Brevet FR2704555A1 — publié le 19941104

TISSUS MERISTEMATIQUES ENROBES La présente invention concerne un tissu méristématique comprenant un tissu méristematique et un support solide. On sait que dans les années récentes, on s'est intéressé de plus en plus aux tissus méristématiques, ceux-ci pennettant de mettre à la disposition des utilisateurs des semences artificielIes comportant des caractéristiques générales homogènes et des caractéristiques génétiques particulières bien définies, précises, sophistiquées, déterminées et identifiées, en vue d'obtenir des variétés végétales bien déterminées. On a proposé des systémes d'enrobage divers mais qui ne donnent pas de taux satisfaisant de germination. Un but de la présente invention est de fournir un tissu méristématique enrobé perfectionné, n'ayant pas les inconvénients des tissus méristématiques connus. ll a été maintenant été trouvé que ces buts pouvaient être atteints en tout ou partie grâce aux tissus méristématiques enrobés selon l'invention. L'invention a pour objet un tissu méristématique enrobé, caractérisé en ce qu'il comprend: - un tissu méristématique, sec ou séchable, - un support solide sec ou séchable, - en contact avec le tissu méristématique, le recouvrant partiellement, de sorte que le tissu méristématique reste en contact avec un volume d'air, - capable d'absorber un milieu nutritif, - et ne faisant pas obstacle à la germination. Par "tissu méristématique", on entend, au sens de la présente invention, tout tissu végétal, ou ensemble de cellules végétales, capable, lorsqu'il est mis dans des conditions convenables, de se développer jusqu'à former une plante entière ou partie de plante entière. Sous cette expression on inclut toute sorte de tissus végétaux, notamment: le tissu somatique, l'embryon somatique, le tissu zygotique, le germe, le bourgeon adventice, les pousses, le primordium de tige (connu en anglais sous le nom de shoot primordium), les analogues de protocorm (connus en anglais sous le nom de protocorn like body), le tissu connu en anglais sous le nom de green spot, les cellules germinales et semences naturelles (connues en anglais sous le nom de germ line), les jeunes plants. Les végétaux concernés par l'invention sont de nature les plus diverses et incluent les cultures vivrières telles que le riz, le blé, l'orge, le maïs, le soja; les cultures légumières telles que le céleri, le persil, la salade, le chou-fleur, la carotte, raubergine, la tomate, l'oignon, I'aiI, le gingembre, les fraises, les melons, l'asperge les cultures vivrières et/ou industrielles telles que le colza, la canne à sucre, la betterave à sucre, le tabac; les cultures à but médical telles que la belladone, le ginseng; les cultures ornementales telles que les chrysanthèmes, les glaïeuls, les lys, les orchidées, les amaryllis, les géranium, les begonia, les violettes du Cap, la poinsettia; des arbres ou espèces arborescentes ou arbustes telles que les résineux, les palmiers, les arbres fruitiers, la vigne, les arbres à feuilles caduques, et autres. Le tissu méristématique peut être sec, déhydraté ou sous forme hydratée jusqu'à 100% d'humidité. Comme matériau servant de support pour les tissus méristématiques, on peut citer les matériaux fibreux (tels que la laine, le coton ou la laine de verre ou la laine de roche), les matériaux poreux, les matériaux alvéolaires (tels que les mousses en polymères synthétiques, notamment les polyéthers et les polyuréthanes). PIus particulièrement, on peut citer le sable, l'argile, la vermiculite, les billes de verre, le coton, le papier, le son de céréales, la sciure de bois, la laine, l'acétate de cellulose et autres dérivés de cellulose, auxquels cas le plus souvent, ces