre d'enzymes actives, un (ou plusieurs) polypeptide(s) recombinant(s) selon l'invention, tels que la LGC recombinante et/ou le polypeptide (A54) et/ou le polypeptide (A4). L'activité lipasique (ou lipolytique) des cellules végétales, des semences, des plantes ou fragments de plantes, et des extraits végétaux à activité enzymatique de l'invention, peut être mesurée notamment selon la méthode de Gargouri (Gargouri et al., 1986) utilisant un triglycéride à chaîne courte (tel que la tributyrine) comme substrat. L'activité enzymatique est rapportée en unités U, une unité U correspondant à la quantité d'enzyme nécessaire pour libérer une ymole d'acides gras libres par minute à 37"C dans les conditions optimales de pH. Les extraits végétaux à activité enzymatique de l'invention sont avantageusement tels que le pourcentage en poids de polypeptides recombinants enzymatiquement actifs, représente environ 0,1% à 20%, notamment environ 1 % à environ 15%, par rapport au poids total de protéines présentes dans ces extraits, ce qui correspond à des mesures d'activité enzymatique d'environ 0,5 U par g de poids frais (PF) de feuilles à environ 1000 U/g PF de feuilles, notamment d'environ 10 U/g PF à environ 300 U/g PF de feuilles, ou encore d'environ 1 U/g PF de graines à environ 5000 U/g PF, notamment à environ 10 U/g PF de graines à environ 1000 U/g PF de graines. L'invention a plus particulièrement pour objet les extraits végétaux à activité enzymatique suivants: * les extraits de feuilles et/ou de graines de plantes, tels qu'obtenus par transformation des cellules d'explants de ces plantes avec la séquence pd35S-RS-LGC, ou la séquence pd35S-PS-LGC, ou la séquence pd35S-PPS-LGC, selon l'un des procédés décrits ci-dessus, et contenant la LGC recombinante et/ou le polypeptide (A54), et/ou le polypeptide (A4), notamment:: - l'extrait de feuilles de tabac, tel qu'obtenu par transformation de cellules d'explants de feuilles de tabac avec la séquence pd35S-PS-LGC, ou la séquence pd35S-PPS-LGC, selon le procédé décrit ci-dessus, et contenant le polypeptide (A54), en association avec le polypeptide (A4), le pourcentage en poids du mélange de ces deux polypeptides par rapport au poids total de protéines présentes dans ledit extrait étant d'environ 0,1% à environ 20%, l'activité enzymatique dudit extrait étant d'environ 100 U/g PF à environ 300 U/g PF, - l'extrait de graines de tabac, tel qu'obtenu par transformation de cellules d'explants de feuilles de tabac avec la séquence pd35S-PS-LGC, ou la séquence pd35S-PPS-LGC, selon le procédé décrit ci-dessus, et contenant le polypeptide (A54), le pourcentage en poids du polypeptide (A54) par rapport au poids total de protéines présentes dans ledit extrait étant d'environ 0,1% à environ 1 %, l'activité enzymatique dudit extrait étant d'environ 10 U/g PF à environ 300 U/g PF, * les extraits de graines de plantes tels qu'obtenus par transformation de cellules d'explants de ces plantes avec la séquence pCRU-PS-LGC, ou la séquence pCRU-PPS-LGC, selon l'un des procédés décrits ci-dessus, et contenant la LGC recombinante et/ou le polypeptide (A54), et/ou le polypeptide (A4), notamment:: - l'extrait de graines de colza, tel qu'obtenu par transformation de cellules d'explants de feuilles de colza avec la séquence pCRU-PS-LGC, ou la séquence pCRU-PPS-LGC, selon le procédé décrit ci-dessus, et contenant le polypeptide (A54), le pourcentage en poids du polypeptide (A54) par rapport au poids total de protéines présentes dans ledit extrait étant d'environ 0,1% à environ 1%, l'activité enzymatique dudit extrait étant d'environ 10 U/g PF à environ 1000 U/g PF. La présente invention a également pour objet toute LGC recombinante enzymatiquement active, dont la séquence en acides aminés est celle représentée sur la figure 2, ou polypeptides dérivés de cette dernière, notamment par addition et/ou suppression et/ou substitution d'un (ou plusieurs) acide(s) aminé(s), ces polypeptides dérivés présentant une activité lipasique, tels qu'obtenus sous forme essentiellement pure par mise en oeuvre d'un des procédés décrits ci-dessus de l'invention, ces procédés comprenant une étape de purification des polypeptides recombinants de l'invention, notamment par chromatographie réalisée à partir des extraits enzymatiques décrits ci-dessus. A titre de polypeptides dérivés de la LGC recombinante susmentionnée, l'invention a plus particulièrement pour objet les polypeptides (A54) et (A4) cités ci-dessus, dont les poids moléculaires sont respectivement d'environ 37 kDa et environ 49 kDa. Par LGC recombinante enzymatiquement active, ou polypeptides dérivés présentant une activité lipasique, tels que mentionnés ci-dessus, on entend tout polypeptide recombinant susceptible de présenter une activité lipasique telle que mesurée selon la méthode de Gargouri citée ci-dessus. A titre d'illustration, les polypeptides recombinants selon l'invention présentent une activité lipasique d'environ 10 U/mg de polypeptides recombinants à environ 1000 U/mg, avantageusement d'environ 100 U/mg à environ 600 U/mg. L'invention concerne plus particulièrement la LGC recombinante telle qu'obtenue par purification de l'extrait enzymatique de feuilles ou de graines de tabac, ces feuilles ou graines provenant de plantes de tabac transformées, elles-mêmes obtenues à partir de cellules de tabac transformées avec la séquence pd35S-RS-LGC selon le procédé décrit ci-dessus, ladite LGC recombinante présentant une activité lipasique telle que décrite ci-dessus. L'invention a également pour objet le polypeptide (A54) et le polypeptide (A4) tels qu'obtenus par purification de l'extrait enzymatique de feuilles de tabac, ces feuilles provenant de plantes de tabac transformées, elles-mêmes obtenues à partir de cellules de tabac transformées avec la séquence pd35S-PS LGC, ou la séquence pd35S-PPS-LGC, selon le procédé décrit ci-dessus, lesdits polypeptides (A54) et (A4) recombinants présentant une activité lipasique telle que décrite ci-dessus. L'invention concerne également le polypeptide (A54), tel qu'obtenu par purification de l'extrait enzymatique de graines de tabac, ou de celui de graines de colza, ces graines provenant respectivement de plantes de tabac ou de colza transformées, elles-mêmes obtenues respectivement à partir de cellules de tabac ou de colza transformées avec la séquence pCRU-PS-LGC, ou la séquence pCRU-PPS-LGC, selon les procédés décrits ci-dessus, le polypeptide (A54) recombinant présentant une activité lipasique telle que décrite ci-dessus. Les poids moléculaires apparents des polypeptides (A54) et (A4) selon l'invention sont respectivement de 37 kDa et 49 kDa, lorsque mesurés par analyse en gel de polyacrylamide et par immunodétection après électrotransfert sur nitrocellulose (ces méthodes étant détaillées dans les exemples qui suivent de réalisation de l' invention). L'invention concerne les anticorps dirigés contre les polypeptides recombinants de l'invention, et plus particulièrement ceux dirigés contre la LGC recombinante selon l'invention, et/ou contre le polypeptide (A54) et/ou contre le polypeptide (A4) susmentionnés, et susceptibles de reconnaître également la LGH. De tels anticorps peuvent être obtenus par immunisation d'un animal avec ces polypeptides suivie de la récupération des anticorps formés. Il va de soi que cette production n'est pas limitée aux anticorps polyclonaux. Elle s'applique encore à tout anticorps monoclonal produit par tout hybridome susceptible d'être formé, par des méthodes classiques, à partir des cellules spléniques d'un animal, notamment de souris ou de rat, immunisés contre l'un des polypeptides purifiés de l'invention d'une part, et des cellules d'un myélome approprié d'autre part, et d'être sélectionné, par sa capacité à produire des anticorps monoclonaux reconnaissant le polypeptide susmentionné initialement mis en oeuvre pour l'immunisation des animaux, ainsi que la LGH. L'invention concerne également l'utilisation de plantes, fragments de plantes, cellules de plantes, ou semences transformés selon l'invention, pour l'obtention d'un (ou plusieurs) polypeptide(s) recombinant(s) selon l'invention, tels que la LGC recombinante, ou ses polypeptides dérivés tels que définis cidessus, notamment par mise en oeuvre d'un des procédés susmentionnés de l'invention, lesdits polypeptides recombinants étant sous forme essentiellement pure ou contenus dans des extraits végétaux à activité enzymatique tels que définis ci-dessus. L'invention a également pour objet l'utilisation, dans le domaine de l'alimentation, de plantes, fragments de plantes, cellules végétales, ou semences à activité enzymatique selon l'invention, ou d'extraits végétaux à activité enzymatique tels que définis ci-dessus, ou encore de polypeptides recombinants selon l'invention, tels que la LGC recombinante, ou ses polypeptides dérivés tels que définis ci-dessus. L'invention concerne plus particulièrement l'utilisation en tant qu'aliments des plantes, fragments de plantes, cellules de plantes, ou semences à activité enzymatique selon l'invention. A ce titre l'invention a plus particulièrement pour objet tout aliment constitué d'une plante à activité enzymatique telle que décrite ci-dessus, ou de fragments de cette plante, ou encore de semences issues de cette dernière, et susceptible(s) de présenter un caractère comestible chez l'Homme. L'invention vise également toute composition alimentaire contenant une (ou plusieurs) plante(s) à activité enzymatique telle(s) que décrite(s) dessus, et/ou des fragments de cette (ces) plante(s), et/ou un (ou plusieurs) extrait(s) végétal (végétaux) à activité enzymatique tel(s) que décrit(s) dessus, et/ou un (ou plusieurs) polypeptide(s) recombinant(s) de l'invention, le cas échéant en association avec un (ou plusieurs) autre(s) composé(s) comestible(s). Avantageusement, les plantes ou fragments de plantes, contenus dans la composition alimentaire susmentionnée, se présentent sous forme de broyats. Les aliments selon l'invention, encore désignés aliments fonctionnels, ou les compositions alimentaires selon l'invention sont plus particulièrement destinés à faciliter l'absorption des graisses animales ou végétales ingérées par un individu sain ou atteint d'une ou plusieurs pathologies affectant ou non le taux de production de lipase gastrique et/ou pancréatique. A ce titre, les aliments ou compositions alimentaires de l'invention, sont avantageusement utilisés en tant que compléments nutritionnels. L'invention a également pour objet l'utilisation de plantes, de fragments de plantes, cellules végétales, ou semences à activité enzymatique selon l'invention, ou d'extraits végétaux à activité enzymatique tels que définis cidessus, ou encore de polypeptides recombinants selon l'invention, tels que la LGC recombinante, ou ses polypeptides dérivés tels que définis ci-dessus, pour l'obtention de médicaments (ou compositions pharmaceutiques) destinés à faciliter l'absorption des graisses animales ou végétales ingérées par un individu sain ou atteint d'une ou plusieurs pathologies affectant ou non le taux de production de lipase gastrique et/ou pancréatique. Notamment, de telles compositions pharmaceutiques sont avantageusement utilisées chez les individus subissant un traitement médical altérant le mécanisme d'absorption des graisses, ou encore chez les personnes âgées. Les compositions pharmaceutiques selon l'invention sont aussi plus particulièrement destinées au traitement des pathologies liées à l'insuffisance de lipases (notamment de lipase(s) gastrique et/ou pancréatique) dans l'organisme, et plus particulièrement de pathologies telles que la mucoviscidose, et l'insuffisance pancréatique exocrine. L'invention a plus particulièrement pour objet toute composition pharmaceutique comprenant un (ou plusieurs) extrait(s) végétal (végétaux) à activité enzymatique(s) décrit(s) ci-dessus, et/ou un (ou plusieurs) polypeptide(s) recombinant(s) selon l'invention, le cas échéant en association avec un véhicule pharmaceutiquement acceptable. L'invention a plus particulièrement pour objet toute composition pharmaceutique susmentionnée contenant de la LGC recombinante, et/ou le polypeptide (A54) et/ou le polypeptide (A4), sous forme essentiellement pure ou sous forme d'extraits enzymatiques tels que décrits ci-dessus. Les compositions pharmaceutiques selon l'invention sont de