Brevet FR2538703A1 — publié le 19840706

La présente invention concerne le domaine vétérinaire, et plus précisément, un nouveau vaccin vivant pour la préven- tion de la salmonellose des oiseaux aquatiques et son procédé de preparation Ce vaccin trouve une application pour la pré- vention de la salmonellose des oiseaux aquatiques causée par Salmonella typhi-murium. La salmonellose des oiseaux aquatiques causée par S ty- phimurium est caractérisée par une large expansion et une mor- bidité et léthalité élevées. De plus, S typhi-murium est l'un des principaux agents provoquant des infections alimentaires toxiques chez l'homme, et l'oiseau aquatique est un réservoir essentiel de ce microbe dans la nature; les produits de l'abattage d'un oiseau infec- té sont une source principale de l'agent morbifique de l'infec- tion pour l'homme. La prophylaxie de la salmonellose des oiseaux aquatiques est réalisée essentiellement a l'aide de médicaments et de l'e- xécution de mesures sanitaires vétérinaires qui n'assurent gé- néralement pas la salubrité des fermes et la conservation en quantité nécessaire des oiseaux La prévention spécifique de la salmonellose des oiseaux aquatiques est élaborée d'une ma- nière très insuffisanteo On connait, a l'heure actuelle, un vaccin inactivé poly- valent contre la colibactériose et la salmonellose des bêtes à fourture, des oiseaux, des veaux et des porcelets, qui est constitué par une suspension à 4 milliards de S typhi-murium, S.cholerae-suis, S dublin et E coli de 24 sérogroupes, tués avec le formol et le thiomersalate On produit le vaccin a l'état liquide et, selon l'indication, on l'utilise par voie souscutanée, deux fois pour les oiseaux la première fois en doses dé 0,25-O 05 ml, la deuxième fois en doses de 0,5-1,0 ml (Veterinarnoie Zakonodatelstvo, Moscou, Editions "Kolos", 1973, v.l, p 548; Aide-mémoire; Veterinarnyi preparaty, Moscou, Editions "Kolos", 1881, p 223). Le vaccin présente une basse immunogénéité La vaccina- tion n'exclut pas la possibilité de l'affection et de la for- mation d'un porteur de germes En outre, le vaccin contient des salmonellas (S dublin et S cholerae-suis) et des escheri- chia ( 0111, 0119, 0127, 0139, etc), qui ne provoquent pas d'affection chez l'oiseau Une double administration parenté- rale du vaccin à l'aide d'une seringue rend compliquée des vaccinations en masse Le vaccin précité possède un caractère réactogène élevé. Les vaccins vivants sont les plus perspectifs pour la prophylaxie de la salmonellose des animaux, ces vaccins assu- rant une stimulation des facteurs cellulaires de l'immunité et jouant un rôle fondamental dans la défense de l'organisme contre les agents morbifiques intracellulaires (Collins, Bact. Rev 1974, 38,4,371-402). On connait des vaccins vivants contre la salmonellose des veaux obtenus à partir de la souche S dublin (brevet des Etats-Unis d'Amérique N 3356574 publié le 5 12 1967); des porcs obtenus à partir de la souche de S cholerae-suis (brevet des Etats-Unis d'Amérique No 3364117 b publié le 16 1 1968); des moutons, obtenus a partir de la souche S abortus-ovis (brevet français No 2464300, publié le 6 o 3 1981) Des vaccins vivants contre la salmonellose des oiseaux aquatiques ne sont pas encore décrits dans la littérature. On s'est proposé de créer un nouveau vaccin vivant pour- la prévention de la salmonellose des oiseaux, qui soit haute- ment immunogène, efficaces inoffensif, simple à fabriquer, d'utilisation commode, à grande durée de validité, en assu- rant la formation chez l'oiseau d'une très grande immunité contre la salmonelloseo Le-nouveau vaccin vivant, suivant l'invention, pour la prévention de la salmonellose des oiseaux aquatiques, est une suspension d'une culture vivante d'une souche atténuée de Sal- monella typhi-murium N 3, déposée à l'Institut Pansoviétique scientifique de contrôle des préparations vétérinaires du Mi- nistère de l'Agriculture de l'URSS, à une concentration de 2 à 4 milliards de cellules microbiennes dans 10 cm 3 d'eau ali- mentaire Pour conserver la vitalité des cellules microbiennes, le vaccin suivant l'invention renferme un milieu protecteur ayant la composition suivante en % en poids Saccharose 4 = 1290 Gélatine 06-3,0 Eau le reste A raison de 1 cm de milieu protecteur pour 30 à 40 milliards de cellules microbiennes vivantes. L'invention a également pour objet un