matériaux doivent pour être structurés par addition d' au moins un liant et/ou d'épaississant. Ce support, qui généralement donne la forme à l'ensemble, peut être de forme quelconque mais aura de préférence une forme convenable pour une fabrication industrielle et une manipulation facile par l'utilisateur.Elle pourrra par exemple être cubique parallépipédique, cylindrique, semi - cylindrique, sphérique mais d'autres formes ne sont pas exclues. Elle est telle qu'un de ses côtés puisse porter ou enserrer le tissu méristématique; de préférence elle comporte une cavité de volume supérieur à celui du tissu méristématique, laissant ainsi à ce dernier un volume d'air fournissant l'oxygène nécéssaire à la germination ou au développement. Le support peut être sec, déhydraté ou sous fonne hydratée jusqu'à 100% d'humidité. Selon l'invention, le tissu méristématique est inséré dans le support, sans que celui-ci le recouvre complètement, de manière qu'il y soit toujours en contact avec un certain volume d'air. De manière préférée, le tissu méristématique enrobé selon 1' invention comprend en outre, autour du support, au moins une couche de pellicullage le recouvrant partiellement, de sorte que le tissu méristématique reste en contact avec un volume d'air. Par pelliculage au sens de la présente invention on entend une pellicule ne modifiant sensiblement pas la forme du support, d'épaisseur très régulière, généralement comprise entre I et 250 microns, de préférence entre 5 et 100 microns. Cette pellicule est constituée essentiellement d'une substance filmogène ayant par nature des propriétés d'hydrophobie et/ou d'imperméabilité à l'eau liquide et ne faisant pas obstacle à la sortie des racines. Comme substance filmogène on peut citer les polymères synthétiques, polymères naturels, les polymères artificiels, les substances filmogènes non polymèriques. Comme exemples de polymères synthétiques utilisables dans l'invention on peut citer les résines vinyliques, notamment le polyéthylène, le polypropylène, le polystyrène, le polyméthacrylate de méthyle, le polychlorure de vinyle, le polyfluorure de vinylidène, le polyfluorure de vinyle, le polychlorure de vinylidène, le polychlorotrifluoro éthylène, le polytéréphtalate d'éthylène glycol, le polyacétate de vinyle, les copolymères éthylene-esters vinyliques ; les polymères vinyliques à base de formaldéhyde ou butyraldéhyde; les polyesters notamment le polytéréphtaiate d'éthylène glycol; les polycarbonates; les polyamides, notamment le poly(11-aminoundécanamide) ou nylon 1 1; les polyéthers, notamment les polyoxyde de phénylène; le polychloroprène, le polyisoprène, les polyuréthane, le caoutchouc butyl, les silicones, notamment les polymères organopolysiloxaniques. Comme exemples de polymères naturels on peut citer le gutta percha, le caoutchouc naturel. Comme exemple de polymères artificiels on peut citer les dérivés imperméables à l'eau de la cellulose, notamment l'éthylcellulose, l'acétate de cellulose, le propionate de cellulose, la nitrocellulose. Comme exemple de substances filmogènes non polymériques on peut citer les graisses et les cires, notamment l'huile de palme et l'huile de coprah. La réalisation de la pellicule étanche à l'eau à l'extérieur du support du tissu méristématique peut être effectuée par les diverses techniques connues en soi, de préférence par pulvérisation, badigeonnage ou trempage. Cette application peut mettre en oeuvre des solutions, des émulsions ou des suspensions. Outre les divers constituants déjà décrits, les tissus méristématiques selon l'invention peuvent contenir encore divers autres types d'additifs ou d'adjuvants, notamment des produits agrochimiques tels que insecticides, fongicides, bactéricides, des