Brevet FR2602683A1 — publié le 19880219

La présente invention concerne de nouvelles molécules. médicamenteuses comportant au moins un anticorps lié de façon covalente à un constituant de nature polypeptidique, inhibiteur de la synthèse protéique et issu d'une glycoprotéine (ou d'un glycopeptide) dont les motifs polysaccharidiques Ont été modifiés. Dans le brevet US 4 340 535 et dans les demandes de brevet français publiées sous les n 2 504 010 et 3 516 ,94 est décrite la préparation de produits anti-cancéreux dits conjugués obtenus par couplage, par liaison covalente, de la chaîne A de ricine avec des anticorps ou fragments d'anticorps dirigés contre des antigènes portés par la cellule à détruire. Les produits de ce type ont été désignés et sont désignés dans la présente demande sous le nom générique d' Irranunotoxines. On connaît aussi des conjugués anaiogues aux immunotoxines a chaine A de ricine précédemment décrites, ayant aussi vocation de médicaments anti-cancéreux et résultant du couplage par liaison covalente d'anticorps ou fragments d'anticorps å d'autres glycoprotéines inactivant les ribosomes tels que notannen gélonine extraite de Gelonium multiflorum (ur. . Biccnem. 1981, 116, 447-454 ; Cancer Res. 1984, 44, 129-133) ou 1' nlolteur extrait de Momordica Charantia (nom) (brevet US 4 368 1o9). Ces glycoprotéines inactivant les ribosomes (abrégé G:IR) qui ont des propriétés semblables à celles de la chaine A de ricine sont des substances de poids moléculaire d'un ordre de grandeur de 20.000 et 30.000 (Cancer Survey 1982, 1, 489-520). Le terme "glycoprotéine inactivant les ribosomes" (GPIR), tel qu'utilisé dans la présente description ainsi que dans les revendications, désigne toute substance portant des motifs saccharidiques appartenant à la classe des macromolécules inactivant les ribosomes et, par conséquent, inhibant la synthèse protéique de cellules eucaryotes, ainsi que tout fragment de ladite substance possédant la même propriété inactivante, ladite glycoprotéine inactivant les ribosomes pouvant étre d'origine naturelle ou biosynthétique prove nant d'une cellule dont le patrimoine génétique a été modifié dans ce but. On sait également que l'activité cytotoxique de certaines immunotoxines peut être potentialisée par diverses substances adjuvantes telles que les sels d'ammonium, diverses amines ou certains ionophores carboxyliques tels que.la monensine ou la nigéricine. Toutefois, les effets thérapeutiques des immunotoxines, activées ou non, ne peuvent se manifester pleinement que dans la mesure où l'immunotoxine peut, par sa partie anticorps, se localiser in vivo, sous forme active, sur la cible cellulaire à détruire (condition sine qua non à toute expression d'activité des immunotoxines). La capacité de l'immunotoxine à se localiser sur la cible dépend en tout premier lieu de l'aptitude de l'immunotoxine à demeurer dans la circulation sanguine et les fluides extra-cellulaires, sous forme active, pendant des temps suffisants pour qu'elle atteigne sa cible cellulaire et à des concentrations suffisamment fortes pour que le taux d'occupation des sites antigéniques correspondants soit élévé. De nombreuses études ont permis d'établir la cinétique d'élimination plasmatique des immunotoxines après injection intraveineuse dans différents modèles animaux. I1 est apparu qu'après l'injection le taux plasmatique d'immunotoxine biologiquement active décroît très rapidement et de façon très importante. Ainsi, typiquement, chez le lapin, dans un modèle utilisant une immunotoxine construite en couplant, à l'aide d'un bras à pont disulfure, la chaîne A de ricine à un anticorps monoclonal dirigé contre l'antigène T65 des lymphocytes T humains (anticorps T101), il apparaît que 97 % de l'immunotoxine présente dans le sang circulant au temps 0 de l'injection disparaissent en 30 min et 99,9 Ó en 17 h. Cette rapide disparition de l'immunotoxine est bien évidemment préjudiciable à l'expression de sa capacité cytotoxique complète, en empêchant que l'immunotoxine ne sature de façon durable une proportion élevée des antigènes-cibles portés par les cellules à détruire. En outre, la comparaison des cinétiques d'élimination plasmatique des immunotoxines avec celles des anticorps non conjugués correspondants montre qu'à l'inverse les anticorps -comme cela est bien connu- se maintiennent dans le plasma à un haut niveau pendant des temps relativement longs. Or il existe toujours, même dans les préparations d'immunotoxines les plus purifiées, un certain taux résiduel d'anticorps non conjugués. Par le jeu des vitesses différentielles d'élimination des immunotoxines et des anticorps, progressivement les anticorps non conjugués, initialement très minotaires, deviennent majoritaires au bout de quelques heures et donc,-progressivement, ces anticorps deviennent par compétition de puissants antagonistes pour la fixation des immunotoxines sur leurs cibles. Il apparait donc clairement l'intérêt d'accroître la persistance plasmatique des immunotoxines, sous forme active, afin d'augmenter à la fois la durée et le taux d'occupation des antigènes-cibles et par conséquent d'améliorer les effets thérapeutiques des immunotoxines. Par ailleurs, des expériences de localisation in vivo de l'immunotoxine à chaîne A de ricine, radiomarqués puis injectée chez des animaux sans cible spécifique, ont montré que, dans les premières minutes après l'injection, le conjugué se localise préférentiellement dans le foie. Il en est de même pour la chaine A de ricine qui présente le même devenir lorsqu'elle est injectée sous forme non couplée. Cela suggère fortement que l'immunotoxine se fixe dans le foie par l'intermédiaire de la sous-unité cytotoxique qu'elle contient. I1 est connu que la chaine A de ricine est une glycoprotéine dont les groupements polyosidiques comprennent notamment des résidus de mannose et de N-acétylglucosamine, certains résidus de mannose étant en positions terminales (Agri. Biol. Chem., 1978, 42, SOl). I1 a été également établi l'existence au niveau du foie de récepteurs capables de reconnaître des glycoprotéines ayant de tels résidus de mannose terminaux. I1 a été aussi montré que les glycoprotéines re connues par ces recepteurs -présents essentiellement sur les cellules de Kupffer- sont rapidement éliminées de la circulation sanguine par fixation sur ces cellules qui les métabolisent.Ceci est bien documenté notamment dans le cas des bêta glucuronidase, ainsi que dans le cas de la ribonucléase B (Arch. Biochem. Biophys., 1978, 188, 418 ; Advances in Enzymology, Meister A. Ed, New York, 1974 ; Pediat. Res., 1977, 11, 816). De l'ensemble de ces données, il apparaît que la rapide élimination des immunotoxines à chaîne A de ricine peut s'expliquer par la reconnaissance des résidus mannose de la chaine A de ricine par les cellules hépatiques et en particulier les cellules de Kupffer. Les études de cinétique d'élimination plasmatique d'autres GPIR, par exemple la gélonine ou le NOM (substance extraite de Monocardia Charantia), après injection intraveineuse chez l'animal, ont montré que, comme dans le cas de la chaîne A de ricine, le taux plasmatique de GPIR décroît très rapidement et de façon très importante après l'injection. Ainsi typiquement chez le lapin après injection de gélonine purifiée selon la méthode décrite (J. Biol. Chem., 1980, 255, 6947-6953) il apparaît que 93 % de la gélonine présente dans le sang circulant au temps 0 de l'injection disparaissent en 1 h et 99,99 % en 24 h. I1 est connu que par oxydation par les ions periodate des structures osidiques, y compris celles qui sont contenues dans les glycoprotéines, on provoque la rupture de la chaine carbonée chaque fois que deux atomes de carbone adjacents portent des hydroxyles primaires ou secondaires. Si les deux hydroxyles contigus sont secondaires, comme cela est généralement le cas dans les oses cycliques présents dans les GPIR, l'oxydation conduit à deux fonctions aldéhyde sur les carbones entre lesquels la rupture a eu lieu. I1 est également connu que les fonctions aldéhyde sont très réactives vis-à-vis des groupements amines primaires par formation d'imines également connues sous le nom de bases de Schiff. Ainsi, les groupes aldéhyde formés lors de la réaction d'oxydation peuvent réagir avec des amines primaires portées par la chaîne peptidique de la glycoprotéine et former des liaisons covalentes intra- et/ou intermoléculaires indésirables, conduisant à l'instabilité du produit d'oxydation et fréquemment à la formation de polymères insolubles. Il est également connu que la formation de bases de Schiff peut être empêchée si les groupements aldéhyde engendrés par l'oxydation périodique sont rapidement réduits en alcool primaire stable. Cette réduction peut être mise en oeuvre en utilisant des agents réducteurs tels que les ions borohydrure. L'ion cyanoborohydrure est un réactif particulièrement approprié puisque l'ion periodate et l'ion cyanoborohydrure peuvent coexister sans que l'agent réducteur fasse perdre le pouvoir oxydant de l'ion periodate et vice versa. On a maintenant trouvé, de façon absolument inattendue que lorsqu'on modifie les motifs glucidiques d'une GPIR par le procédé original décrit ci-après on obtient une nouvelle molécule de GPIR ayant la double propriété de conserver ses activités biologiques et d'être éliminée très lentement de la circulation sanguine après injection chez les animaux supérieurs ou l'homme. Cette nouvelle GPIR modifiée qui conserve la propriété d'inactiver les ribosomes et qui a acquis, du fait de la modification, une longue durée d'action in vivo, est désignée dans la présente demande par le symbole GPIR-La. Ce procédé original consiste à modifier les motifs osidiques de la GPIR par réaction simultanée avec les ions periodate et les ions cyanoborohydrure. De la sorte, les groupements aldéhyde, engendrés par l'oxydation periodique sont réduits au fur et à mesure de leur apparition, en groupements alcool primaires stables par les ions cyanoborohydrure, évitant ainsi les réactions indésirables avec des groupes aminés de la GPIR et permettant d'obtenir un produit stable et bien soluble. On a également trouvé que, lorsque cette nouvelle molécule de GPIR à longue durée d'action est couplée à des anticorps ou fragments d'anticorps, les conjugués obtenus conservent les propriétés biologiques connues des immunotoxines et présentent une cinétique d'élimination plasmatique lente. La présente invention a donc pour objet, à titre de produit nouveau, une GPIR modifiée dans sa structure, dont les motifs glucidiques ont été modifiés par l'action conjointe des ions periodate et d'ions cyanoborohydrure, ces derniers réduisant en fonctions alcool primaire stable les groupements aldéhyde engendrés par l'oxydation périodique, au fur et à mesure de leur apparition. La présente invention a aussi pour objet le procédé d'obtention de la GPIR modifiée telle que caractérisée ci-dessus. La présente invention a également pour objet des produits appartenant à la classe des immunotoxines, obtenus par couplage covalent entre, d'une part, un anticorps ou fragment d'anticorps, utilisé sous forme naturelle ou correctement modifié et, d'autre part, une molécule de GPIR dont les motifs glucidiques sont modifiés comme cela est caractérisé ci-dessus. On précise ci-après la signification des différents produits utilisés dans la mise en oeuvre de l'invention. Le terme "periodate" désigne l'ion 104 présent dans les solutions aqueuses des sels de l'acide periodique et notamment les sels dérivant des métaux alcalins. Ces sels sont également mentionnés dans la littérature sous le nom de métaperiodates. Le terme "cyanoborohydrure" désigne l'ion CNBH présent dans les solutions aqueuses des cyanoborohydrures et dérivant notamment des métaux alcalins. Le terme "anticorps" représente une protéine choisie parmi tout anticorps ou fragment d'anticorps, ou toute immunoglobuline ou fragment d'immunoglobuline ou toute molécule dérivant des précédentes par modification artificielle de l'un quelconque de leurs groupements fonctionnels, y compris des structures osidiques qu'elles portent, sous réserve que la 'protéine ainsi choisie reste capable de reconnaître sélectivement un antigène donné à la surface des cellules porteuses de cet antigène et notamment des cellules cancéreuses. L'anticorps de départ peut être polyclonal ou monoclonal. La protéine de départ peut être d'origine naturelle ou biosynthétique provenant d'une cellule dont le patrimoine génétique a été modifié dans ce but. La préparation d'anticorps monoclonaux dirigés notamment contre des cellules cibles humaines définies a été-largement mentionnée dans la littérature scientifique et beaucoup de ces anticorps sont maintenant disponibles dans le commerce. Le symbole P représente une protéine choisie parmi tout anticorps ou fragment d' anticorps, ou toute