Brevet FR2710232A1 — publié le 19950331

SEMIS DE MOUSSES ET PROCEDE DE PRODUCTION D'UN TAPIS DE MOUSSE DENSE A PARTIR DE CELUI-CI DONNEES DE BASE DE L'INVENTION La présente invention se rapporte à un semis de mousse (bryophyte) utilisable pour générer une culture et à un procédé de production d'un tapis de mousse dense en utilisant ces semis, et plus particulièrement, à un semis de mousse qui se cultive aisément en une colonie dense, et à un procédé de production aisée d'une colonie dense de mousses à partir des semis en peu de temps. On préfère traditionnellement que le sol d'un jardin soit recouvert de diverses plantes pour créer une beauté naturelle. Un exemple typique de ces plantes recouvrant le sol sont l'herbe, mais pour enherber les jardins japonais, les mousses sont nettement préférées. Bien qu'il existe des mousses tolérant un ensoleillement direct, certaines espèces de mousses sont faibles face à un ensoleillement direct, ne sont pas adaptées à un sol fertile et poussent en absorbant l'humidité de l'air par leurs feuilles. Par conséquent, on s'intéresse depuis peu aux mousses pour des applications non seulement dans les jardins de mousse25 conventionnels, mais également dans les jardins sur les toits, etc. On les plante aussi à l'extérieur dans les hôtels, les auberges japonaises, etc. pour créer l'atmosphère japonaise traditionnelle. A la différence des plantes florales, la beauté des mousses ne provient pas des fleurs, mais de la colonie dense constituée d'un grand nombre de mousses individuelles. Toutefois, la biologie des mousses étant encore en grande partie inconnue, il est difficile de les cultiver à grande échelle par un procédé habituel d'horticulture. Par exemple, la culture de Racomitrium canescens et de Dicranum japonicum ne peut être réalisée que par des jardiniers compétents. Les procédés conventionnels de culture des mousses sont en général classés en un procédé de transplantation et un procédé de régénération. Le procédé de transplantation comprend le ramassage d'une mousse désirée avec la terre sur laquelle elle pousse, et la plantation en un endroit10 désiré. Toutefois, ce procédé est désavantageux car il n'est pas approprié pour la plantation de la mousse dans une zone étendue. Le procédé de régénération, qui utilise le fort pouvoir de régénération des mousses, peut être classé en un procédé de coupe, un procédé d'ensemencement, un procédé de séparation des racines, etc., et le procédé d'ensemencement est celui qu'on utilise le plus communément. Dans le procédé d'ensemencement, le tapis de la colonie de mousse ramassée dans les montagnes,20 les champs, etc. est séparé ou divisé en chaque plante de la mousse ou en petits morceaux de mousse, qu'on plante dans une nursery, ce qui provoque le développement de plumules à partir des plantes séparées ou des morceaux de mousse divisée, et permet de les25 multiplier. Toutefois, le procédé d'ensemencement est désavantageux car les mousses divisées se régénèrent rarement pour avoir des plumules, et car même dans le cas o toutes les mousses divisées se régénèrent, il30 est impossible de semer les morceaux divisés des mousses à une densité correspondant à celle de la colonie de mousse, ce qui aboutit à une colonie de mousse clairsemée au stade initial. Afin d'obtenir une colonie de mousse dense, il faut attendre que les bourgeons ou gemmes latéraux issus des tiges souterraines atteignent leur pleine taille. Ce développement des bourgeons ou gemmes latéraux prend habituellement plusieurs années, au cours desquelles il 5 convient de bien nourrir la colonie de mousse. En outre, sur une parcelle de culture de 30 cm x 60 cm de la nursery, on peut préparer seulement deux à quatres cases de la nursery par jour, en travaillant 7 heures par jour, pour semer les morceaux divisés des mousses10 un par un, à un intervalle constant. Le rendement est extrêmement faible. En revanche, il existe quelques mousses, comme le Polytrichum, etc., qui poussent si vite qu'elles peuvent former une colonie en environ un an. Ces mousses, toutefois, ont une longévité si15 réduite comme plantes qu'elles meurent en peu de temps. C'est pour ces raisons que les jardins de mousse, les pots de mousse, etc. sont extrêmement chers. Puisque les mousses comme le Sphagnum ont non seulement une bonne résistance aux champignons, mais aussi une excellente capacité de rétention d'eau, on les utilise pour couvrir les terres des pots pour les plantes florales et les arbres coûteux et fragiles comme les orchidées, les bonsaïs (arbres nains), etc., afin de protéger les plantes et les arbres fragiles des25 champignons nuisibles et leur éviter une sécheresse extrême. Toutefois, si on ramasse ces mousses dans les forêts et les montagnes d'une façon excessive, la capacité de rétention d'eau des forêts et des montagnes s'amoindrit tellement que des glissements de terrains,30 des inondations, etc. sont susceptibles de se produire. En outre, une fois que la colonie de mousse est éliminée de la surface du sol ou d'un rocher, il faut de nombreuses années dans un environnement naturel pour que la surface du sol ou d'un rocher se recouvre à nouveau d'une colonie de mousse. Ainsi, pour protéger la nature, il est important d'empêcher que la colonie de mousse soit éliminée de façon excessive de la surface du sol ou des rochers. 