engrais, des oligoéléments, des éléments nutritifs ou des additifs de présentation tels que, charges colorants ou adhésifs. Le tissu méristématique enrobé selon l'invention ainsi décrit présente des propriétés remarquables et améliorées par rapport aux techniques antérieures, à savoir une bonne aptitude à la dessication et qu'il assure non seulement la survie du tissu végétal mais peut redonner (conversion), après réhydratation, à une plante entière avec un rendement remarquable correspondant aux besoins de l'agriculture moderne. L'invention sera mieux comprise à l'aide des figures 1 et 2 annexées données à titre d'ilIustration non limitative. La figure 1 représente un mode de réalisation de tissu méristématique enrobé, de forme, sensiblement cylindrique, dans laquelle un tissu méristématique, ici un embryon somatiquel est disposé dans une -cavité intérieure 2 pratiquée dans un support solide 3, entouré d'une couche externe 4 de pelliculage, et entre le support 2 et la couche de pelliculage 4, se trouve une couche d'enrobage 5, les deux couches 4 et 5 ne couvrant pas le dessus du support; celui-ci est une portion cylindrique de filtre en cellulose. La figure 2 représente une coupe transversale d'un autre mode de réalisation de tissu méristématique enrobé selon l'invention, de forme sensiblement sphérique, ayant les mêmes constituants qu'à la figure 1, si ce n'est que la cavité 2 ne pas débouche vers l'extérieur. L'invention a également pour objet un procédé d'obtention du tissu méristématique enrobé selon I' invention, dans Iequel on cultive une suspension cellulaire végétale jusqu'au stade embryonnaire créant un tissu méristématique, caractérisé en ce que on fixe le tissu méristématique à un support solide sec ou séchable, capable d'absorber un milieu nutritif et permettant sa germination, de sorte que le support le recouvre partiellement et que le tissu méristématique reste en contact avec un volume d'air. Dans un première étape, en soi connue, on produit des tissus mérismatiques selon un méthode en soi connue de production de masse, par exemple selon F.Molle et al, Synseeds, Ch 15, p. 257-287, par embryogénèse, éventuellement récolte et maturation sur un milieu contenant du sucrose, soit un milieu solide gélosé à une température d'environ 4"C, soit un milieu liquide à une température de 20-25 C. Si la récolte des embryons n'a pas encore été faite elle peut l'être à ce moment. Les tissus mérismatiques sont peuvent être ensuite soumis à une dessication dans une enceinte déssèchante, de manière à obtenir des tissus ayant une teneur en eau faible, de préférence inférieure à 0,40 g par gramme de poids sec. Le tissu méristématique ainsi obtenu est disposé, fixé, éventuellement inséré, avant ou après pelliculage et/ou enrobage sur une face d'un support tel que défini ci-dessus, de préférence en un point central ou dans une cavité ménagée dans celle ci, de manière qu'il y ait un volume d'air au voisinage du tissu méristématique. De préférence, afin d'assurer une étanchéité vis à vis du milieu de culture extérieur, le support portant éventueIlement le tissu méristématique est recouvert d'abord d'une couche d'enrobage à base de matériaux tels que I'argile, avantageusement avec un liant et/ou un épaississant, qui, après séchage, forme une sorte de coque, dont le rôle est d'éviter que les polymères en solution, utilisées pour le pelliculage ne pénètrent au coeur du support, bouchant ainsi ce dernier et freinant, voire inhibant, le développement de la germination. On applique ensuite une solution aqueuse à base d'un polymère filmogène qui par séchage donne une couche de pelliculage. Pour leur emploi dans la pratique, par semis ou mise en culture