Brevet FR2574427A1 — publié le 19860613

MICROORGANISMES DE SOUCHE PHANEROCFAETE CHRYSOSPORIUM ET LEUR UTILISATION La présente invention concerne de nouveaux microorganismes de souche Phanerochaete chrysosporium ainsi que leur utilisation pour la production de l'enzyme ligninolytique. La biodégradation de la lignine joue un r8le essentiel dans le cycle du carbone terrestre. Ce composé, après la cellulose, représente le matériau organique le plus abondant capable de se renouveler. Il a en outre la faculté de s'in- cruster et d'empêcher, jusqu'au moment de sa décomposition, l'accès des bactéries dégradantes vers la cellulose et les hémicelluloses des tissus des plantes ligneuses. Les champignonsBasidiomycètes qui provoquent la pourriture blanche du bois sont capables de dégrader tous les constituants de la paroi végétale, y compris la lignine. La dégradation de ce polymère phénolique a été plus par- ticulièrement étudiée chez le champignon Phanerochaete chrysosporium. Ce champignon et d'autres espèces causant la pourriture blanche en ques- tion sont par conséquent susceptibles d'applications dans des domaines divers tels que la technologie du bois et du papier et la production de composés chimiques à partir de déchets lignocellulosiques. Néanmoins, on pourrait élargir l'éventail de telles applications poten- tielles si l'on disposait de méthodes permettant la sélection de souches de capacités supérieures. Différentes études sur la régulation nutritionnelle de la dégradation de la lignine par le champignon Phanerochaete chrysosporium ont établi une relation nette entre une carence en azote du milieu de culture et l'appari- tion d'une activité ligninolytique. Par exemple, P.chrysosporium ME-446 (ATCC 34541) ne dégrade pas la li- gnine pendant sa phase de croissance active, mais pendant la phase station- naire, lorsqu'elle se trouve en carence nutritionnelle. La dégradation de la lignine par ce champignon représente par conséquent une caractéristique d'un métabolisme secondaire, l'influence de l'azote jouant un rôle dans l'établissement et le maintient de cette activité ligni- nolytique. Aussi, KEYSER et coll. ont montré dans J. of Bacteriology, sept. 1978, pp. 790-797 que la décomposition de la lignine par P. chrysosporium s'effectue -2 - de manière significative uniquement lorsque le milieu de culture est carence en azote. L'intensité de la répression du système ligninoiytique par l'azote varie selon la source d'azote choisie. L'acide glutamique est un puissant répresseur de la ligninolyse et parait jouer, avec la glutamine, un rle privilégié dans la régulation de l'activité ligninolytique [FENN et coll., Arch. Microbiol.130, pp. 59-65 (1981)]. Chez d'autres microorganismes, un métabolisme secondaire est déclenché sous l'influence de diverses carences nutritionnelles. Dans le cas de P.chrysosporium, le système ligninolytique peut être stimulé également sous l'influence d'une carence du milieu de culture en hydrate de carbone et en soufre bien que seule une carence en azote ait été jugée nécessaire à l'obtention d'une dégradation importante de la lignine (JEFFRIES et coll., Applied and Environmental Microbiology, Aug. 1981, pp. 290-296). MING TIEN et T. KENT KIRK ont rapporté dans Science 221, pp. 661-663 (1983), la découverte-d'une enzyme extracellulaire produite par Phanerochaete chrysosporium Burdsall, enzyme capable de provoquer, en présence de peroxyde d'hydrogène, la dégradation oxydante de différents composés-modèles ayant la sous-structure de la lignine de même que la dégradation de la lignine de sapin ou de bouleau. Cette enzyme produite par P.chrysosporium BKM-1767 (ATCC 24725) ou par P. chrysosporium ME-446 (ATCC 34541) a été décrite dans Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., vol. 81, pp. 2280-2284 (1984) comme étant une