préférence administrables par voie orale, et se présentent notamment sous forme de gélules, de comprimés ou de poudres à diluer. La posologie journalière chez l'homme est avantageusement d'environ 200 mg à environ 1000 mg, répartis de préférence au moment des repas principaux, lorsque lesdites compositions pharmaceutiques contiennent des extraits enzymatiques tels que décrits ci-dessus, et d'environ 100 mg à environ 500 mg, lorsque lesdites compositions pharmaceutiques contiennent des polypeptides recombinants selon l'invention sous forme essentiellement pure. L'invention a également pour objet l'utilisation de plantes, de fragments de plantes, cellules végétales, ou semences à activité enzymatique selon l'invention, ou d'extraits végétaux à activité enzymatique tels que définis cidessus, ou encore de polypeptides recombinants selon l'invention, tels que la LGC recombinante, ou ses polypeptides dérivés tels que définis ci-dessus, pour la mise en oeuvre de réactions enzymatiques dans le domaine industriel, agro-alimentaire ou agro-industrielle, notamment dans l'industrie des corps gras, de la lipochimie et l'industrie laitière. A ce titre, l'invention concerne tout procédé, notamment de bioconversion enzymatique, ou de biocatalyse, par mise en oeuvre d'une ou plusieurs réactions enzymatiques dans le domaine industriel, agro-alimentaire ou agro-industrielle, notamment dans l'industrie des corps gras, de la lipochimie et l'industrie laitière, ces réactions enzymatiques étant effectuées au moyen de plantes, de fragments de plantes, de cellules végétales, ou semences à activité enzymatique selon l'invention, ou d'extraits végétaux à activité enzymatique tels que définis ci-dessus, ou encore de polypeptides recombinants selon l'invention, tels que la LGC recombinante, ou ses polypeptides dérivés tels que définis ci-dessus. L'invention a plus particulièrement pour objet des préparations enzymatiques à destination industrielle, agro-alimentaire ou agro-industrielle, susceptibles d'être utilisées dans le cadre de la mise en oeuvre d'un procédé tel que décrit ci-dessus, et comprenant un (ou plusieurs) extrait(s) végétal (végétaux) à activité enzymatique tels que définis ci-dessus, et/ou (un ou plusieurs) polypeptide(s) recombinant(s) selon l'invention, notamment la LGC recombinante et/ou le polypeptide (A54) et/ou le polypeptide (A4), le cas échéant en association avec un (ou plusieurs) additif(s) ou autre(s) enzyme(s) susceptible(s) d'être utilisé(s) dans le cadre de l'application industrielle susmentionnée. L'invention concerne plus particulièrement l'utilisation de plantes, de fragments de plantes, de cellules végétales, ou semences à activité enzymatique selon l'invention, pour la mise en oeuvre, à l'échelle industrielle, de réactions de bioconversions enzymatiques, ou de biocatalyses, telles que hydrolyses, ou trans-estérifications enzymatiques. Avantageusement, les plantes à activité enzymatique, ou fragments, ou cellules végétales, ou semences selon l'invention, sont utilisées à la fois en tant que source enzymatique et substrat réactionnel. L'invention a également pour objet tout procédé de biocatalyse utilisant des plantes, ou fragments, ou cellules végétales, ou semences à activité enzymatique selon l'invention, et plus particulièrement des plantes contenant la LGC recombinante et/ou le polypeptide (A54) et/ou le polypeptide (A4), lesdites plantes, ou fragments, ou cellules, ou semences, étant utilisées à la fois en tant que source enzymatique et substrat réactionnel. L'invention concerne plus particulièrement l'utilisation des plantes à activité enzymatique, ou fragments de ces plantes, ou cellules végétales, ou semences selon l'invention, pour l'obtention de biocarburants. A ce titre, la présente invention a pour objet tout procédé d'obtention de biocarburant par addition d'alcool, notamment de méthanol ou d'éthanol, à un broyat de tout ou partie de plantes ou de semences transformées selon l'invention, avantageusement à un broyat de graines de colza, de tournesol ou de soja, transformées selon l'invention, et récupération de biocarburant, notamment par filtration. L'invention concerne également les esters d'acides gras végétaux tels qu obtenus par mise en oeuvre du procédé susmentionné, notamment le méthyl ester d'acide oléique. L'invention a également pour objet tout biocarburant tel qu'obtenu par mise en oeuvre d'un procédé tel que décrit ci-dessus, et plus particulièrement tout biocarburant susmentionné comprenant des diesters d'acides gras végétaux. L'invention vise plus particulièrement tout biocarburant tel qu'obtenu par mise en oeuvre du procédé susmentionné à partir de graines de colza, et comprenant un méthylester d'acide oléique. L'invention vise également l'utilisation des anticorps susmentionnés dirigés contre les polypeptides recombinants de l'invention, pour la mise en oeuvre d'une méthode de détection ou de dosage de la LGC ou de la LGH dans un échantillon biologique susceptible de la contenir. L'invention concerne plus particulièrement l'utilisation de ces anticorps pour la mise en oeuvre d'une méthode de diagnostic in vitro de pathologies liées à la surproduction, ou à l'inverse, à l'insuffisance, voire l'absence de production de lipase dans l'organisme. Cette méthode de diagnostic in vitro, réalisée à partir d'un échantillon biologique prélevé chez un patient, comprend une étape de mise en présence de cet échantillon avec un ou plusieurs anticorps selon l'invention, suivie d'une étape de détection des éventuels complexes anticorps-LGH formés lors de l'étape précédente. A ce titre l'invention concerne également un kit pour la mise en oeuvre d'une méthode de détection ou de diagnostic in vitro susmentionnée, comprenant: - des anticorps tels que décrits ci-dessus, avantageusement marqués de manière radioactive ou enzymatique, ainsi que les réactifs pour la constitution d'un milieu propice à la réalisation de la réaction immunologique entre ces anticorps et la LGH, - les réactifs permettant la détection des complexes immunologiques formés entre ces anticorps et la LGH. L'invention sera davantage illustrée dans la description détaillée qui suit d'obtention de séquences nucléotidiques recombinantes telles que décrites cidessus, ainsi que de plantes transformées produisant des polypeptides recombinants selon l'invention, et d'un procédé d'obtention de biocarburant. 1. CONSTRUCTION DE GENES CHIMERIQUES CODANT POUR LA PROTEINE RECOMBINANTE DE LIPASE GASTRIQUE DE CHIEN ET PERMETTANT UNE EXPRESSION DANS LES FEUILLES DE TABAC. L'expression dans les feuilles de tabac du gène codant pour la lipase gastrique de chien (LGC) a nécessité les séquences régulatrices suivantes: 1. le promoteur constitutif double 35S (pd35S) du CaMV (virus de la mosaïque du chou-fleur). Il correspond à une duplication des séquences activant la transcription situées en amont de l'élément TATA du promoteur 35S naturel (Kay et al., 1987); 2. la séquence terminatrice de transcription, terminateur polyA 35S, qui correspond à la région 3' non codante de la séquence du virus à ADN bicaténaire circulaire de la mosaïque du chou-fleur produisant le transcrit 35S (Franck et al., 1980). Les constructions des différents plasmides via l'utilisation de techniques d'ADN recombinant (Sambrook et al., 1989) dérivent de pBIOC4. Ce plasmide binaire dérive de pGA492 (An, 1986) qui contient entre les bordures droite et gauche; issues du plasmide pTiT37 d'Agrobacterium tumefaciens, sur son ADN de transfert, les séquences suivantes:: le promoteur constitutif du gène nos codant pour la nopaline synthase (Depicker et al., 1982), la séquence codante du gène nptII codant pour la néomycine phosphotransférase II (Berg et Berg, 1983) délétée de la région des 8 premiers codons dont le codon initiateur méthionine ATG et fusionnée à la séquence des 14 premiers codons de la séquence codante du gène nos (Depicker et al., 1982), la séquence codante du gène nos dépourvue de la région des 14 premiers codons, le terminateur nos (Depicker et al., 1982), une région contenant des sites multiples de clonage (encore désignée polylinker) (HindIII-XbaI-SacI-HpaI-KpnI-ClaI-BglII) précédant le gène cat codant pour la chloramphénicol acétyltransférase (Close et Rodriguez, 1982) et les séquences terminatrices du gène 6 du plasmide pTiA6 d'Agrobacterium tumefaciens (Liu et al., 1993).Pour éliminer la quasi-totalité de la séquence codante du gène cat, le plasmide pGA492 a été doublement digéré par SacI (site de restriction du polylinker) et par ScaI (site de restriction présent dans la séquence du gène cat) puis soumis à l'action de l'enzyme T4 DNA polymérase (New England Biolabs) selon les recommandations du fabricant. La ligation du plasmide modifié (20 ng) a été réalisée dans un milieu réactionnel de 10 jl contenant 1 111 du tampon T4 DNA ligase x 10 (Amersham); 2,5 U d'enzyme T4 DNA ligase (Amersham) à 14"C pendant 16 heures. Les bactéries Escherichia coli DH5a rendues préalablement compétentes, ont été transformées (Hanahan, 1983).L'ADN plasmidique des clones obtenus, sélectionnés sur 12 ,ug/ml tétracycline, a été extrait selon la méthode de la lyse alcaline (Birnboim et Doly, 1979) et analysé par digestion enzymatique par des enzymes de restriction. Puis, le site de restriction HindIII de l'ADN plasmidique du clone retenu a été modifié en un site de restriction EcoRI à l'aide d'un adaptateur HindIII-EcoRI phosphorylé (Stratagene Cloning Systems).Pour réaliser cette modification, 500 ng d'ADN plasmidique du clone retenu ont été digérés par Hindîli, déphosphorylés par l'enzyme phosphatase alcaline d'intestin de veau (Boehringer Mannheim) selon les recommandations du fabricant et coprécipités en présence de 1500 ng d'ADN adaptateur HindIII-EcoRI, 1/10 volume d'acétate de sodium 3M pH 4,8 et 2,5 volumes d'éthanol absolu à -80 C pendant 30 min. Après centrifugation à 12000 g pendant 30 min., 1'ADN précipité a été lavé à l'éthanol 70%, séché, repris dans 8 yI d'eau, porté à 65"C pendant 10 min., puis ligué en présence de 1 'il de tampon T4 DNA ligase x 10 (Amersham) et 2,5 U d'enzyme T4 DNA ligase (Amersham) à 14"C pendant 16 heures.Après inactivation de la T4 DNA ligase à 65"C pendant 10 min., le mélange réactionnel de ligation a été digéré par EcoRI, purifié par électrophorèse sur gel d'agarose 0,8%, électroélué (Sambrook et al., 1989), précipité en présence de 1/10 de volume de 3M acétate de sodium pH 4,8 et de 2,5 volumes d'éthanol absolu à -80 C pendant 30 min., centrifugé à 12000 g pendant 30 min., lavé à l'éthanol 70%, séché, puis ligué comme décrit ci-dessus. Les bactéries Escherichia coli DH5a rendues préalablement compétentes, ont été transformées (Hanahan, 1983).L'ADN plasmidique des clones obtenus, sélectionnés sur 12 yg/ml tétracycline, a été extrait selon la méthode de la lyse alcaline (Birnboim et Doly, 1979) et analysé par digestion enzymatique par HindIII et EcoRI notamment. Le plasmide binaire résultant, qui ne possède plus que les 9 derniers codons de la séquence codante du gène cat et dont le site EcoRI est unique, a été appelé pBIOC4. La cassette d'expression, constituée du promoteur pd35S et du terminateur polyA 35S, a été isolée à partir du plasmide pJIT163A. Le plasmide pJIT163S dérive du plasmide pJIT163 qui dérive lui-même du plasmide pJIT60 (Guerineau et Mullineaux, 1993). Le plasmide pJIT163 possède un codon ATG entre les sites HindIII et SalI du polylinker.Pour supprimer cet ATG et obtenir le plasmide pJIT163A, 1'ADN plasmidique pJIT163 a été digéré doublement par HindIII et SalI, purifié par électrophorèse sur gel d'agarose 0,8%, électroélué (Sambrook et al., 1989), précipité en présence de 1/10 de volume de 3M acétate de sodium pH 4,8 et de 2,5 volumes d'éthanol absolu à -80 C pendant 30 min., centrifugé à 12000 g pendant 30 min., lavé à l'éthanol 70%, séché, soumis à l'action de l'enzyme Klenow (New England Biolabs) selon les recommandations du fabricant, déprotéinisé par extraction avec 1 volume de phénol: chloroforme: alcool isoamylique (25:24:1) puis 1 volume de chloroforme: alcool isoamylique (24:1), précipité en présence de 1/10 volume de 3M acétate de sodium pH 4,8 et de 2,5 volumes d'éthanol absolu à -80 C pendant 30 min., centrifugé à 12000 g pendant 30 min., lavé à l'éthanol 70%, séché, et enfin, ligué en présence de 1 /ll du tampon T4 DNA ligase x 10 (Amersham) et 2,5 U d'enzyme