Brevet FR2644346A1 — publié le 19900921

Vaccins contre les bactéries septicémiques, préparations d'antigènes de bactéries septicémiques, nouvelles bactéries et vecteurs pour la préparation de ces antigènes ou vaccins. La présente invention a trait à des bactéries appar- tenant aux genres incluant des bactéries bathogènes et exprimant en grandes quantités des protéines antigéniques de la membrane externe régulées par le fer. Elle concerne également les procédés pour la production de ces bactéries. Elle concerne encore des vaccins anti-bactéries septicémiques contenant à titre de principe actif des bactéries exprimant en grandes quantités des protéines antigéniques de la membrane externe régulées par le fer, ou des fragments de ces bactéries ou des antigènes exprimés par ces bactéries. Elle concerne également d'autres vecteurs bactériens, viraux, ou autres, permettant d'exprimer ces protéines antigéniques, ainsi que des vaccins contenant ces protéines à titre de principe actif. Elle concerne également des vaccins vivants recom- binants, notamment bactériens ou viraux, exprimant ces protéines antigéniques dans l'organisme vacciné. On sait qu'à l'exception de certains lactobacilles, le fer est un nutriment nécessaire à toutes les formes vivantes, y compris les bactéries. Celles-ci ont besoin de fer pour pouvoir se multiplier dans la cellule hôte. L'aptitude de la bactérie à se multiplier in vivo constitue un facteur essentiel de la virulence. Bien que le fer soit présent en grandes quantités dans l'organisme humain, la bactérie ne dispose pour se multi- plier que d'une quantité très restreinte de fer libre. La très grande majorité du fer d'un hôte animal est, en effet, intracellulaire (sous forme de ferritine, d'hémosidérine ou d'hème) et donc difficilement accessible. La faible quantité de fer présente dans les liquides cor- porels n'existe que sous forme _de complexes extremement stables, constitués principalement avec deux glycoprotéines chélatrices du fer: la transferrine dans le plasma et la lactoferrine dans les secrétions. L'existence de ces glycoprotéines qui lient le fer avec force, mais de façon réversible, est nécessaire pour permettre son utilisation par les cellules, tout en empêchant sa précipitation sous forme d'hydroxyde ferrique. Le plasma contient des complexes de fer sous forme d'haptoglobine-hème, de céruloplasmine, de ferritine, de lactoferrine et de transferrine. La majeure partie du fer est véhiculée par les transferrines. On distingue trois classes majeures de transferrine: la transferrine sérique, la lactoferrine et l'ovotransferrine. La transferrine fixe environ 95 % du fer plasmatique et son taux de saturation est seulement d'environ 35 % chez un individu sain. La lactoferrine a un très faible taux de saturation en fer et elle conservé ses propriétés chélatrices dans une large gamme de pH; sa présence dans toutes les sécrétions de l'organisme, c'est-à-dire au niveau des sites potentiels d'invasion microbienne, impose une plus grande restriction en fer à ces endroits qu'ailleurs dans l'organisme. La complexation du fer aux glycoprotéines a pour conséquence de ne laisser subsister qu'une très faible con- centration de fer ferrique libre (10-19M), qui est tout à fait insuffisante pour permettre la croissance normale des bactéries. Afin d'acquérir le fer dont elles ont besoin pour se multiplier chez l'hôte, les bactéries disposent d'un certain nombre de moyens. Certains microorganismes semblent pouvoir obtenir leur fer par un mécanisme impliquant une interaction directe entre la surface cellulaire bactérienne et les protéines liant le fer chez l'hôte. Ce mode d'acquisition direct ne concerne toutefois qu'un nombre très limité d'espèces. La plupart des bactéries, qu'elles soient pathogènes ou non, combattent l'indisponibilité du fer, chez l'hôte ou dans certains environnements aérobies, en produisant des composés chélateurs du fer appelés sidérophores. Les sidérophores sont constitués par des molécules de faible poids moléculaire qui forment des complexes spécifiques et de très grande affinité avec l'ion ferrique. Leur biosynthèse est régulée par le fer et leur fonction est d'approvisionner la cellule bactérienne en fer. Ces sidérophores possèdent une affinité extrêmement élevée pour l'ion ferrique (leur constante d'association est d'environ 1030 M-1) qui leur permet de déplacer le fer associé aux protéines de l'hôte ou de solubiliser le fer ferrique précipité sous forme d'hydroxyde. La plupart des sidérophores jusqu'ici identifiés appar- tiennent à deux classes chimiques: les phénolates- catécholates (dérivés de l'acide 2,3 dihydroxybenzoique) et les hydroxamates (dérivés de l'acide hydroxamique). Le plus connu des sidérophores de la classe des phénolates est l'entérobactine excrétée par les bactéries des genres Escherichia, Klebsiella, Salmonella et Shigella. L'entérobactine est constituée d'un trimère cyclique de la 2,3 dihydroxyN-benzoyl-L-sérine et est le composé chimique qui possède la plus haute affinité connue pour l'ion fer- rique (Ka = 1052M-1). Plusieurs espèces entériques synthétisent un autre sidérophore hydroxamate, l'aérobactine. Ce sidérophore est, en particulier, produit par des souches septicémiques ou invasives d'Escherichia coli comportant un plasmide de type Col V, de Salmonella typhymurium et de Shigella. Cette biosynthèse des sidérophores par les bactéries est associée à la production de protéines au niveau de la membrane externe dont certaines servent de récepteurs aux sidérophores ainsi que de mécanismes qui permettent le tran- sport et le relargage du fer à l'intérieur de la bactérie. Ces protéines formées dans la membrane externe, souvent désignées par le terme "IROMP" pour Iron Regulated Outer Membran Protein (protéine de membrane externe régulée par le fer), ont pour caractéristique commune d'avoir une taille comprise entre 70 kDa et 90 kDa et d'ère synthétisées aussi bien in vitro en milieu restreint en fer qu'in vivo au cours de l'infection. Les protéines de la membrane externe, récepteurs de sidérophores, constituent donc le deuxième élément des systèmes dits de haute affinitié pour l'acquisition bactérienne du fer (le premier élément étant constitué par les sidérophores). A côté de ces systèmes de haute affinité, de nombreuses bactéries disposent de systèmes de transport de basse affinité qui leur permettent d'utiliser les formes polymérisées d'hydroxyde ferrique. Les mécanismes d'assimilation du fer ont été particulièrement étudiés chez Escherichia coli qui est le microorganisme le mieux connu sur le plan génétique. Le système endogène de haute affinité de transport du fer chez E. coli utilise le sidérophore, entérobactine. L'entérobactine est synthétisée et excrétée dans le milieu lorsque E. coli est placée dans un environnement restreint en fer. Les complexes d'entérobactine ferrique sont alors captés au niveau de la membrane externe (protéine Fep A de 81 kDa) et transportés vers le cytoplasme. Une fois inter- nalisé, le fer est libéré par hydrolyse de l'entérobactine ferrique, puis réduit en fer ferreux. Le système entérobactine de E. coli comprend au moins treize gènes. Sept gènes (ent) sont impliqués dans la biosynthèse du sidérophore et cinq gènes (fep) codent pour des protéines de transport. En plus du système entérobactine, les souches septicémiques d'E. coli excrètent et transportent un sidérophore hydroxamate, l'aérobactine. Il a été découvert en 1979 par P.H. WILLIAMS (37) que certains plasmides de type Col V portaient les gènes du sidérophore aérobactine et de son récepteur situé dans la membrane externe et appelé protéine Iut A (protéine de 74 kDa). Bien que l'aérobactine ait une constante d'association avec l'ion ferrique inférieure à celle de l'entérobactine, elle est néanmoins douée de propriétés structurales qui aug- mentent sa capacité à récupérer le fer lié à la transferrine ou à la lactoferrine. Depuis sa mise en évidence en 1979 par P.H. WILLIAMS, de très nombreuses études ont montré que le système de transport du fer par l'aérobactine jouait un rôle déterminant dans la virulence des souches pathogènes d'E. coli et de nombreuses autres bactéries (GRIFFITH et al (13)). La présence du sidérophore aérobactine favorise fortement la virulence des souches pathogènes. Si l'aérobactine est un chélateur moins puissant que l'entérobactine, il est par contre actif dans des conditions d'environnement beaucoup plus variées (l'entérobactine est très sensible à l'oxydation et aux variations de pH). L'aérobactine assure donc à la bactérie un degré d'adaptation plus grand. Par ailleurs, l'aérobactine stimule mieux la croissance bactérienne et elle semble être excrétée beaucoup plus rapidement que l'entérobactine, probablement par suite d'une induction génétique préférentielle, lorsque E. coli est cultivée en présence d'un chélateur. La bactérie acquiert, avec l'opéron aérobactine, un système de transport du fer extrêmement performant avec un nombre minimum de gènes supplémentaires, quatre gènes seule- ment pour la synthèse de l'aérobactine qui est un petit sidérophore simple, et un gène codant pour le récepteur de la membrane externe. Les autres gènes nécessaires au transport des hydroxamates sont, en effet, constitutivement présents chez toutes les Escherichia coli. L'expression de tous les gènes -codant pour les protéines de membrane, récepteurs de sidérophores, et les sidérophores correspondants, est régulée par une seule protéine, Fur, qui agit comme un répresseur lorsque le fer est disponible en quantité suffisante. Cette régulation centrale est surimposée à une régulation individuelle qui module l'expression de chaque système selon les conditions d'environnement. Les connaissances récemment acquises sur les systèmes d'acquisition du fer par les. bactéries ont permis l'exploration de nouvelles voies de lutte contre les bactéries pathogènes. Il a