immunoglobuline ou fragment d'immunoglobuline ou toute molécule dérivant des précédentes par modification art ficielle de l'un quelconque de leurs groupements fonctionnels, y compris des structures glucidiques qu'eiles portent, sous réserve que la protéine -ainsi choisie reste capable de reconnaitre sélectivement un antigène donné à la surface des cellules porteuses de cet antigène donné à la surface des cellules porteuses de cet antigène et notamment des cellules cibles. La protéine P de départ peut être d'origine naturelle ou biosynthétique provenant d'une cellule dont le patrimoine génétique a été modifié dans ce but. Le terme "GPIR" représente une glycoprotéine inactivant les ribosomes ou un de ses fragments à â condition que de tels fragments retiennent tout ou partie de la propriété d'inactivation des ribosomes qui caractérise la GPIR dont ils sont issus, ils peuvent également être utilisés comme produits de départ ; on préfère toute fois les GPIR natives. Le terme "GPIR-La" représente la GPIR modifiée selon l'invention, c'est à dire une molécule ayant la propriété d'inactiver les ribosomes comme la GPIR mais ayant une durée d'action in vivo supérieure à celle de la GPIR et qui résulte du traitement de la GPIR avec conjointement une solution aqueuse d'un agent oxydant, tel qu'un periodate et une solution aqueuse d'un cyanoborohydrure. On opère généralement pendant une période de temps de 0,2 à 24 heures, à un pH compris entre 5 et 7 et à l'abri de la lumière. Dans l'immunotoxine, la partie GPIR-La est également indiquée comme "sous-unité cytotoxique". Le symbole A-La représente une glycoprotéine inactivant les ribosomes et à longue durée d'action, obtenue par traitement de la chaîne A de ricine, dont au moins un des groupes thiol de ses cystéines 171 et 257 est éventuellement protégé, avec une solution aqueuse d'un periodate alcalin pendant une période de temps de 0,2 à 24 h à la température de O à 150C et à l'abri de la lumière et par déprotection éventuelle dudit groupe thiol. Le symbole P' représente un radical dérivé de la protéine P cidessus telle quelle ou chimiquement convenablement modifiée, privée d'une ou plusieurs fonctions propres et dont d'autres groupes fonctionnels sont éventuellement bloqués. Le symbole GPIR-La' représente un radical dérivé de la protéine GPIR-La ci-dessus telle quelle ou chimiquement convenablement modifiée, privée d'une ou plusieurs fonctions propres et dont d'autres groupes fonctionnels sont éventuellement bloqués. Le symbole A-La' représente un radical dérivé de la protéine A-La privé d'au moins une des fonctions thiol de ses cystéines 171 et 257. Le symbole P1 représente une des protéines GPIR-La et P telles que définies ci-dessus qui porte des fonctions thiol libres, attachées à ladite protéine directement ou par l'intermédiaire d'une structure d'espacement. Le symbole P2, différent de P1, représente une des protéines GPIR-La et P telles que définies ci-dessus, qui porte un ou plusieurs groupements fonctionnels capables de réagir avec des thiols libres. Le symbole Pltreprésente le radical de la protéine P1 lié aux fonctions propres de la protéine P1 notamment les fonctions SH (de la cystéine), NH2 (terminal de la protéine ou dans la po sition epsilon des lysines), OH (des tyrosines), COOH (des acides aspartiques et glutamiques) ou, seulement dans le cas où P1 est un anticorps ou fragment d'anticorps, le radical de la protéine P1 provenant de l'ouverture des structures glucidiques par action de l'acide periodique selon les méthodes connues. Le symbole P2' représente le radical de la protéine P2 lié aax groupes fonctionnels caractéristiques KH2 (terminal de la protéine ou dans la position epsilon des lysines), OH (des tyrosines), COOH (des acides aspartiques et glutamiques). Par exemple, Pl'-SH représente la protéines1 (qui peut être indifféremment l'anticorps ou fragment d'anticorps P ou la GPIR-La) dans laquelle les groupes SH des cystéines sont libres et les autres groupes fonctionnels sont éventuellement bloqués. De la même façon, P1'-CO- représente la protéine P1, dans laquelle son groupe carboxylique terminal ou les groupes carboxyliques de ses acides glutamiques et aspartiques sont couplés avec un groupement qui apporte un groupe SH introduit artificiellement. Encore P2'-NE- représente la protéine P2 (qui peut étre indifféremment l'anticorps ou fragment d'anticorps P ou la GPIR-La) dans laquelle son groupe amino terminal ou les groupes amino de ses lysines sont attachés à un groupement susceptible de couplage avec le thiol de la protéine Pl. Le terme "structure d'espacement inerte" tel qu'utilisé ici pour E et E' désigne un radical organique bivalent inerte vis-à-vis des réactifs utilisés dans le procédé, tel qu'un groupe alkylène à chaîne droite ou ramifiée contenant de 1 à 15 atomes de carbone, qui peut contenir une ou plusieurs doubles liaisons ou qui peut être interrompu par des atomes d'oxygène ou qui peut être substitué par un ou plusieurs groupes fonctionnels inertes, tels que des groupes méthoxy, des groupes carboxyles libres ou estérifiés, des groupes dialkylamino, des groupes carbamates. Le meme terme désigne également un groupe arylène contenant de 6 à 15 atomes de carbone qui peut être substitué par un ou plusieurs groupes fonctionnels inertes comme indiqué ci-dessus pour le groupe alkylêne. L'expression "groupe fonctionnel capable de se lier d'une façon covalente" telle qu'utilisée ici pour Y et Y' désigne tous les groupes susceptibles de réagir avec les fonctions propres des protéines P1 et P2 pour donner une liaison covalente. Ainsi, les groupes -CO- et -(C=NH)- sont des groupes fonctionnels, convenables susceptibles de se lier aux amines libres, les thiols et les hydroxyles phénoliques des protéines. De même, le groupe -NH- est un groupe fonctionnel convenable, susceptible de se lier aux groupes carboxyliques libres des protéines. Le groupe =N- est un groupe fonctionnel convenable, susceptible de se lier aux deux atomes de carbone des structures glucidiques des protéines P1 et P2 après oxydation avec les ions periodate, mais seulement dans le cas où P1 et P2 sont un anticorps ou un fragment d'anticorps. L'expression "fonction propre des protéines", telle qu'utilisée ici pour Z et Z', désigne les radicaux provenant des groupes caractéristiques des acides aminés formant les protéines P1 et P2, telles que l'atome d'oxygène provenant des hydroxyles des acides aminés tyrosine et éventuellement sérine, le groupe carbonyle provenant du carboxyle terminal ou des carboxyles libres des acides aspartique et glutamique, le groupe -NH- provenant de l'amine terminale des protéines P ou des lysines, l'atome de soufre provenant du thiol de la cystéine. La même expression désigne egalement le groupe provenant de la structure dialdéhydique obtenue après oxydation d'une des structures glucidiques des protéines P1 et P2 par traitement avec les ions periodate, mais seulement dans le cas où les P1 et P2 sont un anticorps ou fragment d'anticorps. Le terme "radical activateur", tel qu'utilisé ici pour X, désigne un groupement lie à un pont -S-S- capable de réagir avec un thiol libre pour former un disulfure avec libération de X-SH. Des radicaux activateurs convenables sont les groupes pyridyl-2 et pyridyl-4, non substitués ou substitués par un ou des halogènes ou des radicaux alkyle, carboxyle, alcoxycarbonyle ; le groupe phényle non substitué ou, de préférence, substitué par un ou des halogènes ou des groupes nitro, alcoxy, carboxyle ou alcoxycarbonyle ; ou un groupe alcoxycarbonyle tel que méthoxycarbonyle. Les termes "alkyle" et "alcoxy" désignent des groupes contenant jusquià 5 atomes de carbone. Le terme "alkylène" désigne des groupements aliphatiques saturés, à chaîne droite ou ramifiée, contenant jusqu'à 10 atomes de carbone pouvant être substitués par un ou plusieurs groupes fonctionnels inertes tels que les groupes alcoxycarbonyle. Des glycoprotéines inactivant les ribosomes utilisées comme produits de départ préférentiels pour l'oxydation par les ions periodate et la réduction selon l'invention sont toutes les GPIR,qui, comme la chaîne A de la ricine, sont par elles-memes très faiblement cytotoxiques car elles ne peuvent se fixer sur les cellules, mais qui, par contre, après couplage à un anticorps reconnaissant des cellules particulières, deviennent hautement cytotoxiques pour ces cellules une fois que l'anticorps a reconnu sa cible. Les composés de départ représentatifs sont la chaine A de ricine, la gélonine et la substance extraite de omoraica Charantia (MOM), telles qu'elles sont obtenues par la voie extractive. D'autres ÇPIR utiles comme produits de départ pour l'oxydation par les ions periodate sont les suivants Dianthin 30 : de Dianthus caryophyllus Dianthin 32 : de Dianthus caryophyllus Agrostin A : de Agrostemma gitnago Agrostin B : de Agrostemma gitnago Agrostin C : de Agrostema gitnago HCI : de Hura crepitans Asparagus officinalis inhibitor : de Asparagus officinalis. Les mêmes substances, produites par la voie biosynthétique par des cellules appropriées dont le patrimoine génétique a été modifié dans ce but, sont des composés également convenables. Des fragments des GPIR ci-dessus, à condition que de tels fragments retiennent tout ou partie de la propriété d'inactivation des ribosomes qui caractérise la GPIR dont ils sont issus, peuvent également être utilisés comme produit de départ. La chaine A de ricine natives dont au moins l'un des groupements thiol est protégé, est un composé de départ préférentiel. L'obtention de la chaîne A de la ricine pure est décrite dans le brevet US 4 340 535. La gélonine et le MOM sont également décrits. La protection des groupes thiol des GPIR de départ est souhaitable lorsque lesdits groupes thiol sont ceux qui seront utilisés pour le couplage avec l'anticorps. Si pour le couplage on utilise d'autres groupes fonctionnels, par exemple 1'hydroxyle phénolique des tyrosines ou des groupes aminés ou des groupes carboxyliques de la GPIR, la protection n'est pas effectuée. Le blocage est effectué par réaction avec un agent susceptible de substituer les fonction SH à l'aide d'un radical qui peut être ensuite éliminé par réduction ou échange thiol/disulfure, par exemple l'acide dinitro-2,2' dithio-5,5' dibenzoïque (DTNB) ou bien l'acide (pyridyl-2 disulfanyl)-3 dipyridyl-4,4' disulfure. En l'absence d'un tel traitement, les thiols libres peuvent disparaître pendant la réaction d'oxydation et dans ce cas ne peuvent être totalement régénérés. L'excès de l'agent bloquant est éliminé par dialyse ou tout autre traitement approprié. La GPIR dont les thiols sont éventuellement bloqués est alors soumise à la réaction d'oxydation par les ions periodate et à la réaction simultanée de réduction des groupements aldéhyde apparus en alcools primaires avec les ions cyanoborohydrure. La réaction d'oxydation periodique et la réaction de réduction sont effectués à un pH modérement acide3 compris entre 5 et 7, de préférence entre 6 et 6,5. Le periodate est mélangé au cyanoborohydrure avant l'addition de la GPIR. Le periodate est utilisé en excès ; plus particulièrement, la concentration en periodate alcalin est toujours supérieure à la concentration des diols vicinaux susceptibles d'être oxydés : des concentrations de 10 à 50 mM en periodate de sodium pour des concentrations de 1 à 10 mg/ml de sous-unité cytotoxique sont convenables. Le cyanoborohydrure est également utilisé à une concentration supérieure à la concentration des diols vicinaux susceptibles d'être oxydés : des concentrations de 10 à 200 mM en cyanoborohydrure de sodium pour des concentrations de 1 à 10 mg/ml de sous-unité cytotoxique sont convenables.La durée du traitement, réalisé à une température comprise entre O et 150C et de préférence entre 1 et 50C et à l'obscurité, est comprise entre 0,2 et 24 heures et de préférence entre 4 et 20 heures. Lorsque la réaction est terminée, le periodate restant est éliminé par addition d'un réactif qui le consomme, par exemple un excès d'éthylène-glycol ou de glycérol et les sous-produits sont éliminés par dialyse ou par toute autre procédure équivalente. Le produit obtenu à la fin de la réaction est isolé selon les techniques classiques. Lorsque les groupes thiol du produit de départ ont été bloqués, le déblocage est effectué selon les méthodes connues, par exemple par action d'un agent réducteur apte à libérer la fonction thiol préalablement bloquée, tel que le mercapto-2 éthanol, ce qui conduit à l'obtention de la nouvelle glycoprotéine inactivant les ribosomes et à longue durée d'action prête à être utilisée pour le couplage avec un anticorps pour obtenir une immunotoxine. Dans le cas de la chaine A de la ricine, la nouvelle molécule de chaine A de ricine ainsi obtenue (A-La) possède les propriétés principales suivantes - un poids moléculaire non significativement