T4 DNA ligase (Amersham) à 14"C pendant 16 heures. Les bactéries Escherichia coli DH5 Mung Bean Nuclease et déphosphorylé par l'enzyme phosphatase alcaline d'intestin de veau (Boehringer Mannheim) selon les recommandations du fabricant. La réaction de ligation a été effectuée dans 20 p1 en présence de 2 yl de tampon T4 DNA ligase x 10 (Amersham), de 2 yI de 50% polyéthylène glycol 8000 et de 5 U d'enzyme T4 DNA ligase (Amersham) à 14"C pendant 16 heures. Les bactéries Escherichia coli DHSa rendues préalablement compétentes, ont été transformées (Hanahan, 1983).L'ADN plasmidique des clones obtenus, sélectionnés sur 12 yI/ml tétracycline, a été extrait selon la méthode de la lyse alcaline (Birnboim et Doly, 1979) et analysé par digestion enzymatique par des enzymes de restriction. Le plasmide résultant a été appelé pBIOC21. La lipase gastrique de chien (LGC) est naturellement synthétisée sous forme d'un précurseur. La protéine mature LGC est constituée de 379 acides aminés. L'ADN complémentaire de la LGC a été cloné aux sites BglII et SalI du vecteur d'expression pRU303 conduisant au vecteur pDGL5.303 décrit dans la demande internationale n" WO 94/13816. Il a été utilisé pour la construction des plasmides binaires pBIOC25 contenant PS-LGC et pBIOC26 contenant PPS-LGC où la séquence codant pour la LGC mature est précédée de celle codant pour un peptide signal (PS) ou un prépropeptide (PPS c'est-àdire un peptide signal suivi des séquences N-terminales d'adressage vacuolaire) d'origine végétale respectivement.Les séquences PS et PPS, constituées respectivement de 23 et 37 acides aminés, sont celles d'une protéine de réserve des racines tubérisées de patate douce: la sporamine A (Murakami et al., 1986; Matsukoa et Nakamura, 1991). Pour simplifier les fusions entre la séquence LGC mature et celle des signaux d'adressage, PS ou PPS, le plasmide pDGL5.303 a été modifié par l'introduction d'un site de restriction HindIII supplémentaire dans les quatrième et cinquième codons de la séquence LGC mature par mutagénèse dirigée par PCR en utilisant 2 oligodésoxynucléotides, 5' caggagatc TTG TTT GGA AAG CTT CAT CCC 3' (contenant le site BglII unique dans le plasmide et apportant le site HindIII supplémentaire) et 5' CAT ATT CCT CAG CTG GGT ATC 3' (contenant le site PvuII unique dans le plasmide). L'amplification par PCR du fragment BglII-PvuII a été réalisée dans 100 yI de milieu réactionnel comprenant 10 îtl de tampon Taq DNA polymérase x 10 (500 mM KC1, 100 mM Tris-HCl, pH 9,0 et 1% Triton x 100), 6 yI de 25 mM MgC12, 3 yI de 10 mM dNTP (dATP, dCTP, dGTP et dTTP), 100 pM de chacun des 2 oligodésoxynucléotides décrits dessus, 5 ng d'ADN matrice (vecteur d'expression pRU303 renfermant l'ADN complémentaire de la LGC), 2,5 U de Taq DNA polymérase (Promega) et 2 gouttes d'huile de vaseline.L'ADN a été dénaturé à 94"C pendant 5 min., soumis à 30 cycles constitués chacun de 1 min. de dénaturation à 94"C, 1 min. d'hybridation à 50"C et de 1 min. d'élongation à 72"C, puis l'élongation à 72"C a été poursuivie pendant 5 min. Cette réaction PCR a été réalisée dans la machine "DNA Thermal Cycler" de PERKIN ELMER CETUS. L'huile a été éliminée par extraction au chloroforme. Puis, les fragments d'ADN contenus dans le milieu réactionnel ont été précipités en présence de 1/10 volume de 3M acétate de sodium pH 4,8 et de 2,5 volumes d'éthanol absolu à -80 C pendant 30 min., centrifugés à 12000 g pendant 30 min., lavés à l'éthanol 70%, séchés et digérés par les 2 enzymes de restriction BglII et PvuII.Les fragments d'ADN digérés issus de PCR ont été purifiés par électrophorèse sur gel d'agarose 2%, électroélués (Sambrook et al., 1989), précipités en présence de 1/10 de volume de 3M acétate de sodium pH 4,8 et de 2,5 volumes d'éthanol absolu à -80 C pendant 30 min., centrifugés à 12000 g pendant 30 min., lavés à l'éthanol 70%, séchés, puis ligués à l'ADN plasmidique du vecteur pDGL5.303 doublement digéré par BglII et PvuII, purifié par électrophorèse sur gel d'agarose 0,8%, électroélué, soumis à la précipitation alcoolique, séché et déphosphorylé par l'enzyme phosphatase alcaline d'intestin de veau (Boehringer Mannheim) selon les recommandations du fabricant.La ligation a été réalisée avec 100 ng du vecteur déphosphorylé décrit ci-dessus et 50 ng de fragments d'ADN digérés issus de l'amplification par PCR décrits ci-dessus dans un milieu réactionnel de 10 41 en présence de 1 yI de tampon T4 DNA ligase x 10 (Amersham) et de 2,5 U d'enzyme T4 DNA ligase (Amersham) à 14"C pendant 16 heures. Les bactéries Escherichia coli DHSa rendues préalablement compétentes, ont été transformées (Hanahan, 1983). L'ADN plasmidique des clones obtenus, sélectionnés sur 50 ,ug/ml ampicilline, a été extrait selon la méthode de la lyse alcaline (Birnboim et Doly, 1979) et analysé par digestion enzymatique par des enzymes de restriction. L'ADN plasmidique de certains clones retenus a été vérifié par séquençage à l'aide du kit de séquençage T7TM commercialisé par Pharmacia selon la méthode des didésoxynucléotides (Sanger et al., 1977). L'introduction de ce site de restriction HindIII ne modifie pas le code génétique de la LGC. En effet, la séquence LGC naturelle AAA TTA (Lys Leu) devient AAG CTT (Lys-Leu). Le plasmide résultant a été appelé pBIOC22 et renferme la séquence de la protéine LGC mature correspondant à: LEU PHE GLY LYS LEU------THR ASP ASN LYS AMB agatcTTG TTT GGA AAGCTT ACA CTT------ACA GAT AAT AAG TAG TTCTAGA BglII HindIII XbaI site de restriction unique site de restriction unique LEU: premier codon de la LGC mature, AMB: codon stop. a. CONSTRUCTION DU PLASMIDE BINAIRE pBIOC25 CONTENANT PS-LGC. Le plasmide pBIOC22 a été digéré totalement par BglII et partiellement par HindIII afin de supprimer la séquence codant le polypeptide Leu-Phe-Gly Lys (4 premiers acides aminés) de la protéine LGC mature. Cette séquence a été remplacée par celle codant pour le peptide signal PS de 23 acides aminés (ATG AAA GCC TTC ACA CTC GCT CTC TTC TTA GCT CTT TCC CTC TAT CTC CTG CCC AAT CCA GCC CAT TCC) fusionnée à celle des 4 premiers codons de la séquence codant pour la protéine LGC mature ("PS4 premiers codons de LGC mature"). La séquence "PS4 premiers codons de LGC mature" a été amplifiée par PCR à partir du plasmide pMAT103 (Matsuoka et Nakamura, 1991) à l'aide des 2 oligodésoxynucléotides suivants 5' caggagatctgATG AAA GCC TTCACA CTC GC 3' et 5' G ATG AAG CTT TCC AAA CAA GGA ATG GGC TGG ATT GGG CAG G 3', en suivant le protocole d'amplification PCR décrit ci-dessus dans le paragraphe I.Après double digestion enzymatique par BglII et HindIII, les fragments d'ADN issus de l'amplification PCR ont été purifiés par électrophorèse sur gel d'agarose 2%, électroélués (Sambrook et al., 1989), précipités en présence de 1/10 de volume de 3M acétate de sodium pH 4,8 et de 2,5 volumes d'éthanol absolu à -80 C pendant 30 min., centrifugés à 12000 g pendant 30 min., lavés à l'éthanol 70%, séchés, puis ligués à l'ADN plasmidique de pBIOC22 doublement digéré par BgllI et HindIII, purifié par électrophorèse sur gel d'agarose 0,8%, électroélué (Sambrook et al., 1989), soumis à la précipitation alcoolique, séché et déphosphorylé par l'enzyme phosphatase alcaline d'intestin de veau (Boehringer Mannheim) selon les recommandations du fabricant.La ligation a été réalisée avec 100 ng du vecteur déphosphorylé décrit ci-dessus et 50 ng de fragments d'ADN digérés issus de l'amplification PCR décrits ci-dessus dans un milieu réactionnel de 10 ,ul en présence de 1 y1 de tampon T4 DNA ligase x 10 (Amersham) et de 2,5 U d'enzyme T4 DNA ligase (Amersham) à 14"C pendant 16 heures. Les bactéries Escherichia coli DH5a rendues préalablement compétentes, ont été transformées (Hanahan, 1983). L'ADN plasmidique des clones obtenus, sélectionnés sur 50 yg/ml ampicilline, a été extrait selon la méthode de la lyse alcaline (Birnboim et Doly, 1979) et analysé par digestion enzymatique par des enzymes de restriction.L'ADN plasmidique de certains clones retenus a été vérifiée par séquençage à l'aide du kit de séquençage T7TM commercialisé par Pharmacia selon la méthode des didésoxynucléotides (Sanger et al., 1977). Les séquences du PS et de LGC mature ont été clonées en maintenant leurs phases de lecture ouverte. La séquence de clivage entre les séquences du PS et de LGC mature est Ser-Leu. Le plasmide résultant a été appelé pBIOC23. A partir de pBIOC23, le fragment BglII-XbaI portant la séquence de PS-LGC a été isolé par double digestion enzymatique par BglII et XbaI, purification par électrophorèse sur gel d'agarose 0,8%, électroélution (Sambrook et al., 1989), précipitation alcoolique, séchage.Puis, ce fragment d'ADN a été traité par l'enzyme Klenow selon les recommandations du fabricant et ligué à l'ADN plasmidique de pBIOC21 digéré au site HindIII, traité à la Klenow et déphosphorylé par l'enzyme phosphatase alcaline d'intestin de veau (Boehringer Mannheim) selon les recommandations du fabricant. La ligation a été réalisée avec 20 ng du vecteur déphosphorylé décrit ci-dessus et 200 ng de fragments d'ADN contenant PS-LGC décrits ci-dessus dans un milieu réactionnel de 20 y1 en présence de 2 iil de tampon T4 DNA ligase x 10 (Amersham), de 2 yI de 50% polyéthylène glycol 8000 et de 5 U d'enzyme T4 DNA ligase (Amersham) à 14"C pendant 16 heures.Les bactéries Escherichia coli DH5 Pharmacia selon la méthode des didésoxynucléotides (Sanger et al., 1977). L'ADN plasmidique du vecteur binaire pBIOC25 a été introduit par transformation directe dans la souche LBA4404 d'Agrobacterium tumefaciens selon le procédé de Holsters et al. (1978). La validité du clone retenu a été vérifiée par digestion enzymatique de l'ADN plasmidique introduit. b. CONSTRUCTION DU PLASMIDE BINAIRE pBIOC26 CONTENANT PPS-LGC. Le plasmide pBIOC22 a été digéré totalement par BglII et partiellement par HindIII afin de supprimer la séquence codant le polypeptide Leu-Phe-Gly Lys de la protéine LGC mature. Cette séquence a été remplacée par celle codant pour le peptide signal PPS de 37 acides aminés (ATG AAA GCC TTC ACA CTC GCT CTC TTC TTA GCT CTT TCC CTC TAT CTC CTG CCC AAT CCA GCC CAT TCC AGG TTC AAT CCC ATC CGC CTC CCC ACC ACA CAC GAA CCC GCC) fusionnée à celle des 4 premiers codons de la protéine LGC mature ("PPS4 premiers codons de LGC mature").La séquence "PPS4 premiers codons de LGC mature" a été amplifiée par PCR à partir du plasmide pMATl03 (Matsuoka et Nakamura, 1991) à l'aide des 2 oligodésoxynucléotides suivants, 5' caggagatctgATG AAA GCC TTC ACA CTC GC 3' et 5' G ATG AAGCTT TCC AAA CAA GGC GGG TTC GTG TGT GGT TG 3', en suivant le protocole d'amplification PCR décrit ci-dessus dans le paragraphe I.Après double digestion enzymatique par BglII et Hindis, les fragments d'ADN issus de l'amplification PCR ont été purifiés par électrophorèse sur gel d'agarose 2%, électroélués (Sambrook et al., 1989), précipités en présence de 1/10 de volume de 3M acétate de sodium pH 4,8 et de 2,5 volumes d'éthanol absolu à -80 C pendant 30 min., centrifugés à 12000 g pendant 30 min., lavés à l'éthanol 70%, séchés, puis ligués à l'ADN plasmidique de pBIOC22 doublement digéré par BglII et HindIII, purifié par électrophorèse sur gel d'agarose 0,8%, électroélué, soumis à la précipitation alcoolique, séché et déphosphorylé par l'enzyme phosphatase alcaline d'intestin de veau (Boehringer Mannheim) selon les recommandations du fabricant.La ligation a été réalisée avec 100 ng du vecteur déphosphorylé décrit ci-dessus et 50 ng de fragments d'ADN digérés issus de l'amplification PCR décrits ci-dessus dans un milieu réactionnel de 10 y1 en présence de 1 y1 de tampon T4 DNA ligase x 10 (Amersham) et de 2,5 U d'enzyme T4 DNA ligase (Amersham) à 14"C pendant 16 heures. Les bactéries Escherichia coli DHSa rendues préalablement compétentes, ont été transformées (Hanahan, 1983). L'ADN plasmidique des clones obtenus, sélectionnés sur 50 yg/ml d'ampicilline, a été extrait selon la méthode de la lyse alcaline (Birnboim et Doly, 1979), et analysé par digestion enzymatique par des enzymes de restriction. L'ADN plasmidique de certains des clones retenus a été vérifié par séquençage à l'aide du kit de séquençage T7TM commercialisé par Pharmacia selon la méthode des didésoxynucléotides (Sanger et al., 1977). Les séquences du PPS et de LGC mature ont été clonées en maintenant leurs phases de lecture ouvertes. La séquence de clivage entre