quelconque, les tissus méristématiques enrobés selon l'invention, s'ils sont dans un état déshydraté, peuvent être soumis à une réhydratation progressive. Le contrôle de la capacité à la dessication des tissus mérismatiques ainsi que celui de la qualité de germination permettent de montrer les excellentes qualités des produits selon l'invention, à savoir leur excellente aptitude à la dessication et et de conservation avec maintien de leurs capacités de germination L'invention sera mieux comprise à l'aide des exemples de réalisation donnés à titre d'illustration non limitative. EXEMPLE 1: préparation des embrvons somatiques: Le matériel végétal est issu d'une "lignée" mâle stérile de carotte (souche C4). Les graines, fournies par la société Tézier, sont mises à germer aseptiquement. Les hypocotyles sont découpés et placés sur milieu MS(Murnshige et Skoog)H+, de composition indiquée au tableau 1 ci-après, caractérisé par la présence d'une auxine, I'acide 2,4 dichlorophénoxyacétique, en vue d'obtenir des cals. Les cals sont ensuite placés en milieu liquide MSH+ afin d'obtenir une suspension cellulaire indifférenciée. La suspension cellulaire est entretenue sur milieu MSH+ dans des Erlenmeyers de 250 ml contenant 100 ml de milieu. Le repiquage de la suspension s'effectue tous les 12 jours par filtration sur toile à bluter de 50 de vide de maille (Scrynel; Suisse). La fraction retenue par le filtre est pesée et mise en suspension dans des Erlenmeyers à raison de 1 g de biomasse pour 100 ml de milieu. Cette étape peut être effectuée dans des Erlenmeyers de 250 ml contenant 100 ml de milieu MSH+ (phase d'entretien) ou dans des Erlenmeyers de 1 litre contenant 500 ml de milieu (phase de multiplication).La suspension est maintenue en chambre de culture à 25 C sous une photopériode de 16 h de jour et 8 h de nuit et une intensité lumineuse de 15 RE.m~2.s~1. Elle est maintenue en agitation à 100 tours.min-1 sur agitateur orbital (agitateur Biobloc scientific 74403). MACRO-ELEMENTS (mM) MSH+ MSH He O,4M HE 44mM NH4NO3 20,6 20,6 KNO3 18,8 18,8 CaC12,2H2O 3,0 3,0 0,5 0,5 MgS04, 7H20 1,5 1,5 10,1 10,1 KH2P04 1,25 1,25 KCl 10,0 10,0 NaNO3 7,0 7,0 NaP04H2, 7H20 0,5 0,5 MICROELEMENTS (mM) KI 5,0 5,0 5,0 5,0 H3BO3 100,0 100,0 100,0 100,0 MnS04, 4H20 100,0 100,0 100,0 100,0 ZnSOQ 7H2O 30,0 30,0 30,0 30,0 Na2MoO412H2O 1,0 1,0 1,0 1,0 CuS04, 7H20 0,1 0,1 0,1 0,1 CoCl2, 6H20 0,1 0,1 0,1 0,1 NaEDTA 100,0 100,0 100,0 100,0 FeS04, 7H20 100,0 100,0 100,0 100,0 VITAMINES (mM) thiamine 14,8 14,8 acide nicotinique 40,6 40,6 adénine 10,8 10,8 saccharose (M) 0,06 0,06 0,4 0,044 2,4 D (M) 10-7 gelrite (g) 6,0 6,0 PH | 5,8 | 5,8 | 5,6 5,6 Tableau 1: composition des milieux de culture (MSH+/MSH ), de prétraitement (ne 0,4M) et de germination (He 44mM).(He désigne le milieu de Heller). Pour obtenir des embryons, après 12 jours de culture sur milieu MSH+, la suspension cellulaire est filtrée une première fois sur toile à bluter de 100 de vide de maille. Le filtrat est repris et passé sur une toile à bluter de 60 Cr de vide de maille. La fraction retenue par le filtre est rincée avec du milieu MSH , de composition indiquée au tableau 1 ci-après, caractérisé par l'absence d'auxine puis reprise dans 45 mi de milieu MSH", et centrifugée 5 minutes à 300 g (centrifugeuse Jouan C312). Le surnageant est ensuite prélevé et les amas cellulaires repris à nouveau dans 45 ml de MSH neuf. Deux autres centrifugations successives sont ainsi réalisées. On préIève ensuite 1 ml de suspension constituée du culot cellulaire repris dans 10 ml de MSH" que l'on centrifuge 5 min à 900 g ce qui permet d'évaluer Ia quantité de tissus dans un millilitre de suspension. Le matériel cellulaire est ensuite mis en