différent de celui de la chaîne A native. Par électrophorèse en gradient de polyacrylamide du produit final, on constate que le procédé de modification ne fournit des polymères de la protéine qu'en quantité nulle ou très faible et ne fournit aucun produit de dégradation - un taux de groupements thiol libres supérieur à 0,7 par mole - . une immunoréactivité envers des anticorps de lapin anti-chaine A de ricine que l'on ne peut distinguer de celle de la chaine A native - une activité inhibitrice de la synthèse protéique dans un modèle acellulaire supérieure à 50 ,0 de celle provoquée par une égale quantité da chaîne A native - enfin, après administration intraveineuse unique chez le lapin à une dose voisine de 0,4 mg/kg-de poids corporel, le taux plasmatique de la chaine A à longue durée d'action (A-La) présent dans le sang circulant au temps 24 heures après l'injec tion est de 100 à 300 fois supérieur au taux plasmatique de la chaîne A native mesurée dans les mémes conditions. Disposant d'une GPIR préparée comme décrit ci-dessus, il est possible de l'utiliser pour créer des conjugués ou immunotoxines selon les procédés déjà connus. Plus particulièrement, la présente invention a pour objet des produits, appartenant à la classe des immunotoxines (ci-après symbolisées IT), obtenus par couplage covalent entre, d'une part, un anticorps ou fragment d'anticorps, utilisé sous sa forme naturelle ou correctement modifié, possédant la capacité de reconnaître sélectivement un antigène porté par les cellules cibles visées et, d'autre part, la GPIR à longue durée d'action dite GPIR-La, obtenue comme décrit ci-dessus, le couplage entre.les 2 protéines étant réalisé soit par l'intermédiaire d'une liaison disulfure, soit par l'intermédiaire d'une liaison thioéther. Une immunotoxine formée par couplage d'un anticorps P avec une glycoprotéine inactivant les ribosomes et à longue durée d'action GPIR-La peut être représentée par la formule statistique suivante P' - W - GPIR-La' (I) dans laquelle P' représente le radical d'une protéine qui est un anticorps ou un fragment d'anticorps P tel quel ou chimiquement convenablement modifié et dans lequel d'autres groupes fonctionnels sont éventuellement bloqués, GPIR-La' représente le radical d'une protéine qui est la GPIR-La telle quelle ou chimiquement convenablement modifiée et dans lequel d'autres groupes fonctionnels sont éventuellement bloqués et W représente une structure covalente bivalente contenant un groupe thioéther ou un groupe disulfure dont les atomes de soufre soit sont ceux des cystéines de P et GPIR-La, soit sont liés aux fonctions propres de P ettou de GPIR-La par des structures d'espacement portant un groupe fonctionnel lié auxdites fonctions propres de P et/ou de GPIR-La. Par liaison thioéther entre deux protéines on entend une liaison du type dans laquelle Z, Y et E sont tels que définis ci-dessous. D'une façon préférentielle, la présente invention concerne une immunotoxine de formule statistique P' - W' - GPIR-La' (11) dans laquelle P' et GPIR-La' sont tels que définis ci-dessus et W' représente une structure covalente choisie parmi : a) un groupement de formule b) un groupement de formule c) un groupement de formule - Z - Y - E - S - S d) un groupement de formule -(Z US - S - E - Y - Z - où - Z et 2' identiques ou différents représentent les fonctions pro pres des protéines GPIR-La et P, choisies parmi l'atome d'oxygène provenant de l'hydroxyle de l'un des résidus de tyrosine ; le groupe carbonyle provenant de l'un des carboxyles terminaux ou des carboxyles libres des acides aspartiques et/ou glutamiques de GPIR-La et de P ; le groupe -NH- provenant de l'une des amines terminales de GPIR-La et de P ou de l'une des amines en position epsilon de l'un des résidus de lysine ; et seulement pour Z dans les structures covalentes (b) et (c), le groupe provenant de la structure dialdéhydique obtenue après oxydation d'une des struc tures glucidiques de P par l'acide periodique selon les méthodes connues. - Y et Y' représentent des groupes engagés dans une liaison covalente avec l'une quelconque des fonctions Z et Z' des protéines GPIR-La et P. - E et E' représentent des structures d'espacement inertes. - n représente zéro ou 1. Les immunotoxines de la présente invention sont représentées par les formules I et Il ci-dessus en forme simplifiée, mais il est entendu qu'il peut y avoir plusieurs structures -W- ou -W'- liées à une meme molécule P et/ou de GPIR-La et donc plusieurs GPIR-La liées à un seul P et réciproquement ; le nombre de ponts dépendant du procédé de couplage et du nombre de fonctions propres de P et de GPIR-La. Ainsi les formules statistiques I et II représentent aussi ces produits et leurs mélange, qui répondent à la formule P'(W' - GPIR-La')m dans laquelle m est un nombre entier ou fractionnaire inférieur ou supérieur à 1. Par exemple, si une immunotoxine est formée par couplage de la sous-unité A de la ricine native avec l'anticorps P (par exemple l'anticorps T101) par l'intermédiaire d'une structure covalente bivalente ayant un groupe disulfure dont un soufre est celui de la cystéine 257 de la chaine A de la ricine à longue durée d'action et l'autre est lié aux oxygènes phénoliques des tyrosines de l'anticorps P par un groupe oxopropylique, elle aura la formule statistique P'(O-CO-CH2-CH2-S-S-A-La')t dans laquelle t représente le nombre des tyrosines de l'anticorps (par exemple de l'anticorps T101) intervenues dans le couplage. L'immunotoxine ainsi obtenue correspond ainsi à un produit de formule II, où - P' est tel que défini ci-dessus, notamment le radical de l'anti corps T 101 privé de t fonctions phénoliques de ses tyrosines - A-La' est le radical de la chaîne A de la ricine à longue durée d'action, privée de la fonction thiol de sa cystéine 257 - W' est le groupement (c) - Z - Y - E - S - S -(E'-Y'-Z') n où Z est l'oxygène des hydroxyles phénoliques intervenus dans le couplage, Y est -CO-, E est la structure d'espacement inerte -CH2-CH2- et n est zéro. Particulièrement préférés sont les immunotoxines formées par une ou plusieurs structures contenant la sous-unité A de la ricine à longue durée d'action et un seul anticorps P, représentées par la formule statistique P' (W'- A-La') (III) m dans laquelle P', W' et A-La' sont tels que définis ci-dessus et m représente le nombre de fonctions propres de la protéine P intervenues dans le couplage. Le nombre m varie de 0,3 à 12, de préférence de 0,5 à 10. L'expression "m varie de 0,3 à 12, de préférence de 0,5 à 10" signifie que la valeur de m est statistique car dans la population des molécules d'anticorps le couplage ne se produit pas d'une façon homogène. Le nombre m peut donc ne pas être entier. La valeur de m dépend notamment des anticorps utilisés, plus particulièrement de leur poids moléculaire. Ainsi, si comme anticorps P de départ on utilise un- fragment Fab ou Fab', la valeur de m pourra varier entre 0,3 et environ 2 ; si l'on utilise un fragment F(ab')2, m pourra varier entre 0,5 et environ 4 ; pour un anticorps du type IgG, la valeur de m sera entre 0,5 et environ 6 ; enfin, pour un anticorps IgM, la valeur de m pourra varier entre 1 et environ 12. I1 est cependant préférabie que le degré de substitution sur l'anticorps P soit tel qu'il conduise à une valeur de m non inférieure à 0,5 et non supérieure à 10. Plus généralement, les structures I et II ci-dessus représentent des formules statistiques écrites de façon simplifiées, comme il a été spécifié ci-dessus. D'une façon analogue, les formules IV, V et IX ci-dessous sont également statistiques -lorsque, le cas échéant, n est 1- car les réactifs de couplage sont préparés à partir de populations de protéines Pî et P2 qui ont toutes exactement les mêmes propriétés que celles prises en compte ci-dessus pour l'anticorps P, que ces protéines P1 et P2 soient elles-mêmes l'anticorps P ou la GPIR-La. Selon un autre de ses aspects, la présente invention concerne un procédé pour la préparation d'une immunotoxine à longue durée d'action ayant une liaison covalente du type disulfure ou thioéther entre un anticorps et une glycoprotéine inactivant les ribosomes, caractérisé en ce que l'on forme une liaison disulfure ou thioéther entre un anticorps et une glycoprotéine inactivant les ribosomes à longue durée d'action obtenue par traitement d'une glycoprotéine inactivant les ribosomes, dont les groupes thiol sont éventuellement protégés avec une solution aqueuse d'un periodate alcalin pendant une période de temps de 0,2 à 24 h à la température de O à 15 C et à l'abri de la lumière et par déblocage éventuel du groupe thiol. Selon un aspect préférentiel, la présente invention concerne un procédé pour la préparation d'une immunotoxine ayant la structure I ci-dessus, caractérisé en ce qu'on fait réagir en solution aqueuse et à la température ambiante une protéine P1 qui est indifféremment soit la glycoprotéine inactivant les ribosomes à longue durée d'action GPIR-La, soit un anticorps ou fragment d'anticorps, porteuse d'au moins un groupe thiol libre attaché à ladite protéine P1 directement ou par l'intermédiaire d'une structure d'espacement, avec une protéine P2, différente de P1, qui est indifféremment soit la glycoprotéine inactivant les ribosomes à longue durée d'action GPIR-La, soit un anticorps ou fragment d'anticorps, porteuse d'un groupement capable de couplage avec le thiol libre de la protéine P1, de façon à former une liaison thioéther ou disulfure. Selon un aspect particulièrement avantageux, la présente invention concerne un procédé pour la préparation d'tune immunotoxine ayant la structure II, dans laquelle P', W' et GPIR-La' sont tels que définis ci-dessus, caractérisé en ce qu'on fait réagir en solution aqueuse et à la température ambiante une protéine de formule P,' (Z-Y-E) -SH (IV) avec une protéine de formule statistique P2 '-Z'-Y'-E'-G (V) où P1' et P2' représentent les radicaux des protéines P1 et P2 liés aux fonctions propres desdites protéines ou, seulement lorsque P1 et P2 sont un anticorps ou fraction d'anticorps, les radicaux des protéines P1 et P2 provenant de l'ouverture des structures glucidiques par action de l'acide periodique, Z, Z', Y, Y', E et E' sont tels que définis ci-dessus et G représente un groupe ou un groupe -S-S-X-, où X est un groupe activateur. Tant P que GPIR-La sont donc des protéines.qui présentent indifféremment (1) la ou les fonctions thiol qui participent au couplage et (2) un ou plusieurs groupements lonctionnels capables de réagir avec les fonctions thiol ci-dessus pour former une liaison disulfure ou thioéther. Selon la présente invention lesdites fonctions thiol et groupements fonctionnels sont ceux des protéines E ou GPIR-La natives, ou bien ils y sont introduits artificiellement. La protection des groupes thiol des GPiR de départ n" est nécessaire que lorsque lesdits groupes thiol sont ceux qui seront utilisés pour le couplage avec l'anticorps. Si pour le couplage on utilise d'autres groupes fonctionnels, par exemple l'hydroxyle phénolique des tyrosines, la protection n'est pas effectuée. Le blocage est effectué par réaction avec un agent susceptible de substituer les fonctions SH à l'aide d'un radical qui peut être ensuite éliminé par réduction ou échange thiol/disulfure, par exemple l'acide dinitro-2,2' dithio-5,5' dibenzoïque (DTNB) ou bien par l'acide (pyridyl-2 disulfanyl)-3 propionique. En l'absence d'un tel traitement les thiols libres de la chaine A peuvent disparaître pendant la réaction d'oxydation et de réduction et dans ce cas ne peuvent être totalement régénérés par l'action d'un agent réducteur tel que le mercapto-2 éthanol. L'excès de l'agent bloquant est éliminé par dialyse. La glycoprotéine inactivant les ribosomes dont les thiols sont bloqués est alors soumise à l'oxydation par les ions periodate et la réduction. Si par contre la sous-unité cytotoxique ne présente pas de thiol, ou bien si le ou les thiols ne servent pas au couplage, le blocage indiqué ci-dessus n'est pas mis en oeuvre. La préparation des conjugués ou immunotoxines à partir desglycoprotéines inactivant les ribosomes et à longue durée d'action est réalisée par n'importe quel procédé convenablement choisi dans la gamme de ceux qui sont décrits dans le brevet US 4 340 535. Si la sous-unité cytotoxique choisie présente naturellement au moins un thiol la rendant apte au couplage, cette fonction sera préférentiellement mise en oeuvre par réaction avec l'anticorps ou fragment d'anticorps porteur d'un groupement disulfure activé.Si la sous-unité cytotoxique choisie ne possède pas naturellement de groupe thiol la rendant apte au couplage on pourra préférentiellement introduire artificiellement sur ladite sous-unité, après l'étape d'oxydation par les ions periodate et réduction, au moins un groupement fonctionnel porteur d'un thiol libre, selon tout procédé connu, et poursuivre