5 OBJECTIF ET RESUME DE L'INVENTION Par conséquent, un objectif de la présente invention est de fournir un semis de mousse qui peut aisément se développer en une colonie de mousse dense. Un autre objectif de la présente invention est de fournir un procédé de production d'un semis de mousse à partir duquel une colonie de mousse dense peut se former aisément en peu de temps. En conclusion d'une intense recherche dans le cadre de l'objectif ci- dessus, l'inventeur a découvert qu'en multipliant les tissus des mousses, comme les gamétophytes, les protonémas, les spores, les cals, etc., par une culture pure dans un réservoir de culture pour former des semis qui correspondent aux plumules, et en semant les semis dans une nursery à une densité20 de colonie désirée, on peut former une colonie de mousse dense en peu de temps. La présente invention est réalisée sur la base de cette découverte. Ainsi, on obtient le semis de mousse selon la présente invention par une culture pure des tissus des mousses. Le procédé de production d'un tapis dense d'une colonie de mousse selon la présente invention comprend les étapes de (a) mise en culture pure des tissus de la mousse dans un milieu de culture pour produire les30 semis de celle-ci, (b) ensemencement des semis sur une nursery à une densité de colonie désirée, et (c) entretien des semis de sorte qu'ils se développent à leur pleine taille. DESCRIPTION DETAILLEE DE L'INVENTION [A] Semis de mousse Les mousses (bryophytes) devant être cultivées pour produire des semis (générant une culture) dans la présente invention incluent en général les mousses (Bryopsida), les hépatiques (Hepaticopsida) et les anthocérotées (Anthocerotopsida). Les Bryopsida incluent en général les Sphagnidae, les Andreaeidae, les Bryidae (polytrichales, dicranales, eubryales,10 etc.), etc. Les hépatiques incluent en général les Marchantiales, les Metzgériales, les Jungermanniales, etc. Les anthocérotées incluent en général les Anthocerotaceae, etc. Les mousses typiques utilisées pour les jardins de mousse, les pots de mousse, les garnitures pour pots de fleurs, etc. sont les dicranales, Racomitrium, Leucobryum, et Bryum ainsi que les Sphagnaceae, etc. Les semis de ces mousses sont décrits ci-après. D'abord, on ramasse les plantes ou les spores de mousses dans les champs ou les montagnes, et on multiplie les tissus des mousses par culture pure pour former des semis. Sinon, on peut soumettre les tissus des mousses à une culture pure pour la différentiation en semis, puis on les multiplie.25 Le point suivant de la présente invention est la culture des semis pour former un tapis dense d'une colonie de mousse. Les semis devant être cultivés dans la présente invention correspondent aux plumules. Selon les tissus devant être cultivés, les semis peuvent ne30 pas être clairement confirmés comme plumules, ou les semis peuvent être identifiés seulement comme petites projections dans les plantes. Même dans ces cas, presque 100 % des plumules peuvent germer et se développer dans le procédé de la présente invention. Les tissus des mousses devant être cultivées peuvent être les gamétophytes, des morceaux tissulaires, les spores, les gemmes, les tiges souterraines, les rhizoïdes, les protonémas, etc. On 5 peut aussi cultiver les cals dérivés de ces tissus. Les formes de tissus les plus appropriées pour la culture pure et les modes de culture les plus appropriés dépendent des types de mousses. En outre, dans quelques cas, les tissus peuvent être traités pour10 donner des cals, qu'on peut ensuite convertir en semis tels que des plumules. Par conséquent, la dérivation et la culture des semis de mousse peuvent être réalisées par les procédés suivants (A) à (L):15 (A) Gamétophytes - semis. (B) Gamétophytes - cals - semis. (C) Gamétophytes - protonémas - semis. (D) Spores - protonémas - semis. (E) Spores - protonémas - cals - semis. (F) Gemmes - semis. (G) Gemmes - cals - semis. (H) Morceaux de tissus - semis. (I) Morceaux de tissus - cals - semis. (J) Protonémas - semis. (K) Tiges souterraines - semis. (L) Rhizoïdes - semis. La culture et la différentiation ci-dessus des tissus de la plante sont réalisées dans un milieu de culture qui peut être un milieu de culture solide ou un30 milieu de culture liquide. Par exemple, divers milieux de culture modifiés de Murashige-Skoog (milieux de culture modifiés MS) mentionnés ci-dessous peuvent être choisis selon les formes des mousses devant être cultivées et les formes désirées des mousses cultivées, et si besoin est, on peut ajouter des substances régulant la croissance des plantes comme la kinétine, la benzyladénine, l'acide indole-3-acétique, l'acide 2,4-dichlorophénoxyacétique (2,4- D), etc. En général, les tissus des mousses sont susceptibles de se convertir en cals dans un milieu de culture ayant une concentration élevée (2 % en poids ou plus) d'un monosaccharide comme le glucose, ou d'un disaccharide, et les cals sont aisément convertis en10 semis dans un milieu de culture ayant une faible concentration (0,4 % en poids ou moins) de sucre. Les procédés ci-dessus (A) à (L) seront expliqués dans le cas de l'utilisation des milieux de culture modifiés MS dont les composition sont constituées des15 solutions n 1 à 3 (solvant:eau distillée) décrites cidessous; de sucres comme le glucose; de vitamines; d'acides organiques, d'acides inorganiques ou leurs sels; et d'eau distillée. Solution n 120 Dihydrate de chlorure de calcium 4. 400 mg/litre, Heptahydrate de sulfate de magnésium 3.700 mg/litre, Tétra- à pentahydrate de sulfate de manganèse 223 mg/litre, Acide borique 62 mg/litre, 25 Heptahydrate de sulfate de zinc 107 mg/litre, Dihydrate de molybdénate de sodium 2,5 mg/litre, Pentahydrate de sulfate de cuivre 0,25 mg/litre, Hexahydrate de chlorure de cobalt 0,25 mg/litre, et30 Iodure de potassium 8,3 mg/litre. Solution n 2 Dihydrogénophosphate de potassium (KH2P04) 42,5 mg/litre. Solution n 3 Myo-inositol 10.000 mg/litre, Acide nicotinique 50 mg/litre, Pyridoxine-acide chlorhydrique 50 mg/litre, et5 Thiamine-acide chlorhydrique 10 mg/litre. Compositions de divers milieux de culture modifiés MS Milieu de culture NA-MS Solution n 1 100 ml/litre, Solution n 2 4 ml/litre, Solution n 3 10 ml/litre, Glucose 20 g/litre, Nitrate de potassium 4 g/litre, EDTA*.Disodium 47 mg/litre, et Heptahydrate de sulfate de fer 27,8 mg/litre. pH = environ 5,8. Note:* Acide éthylènediamine-tétraacétique. Milieu de culture AS-MS Solution n 1 100 ml/litre, Solution n 2 4 ml/litre, Solution n 3 10 ml/litre, Glucose 20 g/litre, EDTA*.Disodium 47 mg/litre, Heptahydrate de sulfate de fer 27,8 mg/litre, Chlorure d'ammonium 