suspension: - soit dans du milieu MSH , dans des Erienmeyers de 1 litre contenant 500 ml de milieu, sur agitateur orbital tournant à 100 tours.min-1, lumière et photopériode identiques aux conditions précédentes; - soit dans du milieu MSH contenant 0,02% de charbon actif(CA) (Merck), dans des Erlenmeyers de 500 mI contenant 250 ml de milieu, sur agitateur orbital tournant à 75 tours.min1, à l'obscurité. La densité d'inoculation est de 1 g de biomasse par litre. Le matériel cellulaire est maintenu dans les conditions d'entretien de la suspension pendant les 12 jours nécessaires à l'obtention des embryons. La récolte des embryons s'effectue après 12 jours de culture sur milieu MSH . La suspension d'embryons est filtrée sur toile à bluter de 400 CL de vide de maille (Scrynel). La fraction retenue par le filtre est séparée du filtre par rinçage avec du milieu MSH et déposée dans une boite de Petri de 9 cm de diamètre (Plastiques Gosselin; France; réf BP 90). Les embryons dont la taille est comprise entre 500 et 1500 R sont prélevés à la pipette Pasteur sous la loupe binoculaire. EXEMPLE 2: enrobage et pelliculaze a) Des supports, de volume unitaire d'environ 0,5cm3, constitués par des morceaux de filtre en acétate de cellulose, de poids unitaire inférieur à 200mg, sont trempés dans le mélange de revêtement constitué de gélifiant (Carraghénane type I 0,5% et CaC12 50 mM), d'un épaississant (Natrosol HHR250:1,5%) et d'une charge d'argile(Argirec B22: 20%). On obtient 100ml de ce revêtement par solubilisation de 0,5g de Carraghénane type I dans de l'eau chaude, puis addition à la solution de 1,5 g de Natrosol HHR 250 et 730 mg de CaC12,2H2O à chaud et addition à la solution de 25 g d'Argirec, sous forte agitation obtenue à l'aide d'un mélangeur Waring blendor. Les filtres cellulosiques sont ensuite mis à sécher. On introduit, avec l'aide d'une pipette ou d'une pince, un embryon dans chacun des enrobages et par la partie de leur surface laissée libre. b) On prépare une composition contenant respectivement 5% de gélatine, 10% de charge d'argile (Argirec B22, 1% d'un épaississant (Natrosol)) dans de l'eau distillée ou dans du milieu de culture. On soumet la solution chaude à une forte agitation pour former des bulles d'air, qui sont stabilisées par la présence de l'épaissant. On dépose, sur un support non adhérant, cette composition par aération sous forme de gouttes à une température où la gélatine n'est pas encore gélifiée(30 à 35"C). La gélatine, en se refroidissant, fige la structure bulleuse. On renverse la structure hémisphérique ainsi obtenue sur sa face convexe et on dépose l'embryon sur la face plane de la demi-sphère. Eventuellement on peut enfin coller une seconde demi-sphère sur la première en humectant les surfaces de contact. On applique ensuite, sur une partie des embryons enrobés, une ou deux couches d'un pelliculage externe sous forme d'une solution de chlorure de polyvinyle(3,33%), d'acétate de polyvinyle(3,33%) et de bentone SD1(3,33%) dans du tétrahydrofuranne. Une seconde formulation contenant 5% de chacun des mêmes constituants est ensuite également appliquée. Pour être sûr de travailler en conditions stériles, on soumet, avant sa fixation sur le support, l'enrobage à un passage en autoclave, soit avant soit entre les deux pelliculages. Ce traitement assure en outre l'étanchéification complète des enrobages. EXEMPLE 3: Dessiccation Le prétraitement conférant aux embryons l'aptitude à la dessiccation peut être effectué sur milieu gélosé. Dans ce cas, les embryons sont placés par lots de 25 sur papiers filtres (Whatman 1820025, Maidstone, Angletelae) et déposés dans des boites de Petri de 6 cm de diamètre (Caric; France) contenant du milieu de Heller 