été proposé de synthétiser des analogues de sidérophores qui soient toxiques pour la bactérie et puissent leurrer les systèmes de transport du fer pour entrer dans la cellule bactérienne. Mais ces chélateurs synthétiques ont une affinité pour le fer (III) moins élevée que les sidérophores naturels, et sont incapables de déplacer le fer des transferrines. ROGERS a suggéré la formation de complexes entre l'aérobactine et des ions métalliques trivalents pour les utiliser comme antimétabolites vis-à- vis du complexe naturel entérobactine-Fe3+. Seuls les complexes formés avec le scan- dium (SC 3+) t'indium (In 3+ prsentent une certaine dium (SC3 et l'indium (in) présentent une certaine activité antibactérienne (ROGERS et al (26); ROGERS (27)). Il a été également proposé d'adsorber les sidérophores de type phénolate qui sont des molécules aromatiques sur certaines protéines sériques, qui jouent alors le rôle de molécule porteuse, permettant l'induction d'anticorps spécifiques dirigés contre le sidérophore. C'est ainsi que BYERS (5) décrit un vaccin contre le sidérophore phénolate produit par Aeromonas hydrophila (bactérie responsable de septicémie chez l'homme et chez le poisson), qui a été expérimenté chez les poissons. Le sidérophore a été couplé de façon covalente à l'albumine humaine ou à l'albumine bovine. Des poissons immunisés avec ces préparations produisent des anticorps qui réagissent contre le sidérophore. Il n'est, toutefois, pas précisé si les anticorps formés sont aptes à neutraliser le sidérophore. On a pensé, également, empêcher le captage des sidérophores par les bactéries par des anticorps qui seraient spécifiquement dirigés contre les récepteurs de sidérophores. BOLIN et al (4) rapportent les résultats d'une étude qui fait état d'une certaine immunisation passive avec des anticorps dirigés contre les protéines de la membrane externe régulées par le fer protège des dindons d'une septicémie par Escherichia coli. Toutes les tentatives entreprises en vue de la mise au point d'un vaccin efficace ont, toutefois, jusqu'ici échoué, devant les difficultés à pouvoir faire exprimer par une bactérie les protéines de membrane régulées par le fer à un niveau suffisant dans la culture bactérienne. La présente invention permet de surmonter cette diffi- culté, en proposant l'utilisation dans un vaccin, à titre de principe actif, de bactéries exprimant en grandes quantités des protéines de membrane régulées par le fer et plus particulièrement, les récepteurs de sidérophores à un niveau suffisant pour induire la formation d'anticorps qui empêchent la reconnaissance spécifique des sidérophores par leurs récepteurs. Un des buts de l'invention est de fournir des bactéries exprimant des protéines de la membrane externe régulées par le fer (IROMPs), utilisables comme antigènes protecteurs. Un autre but de l'invention est de proposer la synthèse des protéines de la membrane externe régulées par le fer de bactéries septicémiques par recombinaison génétique. Un autre but de l'invention est de fournir en grande quantité les IROMPs et notamment les protéines Iut A et Fep A, récepteurs des sidérophores, aérobactine et entérobactine chez Escherichia coli et d'autres famillesr par synthèse de ces protéines par recombinaison génétique. Un autre but encore de l'invention est de fournir des vaccins qui contiennent, à titre de principe actif, des bactéries ou des fragments de ces bactéries qui présentent dans leur membrane externe de grandes quantités d'IROMPS et notamment des protéines lut A et Fep A, obtenues par recom- binaison génétique ou par d'autres procédés. Un autre but encore de l'invention est de fournir des vaccins qui contiennent, à titre de principe actif, des IROMPs, par exemple des protéines Iut A et/ou Fep A ou des préparations d'antigènes incorporant ces protéines. La présente invention concerne donc des bactéries exprimant des protéines de la membrane externe régulées par le fer et dont certaines sont des récepteurs de sidérophores, utilisables dans une préparation vaccinale. Les bactéries conformes à l'invention sont caractérisées en ce qu'elles expriment des quantités accrues de ces protéines de la ' membrane externe, et plus particulièrement des récepteurs de transferrines et notam- ment des récepteurs de sidérophores, pour induire, lorsque ces protéines sont utilisées dans un vaccin, la formation d'anticorps empêchant la fonction de reconnaissance spécifique par les récepteurs, et arrêtant par là même l'alimentation en fer de la bactérie pathogène. Les bactéries utilisées sont, de préférence, des entérobactéries et on préfère qu'elles excrètent des sidérophores entérobactine et/ou aérobactine. Les bactéries sont choisies, de préférence, dans le groupe constitué par Escherichia coli, Klebsiella, Sal- monella thyphimurium, Shigella. Les bactéries excrètent, de préférence, ensemble les sidérophores aérobactine et entérobactine. Conformément à l'invention et, selon un premier mode de réalisation, les bactéries sont obtenues par culture de souches existantes dans la nature ou disponibles dans les laboratoires ou collections dans un milieu minimum dans lequel la disponibilité du fer est réduite à un niveau per- mettant une expression accrue satisfaisante des protéines de membrane. La culture est effectuée, de préférence, en présence d'un chélateurs de fer (III) fort, tel que l'ovotransferrine ou la lactoferrine, chélateurs qui présentent l'avantage d'établir une restriction en fer ayant les mêmes caractéristiques que celle qui existe in vivo. On peut utiliser, comme milieu minimum, celui qui a été décrit par exemple par SIMON et TESSMAN (30). Ce mode de réalisation reste, toutefois, d'une mise en oeuvre délicate, car il faut, avec les chélateurs du fer généralement utilisés, réduire suffisamment la teneur en fer dans le milieu de culture, pour obtenir une expression suf- fisante des protéines de la membrane externe. Il reste souvent de faibles quantités de fer qui empêchent l'expression des protéines de membrane (fer provenant, par exemple, du fermenteur ou des tuyauteries qui sont, en général, en acier inoxydable). On est, alors, obligé d'avoir recours à des procédés relativement compliqués, pour abaisser la teneur en fer à un niveau qui permette l'expression des protéines de la membrane externe des bactéries, et dont la mise en oeuvre est coûteuse. Selon un second mode de réalisation de l'invention, qui est aussi le mode de réalisation préféré, les bactéries exprimant, en grandes quantités, les protéines de la mem- brane externe, récepteurs de sidérophores, sont tranformées par des plasmides recombinants. La synthèse des protéines de la membrane externe, récepteurs de sidérophores ou de transferrine, par recom- binaison génétique, présente, en effet, de nombreux avan- tages: - elle permet d'avoir une expression importante de ces protéines, indépendamment de la concentration. en fer du milieu de culture, - elle permet d'étudier les réactions immunitaires directement dirigées contre ces protéines, en excluant tout autre constituant de la souche d'origine, - elle est la solution la plus économique pour exprimer des protéines de membrane dans un environnement o le fer est toujours présent (fermenteurs, tuyauteries et équipe- ments divers en acier inoxydable). Si le demandeur s'est plus particulièrement intéressé à la synthèse des protéines Iut A et Fep A, récepteurs des sidérophores aérobactine et entérobactine chez E coli, on comprendra que les techniques de recombinaison génétique décrites ci-après, s'appliqueront par analogie à la synthèse des protéines de membrane (IROMPs), récepteurs des sidérophores, (aérobactine et entérobactine) ou de transfer- rines, de bactéries pathogènes autres que E. coli. L'invention concerne donc aussi la préparation des protéines Iut A et/ou Fep A d'E. coli par recombinaison génétique. La protéine Iut A peut être synthétisée par un procédé qui consiste, notamment: - à isoler le plasmide ou le chromosome de souches d'E. coli de Salmonelles, Shigelles ou Klebsielles pathogènes qui porte l'opéron aérobactine, - à séparer du plasmide ou chromosome un fragment qui contient le gène iut A, - à liguer ledit fragment avec un vecteur de clonage, - à insérer les clones ayant intégré le gène iut A dans un vecteur d'expression (par exemple le plasmide GTI 001), - et à exprimer la protéine IutA par culture des clones. La protéine Fep A est obtenue: - en isolant d'un plasmide (par exemple le plasmide pMS 101 construit par LAIRD et YOUNG (19)) ou d'un chromosome bactérien, E. coli, Salmonelles ou Klebsielles un fragment portant le gène fep A, - en clonant ledit fragment dans un vecteur de clonage, - en insérant le gène fep A dans un vecteur d'expression, de préférence, dans le vecteur utilisé pour l'expression de la protéine Iut A (plasmide GTI 001), - et en faisant exprimer la protéine Fep A par culture des clones. Les vecteurs d'expression des protéines Iut A et/ou Fep A peuvent être des bactéries et on préférera utiliser E. coli dont les systèmes d'expression sont les mieux connus. On peut cependant également utiliser d'autres vecteurs, notamment viraux ou constitués de levures, dont les con- structions peuvent être mises en oeuvre par l'homme de l'art. Les clones bactériens exprimant les protéines Iut A et/ou Fep A peuvent être multipliés, dans un milieu approprié, à une température suffisamment basse pour empêcher ou limiter l'expression, en général inférieure & 32'C. L'expresion est ensuite induite par élévation de la température, par exemple à 42'C pendant environ 4 heures, pour induire l'expression des gènes iut A et fep A. On obtient ainsi des bactéries qui intègrent les protéines Iut A et Fep A ainsi que leurs précurseurs proIut A et proFep A, se présentant sous la forme d'inclusions cytoplasmiques de grande taille. Ces bactéries utilisées, dans un vaccin, à titre de principe actif, induisent