44 mM, et Succinate de sodium ou fumarate de sodium 33 mM. pH = environ 5,8. Milieu de culture ANA-MS Solution n 1 100 ml/litre, Solution n 2 4 ml/litre, Nitrate de potassium 4 g/litre, EDTA*.Disodium 47 mg/litre, et Heptahydrate de sulfate de fer 27,8 mg/litre. pH = environ 5,8 Milieu de culture AAS-MS Solution n 1 100 ml/litre, Solution n 2 4 ml/litre, EDTA*. Disodium 47 mg/litre, Heptahydrate de sulfate de fer 27,8 mg/litre, Chlorure d'ammonium 44 mM, et Succinate de sodium ou fumarate de sodium 33 mM. pH = environ 5,8. Milieu de culture MSF Solution n 1 10 ml/litre, Solution n 2 0,4 ml/litre, Solution n 3 1 ml/litre, Glucose 2 g/litre, Nitrate de potassium 0,4 g/litre, EDTA*.Disodium 4,7 mg/litre, Heptahydrate de sulfate de fer 2,78 mg/litre, Chlorure d'ammonium 20 mM, et Succinate de sodium ou fumarate de sodium 15 mM. pH = environ 5,8. Proc.d de culture (A) Gamétophytes - semis (1) Stérilisation On sectionne les gamétophytes en segments d'environ 1 à 10 mm, et on les cultive sur un milieu de culture NA-MS à 1/5 (dilué 5 fois) (solidifié avec de l'agar, GeiriteR, etc.), à 20- 25 C, tout en projetant une lumière d'environ 1000 à 3000 lux. Après avoir30 enlevé les parties infectées par des champignons, etc., on répète l'opération de culture des gamétophytes plusieurs fois pour produire des gamétophytes stérilisés. On réalise l'opération de stérilisation ci-dessus, par exemple, en lavant les gamétophytes (un type des tissus des mousses devant être stérilisés) avec une solution (concentration: environ 0,1 à 0,5 % en volume) d'un agent tensioactif non ionique comme le 5 monolaurate de polyoxyéthylène sorbitane (nom commercial: Tween 20), le mono-oléate de polyoxyéthylène sorbitane (nom commercial: Tween 80), etc., ou d'un agent tensioactif cationique comme le chlorure de benzalkonium, etc. pendant 40 à 60 secondes10 au moyen d'un support de seringue en acier inoxydable, etc.; en stérilisant les gamétophytes avec une solution de 0,5 à 1 % en volume d'hypochlorite de sodium, etc.; et en lavant immédiatement les gamétophytes totalement avec de l'eau distillée exempte15 de germes. On met les gamétophytes ainsi stérilisés en culture. Si on découvre l'existence de parties dans les gamétophytes infectées par des champignons, il convient d'enlever ces parties, et de répéter l'opération de stérilisation ci-dessus jusqu'à la disparition des20 parties infectées. (2) Dérivation et multiplication des semis On cultive les gamétophytes stérilisés obtenus dans un milieu de culture ANA-MS à 1/5 (liquide, milieu de culture photo-autotrophe) dans lequel le dioxyde de25 carbone est enrichi à 1 %, ou dans un milieu de culture NA-MS à 1/5 (liquide) contenant 0,1 à 10 pM d'une substance régulant la croissance, à 20-25 C, pendant 10 à 30 jours, tout en projetant une lumière d'environ 1000 à 3000 lux. En résultat, les gamétophytes se différencient en semis. A ce propos, lorsqu'on ajoute la substance de régulation de la croissance dans le milieu de culture, on enlève les semis obtenus du milieu de culture au bout de 3 à 10 jours, on les lave totalement avec le milieu de culture NA-MS à 1/5, puis on les introduit dans le milieu de culture NA-MS à 1/5 ne contenant pas de substance de régulation de la croissance pour continuer la culture des semis. 5 La multiplication des semis peut être efficacement réalisée, par exemple, en versant les gamétophytes dans un récipient comme une fiole conique, etc., avec un milieu de culture, et en l'agitant à 110-120 tr/min. Sinon, on peut verser les gamétophytes dans un10 récipient comme une fiole peu profonde, etc., avec un milieu de culture pour réaliser une culture en suspension. Dans la culture en suspension, on sectionne les semis dérivés des gamétophytes l'un après l'autre, en agitant, et chaque morceau divisé des semis pousse.15 En résultat, on peut cultiver les semis stérilisés à grande échelle. On prélève dans le milieu de culture les semis ainsi cultivés, on les lave totalement à l'eau distillée stérilisée pour éliminer complètement le20 milieu de culture, puis on les sèche à 25- 35 C tout en insufflant de l'air, ou au soleil, ou on les lyophilise à une température entre -20 C et -5 C. Ainsi, on peut obtenir des semis de mousse à l'état sec. Les semis secs ainsi obtenus peuvent être conservés vivants au25 stockage pendant longtemps (plus d'un an). Sinon, on peut conserver les semis de mousse, dispersés dans le milieu de culture dans une bouteille. Après une multiplication de 4 à 8 semaines, le nombre de semis (générateurs de culture) peut atteindre 100 à 150 fois le nombre des gamétophytes divisés. Les mousses convenant pour cette procédure (A) sont les suivantes: (a) Bryopsida Atrichum, Fissidens, Blindia, Brachydontium, Aongstroemia, Brothera, Bruchia, Bryohumbertia, Campylopodium, Campylopus, Cynodontium, Dichodontium, 5 Dicranella, Dicranodontium, Dicranoloma, Dicranoweisia, Dicranum, Kiaeria, Leucoloma, Oncophorus, Oreas, Oreoweisia, Paraleucobryum, Rhabdoweisia, Trematodon, Leucobryum, Chenia, Desmatodon, Dialytrichia, Didymodon, Eucladium, Gymnostomum, Hydrogonium,10 Hymenostylium, Hyophila, Leptodontium, Luislerella, Molendoa, Oxystegus, Phascum, Pottia, Pseudosymblepharis, Scopelophila, Streblotrichum, Timmiella, Tortella, Tortula, Trichostomun, Tuerckheimia, Weissia, Racomitrium, Rhodobryum,15 Cinclidium, Mnium, Orthomnion, Aulacomnium, Pyrrhobryum, Climacium, Thamnobryum, Dolichomitra, Hookeria, Thamniopsis, Cyathophorella, Hypopterygium, Thudium, Homalothecium, Hypnum, etc. (b) Hépatiques Haplomitrium, Ricciocarpus, etc. (B) Gamétophytes - cals semis (1) Stérilisation Idem (A). (2) Dérivation de cals On cultive les gamétophytes stérilisés dans l'étape (1) ci-dessus sur un milieu de culture AS-MS à 1/5 (solide) dans lequel la concentration de glucose est régulée à 4- 8 % en poids, ou sur un milieu de culture MFS (solide), à 20-25 C, pendant 30 à30 60 jours, tout en projetant une lumière d'environ 1500 à 2000 lux. En résultat, les gamétophytes se