0,4M (composition cf tableau 1) additionnés de 6 g/l de Phytagel (Sygma). Les boites sont scellées avec du film alimentaire "Scell'o'frais" puis mises en chambre froide 7 jours à 4"C, à l'obscurité. Le prétraitement peut être effectué en milieu liquide à température ambiante. Le milieu MSH" de la phase embryogène est substitué par du milieu He 0,4M liquide. La suspension est ainsi mise en agitation à 100 tours.min1, à 4"C (4 jours) ou 25"C (3 jours), à l'obscurité. Les embryons ayant subit le prétraitement sont ensuite placés dans des enceintes(dessiccateurs) où l'humidité relative est maintenue à 45% par une solution sursaturée de carbonate de potassium (Merck). La solution est constitué par un mélange de 40g de sels pour 16 ml d'eau. Les papiers filtres portant les embryons sont placés dans des boites de Petri vides de 6 cm de diamètre. Les boites sont ensuite mises en dessiccateurs. Les dessiccateurs sont scellés par un film alimentaire "Scell'o'frais" puis placés à l'obscurité pendant des temps variables( de 15 à 50 jours) à 4"C, de manière que la teneur en eau finale des embryons soit inférieure à 0,40 g par gramme de poids sec. EXEMPLE 4: Germination Les embryons sont mis en germination par transfert du papier filtre les portant sur milieu de Heller 44 mM(composition cf tableau 1), en boites de Petri de 6 cm de diamètre, au sortir du traitement préalable à la dessiccation ou après différentes dates de dessiccation. Les boites sont placées en chambre de culture à 25"C, sous une photopériode de 16 heures de jour et 8 heures de nuit et un éclairement de 55 pLE.m-2.s1. Les jeunes plantes atteignant une taille d'environ 1 cm sont transierrées en boites Plancton (Flow laboratories; USA) sur milieu de Heller 44 mM à raison de 30 jeunes plantes par boite. Dans tous les exemples suivants, les observations sont établies à partir des paramètres suivants: Les taux de survie et de germination des embryons placés sur milieu de Heller 44 mM sont mesurés quelques jours après leur transfert et définis comme suit: -Taux de survie: nombre d'embryons présentant une évolution soit au niveau de la racine ou de l'apex rapporté au nombre total d'embryons. - Taux de germination: nombre d'embryons présentant un apex chlorophyllien et une racine rapporté au nombre total d'embryons. Le taux de conversion est évalué deux mois environ après le passage en boites Plancton. n est défini par: -Taux de conversion : nombre d'embryons présentant la première paire de feuilles vraies rapporté au nombre total d'embryons. 4A) "Embryons + enrobages sans dessiccation": Les embryons sont obtenus comme à l'exemple 1 (la sur milieu MSH" et les enrobages et pelliculages comme à l'exemple 2a); 4B) "Embryons désséchés + enrobage" Les embryons sont obtenus comme à l'exemple 1( sur milieu MSHO) puis desséchés comme à l'exemple 3; les enrobages et pelliculages sont obtenus comme à l'exemple 2; 4C) "Embryons enrobés désséchés" Les embryons sont obtenus comme à l'exemple 1 (sur milieu MSHO), puis enrobés comme à l'exemple 2a), Les embryons enrobés sont desséchés comme à Vexemple 3. Les résultats relatifs aux embryons obtenus aux exemples 4A) à C) figurent dans le tableau 2 ci-après avec comparaison des taux respectifs de survie, de germination, de conversion et le cas échéant le taux de sortie des racines de l'enrobage, par rapport aux embryons nus, cultivés sur milieu sans charbon actif, non déshydratés (E.N. 1) et déhydratés(E.N.2). EXEMPLE Taux de Taux de Taux de Taux de sortie N" survie germination conversion des racines EN 1 98 98 77 EN 2 86 86 70 4A 95 95 45 65 4B 100 100 95 95 4C 100 85 70 Ces résultats font apparaître clairement que: : 1) les embryons enrobés non désséchés(4A) présentent