le couplage comme indiqué ci-dessus. L'introduction dudit groupement fonctionnel peut avoir lieu soit avant l'étape d'oxydation par les ions periodate et réduction mais il sera alors nécessaire que le radical thiol soit bloqué pendant l'étape d'oxydation et réduction puis débloqué après cette étape, soit après l'étape d'oxydation et réduction. Le couplage chimique entre la GPIR-La et l'anticorps (ou fragment d'anticorps) peut être réalisé selon le procédé de la présente invention par des modes opératoires qui - préservent les activités biologiques respectives des deux compo sants du conjugué : l'anticorps et la GPIR-La - assurent au procédé une reproductibilité satisfaisante et un bon rendement de couplage - permettent de maîtriser la valeur du rapport GPIR-La/anticorps dans le conjugué obtenu ; - conduisent à un produit stable et soluble dans l'eau. Parmi les modes opératoires répondant à ces caractéristiques, il faut privilégier ceux qui mettent en oeuvre une ou plusieurs fonctions thiol pour ltétablissement de la liaison entre les 2 protéines En effet, ces fonctions thiol se prêtent particulièrement bien à l'établissement soit de liaisons disulfure, soit de liaisons thioéther qui satisfont les unes comme les autres aux conditions générales ci-dessus. La préparation d'immunotoxines ayant en même temps les caractéristiques suivantes - la liaison covalente entre la chaîne A de la ricine et l'anti corps contient un radicaux disulfure, - l'un des atomes de soufre constituant la liaison disulfure est toujours l'atome de soufre appartenant au résidu de cystéine en position 257 de la chaîne A de ricine; - le bras de liaison réunissant la chaîne A de ricine et l'anti corps est fixé sur ce dernier au niveau de groupements NH latéraux ou terminaux d'une chaîne peptidique, et formées par couplage d'un anticorps avec la chaîne A de la ricine est décrite en détail dans le brevet US 4 340 535. La même méthode peut étre appliquée à la préparation d'immunotoxines ayant les mêmes caractéristiques et formées par couplage d'un anticorps ou fragment d'anticorps avec une GPIR-La. La préparation d'immunotoxines formées par couplage d'un anticorps ou fragment d'anticorps avec une GPIR-La et par une liaison covalente du type disulfure ou thipéther au niveau de différents groupes fonctionnels est décrite en détail ci-après. D'une façon générale, pour la bonne conduite des réactions de couplage entre protéines et en vue d'éliminer notamment les réticulations anarchiques, il importe que l'une des protéines à coupler et elle seule porte la ou les fonctions thiol à mettre en oeuvre, alors que l'autre protéine et elle seule porte une ou plusieurs fonctions susceptibles de réagir avec les thiols en milieu aqueux de pH compris entre 5 et 9 et à une température ne dépassant pas 300C, pour fournir une liaison covalente stable et définie. Les caractéristiques des protéines P1 et P2 utilisées comme produits de départ sont illustrées en détail ci-après. La structure d'espacement E peut être remplacée par les structures préférentielles R à R8 qui ne sont données qu a titre d'exemple. CAS DE LA PROTEINE P1 : Cette protéine étant dans tous les cas celle qui porte la ou les fonctions thiol qui participeront au couplage, la situation se présente de façon diverse selon la nature de cette protéine P . A) La protéine P1 porte naturellement un ou plusieurs radicaux thiol utilisables pour permettre le couplage à la protéine P2 c'est notamment le cas si la protéine P1 est le fragment d'anticorps connu sous la dénomination de F(ab)', tel qu'il est classiquement obtenu par protéolyse limitée de l'anticorps en présence de pepsine, suivie d'une réduction du (ou des) pont(s) disulfure entre chaînes lourdes. C'est également le cas si la protéine P1 est un GPIR-La, par exemple la chaîne A de la ricine modifiée (A-La), ou un dérivé de cette dernière, où l'un au moins des groupements thiol portés par les résidus de cystéine 171 et 257 de la chaîne A de ricine native est libre et accessible au couplage chimique. Dans tous ces cas, la protéine P1 porteuse de son (ou ses) groupement(s) thiol naturel(s) peut être utilisée dans cet état pour l'étape de couplage. B) La protéine P1 ne porte naturellement pas de radicaux thiol utilisables pour permettre le couplage à la protéine P2 - c'est notamment le cas si la protéine P1 est une immunoglobuline native, un anticorps entier ou un fragment d'anticorps et notamment l'un des fragments conventionnellement dénommés F(ab)'2 ou F(ab), - un autre cas où la protéine P1 ne porte pas naturellement de fonction thiol utilisable pour le couplage est celui où cette protéine P1 est une GPIR-La, par exemple la chaîne A de ricine à longue durée d'action où chacun des deux résidus de cystéine est soit bloqué par alkylation, soit inaccessible à la modification chimique. Dans tous les cas, il conviendra alors d'introduire artificiellement sur de telles molécules une ou plusieurs fonctions thiol aptes à permettre le couplage. Trois types de réaction peuvent être utilisés de préférence pour l'introduction de fonctions thiol a) Le premier type de réaction est l'action de l'anhydride S acétylmercapto succinique qui est capable d'acyler des fonctions aminées de la protéine. On pourra ensuite libérer les fonctions thiol par élimination du radical acétyl protecteur, par action de l'hydroxylamine, ainsi que cela a été décrit (Archives of Biochemistry and Biophysics, 1967, 119 , 41-49).On pouria même, dans le cas ou la (ou les) fonction(s) thiol ainsi introduites sous forme protégée doivent réagir ultérieurement avec un radical disulfure mixte activé1 se dispenser de la déprotection préalable par l'hydroxylamine ; en effet, la réaction de formation de la liaison disulfure utilisant les réactifs objets de la présente invention se produit aussi bien avec le radical S-acétyl qu'avec le thiol libre. D'autres méthodes décrites dans la littérature scientifique peuvent aussi être utilisées pour l'introduction de fonctions thiol sur la protéine à modifier. b) Le deuxième type de réaction consiste à faire réagir la protéine par ses groupements carboxyliques avec une molécule diaminée symétrique présentant un pont disulfure, de formule H2N - R1 - S - S - R1 - NH2 dans laquelle R1 est un groupe aliphatique comportant de 2 à 5 atomes de carbone. La réaction se fait de préférence avec la cystamine / R1 = -(CH2)2- / en présence d'un agent de couplage tel qu'un carbodiimide et notamment un dérivé soluble dans l'eau comme l'éthyl-l (diméthylamino-3 propyl)-3 carbodiimide, et conduit à la formation, selon les stoechiométries mises en oeuvre, de l'un des dérivés suivants ou du mélange des deux P '-CO-NH-R1-S-S-R1-NH2 (la) P '-CO-NH-R1-S-S-R1-NH-CO-P (Ib) Un tel produit de réaction peut être alors utilisé de deux manières - Si, dans les formules Ia ou Ib, la protéine P1' est une GPIR-La, par exemple la chine A de ricine à longue durée d'ac tion ou l'un de ses dérivés, le milieu réactionnel obtenu est soumis sans fractionnement à l'action d'un réducteur tel que le mercapto-2-éthanol, ce qui conduit à l'obtention d'un dérivé protéique unique de formule générale P1'-CONH-R1-SH Le produit ainsi obtenu est alors purifié par dialyse ou fil tration sur gel. Si, dans les formules Ia et Ib, la protéine P1' est un anti corps ou l'un de ses fragments, le milieu réactionnel obtenu sera utilisé tel quel pour le couplage en utilisant alors une méthode d'échange thiol/disulfure par exemple celle décrite par Gilliland et Collier (Cancer Research, 1980, 40 , 3564). c) Le troisième type de réaction consiste à utiliser des motifs glucidiques naturellement présents sur les anticorps pour fixer le radical porteur du thiol que l'on se propose d'introduire. La protéine P est alors soumise à une oxydation par les ions periodate selon les méthodes connues afin de faire apparaitre des fonctions aldéhyde sur les motifs glucidiques. La réaction est arrêtée par addition réactif qui consomme le periodate restant, par exemple un excès d'éthylèneglycol et les sous-produits sont éliminés par dialyse ou tout autre traitement approprié. Le produit obtenu est traité par une molécule diaminée symétrique présentant un pont disulfure, de formule générale H2N-R1 -S-S-R1 -N2 dans laquelle R1 est un groupe aliphatique comportant de 2 à 5 atomes de carbone. Les produits d'addition formés sont alors réduits en amines secondaires ou tertiaires par action d'un hydrure métallique convenable, notamment le borohydrure de sodium. La réaction se fait de préférence avec la cystamine / R1 = -(CH2)2- / et conduit à la formation, selon les stoechiométries mises en oeuvre de l'un des dérivés suivants ou du mélange des deux Le milieu réactionnel obtenu pourra alors être traité exactement comme indiqué ci-dessus pour les produits caractérisés par les structures Ia ou Ib. Dans les deux derniers types de réaction d'introduction artificielle de groupements thiol décrits ci-dessus (ceux utilisant un réactif disulfure diaminé symétrique), il est préférable que la protéine P1 mise en oeuvre ne possède ni groupes SH libres, ni groupes aminés libres. Dans le cas de la GPIR-La cela peut toujours être réalisé par alkylation du ou des SH naturels obtenue par réaction avec un réactif usuel des thiols tel que le N-éthylmaléiimide ou l'acide iodacétique ou l'un de ses dérivés et par méthylation des NH2 naturels selon le procédé de méthylation réductive décrit par MEANS et FEENEY (Biochemistry, 1968, 7 , 2192). Par exemple, la chaîne A de ricine native modifiée peut présenter jusqu'à 6 radicaux méthyle par mole préalablement introduits. Une telle protéine conserve l'intégralité de ses propriétés biologiques et notamment sa capacité à inhiber la synthèse protéique ribosomale dans les cellules eucaryotes. Dans les cas des anticorps ou gragments d'anticorps et plus généralement de toutes les substances du premier groupe tel que défini précédemment qui ne possèdent pas de groupements SH naturellement libres, il conviendra de procéder à une méthylation réductive, par exemple selon la méthode de MEANS et FEENEY : on peut ainsi habituellement introduire plusieurs dizaines de radicaux méthyle par mole d'anticorps sans modifier sa capacité à reconnaître sélectivement un antigène à la surface des cellules porteuses de cet antigène. CAS DE LA PROTEINE P2 Cette protéine est dans tous les cas celle qui porte un ou plusieurs groupements fonctionnels capables de réagir avec les thiols de la protéine P1 pour former une liaison soit disulfure, soit thioéther. Ces groupements fonctionnels, toujours artificiellement introduits sur la protéine P2, diffèrent selon que l'on cherche à obtenir un couplage par liaison disulfure ou par liaison thioéther et sont choisis comme indiqué ci-après. A) Cas de la liaison disulfure. La préparation du conjugué peut alors ètre représentée par le schéma : P1' -(Z-Y-E)n-SH + P2'-Z'-Y'-E'-S-S-X P1',-(Z-Y-E)n-S-S-E'-Y'-Z'-P2' + X-SH La protéine P2 substituée par un atome de soufre activé est obtenue à partir de la protéine P2 elle-même ou de la protéine P2 correctement protégée, par substitution à l'aide d'un réactif lui-même porteur d'un atome de soufre activé selon le schéma P2 + L-Y'-R-S-S-X P2'-Z'-Y'-R'-S-S-X dans lequel - F2 désigne Ia protéine à substituer - L-Y' représente une fonction permettant la fixation covalente du réactif sur la protéine. Le groupement fonctionnel L-Y' est une fonction capable de se lier de façon covalente avec l'une quelconque des- fonctions portées par les chaînes latérales des aminoacides constitutifs de la protéine à substituer. Parmi celles-ci, on retiendra particulièrement a) Les fonctions aminées terminales des chaînes peptidiques ou les fonctiona aminées latérales des radicaux lysyle contenus dans la protéine.Dans ce cas, L-Y' pourra notamment représenter - un groupe carboxylique qui pourra se lier aux fonctions aminées de la protéine en présence d'un agent de couplage tel qu'un carbodiimide et notamment un dérivé soluble dans l'eau comme l'éthyl-l (diméthylamino-3 propyl)-3 carbodiimide - un chlorure d'acide carboxylique qui est susceptible de réagir directement avec les fonctions aminées pour les acyler - un ester dit "activé" tel qu'un ester d'ortho- ou para-, nitro ou dinitro-phényle ou encore un ester de N-hydroxy succinimide qui peut réagir directement avec les fonctions aminées pour les acyler - un anhydride interne d'un diacide carboxylique tel, par exemple, l'anhydride interne d'un diacide carboxylique tel, par exemple, l'anhydride succinique qui réagit spontanément avec les fonctions amines pour créer des liaisons amides - un groupement ïmidoester (L = OR2 ; Y' = -(C=NH)-) où R est un groupe alkyle, réagissant avec les groupes aminés de la protéine P2 selon la réaction où R3 représente le groupe -R-S-SX b) Les fonctions phénol des radicaux tyrosyle contenus dans la protéine. Dans ce cas L-Y' pourra notamment