différencient en cals. (3) Multiplication des cals On fait multiplier les cals dérivés dans un milieu de culture AS-MS (liquide) dans lequel la concentration de glucose est régulée à 2-4 % en poids, ou dans un milieu de culture AAS- MS (milieu de culture liquide, photo-autotrophe) dans lequel le dioxyde de carbone est 5 enrichi à 1 %, à 20-25 C, pendant 15 à 20 jours, tout en agitant à 110-120 tr/min. et en projetant une lumière d'environ 1000 à 3000 lux. Après multiplication pendant 45 à 90 jours, le nombre de semis (générateurs de culture) peut atteindre 100 à 150 fois le nombre des10 gamétophytes divisés. On peut stocker les cals multipliés dans un milieu de culture AS-MS dans lequel la concentration de glucose est régulée à 2 % en poids. (4) Dérivation de semis On cultive les cals obtenus dans un milieu de culture ANA-MS à 1/5 (milieu de culture liquide, photo- autotrophe), dans lequel le dioxyde de carbone est enrichi à 1 %, ou dans un milieu de culture NA-MS à 1/5 (liquide), à 20-25 C, pendant 30 à 60 jours, tout en agitant à 110-120 tr/min. et en projetant une lumière d'environ 1000 à 3000 lux. En résultat, les cals se différencient en semis. Les semis ainsi obtenus peuvent être semés et stockés de la même manière que dans la procédure (A) ci-dessus. Après multiplication pendant 8 à 15 semaines, le nombre de semis (générateurs de culture) peut atteindre 100 à 150 fois le nombre des gamétophytes divisés. Cette procédure convient pour les mousses qui peuvent pousser vite par leurs cals ou celles qui peuvent se stocker bien à l'état de cals. Les exemples typiques de ces mousses sont les suivants: (a) Bryopsida Bartramia, Barbula, Polytrichum, Atrichum, Sphagnum, etc. (b) Hépatiques Marchantia, Jungermannia, Plagiochila, etc. (C) Gamétophytes - Protonémas - semis (1) Stérilisation Idem (A). (2) Dérivation de protonémas On cultive les gamétophytes stérilisés dans l'étape (1) ci-dessus sur un milieu de culture ANA-MS à 1/5 (solide), à 20-25 C, pendant 5 à 10 jours, tout en projetant une lumière d'environ 1000 à 3000 lux. En résultat, les gamétophytes se différencient en protonémas. (3) Dérivation et multiplication des semis On multiplie les gamétophytes dérivés dans un milieu de culture ANA-MS à 1/5 (milieu de culture liquide, photo-autotrophe), dans lequel le dioxyde de carbone est enrichi à 1 %, ou dans un milieu de culture NA-MS à 1/5 (liquide), à 20-25 C, pendant 30 à 60 jours, tout en agitant à 110-120 tr/min. et en projetant une lumière d'environ 1000 à 3000 lux. En résultat, les protonémas sont convertis en semis. Après multiplication pendant 5 à 10 semaines, le nombre de semis (générateurs de culture) peut atteindre 100 à 150 fois le nombre des gamétophytes divisés. On peut stocker les semis multipliés de la même manière que dans la procédure (A) ci-dessus. Cette procédure convient pour les mousses qui peuvent pousser vite par leurs protonémas. Les exemples typiques de ces mousses sont les suivants:30 (a) Bryopsida Ceratodon, Distichium, Ditrichum, Bartramia, Piagiopus, etc. (b) Hépatiques Scapania, Marchantia, Jungermannia, etc. (D) Spores - protonémas - semis (1) Stérilisation On stérilise les spores (on enlève les coiffes, s'il y en a, des capsules) de la même manière que dans la procédure (A) ci-dessus. (2) Dérivation de protonémas On cultive les spores stérilisées dans l'étape (1) ci-dessus sur un milieu de culture ANA-MS à 1/5 (solide), à 20-25 C, pendant 10 à 15 jours, tout en projetant une lumière d'environ 1000 à 3000 lux. En résultat, les spores se différencient en protonémas. (3) Dérivation et multiplication des semis Idem (C). On peut stocker les semis multipliés de la même manière que dans la procédure (A) ci-dessus. Cette procédure convient pour les mousses qui peuvent pousser vite par leurs spores à la place de leurs gamétophytes. Les exemples typiques de ces mousses sont les suivants:20 (a) Bryopsida Atrichum, Pogonatum, Polytrichastrum, Polytrichum, Dicranum, Leucobryum, Racomitrium, Funaria, Physcomitrium, Gymnostomiella, Oedipodium, Splachnum, Tayloria, Tetraplodon, Anomobryum, Brachymenium, Bryum,25 Epipterygium, Leptobryum, Mielichhoferia, Plagiobryum, Pohlia, Pseudobryum, Rhizomnium, Pyrrhobryum, Bartramia, Breutelia, Fleischerobryum, Philonotis, Plagiothecium, Ctenidium, Ectropothecium, Hypnum, etc. (b) Hépatiques Plagiochila, Frullania, Bazzania, etc. (E) Spores - protonémas - cals - semis (1) Stérilisation On stérilise les spores (on enlève les coiffes, s'il y en a, des capsules) de la même manière que dans la procédure (A) ci- dessus. (2) Dérivation de protonémas Idem (D). (3) Dérivation de cals On cultive les protonémas obtenus dans l'étape (2) ci-dessus sur un milieu de culture AS-MS à 1/5 (solide), dans lequel la concentration de glucose est régulée à 4-8 % en poids, ou sur un milieu de culture MFS (solide), à 20-25 C, pendant 30 à 60 jours, tout en projetant une lumière d'environ 1500 à 2000 lux. En15 résultat, les protonémas se différencient en cals. (4) Multiplication des cals On peut multiplier les cals ainsi obtenus de la même manière que dans la procédure (B) ci-dessus. (5) Dérivation et multiplication des semis Idem (B). On peut stocker les semis multipliés de la même manière que dans la procédure (A) ci-dessus. Cette procédure convient pour les mousses qui peuvent pousser vite par leurs cals ou celles qui se stockent bien à l'état de cals. Les exemples typiques de ces mousses sont les suivants: (a) Bryopsida Sphagnum, Barbula, Trachycystis, Bartramia, etc. (b) Hépatiques Plagiochila, Radula, Bazzania, etc. (F) Gemmes - Semis (1) Stérilisation On sectionne les gemmes en segments de 1 à 10 mm et on les stérilise de la même manière que dans la procédure (A) ci-dessus. (2) Multiplication des gemmes On multiplie les gemmes stérilisées sur un milieu de culture NA-MS à 1/5 (solide), à 20-25 C, pendant 10 à 15 jours, tout en projetant une lumière d'environ 1000 à 3000 lux. (3) Dérivation et multiplication des semis On cultive les gemmes