les deux séquences est Ala-Leu. Le plasmide résultant a été appelé pBIOC24. A partir de pBIOC24, le fragment BglII-XbaI portant la séquence de PPS-LGC a été isolé par double digestion enzymatique par BglII et XbaI, purifié par électrophorèse sur gel d'agarose 0,8%, électroélué (Sambrook et al., 1989), précipité à l'alcool, séché. Puis, ce fragment d'ADN a été traité par l'enzyme Klenow selon les recommandations du fabricant et ligué à 1'ADN plasmidique de pBIOC21 digéré au site HindIII, traité à la Klenow et déphosphorylé par l'enzyme phosphatase alcaline d'intestin de veau (Boehringer Mannheim) selon les recommandations du fabricant.La ligation a été réalisée avec 20 ng du vecteur déphosphorylé décrit ci-dessus et 200 ng de fragments d'ADN contenant PPS LGC décrits ci-dessus dans un milieu réactionnel de 20 y1 en présence de 2 y1 de tampon T4 DNA ligase x 10 (Amersham), de 2 jl de 50% polyéthylène glycol 8000 et de 5 U d'enzyme T4 DNA ligase (Amersham) à 14"C pendant 16 heures. Les bactéries Escherichia coli DH5a rendues préalablement compétentes, ont été transformées (Hanahan, 1983). L'ADN plasmidique des clones obtenus, sélectionnés sur 12 yg/ml tétracycline, a été extrait selon la méthode de la lyse alcaline (Birnboim et Doly, 1979) et analysé par digestion enzymatique par des enzymes de restriction. Le clone résultant a été appelé pBIOC26. La séquence nucléotidique du fragment codant pour la protéine recombinante PPS-LGC a été vérifiée par séquençage à l'aide du kit de séquençage T7TM commercialisé par Pharmacia selon la méthode des didésoxynucléotides (Sanger et al., 1977). L'ADN plasmidique du vecteur binaire pBIOC26 a été introduit par transformation directe dans la souche LBA4404 d'Agrobacterium tumefaciens selon le procédé de Holsters et al. (1978). La validité du clone obtenu a été vérifiée par digestion enzymatique de l'ADN plasmidique introduit. c. CONSTRUCTION DU PLASMIDE BINAIRE pBIOC41 CONTENANT RS-LGC. La lipase gastrique de lapin est synthétisée sous forme d'un précurseur composé d'un peptide signal de 22 acides aminés, situé à l'extrémité NH2-terminale et précédant la séquence polypeptidique de la lipase mature, le clone pJO101 contenant l'ADNc complet codant pour la lipase gastrique de lapin est décrit dans la demande de brevet européen n" 92 403 055.4 déposée le 12.11.92 par 1"' Institut de Recherche Jouveinal" et s'intitulant "Acides nucléiques codant pour la lipase gastrique de lapin et dérivés polypeptidiques, leur utilisation pour la production de ces polypeptides, et compositions pharmaceutiques à base de ces derniers". L'alignement des séquences polypeptidiques de la lipase gastrique de chien et du précurseur de la lipase gastrique de lapin a montré que la séquence LFGK est présente dans les deux protéines. Dans la séquence polypeptidique de la lipase de lapin déterminée à partir de la protéine naturelle purifiée (Moreau et ai., 1988), les trois premiers résidus L, F et G sont absents et font partie du peptide signal de 22 acides aminés de la LGL. De ce fait, le peptide signal de la lipase gastrique de lapin dépourvu de ces trois acides aminés communs a été fusionné à la séquence protéique mature de la lipase gastrique de chien. Sa séquence polypeptidique est constituée des 19 acides aminés suivants: MWVLFMVAALLSALGTTHG. Le plasmide pBIOC22 a donc été digéré totalement par BglII et partiellement par HindIII afin de supprimer la séquence codant le polypeptide Leu-Phe-Gly-Lys (4 premiers acides aminés) de la protéine LGC mature. Cette séquence a été remplacée par celle codant pour le peptide signal RS de la lipase gastrique de lapin de 19 acides aminés (ATG TGG GTG CTT TTC ATG GTG GCA GCT TTG CTA TCT GCA CTT GGA ACT ACA CAT GGT) fusionnée à celle des 4 premiers codons de la protéine LGC mature ("RS4 premiers codons de LGC mature").La séquence "RS4 premiers codons de LGC mature" a été amplifiée par PCR à partir du plasmide pJO101 à l'aide des 2 oligodésoxynucléotides suivants: 5' aggagatctcaacaATG TGG GTG CTT TTC ATG GTG 3' et 5' G ATG AAG CTT TCC AAA CAA ACC ATG TGT AGT TCC AAG TG 3', en suivant le protocole d'amplification PCR décrit cidessus dans le paragraphe I.Après double digestion enzymatique par BglII et HindIII, les fragments d'ADN issus de l'amplification PCR ont été purifiés par électrophorèse sur gel d'agarose 2%, électroélués (Sambrook et al., 1989), précipités en présence de 1/10 de volume de 3M acétate de sodium pH 4,8 et de 2,5 volumes d'éthanol absolu à -80 C pendant 30 min., centrifugés à 12000 g pendant 30 min., lavés à l'éthanol 70%, séchés, puis ligués à l'ADN plasmidique de pBIOC22 doublement digéré par BglII et HindIII, purifié par électrophorèse sur gel d'agarose 0,8%, électroélué (Sambrook et al., 1989), soumis à la précipitation alcoolique, séché et déphosphorylé par l'enzyme phosphatase alcaline d'intestin de veau (Boehringer Mannheim) selon les recommandations du fabricant.La ligation a été réalisée avec 100 ng du vecteur déphosphorylé décrit ci-dessus et 50 ng de fragments d'ADN digérés issus de l'amplification PCR décrits ci-dessus dans un milieu réactionnel de 10 y1 en présence de 1 yI de tampon T4 DNA ligase x 10 (Amersham) et de 2,5 U d'enzyme T4 DNA ligase (Amersham) à 14"C pendant 16 heures. Les bactéries Escherichia coli DH5a rendues préalablement compétentes, ont été transformées (Hanahan, 1983). L'ADN plasmidique des clones obtenus, sélectionnés sur un milieu contenant 50 ,ug/ml d'ampicilline, a été extrait selon la méthode de la lyse alcaline (Birnboim et Doly, 1979) et analysé par digestion enzymatique par des enzymes de restriction.L'ADN plasmidique de certains clones retenus a été vérifié par séquençage à l'aide du kit de séquençage T7TM commercialisé par Pharmacia selon la méthode des didésoxynucléotides (Sanger et al., 1977). Les séquences du RS et de la LGC mature ont été clonées en maintenant leurs phases de lecture ouvertes (c'est-àdire, de telle sorte qu'elles constituent une phase ouverte de lecture unique). La séquence de clivage entre les séquences RS et LGC mature est Gly-Leu. Le plasmide résultant a été appelé pBIOC40. A partir de pBIOC40, le fragment BglII-XbaI portant la séquence RS-LGC a été isolé par double digestion enzymatique par BglII et XbaI, purification par électrophorèse sur gel d'agarose 0,8%, électroélution (Sambrook et al., 1989), précipitation alcoolique, séchage. Puis, ce fragment d'ADN a été traité par l'enzyme Klenow selon les recommandations du fabricant et ligué à 1 'ADN plasmidique de pBIOC21 digéré au site HindIII, traité à la Klenow et déphosphorylé par l'enzyme phosphatase alcaline d'intestin de veau (Boehringer Mannheim) selon les recommandations du fabricant.La ligation a été réalisée avec 20 ng du vecteur déphosphorylé décrit ci-dessus et 200 ng de fragments d'ADN contenant RS-LGC décrits ci-dessus dans un milieu réactionnel de 20 y1 en présence de 2 pI de tampon T4 DNA ligase x 10 (Amersham), de 2 pl de 50% polyéthylène glycol 8000 et de 5 U d'enzyme T4 DNA ligase (Amersham) à 14"C pendant 16 heures. Les bactéries Escherichia coli DHSa rendues préalablement compétentes, ont été transformées (Hanahan, 1983). L'ADN plasmidique des clones obtenus, sélectionnés sur un milieu contenant 12 yg/ml de tétracycline, a été extrait selon la méthode de la lyse alcaline (Birnboim et Doly, 1979) et analysé par digestion enzymatique par des enzymes de restriction. Le clone résultant a été appelé pBIOC41. La séquence nucléotidique des fragments codant pour la protéine recombinante RS-LGC a été vérifiée par séquençage à l'aide du kit de séquençage T7TM commercialisé par Pharmacia selon la méthode des didésoxynucléotides (Sanger et al., 1977). L'ADN plasmidique du vecteur binaire pBIOC41 a été introduit par transformation directe dans la souche LBA4404 d'Agrobacterium tumefaciens selon le procédé de Holsters et al. (1978). La validité du clone retenu a été vérifiée par digestion enzymatique de l'ADN plasmidique introduit. II. CONSTRUCTION DE GENES CHIMERIQUES CODANT POUR LA PROTEINE RECOMBINANTE DE LIPASE GASTRIQUE DE CHIEN ET PERMETTANT UNE EXPRESSION DANS LES GRAINES DE COLZA. a) CONSTRUCTION DU PLASMIDE BINAIRE pBIOC28 CONTENANT LE PROMOTEUR pCRU. L'expression dans les graines de colza de la lipase gastrique de chien (LGC) a nécessité l'insertion de l'ADNc codant pour la LGC entre les séquences régulatrices suivantes: 1. le promoteur pCRU correspondant à la région 5' non codante du gène de la protéine de réserve de graines, la CRUCIFERINE A de radis (Depigny This et al., 1992) et permettant une expression spécifique dans les graines; 2. la séquence terminatrice de transcription, terminateur polyA 35S, qui correspond à la région 3' non codante de la séquence du virus à ADN bicaténaire circulaire de la mosaïque du chou-fleur produisant le transcrit 35S (Franck et al., 1980). Pour obtenir un plasmide binaire similaire à pBIOC21 mais dont le promoteur pd35S a été remplacé par le promoteur pCRU, le fragment "EcoRI traité à la Klenow-BarnHI", contenant le promoteur pCRU a été isolé à partir du plasmide pBI221-CRURSP fourni gracieusement par M. Delseny (Laboratoire de Physiologie et Biologie Moléculaire Végétales, CNRS, Perpignan). Le plasmide pBI221-CRURSP dérive de pBI221 (commercialisé par Clontech) par remplacement du promoteur 35S par le promoteur pCRU. Le fragment "EcoRI traité à la Klenow-BamHI" portant le promoteur pCRU a été purifié par électrophorèse sur gel d'agarose 0,8%, électroélué (Sambrook et al., 1989), soumis à la précipitation alcoolique, séché et ligué à l'ADN plasmidique de pJIT163 (décrit dans le paragraphe I.), digéré par KpnI, traité à la T4 DNA Polymérase (New England Biolabs) selon les recommandations du fabricant, puis digéré par BamHI, purifié par électrophorèse sur gel d'agarose 0,8%, électroélué (Sambrook et al., 1989), soumis à la précipitation alcoolique, séché et déphosphorylé par l'enzyme phosphatase alcaline d'intestin de veau (Boehringer Mannheim) selon les recommandations du fabricant.La ligation a été réalisée avec 20 ng du vecteur déphosphorylé décrit ci-dessus et 200 ng de fragments d'ADN "EcoRI traité à la Klenow-BamHI" décrits ci-dessus dans un milieu réactionnel de 20 y1 en présence de 2 yI de tampon T4 DNA ligase x 10 (Amersham), de 2 ,ul de 50% polyéthylène glycol 8000 et de 5 U d'enzyme T4 DNA ligase (Amersham) à 14"C pendant 16 heures. Les bactéries Escherichia coli DHSa rendues préalablement compétentes, ont été transformées (Hanahan, 1983).L'ADN plasmidique des clones obtenus, sélectionnés sur un milieu contenant 50 yg/ml d'ampicilline, a été extrait selon la méthode de la lyse alcaline (Birnboim et Doly, 1979) et analysé par digestion enzymatique par des enzymes de restriction. Le plasmide résultant a été appelé pBIOC27. La cassette d'expression, constituée du promoteur pCRU et du terminateur polyA 35S a été isolée à partir de pBIOC27 par digestion totale XhoI suivie d'une digestion partielle EcoRI. Elle a été purifiée par électrophorèse sur gel d'agarose 0,8%, électroéluée (Sambrook et al., 1989), soumise à la précipitation alcoolique, séchée, traitée à la Klenow (New England Biolabs) selon les recommandations du fabricant et liguée à l'ADN plasmidique de pBIOC24 au site EcoRI traité à la Klenow et déphosphorylé par l'enzyme phosphatase alcaline d'intestin de veau (Boehringer Mannheim) selon les recommandations du fabricant.La ligation a été réalisée avec 20 ng du vecteur déphosphorylé décrit ci-dessus et 200 ng de fragments d'ADN XhoI-EcoRI décrits ci-dessus dans un milieu réactionnel de 20 ,ul en présence de 2 ,ul de tampon T4 DNA ligase x 10 (Amersham), de 2 yI de 50% polyéthylène glycol 8000 et de 5 U d'enzyme T4 DNA ligase (Amersham) à 14"C pendant 16 heures. Les bactéries Escherichia coli DH5 Doly, 1979) et analysé par digestion enzymatique par des enzymes de restriction.Le plasmide résultant a été appelé pBIOC28. b. CONSTRUCTION DU PLASMIDE BINAIRE pBIOC29 CONTENANT PPS-LGC. L'isolement du fragment BglII-XbaI portant la séquence PPS-LGC à partir de pBIOC24 a déjà été décrit en Ib. Ce fragment a été ligué à l'ADN plasmidique de pBIOC28 au site EcoRI traité à la Klenow et déphosphorylé par l'enzyme phosphatase alcaline d'intestin de veau (Boehringer Mannheim) selon les recommandations du fabricant. La ligation a été réalisée avec 20 ng du vecteur déphosphorylé décrit ci-dessus et 200 ng de fragments d'ADN BglII-XbaI