procédé de pré paration du vaccin précitéo Dans le procédé de préparation du vaccin vivant pour la prophylaxie de la salmonellose des oi- seaux aquatiques en cultivant une culture de Salmonella typhi- murium sur un milieu nutritif, contenant des sources de carbone, d'azote, des sels minéraux et des substances biolo- giquement actives, jusqu'à l'accumulation maximale de la bio- masse, avec un séchage subsequent et obtention du vaccin -on utilise, suivant l'invention et à titre de culture, la souche de Salmonella typhi=murium N 3 déposée à l Institut Pansoviîé tique scientifique de contr 8 le des préparations vétérinaires du Ministère de l'Agriculture de l'URSS et on conduit le pro= cessus de culture à une temperature de 37 à 38 C pendant 10 à 14 heures I 1 est rationnel, avant le séchage, de mélanger la biomasse avec un milieu protecteur ayant la composition suivante, en % en poids: Saccharose 4 = 12 O O Gélatine 076-3,0 Eau le reste, à raison de 1 cm de milieu protecteur pour 30 à 40 milliards de cellules microbiennes. Le vaccin de l'invention est inoffensif, il présente une haute immunogénéit 6 après administration par voie pérorale et il peut être utilisé en qualité de moyen prophylactique spécifique de la salmonellose des oiseaux aquatiques, par exem- ple dans la basse-cour o l'on a enregistré l'affection. Une particularité de la souche atténuée de Sotyphi- murium N 3, utilisée pour l'obtention du vaccin, est la pre- sence de deux mutants dans son génome (dans le gène-suppres- seur su-str et dans le locus de streptomycine)'abaissant l'un indépendamment de l'autre la virulence et assurant la stabi- lité de la basse virulence résiduaireo La souche atténuée est caractérisée par les propriétés suivantes Caractères morphologiques: elle se présente sous for- me de petits bâtonnets mobiles gram-négatifs sans spores et capsules, de 1,5-2 microns x 0,3 = 0,5 micron de dimension Caractères de culture: sur bouillon peptone-viande, elle forme un trouble régulier 8 à 10 heures après croissance à la température de 37 C, c'est-à=dire qu'elle croit un peu plus lentement que les souches virulentes des salmonellas qui provoquent un trouble intense du bouillon en 4 à 5 heureso E 1- le forme sur l Vagar de peptone-viande des colonies plates, à grain fin, légèrement convexes (forme S)de 1 à 3 mm de diamè- tre La souche est stable à la streptomycine ( 300 unites/ml); Pouvoir de fermentation elle fait fermenter le glu- cose, le maltose, le mannitol, larabinose, le sorbitol et le xylose avec formation deacide et de gaz D forme H 2 S; ne fait pas fermenter le saccharose, le lactose et le raffinose; ne coagule pas le lait; ne liquéfie pas la gélatine; ne forme pas d'indole Structure antigénique: elle est agglutinée par les sé- rums monorécepteurs U 0-:1,4,5,12 et les sérums H de la premiè- re phase-i et de la deuxième phase-l,2. La souche atténuée, sélectionnée à partir de la popula- tion de la souche virulente de Sotyphi-murium No 415 sensible à la streptomycine, ne diffère pas de la souche paternelle quant aux caractères morphologiques, aux propriétés de fermen- tation et à la structure antigénique Quant aux caractères de culture, ce sont une vitesse ralentie de multiplication et une haute résistance à la streptomycine qui permettent de diffé- $ rencier la souche atténuée des souches épizootiques. La virulence résiduaire de la souche, exprimée en DL 50 pour des souris blanches pesant de 14 à 16 g après infec- 8 + 8 tion par voie souscutanée est de 8,08 xl O -l,28 x 10, la DL 50 de la souche de départ (virulente) étant de 18,9-8,4 cellules microbiennes Ainsi, la virulence résiduaire de la souche at- ténuée pour les souris blanches est de 4,Oxl O fois plus fai- ble que la virulence de la souche de départ. La stabilité de la virulence résiduaire est déterminée par 10 passages sur des souris blanches et 5 passages sur des veaux La virulence résiduaire de la souche atténuée après des passages multiples n'a pas changé Les données sont pré- sentées dans le tableau 1. TABLEAU 1 DL 50 des souches de S typhi-murium avant et après les passages L'écart de la valeur de DL 50 so de la souche atténuée avant et après les passages est statiquement insignifiante (P 4 0, 01). L'immunogénéité de la souche atténuée par comparaison avec le vaccin chauffé, préparé à partir de la souche virus lente a été étudiée dans des essais sur