représenter un groupement imidazolyl-l carbonyle, réagissant avec les groupes phénol de la protéine selon la réaction où le l-imidazolyle est-L, le groupe CO est Y' et R4 est le groupe -R-S-S-X. Le radical -S-S-X désigne un disulfure mixte activé capable de réagir avec un radical thiol libre. En particulier, dans ce disulfure mixte, X pourra désigner un groupe pyridyl-2 ou pyridyl-4, éventuellement substitué par un ou des radicaux alkyle, halogène ou carboxylique. X peut aussi désigner un groupe phényle de préférence substitué par un ou des groupes nitro- ou carboxylique. X peut encore représenter un groupe alcoxycarbonyle tel que le groupe méthoxycarbonyle. Le radical R désigne la structure d'espacement (indiquée comme E dans la formule générale II ci-dessus) capable de porter simultanément les substituants Y' et S-S-H. I1 devra être choisi de façon à ne pas comporter de fonctions susceptibles d'interférer au cours des réactions ultérieures avec les réactifs utilisés et les produits synthétisés.En particulier, le groupe R peut etre un groupe -(CH2)n- avec n compris entre l.et 10, ou encore un groupe dans lequel R6 désigne l'hydrogène ou un groupe alkyle ayant de 1 à 8 atomes de carbone et R5 désigne un substituant inerte vis-àvis des réactifs utilisés ultérieurement tel qu'un groupe carbamate où R7 désigne un groupe alkyle droit ou ramifié ayant de 1 à 5 atomes de carbone et notamment le groupe tertiobutyle. La réaction du composé L-Y'-R-S-S-X avec la protéine F2 est effectuée en phase liquide homogène le plus souvent dans l'eau ou une solution tampon. Lorsque la solubilité des réactifs l'exige, il est possible d'ajouter au milieu réactionnel un solvant organique miscible à l'eau à une concentration finale pouvant atteindre 20 .o0 en volume lorsqu'il s'agit d'un alcool tertiaire tel que le butanol tertiaire ou 10 % en volume lorsqu'il s'agit du diméthylformamide ou du tétrahydrofuranne. La réaction est effectuée à température ambiante pendant un temps variant de quelques minutes à quelques heures. Après quoi, une dialyse ou une filtration sur gel permet d'éliminer les produits de faible masse moléculaire ét, en particulier, les excès de réactifs. Ce procédé permet d'introduire un nombre de groupements substituants par mole de protéine habituellement compris entre 1 et 15. En utilisant de tels composés, le couplage avec la protéine P1 est réalisé par mise en présence des deux protéines en solution aqueuse de pH compris entre 6 et 8, à une température ne dépassant pas 30 C, pendant un temps variant de 1 h à 24 h. La solution aqueuse obtenue est éventuellement dialysée pour éliminer les produits de faible masse moléculaire, puis le conjugué peut etre purifié par diverses méthodes connues. B) Cas de la liaison thioéther. La préparation du conjugué consiste alors à faire réagir Pl'-(Z-Y-E)n-SH avec la protéine P2 sur laquelle auront préalablement été introduits un ou plusieurs radicaux maléiimide. La réaction est alors représentée par le schéma suivant cité comme exemple dans lequel - R8 représente une structure d'espacement, aliphatique ou aro matique, comportant de 1 à 15 atomes de carbone, inerte vis-à-vis des réactifs utilisés ultérieurement - Z' represente des groupes variables selon le type de groupement fonctionnel de la protéine P2 intervenant dans le couplage. Ainsi Z' = oxygène dans le cas d'un ester sur le phénol d'un résidu tyrosyle, Z' = Nif dans le cas du couplage d'un groupement carboxylique activé sur un groupement aminé de la protéine, Z' = NH-CH2 dans le cas de la réaction d'une chlorométhylcétone sur un groupement aminé de la protéine. La protéine P2 substituée par le ou les groupes maléiimide est obtenue à partir de la protéine P2 elle-même ou de la protéine P2 correctement protégée, par substitution de fonctions convenables de-la protéine à l'aide d'un réactif lui-même porteur du groupement maléiimide. Parmi ces fonctions convenables, on retiendra particulièrment a) Les fonctions aminées terminales des chaînes peptidiques ou les fonctions aminées latérales des résidus lysyle contenus dans la protéine.Dans ce cas, le réactif porteur du radical maîéiimide pourra être - soit un réactif de formule générale dans laquelle L-CO- représente soit un groupe carboxylique, la réaction étant alors effectuée après activation de la fonction carboxylique en présence d'un agent de couplage tel qu'un carbodiimide et no tamment un dérivé soluble dans l'eau tel que 1'éthyl-l (diméthylamino-3 propyl) -3 carbodiimide, soit un ester dit "active" tel qu'un ester d'ortho- ou para-, nitro ou dinitrophényle, ou encore un ester de N hydroxysuccinimide qui réagit directement avec les fonctions aminées pour les acyler. La préparation de tels réactifs est notamment décrite dans Helvitica Chemica Acta, 1975, 58 , 531-541. D'autres réactifs de la même classe sont commercialement disponibles. - soit un réactif de formule générale capable de réagir avec les groupements aminés de la protéine P2 selon le schéma b) Les fonctions phénol des radicaux tyrosyle contenus dans la protéine. Dans ce cas, le réactif porteur du radical maléiimide pourra être un réactif de formule générale réagissant avec les groupes phénol de la protéine selon la réaction La réaction des réactifs porteurs de la maléiimide avec la protéine P2 est effectuée en phase liquide homogène le plus souvent dans l'eau ou une solution tampon.Lorsque la solubilité des réactifs l'exige, il est possible d'ajouter au milieu réactionnel un solvant organique miscible à l'eau à une concentration finale pouvant atteindre 20 % en volume lorsqu'il s'agit d'un alcool tertiaire tel que le butanol tertiaire ou 10 % en volume lorsqu'il s'agit du diméthylformamide ou du tétrahydrofuranne. La réaction est effectuée à température ambiante pendant un temps variant de quelques minutes à quelques heures. Après quoi, une dialyse ou une filtration sur gel permet d'éliminer les produits de faible masse moléculaire et, en particulier, les excès de réactifs. Ce procédé permet d'introduire un nombre de groupements substituants par mole de protéine habituellement compris entre 1 et 15. En utilisant de tels composés, le couplage avec la protéine P1 est réalisé par mise en présence des deux dérivés protéiques en solution aqueuse de pH compris entre 6 et 8, à une température ne dépassant pas 300C, pendant un temps variant de 1 h à 24 h. La solution obtenue est éventuellement dialysée pour éliminer les produits de faible masse moléculaire, puis le conjugué peut être purifié par diverses méthodes connues. Les composés de formule dans laquelle E et G sont tels que définis ci-dessus, sont préparés par u. procédé caractérisé en ce qu'on fait réagir un composé de for- mule G-E-COOH (VII) dans laquelle G et E sont tels que définis ci-dessus, avec le carbonyldiimidazole de formule dans un solvant organique à la température de 10 à 400C. Les composés de formule VI sont particulièrement utiles comme agents de couplage sur les hydroxyles des tyrosines des protéines GPIR-La et P. Selon un autre de ses aspects, la présente invention a pour objet de nouveaux produits ayant la formule statistique suivante GPIR-La"-O-CO-E-G (IX) dans laquelle - GPIR-La" représente le radical de la protéine GPIR-La ou toute molécule dérivant de ladite GPIR-La par modification artificielle de l'un quelconque de ses groupements fonctionnels, privée d'un ou plusieurs groupes hydroxyles phénoliques des tyrosines, - l'atome d'oxygène est celui des groupes hydroxyles phénoliques manquant dans le radical GPIR-La", - E et G sont tels que définis ci-dessus. Particulièrement préférés sont les composés de formule IX dans laquelle E représente un groupe -(CH2) - où p est un nombre entier de 2 à 7 ou un groupe et G est un groupement de structure -S-S-X, où X est un radical activateur choisi parmi les groupes 2-pyridyle et 4-pyridyle non substitués ou substitués par un ou des halogènes ou des radicaux allyle, carboxyle, alcoxycarbonyle, le groupe phényle non substitué ou substitué par un ou des halogènes ou des groupes nitro, alcoxy, carboxyle ou alcoxycarboxyle, ou un groupe alcoxycarbonyle. Les produits de formule IX sont préparés en faisant réagir un produit de formule GPIR-La" -OH dans laquelle GPIR-La" est tel que défini ci-dessus et le groupe hydroxyle est l'hydroxyle phénolique manquant dans les tyrosines du radical GPIR-La", avec un composé de formule VI ci-dessus à une température de 10 à 400C dans un solvant aqueux contenant éventuellement un solvant organique miscible à l'eau, tel que par exemple un solvant éthéré comme le dioxanne ou le tétrahydrofuranne. Dans le cas où GPIR-La est la chaine A-de ricine à longue durée d'action, les propriétés des immunotoxines IT (A-La) ainsi obtenues sont les suivantes - le taux de couplage moyen exprimé en nombre de moles de chaîne A modifiée par mole d'anticorps est habituellement compris entre 0,5 et 5 et en particulier entre 1 et 3 - la séparation électrophorétique en gel de polyacrylamide de 1'IT (A-La) conduit à une répartition du produit en une série de ban des correspondant à des produits dont les poids moléculaires diffèrent de celui de l'anticorps par incréments successifs de 30 000 daltons - les études effectuées par cytofluorométrie permettent. de montrer que l'anticorps n'a subi aucune altération importante au cours des réactions d'activation et de couplage auxquelles il a été soumis et qu'il reste capable au sein méme du conjugué de reconnaître l'antigène contre lequel il est dirigé - l'activité inhibitrice de la synthèse protéique de la chaîne A, modifiée et couplée à un anticorps, déterminée dans un modèle acellulaire en présence de mercapto-2-éthanol est totalement conservée. L'activité cytotoxique des immunotoxines à chaîne A-La mesuree dans un test de synthèse protéique en modèle cellulaire sur des cellules présentant l'antigène cible, est plus de 100 fois supérieure à celle mesurée dans les mêmes conditions pour des cellules ne présentant pas l'antigène cible. Par exemple, l'immunotoxine (désignée IT (A-La) AT1SE) construite en couplant, à l'aide d'un bras à pont disulfure, la chaine A-La à un anticorps monoclonal (désigné anticorps ATTISE) dirigé contre l'antigène Thy 1.2 présent à la surface de certaines cellules leucémiques de souris est environ 1.000 fois plus toxique vis-à-vis des cellules Thy 1.2 positives que des cellules Thy 1.2 négatives.De plus l'activité de 1'IT (A-La) AT1SE est identique à celle obtenue avec 1'IT préparée à partir du même anticorps AT1SE et la chaine native. Enfin, après administration intraveineuse de 1'IT (A-La) chez le lapin à une dose voisine de 0,4 mg/kg de poids corporel exprimé en chaîne A, le taux plasmatique de 1'IT (A-La) présent dans le sang circulant au temps 24 h après l'injection est de 50 à 100 fois supérieur au taux plasmatique de 1'IT classique mesurée dans les mêmes conditions.Ainsi, typiquement chez le lapin, il apparaît que le taux plasmatique de 1'IT (A-La). AT1SE dans le sang circulant au temps 24 h après l'injection est de9 Ó du produit présent au temps zero contre 0,08 % pour 1'IT AT1SE classique correspondante à la chaine A non modifiée, au même temps, soit un accroissement de l'ordre d'un facteur 110. On obtient ainsi des immunotoxines modifiées qui ont acquis un caractère nouveau quant à'leurs propriétés pharmacocinétiques. Plus particulièrement, par modification appropriée de la sousunité cytotoxique on a pu ajouter aux propriétés de cytotoxicité spécifique des immunotoxines, sans qu'il leur soit porté atteinte, une nouvelle propriété tout aussi intrinsèque : la capacité à manifester une lente cinétique d'élimination plasmatique après injection chez les animaux supérieurs ou chez l'homme. I1 est apparu récemment dans la littérature des travaux ayant pour objet l'amélioration des propriétés pharmacocinétiques de la ricine et potentiellement celles des conjugués anticorps-ricine et des conjugués anticorps-chaîne A de ricine. Les publications de ces travaux sont les suivants - European Journal of Biochemistry (1985), 147 , 197-206, - Biochemica Biophysica Acta (1985), 842 , 12-21, - Cancer Drug Delivery (1985), 3 , 191-198. Comme cela sera expliqué ci-après, l'examen détaillé de ces publications fait apparaître des différences majeures aussi bien au niveau de la méthodologie qu'au niveau des résultats entre ces tra vaux et ceux de la demanderesse, d'où il ressort une très grande supériorité des produits, objets de la présente demande. C) Au niveau de la méthodologie. Selon cet art antérieur, la méthode utilisée visant à réduire la vitesse d'élimination, in vivo, de la ricine et potentiellement celle des conjugués anticorps-ricine et des conjugués anticorps-chaîne A de.ricine, a consisté à modifier les résidus osidiques de la toxine ricine entière en utilisant un mélange de métaperiodate de sodium et de cyanoborohydrure de sodium à pH 3.5 pendant des