contenant PPS-LGC dans un milieu réactionnel de 20 y1 en présence de tampon T4 DNA ligase x 10 (Amersham), de 2 ,ul de 50% polyéthylène glycol 8000 et de 5 U d'enzyme T4 DNA ligase (Amersham) à 14"C pendant 16 heures.Les bactéries Escherichia coli DHSa rendues préalablement compétentes, ont été transformées (Hanahan, 1983). L'ADN plasmidique des clones obtenus, sélectionnés sur un milieu contenant 12 yg/ml de tétracycline, a été extrait selon la méthode de la lyse alcaline (Birnboim et Doly, 1979) et analysé par digestion enzymatique par des enzymes de restriction. Le plasmide résultant a été appelé pBIOC29. La séquence nucléotidique de la protéine recombinante PPS-LGC a été vérifiée par séquençage à l'aide du kit de séquençage T7TM commercialisé par Pharmacia selon la méthode des didésoxynucléotides (Sanger et al., 1977). L'ADN plasmidique du vecteur binaire pBIOC29 a été introduit par transformation directe dans la souche LBA4404 d'Agrobacterium tumefaciens selon le procédé de Holsters et al. (1978). La validité du clone retenu a été vérifiée par digestion enzymatique de l'ADN plasmidique introduit. III. EXEMPLE D'OBTENTION DE PLANTS DE COLZA TRANSGENIQUES. Les graines de colza de printemps (Brassica napus cv WESTAR ou lignées Limagrain) sont désinfectées pendant 40 minutes dans une solution de Domestos à 15%. Après 4 rinçages à l'eau stérile, les graines sont mises à germer, à raison de 20 graines par pot de 7 cm de diamètre et 10 cm de haut, sur du milieu minéral de Murashige et Skoog (Sigma M 5519) avec 30g/l de saccharose et solidifié avec de l'agargel à 5g/l. Ces pots sont placés dans une chambre de culture à 26"C avec une photopériode de 16h/8h et sous une intensité lumineuse de l'ordre de 80 yE m-2 S-1. Après 5 jours de germination, les cotylédons sont prélevés stérilement en coupant chaque pétiole environ 1 mm au-dessus du noeud cotylédonaire. Parallèlement une préculture d'Agrobacterium tumefaciens souche LBA4404, contenant le plasmide pBIOC29 (ou pBIOC25), à savoir, le plasmide pGAZE dans lequel a été inséré la séquence codant pour la lipase gastrique de chien fusionnée à celle codant pour un signal d'adressage PPS (ou PS) sous contrôle du promoteur pCRU (ou pd35S), est réalisée en erlen meyer de 50 ml, pendant 36h à 28"C dans 10 ml de milieu bactérien 2YT (Sambrook et al., 1989) complémenté avec les antibiotiques utiles à la sélection de la souche utilisée. Cette préculture sert à ensemencer à 1 % une nouvelle culture bactérienne effectuée dans les mêmes conditions. Au bout de 14h la culture est centrifugée 15 min à 3000 g et les bactéries sont reprises dans un volume équivalent de milieu de germination liquide. Cette suspens ion est distribuée dans des boîtes de pétri de 5 cm de diamètre à raison de 5 ml/boîte. L'extrémité sectionnée du pétiole est immergée quelques secondes dans la solution d'agrobactéries ainsi préparées, puis le pétiole est enfoncé de quelques millimètres dans le milieu de régénération. Ce milieu a la même composition de base que le milieu de germination avec en plus 4 mg/l de benzyl-amino-purine (BAP), phytohormone favorisant la néoformation de bourgeons. Dix explants (cotylédon avec pétiole) sont mis en culture par boîte de pétri de 9 cm de diamètre (Greiner référence 664102). Après 2 jours de coculture dans les mêmes conditions environnementales que les germinations, les explants sont repiqués dans des boîtes phytatray (Sigma, référence P1552) contenant le milieu précédent complémenté avec un agent sélectif: 45 mg/l de sulfate de kanamycine (Sigma, référence K4000) et un bactériostatique: mélange de 1/6 (en poids) de sel de potassium d'acide clavulanique et de 5/6 sel de sodium d'amoxicilline (Augmentin injectable) à raison de 600 mg/l. Deux fois de suite, à 3 semaines d'intervalle, les explants sont repiqués stérilement sur du milieu neuf dans les mêmes conditions. Les bourgeons verts apparus à la fin du deuxième ou du troisième repiquage sont séparés de l'expIant et mis en culture individuellement dans des pots transparents de 5 cm de diamètre et de 10 cm de haut contenant un milieu identique au précédent mais dépourvu de BAP. Après 3 semaines de culture la tige du bourgeon transformé est sectionnée et le bourgeon est repiqué dans un pot de milieu frais. Au bout de trois à quatre semaines les racines sont assez développées pour permettre l'acclimatation de la plantule dans un phytotron. Les bourgeons qui ne sont pas verts ou enracinés sont éliminés. Ces plantules sont alors transplantées dans des godets de 7 cm de côté remplis de terreau (norme NF U44551: 40% tourbe brune, 30% bruyère tamisée et 30% sable) saturé en eau. Après deux semaines d'acclimatation en phytotron (température 21"C, photopériode 16h/8h et 84% d'humidité relative), les plantules sont rempotées dans des pots de 12 cm de diamètre remplis du même terreau enrichi en engrais retard (Osmocote, à raison de 4 g/l de terreau) puis transportées en serre (classe S2) régulée à 18"C, avec deux arrosages quotidien de 2 minutes à l'eau. Dès l'apparition de fleurs celles-ci sont ensachées (Crispac, référence SM 570y 300 mm*700 mm) de façon à empêcher la fécondation croisée. Lorsque les siliques sont arrivées à maturité, elles sont récoltées, séchées, puis battues. Les graines obtenues servent au dosage de l'activité biochimique. La sélection de la descendance transgénique se fait par germination sur un milieu contenant du sulfate de kanamycine à raison de 100 à 150 mg/l (selon les génotypes). Les conditions opératoires sont identiques à celles décrites ci-dessus à ceci près que les germinations sont effectuées en tubes de verre avec une seule graine par tube. Seules les plantules développant des racines secondaires les trois premières semaines sont acclimatées en phytotron avant d'être passées en serre. IV. EXEMPLE D'OBTENTION DE PLANTS DE TABAC TRANSGENIQUES. Les plants de tabac utilisées pour les expériences de transformation (Nicotiana tabacum var. Xanthi NC et PBD6) sont cultivées in vitro sur le milieu de base de Murashige et Skoog (1962) additionné des vitamines de Gamborg et al. (1968, Sigma référence M0404) de saccharose à 20 g/l et d'agar (Merck) à 8 g/l. Le pH du milieu est ajusté à 5,8 avec une solution de potasse avant autoclavage à 1200C pendant 20 min. Les plantules de tabac sont repiquées par bouture des entre-noeuds tous les 30 jours sur ce milieu de multiplication MS20. Toutes les cultures in vitro sont réalisées en enceinte climatisée, dans les conditions définies ci-dessous: - intensité lumineuse de 30 E.m-2.S-1; photopériode de 16h; - thermopériode de 26"C le jour, 24"C la nuit. La technique de transformation utilisée est dérivée de celle de Horsch et al. (1985). Une préculture d'Agrobacterium tumefaciens souche LBA4404 contenant les plasmides pBIOC29 ou pBIOC26 ou pBIOC25 est réalisée durant 48h à 28"C sous agitation, dans du milieu LB (Sambrook et al., 1989) additionné des antibiotiques adéquats (rifampicine et tétracycline). La préculture est ensuite diluée au 50ème dans le même milieu et cultivée dans les mêmes conditions. Après une nuit, la culture est centrifugée (10 min., 3000 g), les bactéries sont reprises dans un volume équivalent de milieu MS30 (30 g/l saccharose) liquide et cette suspension est diluée au 10ème. Des explants d'environ 1 cm2 sont découpés à partir des feuilles des plantules décrites ci-dessus. Ils sont ensuite mis au contact de la suspension bactérienne pendant lh, puis séchés rapidement sur papier filtre et placés sur un milieu de coculture (MS30 solide). Après 2 jours, les explants sont transférés en boîtes de Pétri sur le milieu de régénération MS30, contenant un agent sélectif, la kanamycine (200 mg/l), un bactériostatique, l'augmentin (400 mg/l) et les hormones nécessaires à l'induction de bourgeons (BAP, 1 mg/l et ANA, 0,1 mg/l). Un repiquage des explants est effectué sur le même milieu après 2 semaines de culture. Après 2 semaines supplémentaires, les bourgeons sont repiqués en boîtes de Pétri sur le milieu de développement composé du milieu MS20 additionné de kanamycine et d'augmentin. Après 15 jours, les bourgeons sont repiqués de moitié. L'enracinement prend environ 20 jours, au terme desquels les plantules peuvent être clonées par bouture d'entre-noeuds ou sorties en serre. V. ANALYSE DE L'EXPRESSION DE LA LIPASE GASTRIQUE DE CHIEN DANS LES PLANTES DE TABAC. Le protocole d'extraction de la lipase à partir de feuilles de tabac prélevées sur des plantes en serre est le suivant: 1 g de feuilles (poids frais) est broyé dans l'azote liquide puis à 4"C dans 5 ml de tampon Tris-HC1 25 mM pH 7,5, additionné d'EDTA 1 mM et de mercaptoéthanol 10 mM (tampon A) ou de tampon glycine-HC1 25 mM pH 3, additionné d'EDTA 1 mM, de -mercaptoéthanol 10 mM, de Triton X-100 0,2% et de NaCI 250 mM (tampon B). Le broyat total est immédiatement centrifugé à 4"C pendant 15 min à 10000 g. Pour les graines de tabac, l'extraction est réalisée dans le tampon B à raison de 0,1 g de graines pour 4 ml de tampon. L'activité lipasique est déterminée à l'aide d'un pH-STAT par la méthode titrimétrique de Gargouri et al. (1986) dans laquelle le substrat utilisé est la tributyrine. L'émulsion de tributyrine (4 ml pour 30 ml d'émulsion) est réalisée au vortex en présence de sels biliaires (1,04 g/l) d'albumine bovine (0,1 g/l) et de NaCI (9 g/l). Le dosage consiste à neutraliser l'acide butyrique libéré sous l'action de la lipase par une solution de soude à un pH de consigne de 5,5 et à 37"C. Une unité lipase correspond à la quantité d'enzyme qui provoque la libération d'une micromole d'acides gras en 1 min. à 37"C et dans les conditions optimales de pH (5,5). La lipase gastrique de chien naturelle (purifiée) a une activité spécifique de 570 unités/mg de protéine. L'activité lipase peut être mesurée sur le broyat total, sur le culot ou sur le surnageant de centrifugation. Sur le surnageant de centrifugation (tampon A), un dosage des protéines totales solubles est réalisé par la méthode de Bradford (1976). Un test ELISA en sandwich (Carrière et al., 1993) est également réalisé sur le surnageant de centrifugation avec 2 populations d'anticorps polyclonaux anti-lipase extraite d'estomac de chien. La première population inclut les anticorps réagissant avec la lipase gastrique humaine et ont été purifiés par affinité à partir de l'antisérum total sur lipase gastrique humaine greffée sur colonne Affigel 10 (Aoubala et al., 1993). Ces anticorps sont utilisés pour revêtir les puits de plaques ELISA à une concentration de 1 yg/ml. La 2ème population comprend les anticorps qui ne connaissent pas la lipase humaine. Ils sont purifiés ultérieurement sur colonne de Sépharose couplés à la protéine A puis couplés à la biotine. La fixation de l'anticorps est mise en évidence par le biais d'un conjugué streptavidine/péroxydase dont l'activité enzymatique est révélée au moyen du substrat o-phénylènediamine. Les résultats obtenus ont une valeur qualitative et sont notés à l'aide des symboles + et -. Dosages sur les feuilles et les graines de tabac. test ELISA. Les résultats obtenus sur 98 plantes TO du génotype Xanthi (stade 15 à 20 feuilles) sont donnés dans le tableau 1. Les dosages ont tous été réalisés sur les broyats de feuilles ou de graines avant centrifugation. Pour chaque construit, les activités mesurées présentent une grande variabilité suivant les transformants. Environ 20% des plantes n'ont aucune activité ou une activité trop faible pour être décelée. Les activités moyennes et les activités maximales sont données dans le tableau 1. Les quantités de protéines totales sont similaires pour les 3 construits avec des moyennes de 7 et 8 mg/g PF dans les feuilles et de 34, 31 et 38 mg/g PF dans les graines. L'activité lipase moyenne dans les feuilles transformées avec le construit pBIOC26 est de 34 U/g PF soit 0,8% d'expression par rapport aux protéines totales. Dans les graines, l'activité moyenne est de 36 U/g PF soit 0.2%. L'activité maximale obtenue sur un des transformants est de 146 U/g PF (feuilles; 2,5% d'expression) et de 148 U/g PF (graines; 0,7% d'expression). Les activités enzymatiques analysées sur les plantes transformées avec le construit pBIOC25 sont similaires. L'activité moyenne dans les feuilles est de 34 U/g PF (0,8% d'expression) et l'activité maximale de 134 U/g PF (3% des protéines totales). Dans les graines, l'activité moyenne