glycoprotéine d'environ 42.000 daltons contenant un protoheme IX par molécule. Elle catalyse de manière non stéréospécifique plusieurs oxydations dans les chaînes alkyles latérales de modèles moléculaires de type lignine (monomères ou dimères) ou de lignines macromoléculaires: rupture C -C dans les composés du type aryl-C -HOH-C-HR-C H20 (R= aryle ou O-aryle), oxydation des alcools benzy- liques en aldéhydes ou cétones, rupture intradiol des structures phényl- glycol et hydroxylation du radical méthylène des groupements benzyliques. L'enzyme en question catalyse également le couplage oxydatif des phénols expliquant probablement la relation connue depuis longtemps entre l'oxy- dation phénolique et la dégradation de la lignine. Toutes ces réactions nécessitent la présence de peroxyde d'hydrogène -3 - pour leur accomplissement. Cette enzyme constitue une oxygénase unique due au fait qu'elle néces- site le peroxyde d'hydrogène pour exercer son activité. Pour des raisons de commodité, l'enzyme ainsi décrite sera dénommée par la suite "enzyme ligninolytique". Les conditions de production de cette enzyme sont cependant encore mal maîtrisées et la lenteur du processus de biodégradation de la lignine cons- titue un facteur limitant pour les applications actuellement envisagées: délignification enzymatique ou microbiennede sous-produits agricoles ou forestiers, en vue de l'amélioration de leur digestibilité pour les rumi- nants, de l'hydrolyse enzymatique de la cellulose, ou d'une fermentation anaérobie. Par conséquent, l'obtention de souches de P.chrysosporium hyperligni- nolytiques capables de déréguler.le système lignainolytique serait d'un atout primordial pour de futures applications industrielles. On a maintenant trouvé, de manière surprenante, que des microorganis- mes de souche Phanerochaete chrysosporium sont capables, dans des milieux non limités en azote, de développer une activité ligninolytique beaucoup plus élevée que les souches P.chrysosporium connues, par conséquent, selon des conditions opératoires plus avantageuses que celles exigées par l'art antérieur. Ainsi, un premier objet de l'invention concerne deux nouveaux microor- ganismes de l'espèce Phanerochaete chrysosporium Burdsall. Un autre objet de l'invention concerne l'utilisation des nouveaux microorganismes Phanerochaete chrysosporium selon l'invention pour la pro- duction de l'enzyme ligninolytique. Les microorganismes selon l'invention sont déposés auprès de l'INSTITUT PASTEUR (Paris) dans la Collection Nationale de Cultures de Microorganismes (C.N.C.M.) sous les numéros respectifs 1-398 et 1-399. Un autre objet de l'invention vise en outre un procédé pour l'obtention d'un surnageant de culture contenant l'enzyme ligninolytiqueprocédé suivant lequel on cultive les nouveaux microorganismes Phanerochaete chrysosporium -4 - de l'invention en milieu nutritif non carencé en source d'azote assimila- ble et contenant une source de carbone et de sels minéraux assimilables. De même, l'invention se rapporte à un procédé pour l'obtention de l'enzyme ligninolytique, procédé suivant lequel on cultive les nouveaux microorganismes Phanerochaete chrysosporium de l'invention en milieu nutritif non carencé en source d'azote assimilable et contenant une source de carbone et de sels minéraux assimilables, pour obtenir un surnageant de culture contenant l'enzyme ligninolytique que l'on isole par exemple au moyen de techniques de centrifugation,dialyse et chromatographie. Suivant un mode de réalisation pour l'obtention d'un surnageant conte- nant l'enzyme ligninolytique en question, on prépare un inoculum végétatif en ensemençant une petite quantité du milieu de culture avec une suspension conidiale du microorganisme. On cultive alors ce microorganisme sous conditions d'aérobiose ou de préférence sous