périodes de temps courtes dont l'optimum est défini égal à 1 heure. Le procédé mis au point par la demanderesse se distingue de cette méthode par es points suivants 1) la modification a lieu exclusivement sur la molécule de chaîne A de ricine purifiée 2) le pH de la réaction est beaucoup plus élevé (proche de la neutralité) 3) la durée optimale de traitement beaucoup plus longue (de 4 à 16 heures). I1 convient d'indiquer également que, lorsque la méthode décrite dans ces publications est appliquée directement à la chaîne A de ricine purifiée, celle-ci est rapidement et irréversiblement dénaturée dans sa quasi-totalité, ce qui la rend impropre à toute utilisation ultérieure. Ce point a été établi expérimentalement par la demanderesse. Ainsi la procédure décrite dans ces publications pour la ricine entière ne peut pas être directement transposée à la molécule de chaîne A de ricine et donc le procédé original de modification de la chaîne A découvert par la demanderesse ne pouvait être en aucune façon anticipé de ces publications. D) Au niveau des résultats a) Propriétés de la ricine modifiée. La toxine ricine modifiée selon la méthode décrite dans ces publications a les propriétés principales suivantes - L'activité biologique in vitro de la ricine modifiée, c' est à dire son pouvoir cytotoxique vis-à-vis de cellules en culture, est très fortement altérée par le traitement, la perte d'activité pouvant atteindre 90 %. - La toxicité globale in vivo de la ricine modifiée évaluée dans deux espèces animales (souris et rat) est, à l'inverse, accrue d'un facteur compris entre 3 et 4. On notera que ces deux propriétés devraient conférer à un conjugué, construit par couplage d'un anticorps et de la ricine ainsi modifiée, des propriétés qui vont à contresens de ce qui est désirable pour les immunotoxines pour lesquelles sont recherchés à la fois un pouvoir cytotoxique vis-à-vis des cellules cibles le plus élevé possible et une toxicité globale la plus faible. - La captation hépatique de la ricine qui est le phénomène majeur responsable se son élimination du courant circulatoire est diminuée d'un facteur 2 lorsque la ricine a été modifiée. I1 en résulte un accroissement de la concentration plasmatique de la ricine modifiée d'un facteur seulement égal à 2,3 par rapport à cette concentration lorsque la ricine n' a pas été modifiée. En outre, il est à noter que le degré d'inhibition de la captation hépatique de la ricine obtenue par la modification chimique de ses résidus osidiques est inférieur à celui obtenu lorsque la ricine native est coadministrée in vivo avec un excès d'ovalbumine, glycoprotéine qui, par ses résidus osidiques à mannose terminal, est un puissant compétiteur de la ricine vis-à-vis des récepteurs des glycoprotéines à mannose terminal des cellules hépatiques. Ceci indique que le traitement de la ricine, tel que décrit dans ces publications, est très insuffisant pour assurer une complète destruction des sucres de la ricine responsables de la captation hépatique de la toxine. b) Propriétés biologiques des immunotoxines à chaine A issues de la ricine modifiée. Les auteurs des publications mentionnées ci-dessus, ont construit une immunotoxine en utilisant la chaine A de ricine purifiée à partir de la ricine modifiée. La ricine modifiée a été obtenue par traitement de la ricine native par le periodate de sodium et le cyanoborohydrure de sodium à pH 3,5 pendant 60 minutes. Ces conditions sont, selon ces auteurs, les conditions optimales qui assurent le meilleur compromis entre l'accroissement du taux plasmatique de la ricine et la diminution de son activité biologique (selon ces conditions de traitement le taux plasmatique de la ricine ainsi modifié est augmenté d'un facteur 2 à 2,3 alors que son activité est réduite d'un facteur 4,7). La chaine A issue de la ricine ainsi modifiée a été couplée par l'intermédiaire d'un pont disulfure à un anticorps dirigé contre certaines cellules cancéreuses. Les études des propriétés biologiques de cette immunotoxine, présentées dans ces publications font apparaître une activité considérablement réduite. La cytoxicité induite par ce conjugué vis-à-vis des cellules cibles est inférieure d'un facteur 3 à 4 à celle du même conjugué construit avec la chaîne A de ricine native, ce qui indique que le traitement de la ricine réalisé tel que décrit par ces auteurs, qui est préjudiciable pour l'activité biologique de la ricine, l'est également pour les immunotoxines construites avec la chaîne A issue de cette ricine modifiée. Rappelons qu'à l'inverse les immunotoxines à chaine A-La préparées selon le procédé de la présente demande présentent des activites cytotoxiques vis-à-vis des cellules cibles identiques à celles obtenues avec les mêmes immunotoxines homologues construites avec la chaine A de ricine native. c) Propriétés pharmacocinétiques de la chaîne A issue de la ricine modifiée et propriétés pharmacocinétiques des immunotoxines correspondantes. A partir des résultats exposés ci-dessus, les auteurs de ces publications prévoient que les immunotoxines préparées avec la chaîne A issue de la ricine modifiée selon leur méthode devraient avoir des propriétés pharmacocinétiques améliorées, c'est à dire une vitesse d'élimination du compartiment sanguin diminuée, leur conférant ainsi des activités biologiques accrues. Toutefois aucun résultat d'expérience n'apporte la démonstration de ce point essentiel. En outre, cette conclusion ne peut même pas être déduite des données publiées pour les raisons suivantes - Les seuls résultats de pharmacocinétique décrits sont ceux obte nus expérimentalement avec les toxines entières (ricine et ricine modifiée) et non avec les chaines A correspondantes. Or la toxine ricine contient une unité oligosaccharidique sur la chaîne B.Ces unités osidiques, étant toutes à mannoses termi naux, sont également susceptibles d'être reconnues par les cel lules non parenchymateuses portant des récepteurs capables de reconnaitre ces oses. En pratique, on ne sait pas si les motifs osidiques impliqués dans ce processus d'élimination de la ricine sont ceux portés par les chaînes A ou par les chaines B ou par les deux. I1 n'est donc pas possible de savoir si les motifs osidiques responsables de la rapide élimination de la chaine A, comme cela est démontré par la demanderesse, sont les mêmes que ceux qui sont également impliqués dans l'élimination de la ricine. En conséquence l'inhibition partielle de la capture hépatique de la ricine modifiée par le procédé décrit dans les publications citées, qui atteste que les motifs osidiques impliqués dans ce processus pour la ricine entière ont été en partie modifies, n'indique, en aucune façon, que la modification des motifs osidiques de la chaine A obtenue lorsqu'on opère sur la ricine entière est appropriée pour assurer une inhibition de la capture hépatique de la chaîne A isolée et donc une lente élimination de celle-ci et des immunotoxines correspondantes. La demanderesse a donc entrepris des travaux pour déterminer les propriétés pharmacocinétiques de la chaîne A isolée à partir de ricine modifiée selon le procédé décrit dans les publications citées et des immunotoxines correspondantes. Les procédures expérimentales utilisées pour 1) la modification de la ricin, 2) l'isolement de la chaine A, 3) le couplage de la chaine A à l'anticorps sont strictement identiques à celles décrites dans les publications mentionnées précédemment et dans celles citées en référence dans ces articles. Les résultats obtenus avec la chaine A issue de ricine modifiée selon le procédé décrit dans les publications citées sont résumés dans. le tableau I, dans lequel figurent aussi, à titre comparatif, les résultats obtenus avec la chaine A native et avec la chaîne A-La préparée selon la présente invention. TABLEAU I : : : Chaine A : : : : Chaine A : issue de : Chaîne : native : la ricine: A-La : : : modifiée : : : Inhibition de synthèse : : : protéique en modèle : 10- M : 10- M : 1,2 : acellulaire (CI50) : : : 10-10M : : Thiol libre par mole : 0,9 : 0,77 : 0,79 : de chaîne A : : : Poids moléculaire : 30.000 : 30.000 : 30.000 : + 3.000: : : : Concentration plasmati-: : : que relative (%) 24 h : 0,015 : 0,04 : 5 : après l'injection : : : : Ainsi, ces résultats montrent que la chaîne A obtenue à partir de la ricine modifiée présente des propriétés identiques à celles de la chaine A-La en ce qui concerne le nombre de thiols libres par mole de chaîne A et le poids moléculaire.Par contre, ces deux produits diffèrent considérablement quant à leurs propriétés biologiques 1) L'activité biologique intrinsèque de la chaîne A, qui est son pouvoir à inhiber la synthèse protéique, est diminuée d'un fac teur 10 pour la chaîne A issue de la ricine modifiée alors qu'elle n'est pas altérée (ou d'un facteur non significatif) pour la chaine A-La. 2) La différence en ce qui concerne les propriétés pharmacocinétiques est encore plus spectaculaire. La concen tration plasmatique mesurée 24 heures après l'injection est 125 fois supérieure pour la chaine A-La que pour la chaîne A issue de la ricine modifiée, dont la capacité à demeurer dans le cou rant circulatoire n'est ameliorée que d'un facteur égal à 2,6 seulement par rapport à la chaine A native. Les résultats de pharmacocinétique et d'activité biologique des immunotoxines construites avec la chaîne A issue de ricine modifiée sont résumés dans le tableau II qui présente aussi, à titre comparatif, les résrltats obtenus avec les immunotoxines construites avec la chaîne A native et avec la chaîne A-La préparée selon la présente invention. TABLEAU II : : Immunotoxine: Immunotoxine : Immunotoxine: : : à chaine A : à chaîne A : à chaîne native : issue de rici-: A-La : : ne modifiée : Concentration néces-: : saire pour inhiber : 2.10- 10M : : de 50 % la synthèse : : > 10-9 : des protéines des : : : 2.10- : cellules cibles (CI50) : Concentration plas : matique relative : 0,08 : 0,6 : 9 : (%) 24 h après : l'injection : : : : : I'injection Ces résultats indiquent que 1) La capacité des immunotoxines à chaîne A issues de ricine modifiée à demeurer dans la circulation in-vivo est considérablement plus faible que celle enregistrée avec les immunotoxines à chaîne A-La. Au temps 24 h après injection, l'écart correspond à un facteur égal à 15. 2) L'activité cytotoxique vis-à-vis des cellules cibles des immunotoxines-à chaîne A issue de ricine modifiée est au moins 20 fois inférieure à celle des immunotoxines à chaine A native ou à chaîne A-La qui présentent des activités cytotoxiques identiques. Ces résultats démontrent la très large supériorité des immunotoxines préparées selon l'invention par rapport à celles préparées à partir des intermédiaires décrits dans la littérature. Ainsi, cet examen comparatif entre les travaux décrits dans la littérature et ceux décrits dans la présente demande confirme le caractère totalement inattendu des résultats obtenus par la demanderesse et met mieux encore en lumière le haut degré d'amélioration apporté par les nouvelles molécules de chaîne A-La et par les nouvelles molécules d'immunotoxines à chaîne A-La. Les exemples suivants permettent de mieux comprendre l'invention sans en limiter la portée. EXEMPLE 1 Cet exemple démontre, après injection intraveineuse chez l'animal, l'élimination lente de la chaîne A de ricine modifiée par réaction d'oxydation par le periodate de sodium et par réaction de réduction simultanée par le cyanoborohydrure de sodium. A) Modification de la chaise A de ricine par action simultanée du periodate de sodium et du cyanoborohydrure de sodium. a) Blocage du SH naturel de la chaîne A par le DTSB. La chaîne A de ricine a été préparée et purifiée selon le mode opératoire décrit dans le brevet US 4 340 535. A 20 ml d'une solution de chaine A de ricine comportant 0,81 groupement thiol par mole de chaine A, à la concentration de 6 mg/ml dans le tampon phosphate 125 mM, pH 7, on ajoute 20 équivalents d'acide dinitro-2,2' dithio-5,5' dibenzoïque (DTNB) sous la forme de 0,7 ml de solution de DTNB dans un tampon phosphate 125 mM, cette solution étant amenée à pH 7 à l'aide d'hydroxyde de sodium. On laisse incuber le mélange pendant 30 minutes à 200C. On dialyse ensuite la solution contre du PBS (tampon phosphate 20 mM, NaCl 150 mM, pH 7) on obtient, après centrifugation à 10 000 x g pendant 30 minutes, 107 mg de chaîne A bloquée sur la fonction thiol, en solution à 5,5 mg/ml. b) Oxydation periodique et réduction par le cyanoborohydrure de sodium de la chaine A bloquée sur la fonction thiol. L'ensemble de cette procédure est réalisé à 40C. A 107 mg de chaîne A bloquée sur la fonction thiol contenue dans 19,5 ml, on ajoute 19 ml de tampon acétate 0,2 M, pH 6,5 et on amène cette solution à pH 6,5 à l'aide de tampon acétate 0,2 M, pH 3,5.0n prépare une solution de cyanoborohydrure de sodium à 160 mM dans le tampon acétate pH 6,5. On prépare une solution de periodate de sodium à 80 mM dans le tampon acétate pH 6,5, cette solution étant maintenue à l'obscurité. Puis l'on mélange dans l'obscurité 19 ml de la solution de periodate de sodium avec 19 ml de la solution de cyanoborohydrure de sodium.Après 10 minutes on ajoute, dans l'obscurité, au mélange periodate de sodium/cyanoborohydrure de sodium 38 ml de la solution de chaîne A bloquée sur la fonction thiol et on laisse l'incubation se poursuivre pendant 17 heures, à 40C dans l'obscurité. La réaction est arrêtée par addition de 2,7 ml d'une solution de glycérol à 20 (v/v) dans le tampon acétate 0,2 M, pH 6,5. On laisse l'incubation se poursuivre pendant 20 heures à 40C, puis la solution est dialysée ext ens ivement à 40C pendant 48 heures contre du tampon bicarbonate d'ammonium 50 mM, pH 7,8. Après centrifugation à -1O 000 x g pendant 30 minutes, on obtient 74 ml de solution à 0,82 mg/ml de chaîne A-La bloquée sur la fonction thiol et modifiée sur ses résidus osidiques par oxydation et réduction. c) Déblocage des groupements thiols. 