obtenues dans l'étape (2) ci-dessus dans un milieu de culture ANA-MS à 1/5 (milieu de culture liquide, photo-autotrophe), dans lequel le dioxyde de carbone est enrichi à 1 %, ou dans un milieu de culture NA- MS à 1/5 (liquide) contenant 0,1 à 10 pM d'une substance régulant la croissance, à -25 C, pendant 15 à 30 jours, tout en agitant à 110- tr/min. et en projetant une lumière d'environ 1000 à 3000 lux. En résultat, les gemmes sont converties en semis. Après multiplication pendant 4 à 8 semaines, le nombre de semis (générateurs de culture) peut atteindre 100 à 150 fois le nombre des gemmes divisées. On peut stocker les semis multipliés de la même manière que dans la procédure (A) ci-dessus. Cette procédure convient pour les mousses qui peuvent pousser vite par leurs gemmes. Les exemples typiques de ces mousses sont les suivants: (a) Bryopsida Pohlia, Tetrodontium, Dicranum, Trachycystis, etc. (b) Hépatiques Marchantia, Metzgeria, Conocephalum, etc. (G) Gemmes - cals semis (1) Stérilisation Idem (F). (2) Dérivation de cals On cultive les gemmes stérilisées dans l'étape (1) ci-dessus sur un milieu de culture AS-MS à 1/5 (solide), dans lequel la concentration de glucose est régulée à 4-8 % en poids, ou sur un milieu de culture MFS (solide), à 20-25 C, pendant 30 à 60 jours, tout10 en projetant une lumière d'environ 1500 à 2000 lux. En résultat, les gemmes se différencient en cals. (3) Multiplication des cals On peut multiplier les cals ainsi dérivés et les stocker de la même manière que dans la procédure (B) ci-dessus. (4) Dérivation et multiplication des semis Les cals peuvent être convertis en semis et multipliés de la même manière que dans la procédure (B) ci-dessus. Après multiplication pendant 8 à20 17 semaines, le nombre de semis (générateurs de culture) peut atteindre 100 à 150 fois le nombre des gemmes divisées. On peut stocker les semis multipliés de la même manière que dans la procédure (A) ci-dessus. Cette procédure convient pour les mousses qui peuvent pousser vite par leurs cals ou celles qui se stockent bien à l'état de cals. Les exemples typiques de ces mousses sont les suivants: (a) Bryopsida Hyophila, Pohlia, Pseudotaxiphyllum, Pylaisiadelpha, etc. (b) Hépatiques Marchantia, Metzgeria, Cololejeunea, etc. (H) Morceaux de tissus - semis (1) Stérilisation On sectionne les tissus de plantes (tiges, feuilles, etc.) en segments d'environ 1 à 10 mm et on les stérilise de la même manière que dans la procédure (A) ci-dessus. (2) Dérivation et multiplication des semis On cultive les morceaux de tissus de plantes stérilisés à l'étape (1) ci-dessus dans un milieu de culture ANA-MS à 1/5 (milieu de culture liquide, photo- autotrophe), dans lequel le dioxyde de carbone est enrichi à 1 %, ou dans un milieu de culture NA-MS à 1/5 (liquide) contenant 0,1 à 10 pM d'une substance régulant la croissance, à 20-25 C, pendant 30 à 60 jours, tout en agitant à 110-120 tr/min. et en projetant une lumière d'environ 1000 à 3000 lux. En résultat, les morceaux de tissus sont convertis en semis. Après multiplication pendant 5 à 10 semaines, le nombre de semis (générateurs de culture), peut20 atteindre 100 à 150 fois le nombre des morceaux de tissus de plante. On peut stocker les semis multipliés de la même manière que dans la procédure (A) ci-dessus. Cette procédure convient pour les mousses suivantes: (a) BryopsidaPolytrichum, Leucobryum, Dicranum, Hypnum, Sphagnum, etc. (b) Hépatiques Haplomitrium, Jungermannia, Metzgeria, etc. (I) Morceaux de tissus - cals - semis (1) Stérilisation Idem (H). (2) Dérivation de cals On cultive les morceaux de tissus stérilisés dans l'étape (1) ci-dessus sur un milieu de culture AS-MS à 1/5 (solide), dans lequel la concentration de glucose est régulée à 4-8 % en poids, ou sur un milieu de culture MFS (solide), à 20-25 C, pendant 30 à jours, tout en projetant une lumière d'environ 1500 à 2000 lux. En résultat, les morceaux de tissus se différencient en cals. (3) Multiplication des cals On peut multiplier les cals ainsi dérivés et les stocker de la même manière que dans la procédure (B) ci- dessus. (4) Dérivation et multiplication des semis Les cals peuvent être convertis en semis et multipliés de la même manière que dans la procédure (B) ci-dessus. Après multiplication pendant 7 à 12 semaines, le nombre de semis (générateurs de culture) peut atteindre 100 à 150 fois le nombre des morceaux de tissus de plante. On peut stocker les semis20 multipliés de la même manière que dans la procédure (A) ci-dessus. Cette procédure convient pour les mousses suivantes: (a) Bryopsida Atrichum, Polytrichum, Barbula, Sphagnum, etc. (b) Hépatiques Plagiochila, Riccia, etc. (J) Protonémas - Semis (1) Stérilisation On sectionne les protonémas en segments d'environ 1 à 10 mm et on les stérilise de la même manière que dans la procédure (A) ci-dessus. (2) Multiplication des protonémas On multiplie les protonémas stérilisés sur un milieu de culture NA-MS à 1/5 (solide), à 20-25 C, pendant 5 à 10 jours, tout en projetant une lumière d'environ 1000 à 3000 lux. (3) Dérivation et multiplication des semis On cultive les protonémas ainsi obtenus dans un milieu de culture ANA-MS à 1/5 (milieu de culture liquide, photo-autotrophe) dans lequel le dioxyde de carbone est enrichi à 1 %, ou dans un milieu de culture NA-MS à 1/5 (liquide) contenant 0,1 à 10 pM d'une10 substance régulant la croissance, à 20-25 C, pendant à 60 jours, tout en agitant à 110-120 tr/min. et en projetant une lumière d'environ 1000 à 3000 lux. En résultat, les protonémas se sont convertis en semis. Après multiplication pendant 6 à 10 semaines, le nombre15 des semis (générateurs de culture) peut atteindre 100 à fois le nombre des protonémas divisés. On peut stocker les semis multipliés de la même manière que dans la procédure (A) ci-dessus. Cette procédure convient pour les mousses suivantes: (a) Bryopsida Ditrichum, Ceratodom, Bartramia, etc. (b) Hépatiques Marchantia, Scapania, Jungermannia, etc. (K) Tiges souterraines -* semis (1) Stérilisation On sectionne les tiges souterraines en segments d'environ 1 à 10 mm et on les stérilise de la même manière que dans la procédure (A) ci-dessus.30 (2) Dérivation et multiplication des semis On cultive les tiges souterraines stérilisées à l'étape (1) ci-dessus dans un milieu de culture ANA-MS à 1/5 (milieu de culture liquide, photo- autotrophe), dans lequel le dioxyde de carbone est enrichi à 1 %, ou dans un milieu de culture NA-MS à 1/5 (liquide) contenant 0,1 à 10 pM d'une substance régulant la croissance, à 20-25 C, pendant 10 à 30 jours, tout en agitant à 110-120 tr/min. et en projetant une lumière 5 d'environ 1000 à 3000 lux. En résultat, les tiges souterraines sont converties en semis. Après multiplication pendant 3 à 4 semaines, le nombre de semis (générateurs de culture) peut atteindre 100 à fois le nombre des tiges souterraines divisées. On peut stocker les semis multipliés de la même manière que dans la procédure (A) ci-dessus. Cette procédure convient pour les mousses suivantes: (a) Bryopsida Rhodobryum, Hylocomium, Climacium, Pleuroziopsis, etc. (L) Rhizoïdes Semis (1) Stérilisation On sectionne les rhizoïdes en segments d'environ 1 à 10 mm et on les stérilise de la même manière que dans la procédure (A) ci-dessus. (2) Dérivation et multiplication des semis On cultive les rhizoïdes stérilisés à l'étape (1) ci-dessus dans un milieu de culture ANA-MS à 1/5 (milieu de culture liquide, photo-autotrophe), dans lequel le dioxyde de carbone est enrichi à 1 %, ou dans un milieu de culture NA-MS à 1/5 (liquide) contenant 0,1 à 10 pM d'une substance régulant la croissance, à -25 C, pendant 10 à 30 jours, tout en agitant à 110- 120 tr/min. et en projetant une lumière d'environ 1000 à 3000 lux. En résultat, les rhizoïdes sont convertis en semis. Après multiplication pendant 3 à 4 semaines, le nombre de semis peut atteindre 100 à 150 fois le nombre des rhizoïdes divisés. On peut stocker les semis multipliés de la même manière que dans la procédure (A) ci-dessus. Cette procédure convient pour les mousses suivantes: (a) Bryopsida Racomitrium, Dicranum, Ptilium, Thudium, etc. (b) Hépatiques Haplomitrium, Bazzania, Marchantia, etc. Bien que les semis de mousses et le procédé de production d'un tapis de mousse dense à partir de ces semis aient été décrits ci-dessus, en citant des exemples spécifiques de mousses convenant pour ces applications, il convient de préciser que la présente15 invention ne s'y limite pas. Dans la présente invention, on peut utiliser de façon appropriée tout autre milieu de culture habituellement utilisé pour la culture pure. On peut aussi réaliser la formation des cals, si besoin est, dans l'objectif de la20 multiplication et du stockage. Par exemple, dans le procédé de culture ne contenant pas d'étape de formation de cals, on peut introduire l'étape de formation de cals. En plus des procédés de culture décrits ci-dessus, on peut utiliser des procédés de25 culture spéciaux. Par exemple, dans le cas de Schistostega, on peut stopper la procédure (D) ci- dessus au stade de la multiplication des protonémas, et on peut de préférence semer les protonémas multipliés comme semis.30 On peut charger les semis obtenus dans chacune des procédures (A) à (K) ci- dessus dans un récipient de culture à nouveau pour produire les semis de la même qualité (clones des mousses), de façon répétée, par culture pure. [B] Production d'un tapis de mousse dense Le procédé de production d'un tapis de mousse dense utilisant les semis selon la présente invention est expliqué ci-dessous. 5 D'abord, on sème les semis obtenus par les procédures ci-dessus sur une nursery. La densité d'ensemencement peut être déterminée selon la densité désirée de la colonie. En général, dans le cas d'un jardin de mousse, les semis sont semés à une densité10 d'environ 5 à 20 par cm2. Dans le cas des semis séchés, aussi, on peut les semer directement sur la nursery ou après immersion dans de l'eau. En outre, dans le cas o on conserve les semis dans un milieu de culture, il faut les laver à l'eau puis les semer. Il n'est pas15 nécessaire d'introduire de l'humidité dans les conditions habituelles, mais lorsque l'atmosphère et la nursery sont sèches, on peut de préférence humidifier la nursery par pulvérisation, etc., de sorte que la nursery devient légèrement humide. 20 La nursery est en général produite à partir de sol de Hyuga, de sol de Kanuma, de vermiculite, de tourbe, de terre végétale, de sable de rivière, etc., seuls ou combinés. En outre, on peut utiliser de la perlite en mousse (nom commercial: Aquasoil, etc.), des polymères25 absorbant l'eau (nom commercial: Sumikagel, etc.), etc. En plus, on peut ajouter une petite quantité de poudre de charbon de bois. Lorsqu'on utilise du sable pour la nursery, on stérilise le sable de préférence par ébullition, cuisson dans un four, etc.30 On peut réaliser l'ensemencement des semis directement sur un endroit de culture finale comme un jardin de mousse, un pot de mousse, etc., mais il est préférable que les semis soient d'abord semés sur une palette de nursery d'environ 10 à 30 cm x 20 à 60 cm, puis transplantés dans l'endroit de culture finale après formation d'une colonie de mousse relativement dense. Autrement, dans le cas d'une culture à grande échelle, on peut semer les semis directement sur un grand endroit de culture, ou on peut utiliser un grand nombre de palettes de nursery pour cultiver les semis de mousse. Après l'ensemencement, on entretient les semis pendant 150 à 240 jours. Par exemple, dans le cas de Racomitrium canescens, il forme une colonie relativement dense 6 mois après l'ensemencement. Pour obtenir une colonie de mousse verte et saine, il est préférable d'entretenir la mousse au soleil et en contact avec l'atmosphère. En revanche, si on utilise15 la mousse dans une application o l'apparence n'est pas un facteur important (par exemple, pour la stérilisation du sol dans les pots de fleurs ou les bonsaïs), on peut entretenir