la formation d'anticorps dirigés contre les protéines Iut A et Fep A qui empêchent la reconnaissance par ces protéines de leurs sidérophores respectifs aérobactine et entérobactine, réduisant fortement par là même, l'alimentation en fer de la bactérie et blo- quant sa multiplication- L'invention concerne donc également des vaccins qui contiennent, à titre de principe actif, des bactéries recom- binantes exprimant des protéines de la membrane externe régulées par le fer. Elle a plus particulièrement pour objet des vaccins qui contiennent, à titre de principe actif, des bactéries recom- binantes ou des fragments de ces bactéries, notamment des fragments de membranes qui, intègrent des protéines Iut A et/ou Fep A et/ou leurs précurseurs proIut A et/ou proFep A, ou encore les protéines Iut A et/ou Fep A et/ou leurs précurseurs, par exemple extraits du cytoplasme ou de la membrane externe des bactéries recombinantes. Dans un autre mode de mise en oeuvre, l'invention a pour objet des vaccins qui contiennent, à titre de principe actif, des bactéries homologues des bactéries septicémiques, ou des fragments de ces bactéries, cultivées dans un milieu à restriction de fer, et qui intègrent, en quantités accrues, des protéines lut A et/ou Fep A et/ou encore les protéines Iut A et/ou Fep A et/ou convenablement extraites. L'invention sera mieux comprise à la lecture de la description qui suit, se référant aux figures ci-annexées sur lesquelles: la figure 1 représente le profil protéique obtenu par électrophorèse d'un clone exprimant la protéine Iut A, la figure 2 représente le profil protéique obtenu par électrophorèse d'un clone exprimant la protéine Fep A. Les abréviations utilisées dans la suite du texte ont les significations qui suivent: Ampr ampicilline-résistant Clo cloacine-sensible dATP désoxy-adénosine triphosphate EDTA acide éthylènediamine-tetraacetique Ent entérobactine E.O.P.S. exempt d'organismes pathogènes spécifiques IPTG isopropyl-p-thiogalactopyranoside kpb kilopaire de bases LB luria broth OMP protéine extra-membranaire (outer membrane protein) PAGE électrophorèse en gel de polyacrylamide pb paire de bases PBS tampon phosphate (phosphate buffered saline) SDS sodium dodecyl sulfate ST Simon et Tessman TEMED N,N,N',N'-tétraméthylène diamine Tris tris-hydroxy-aminométhyl-méthane tetr tétracycline-résistant MATERIELS ET METHODES I. MATERIELS 1. Souches On a rassemblé dans le tableau I les souches utilisées. Les souches pathogènes mises en oeuvre sont des souches de septicémies chez des veaux ou des poulets et proviennent de la souchothèque RHONE-MERIEUX. Les souches hôtes utilisées pour le clonage, le séquençage et l'expression dérivent toutes de Escherichia çcoli K 12 On peut, sans difficultés, remplacer ces souches, par d'autres souches septicémiques sauvages ou des souches de laboratoire 2. Plasmides L'origine et les caractéristiques des plasmides utilisés pour le clonage et l'expression sont présentées dans le tableau II. 3. Milieux Milieu minimum de SIMON et TESSMAN (30). Sa composition est la suivante: NaCl 5,8 g KCl 3,7 g CaCl2, 2H20 0,15 g MgCl2, 6H20 0,10 g NH4C1 1,10 g Na2SO4 0,142 g KH2PO4 0,272 g Tris 11,20 g H20 qsp 1000 ml pH 7r4 L'unique source de carbone est constituée par du suc- cinate de sodium ajouté à la concentration finale de 10 g/l. Pour établir une restriction en fer dans ce milieu, on a ajouté de l'ovotransferrine (SIGMA) à la concentration finale de- 250 pg/ml (Des concentrations supérieures à 500 pg/ml sont possibles). Le milieu témoin riche en fer est obtenu par addition de FeCl3, 6H20 (MERCK) à la concentration finale de 4OpM. Milieu minimum M9 MANIATIS (29) Na2HPO4 6,0 g KH2PO4 3,0 g NaCl 0,5 g NH4Ci 1,0 g H20 qsp 1000 ml pH 7,4 on ajoute à ce milieu de base: Mg 504 1M 2 ml/1000 ml glucose 20 % 10 ml/1000 ml CaC12 1M 0,1 ml/1000 ml Milieu riche LB (MANIATIS et al., (23)) Bactotryptone 10 g Extrait de levure 5 g NaCl 5 g H20 qsp 1000 ml pH 7,4 - Milieu riche BTS (BIO MERIEUX) Biotryptase 17 g Biosoyase 3 g NaCl 5 g K2HPO4 2,5 g glucose 2,5 g H20 qsp 1000 ml pH 7,3 - Milieu riche BHI (Coeur-cervelle BIO MERIEUX) Infusion de cervelle de veau 200 g Infusion de coeur de boeuf 250 g Biogelytone 10 g NaCl 5 g Na2HP04 2,5g glucose 2,0 g H20 qsp 1000 ml pH 7,4 Milieu riche "M9 SP" pour l'expression milieu: SP (Tryptone 3,2 %; Extrait de levure 2 %) 100 ml M9 (6,6 X concentré) filtré sur filtre de 0, 22 pir] 15 ml (Millipore) 1,5 ml Mg S04100 mM 1,5 ml FeCl3 0,1 mM 1,5 ml Vitamine B1 (solution à 5 %) 1,5 ml Les milieux solides ont la même composition que les milieux liquides correspondants et contiennent 12 g d'agar par litre de milieu. Les antibiotiques sont utilisés dans les milieux solides et liquides aux concentrations finales suivantes: Ampicilline 25 pg/ml Tétracycline 12,5 pg/ml L'isopropyl-b -D-thiogalactopyranoside (IPTG) est ajouté, selon les cas, à une concentration finale allant de 0,05 mM à 0,4 mM. La stérilisation des milieux liquides et solides est effectuée par autoclavage à 120'C pendant 20 minutes. Les solutions d'antibiotiques, de vitamine B1, de suc- cinate de sodium, de M9 6,6 X, de MgSO4, de FeCl3, d'IPTG et d'ovotransferrine sont réalisées sous forme de solutions stocks concentrées, et stérilisées par filtration sur filtre de porosité 0,22 pm (Millipore). Après stérilisation, les milieux de culture sont conservés à température ambiante. Les solutions stocks d'antibiotiques, d'IPTG et d'ovotransferrine sont conservées à -20'C. Les autres solutions sont gardées à + 4'C. II METHODES 1. Cultures bactériennes A l'exception des clones abritant les constructions réalisées dans le vecteur d'expression pGTI 001, qui sont cultivés à + 30'C, toutes les cultures sont effectuées à + 37'C, sous agitation, pendant 18 heures. Lorsque cela est nécessaire, la croissance bactérienne est estimée par la mesure de la turbidité de la suspension à 600 nm, à l'aide d'un spectrophotomètre BECKMAN DU 40. Les cultures sont habituellement réalisées sous un volume de 2 ml après ensemencement avec une colonie. Les cultures sous un plus grand volume (20 ml à 1000 ml) sont réalisées par ensemencement au 1/100ème avec une préculture en phase stationnaire. 2. Sensibilité vis-à-vis des bactérocines Les productions de cloacine DF 13 et de colicine B sont réalisées respectivement avec les souches Enterobacter cloacae DF 13 et Escherichia coli 1300 selon la méthode décrite par DE GRAAF (DE GRAAF et al (8) et (9)). Ces souches sont cultivées à + 37'C, en milieu BHI, jusqu'à ce que ladensité optique atteigne 0,5 (1 cm, 600 nm). On ajoute alors au milieu de culture de la mitomycine C, de façon à avoir une concentration finale de 1 pg/ml, ce qui permet l'induction de la synthèse des bactériocines. La culture est continuée pendant 6 heures, à + 37'C, jusqu'à la phase de lyse. Les corps bactériens sont centrifugés (8000 g, 30 mn, + 4'C) et le surnageant est récolté. On additionne alors lentement, à + 4'C, du sulfate d'ammonium jusqu'à ce que la concentration atteigne 365 g/l. Le surnageant est repris en tampon phosphate 0,05 M pH 7,0 et dialysé contre plusieurs bains successifs de ce tam- pon. Le dialysat est filtré sur 0,22 um (Millipore) et con- servé à - 20'C. Environ 109 bactéries du clone étudié sont étalées sur une gélose LB contenant l'antibiotique de sélection approprié. Lorsque le liquide du dépôt a été complètement absorbé, on dépose au centre de la boite de Petri 75 pl de la solution de bactériocine. Lorsque cette goutte a elle- même séché, la boîte de Petri est placée à l'étuve (+ 30'C ou + 37C selon les cas) pendant 18 heures. Les clones qui présentent une inhibition de croissance au niveau du dépôt ont acquis la sensibilité à la bactériocine. Les clones résistants à l'action toxique des bactériocines présentent au contraire un tapis bactérien uniforme. 3. Préparation d'antisérums dirigés contre les protéines de la membrane externe régulées par le fer Le protocole utilisé reproduit celui qui a été décrit par BOLIN et JENSEN (4). Les protéines de la membrane externe régulées par le fer sont séparées par électrophorèse préparative sur gel de polyacrylamide, en présence de dodécyl sulfate de sodium. Après coloration des gels, la bande contenant l'IROMP devant servir à l'immunisation est découpée, puis broyée en présence d'eau distillée, par passages successifs à travers des aiguilles de diamètre de plus en plus faible. Ce broyat est injecté à des lapins E.O.P.S. de souche White New Zealand, provenant de l'élevage de la société RhÈne-Mérieux, selon le protocole présenté dans le tableau III. Pour éliminer les anticorps dirigés contre les autres protéines de la membrane externe, les lipopolysaccharides et les autres antigènes de Escherichia coli, les sérums récoltés chez les lapins immunisés sont adsorbés avec une * souche d'Escherichia coli n'exprimant pas d'IROMPs. A chaque ml de sérum, on ajoute environ 1010 corps bactériens inactivés par la chaleur pendant 30 mn à 100'C, et on incube le mélange à + 37'C pendant 1 heure. Apres centrifugation, le sérum surnageant est récupéré et filtré sur filtre de porosité 0,22 pm (Millipore). Il est conservé à - 20'C. 5. Extraction des protéines de la membrane externe. La technique utilisée pour extraire les protéines de la membrane externe dérive des techniques décrites par VAN TIEL-MENKVELD et al. (36) et par FISS et al. (12) Après centrifugation, le culot bactérien est remis en suspension dans du tampon Tris/HCI 0,2M pH 8,0 de façon à obtenir une densité optique d'environ 10. Les cellules bactériennes sont alors éclatées par sonication en faisant agir les ultrasons 3 fois 3 minutes en maintenant la suspen- sion bactérienne sur un bain glace-éthanol. Les débris cellulaires et les bactéries intactes sont éliminées par centrifugation à 5000 g pendant 20 mn, à + 4'C. Les membranes bactériennes en suspension dans le sur- nageant sont récupérées par ultracentrifugation à 110 000 g pendant 60 minutes à + 4'C. Le culot membranaire est repris par 5 mi du tampon d'extraction décrit par SCHNAITMAN (29): Triton X-100 2 %; MgCl2 10 mM; Tris/HCI 50 mM pH 8,0. On incube 30 minutes, à température ambiante, en agi- tant toutes les 5 minutes. Au cours de l'incubation, les protéines de la membrane cytoplasmique sont préférentiellement solubilisées par le Triton X-100. Les membranes externes sont récupérées par une nouvelle ultra- centrifugation (110 000 g, 60 mn, + 4'C). Le culot obtenu est lavé 3 fois en eau distillée, resuspendu finalement dans 1 ml d'eau distillée et congelé à - 20C pour conservation. 