conditions d'oxygène, à une température comprise entre 28'C et 40 C de préférence à 37'C et sur différents milieux nutritifs contenant une source d'azote, une source-de carbone et des sels minéraux. Avant l'inoculation par le microorganisme, il est souhaitable d'ajuster le pH du milieu de culture à 4,5-5. On utilise, à cet effet un tampon dimé- thyl-2,2' succinate de sodium ajusté avec un hydroxyde de métal alcalin par exemple l'hydroxyde de potassium. En général, une production significative d'enzyme ligninolytique au sein du surnageant a lieu du 3ème au 8ème jour avec un maximum au 5ème ou 6ème jour. Comme source de carbone assimilable, on utilise par exemple le glucose, le mannose, l'amidon, le melibiose, le mannitol, le xylose, le maltose, l'adonitol, l'arabitol, le fructose, le sorbitol, le raffinose, le xylitol, le D(+)treholose ou le glycerol. La source d'azote assimilable peut être par exemple l'asparagine, le nitrate d'amonium ou le tartrate d'ammonium. Quant aux sels minéraux ceux-ci peuvent être par exemple le citrate de fer, KH2P04, ZnSo4, MnSo4, CaCl2, CuSO4, NaCl, FeS04, CoCO4, ZnSO4, AlK(S04)2, H3B0o3, Na2MoO4, MgSO4. Le glycerol constitue la source de carbone préférée selon l'invention. - 5- On a remarqué, en effet, que cette source nutritive en milieu non carence en azote permet d'obtenir des taux extrêmement importants d'activité li- gninase ou même ligninolytique au contraire des souches P.chrysosporium BKM-1767 (ATCC 24725) et ME-446 (ATCC 34541) qui ne produisent pas d'enzyme ligninolytique dans ces conditions. Comme rapporté précédemment, une carence en azote et en carbone du milieu de culture représente une condition nécessaire à l'apparition d'une activité ligninolytique significative chez toutes les souches de P. chrysos- porium examinées jusqu'à présent. Ainsi, la culture des microorganismes, selon l'invention, dans des milieux non carencés en azote ou en glycérol permettrait d'obtenir l'acti- vité ligninolytique en question de manière continue, ce qui ne pourrait être envisageable avec les souches de P.chrysosporium connues puisqu'il est nécessaire, dans ce cas, d'ajuster continuellement le milieu de culture pour respecter les carences nutritionnelles. L'enzyme ligninolytique contenue dans les surnageants des cultures des microorganismes de l'invention peut être isolée notamment par centrifu- gation, dialyse et chromatographie par exemple par chromatographie sur colonne de gel d'aragose. L'enzyme ainsi obtenue peut être alors conservée après lyophilisation. Des cultures des nouveaux microorganismes ont été réalisées de manière à étudier l'activité enzymatique ou ligninase, l'activité ligninolytique ainsi que divers paramètres tels que l'influence des sources de carbone et d'azote sur la croissance du mycélium ou sur l'activité enzymatique. I. Croissance du mycélium On a utilisé, à cet effet, le processus général décrit dans l'Exemple ci-après en faisant varier la qualité de la source de carbone et/ou la teneur en azote (asparagine/NH4NO3) du milieu nutritif et on a déterminé les poids secs des mycélia, après isolement et séchage, au moyen de filtres en fibre de verre de 2,5 mm de diamètre. Les résultats obtenus avec P.chrysosporium C.N.C.M. -I-398 apparaissent dans le dessin en annexe sur lequel: - Fig. 1: la courbe (1) représente l'effet sur la croissance du mycélium, d'une carence en azote du milieu de culture (2,6 mM) en présence de glucose comme source de carbone -6 - Fig. 2: la courbe (1) représente l'effet, sur la croissance du mycélium, d'une haute teneur en azote du milieu de culture (26 mM) en présence de glucose comme source de carbone - Fig. 3: la courbe (1) représente l'effet, sur la croissance du mycélium, d'une haute teneur en azote du milieu de culture (26 mM) en présence d'amidon comme source de carbone - Fig. 4: la courbe (1) représente l'effet, sur la croissance du mycé- lium, d'une haute teneur en azote du milieu de culture (26 mM) en présence de glycérol comme source de carbone. Les résultats montrent notamment que le glycérol apparaît comme une source de carbone peu favorable à la croissance de P.chrysosporium C.N.C.M. -I398. Sur glucose, comme source de carbone, que le milieu soit limité ou pas en azote, la croissance du mycélium est nettement plus importante. A titre de comparaison, on a déterminé la croissance de P.chrysosporium C. N.C.M. -I-398 et d'une souche connue à savoir P.chrysosporium BKM-1767 (ATCC 24725) en milieu de culture à haute teneur en azote (26 mM), le gly- cérol étant la source de carbone (pH initial du milieu: 4,5): Durée P. chrysosporium BKM-1767 P.chrysosporium C.N.C.M.-I-398 : de l'incuba- Poids du mycé-: Poids du mycé- pH : p l ium sec (mg) ho(.limsc(g lium sec (mg): :tion (j) : +:+::+ 2: 15,8 - 1,6 5,46 0,04: 4,9 + 0,4 5,37 - 0,04 * 3. 34,2 - 2,6: 4,27 - 0,05 10,0 1,0 5,05 - 0,04 : 4: 39,2 3,1: 4,08 - 0,04: 11,3 + 1,5: 5,34 - 0,02 : 5: 40,2 + 0,7 4,06 + 0,01 16,6 + 0,4 5,33 - 0,06 :6: 37,7 - 1,3 4,17 - 0,09 19,9 - 1,0 4,76 - 0,18 7:37,8 - 1,3 4,46 - 0,06 20,8 - 0,4 4,45 - 0,08 Ces résultats montrent que dans les conditions de l'essai la croissance de la souche connue est beaucoup plus importante que celle de P. chrysosporium C.N.C.M.-I-398. Des essais ultérieurs ont permis de constater que les conditions d'oxygé- nation n'influencent pas la croissance de P.chrysosporium C.N.C.M. -I-398 comme l'indiquent les résultats ci-dessous obtenus à partir d'un milieu 7- contenant le glycérol comme source de carbone et caractérisé par une haute teneur en azote: : Temps:Cultures mises sous atmosphère:Cultures mises sous atmosphère d'incuba-:de 100% d'oxygène après inocu-:d'air après inoculation : tion (j): lation: Poids sec du: Poids sec du : mycélium (mg). pH mycélium (mg) pH 2: 4,5 1,1 5,22 + 0,00: 4,5 0,2. 5,10 + 0,04 : - 3:11,1 - 1,3 5,23 '- 0,08 11,8 - 3,2 4,97 - 0,13 :: + ' + :- 4: 16,2 - 2,5: 4,97 + 0,14 15,3 0,9: 5,14 0,01 5 18,5 - 2,4 5,12 + 0,08 16,9 3,1 5,11 0,06 : 6: 22,5 - 4,0: 4,35 - 0,09: 18,0 -2,5: 5,20 - 0,09 7 25,2 - 0,5 4,38 - 0,02 22,2 + 1,5 5,14 - 0,07 Au cours de ces essais, on a également remarqué que la souche P. chrysosporium BKM-1767 (ATCC 24725) présente une sporulation après 5 jours devenant intense après 6 jours. Dans le cas de P.chrysosporium C.N.C.M.-I-398 on a observé une consis- tance hydrophobe du mycélium et une sporulation intense après 5 jours. Toutefois, chez P.chrysosporium 1-399 aucune sporulation n'a été remarquée. II. Activité ligninase A. Sur substrat pour l'enzyme iigninolxtique On a déterminé l'activité ligninase de surnageants de cultures obtenus tel que décrit dans l'Exemple ci-après en mesurant à 350C l'augmentation de l'absorbance à 310 nm due à l'oxydation de l'alcool vératrylique (ou diméthoxy-3,4 benzylique) en vératraldéhyde, selon la méthode décrite dans Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., Vol. 81, pp. 2280-2284 (1984). A cet effet, on a employé le même mélange réactionnel que celui de la référence en question à l'exception du peroxyde d'hydrogène que l'on a uti- lisé à raison de 0,27 mM. On a défini l'activité enzymatique en unités, une unité correspondant à 1 nmole/min. de vératraldéhyde formé dans les conditions de l'essai. Les résultats obtenus avec P.chrysosporium C.N.C.M.