est de 42 U/g PF (0,3%) et l'activité maximale de 159 U/g PF (1%). Pour les plantes transformées avec le construit pBIOC29, aucune activité n'est décelée dans les feuilles (promoteur semence-spécifique). Dans les graines, l'activité moyenne est de 12 U/g PF (0,1% d'expression) et l'activité maximale de 137 U/g PF (0,7%). L'expression dans les feuilles et les graines d'un même événement de transformation est généralement bien corrélée. Les résultats des tests ELISA concordent également avec ceux des dosages d'activité enzymatique, c'est-à-dire qu'une plante présentant une activité lipase donne un résultat positif en test ELISA. Des résultats obtenus ultérieurement sur ces mêmes plantes montrent que l'activité lipase est susceptible de varier au cours du développement de la plante. En effet, une plante dont l'expression par rapport aux protéines totales était de 3% au stade 12-15 feuilles, a donné une expression de 6% lors d'un dosage ultérieur (plante plus âgée ayant fleuri). TABLEAU 1: EXPRESSION DE LA LIPASE DANS LES FEUILLES ET LES GRAINES DE TABAC XANTHI. PROTEINES ACTIVITE LIPASE TOTALES ~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~~ mg/g PF U/g PF Expression (% protéines totales) CONSTRUIT ORGANE min-max min-max min-max (moyenne) (moyenne) (moyenne) Feuilles 3 - 15 0 - 145,6 0 - 2,5 (n = 34) (34,4) (0,8) pBIOC26 Graines 24 - 43 0 - 147,6 0 - 0,7 (n = 34) (34) (36,3) (0,2) Feuilles 3 - 18 0 - 133,5 0 - 3 (n = 35) (34) (0,8) pBIOC25 Graines 17 - 35 0 - 158,5 0 - 1 (n = 35) (34) (41,9) (0,3) pBIOC29 Graines 29 - 55 0 - 137,4 0 - 0,7 (n = 29) (38) (11,8) (0,1) PF, poids frais; min., valeur obtenue pour l'événement de transformation exprimant le moins; max., valeur obtenue pour l'événement de transformation exprimant le plus; n, nombre d'événements de transformation analysés. VI. IMMUNODETECTION DE TYPE "WESTERN" DE LA LIPASE GASTRIQUE DE CHIEN EXPRIMEE DANS LES FEUILLES DE TABAC ET LES GRAINES DE TABAC ET DE COLZA TRANSGENIQUES. Des expériences d'immunodétection de type "western" ("western-blots") (Renart et Sandoval, 1984) de la lipase gastrique de chien ont été réalisés sur les protéines de feuilles de tabac et de graines de tabac et de colza extraites avec les tampons A et B (voir protocole d'extraction ci-dessus). Pour la réalisation de ces expériences, les protéines extraites (30 g protéines totales par échantillon) sont tout d'abord séparées sur gel de polyacrylamide dénaturant à 12,5% selon la technique de Laemmli U.K. (1970) puis transférés sur une membrane de nitrocellulose. Un anticorps polyclonal anti-lipase de chien obtenu chez le cobaye est utilisé comme sonde et la révélation est effectuée au moyen d'un anticorps anti-IgG de cobaye marqué à la phosphatase alcaline. La protéine témoin est la lipase gastrique de chien naturelle (LC. Fig. 4) qui migre sous la forme d'une seule bande d'un poids moléculaire apparent d'environ 50 kDa. La migration de la lipase gastrique de chien est légèrement retardée en présence d'extrait de feuilles de tabac non transformées (Fig. 4, LC + T). Aucune bande n'est détectée dans les extraits protéiques de feuilles et de graines de tabac et de colza non transformées. La lipase produite dans les feuilles de tabac se présente sous la forme de 2 bandes. La bande la plus importante quantitativement a un poids moléculaire apparent d'environ 37 kDa et correspond au polypeptide (A54) susmentionné. La bande mineure a un poids moléculaire apparent d'environ 49 kDa et correspond au polypeptide (A4) susmentionné (Fig. 4, F). Dans les extraits protéiques de graines, seule la bande de poids moléculaire inférieur est visible (Fig. 4, GT et GC). VII. IMMUNODETECTION DE TYPE "WESTERN" DE LA LIPASE GASTRIQUE DE CHIEN DANS UN EXTRAIT DE PROTEINES DE FEUILLES DE TABAC XANTHI TRANSFORMEES AVEC LE GENE DE LA LIPASE GASTRIQUE DE CHIEN: EXPERIENCES DE DEGLYCOSYLATION. Le protocole d'extraction des protéines pour les expériences de déglycosylation est le suivant: 0,5 g de feuilles (poids frais) sont broyés dans l'azote liquide puis à 4"C dans 1 ml de tampon de dénaturation (tampon phosphate 100 mM pH 7,5, additionné de ss-mercaptoéthanol 1%, d'EDTA 25 mM et de SDS 1%). Le broyat est centrifugé à 4"C pendant 15 min à 10000g. Le surnageant est incubé durant 5 min à 100"C afin de réaliser la dénaturation des protéines puis centrifugé 2 min à 10000 g.Le surnageant est ensuite dilué au 10ème dans le tampon de déglycosylation (tampon phosphate 100 mM pH 7,5, additionné de p-mercaptoéthanol 1%, d'EDTA 25 mM, de SDS 0,1 % et d'octylglucoside 1 %). L'enzyme (N-glycosidase F, PNGase Boehringer) est ajoutée à raison de 1 U pour 100 pI de surnageant. Un témoin sans enzyme est réalisé pour chaque échantillon. La déglycosylation de la protéine témoin (lipase gastrique de chien ou de lapin) a lieu dans les mêmes conditions. Les différents échantillons protéiques sont incubés à température ambiante durant 8 heures. Les protéines sont ensuite séparées par électrophorèse sur gel de polyacrylamide et transférées sur membrane de nitrocellulose comme décrit dans le paragraphe précédent. D'après les résultats des "western-blots", la lipase gastrique utilisée comme témoin a un poids moléculaire apparent d'environ 50 kDa. Après déglycosylation, son poids moléculaire apparent n'est plus que de 43 kDa environ. La lipase produite dans les feuilles de tabac, après incubation sans PNGase dans les conditions décrites ci-dessus se présente sous la forme de 3 bandes de poids moléculaires apparents de 49 (polypeptide (A4), 37 (polypeptide A54) et 28 kDa. La bande de poids moléculaire 28 kDa est sans doute le résultat d'une protéolyse ayant eu lieu durant l'incubation de 8 heures à température ambiante. Après déglycosylation, les poids moléculaires des 3 bandes sont diminués d'environ 1 à 2 kDa, ce qui montre que les protéines produites dans les feuilles de tabac sont glycosylées. VIII. PURIFICATION DE LA LIPASE GASTRIQUE DE CHIEN A PARTIR DE FEUILLES DE TABAC. L'activité de la lipase gastrique de chien produite dans les feuilles de tabac est déterminée selon une méthode titrimétrique, le pH de consigne est fixé à 5,5 et la température à 37"C à l'aide d'un pH-stat (Mettler-Toledo DL25) en utilisant la tributyrine comme substrat: 1 ml de tributyrine est émulsifié dans 29 ml d'une solution aqueuse de NaCI 0,15 M au vortex. Le dosage consiste à neutraliser l'acide butyrique libéré sous l'action de la lipase, par addition de soude 0,02 N, alors que l'émulsion est maintenue par une agitation mécanique vigoureuse. Une unité lipase correspond à 1 micromole d'acide gras libérée par minute dans ces conditions de pH et de température. Après la première étape chromatographique, l'activité lipase, avec une prise d'essai de 0,5 ml, est mise en évidence sur une émulsion de 1 ml de tributyrine dans 29 ml d'une solution 0,15 M en NaCI, 2 mM en Taurodeoxycholate de sodium et 1,5 ,uM en Sérum Albumine Bovine conformément au dosage décrit par Gargouri et al. (1986). 1 gramme de feuilles lyophilisées est broyé à 4"C dans 30 ml de tampon glycine 20 mM pH 2,5 et laissé sous agitation douce pendant 15 minutes. Pendant la macération le pH est maintenu à 2,5 par addition d'HCI 1N. Le produit de la macération est centrifugé à 15000 g pendant 5 minutes. Le pH du surnageant est ajusté à 4 par addition de NaOH 1 N. Après filtration sur MIRACLOTH (Calbiochem), la totalité du surnageant est déposée sur une colonne de résine échangeuse de cations (résine S-Sépharose Fast Flow Pharmacia) de 10 ml (diamètre 1,6 cm) équilibrée dans un tampon acétate de sodium 20 mM pH 4,0, NaCI 20 mM à un débit de 1 ml par minute. Des fractions de 2 ml sont collectées. Après passage du surnageant, la colonne est lavée avec 40 ml du tampon d'équilibration.Les protéines retenues sur la colonne sont éluées suivant le protocole ci-dessous: - gradient linéaire en tampon acétate de sodium 20 mM pH 4,0 de 20 mM à 210 mM en NaCI en 30 minutes pour l'élution d'un premier ensemble de pics de protéines ne contenant pas d'activité lipasique, le test est effectué sur des prises d'essai de 1 ml, - plateau à 210 mM en NaCI pendant 20 minutes, - gradient linéaire en tampon acétate de sodium 20 mM pH 4,0 de 210 mM à 500 mM en NaCI en 30 minutes pour l'élution d'un second ensemble de pics. L'activité lipase, mesurée sur des prises d'essai de 0,5 ml, est éluée lors de ce deuxième gradient, à une force ionique située entre 300 et 400 mM. Les fractions actives sont rassemblées, concentrées grâce à une cellule de concentration OMEGACELL de limite de poids moléculaire de 30 kDa (Filtron Technology Corporation). Le concentrat est dialysé 12 heures contre un tampon Tris-HC1 10 mM pH 8 puis appliqué sur une colonne de résine échangeuse d'anions (MonoQ HR 5/5 de diamètre 0,5 cm et de hauteur 5 cm - Pharmacia) équilibrée en tampon Tris-HC1 10 mM pH 8. L'activité lipase est mesurée sur une prise d'essai de 0,5 ml. Le débit est maintenu à 1 ml par minute, soit une pression de 2,0 MPa. Après élution de la fraction non retenue et lavage de la colonne avec 10 ml de tampon Tris-HC1 10 mM pH 8, il est appliqué un gradient linéaire de force ionique de 0 à 400 mM en NaCI en 60 minutes. L'activité lipase est éluée pour une force ionique située entre 100 mM et 200 mM. Les fractions actives sont rassemblées et concentrées grâce à une cellule de concentration OMEGACELL de limite de poids moléculaire de 30 kDa. Le concentrat constitue la forme purifiée de la lipase gastrique de chien extraite des feuilles de tabac. La détermination de la concentration en protéines est effectuée selon la méthode de Bradford M. (1976) sur les surnageants de concentration et selon la méthode de Lowry O. H. (1951) pour les solutions après la première chromatographie d'échange d'ions. Les différentes étapes de la purification sont analysées par électrophorèse sur gel de polyacrylamide dénaturant (SDS-PAGE 12,5%) selon la technique de Laemmli U.K. (1970). Les protéines ainsi séparées sur gel de polyacrylamide sont, d'une part, mises en évidence par coloration au bleu de coomassie, et d'autre part transférées sur membrane de nitrocellulose par la technique d'électrotransfert semi-sec (Transblot SD, BIORAD) en tampon Tris Base 20 mM, Glycine 150 mM et éthanol 20%, à 2,3 mA par cm2 de membrane.La lipase gastrique de chien recombinante transférée sur membrane de nitrocellulose est mise en évidence par immunodétection selon le protocole suivant: - marquage de la protéine cible par un anticorps polyclonal anti-lipase gastrique de chien obtenu chez le cobaye et dilué au 1/5000ème dans du tampon PBS additionné de lait en poudre délipidé à 5% et de Tween 20 à 0,1 % pendant 1 heure à température ambiante, - rinçage de la membrane dans trois bains successifs de tampon PBS additionné de lait en poudre délipidé à 1 % et de Tween 20 à 0,1 % pendant 10 minutes pour chaque bain, - marquage avec un anticorps anti-cobaye couplé à la péroxydase (Sigma) dilué au 1/2000ème dans du tampon PBS additionné de lait en poudre délipidé à 1 % et de Tween 20 à 0,1 % pendant 1 heure à température ambiante, - rinçage de la membrane dans trois bains successifs de tampon PBS additionné de lait en poudre délipidé à 1 % et de Tween 20 à 0,1 % pendant 10 min pour chaque bain, - révélation par action de la péroxydase sur le 4-chloro 1-naphtol (Sigma) en présence d'H202 pour produire une coloration bleue stable dans le temps. Un exemple de gel de polyacrylamide coloré au bleu et le résultat du transfert de ce gel sur membrane de nitrocellulose et révélation à partir d'anticorps anti-lipase gastrique de chien sont montrés figure 8. La lipase produite dans les feuilles se présente sous la forme de deux bandes d'environ 49 (polypeptide (A4)) kDa et 37 (polypeptide (554)) kDa. IX. SYNTHESE D'ESTERS D'ACIDES GRAS. Les essais ont été réalisés avec des graines de colza non transformées, la lipase étant apportée: - soit sous forme de préparation enzymatique immobilisée (lipozyme (NOVO)) ou libre (lipase gastrique de lapin (JO 4002)), - soit sous forme de graines de tabac transformées avec le gène de la lipase gastrique de chien (tabac T1444 0,85% d'expression). Les réactions d'estérification sont conduites à 37"C pendant 16 heures dans des flacons de verre bouchés hermétiquement disposés sur une table d'agitation (250 rpm). Le solvant organique utilisé est l'hexane dans lequel les acides gras sont solubles. Le méthanol