6. Dosage des protéines. La concentration protéique des extraits membranaires est mesurée par une méthode colorimétrique dérivée de celle publiée par LOWRY et al. (20). A 0,5 ml de la solution protéique à doser, sont ajoutés 2,5 ml de la solution suivante: Solution de CuSO4 à 1 % 1 ml Solution de tartrate de sodium à 2 % 1 ml Solution de carbonate de sodium à 2% en NaOH 0,1N qsp Après incubation de 10 minutes à température ambiante, on ajoute 0,25 ml de réactif de Folin (Merck) à 50 %. On incube 30 minutes, à température ambiante, et on mesure la densité optique de la coloration bleue, qui s'est développée, à 779 nm. On détermine la concentration protéique des échantil- lons à l'aide d'une gamme étalon préparée avec de l'albumine sérique de boeuf. La densité optique est proportionnelle à la concentra- tion protéique dans l'intervalle de 5 à 200 pm/ml. 7. Technique d'analyse de la composition protéique des membranes externes: électrophorèse sur gel de polyacrylamide en conditions dénaturantes. Les gels de polyacrylamide sont préparés selon les caractéristiques décrites par LUGTENBERG et al. (21). Le gel d'alignement a la composition suivante: acrylamide-bisacrylamide (30/0,8 p/p) 5 %; Tris/HCl mM pH 6,8; SDS 3,5 mM; persulfate d'ammonium 44 mM. TEMED 8mM. Le gel de séparation a la même composition que le gel d'alignement, sauf pour la concentration en acrylamide/bisacrylamide (8 ou 10 %) et en tampon Tris/HC1 380 mM pH 8,8. Le tampon de migration utilisé a la composition suivante: glycine 14,4 g Tris. 3,0 g SDS 1,0 g H20 qsp 1000 ml pH 8,3. Les extraits à analyser ou à purifier par électrophorèse sont dilués dans un volume au moins égal du tampon de dissociation suivant: Tris/HCl 100 mM pH 6,8; glycérol 20 %; SDS 70 mM, p-mercapto-éthanol 100 mM; Bleu de bromophénol 75 pM. Les extraits ainsi dilués sont chauffés à 100'C pendant minutes. Pour l'analyse de la composition protéique de la mem- brane externe, on dépose 30 à 50 gg de protéines par puits. Pour les électrophorèses préparatives, on dépose jusqu'à 2 mg de protéines dans le puits préparatif unique. La migration s'effectue à + 14' C pendant 5 heures à V ou 14 heures à 60 V (Appareil LKB à gel vertical). Pour augmenter la résolution des protéines de la membrane externe régulées par le fer, certaines électrophorèses ont été réalisées sous une tension de 100 V pendant 16 heures. A la fin de l'électrophorèse, les protéines sont fixées et colorées pendant 30 minutes à température ambiante par du bleu de Coomassie 1,2 mM dans un mélange méthanol/acide acétique/eau (50: 10: 50 v/v/v). Le colorant non fixé est éliminé par plusieurs bains successifs de méthanol/acide acétique/eau (40: 15: 145 v/v/v) à 37'C. Une fois décoloré, le gel est photographié, puis séché. Les profils protéiques des membranes externes de chaque souche peuvent être ensuite analysés par densitométrie (Densitomètre laser LKB ULTROSCAN). 8. Détection et analyse des anticorps anti-IROMPs La présence d'anticorps spécifiques anti-IROMPs est recherchée par la technique ELISA en microplaques (ENGVALL et PERLMANN (10); COULTON (7)). Les antigènes couplés à la phase solide sont des fractions très enrichies en protéine proFep A ou en protéine proIut A. La révélation des anticorps anti-IROMPs se fait au moyen d'un conjugué anti IgG de lapin (ou anti IgG de poulet) couplé à la peroxydase (Nordic). Le substrat employé est l'orthophénylènediamine. La lecture des densités optiques s'effectue à 492 nm. - Technique du "Western-blotting" (ou "immunobuvard- age") Les protéines séparées par électrophorèse en gel de polycrylamide en présence de SDS sont transférées sur mem- brane de polyvinylidène fluorure (PVDF 0,45 pm Millipore) selon la technique décrite par TOWBIN et al. (34). Le transfert est réalisé sous 24 V pendant 1 heure avec un appareil BIOLYON en utilisant les tampons anodique et cathodique suivants: Tampon anodique Tampon cathodique Tris 0,3- g Tris 0,3 g glycine 1,44 g glycine 1,44 g Méthanol 100 ml SDS 0,1 g H20 qsp 500 ml H20 qsp 500 ml Après transfert, la membrane de PVDF est saturée pen- dant une heure à + 37C en tampon PBS contenant 1 % de lait écrémé. La membrane est ensuite découpée en bandes correspon- dant aux pistes d'électrophorèse. Les sérums à étudier sont dilués dans du tampon PBS contenant 1 % de lait écrémé, puis mis en contact avec les bandes de membrane (4 ml de sérum dilué par bande). Après incubation d'1 heure à + 37' C sous agitation douce, on effectue 3 lavages de 20 mn en tampon PBS con- tenant 2 % de lait écrémé, à température ambiante. Un conjugué anti-Ig G couplé à la peroxydase, dilué au 1/1000ème en PBS contenant 1 % de lait écrémé, est ajouté à raison de 3 ml par bande. Après incubation d'1 heure à + 37C sous agitation douce, on effectue 3 lavages de 20 mn, à température ambl- ante, en tampon PBS. On ajoute alors le substrat diaminobenzidine dilué à 0,1 % en eau physiologique pH 7,15 additionné extemporanément de 0,1 % H202 30 volumes. Des bandes de couleur marron apparaissent alors (en 5 à 20 mn) au niveau des protéines reconnues par les anticorps présents dans le sérum étudié. La membrane est ensuite lavée en eau distillée et séchée. 9. Technique de préparation de l'ADN plasmidique Les grands plasmides abrités par les souches pathogènes sont extraits selon la technique publiée par KADO et al. (16). Les plasmides obtenus au cours des différentes étapes du clonage, du sous-clonage, et des constructions dans le vecteur d'expression sont extraits selon la technique de BIRNBOIM (BIRNBOIM et DOLY) (3). L'ADN plasmidique obtenu après les extractions préparatives réalisées avec l'une ou l'autre technique est purifié sur gradient de chlorure de césium (MANIATIS et al. (23)). Une fois purifiés, les plasmides sont repris en tampon Tris 10 mM; EDTA lmM pH 8,0, de façon à avoir une concen- tration finale de 1 gg d'ADN/l, et congelés à -20'C pour conservation. 10. Méthodes d'analyse et de modification de l'ADN Toutes les techniques employées pour le clonage, la digestion de l'ADN, l'analyse des fragments de restriction en gel d'agarose, la modification des extrémités des frag- ments de restriction, l'hybridation par sonde radioactive après transfert de l'ADN sur membrane de nitrocellulose, sont celles décrites par MANIATIS (MANIATIS et al. (23)). L'ADN a été séquencé et les oligonucléotides synthétisés selon des méthodes particulières. 11. Séquençage de l'ADN Les gènes à séquencer sont sous-clonés dans les vec- teurs M13 mp 18 et mp 19 (YANISCH-PERRON et al. (38)) et séquences selon la technique de terminaison de chaîne par les didésoxynucléotides (SANGER et al. (28)). Le marquage des différentes chaînes est effectué avec du 35S dATP (AMERSHAM). Le séquençage proprement dit est réalisé en utilisant les réactifs et les enzymes de kits de séquençage Amersham et Sequenase (USB). Les électrophorèses en gel de polyacrylamide en présence d'urée sont effectuées sur un appareil Sequi-Gen (BioRad). Le traitement des données de séquence est réalisé à l'aide du logiciel Microgénie (Beckman). 12. Synthèse des oligonucléotides Les différents oligonucléotides nécessaires aux con- structions dans les vecteurs d'expression ou aux mutagénèses sont synthétisés selon la technique des cyano-éthyl- phosphoramidites sur un appareil Applied Systems 381-A. Ces oligonucléotides sont utilisés directement après déprotection et précipitation à l'éthanol. 13. Technique de mutaqénèse diriqée La mutagénèse est réalisée selon la technique décrite par ECKSTEIN (TAYLOR et al. (33); NAKAMAYE et ECKSTEIN (24)) au moyen du kit de mutagénèse dirigée commercialisé par la société Amersham. RESULTATS 1. ISOLEMENT ET ANALYSE DES GENES iut A La présence de l'opéron aerobactine a été recherchée sur les plasmides portés par les souches 15393, 15972 et 16003. Après avoir été purifiés sur gradient de chlorure de césium, ces plasmides ont été digérés par les enzymes de restriction Bam HI, Hind III, Pvu et Sal I (Boehringer). Les différents fragments de restriction de chaque plasmide ont été séparés sur gel d'agarose à 0,8 % et transférés sur une membrane de nitrocellulose selon la technique du "Southern blot" (SOUTHERN (31)). Ces fragments ont été ensuite hybridés avec deux sondes radioactives (marquées au 32p par déplacement de coupure) préparées à partir de fragments de restriction du plasmide pABN1 portant l'opéron aérobactine de pCol V-K30, (BINDEREIF et NEILANDS (2)). Il a été trouvé que le gène codant pour le récepteur IutA se trouve chez tous les plasmides sur un fragment de restriction Bam HI-Bam HI de 6,6 kb. Ces résultats confirment les travaux des auteurs qui ont sous-cloné ce gène à partir d'un fragment équivalent de pCol V-K30 (KRONE et al. (17)). - Clonage des fragments d'ADN plasmidique portant le gène iut A Les plasmides des souches 15393, 15972 et 16003 ont été digérés par l'enzyme de restriction Bam HI. Après électrophorèse en gel d'agarose à 0,8 %, la bande de gel contenant le fragment de taille 6,6 kb de chaque plasmide a été découpée et l'ADN a été électroélué. Les trois fragments Bam HI-Bam HI 6,6 kb ont été ligués séparément dans le vecteur paT 153 digéré par Bam HI. Les trois mélanges de ligation ont servi à transformer des bactéries HB 101 compétentes (Tableau IV). L'ADN des