-I-398 sont repris -8 dans le dessin en annexe sur lequel: - Fig. 1: la courbe (2) représente l'effet, sur l'activité ligninase d'une carence en azote du milieu de culture (2,6 mK) en présence de glucose comme source de carbone - Fig. 2: la courbe (2) représente l'effet, sur l'activité ligninase d'une haute teneur en azote du milieu de culture (26 mm) en présence de glucose conze source de carbone - Fig. 3: la courbe (2) représente l'effet, sur l'activité ligninase d'une haute teneur en azote du milieu de culture (26 mM) en présence d'amidon conmme source de carbone - Fig. 4: la courbe (2) représente l'effet, sur l'activité ligninase d'une haute teneur en azote du milieu de culture (26-mM) en présence de glycérol corne source de carbone. La Fig. 1 montre- que lorsque P.chrysosporium C.N.C.N. -1-398 est cultivé selon des conditions de l'état de la technique, c'est-à-dire en milieu ca- rencé en azote et contenant le glucose comme source de carbone, une activité ligninase appara t dans les surnageants des cultures après 3 jours. Cependant la valeur maximale de cette activité, de l'ordre de 50 unités après 5 jours, se révèle faible et comparable à l'activité enzymatique déce- lée dans des cultures comparatives d'une souche connue à savoir P. chrysosporium 1E-446 (ATCC 34541) (10 à 20 unités). Par contre, les Fig. 2 et 3 montrent qu'une activité ligninase est aisé- meht détectable dans des cultures & haute teneur en azote (26 mM) et dans lesquelles le glucose ou l'amidon soluble, constituent la source de carbone. Dans les cultures à haute teneur en azote et contenant soit le glucose soit l'amidon comme source de carbone, l'activité est encore significative 4 jours après que la croissance du mycélium ait atteint un maximum. Dans les cultures à haute teneur en azote utilisant le glycérol comnme source de carbone, on constate que la production enzymatique est très large- ment augmentée. L'activité apparaît entre 2 et 3 jours après l'inoculation et dépasse souvent 350 unités après-5 jours. Les taux élevés d'activité enzymatique observés lorsque le glycérol constitue la source de carbone sont très probablement en relation avec le --9-- faible taux de croissance de P.chrysosporium C.N.C.M.-I-398 sur le gly- cérol comparativement au glucose. A titre de comparaison, on a déterminé l'activité ligninase obtenue par culture de P.chrysosporium C.N.C.M.-I-39S et d'une souche connue à savoir P.chrysosporium BKM-1767 (ATCC 24725) en milieu de culture à haute teneur en azote (26 mM) et en glycérol. Les résultats obtenus sont les suivants: : Durée de: P.chrysosporium: P. chrysosporium: l'incuba- BKM-1767 C.N.C.M.-I-398: : tion (j) : (i)Unités d'activité ligninase/ml du milieu :::: : 2: O: O: :3:11 '9 182 - 69 : 4:O. 0 203 - 42 : 5:22 2 353 0 O 6 3 4 224 - 40 * - 1 - 58 - 4 Ces résultats prouvent à nouveau que l'activité ligninase est produite par P.chrysosporium C.N.C.M.-I-398 moyennant une haute teneur en azote du milieu de culture au contraire de la souche P.chrysosporium connue. Des essais complémentaires effectués dans les mêmes conditions c'est- à-dire en milieu glycérol non carencé en azote ont révélé des taux d'activité ligninase de 490,7 - 4,5 unités et 641,8 - 61,6 unités par culture respec- tivement de P.chrysosporium C.N.C.M.-I-398 et P.chrysosporium C.N.C.M.-I399 B. Sur composés-modèles de liBnine On a déterminé l'activité enzymatique de surnageants de cultures obtenus tel que décrit dans l'Exemple ci-après. A cet effet, on a mesuré, à 35 C, la formation du triméthoxy-3,4,5 benzaldéhyde dû à la dégradation oxydative, dépendante-du peroxyde d'hydro- gène, du (triméthoxy-3,4,5 phényl)-1 (diméthoxy-2,6 hydroxyméthyl-4 phényl)- 2 propanediol-1,3 selon la méthode décrite dans Proc. Natl. Acad. Sci. U. S.A., Vol. 81, pp. 2280-2284 (1984) pour les dimères 0-1(diarylpropane) non radio- actifs. - 10 - De même, on a mesuré, à 35 C, la formation du vératraldéhyde du à la dégradation oxydative, dépendante du peroxyde d'hydrogène, du (diméthoxy- 3,4 phényl)-1 (méthoxy-2 phénoxy)-2 propanediol-1,3 selon la méthode décrite également dans Proc. Natl. Acad. Sci., U.S.A., Vol. 81, pp. 22802284 (1984) pour les dimères 0-0-4 éthers (arylglycérol-aryléther). Les résultats de ces essais ont révélé un taux important d'activité li- gninase mise en évidence par la rupture des liaisons C-C des composés- modèles utilisés. On a également pu mettre en évidence un effet important de la pression partielle de l'oxygène sur des milieux de culture de P.chrysosporium C.N. C.M. 1-398 contenant le glucose comme source de carbone mais un effet moins marqué sur des milieux contenant le glycérol. Les cultures de ce microorganisme, en milieu glucose non carencé en azote, nécessitent absolument une atmosphère d'oxygène pur pour l'apparition d'une activité ligninase alors que les cultures du même microorganisme en milieu glycérol non carencé en azote développent cette activité en atmosphère d'air ou d'oxygène. Cependant, les taux d'activité enzymatique relevés en atmosphère d'air se sont révélés quatre fois plus faibles qu'en atmosphère d'oxygène pur. III. Activité ligninolytique- On a réalisé les tests d'activité ligninolytique suivants en utilisant comme lignine synthétique le 14C-DHP (DHP: polymère par déshydrogénation d'alcool coniférylique). 1) On décante des surnageants obtenus après 5 jours de culture de P. chrysosporium C.N.C.M.-I-398 tel que décrit dans l'Exemple ci-après. On les combine et on réintroduit 9 ml du mélange obtenu dans les flacons con- tenant les cultures. On ajoute alors 0,5 m-i d'une solution à 20% de glucose (poids/vol) ainsi que 0,5 unité de glucose oxydase (0,5 mI d'une solution fraichement prépa- rée dans l'eau distillée) de manière à stimuler la réaction. On introduit 0,1 ml d'une suspension de 14C-DHP (5480 dpm), on provoque alors un balayage continuel des flacons par l'oxygène et on piège le 14CCO2 formé dans 4 ml d'un mélange phénéthylamine/méthanol/eau (2:1:1). On ajoute ensuite 10 ml d'un liquide de scintillation et on mesure la radioactivité dans un comp- teur à scintillation. - l1 - On a obtenu les résultats suivants exprimés en % du 14C total disponible: Temps (h) apres ini- Z 14C initial cumulé : tiation de la réaction: (converti en 14Co) + : 2,5: 54 4 5 65+ 7 : 24: 66 7 Ces résultats montrent que des milieux de culture de Pochrysosporium -I398 permettent de provoquer un taux important de dégradation de la lignine synthétique en présence de peroxyde d'hydrogène généré par le système glucose/ glucose oxydase. Dans d'autres essais semblables, on a obtenu jusqu'à 79% du 14C sous forme de 14C02 après 2 heures. 2) On réalise à 37 C des cultures de P.chrysosporium C.N.C.M.-I-398 en flacon de 250 ml équipé de manière à permettre un balayage par l'oxygène. On utilise, pour ces cultures des milieux semblables à celui décrit dans l'Exemple ci-après (glucose/2,6 mM en azote et glycérol/26 mM en azote) dans lesquels on ajoute 0,1 ml d'une suspension de 14C-DHP. On inocule les cultures avec approximativement 2,3.105 spores, on balaie périodiquement avec de l'oxygène a 100% pendant 2 min. et on piège le 14C02 formé dans 4 ml d'un mélange phénéthylamine/méthanol/eau (2:1:1). On ajoute 10 ml d'un liquide de scintillation et on mesure la radioactivité dans un compteur a scintillation. On a obtenu les résultats suivants exprimés en Z du 14C total disponible: ::: 14 14 Durée de Z C initial cumulé (converti en Co2 : l'incubation::: ::( glucose/2,6 uM en azote glycérol/26 mM en azote (j) : 7 i: 11 47: 8 15 48 : 9: 17: 49: 12.23 50 -: 14: 25 52: - 12- Ces résultats confirment la supériorité des conditions de culture pré- férées selon l'invention (haute teneur en glycdrol et azote) sur la dégra- dation de la lignine synthétique en essai prolongé. L'Exemple non limitatif suivant illustre l'invention. $ F. EXEMPLE * Préparation de l'enzyme ligninolytique a) Surnagean!t de culture contenant l'enzyme ligninolytigue On maintient P.chrysosporium C.N.C.M.