est ajouté en proportion stoechiométrique à la quantité théorique de triacylglycérol contenu dans les graines de colza. Le composant majeur des acides gras de colza est l'acide oléique, aussi le témoin de référence choisi est-il un méthylester d'acide oléique. Le suivi de synthèse se fait par chromatographie couche mince (CCM). Le solvant de migration est un mélange d'hexane, diéthyléther, eau (70:10:1). La révélation des plaques se fait à chaud après pulvérisation d'acide sulfurique (5%) dans de l'éthanol. Dans un premier essai, à 0,2 g d'huile de colza (0,22 mmole) sont ajoutés 27 /ll de méthanol (0,66 mmole) et 0,02 g de lipozyme: aucune tache n'apparaît au niveau du méthylester oléique de référence (figure 5, colonne 2). Dans le deuxième essai, l'huile de colza est remplacée par 0,5 g de graines de colza broyées à sec et 1 ml d'hexane est ajouté: il y a synthèse d'un ester méthylique (figure 5, colonne 5). Dans les essais suivants, les conditions ci-dessus sont reprises avec les modifications suivantes: la quantité de lipozyme est réduite à 0,006 g et le lipozyme est remplacé par la lipase gastrique de lapin (0,007 g de JO 4002). Il y a synthèse de méthylester oléique en présence de lipozyme mais pas en présence de JO 4002 (Figure 6, colonne 2). Enfin, dans les derniers essais, la lipase est apportée par des graines de tabac transformées (1 g de graines de tabac). Une tache caractéristique d'un ester méthylique apparaît (Figure 7, colonne 3). En conclusion, les résultats décrits ciaessus montrent que lorsque l'on met en présence des extraits de graines de colza, de l'alcool et de la lipase gastrique de chien recombinante produite par des tabacs transgéniques, on obtient une réaction d'estérification qui conduit à la synthèse d'un ester méthylique pouvant être utilisé comme biocarburant. Légende des figures: - figure 1: séquence nucléotidique de l'ADNc codant pour la LGC, - figure 2: séquence en acides aminés de la LGC, - figure 3: séquence nucléotidique dérivée de l'ADNc codant pour la LGC, et codant pour la LGC représentée sur la figure 2, - figure 4: immunodétection des polypeptides recombinants produits par les feuilles et graines de tabac Xanthi, et de graines de colza transformées avec les construits pBIOC26, pBIOC25 et pBIOC29; E, échelle de poids moléculaire; LG, lipase gastrique de chien; F, feuilles de tabac et GT, graines de tabac transformées avec le construit pBIOC25; GC, graines de colza transformées avec le construit pBIOC29;T, feuilles de tabac non transformées, - figure 5: révélation d'une plaque CCM; 1: huile de colza, pas d'enzyme; 2: huile de colza + lipozyme; 3: méthylester d'acide oléique; 4: graines de colza, pas d'enzyme; 5: graines de colza + lipozyme, - figure 6: révélation d'une plaque CCM; 1 et 4: graines de colza sans enzyme; 2: graines de colza + JO4002; 3: méthylester d'acide oléique; 5: graines de colza + lipozyme, - figure 7: révélation d'une plaque CCM; 1: monooléine, dioléine, trioléine; 2: méthylester d'acide oléique; 3: graines de colza + graines de tabac transformées. REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES An et al. Plant Physiol., 81, 301-305 (1986). An G., Plant Physiol., 81, 86-91 (1986). Aoubala M., Daniel C., De Caro A., Ivanova M.G., Hirn M., Sarda L. et Verger R., Eur. J. Biochem. 211, 99-104 (1993). Barta et al., Plant Mol. Biol., 6, 347-357 (1986). Bednarek S. Y. et Ralkhel N. V., The Plant Cell, 3, 1195-1206 (1991). Berg D.E., Berg C.M., Biotechnology, 1, 417435 (1983). Bernard C., C.R. Acad. Sci., 28, 249-253 (1849). Bevan et al., Nature, 304, 184-187 (1983). Bevan M., Nucleic Acids. Res., 12, 8711-8721 (1984). Birnboim H.C., Doly J., Nucl. Acids. Res., 7, 1513-1523 (1979). Bodmer M.W. et al., Biochem Biophys.Acta, 909, 237-244 (1987). Bradford M., Anal Biochem., 72, 248 (1976). Brodelius et al., FEBS Letters, 103, 93-97 (1979). Brodelius, In: Moo-Young M. (Ed), Bioreactor Immobilized Enzymes and Cells: Fundamentals and Applications, Elsevier, Londres (1988). Carrière et al., Eur. J. Biochem., 202, 75-83 (1991). Carrière F., Laugier R., Barrowman J.A., Douchet I., Piymenko N. et Verger R., Scand. J. Gastroenterology, 28, 443454 (1993). Close J.J., Rodriguez R.L., Gene, 20, 305-316 (1982). De La Penna et al., Nature, 325, 274-276 (1987). Deno et al., J. Plant. Physiol., 131, 315-322 (1987). Depicker et al., J. Mol. Appl. Genet., 1, 561-573 (1982). Depigny-This et al., Plant. Mol. Biol., 20, 467479 (1992). De Zoeten et al., Virology, 172, 213-222 (1989). Docherty A.J.P. et al., Nucl. Ac. Res., 13, 1891-1903 (1985). Edelbaum et al., J. of Interferon Research, 12, 449453 (1992). Franck et al. Cell, 21, 285-294 (1980). Gamborg O.L., Miller R.A. et Ojima K., Exp. Cell. Res., 50, 151-158 (1968). Gargouri Y., Pieroni G., Rivière C., Saunière J-F., Lowe P.A., Sarda L. et Verger R., Gastroenterology, 91, 919-925 (1986). Gargouri Y. et al., Biochem. Biophys. Act., 1006, 255-271 (1989). Guerineau F., Mullineaux P., Plant Molecular Biology LABFAX, Groy R.R.D. (Ed), Nios. Scientific Publishers, Blackwell Scientific Publications, 121-147 (1993). Hanahan D., J. Mol. Biol., 166, 557-580 (1983). Hein R., International Meeting of Production of Recombinant Proteins in Plants, Leicester, p. 22 (1994). Herrera-Estrella et al., Nature, 303, 209-213 (1983a). Herrera-Estrella et al., EMBO J., 2, 987-995 (1983b). Hiatt et Ma, FEBS, 307, 71-75 (1992). Hiatt et al., Nature, 342, 76-79 (1989). Higo et al., Biosci. Biochem., 57, 1477-1481 (1993). Holsters et al., Mol. Gen. Genet., 163, 181-187 (1978). Horsch R.B., Fry J.E., Hoffmann N.L., Eichholtz D. et Rogers S.G., Science, 227, 1229-1231 (1985). Jouanin et ai., Plant Sci., 53, 53-63 (1987). Kay et al., Science, 236, 1299-1302 (1987). Laemmli U.K., Nature, 227, 680-685 (1970). Liu et al., Mol. Plant Microb. Interactions, 6, 144-156 (1993). Lowry O.H., J. Biol. Chem., 173, 265-275 (1951). Ma et al., International Meeting of Production of Recombinant Proteins in Plants, Leicester, p. 3940 (1994). Marx, Science, 216, 1305-1307 (1982). Mason et al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 89, 11745-11749 (1992). Matsuoka K., Nakamura K., Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 88, 834-838 (1991). Moloney et al., International Meeting of Production of Recombinant Proteins in Plant, Leicester, p. 36-38 (1994). Moreau H. et al., Biochem. Biophys. Act., 960, 268-293 (1988). Murakami et al., Plant Mol. Biol., 7, 343-355 (1986). Murashige T. et Skoog F., Physiol. Plantarum, 15, 473497 (1962). Renart J. et Sandoval I.V., Meth. Enzymol., 104,455460(1984). Russel D., International Meeting of Production of Recombinant Proteins in Plants, Leicester, p. 43 (1994). Sambrook et al., Molecular Cloning Laboratory Manual, 2nd Edition, Cold Spring Harbor Laboratory Press (1989). Sanford J.C., Trends in Biotechnology, 6, 299-302 (1988). Sanger et al., Proc. Natl. Acad. Sci., 74, 5463-5467 (1977). Schroeder M. R., Borkhsenious O. N., Matsuoka K., Nakamura K. et Ralkhel N. V., Plant Physiol., 101, 451458 (1993). Shonheyder F., et Volquartz K., Acta Physiol. Scand., 9, 57-67 (1945). Sijmons et al., Biotechnology, 8, 217-221 (1990). Truve et al., Biotechnology, 11, 1048-1052 (1993). Vandekerckhove et al., Biotechnology, 7, 929-932 (1989). Volhard F., Z. Klin. Med., 42, 414429 (1901). REVENDICATIONS 1. Utilisation d'une séquence nucléotidique recombinante contenant d'une part, I'ADNc représenté sur la figure 1 et codant pour la lipase gastrique de chien (LGC) représentée sur la figure 2, ou une séquence nucléotidique dérivée de cet ADNc, notamment par addition et/ou suppression et/ou substitution d'un (ou plusieurs) nucléotide(s), ladite séquence dérivée étant susceptible de coder pour un polypeptide dont la séquence en acides aminés est identique à celle de la LGC représentée sur la figure 2, ou pour un polypeptide dérivé de la LGC par addition et/ou suppression et/ou substitution d'un (ou plusieurs) acide(s) aminé(s), ce polypeptide dérivé présentant une activité lipasique, et d'autre part, les éléments permettant à une cellule végétale de produire le polypeptide codé par ledit ADNc ou par une séquence dérivée susmentionnée, notamment un promoteur et un terminateur de transcription reconnus par la machinerie transcriptionnelle des cellules végétales, pour la transformation de cellules de plantes en vue de l'obtention, à partir de ces cellules, ou de plantes obtenues à partir de ces dernières, de LGC recombinante sous forme d'enzyme active, ou d'un (ou plusieurs) polypeptide(s) dérivé(s) de cette dernière tel(s) que défini(s) dessus. 2. Séquence nucléotidique recombinante, caractérisée en ce qu'elle contient d'une part, 1'ADNc représenté sur la figure 1 et codant pour la lipase gastrique de chien (LGC) représentée sur la figure 2, ou une séquence nucléotidique dérivée de cet ADNc, notamment par addition et/ou suppression et/ou substitution d'un (ou plusieurs) nucléotide(s), ladite séquence dérivée étant susceptible de coder pour un polypeptide dont la séquence en acides aminés est identique à celle de la LGC représentée sur la figure 2, ou pour un polypeptide dérivé de la LGC par addition et/ou suppression et/ou substitution d'un (ou plusieurs) acide(s) aminé(s), ce polypeptide dérivé présentant une activité liasique, et d'autre part, les éléments permettant à une cellule végétale de produire le polypeptide codé par ledit ADNc ou par une séquence dérivée susmentionnée, notamment un promoteur et un terminateur de transcription reconnus par la machinerie transcriptionnelle des cellules végétales. 3. Séquence nucléotidique recombinante selon la revendication 2, caractérisée en ce qu'elle contient, à titre de séquence nucléotidique dérivée de I'ADNc représenté sur la figure 1, la séquence nucléotidique représentée sur la figure 3 codant pour la LGC représentée sur la figure 2. 4. Séquence nucléotidique recombinante selon la revendication 2 ou la revendication 3, caractérisée en ce qu'elle contient en aval dudit ADNc, ou de sa séquence dérivée, le terminateur polyA 35S du virus de la mosaïque du chou-fleur (CaMV). 5. Séquence nucléotidique recombinante selon l'une des revendications 2 à 4, caractérisée en ce qu'elle contient en amont dudit ADNc, ou de sa séquence dérivée, le promoteur 35S, ou le promoteur constitutif double 35S (pd35S) du CaMV. 6. Séquence nucléotidique recombinante selon l'une des revendications 2 à 4, caractérisée en ce qu'elle contient en amont dudit ADNc, ou de sa séquence dérivée, le promoteur pCRU du gène de la cruciférine de radis. 7. Séquence nucléotidique recombinante selon l'une des revendications 2 à 6, caractérisée en ce qu'elle contient une séquence codant pour un peptide responsable de l'adressage de la LGC recombinante et/ou du ou des polypeptide(s) dérivé(s), dans un compartiment déterminé de la cellule végétale. 8. Séquences nucléotidiques recombinantes selon l'une des revendications 2 à 7, caractérisées en ce qu'elles sont choisies parmi les suivantes: - celle (désignée pd35S-PS-LGC) contenant dans le sens 5' o 3' le promoteur pd35S du CaMV, la séquence codant pour le peptide signal de la sporamine A, cette dernière étant immédiatement suivie par la séquence nucléotidique représentée sur la figure 3, puis le terminateur polyA 35S du CaMV, - celle (désignée par pd35S-PPS-LGC) contenant dans le sens 5' o 3' le promoteur pd35S du CaMV, la séquence codant pour le prépropeptide de la sporamine A, cette dernière étant immédiatement suivie par la séquence nucléotidique représentée sur la figure 3, puis le terminateur polyA 35S du CaMV, - celle (désignée pd35S-RS-LGC) contenant dans le sens 5' o 3' le promoteur pd35S du CaMV, la séquence codant pour une partie du peptide signal de la LGL (à savoir pour une séquence constituée des 19 premiers acides aminés), cette dernière étant immédiatement suivie par l'ADNc représenté sur la figure 1, puis le terminateur polyA 35S du CaMV, - celle (désignée pCRU-PS-LGC) contenant dans le sens 5' o 3' le promoteur pCRU de la cruciférine, la séquence codant pour le peptide signal de la sporamine A, cette dernière étant immédiatement suivie par la séquence nucléotidique représentée sur la figure 3, puis le terminateur polyA 35S du CaMV, - celle (désignée pCRU-PPS-LGC) contenant dans le sens 5' o 3' le promoteur pCRU de la cruciférine, la séquence codant pour le prépropeptide de la sporamine A, cette dernière étant immédiatement suivie par la séquence nucléotidique représentée sur la figure 3, puis le terminateur polyA 35S du CaMV. 9. Vecteur, notamment plasmide, contenant une séquence nucléotidique selon l'une des revendications 2 à 8, en un site non essentiel pour sa réplication. 