clones ampicilline résistants, tétracycline sensibles a été extrait (par la technique de BIRNBOIM et DOLY) et digéré par Bam HI pour vérifier la taille de l'insert. Les clones ayant intégré le fragment de 6, 6 kb ont été sélectionnés sur la base de leur sensibilité à la cloacine DF 13. O Pour chaque plasmide de départ, un clone sensible à la cloacine a été retenu pour les analyses et les constructions ultérieures. Il s'agit des clones: Souche 15393 clone HB 101 p 5-15 Souche 15972 clone HB 101 p P-13 Souche 16003 clone HB 101 p 4-18 4 - Analyse des clones Etude de l'expression du récepteur Iut A Le fait d'avoir pu sélectionner les clones recherchés au moyen d'un test de sensibilité à la cloacine montre qu'il y a une expression du récepteur à la cloacine et à i'aérobactine. L'expression du gène iut A porté par le fragment Bam HI-Bam HI 6,6 kb est probablement sous la dépendance d'un promoteur faible situé sur ce fragment (KRONE et al. (17)) et non dépendante de la concentration en fer comme l'est le promoteur principal de l'opéron aérobactine. En effet, la sensibilité à la cloacine est mise en évidence par culture sur gélose LBampicilline riche en fer. Pour étudier le niveau d'expression du récepteur Iut A, les différents clones ont été cultivés en milieu LB- ampicilline (pendant une nuit à + 37'C) en présence ou non d'ovotransferrine (500 pg/ml). Les protéines de la membrane externe des trois clones ont été extraites et analysées sur gel de polyacrylamide en présence de SDS. Quelles qu'aient été les conditions de culture, il n'a pas été possible d'observer l'expression d'une protéine surnuméraire de 76 kDa chez les clones sensibles à la cloacine. - Cartes de restriction L'ADN plasmidique des clones 4-18, 5-15 et P-13 a été extrait en grande quantité et purifié sur gradient de chlorure de césium. Les cartes de restriction des trois fragments Bam HI- Bam HI 6,6 kb clonés ont été établies avec les enzymes Bgl II, Bst E II, Cla I, Eco RI, Kpn I, Pst I, Pvu II et Sma I. Ces trois cartes sont rigoureusement identiques entre elles et correspondent à la carte de restriction du fragment Bam HI-Bam HI 6,6 kb de l'opéron aérobactine de p ColV-K30 déduite des cartes publiées par BINDEREIF et NEILANDS (1,2) et KRONE et collaborateurs (17). Ces quatre cartes sont présentées sur le Tableau V. - Séquençage des gènes iut A Lors de la comparaison des cartes de restriction des trois fragments Bam HI-Bam HI 6,6 kb avec la carte de res- triction déduite de la séquence du gène iut A (KRONE et al. (18)), il est apparu que le gène iut A était entièrement localisé sur un fragment de restriction Bst E II-Bst E II de 3,2 kb (Tableau VI). Ce fragment a été isolé par éle-troélution, religué sur lui-mème avec la ligase de phage T4 (Boehringer) et digéré avec plusieurs systèmes d'enzymes de restriction. Les différents fragments ainsi obtenus (taille de 150 à 600 pb) ont été isolés par Geneclean (Bio 101) et sous-clonés dans les vecteurs M13 mp 18 et mp 19 digérés au préalable avec les enzymes appropriées. La séquence de chaque sous-clone a ensuite été déterminée selon la technique de SANGER en utilisant les kits de séquençage Amersham et Sequenase (USB). Seul le fragment Bst E II-Bst E II 3,2 kb du clone P-13 a été séquencé en totalité. Les deux autres gènes iut A ont été séquences entre le site Bgl II (1) et le site Eco RV (2396). La région Bst E II-Bgl II du clone P-13 a été comparée avec la séquence du gène iuc D située juste en amont de iut A (HERRERO et al. (14)) et la région Pvu II-Bst E II de ce clone a été comparée avec la séquence de l'élément IS1 (OHTSUBO et OHTSUBO (25)). Ces comparaisons ainsi que les comparaisons des séquences des trois gènes iut A avec la séquence du gène iut A de pColV-K30 sont présentées sur la Tableau VII. L'analyse de ces quatre séquences a révélé que le gène iut A était extrêmement conservé au niveau moléculaire. A une ou deux bases près, les trois gènes iut A isolés de souches E. coli d'origine animale sont identiques entre eux. Les différences observées vis-à-vis de la séquence publiée par KRONE et al. (18) sont minimes. Les trois gènes iut A étudiés ont 99,77 % d'homologie avec le gène iut A de pColV-K30. Les régions o des différences ont été constatées sont présentées sur le Tableau VIII. (Les chiffres renvoient à la position des bases dans les séquences présentées sur le Tableau VII). Deux régions importantes sont strictement conservées: la séquence codant pour le peptide signal et la séquence consensus ("Boite Ton B") typique des récepteurs protéiques de la membrane externe dont la fonction dépend de Ton B. Il a été mis en évidence, chez chacun des trois gènes séquences, ].'existence de quatre insertions par rapport au gène iut A de ColV-K30. Ces insertions provoquent des changements limités du cadre de lecture. La structure pri- maire des protéines Iut A codées par les plasmides isolés des souches utilisées est de ce fait un peu plus grande (+ 8 acides aminés) que celle de la protéine Iut A de p ColV-K30. La séquence des gènes iut A isolés des souches utilisées code pour un polypeptide de 733 acides aminés comprenant un peptide signal de 25 acides aminés identique à celui du polypeptide Iut A de la souche ColV- K30. La masse calculée de la protéine mature est de 78097 daltons, ce qui est légèrement différent de la taille observée sur gel (76 kDa). Les changements dans la structure primaire ne sont cependant pas assez importants pour modifier la structure secondaire et le profil d'hydrophilicité. 2. EXPRESSION DES GENES iut A ET fep A CLONES - Caractéristiques du vecteur utilisé Le vecteur d'expression employé est le plasmide GTI 001 construit par le laboratoire de génie génétique de l'Institut Mérieux. Les gènes qu'il porte et sa carte de restriction sont présentés dans le Tableau IX. L'origine de réplication de ce plasmide est sous le contrôle du promoteur tac, ce qui permet de maîtriser le nombre de copies en cultivant les bactéries dans un milieu contenant une concentration plus ou moins grande d'IPTG (Inducteur du gène lac i). Le gène à exprimer est placé sous le contrôle du pro- moteur fort "Pr" du phage CI 857 (dont le répresseur est thermosensible). L'ATG du gène à exprimer est remplacé par l'ATG du gène cro. Cet ATG est créé par une digestion par- tielle Bam HI de p GTI 001, suivie d'une digestion par la ungc. Bean nucléase afin d'obtenir une extrémité ATG à bout Le gène à exprimer est alors inséré en phase (à partir du codon N' 2) entre l'extrémité ATG à bout franc et le site XhoI. Un signal de terminaison de la transcription, placé juste en aval de ce site XhoI, évite la formatior. d'ARNs messagers trop longs. D'autres plasmides de ce genre susceptibles d'exprimer le gène iut A (ou Fep A), sont faciles à obtenir ou à con- struire et l'on connait de tels plasmides dans lesquels le gène à exprimer est contrôlé par un promoteur dont le represseur est thermosensible. - Construction du vecteur d'expression du gène iut A Les gènes iut A isolés des souches 15972 et 16003 ont été clones avec leur séquence signal au niveau du site d'expression Bam HI (899) de p GTI 001. Pour obtenir une extrémité 5' à bout franc commençant au deuxième acide aminé de la séquence signal (en l'occurrence la méthionine), un oligonucléotide de synthèse double brin a été utilisé-pour remplacer la région comprise entre l'ATG d'initiation et le site Acc I unique situé en 5' de la séquence codante. La séquence de cet oligonucléotide est présentée sur le Tableau X. Les deux brins complémentaires de cet oligonucléotide ont été synthétisés et la forme double brin a été obtenue par chauffage à 90'C en tampon NaCl 50 mM, Tris 10 mM, MgC! mM pH 7,5, d'un mélange équimolaire des deux simples brins et refroidissement lent à température ambiante. La stratégie suivie pour insérer le gène iut A de la souche 15972 (clone p P-13) est présentée sur le Tableau XI. Le rendement n'ayant pas été très satisfaisant, une stratégie modifiée a été adoptée pour la mise en phase du gène iut A de la souche 16003. Cette nouvelle stratégie a fait appel à un sous-clonage de la région Eco RI-Eco RI de la construction intermédiaire (Etape 4, Tableau XII) dans le vecteur pSB 118. Ce vecteur est un dérivé pUC 18. Il possède un "polylinker" encadré par deux sites Eco RI. Le sous-clonage du fragment Eco RI-Eco RI dans ce vecteur a donc permis de réaliser la mise en phase du gène iut A en évitant les digestions partielles (Tableau XII). Les cartes de restriction des plasmides d'expression GTI P-2 (gène jut A de la souche 15972) et GTI B-5 (gène iut A de la souche 16003) ainsi obtenus sont présentées sur le Tableau XIII. Les clones obtenus après nouvelle ligation avec l'oligonucléotide "iut" double brin ont été sélectionnés sur la base de la conservation du site Acc I du gène iut A et de la disparition du site Bam HI de p GTI 001. Tous les clones présentant ce profil de restriction ont été ensuite contrôlés au niveau de l'expression de la protéine Iut A. - Contrôle de l'expression d'Iut A Contrôle qualitatif Les clones sélectionnés ont été cultivés en milieu M9 SP tétracycline en présence d'IPTG 0,4 mM à 32'C (début d'induction). La sensibilité de ces clones vis-à-vis de la cloacine a été recherchée par la technique décrite précédemment. 