-I- 398 à 4 C sur des plaques d'agar à 2% de malt. D'autre part, on prépare un inoculum, consistant en suspensions coni- diales filtrées sur laine de verre, en utilisant le milieu de sporulation décrit dans Applied and Environmental Microbiology, Vol. 35, No. 6 pp. 1223-1225 (1978). On réalise ensuite des cultures (1% de glycérol et 26 mM.en azote) dans des flacons Erlenmeyer de 150 ml contenant 10 ml du milieu aqueux de compo- sition suivante: Source de-carbone Glycérol 100 Source d'azote Asparagine 10 NH4NO3 Sels minéraux KH2PO4 0,02 0, 02 HgSO4,7H20 0,005 CaCl2 - - 0,00132 MnS04, 4H20 0,125 Citrate de fer 0,3 ZnSO4, 7H20 0,165 CuS04, 5H20 0,025 CaCl2, 6H2 0,025 Vitamine Thiamine 0,025 - 13 - Diméthyl-2,2' succinate de sodium 14,6 et on ajuste à pH 4,5-5 avec de l'hydroxyde de potassium. On inocule les cultures avec approximativement 2,3.105 spores, on balaie avec de l'oxygène pendant 2 min. après inoculation et on bouche les flacons hermétiquement. On maintient alors les cultures à 37 C et on obtient 3 à 4 jours après inoculation un surnageant contenant l'enzyme ligninolytique, l'activité enzymatique maximale se situant vers 5 à 6 jours. b) Séparation de l'enzyme ligninolytiaue On combine les cultures de 6 jours et on centrifuge à 4 C pendant 15 min. (10.000 g). On ajoute au surnageant du fluorure de p-méthylsulfonyle (0,2 mM) pour réduire la protéolyse et on concentre sur filtre (dimension des pores: 10.000 daltons) jusqu'à 250 ml. On dialyse durant 8 à 10 heures contre une solution tampon 5 mM en tartrate de sodium (pH=4,5) et on intro- duit dans une colonne de chromatographie contenant du gel d'agarose équili- brée au préalable avec la mîme solution tampon. On lave la colonne avec 100 ml de la solution tampon et on introduit un gradiant salin (0-0,1 M de chlorure de sodium dans une solution à 5 mM en tartrate de sodium, pH=4,5, volume total: 400 ml). Toutes les étapes de purification se déroulent à 4 C. On dialyse alors la solution enzymatique contre de l'eau distillée désionisée et on garde à -20 C l'enzyme ligninolytique sous forme de poudre lyophilisée stable. En utilisant la méthode ci-dessus mais en remplacant le glycérol par le glucose ou l'amidon, on a obtenu également l'enzyme ligninolytique. De même, on a pu produire l'enzyme en question en remplaçant P.chrysos- porium C.N.C.M.-I-398 par P.chrysosporium C.N.C.M.-I-399. - 14 - REVENDICATIONS 1. Microorganisme de souche Phanerochaete chrysosporium Burdsall déposé sous le No. C.N.C.M.-I-398. 2. Microorganisme de souche Ilanerochaete chrysosporium Burdsall déposé sous le No. C.N.C.M.-I-399. 3. Microorganisme selon la Revendication 1 ou 2 pour la production d'un surnageant de culture contenant l'enzyme ligninolytique. 4. Microorganisme selon la Revendication 1 ou 2 pour la production de l'enzyme ligninolytique. 5. Procédé pour la production d'un surnageant de culture contenant l'enzyme ligninolytique caractérisé en ce que l'on cultive, à une température comprise entre 28 et 40 C, un microorganisme selon la Revendication 1 ou 2 en milieu nutritif non carencé en source d'azote assimilable et contenant une source de carbone et de sels minéraux assimilables. 6. Procédé pour la production de l'enzyme ligninolytique caractérisé en ce que l'on cultive, à une température comprise entre 28 et 40 C, un microorganisme selon la Revendication 1 ou 2 en milieu nutritif non carencé en source d'azote assimilable et contenant une source de carbone et de sels minéraux assimilables pour obtenir un surnageant de culture contenant l'enzyme ligninolytique, enzyme que l'on isole par centrifu- gation, dialyse et chromatographie. 7. Procédé selon la Revendication 5 ou 6 caractérisé en ce que la source de carbone est le glycérol. 8. Procédé selon la Revendication 5 ou 6 caractérisé en ce que la source d'azote est l'asparagine et/ou le nitrate d'ammonium.