10. Hôte cellulaire, notamment bactérie telle que Agrobacterium tumefaciens, transformé par un vecteur selon la revendication 9. 11. Procédé d'obtention de LGC recombinante sous forme d'enzyme active, ou d'un (ou plusieurs) polypeptide(s) dérivé(s) de cette dernière, notamment par addition et/ou suppression et/ou substitution d'un (ou plusieurs) acide(s) aminé(s), ce (ou ces) polypeptide(s) dérivé(s) présentant une activité lipasique, caractérisé en ce qu'il comprend:: - la transformation de cellules végétales, notamment à l'aide d'un hôte cellulaire selon la revendication 10, lui-même transformé par un vecteur selon la revendication 9, de manière à intégrer dans le génome de ces cellules une séquence recombinante selon l'une des revendications 2 à 8, - le cas échéant, l'obtention de plantes transformées à partir des cellules transformées susmentionnées, - la récupération de la LGC recombinante et/ou du (ou des) polypeptide(s) dérivé(s) susmentionné(s) produit(s) dans lesdites cellules ou plantes transformées susmentionnées, notamment par extraction, suivie, le cas échéant, par une purification. 12. Procédé selon la revendication 11, caractérisé en ce qu'il est réalisé par mise en culture de plantes transformées obtenues à partir des cellules végétales transformées définies dans la revendication 10, la récupération de la LGC recombinante ou du (ou des) polypeptide(s) dérivé(s) étant réalisée par extraction, notamment par broyage de tout ou partie des plantes transformées susmentionnées, ou de semences transformées issues de ces plantes, suivie par une centrifugation du broyat, récupération du surnageant constituant l'extrait végétal à activité enzymatique, et, le cas échéant, purification de la LGC et/ou du (ou des) polypeptide(s) dérivé(s) contenu(s) dans le surnageant. 13. Plantes, fragments de plantes, semences, cellules de plantes, transformés génétiquement, caractérisés en ce qu'elles contiennent une (ou plusieurs) séquence(s) nucléotidique(s) recombinante(s) selon l'une des revendications 2 à 8, intégrée(s) de façon stable dans leur génome, et le cas échéant, de la LGC recombinante et/ou un (ou plusieurs) polypeptide(s) dérivé(s), encore désignés plantes, fragments de plantes, semences, cellules de plantes, à activité enzymatique, et plus particulièrement à activité lipasique, choisis notamment parmi le colza, le tabac, le maïs, le pois, la tomate, la carotte, le blé, I'orge, la pomme de terre, le soja, le tournesol, la laitue, le riz et la luzerne, ou les fragments, les cellules ou semences issus de ces plantes. 14. LGC recombinante enzymatiquement active, dont la séquence en acides aminés est celle représentée sur la figure 2, ou polypeptides dérivés de cette dernière, notamment par addition et/ou suppression et/ou substitution d'un (ou plusieurs) acide(s) aminé(s), ces polypeptides dérivés présentant une activité lipasique, tels qu'obtenus sous forme essentiellement pure par mise en oeuvre d'un procédé selon la revendication 1 1 ou la revendication 12, ce procédé comprenant une étape de purification de la LGC recombinante et/ou du (ou des) polypeptide(s) dérivé(s) susmentionné(s), notamment par chromatographie réalisée à partir des extraits enzymatiques obtenus. 15. Polypeptides dérivés de la LGC recombinante selon la revendication 15, tels que le polypeptide délimité par les acides aminés situés aux positions 55 et 379, encore désigné polypeptide (A54), et/ou le polypeptide délimité par les acides aminés situés aux positions 5 et 379 de la figure 2, encore désigné polypeptide (A4). 16. Extrait végétal à activité enzymatique tel qu'obtenu par mise en oeuvre d'un procédé selon la revendication 11 ou la revendication 12, caractérisé en ce qu'il contient de la LGC recombinante et/ou un (ou plusieurs) polypeptide(s) dérivé(s) tel(s) que le polypeptide (A54) et/ou le polypeptide (A4) définis dans la revendication 15. 17. Extrait végétal à activité enzymatique selon la revendication 16, caractérisée en ce que le pourcentage en poids de polypeptides recombinants enzymatiquement actifs, représente environ 0,1% à 20%, notamment environ 1% à environ 15%, par rapport au poids total de protéines présentes dans ces extraits, ce qui correspond à des mesures d'activité enzymatique d'environ 0,5 U par g de poids frais (PF) de feuilles à environ 1000 U/g PF de feuilles, notamment d'environ 10 U/g PF à environ 300 U/g PF de feuilles, ou encore d'environ 1 U/g PF de graines à environ 5000 U/g PF, notamment à environ 10 U/g PF de graines à environ 1000 U/g PF de graines. 18. Extraits végétaux à activité enzymatique selon la revendication 16 ou la revendication 17, tels qu'obtenus par transformation, selon le procédé de la revendication 11 ou de la revendication 12: * de feuilles et/ou de graines de plantes, avec la séquence pd35S-RS-LGC, ou la séquence pd35S-PS-LGC, ou la séquence pd35S-PPS-LGC, définies dans la revendication 8, l'extrait ainsi obtenu contenant la LGC recombinante et/ou le polypeptide (A54), et/ou le polypeptide (A4), notamment:: - de cellules d'explants de feuilles de tabac avec la séquence pd35S-PS-LGC, ou la séquence pd35S-PPS-LGC, l'extrait de feuilles de tabac ainsi obtenu contenant le polypeptide (A54), en association avec le polypeptide (A4), le pourcentage en poids du mélange de ces deux polypeptides par rapport au poids total de protéines présentes dans ledit extrait étant d'environ 0,1% à environ 20%, l'activité enzymatique dudit extrait étant d'environ 100 U/g PF à environ 300 U/g PF, - de cellules d'explants de feuilles de tabac avec la séquence pd35S-PS-LGC, ou la séquence pd35S-PPS-LGC, l'extrait de graines de tabac ainsi obtenu contenant le polypeptide (554), le pourcentage en poids du polypeptide (A54) par rapport au poids total de protéines présentes dans ledit extrait étant d'environ 0,1 % à environ 1 %, l'activité enzymatique dudit extrait étant d'environ 10 U/g PF à environ 300 U/g PF, * de graines de plantes avec la séquence pCRU-PS-LGC, ou la séquence pCRU-PPS-LGC, définies dans la revendication 8, l'extrait ainsi obtenu contenant la LGC recombinante et/ou le polypeptide (A54), et/ou le polypeptide (A4), notamment:: - de cellules d'explants de feuilles de colza avec la séquence pCRU-PS-LGC, ou la séquence pCRU-PPS-LGC, l'extrait de graines de colza ainsi obtenu contenant le polypeptide (A54), le pourcentage en poids du polypeptide (A54) par rapport au poids total de protéines présentes dans ledit extrait étant d'environ 0,1% à environ 1%, l'activité enzymatique dudit extrait étant d'environ 10 U/g PF à environ 1000 U/g PF. 19. Utilisation de plantes, fragments de plantes, semences, cellules de plantes, transformés génétiquement, selon la revendication 13, ou de LGC recombinante selon la revendication 14, ou de polypeptides dérivés de cette dernière, notamment ceux selon la revendication 15, ou d'extraits enzymatiques selon l'une des revendications 16 à 18, pour l'obtention de médicaments destinés à faciliter l'absorption des graisses animales ou végétales ingérées par un individu sain ou atteint d'une ou plusieurs pathologies affectant ou non le taux de production de lipase gastrique et/ou pancréatique, notamment chez les individus subissant un traitement médical altérant le mécanisme d'absorption des graisses, ou encore chez les personnes âgées, plus particulièrement pour l'obtention de médicaments destinés au traitement des pathologies liées à l'insuffisance de lipases (notamment de lipase(s) gastrique et/ou pancréatique) dans l'organisme, et plus particulièrement de pathologies telles que la mucoviscidose, et l'insuffisance pancréatique exocrine. 20. Composition pharmaceutique, caractérisée en ce qu elle comprend de la LGC recombinante et/ou un (ou plusieurs) polypeptide(s) dérivé(s) selon la revendication 15, et/ou un (ou plusieurs) extrait(s) enzymatique(s) selon l'une des revendications 12 à 14, le cas échéant en association avec un véhicule pharmaceutiquement acceptable. 21. Utilisation de plantes, fragments de plantes, semences, cellules de plantes, transformés génétiquement, selon la revendication 13, ou de LGC recombinante selon la revendication 14, ou de polypeptides dérivés de cette dernière, notamment ceux selon la revendication 15, ou d'extraits enzymatiques selon l'une des revendications 16 à 18, pour l'obtention d'aliments, notamment d'aliments fonctionnels plus particulièrement destinés à faciliter l'absorption des graisses animales ou végétales ingérées par un individu sain ou atteint d'une ou plusieurs pathologies affectant ou non le taux de production de lipase gastrique et/ou pancréatique. 22. Aliments fonctionnels caractérisés en ce qu'ils comprennent une (ou plusieurs) plante(s) et/ou fragments de cette (ces) plante(s), selon la revendication 13, et/ou de LGC recombinante selon la revendication 14, et/ou un (ou plusieurs) polypeptide(s) dérivé(s) de cette dernière, notamment ceux selon la revendication 15, et/ou un (ou plusieurs) extrait(s) enzymatique(s) selon l'une des revendications 16 à 18. 23. Utilisation de plantes, fragments de plantes, semences, cellules de plantes, transformés génétiquement, selon la revendication 13, ou de LGC recombinante selon la revendication 14, ou de polypeptides dérivés de cette dernière, notamment ceux selon la revendication 15, ou d'extraits enzymatiques selon l'une des revendications 16 à 18, pour la mise en oeuvre de réactions enzymatiques dans le domaine industriel, agro-alimentaire ou agro-industrielle, notamment dans l'industrie des corps gras, de la lipochimie et l'industrie laitière. 24. Procédé, notamment de bioconversion enzymatique, ou de biocatalyse, par mise en oeuvre d'une ou plusieurs réactions enzymatiques dans le domaine industriel, agro-alimentaire ou agro-industrielle, notamment dans l'industrie des corps gras, de la lipochimie et l'industrie laitière, ces réactions enzymatiques étant effectuées au moyen de plantes, fragments de plantes, semences, cellules de plantes, transformés génétiquement, selon la revendication 13, ou de LGC recombinante selon la revendication 14, ou de polypeptides dérivés de cette dernière, notamment ceux selon la revendication 15, ou d'extraits enzymatiques selon l'une des revendications 16 à 18. 25. Préparations enzymatiques à destination industrielle, agroalimentaire ou agro-industrielle, susceptibles d'être utilisées dans le cadre de la mise en oeuvre d'un procédé selon la revendication 24, et comprenant un (ou plusieurs) extrait(s) végétal (végétaux) à activité enzymatique selon l'une des revendications 16 à 18, et/ou la LGC recombinante selon la revendication 14, ou de polypeptides dérivés de cette dernière, notamment ceux selon la revendication 15. 26. Utilisation de plantes, fragments de plantes, semences, cellules de plantes, transformés génétiquement, selon la revendication 13, pour la mise en oeuvre, à l'échelle industrielle, de réactions de bioconversions enzymatiques, ou de biocatalyses, telles que hydrolyses, ou trans-estérifications enzymatiques. 27. Procédé de biocatalyse utilisant des plantes, fragments de plantes, semences, cellules de plantes, transformés génétiquement, selon la revendication 13, lesdites plantes, ou fragments, ou cellules, ou semences, étant utilisées à la fois en tant que source enzymatique et substrat réactionnel. 28. Utilisation de plantes, fragments de plantes, semences, cellules de plantes, transformés génétiquement, selon la revendication 13, pour l'obtention de biocarburants. 29. Procédé d'obtention de biocarburant par addition d'alcool, notamment de méthanol ou d'éthanol, à un broyat de tout ou partie de plantes, fragments de plantes, semences, cellules de plantes, transformés génétiquement, selon la revendication 13, et récupération de biocarburant, notamment par filtration. 30. Esters d'acides gras végétaux tels qu'obtenus par mise en oeuvre du procédé selon la revendication 29, notamment le méthylester d'acide oléique. 31. Biocarburant tel qu'obtenu par mise en oeuvre d'un procédé selon la revendication 29, et comprenant des diesters d'acides gras végétaux, notamment du méthylester d'acide oléique.