2 clones sur 25 ont été positifs pour les constructions GTI-iut 15972 3 clones sur 6 ont été positifs pour les constructions GTI-iut 16003 Les clones sensibles à la cloacine sont cultivés dans ml de milieu M9 SP tétracycline contenant de l'IPTG 0,4 mM. La culture est faite à la température de 30'C jusqu'à ce que la densité optique atteigne la valeur de 1. L'induction de l'expression du gène iut A est alors réalisée en continuant la culture pendant 4 heures à + 42'C. Les bactéries sont centrifugées et leurs protéines totales sont analysées par électrophorèse en gel de polyacrylamide-SDS. Ceci permet d'apprécier directement l'importance de la pro- duction de la protéine Iut A (figure 1). L'analyse des protéines du clone CMK 603 GTI P-2 a révélé que la protéine Iut A et son précurseur représentaient, après induc- tion, 25 % des protéines totales de la bactérie. La protéine Iut A seule représente 30 % des protéines de la membrane externe. - Construction du vecteur d'expression du gène fep A Caractéristiques du clone initial p MS 101 Suivant les résultats de CODERRE et EARHART (6) qui indiquaient que le gène fep A était situé sur un fragment Bami HI-Bam HI de 6,3 kb du plasmide pMS 101 construit par LAIRD et YOUNG (19), ce fragment a été sous-cloné dans le vecteur pBR 322 digéré par Bam HI. La carte de restriction du plasmide obtenu (F-1) s'est révélée semblable à celle du plasmide pITS 1 (FLEMING et al. (11)) (Tableau XIV). La publication de la séquence de fep A (LUNDRIGAN et KADNER) (22) a permis de situer précisément ce gène sur le fragment de restriction Ssp I-Stu I 2530 pb du plasmide F-1. La stratégie suivante a été utilisée pour insérer le gène fep A dans p GTI 001. Une mutagénèse dirigée a été réalisée en région 5' ter- minale de la région codante pour transformer la séquence: ' ATGAACAAG 3' en un site de restriction Hpa I MET ASN LYS G T T A A C A A G Ce site est coupé en bouts francs de la façon suivante GTT AA C. Cela permet une ligation directe du gène fep A avec l'extrémité ATG créée dans p GTI 001. La mutagénèse a été effectuée selon la technique d'ECKSTEIN à partir d'un oligonucléotide (Tableau XV), après sous-clonage du fragment Ssp I-Eco RI 800 pb dans la forme réplicative du phage M13 mp 19. Le fragment muté a été entièrement séquence pour vérifier que la séquence n'avait pas été modifiée ailleurs qu'au site visé. Les modalités d'intégration du gène fep A sont résumées sur les Tableaux XVI et XVII. Les différents clones obtenus après ligation du frag- ment HpaI-XhoI 2350 pb dans le plasmide GTI 001 ont été sélectionnés sur la présence d'un fragment Eco RI- Eco RI de 1700 pb. - Contrôle de l'expression de Fep A Contrôle qualitatif Le mélange de ligation entre le fragment Hpa I- Xho I 2350 pb et le plasmide GTI 001 a servi à transformer des bactéries compétentes RWB 18. Cette souche étant fep A, elle est résistante à la colicine B. Les clones ayant la carte de restriction recherchée (Tableau XVII) ont été testés sur leur sensibilité à la col- icine B. Un clone (RWB 18 GTI F-12) s'est révélé sensible à l'action de la colicine B. Contrôle quantitatif L'expression de la protéine Fep A et de son précurseur a été analysée sur gel de polyacrylamide-SDS (figure 2). Le clone CMK 603 GTI F-12 exprime Fep A et son précurseur en très grosse quantité (20 % des protéines totales). La protéine Fep A représente 32 % des protéines de la membrane externe. - Etude physiologique et morphologique des clones exprimant Iut A et Fep A Aptitude à la culture L'aptitude à la culture des clones obtenus a ététestée à différentes températures de culture en milieu LB tétracycline IPTG. Ensemencés en nappe sur gélose LB tétracycline IPTG 0,1 mM, tous les clones forment des tapis bactériens sensi- bles aux bactériocines lorsqu'on les cultive à des températures comprises entre 30'C et 34'C. Au-delà de 34C, les tapis bactériens ne se forment plus. Ce phénomène a également été observé en milieu LB liquide. La sensibilité aux bactériocines est retrouvée pour des concentrations en IPTG aussi basses que 0,05 mM et à la température de 30'C. Il existe donc un certain niveau d'expression des gènes iut A et fep A, en l'absence d'induction du vecteur p GTI 001. Etude morphologique Les différents clones subissent des modifications mor- phologiques consécutives à la surexpression d'Iut A et de Fep A. Les bactéries, observées au microscope optique à con- traste de phase après induction à + 42'C pendant 4 heures, présentent un allongement important (jusqu'à dix fois la longueur moyenne d'une Escherichia coli K12 normale). Cependant, la caractéristique la plus frappante est la présence d'une à plusieurs inclusions intracytoplasmiques à l'intérieur de chaque corps bactérien. Les inclusions observées au microscope optique sont retrouvées lors de l'observation au microscope électronique après coloration négative de coupes de bactéries cultivées à + 42'C pendant 4 heures. Ces inclusions sont périphériques et adjacentes à la face interne de la membrane cytoplasmique. 3. PROPRIETES IMMJUNOLOGIQUES DES PROTEINES Iut A ET Fep A Immunogénicité de Iut A et de Fep A Les protéines Iut A, extraites des membranes externes des souches E. coli 15022, 15393, 16003 et de la souche recombinante Escherichia coli CMK 603 GTI P-2, ont été isolées par gels de polyacrylamide préparatifs et injectées à des lapins selon le protocole décrit précédemment. L'évolution du titre des anticorps anti-Iut A produits par chaque lapin a été évaluée par la technique ELISA en prenant comme antigène une solution de "granules" (protéine prolut A précipitée) extraits d'une culture de la souche E. coli CMK 603 GTI P-2. Le sérum positif de référence utilisé est un sérum de lapin anti-protéine Iut A d'E. coli ColV-K30 qui a été fourni par B. OUDEGA. Le même protocole a été suivi pour les protéines Fep A extraites des membranes des souches E. coli 15022 et E. Coli *RWB 18 GTI F12. Dans tous les cas, les lapins ont réagi à l'injection des protéines Iut A et Fep A en produisant un titre élevé d'anticorps spécifiquement dirigés contre ces protéines. - Propriétés antigéniques des protéines Iut A et Fep A La spécificité des différents anticorps obtenus a été étudiée vis-à-vis de plusieurs préparations de membranes externes (souches E. coli 15022, 15393, CMK 603 GTI P-2, CMK 603 GTI B-5 et RWB 18 GTI F-12). Cette étude a été réalisée par la technique du "Western blot" Les quatre sérums anti-Iut A produits, de même que le sérum anti-Iut A colV-K30 de référence, reconnaissent spécifiquement une protéine de 76 kDa dans toutes les préparations de membranes externes des souches exprimant le système aérobactine. Quelle que soit la protéine Iut A (sau- vage ou recombinante) ayant servi à leur induction, les anticorps d'un même sérum reconnaissent spécifiquement la protéine Iut A exprimée par les souches E. coli d'origine aviaire et bovine et les deux protéines Iut A produites par les souches recombinantes E. coli CMK 603 GTI P-2 et CMK 6C3 GTI B-5. Le précurseur de la protéine Iut A, la protéine proIut A est, elle aussi, reconnue spécifiquement par tous les sérums anti-Iut A. (Immunoblots réalisés avec les "granules" purifiés produits par les souches CMK 603 GTI P-2 et CMK 603 GTI B-5). La protéine Fep A n'est pas reconnue par les sérums anti-Iut A et, inversement, les sérums anti-Fep A ne recon- naissent pas les protéines Iut A. Le clonage des gènes iut A et fep A dans le vecteur d'expression GTI 001 permet de produire en grande quantité les protéines Iut A et Fep A ainsi que leurs précurseurs respectifs. Les protéines Iut A ou Fep A et leurs précurseurs synthétisés à la suite de l'induction de la transcription par culture des bacteries à 42'C, s'accumulent rapidement sous forme d'inclusions cytoplasmiques (granules) de grande taille, visibles au microscope optique à con- straste de phase. L'observation au microscope électronique de coupes de bactéries induites révèle que ces granules sont étroitement accolés à la face interne de la membrane cyto- plasmique. Il faut noter l'importance du niveau d'expression des précurseurs d'Iut A et de Fep A (25 % des protéines totales en moyenne dans des conditions non optimisées). Les protéines matures représentent jusqu'à 35 % du contenu protéique de la membrane externe. On peut considérer ce pourcentage comme la limite supérieure de l'intégration de ce type de protéine dans la membrane externe. A titre de comparaison, les protéines Iut A et Fep A exprimées par la souche sauvage Escherichia coli 15022 représentent ensemble 30 % des protéines de la membrane externe. Il apparaît donc que l'expression totale des protéines Iut A et Fep A, et de leurs précurseurs, par les souches recombinantes conformes à l'invention est très supérieure à l'expression naturelle. La mise en évidence d'une sensibilité à la cloacine DF 13 chez les clones exprimant la protéines Iut A, et d'une sensibilité à la colicine B chez ceux qui expriment la protéine Fep A démontre que la synthèse et l'intégration de ces protéines dans la membrane externe se déroulent normale- ment. L'identité des protéines obtenues par recombinaison génétique avec les protéines sauvages est également démontrée par la reconnaissance de ces protéines par des anticorps dirigés contre les protéines Iut A et Fep A naturelles. On notera que ces anticorps reconnaissent aussi, avec la même spécificité, les précurseurs proIut A et proFep A précipités dans les inclusions intracytoplasmiques. Les anticorps induits par les protéines Iut A et Fep A obtenues par recombinaison génétique reconnaissent, de la même façon, spécifiquement les protéines Iut A et Fep A exprimées par différentes souches d'Escherichia coli- pathogènes. La surexpression des récepteurs Iut A et Fep A par clonage de leurs gènes sur un vecteur d'expression, permet d'obtenir, dans un milieu riche en fer, des protéines de membrane externe fonctionnellement et antigéniquement iden- tiques aux protéines exprimées par les bactéries pathogènes au cours de leur multiplication in vivo. La synthèse des protéines Iut A et Fep A par recom- binaison génétique présente donc de nombreux avantages: - elle permet d'obtenir les protéines Iut A et Fep A en très grande quantité, tout en s'affranchissant de la régulation par le fer, - les protéines synthétisées sont fonctionnellement et antigéniquement. identiques aux protéines exprimées par les bactéries pathogènes au cours de leur multiplication in vivo et induisent la formation d'anticorps, - utilisées, à titre de principe actif, dans un vaccin, elles