un excellent taux de survie et de germination; 2) les embryons enrobés désséchés(4C) présentent un excellent taux de survie et de germination avec un taux de conversion satisfaisant; 3) les embryons désséchés puis enrobés (4B) présentent non seulement un excellent taux de survie et de germination mais aussi un excellent taux de conversion et un taux de sortie des racines comparable au taux de conversion, ce qui prouve rexcellente aptitude à la levée des tissus méristématiques enrobés selon l'invention. REVENDICATIONS 1) Tissu méristématique enrobé, caractérisé en ce qu'il comprend: - un tissu méristématique, sec ou séchable, - un support solide sec ou séchable, - en contact avec le tissu méristématique, le recouvrant partiellement, de sorte que le tissu méristématique reste en contact avec un volume d'air, - capable d'absorber un milieu nutritif, - et ne faisant pas obstacle à la germination. 2) Tissu méristématique enrobé selon la revendication 1, caractérisé en ce que le tissu méristématique est sec. 3) Tissu méristématique enrobé selon la revendication 1, caractérisé en ce que le tissu méristématique est séchable ou hydraté. 4) Tissu méristématique enrobé selon I' une des revendications 1 à 3, caractérisé en ce que le support solide est sec. 5) Tissu méristématique enrobé selon 1' une des revendications 1 à 3, caractérisé en ce que le support solide est séchable ou hydraté. 6) Tissu méristématique enrobé selon 1' une des revendications 1 à 3, caractérisé en ce que le tissu méristématique est inséré dans un support solide fibreux. 7) Tissu méristématique enrobé selon la revendication 6, caractérisé en ce que le support solide fibreux est un filtre en cellulose. 8) Tissu méristématique enrobé selon l'une des revendications 1 à 7, caractérisé en ce que le support solide comprend un liant. 9) Tissu méristématique enrobé selon l'une des revendications 1 à 8, caractérisé en ce que le support solide comprend un épaississant. 10) Tissu méristématique enrobé selon l'une des revendications 1 à 9, caractérisé en ce qu'il comprend en outre, autour du support, au moins une couche de pellicullage le recouvrant partiellement, de sorte que le tissu méristématique reste en contact avec un volume d'air. 11) Tissu méristématique enrobé selon la revendication 10, caractérisé en ce que, entre le support et la couche de pelliculage, se trouve une couche intermédiaire d'enrobage. 12) Tissu méristématique enrobé selon la revendication 10, caractérisé en ce que l'enrobage comprend un liant. 13) Tissu méristématique enrobé selon la revendication 10, caractérisé en ce que l'enrobage comprend un épaissant. 14) Procédé de fabrication d'un tissu méristématique enrobé selon l'une des revendications 1 à 13, dans lequel on cultive une suspension cellulaire végétale jusqu'au stade embryonnaire créant un tissu méristématique, caractérisé en ce que on fixe le tissu méristématique à un support solide sec ou séchable, capable d'absorber un milieu nutritif et ne faisant pas obstacle à la germination, de sorte que le support le recouvre partiellement et que le tissu méristématique reste en contact avec un volume d'air. 15) Procédé selon la revendication 14, caractérisé en ce que, avant ou après la mise en place du tissu méristématique, on dépose sur le support au moins une couche de pelliculage le recouvrant partiellement, de sorte que le tissu méristématique, une fois fixé sur le support reste en contact avec un volume d'air. 16) Procédé selon l'une des revendications 14 et 15, caractérisé en ce que, avant ou après la mise en place du support, le tissu méristématique est désséché. 17)Utilisation d'un tissu méristématique selon l'une des revendications 1 à 7, par semis ou mise en culture.