la mousse provenant des semis en plaçant les palettes de nursery dans des20 serres ou des caisses en plastique pour éviter l'influence du vent et de la pluie. Dans ce dernier cas, la mousse devient vert pâle et sensible au changement de l'environnement, bien qu'on puisse la faire pousser sûrement et rapidement.25 Après une croissance suffisante de la mousse, on la transplante dans un endroit de culture finale comme un jardin de mousse, un pot de mousse, etc., et on la garde 10 à 15 jours, de sorte que la colonie de mousse devient stable sur le sol.30 A ce propos, dans le procédé de culture ci-dessus, lorsque la mousse pousse de façon non uniforme pour former une colonie de mousse ayant une densité non uniforme, le tri ou la transplantation de la mousse est nécessaire pour uniformiser la densité de la colonie de mousse. Dans le procédé conventionnel d'ensemencement des mousses, il faut environ 30 à 60 jours pour que les plumules se forment sur les morceaux de mousse semés 5 sur le sol, et il est rare que pratiquement tous les morceaux de mousse aient des plumules. En plus, même si pratiquement tous les morceaux de mousse ont des plumules, la colonie de mousse obtenue n'a pas une densité élevée. Par conséquent, au stade initial de la10 formation de la colonie de mousse, elle est très clairsemée, et il faut attendre que les bourgeons latéraux issus des tiges souterraines et des rhizoïdes se propagent suffisamment pour que la colonie de mousse soit uniformisée. Cela prend habituellement 800 à15 1100 jours. Par exemple, dans le cas de Dicranum scoparium, il faut 900 à 1000 jours. Cela signifie qu'il faut très longtemps pour obtenir une colonie de mousse suffisamment dense par le procédé conventionnel d'ensemencement des mousses.20 Toutefois, dans la présente invention, on fait une culture pure des mousses dans les conditions les plus appropriées pour produire leurs semis à grande échelle, en un temps extrêmement court. Puisque les semis cultivés peuvent germer sûrement, une colonie de mousse25 dense peut se former en un temps nettement réduit, en semant ces semis cultivés sur une nursery. Dans le procédé de culture de la présente invention, il ne faut qu'environ 200 à 300 jours pour achever la croissance de la mousse après l'initiation30 de la culture pure, bien que cette durée puisse varier dans la gamme ci-dessus selon les types de mousses. Par exemple, dans le cas de Dicranum scoparium, il faut environ 210 à 240 jours, ce qui est beaucoup moins long que dans le procédé conventionnel d'ensemencement des mousses. En outre, dans le procédé conventionnel d'ensemencement des mousses, on sème manuellement les feuilles et les tiges divisées des mousses, une à une, 5 sur une nursery. En revanche, puisque les semis de la présente invention sont conservés à l'état sec ou dans un milieu de culture, on peut réaliser l'ensemencement simplement en éparpillant les semis à une densité élevée sur une nursery. Par conséquent, l'opération d'ensemencement est extrêmement aisée et versatile dans la présente invention, ce qui promet un rendement élevé. La présente invention est expliquée en détail par les exemples suivants, sans intention d'y limiter la portée de la présente invention. Exemple 1 On a recueilli les plants de Dicranum scoparium, et seuls les gamétophytes ont été séparés, sectionnés en segments d'environ 5 mm avec des ciseaux et20 stérilisés. Chacun des gamétophytes sectionnés a été cultivé sur un milieu de culture NA-MS à 1/5 (solidifié avec de l'agar à 8 %), à 25 C, tout en projetant une lumière de 2000 lux. Après avoir éliminé les parties infectées par des champignons, etc., on a répété25 l'opération de culture des gamétophytes 5 fois pour obtenir des gamétophytes stérilisés. On a ensuite chargé les gamétophytes stérilisés, avec 1 pM de kinétine (substance régulant la croissance), dans une fiole contenant un milieu de30 culture ANA-MS à 1/5 (liquide), dans lequel le dioxyde de carbone était enrichi à 1 %, et on a placé la fiole dans un agitateur. La culture des gamétophytes a été réalisée à 25 C pendant 7 jours, tout en agitant à 110 tr/min. et en projetant une lumière de 2000 lux, de sorte que les gamétophytes se sont différenciés en semis. On a retiré les semis ainsi cultivés de la fiole, on les a lavés avec le milieu de culture NA-MS à 1/5, puis introduits dans le milieu de culture NA-MS à 1/5 ne contenant pas de substance régulant la croissance, pour continuer la culture des semis dans les mêmes conditions pendant 6 semaines. En résultat, on a obtenu des semis représentant environ 100 fois les10 gamétophytes d'origine sectionnés et stérilisés. Les semis ont été totalement lavés avec de l'eau distillée stérilisée pour enlever complètement le milieu de culture, puis séchés à 30 C tout en insufflant de l'air. Ainsi, on a obtenu les semis de mousses à l'état15 sec. On a semé les semis à une densité d'environ 5 par cm2 sur une palette de nursery de 30 cm x 60 cm x 3 cm remplie de sable sur une épaisseur de 1 cm, puis on les a cultivés au.s1oleil. Au bout de 180 jours, le Dicranum scoparium avait formé une colonie de mousse dense, qui a pu être transplantée dans un endroit de culture finale comme un jardin de mousse. Exemple comparatif 125 On a séparé manuellement une colonie de Dicranum scoparium en tiges individuelles, puis on les a semées sur une nursery à une densité de 30x30 par palette, de la même manière que dans l'exemple 1. Le Dicranum scoparium a poussé extrêmement lentement par rapport à ceux de l'exemple 1, et la colonie de mousse obtenue était encore clairsemée au bout de 180 jours, et n'a pas pu être transplantée dans un endroit de culture finale. Exemple 2 On a recueilli les sporophytes de Pyrrhobryum, et seules les capsules ont été séparées et les coiffes enlevées pour obtenir les spores. On a cultivé les 5 spores sur un milieu de culture NA-MS à 1/5 (solidifié avec de l'agar à 8 %), à 25 C, tout en projetant une lumière de 2000 lux. Après avoir enlevé les parties