induisent la formation d'anticorps qui empêchent la reconnaissance spécifique, par les protéines de membrane régulées par le fer, des sidérophores, arrêtant par là même l'alimentation en fer et bloquant leur multiplication chez l'hôte; elles permettent donc, à ce titre, la préparation de vaccins très utiles pour prévenir ou lutter contre les infections y compris septicémies. Les vaccins peuvent aussi être préparés simplement à partir des clones recombinants inactivés ou à partir de fragments de membrane obtenus par lyse des clones recom- binants suivi d'une purification, selon les techniques usuelles pour la fabrication de vaccins à base d'antigènes de surface ou de paroi. De préférence, les principes actifs selon l'invention seront associés, dans les vaccins, à des préparations antégéniques classiques dans les vaccins anti-bactériens humains ou vétérinaires connus, et ceci notamment, dans le cas o l'on utilise les protéines purifiées. TABLEAU I Souches nhoines Srot-e Anwiml d'Oriner Rfrce E. coli 15 022 O 78 Poulet Souchotheque RM " 15 393 O 86 Veau " 15 972 O 2 Poulet " 16 000 O 138 Veau " " 16 003 O 138 Veau " E. coli KM 576 (p ColV-K30) Homme B OU LE-A Souches hotes E. coli K12 génotype origine ou référence C 600 F- thr, thi, leu, lac Y, fhuA, suE (V ete a.L) B 101 F- hsd (r-, m-B), recA, ara,ro, lacY,{FN set al.) gal, rps, xsl, Mot!, stroE * PRWE 18 F- thi, proG, leu, tr, ent4, femA (H rTL. et N=Z (14) CMK 603 F t, thi,.leu, suE, rec BC, fhu A, Institul Mérieux Lac Y, r-B, m+ 15525 F- Souchothèsue RM Souches vroducîrices de hact4riocines E. ccli 1300 Productrice de colicine B R. PORTALII Enterobacter clocae DF 13 S458 Productrice de cloacine DF13 B. OUDEC-A TABLEAU II Référence ou Nom Taille Caractéristiques origine (paires de bases) pBR 322 4363 Ampr Tetr Vecteur de clonage F. BOLItAR pAT 153 3600 Ampr Tetr Vecteur de clonage A. TIGG pSB 118 2692 Ampr Dérivé de pUC18 P. STRACI-E Vecteur de clonage It.Pasteur Paris pGTI 001 5780 Tetr Vecteur d'expression P. BRUNEAU It Mérieux pABN 1 18300 Ampr Vecteur p Plac + E et fragment Hind III 16,3 kb de NIA"S (2) ColV-K30 portant l'opéron aérobactine pMS 101 15300 Ampr Vecteur pBR 322 + LAED et UIC- (19) fragment Hind III de 11 kb du chromosome de E. coli portant les gènes entD, feDA, fes et entF TABLEAU III Jour 0 Jour 14 Jour 28 Jour 35 injection injection injection injection intradermique intramusculaire fintramusculaire intramusculaire ig 125gg 125ug 250g Prise de sang 5 ml Prise de sang 10 ml Jour 42 Jour 49 Jour 55 injection injection intramusculaire intramusculaire 250gg 250Iug Prise de sang 50 ml Prise de sang 60 mi 39 2644346 TABLEAU IV asma -u Eco R I 3canue sauvageEo I Q DAT 15_ 9,4 - 6, 7 - Electroelution 4.3 Digestion Bamn HI LIGATION BAM HI A,,jpRan s AMPR TETS Bam hI Sélection avec la cloacine * CLONES AMP" TETS CLOs STRATEGIE DE CLONAGE DES GENES iut A TABLEAU V COeV-K30 #.4": Baa H aHl 15393 e- * " - ' À - À -"- ' ' B.- HI Ban Il Bar Hlt Ban HI 1 kb- -f,4! ' so 16003!! il g B.az aHI E:au HI CARTE DE RESTRICTIO DES FAMNTS B HI-Ba HI ANT LE îE iut A I I Ba HISOLES DES SOS CVK30, 1533, 15972 E 1603 CARTE DE RESTRTC'TION DES Barn HT - Barn HTPR LGEEJtA L90LES' DES SIXCH. Co]-K0159,572E16 ToClc, --I -- rie[% L2 / " IA nV37VIL I:'t? g 's î/L ' /i'si:i lii-.'- i ?'L If::..: À,.,i ', I //r::iêi:l / F', // t'- I i IA flVI3'.I.V 42 2644346 TABLEAU VII Ccumpearaison des séquences nucléotidiques des fragments de restriction BstE II - BstE II ( 3,2 kpb) des opérons aérobactine de p ColV-K30 et p 15972 CD1V-K30 GGTTAC^STCTCTTGCCACAAATACTTCCCTCACTSATGCCCCTGATCACCATGCAC 15972 GGTTACCGTTC:SCGTTGCCACAAATACT:CCCTCACTSATGCCCCTSATCACCATGCA. 61 GATAAGAACACCTTTAAAGTGCGTGATGACTTCACTCTGGAATGGAGTGGCCCGAAAGAG 6: GATAAGAA'ACC-TAAAGCGTGG/ATGACTTCACTCTGGAATGGAGTSGCCCSAAAGAS 12' AAZAACA7CTTC'TGSTCA4CGCCAGTATGCAAACC'ATGGCATCGCCSAA'CCrCAGCT2 AACAACATCTTCGTGSTCAACGCCAGTATGCAAACCCATGGCATCGCCGAACCCCAGCTC AGCCSATGGCAT GGAGATCTGCACSTATTCTTAATCGCGTAATGGGACGTGATTTATTC .....,, 1 1 l, t i [ z l,, l l,,, .,., [,,, ,,,,,I...DTD: 181 AGCCEATGGCATGGAATCTGCACGTATTCTTAATCGCGTAATGSGACGTGATTTATTC 241.ZrGGr-As-CbSrTATC@GCCAûACSAAA-.C5CAGr-CG :::::::::::::::,::,,:,:,,,,,,,',,.,,,:''::::;::: 241 CGATCCASAT4-CCSCC'GCCCTGATTCAGTGGCGCAGSSCACCTASGGAAAACGCAGCCS rin iuc D 301 GAC737-CTTTAACTCGCTACACAGCATCTTTGGGCTGATTTTTTCCGCCCGTATGGAGS ^_1 GACT7-T-T7-AACTCGCTACACAGCATCTTTGGGCTGATTTTTTCCGCCCSTATGGAGS 36. AATA--rGA-AAGCAAAAAGTATACGCTTTGGGCTC-CAACCCACTEGC7CTTACCA- ::::l] i i i::::::::::::::::::::l:::::::::[:E:::::: 34 i AATA'7ATGa-TAAGCC AAGTATACGCTTTGSGC-CCAACCCACTGCi/-C-ACCA- idbut iut A 42' SATSZC3CCA3CAGTCSCTCAACAAACCGAT8ATGAAACGTTCGTGGTG?CT.2CAACCS 42: GATGû--^-A^-AûTC- _2AACAAACCGATûATGAAACGTTCSTG_-GT.TS_-AAC-3 4-8: CACAATCGCACCSTAGCSGAGATGCGCCAAACCACCTGGSTTATCGAAAACG2CsAACT 48: CAG2ATC3S2ACCr-AGCSGAGATGGCGCAAACCACCYGGGTTATCGAAAzGCCSC9AT 4. SGAACASCAGACTTA^GGCS-CAAAGA8CTTAAAGACSCACTGGCTCASCTSA7CCCTSG .................::,,:,,,......:.......................,.....DTD: r4:1 GGAACAGCAGATTCAGGSGCCAAAGAGCTTAAAGACGCACTGGCTCAGCTGATZCCTGS 61 CCTTGACGTCAGCAGC'GGAGCCGCACCAACTACGGTATEGAATGTGCGTGGCCGCCCGûT t.W...s.. .........:..........:::::::::::::::::::......... : CCTTGACSTCASCAGCCGGAGCCGCACCAACTACGGTATGAATGTGCGTSGCCGCCCG^T 661 GGTCSTGCTGGTTGACGGCGTGCGTCTCAACTCTTCACGTACCGACAGCCGACAACTGGA 661 GGCTaGCTGGsTTGACGGCGTGCGTCTCAACTCTTCACGTACCGACAGCCGACAACTGGA 721 CTCTATAGATCCTTTTAATATGCACCATATTGAAGTGATCTTCGGTGCGACGTCCCTGTA ,I::.,,.,.,,..,,,::::,,,:..,,.,,,................DTD: 721 CTCTATAGATCCTTTTAATATGCACCATATTGAAGTGATCTCCGGTGCGACGTCCCTGTA 781 CGGCGGCGGCAGTACCGGTGGCCTGATCAACATCGTGACCAAAAAAGGCCAGCCGGAAAC ::::::::::::::::::..,.,,.:.,:,:,,.,.,.,.,,,.,....,,,,,,,,,.... 781 CGGCGGCGGCAGTACCGGTGGCCTGATCAACATCGTGACCAAAAAAGGCCAGCCGGAAAC 841 CATGATGGAGTTTGAGGCTGGCACCAAAAGTGGCTTTAGCAGCAGTAAAGATCACGATGA CA.....GATGGAGTGAGGCTGGCACAAAATGGCTTTACACATAAAGACACAT.A.... 94I CATGATGGAGTTTGAGGCTGGCACCAAAAGTGGCTTTAGCAGCAGTAAAGATCACGATGA TABLEAU VII (suite) 901 ACGCATTGCCGGAGCTGTCTCCGGCGGAAATGAGCATATCTCCGGACGTCTTTCCGTGG 901 ACGCATTGCCGGAGCTGTCTCCGGCGGAAATGAGCATATC7CCGGACGTC7TCCGTGGC 961 ATATCAGA4ATTTGGCGGCTGGTTTGACGGTAACGGCGATGCCACCTTGCTTGATA.CAC 961 ATATCAGAAATTTGGCGGC'GGTTTGACGGTAACGGCGATGCCACCTTGCTTGATAAC.C 1021 CCAGACCGGCCTGCAGTACTCCGATCGGCTGGACATCATGGGAACTGGTACGCTGAACAT 1021 CCAGACCGSCC-GCAGTACTCCGATCGGCTGGACATCATGGGAACTGGTACGCTGAACA, 1081 CGATGAATC2CGGCAGCTTCAGTTGATCACACAGTACTATAAAAGCCAGGGCGACGACGA 1081 CGATGAATCCCGGCAGCTTCAGTTGATCACACAGTACTATAAAAGCCAGGGCGACGACGA 1141 TTACGGGCTTAATCTCGGGAAAGGCTTCTCTGCCATCAGAGGGACCAGCACGCCATTCG7 1141 TTACGGGCTTAATCTCGGGAAAGGCTTCTCTGCCATCAGAGGGACCAGCACGCCATTCGT 1201 CAGTAACGGGCTGAATTCCGACCGTATTCCCGGCACTGAGCGGCATTTGATCAGCC3GCA 1201 CAGTAACGGGCTGAATTCCGACCGTATTCCCGGCACTGAGCGGCATTTGATCAGCCT-CA 1261 GTACTcTGACAGCGCTTTTCTGGGACAGGAGC-GGTCGGTCAGGTTTACTACCGCSAT3. 1261 GTACTCTS'CASCGCTTTTCTGGGACAGGAGCTGGTCGGTCAGGTTTACTACCGCGATGA 1321 GTCGTTGCGATTCTACCCGTT'úCGACGGTAAATGCGAACAAACAGGTGACG-cTT7CT; 1321 GTCGTTGCGA7TCTACCCGTTCCCGACGGTAAATGCGAACAAACAGGTGACS-T-7C7c 1381 TTCGTCACAGCAGGACACCGACCAGTACGGCATGAAACTGACTCTGAACAGCAAACZSA- 1381 TTCGTCACAGCAGGACACCGACCAGTACGGCATGAAACTGACTCTSAACAGCAAACCSAT 1441 GGACGGCTGGCAAATCACCTGGGGGCTGGATGCTGATCATGAGCGCTTTACC--CAACCA 1441 GGACGGCTGGCAAATCACCTGGGGuCTGGATGCJTGATCATGAGCGcTTTAClCTCAACC4 1501 GATGTTCTTCGACC7GGCTCAGGCAAGCGCTTCCGGAGGGCTGAACAACAAGAAGAT-TA 1501 GATGTTCTTCGACCTGGCTCAGGCAAGCGCTTCCGGAGGGCTGAACAACAAGAAGATTTA 1561 CACCACCGGGCGCTATCCGTCGTATGACATCACCAACCTSGCGGCC--CCTGCAATCAGG 1561 CACCACCGGGCGCTATCCGTCGTATGACATCACCAACCTGGCGGCCTTCCTGCAATCAGG 1621 CTATGACATCAATAATCTCTTTACCCTCAACGGTGGCGTACGCTATCAGTACACTGAAAA 1621 CTATGACATCAATAATCTCTTTACCCTCAACGGTGGCGTACGCTATCAGTACACTGAAAA 1681 CAAGATTGATGATTTCATCGGCTACGCGCAGCAACGGCAGATTGGCGCCGGGAAGGCTAC 1681 CAAGATTGATGATTTCATCGGCTACGCGCAGCAACGGCAGATTGGCGCCGGGAAGGCTAC 1741 ATCCGCCGACG CATT CTGGCGGCTCAGTCGATTACGAC ACTTCCTGTTCAACGCCGG 1741 ATCCGCCGACGCCATTCCTGGCGGCTCAGTCGATTACGACAACTTCCTGTTCAACGCCGG TABLEAU VII (suite) i 7; 8 rCGC-Z-T2- -ACATCACCSACCGCcAGAGGCAGT. GCTZAACTTC-CCCAGSCGrTGSA :8C: TCTGCT3-GCACATCACGAACGCCAGCAGGCATGGCTCAACTTCTCC2AGGGC3TGGA a; r GCTGCC3SACCCSGTAAATACTATGGTCSCGGCATCTATGTGCTGCAGTGAACS3CCA 1861 GCTGCCS3ACCCSGGTAAATACTATGGTCGCGGCATCTATGGTGCTGCAGTGAACGG2CA i$:e TCTTCCTúA4CAAASAGTGTGAACGTCAGCSACAGCAAGCTGGAAGGCETGAAA3T2SA 192: TCTTCCTAA CAAAGAGTGTGAAC GTCAGCGACAGCRAG2 TGAAGGCGTGAAAGTCC-A : 978 T A---SA-SCTS-GCTS3GCGCTTACTGG2AATAATCTGCGTACCCAAATCGCSSC^- ::::::::::;:X::::::::::::::::::::::::::::::::;::::::::;:::: s9e: TTCT-ATGASCTSGCTGGCGCTTTACTGGCAATAATCTGC3TACCCAAATCGCGGCCTA 2C3S CTA--CSG-'-CG-ATAAGAGCGTGGTGGCGAATAAAGATCTGACCATCAGCGTGGTGGA :..........:: 2-4: CTATT7CAT---SAT7AAGASCGTGETGGCGAATAAAGCATCTGACCATCAGCGTGGrGGA 2098 CG4CA--^: ZAT-TACGGCGTGGAAGGTGCSSTGGACTACCTGAT-CCTGATACTSA ....,.,,,,.,,,,,, iI.....i.i.l..iliii.ii.ii....I,.,I.... 2..DTD: 2:0: CGACA C2-:ZSTA7TTACGSCSTGGAAGGTGCGGTGGAACACCTGATTCCTGATACTGA C-SSGSoJ-ZS ------ SAASTTCAACGTGCTGAAAACTGASTCGAAAGTGAACGSTACCTG -......., ,,,,,,iIl I l I l I I I I I i ' I l l I I l l 2:58 C-ACGGA-- --_A-S4AA-TTAPCGTGCTGAAAACTGAGTCGAAAGTGAACGGTACCTG 22: SCAG44-:3ATG'SAAGACAGCAAGCCCATCAAAAGCSA2AGCCTACATTGGC-SGSC ........E t1 O..DTD: ^SGAG-A__AT^-7GAAGACASCAAACCCATCAAAAGCSACAGCC-ACATTGSCTGGSC 27/ A2GCSACZG- GGATGCSTG SSSTSACAGASACA CCCúTTTGSACGCAGAGCGACSCGCA 2^8: A^^CCSGAS32373A3rC7$CSCSTGCAGAG2ACCACCTCCTTTGACGTGAGCGACGC3CA- 2228t ESS--A2AA. --SA- S-ATCCACCD-SSATCTGCT^SG.AGTTATCAGCTTCCSST *::, ' = = = = = = = = = = = = = = = = f:::::: [:::: :: " ' -SGGC-A AA--S.ATGû-TATACCA2CGTGGATCTGCTCSGCAGTTATCAGCTTSCSS7 23S - GSGTACACTCAGS--CA$DATTGAAAAC2TCTTCGACC3TGACTACACCACTGTCTGGGS ___, ,:;::::::.,:,::::::,::::::::::::I........... 24C: GGGTACACTCAGCTTCAsCATTGAAAACCTTTTCaACCsTGACTACACCACTGTCTGGGs 2458 GCAGCs7SCACCACTGTACTACAGCCCGGGTTACGGCCCAGCGTCACTGTACGACTACAA 2461 SCAGCG-SCACCACTGTACTACAGCCCGGGTTACGGCCCAGCGTCACTGTACGACTACAA 2518 AGGCAGGGSSC CACCTTTGGTC4'ACTACTCTGTGCTGTTCTGACCGGTATTCCTTTA ,...........,tr,,I,,.I,,,, 252: AGGCAGGG$CCGAACCTTG7GTCTGAACTACTCTGTGCTGTTCT2CCGGTATTCCTTTA Kan 2577 CAACAAAGSTACGCTGATATCAACATGGCCGCTGACAGCCAAGTTGATATCATATAATAC ::,:...:.....::::.....::::......:::::::::......::::: 2531 CAACAAAGSTACGTGATATCAACATGGCCGCTGACAGCCAAGTTGATATCATATAATAC 2637 ACGACATAATCTGTASTCAGGGAGGATAGACTCTTTACTGACTACAGATTATGTCCTGTT 2641 AC.ACATAACGTATCA,:: GAGGATAGACTCTTTACTGACTACAGATTATSTCGTGTT _4 ACGACATAATCTGTASTCAGGGAGGATAGACTCTTTACTGACTACAGATTATGTCGTGTT TABLEAU VII (suite) 2697 CCGTGCTCATTTCCTCAAAAAAATACAAGAAAGaTTAGTAT7CAACAAA TGAa4 2701 CCSTGCTCATTTCCTCAAAAAAATACAAGAAAAGAATTASTATT7TAACAAAAA47GAA4 2757 TAAATTGTATCAAACTCCCTCTTTTAATCC7GTTGAGTAAATCAGCTTTTGCAATA3GAT 2761 TAAATTGTATCAAACTCCCTCTTTTAATCCTGTTGAGTAAATCAGCTTTTGCAATAGGAT 2817 TGAAAGAGTGTAAGTGGAATCTCTTCCGGATACTCG7TACCACCGTGGCTAGATATCTA 2821 TGAAAGAGTGTAAGTGGAATCTCTTCCGGATACTCGTTACCACCGTGGCTAGAATATCZ-A Début 191 2877 CGGCTGCGGGGGGATGCTGCCAACT7ACTGATTTAGTGTATGATGGTGTTTTTGAG7TG 2881 CGGCTGCGGGGGTGATGCTGCCAACTTACTGATTTAGTGTATGATGGTGTTT7TGAGGuG 2937 CTCCAGTGGCTTCTGTTTCTATCAGCTGTCCCTCCTGTTCAGCTACTGACGGGGTGTG3C 2941 CTCCAGTGGCTTCTGTTTCTATCAGCTGTCCCT-CTGTTCASCTACTGACGGGGTGGS. 