74 ml de solution à 0,82 mg/ml de chaîne A-La bloquée et modifiée sur ses résidus osidiques sont ramenés à 16,8 ml par concentraction, puis on ajoute 0,406 ml de mercapto-2 éthanol à 50 o. On laisse l'incubation se poursuivre pendant 1 h à 200C. On dialyse ensuite la solution contre le tampon PSB à 40C. On obtient ainsi 45 mg de chaîne A-La modifiée à une concentration de 2,87 mg/ml. En utilisant la technique au DTNB (Methods in Enzymology, 1972, 25 , 457 (Academic Press)) on détermine que la chaîne A-La ainsi obtenue présente 0,79 groupement thiol libre par mole. Le poids moléculaire de la chaine A-La > déterminé par électrophorèse en gradient de polyacrylamide en présence de dodécylsulfate de sodium, est de 30.000+ 3.000. La préparation de chaîne A-La, obtenue précédemment, a été étudiée en ce qui concerne son activité enzymatique d'inhibition de la synthèse protéique et ses propriétés pharmacocinétiques. B) Activité enzymatique de la chaîne A-La à longue durée d'action mesurée dans un modèle acellulaire. La propriété biologique fondamentale de la chaine A de ricine est d'inhiber la synthèse protéique cellulaire par sîtération de la sous-unité ribosomale 60S. Le protocole in vitro utilisé, comporte l'emploi de fractions subcellulaire de foie de rat convenablement complémentées et capables d'incorporer la 14C-phénylalanine en présence d'un ARN messager artificiel, l'acide polyuridylique. Le mode opératoire employé pour préparer les fractions subcellaires et pour mesurer l'incorporation de 14C-phenylalanine est une adaptation de la méthode décrite dans Biochimica Biophysîca Acta, 1973, 312 , 608-615, mettant en oeuvre à la fois une fraction microsomale et une fraction de cytosol des hépatocytes de rat. L'échantillon contenant la chaîne A est introduit sous la forme d'une solution convenablement diluée dans un tampon Tris-HCl 50 mM, pH 7,6 contenant du mercapto-2 éthanol à 0,2 % et de la sérumalbumine bovine à 15 microgrammes/ml. A partir des données de comptage, on calcule par rapport à un milieu témoin sans inhibiteur le pourcentage d'inhibition de l'incorporation de 14C-phénylalanine dans les protéines pour chaque milieu réactionnel contenant de la chaîne A de ricine. Les courbes obtenues permettent de calculer la CI50 ou concentration de chaîne A (native ou modifiée) qui inhibe de 50 O l'incorporation du précurseur radiomarqué dans les protéines. On observe ainsi une CI50 égale à 1,2.10-1 mole/l pour la chaîne A-La selon l'invention. La CI50 de la chaine A témoin de l'expérience est de îo1O mole/l : compte tenu de la précision des mesures, la modification n'entraîne donc pas de perte significative d'activité de la chaine A. C) Propriétés pharmacocinétiques de la chaîne A-La à longue durée d'action. La chaîne A (native ou modifiée) est administrée chez le lapin par injection unique dans une veine de l'oreille. La quantité de chaine A ou A-La injectée correspond à 0,415 mg/kg. Les échantillons de sang sont prélevés au cours du temps sur héparine. Les plasmas sont analysés à l'aide d'un test immunoradiométrique, ci-après désigné par l'abréviation IRhI-1. Cette technique a l'avantage de doser la chaîne A sans modification de celle-ci. Ce dosage est réalisé dans des plaques à microtitrations (par exemple : "NENC-TSP screening system" Poly Labo Block France) dont le couvercle est muni de pointes hyperabsorbantes qui plongent dans les puits du socle. Ces pointes constituent les phases solides. Des anticorps de brebis anti-chaìne A de ricine (ciaprès désignés sous l'abréviation Acul) purifiés par chromatographie d'affinité, sont absorbés sur les phases solides. Pour cela 200 microlitres d'une solution d'Acl à 10 microgrammes/ml dans le tampon phosphate PBS sont distribués dans les puits. Les pointes sont mises en contact d'abord avec la solution d'Acl pendant 24 h à 40C puis avec du sérum de veau foetal pendant 3 h à 200C pour saturer tous les sites de fixation. L'immunoabsorbant saturé est alors mis en contact pendant 3 h à 200C avec les échantillons plasmatiques à doser à différentes dilutions ou avec des solutions de chaine A de concentrations connues pour l'établissement de la courbe d'étalonnage. Un lavage est effectué par un tampon PBS, puis l'immunoabsorbant est mis en contact pendant 2 h à 200C avec les anticorps de brebis antichaîne A de ricine purifiés par chromatographie d'affinité et radiomarqués (ci-après désignés par l'abréviation Ac2). Le radiomarquage de l'Ac2 est réalisé avec de l'iode 125 en présence de chloramine T selon la méthode de Greenwood et Hunter (Biochem.J., 1963 89 , 114) ; l'activité spécifique des Ac2 radiomarqués est de 5 à 10 microcuries/microgramme. 106 coups par minute (cpm) d'AcZ radiomarqués sont introduits sous 200 microlitres dans le tampon PBS, contenant 0,1 % de sérum albumine bovine. Après lavage, dans le tampon PBS, les pointes sont détachées et la quantité d'Ac2 lié est mesurée par comptage de la radioactivité. La mesure de la concentration en chaîne A dans les échantillons à doser se fait par référence à la courbe d'étalonnage réalisée avec la chaine A introduite à différentes concentrations connues. Lorsque de la chaine A-La à longue durée d'action est injectée chez l'animal, cette meme chaîne A-La est utilisée pour l'établissement de la courbe d'étalonnage correspondante. Les valeurs de concentration en chaine A (native ou modifiée) dans le plasma sanguin mesurées par cette technique sont reproductibles et fiables. Le seuil de détection est de 1 nanogramme/ml. L'étude de la reproductibilité intra- et inter-essais donne des coefficients de variation inférieurs à 10 Ó pour les valeurs de concentrations comprises dans la gamme de 1 à 200 nanogrammes/ml. Les résultats de ces expériences sont représentés sous la forme de courbes présentant en abscisse le temps, exprimé en heures, et en ordonnée, sur échelle logarithmique, la concentration plasmatique du produit testé, rapportée en pourcent de la concentration plasmatique théorique au temps zéro. Cette valeur appelée concentration plasmtique relative" (CPR) est calculée à l'aide de l'expression suivante Concentration mesurée en temps t CPR = - x 100 Quantité injectée/volume plasmatique Le volume plasmatique est considéré égal à 36 ml/kg de poids corporel de l'animal. La figure 1 montre les courbes d'élimination plasmatique, en fonction du temps après injection intraveineuse, de la chaine A de ricine native et de la chaine A-La modifiée. Pour la chaîne A native (courbe 1) il apparaît deux phases : dans la première phase, le produit disparaît très rapidement'de la circulation, puisque trois heures après l'injection il ne reste plus dans le plasma que 0,1 ,Ó de la dose administrée. Dans la deuxième phase, la décroissance est plus lente. Lorsque la chaîne A a été modifiée sur ses motifs osidiques (chaine A-La, courbe 2), le profil d'élimination est profondément modifié : la primière phase d'élimination -responsable de la disparition de la plus grande partie du produit- est pratiquement abolie, ce qui conduit à un accroissement considérable des taux plasmatiques de sous-unité cytotoxique native. Vingt-quatre heures après l'injection, la concentration de la chaîne A-La modifiée est 330 fois supérieure à la concentration de la chaîne A non modifiée (courbe 2). Ainsi, ces résultats prouvent que les réactions d'oxydation par le periodate de sodium et de réduction des groupes aldéhydes apparus avec formation d'alcool primaire par action du cyanobohydrure de sodium ont modifié les sucres impliqués dans le processus de reconnaissance responsable de l'élimination de la chaîne A au point d'empêcher cette reconnaissance sans que l'activité biologique caractéristique de la chaine A soit altérée. EXEMPLE 2 Cet exemple démontre l'importance de la durée du traitement oxydatif sur les propriétés pharmacocinétiques de la chaine A oxydée et réduite. Cinq préparations de chaine A-La sont réalisées en utilisant le mode opératoite décrit dans l'exemple 1 excepté pour la durée du traitement par le mélange periodate de sodium plus cyanoborohydrure de sodium. Les durées de traitement sont les suivantes : zéro (arrêt immédiat par le glycérol), 30 minutes, 1 heure, 2 heures, 4 heures et 16 heures. Ces différentes préparations sont injectées chez le lapin et la concentration plasmatique relative de la chaine A-La est mesurée au temps 24 heures selon le même mode opératoire que dans l'exemple 1. Les résultats sont représentés sur la figure II, sur laquelle on a porté en ordonnée le CPR au temps 24 heures et en abscisse la durée du traitement du periodate-cyanoborohydrure. Ces résultats indiquent que 1) l'accroissement du taux plasmatique de la chaine A est bien dû à la réaction d'oxydation et de réduction puisque, lorsque la réaction est immédiatement arretée, la concentration plasmatique de la chaine A-La est identique à celle obtenue pour la chaîne A native, 2) il est nécessaire que la durée de ces réactions soit rela tivement longue pour obtenir des effets optimaux. EXEMPLE 3 : Immunotoxine (abrégé IT) obtenue par réaction entre un anticorps anti-cellules T de souris (anticorps dirigé contre l'antigène Thy 1.2) substitué par des groupements disulfure activés et la chaîne A-La de ricine. A) Anticorps anti-cellules T de souris ou anticorps AT15E : Cet anticorps a été obtenu selon la methode décrite dans Journal of Immunology, 1979; 122 , 2491-2498. B) Chaîne A-La de ricine La chaine A-La de ricine utilisée a été préparée ainsi qu'il a été indiqué dans l'exemple 1. C) Anticorps activé anti-cellules T de souris A 10 ml d'une solution à 5,83 mg/ml d'anticorps dans un tampon borate 0,1 M, pH 8,8, on ajoute 4,25 mg de N-succinimidyl (pyridyl-2 dithio)-3 propionate dans l'éthanol à 95 Ó sous un volume de 0,5 ml. Le mélange est agité 30 minutes à 200C. Après dialyse contre du tampon phosphate 125 mM, pH 7, la solution protéique est centrifugée à 10.000 x g pendant 30 minutes à 40C, et on obtient ainsi 57,3 mg d'anticorps activé à une concentration de 4,66 mg/ml. Par dosage spectrophotométrique à 343 nm de pyridinethione-2 libérée par échange avec le mercapto-2 éthanol, on constate que l'on a obtenu un anticorps portant 3,75 groupements disulfure mixte activé par mole d'anticorps. D) Préparation de l'immunotoxine à chaîne A-La de ricine à longue durée d'action. A 6,5 ml de la solution d'anticorps activé précédemment obtenue (concentration 4,66 mg/ml soit 30,3 mg d'anticorps activés) on ajoute 8,9 ml de chaîne A-La à 2,87 mg/ml obtenue comme indiqué à l'exemple 1 et on incube 20 heures à 250C. La solution est centrifugée puis purifiée par filtration sur colonne de gel (gel AcA44) avec mesure de la densité optique de l'effluent à 280 nm. Le regroupement des fractions contenant à la fois l'anticorps et la chaîne A modifiée conduit à 32 ml de solution d'immunotoxine à 0,4 mg/ml soit 12,8 mg. Cette solution contient 0,107 mg de chaine A-La modifiée couplée à l'anticorps par ml. Le taux de couplage moyen de cette préparation est donc de 1,8 mole de chaîne A-La par mole d'anticorps. L'immunotoxine à chaîne A-La de ricine obtenue comme indiqué cidessus a été étudiée en ce qui concerne ses propriétés pharmacocinétiques et ses propriétés de cytotoxicité spécifique visà-vis des cellules cibles. EXEMPLE 4 Cet exemple démontre l'acquisition de la propriété de lente élimination plasmatique des immunotoxines à chaine A de ricine à longue durée d'action désignées en abrégé IT (A-La). A) Mode opératoire. Le conjugué préparé selon le procédé décrit dans l'exemple 3 est administré chez le lapin par injection unique dans une veine de l'oreille. La quantité injectée correspond à 0,415 mg/kg exprimé en chaîne A. Les échantillons de sang sont prélevés au cours du temps sur héparine. Les plasmas sont analysés à l'aide d'un test immunoradiométrique à deux sites ci-après