infectées par des champignons, etc., l'opération de culture des gamétophytes a été répétée 5 fois pour10 obtenir des spores stérilisées. On a ensuite cultivé les spores stérilisées sur un milieu de culture NA-MS à 1/5 (solidifié avec de l'agar à 8 %), à 25 C, pendant 14 jours, tout en projetant une lumière de 2000 lux. En résultat, on a obtenu des protonémas. On a chargé les protonémas, avec 1 pM de kinétine (substance régulant la croissance), dans une fiole contenant un milieu de culture ANA-MS à 1/5 (liquide) dans lequel le dioxyde de carbone était enrichi à 1 %,20 et on a placé la fiole dans un agitateur. La culture des protonémas a été réalisée à 25 C pendant 7 jours tout en agitant à 110 tr/min. et en projetant une lumière de 2000 lux, de sorte que les protonémas se sont différenciés en semis.25 Les semis ainsi cultivés ont été enlevés de la fiole, totalement lavés avec le milieu de culture NA-MS à 1/5, puis introduits dans le milieu de culture NA-MS à 1/5 ne contenant pas de substance régulant la croissance pour continuer la culture des semis dans les mêmes conditions pendant 50 jours. Les semis ont été totalement lavés à l'eau distillée stérilisée pour enlever complètement le milieu de culture, puis séchés à 30 C tout en insufflant l'air. Ainsi, on a obtenu des semis de mousse à l'état sec. On a semé les semis à une densité d'environ 5 par cm2 sur une palette de nursery de 30 cm x 60 cm x 3 cm remplie de sable sur une épaisseur de 1 cm, puis on les a cultivés dans un endroit ouvert. 5 Au bout de 180 jours, le Pyrrhobryum dozyanum a formé une colonie de mousse dense, qui a pu être transplantée dans un endroit de culture finale comme un jardin de mousse. Exemple 310 On a recueilli les sporophytes de Barbula unguiculata, et seules les capsules ont été séparées et stérilisées, les coiffes étant enlevées pour obtenir les spores. Les spores ont été cultivées sur un milieu de culture NA- MS à 1/5 (solidifié avec de l'agar 8 %),15 à 25 C, tout en projetant une lumière de 2000 lux. Après avoir enlevé les parties infectées par des champignons, etc., l'opération de culture des gamétophytes a été répétée 5 fois pour obtenir des spores stérilisées. 20 On a ensuite cultivé les spores stérilisées sur un milieu de culture NA-MS à 1/5 (solide), à 25 C, pendant 14 jours, tout en projetant une lumière de 2000 lux. En résultat, on a obtenu des protonémas. On a cultivé les protonémas sur un milieu de culture AS-MS à 1/5 (solide) dans lequel la concentration de glucose était régulée à 4 % en poids, à 25 C, pendant 50 jours, tout en projetant une lumière de 1500 lux. En résultat, on a obtenu des cals. On a chargé les cals, avec 1 pM de kinétine (substance régulant la croissance) dans une fiole contenant un milieu de culture ANA-MS à 1/5 dans lequel le dioxyde de carbone était enrichi à 1 %, et on a placé la fiole dans un agitateur. La culture des cals a été réalisée à 25 C pendant 50 jours tout en agitant à tr/min. et en projetant une lumière de 2000 lux, de sorte que les cals se sont différenciés en semis. Les semis ainsi cultivés ont été enlevés de la fiole, totalement lavés avec le milieu de culture NA-MS à 1/5, puis introduits dans le milieu de culture NA-MS à 1/5 ne contenant pas de substance régulant la croissance pour continuer la culture des semis dans les mêmes conditions pendant 50 jours. Les semis ont été totalement lavés à l'eau distillée stérilisée pour10 enlever complètement le milieu de culture, puis séchés à 30 C tout en insufflant l'air. Ainsi, on a obtenu des semis de mousse à l'état sec. On a semé les semis à une densité d'environ 5 par cm2 sur une palette de nursery de 30 cm x 60 cm x 3 cm remplie de sable sur une épaisseur de 1 cm, puis on les a cultivés dans un endroit ouvert. Au bout de 180 jours, la Barbula unguiculata a formé une colonie de mousse dense, qui a pu être transplantée dans un endroit de culture finale comme un20 jardin de mousse. Comme cela a été décrit en détail, puisqu'on cultive les tissus des mousses, comme les gamétophytes, les cals, les protonémas, etc., en culture pure dans la présente invention, on peut les multiplier à grande25 échelle dans un réservoir de culture pour produire des semis correspondants à des plumules en peu de temps. On peut semer les semis (générateurs de culture) sur une nursery pour former une colonie de mousse dense. Par cette procédure, on peut aisément obtenir une colonie30 de mousse dense, en une durée nettement réduite par rapport aux procédés conventionnels. Selon le procédé de culture de la présente invention, on peut aussi semer les semis correspondant aux plumules à une densité désirée, de sorte que les opérations manuelles qui sont inévitables dans les procédés conventionnels peuvent être éliminées. Le procédé de la présente invention permet de produire des tapis de mousse dense, de diverses mousses, à une densité élevée, en peu de temps. REVENDICATIONS 1. Semis de mousses obtenu par culture pure de tissus de plante desdites mousses. 2. Semis de mousses selon la revendication 1, dans lequel lesdits tissus de plante sont des morceaux de tissus, des gamétophytes, des cals, des protonémas, des spores, des gemmes, des tiges souterraines ou des rhizoïdes sectionnés. 3. Semis de mousses selon la revendication 1, dans lequel ledit semis est à l'état sec. 4. Semis de mousses selon la revendication 2, dans lequel ledit semis est à l'état sec. 5. Semis de mousses selon la revendication 1, dans lequel ledit semis est conservé dans un milieu de culture. 6. Semis de mousses selon la revendication 2, dans lequel ledit semis est conservé dans un milieu de culture. 7. Procédé de production d'un tapis de mousse dense, comprenant les étapes de (a) mise en culture pure de tissus de plante desdites mousses dans un milieu de culture pour produire les semis de celles-ci, (b) ensemencement desdits semis sur une nursery à une densité de colonie désirée, et (c) entretien desdits25 semis de sorte qu'ils se développent à leur pleine taille.