2997 GTAACGGCAAAAGCACCGCCGGACA7CAGCGCTATCTCTGCTCTCACTGCCGTAAAACA7 C01 GTAACGGCAAAAGCACCGCCGSACATCAGCGCTATCTCTCCTC37TCACTGCCGTAAAACAT 3057 GGCAACTGCAGT7CACTTACACzGC,7CTCAACCCGG7ACGCAICAGAAAATCATGA 3061 GGCAACTSCAG77TTCACTTACACC7TC cAACCCGuTAcGCACcAGAAAATCA TG a 3117 TGGCCATGAATGGC3TTGGATGCC SGCAACCSCCCGCA7ATGSCG7TTGGCTCACA *.,,.,,...................,,.............................................. ...............................................DTD: 3121 TGGCCATGAATGGCGTTGGATGCCGTAACTGCCGCATTATGGCTGG2CCA' 317, CGAT7TTCCGC'A7TTAAAAAACTCGu5CSCAGTCGGTAAC 1i8i CGATTTTACGTCACTTAAAAAACTCAGGCZCCAGTCGGTAACC Matc-es = 3207 mismat:hes = 12 Unmatched = 4 Lenstr = 3223 Matches/length = 99.5 percent 755 TABLEAU VI I ColV-K30 GTG ATC TTC GGT GCG 15972 C ColV-K30 GAC GCA TTC TGa CG CTC AGT CGA TTA CGA CAC TTC CTG 15393 - C ATT CCT GGC GGC TCA GTC GAT TAC GAC AAC TTC CTG 15972 - C ATT CCT GGC G TCA GTC GAT TAC GAC AAC TTC CTG 16003 C ATT CCT GGC GGC TCA GTC GAT TAC GAC AAC TTC CTG 1 8 1 4 ColV-K30 ACC GAA COCG CAG CAG 15393 GC 16003 GC ColV-K30 GAA AAC CTC TTC GAC 15393 T 15972 T ColV-K30 GGC CCA CCT TTG GTC TGA Gly Pro Pro Leu Val END 15393 GGC CGA ACC II GGT CTG AAC TAC TCT GTG CTG TTC TGA 15972 GA ACC TTT GGT CTG AAC TAC TCT GTG CTG TTC TGA 16003 --GA ACC TTT GGT CTG AAC TAC TCT GTG CTG TTC TGA- Giy Arg Thr Phe Gly Leu Asn Tyr Ser Val Leu Phe END DIFFEFENES ENTRE LES SEQUENCES DES 3 'GENES iut A CLNES ET LA SECIENCE DU GENE iut A DE p ColVK30 TABLEAU IX ECo RI CIS57 Shine et PRwCR3 Dalgarno 5401 Eoo RI X C R 1/ de Cro /'. \P\ bT HI 899 \ X XhoI ATG de Cro 0Ter, p GTI 001 5780 pb lac i =Tac" Bam HI Z388 Ter.. Crtion de 1 'ATG Digetion Bmn HI... A T GG A T C C.. T A C C T A G G.. Digstion Mng Be ri 5'... A T G 3' "> 5' A T G 3' 3'... T A C C T A G 5' "> 3' T A C 5' CARTE FHYSIQUE ET GENETICE DE p GTI 001 TABLEAU X Acc I ATG A T G A TA. A G CAAA A A GT A T A C GCTT -ET ET ILE SER LYS LYS TY THR LEU 1) 5' ATGA TAAGCA A A A AG T 3' 2) 3' TACTA TTCGTTTTTCATA 5' 'A TG AT A AG C A A A A AG T 3' oligo "iut" 3s TACTATTCGTTTTTCATA51 Début cid gèe iut A et sece d l'oligonuclDtide ouble brin utilisé pour la mise en phase du gèe iut A cns p GTI OI. 49 2644346 TABLEAU XI SlRATEGIE D'INSERTION DU NE iut A DAN6 p GTI 001 lère partie Bamn HI pAT 153 B HI BE HI Digestion Eco RV KLEIW A I I I 8560p LIGTI ON (Eco Rv) Bain HI4 iuL A Digestion partielle Ban HI Eco R V / R V Munig Bean NJc:loes.m (Eco RV) Digestion partielle A: I Digestion Eco RV 4 / Ligation avec oligo iut doble brin Ligation avec linker XhoI Barn FoRV Gam HP-2 cI 'B oIS F'r Digestion par Ban HI et XhOI Prélèvement bne 2780 pb Ligation avec pGTI 001/partielle 1Sn HI/XhoI ho I BSn HI TABLEAU XII polier po]lylinker Bam HI Eco RI Ban HI Eco RI Eco RI EtaPe 4 t8560 pb \ 2fi90 Pb BHI + Digestio Eco RI FragmeIt 2'00 Pb Bamn HI -- LIGATION Fragnt 6260 pb AcC I Eco RI P49b Eco RI + Digestion Ban HI Ntuclase Mung Boe (Ban HI) (SreStiCXI >oe Ban HI E RI Ac,ó c I Sm I igestion Act IA o RI Liati avec EOQ RI 4440 oligo iut Digestion Eco RI Prélèvement fragerTt 1750 pb LIGATION 9-9 LL) 13 Z-d If S31d S3i NOT!DIILS3 3QM IH Uw J 6fl \LELZ âXX Xow qd 066L - - -.T _Da | --d I1. d 09ú.In,L I:V (1H UtI) Id.. II aa6Lú II Ioo ( IH UMMs) IIIX fAlvs svi kBH xiv 2644346 HinNd III - Pffl 322 Sm HI stu I Bam HI Hind ITII fen A p M; 101 ECO RI 5O pb - SSP 1 PB. 322 H di"é par Ban HI Eco RI Ss I I Digsion BEun HI LIGATINC Ban HI Bu H Stu} PF-1 Eco RI ar E SHI pT p -- SSP 1 CARTE DE REtSIRICTION DE p M3 l0t ET COSRUCION DE p FR1 TABLEAU XV Dbut de la séqoee dc ge fe A r 'IIl " l IJl ! Il Il I! Il! ' G G A A T A A A ACA ATG AAC AAG AAG A T T 3' MET ASN LYS LYS ILE Sécene à obtir après mutagèse ' GGAATAAAACAGTTAACAAGAAGATT 3' 3' CC T TAT T T TGTCAA T TG T T CT T CTAA5' *I I site Hpa I Oligonucléotide utilisé (27 Irmr) ' C T TCTTG T TAA C TGTTTTATT C C 3' Séqueicde l'olig'muclétide de sythèse utilisé pour la MUtagénè de fe A 54 2644346 TABLEAU XVI STRATEGIE D'INSETICN DU ENE fe A DANS p GTI 001 lère partie Bamn HI Eco RI I 10D MUTAGENESE 2644346 TABLEAU XVII i Digestion Eco RI-Soh I du fragment muté (810 Db) LIGATION Bamn HI Eco RI I pR 322 I -'- UB 230 LIGATIaN avec lrTI 001/pariel le Barn HI/Nu&c l6se P&ung Been/Xho I 4,4 Hpa I fiSh _site Hipa I créé Digestion Xho I-Soh I -Prélèvement fragment 2530 pb Digestion partielle Hma I -Prélèvement fragment Hpa I-Xho I 2350 pb LIGATICN avec jjGTI 001/partiel le Bam HI/bNuclea Mung Bean/Xho I Ec RIamo HI) A'TG 4 SEco RI GTI F-12, 8110 pb,; feD A Xho I BIBLIOGRAPHIE (1) BINDEREIF A., BRAUN V. et HANTKE, J. 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Bactéries exprimant des protéines de la mem- brane externe régulées par le fer et dont certaines sont des récepteurs de sidérophores ou de transferrines, utilisables dans une préparation vaccinale, caractérisées en ce que les- dites bactéries sont obtenues par culture dans un milieu dans lequel on réduit la teneur en fer à un niveau permet- tant d'obtenir une expression accrue desdites protéines, et notamment récepteurs, suffisante pour induire, lorsque les- dites bactéries sont utilisées dans un vaccin, la formation d'anticorps empêchant la reconnaissance spécifique des sidérophores par leurs récepteurs. 2. Bactéries selon la revendication 1, caractérisées en ce qu'elles appartiennent au groupe formé par les entérobactéries des familles Escherichia coli, Klebsiella, Salmonella thyphimurium, Shigella. 3. Bactéries selon la revendication 2, caractérisées en ce que les sidérophores qu'elles excrètent, sont des sidérophores aérobactine et/ou entérobactine. 4. Bactéries selon la revendication 3, caractérisées en ce que les protéines exprimée sont les protéines Iut A et/ou Fep A. 5. Vaccin antibactéries septicémiques, caractérisé en ce qu'il contient à titre de principe actif, des antigènes comportant des bactéries entières selon l'une des revendica- tions 1 à 4, ou des fragments de ces bactéries, ou des protéines recepteurs de transferrines ou sidérophores, et notamment les protéines Iut A et Fep A, extraites de ces bactéries. 6. Bactéries exprimant en quantités accrues au moins une protéine de la membrane externe régulée par le fer et constituant un récepteur de transferrine ou sidérophore, caractérisées en ce qu'elles comportent des vecteurs d'extression recombinants exprimant la ou lesdites protéines. 7. Bactéries selon la revendication 6, caractérisées en ce que les gènes exprimés dans lesdits vecteurs appartien- nent au système d'expression des protéines de la membrane extene régulées par le fer faisant partie du groupe formé par les entérobactéries des familles E. coli, Klebsiella, Salmonella thyphimurium, Shigella. 8. Bactéries selon la revendication 7, caractérisées en ce que lesdites protéines appartiennent aux systèmes des sidérophores aérobactine et/ou entérobactine. 9. Bactéries selon la revendication 8, caractérisées en ce que les protéines synthétisées sont les protéines Iut A et/ou Fep A et/ou leurs précurseurs. 10. Bactéries selon la revendication 9, caractérisées en ce que la protéine Iut A est obtenue par un procédé con- sistant, notammentr à isoler la partie plasmidique d'une souche d'E. coli ou d'une autre entérobactérie portant l'opéron aérobactine, à séparer de la partie plasmidique un fragment pcrtant le gène iut A, à liguer ledit fragment avec un vecteur de clonage, à insérer le gène iut A cloné dans un vecteur d'expression, et à faire exprimer la protéine Iut A par culture des clones. 11. Bactéries selon la revendication 10,r caractérisées en ce que le vecteur d'expression utilisé pour exprimer la protéine Iut A a son origine de réplication placée sous le contrôle du promoteur tac et en ce que le gène à exprimer est sous le contrôle du promoteur fort "Pr" dont le répDresseur est thermosensible. 12. Bactéries selon la revendication 9, caractérisées en ce que la protéine Fep A est obtenue par clonage du gène fep A dans le vecteur d'expression défini dans la revendica- tion 10 ou 11. 13. Procédé de synthèse d'IROMPs et notamment des protéines Iut A et Fep A ou leurs précurseurs proIut A et proFep A, caractérisé en ce que l'on cultive dans un milieu approprié, des clones définis dans les revendications 10 à 12 d'abord à une température inférieure à 3-2'C puis à 42'C pour induire l'expression des gènes iut A et fep A. 14. Vaccin anti-bactéries septicémiques, caractérisé en ce qu'il contient à tire de principe actif des IROMPs et notamment, les protéines Iut A et/ou Fep A et/ou les précurseurs de ces protéines extraits de la membrane externe ou du cytoplasme des bactéries recombinantes, selon l'une quelconque des revendications 6 à 12. 15. Vaccin selon la revendication 14, caractérisé en ce qu'il contient lesdites bactéries recombinantes ou des frag- ments de ces bactéries.