désigné par l'abréviation IR,Y-3. Cet essai est réalisé selon la même technique que pour le test IRM-1 (décrit dans l'exemple 1) excepté que la solution Ac2 est ici une solution d'anticorps de chevres anti-IgG de souris purifiées par chromatographie d'affinité et radiomarqués comme décrit pour la technique IRM-1 (décrit dans l'exemple 1). La mesure de la concentration en immunotoxine modifiée dans les échantillons à doser se fait par référence à une courbe d'étalonnage réalisée avec l'immunotoxine modifiée introduite à différentes concentrations connues. L'essai IRM-3 répond aux mêmes caractéristiques de fiabilite et de reproductibilité que celles décrites pour la technique IRM-l. Pour comparaison, une étude contrôle est réalisée dans les mêmes conditions avec le conjugue appelé IT-AT1SE obtenu par réaction entre le même anticorps AT1SE substitué par des groupements disulfure activé et la chaîne A native de ricine. La préparation est réalisée selon la même procédure que celle décrite dans l'exemple 3. Les résultats de ces expériences de pharmacocinétique sont représentés de la même façon que pour la chaîne A de ricine non couplée décrit dans l'exemple 1. B) Résultats. La figure 3 montre les courbes d'élimination plasmatique en fonc tion du temps de 1'IT ATTISE conventionnelle (courbe 1) et de 1'IT (A-La) AT1SE (courbe 2) injectées par voie intraveineuse. Vingtquatre heures après l'injection, la concentration d'immunotoxine active est 110 fois supérieure pour 1'IT (A-La) AT1SE que pour 1'IT AT1SE classique. Ce fait démontre que les nouvelles propriétés pharmacocinétiques de la chaine A-La sont conservées après couplage à un anticorps. EXEMPLE 5 Cet exemple démontre le maintien des propriétés de cytotoxicité spécifique de 1'IT (A-La) ATTISE vis-à-vis des cellules cibles Thy 1. positives. La propriété biologique fondamentale de la chaine A de ricine est d'inhiber la synthèse protéique cellulaire par altération de la sous-unite ribosomale 60S. La technique utilisée met en oeuvre un molèle cellulaire dans lequel on mesure l'effet des substances étudiées sur l'incorporation de 14C-leucine dans les cellules cancéreuses en culture. Les cellules utilisées appartiennent à la lignée cellulaire T2 issue d'une leucémie T qui porte l'antigène Thy 1.2. Les cellules sont incubées en présence de la substance à étudier à différentes concentrations puis, en fin d'incubation, on procède à la mesure du taux d'incorporation de 14C-leucine par les cellules ainsi traitées. L'expérience est réalisée en l'absence ou en présence du chlorure d'ammonium à la concentration finale de 10 mM, connu pour augmenter l'activité cytotoxique des immunotoxines. Cette mesure est effectuée selon une technique adaptée de la technique décrite dans Journal of Biological Chemistry, 1974, 249 (11), 3557-3562 utilisant le traceur 14C-leucine pour la determination du taux de synthèse protéique. La détermination de la radioactivité incorporée est effectuée ici sur les cellules entières isolées par filtration. A partir de ces déterminations, on peut tracer les courbes effets/doses présentant en abscisse la concentration molaire en chaine A des substances étudiées et en ordonnée l'incorporation de 14C-leucine exprimée en pourcentage de l'incorporation des cellules témoins en l'absence de toute substance affectant la synthèse protéique. On peut ainsi déterminer pour chaque substance étudiée la concentration qui inhibe 50 % de l'incorporation de 14C-leucine ou concentration inhibitrice 50" (CI50). Le tableau III ci-après représente les valeurs de CI50 obtenues dans la même expérience avec l'IT (A-La) AT1SE et IT AT1SE en l'absence ou en présence de chlorure d'ammonium d'une part, la chaîne A native et la chaine A-La non couplée d'autre part. On peut constater que 1'IT (A-La) AT1SE a une très forte activité cytotoxique, identique à celle obtenue avec l'immunotoxine à chaine A native correspondante et qui est environ 1.000 fois supérieure à celle de la chaîne A-La non couplée, mesurée dans les mêmes conditions. On peut constater également que 1'IT (A-La) AT1SE conserve pleinement sa capacité à être potentialisée par le chlorure d'ammonium. TABLEAU III : Produits : Concentration inhibitrice 50 : IT (A-La) AT15E : 2.10-1OM : : IT (A-La) AT15E : 3.10-11M ; + 10 mM NH4C1 IT AT15E . 2.10-10M : IT AT15E : 3.10-11M : + 10 mM NH4C1 : Chaîne A native : 3.l0-7M : Chaîne A-La : 2.10-7M : : Chaîne A-La : 2.10-7M EXEMPLE 6 Cet exemple démontre, après injection intraveineuse chez l'animal, 1) l'élimination rapide de la gélonine native et 2) l'élimination lente de la gélonine modifiée par réaction d'oxydation par le periodate de sodium et par réaction de réduction simultanée par le cyanoborohydrure de sodium. A) Modification de la gélonine par action simultanée du periodate de sodium et du cyanoborohydrure de sodium. La gélonine a été préparée et purifiée à partir de Gelonium multiflorum selon la méthode décrite (J. Biol. Chem., 1980, 255 6947-6953). La réaction d'oxydation est réalisée dans les mêmes conditions que celles décrites pour la chaîne A de ricine dans l'exemple 1 excepté que l'étape de blocage des thiols par le DTNB n'est pas pratiquée. En effet, le couplage de la gélonine à l'anticorps n étant pas généralement pratiqué à partir des groupements thiols naturels de la gélonine, les groupements thiols seront introduits artificiellement après l'étape d'oxydation, selon la technique décrite dans Cancer Res., 1984, 44 , 129-133. A 1 ml de solution à 5 mg/ml de gélonine dans le tampon PBS on ajoute 1 ml de tampon acétate 0,2 M, pH 6,5 et on amène cette solution à pH 6,5 à l'aide de tampon acétate 0,2 M, pH 3,5. On prépare une solution de cyanoborohydrure de sodium à 160 mM dans le tampon acétate pH 6,5. On prépare une solution de periodate de sodium à 80 mM dans le tampon acétate pH 6,5, cette solution étant maintenue à l'obscurité.Puis on mélange dans l'obscurité 1 ml de la solution de periodate de sodium avec 1 ml de la solution de cyanoborohydrure de sodium. Après 10 minutes on ajoute, dans l'obscurité, au mélange-periodate de sodium/cyanoborohyGrure de sodium 2 ml de la solution de gélonine. On laisse l'incubation se poursuivre pendant 17 h à 40C dans l'obscurité. La réaction est arrêtée par addition de 142 microlitres d'une solution de glycérol à 20 Ó (v/v) dans le tampon acétate 0,2 M, pH 6,5. On laisse l'incubation se poursuivre pendant 20 heures à 40C puis le milieu réactionnel est dialyse à 40C pendant 48 h contre du tampon bicarbonate d'ammonium 50 mM pH 7,8.On obtient ainsi, après centrifugation à 10.000 x g pendant 30 minutes3 2,8 mg de gélonine oxydée à une concentration de 0,7 mg/ml. Comme la chaine A de ricine, la propriété fondamentale de la gélonine est d'inhiber la synthèse protéique de cellules eucaryotes par altération de la sous-unité ribosomale 60S (Biochem. J., 1982, 207 , 505-509). Dans le cas de la gélonine aussi, la modification due à l'oxydation et à la réduction de ses résidus osidiques n'entraîne pas de perte d'activité. B) Propriétés pharmacocinétiques de la gélonine à longue durée d'ac tion. La gélonine native ou modifiée selon les procédures développées ci-dessus est administrée chez le lapin par injection unique dans une veine de l'oreille. La quantité de gélonine injectée est comprise entre 0,3 et 0,4 mg/kg. Les échantillons de sang sont prélevés au cours du temps sur héparine. Les plamas sont analysés à l'aide d'un test immunoradiométrique ci-après désigné par l'abréviation IRM-2. Cet essai est réalisé selon la même technique que pour le test IRM-1 excepté que la solution Acl est ici une solution d'anticorps de lapin anti-gélonine purifiés par chromatographie d'affinité, les anticorps Ac2 étant les mimes anticorps radiomarqués. La procédure de radiomarquage est identique à celle décrite pour la technique IRM-1. La mesure de la concentration en gélonine native ou gélonine modifiée dans les échantillons à doser se fait par référence à une courbe d'étalonnage réalisée avec la gélonine native ou modifiée introduite à différentes concentrations connues. L'essai IRM-2 répond aux mêmes caractéristiques de fiabilité et reproductibilite que celles décrites pour la technique IRM-1. Les courbes d'élimination plasmatique, en fonction du temps, de la gélonine native et de la gélonine modifiée injectées par voie intraveineuse, montrent que la gélonine native, cbmme la chaine A de ricine native, disparait très rapidement de la circulation puisque 99,99 % de la gélonine présente dans le sang circulant disparaissent en 24 h. Lorsque la gélonine a été modifiée sur ses motifs polysaccharidiques, le profil d'élimination est profondément modifié : 24 h après l'injection, la concentration de la gélonine oxydée est environ 250 fois supérieure à celle de la gélonine native. Ainsi, comme pour la chaîne A de ricine, ces résultats prouvent que les réactions d'oxydation par le periodate de sodium et de réduction des groupes aldéhydes apparus avec formation d'alcool primaire par action du cyanoborohydrure de sodium ont modifié les sucres impliqués dans le processus de reconnaissance responsable de l'élimination de la gélonine au point d'empêcher cette reconnaissance. Ces toxines modifiées peuvent être utilisées pour le traitement des affections cancéreuses ou non dont les cellules cibles seraient reconnues par l'anticorps utilisé pour la préparation de l'immunotoxine. Les modalités optimales d'administration ainsi que la durée du traitement devront être déterminées dans chaque cas en fonction du sujet et de la nature de l'affection à traiter. Les nouveaux médicaments selon l'invention sont conditionnés pour etre utilisés par voie injectable et de préférence par voie intraveineuse. REVENDICATIONS 1. GPIR modifiée, ayant l'activité inhibant les ribosomes de la GPIR native et une durée d'action in vivo prolongée par rapport à celle de la GPIR, caractérisée en ce qu'elle est obtenue par traitement de la GPIR avec conjointement une solution aqueuse d'un periodate et une solution aqueuse d'un cyanoborohydrure, la dite GPIR étant autre que la chaîne A de la ricine. 2. GPIR modifiée selon la revendication 1, caractérisée en ce qu'au moins l'un des groupes thiol de la GPIR est protégé pendant ledit traitement. 3. GPIR modifiée selon l'une des revendications 1 ou 2, caractérisée en ce que ledit traitement a lieu en solution aqueuse à pH 5 à 7, une température de 0 à 150C, à l'obscurité et pendant une période de 0,2 à 24 heures. 4. GPIR modifiée selon l'une quelconque des revendications 1 à 3, caractérisée en ce qne la solution réactionnelle contient de 1 à 10 mg/ml de chaîne A réactive, 10 à 50 mN de periodate alcalin et 10 à 200 mM de cyanoborohydrure de sodium. 5. Procédé de préparation d'une GPIR modifiée selon l'une quelconque des revendications 1 à 4, caractérisée en ce que l'on traite une GPIR avec conjointement une solution aqueuse d'un periodate et une solution aqueuse d'un cyanoborohydrure. 6. Procédé selon la revendication 5, caractérisé en ce que ledit traitement par les ions periodate et le cyanoborohudrure a lieu en solution aqueuse à pH 5 à 7, à une température de O à 150C, à l'obscurité et pendant une période de 0,2 à 24 heures. 7. Procédé selon l'une des revendications 5 ou 6, caractérisé en ce que la solution réactionnelle contient de 1 à 10 mg/kg de chaîne A réactive, 10 à 50 mM de periodate alcalin et 10 à 200 mM de cyanoborohydrure de sodium. 8. Procédé selon l'une quelconque des revendications 5 à 7, caractérisé en ce que la GPIR est préalablement traitée par un réactif classique de protection des groupes SH, et en ce que les dits groupes SH sont déprotégés après le traitement par les ions 104 et le cyanoborohydrure. 9. Procédé selon la revendication 8, caractérisé en ce que le réactif de protection des groupes SH est choisi parmi l'acide dinitro-2,2' dithio-5,5' dibenzoïque et l'acide (pyridyl-2 disulfanyl)-3 propionique et en ce que la déprotection des grou pes SH est effectuée par action du mercapto-2 éthanol. 10. Immunotoxine à durée d'action prolongee in vivo, caractérisée en ce qu'elle résulte du couplage d'un anticorps ou d'un fragment d'anticorps à de la GPIR modifiée selon l'une quelconque des re vendications 1 à 4. 11. Immunotoxine selon la revendication 10, caractérisée en ce que ie couplage entre l'anticorps ou le fragment d'anticorps et la GPIR modifiée a lieu par l'intermédiaire d'un pont disulfure. 12. Immunotoxine selon la revendication 11, caractérisée en ce que le couplage est effectué avec un réactif hétérobifonctionnel choisi parmi le N-succinimidyl (pyridyl-2 dithio)-3 propionate ou l'acide (pyridyl-2 disulfanyl)-3 propionique activé par l'éthyl-l (diméthylamino-3 propyl) -3 carbodiimide. 13. Composition pharmaceutique anticancéreuse caractérisée en ce qu'elle contient, à titre de principe actif, une immunotoxine se lon l'une quelconque des revendications 10 à 12.