des souris blanches pesant de 14 à 16 g, qui ont été immunisées une fois, par voie souscutanée, à la dose de 1 milliard de cellules micro- biennes Les souris ont été infectées 21 jours après l'immu- nisation par la souche virulente aux doses de 0,01; 0,1; 1 et 10 milliers de cellules microbiennes, en utilisant 10 souris par dose L'immunogénéité a été évaluée selon l'indice d'efficacité, qui est le rapport de la DL 50 dans le groupe ex- N Souches DL O DL 50 après d'or avant 10 passages sur 5 passages sur dre aa souris blanches des veaux passage -'1 _ 2 3 4 5 2 Attenuée 8,08 x 18 190 x 109 7,94 x 10 3 Virulente 18,9 10 10 périmental à la DL 50 du témoin. L'immunogénéité de la souche atténuée dépasse en moyen- ne de 9 fois l'immunogénéité des cellules inactivées de la souche virulente (l'indice d'efficacité étant de 92 et de 1094 respectivement). On prépare le vaccin suivant l'invention de la manière - suivante. On cultive la culture dans des réacteurs, sur un milieu nutritif, par exemple dans le bouillon de Hottinguer, pendant 10 à 12 heures, à une température de 37 à 38 OC, sous agita- tion ( 50-60 t/min) et aération continues, à un taux d'enri- chissement d'un litre de milieu nutritif avec de l'air de 1:2. On précipite par centrifugation le bouillon de culture obtenu, on dilue dans des bouteilles à 18-20 litres avec le milieu projecteur jusqu'à une concentration de 100 à 120 mil- liards de corps microbiens selon la norme optique du trouble, puis on conditionne dans des ampoules, on sèche par sublima- tion sous vide et on soude La quantité de bactéries vivantes dans 1 cm de vaccin est après le séchage de 30 à 40 milliards. La détermination de la quantité de salmonella vivant dans 1 cm 3 de vaccin a été effectuée selon la méthode suivan- te On prépare deux échantillons, chacun comportant trois am- poules du vaccin On dilue le vaccin dans les ampoules jus- qu'au volume initial avec une solution physiologique stérile, on mélange et on détermine la concentration en salmonella des deux échantillons suivant là norme du trouble La concentra- tion des bactéries dans le vaccin doit être de 100 milliards de cellules microbiennes dans 1 cm 3. On prépare ensuite des dilutions décuples à partir de ces deux échantillons, à l'aide de pipettes séparées, jusqu'à dans le bouillon stérile peptone-viande On ensemence avec 0,1 cm dans 5 bottes à agar peptone viande, à par- tir des solutions à 10 et 10 des deux échantillons On répartit uniformément la matière d'ensemencement dans la bot- te en la secouant On place les bottes dans un thermostat à la température de 37 C pendant 24 heures, après quoi on cal- cule la quantité de colonies formées et on détermine la con- centration de Salmonella vivantes (x) en milliards dans 1 cm de vaccin suivant la formule: + P 110 X= q ql 108 o 3. x = concentration de Salmonella vivantes dans 1 cm p = quantité de colonies dans toutes les boîtes a la dilution de 10-8 q = quantité de bottes avec la dilution de 10 = pl= quantité de colonies dans toutes les boites à la dilution de 10-9 ql= quantité de boîtes avec la dilution de 10 O On fait la somme des indices de concentration de chaque échantillon et on la divise par le nombre d échantillonse en déduisant la concentration moyenne de Salmonellas vivantes dans le vaccin, exprimée en milliards de cellules microbiennes dans 1 cm. Pour déterminer l'innocuité, on dilue le vaccin sec avec la solution physiologique stérile jusqu'à la concentration de millions de cellules microbiennes dans 1 cm suivant la norme optique et on l'administre à des souris blanches pesant de 16 à 18 g par voie souscutanée, sur le dos, à la dose de 3 millions de cellules microbiennes dans 0,5 cm On considère le vaccin comme inoffensif, si parmi 10 souris blanches au moins 8 restent vivantes pendant 10 jours. Pour tester lactivité du vaccin, on utilise 3 ampoules. Dans chaque ampoule à vaccin, on introduit une solution phy- siologique stérile jusqu'au volume initial Après la dissolu- tion complète, on transfère le vaccin à partir des ampoules dans une éprouvette stérile et on prépare à partir de la quan- titë totale une dilution du vaccin dans la solution physiolo- gique stérile à la concentration de 300 millions de bactéries vivantes dans 1 cm 3. Pour le contrôle de ltimmunogénéité, on choisit 20 co- bayes pesant de 350 à-400 g et on administre le vaccin à 10 cobayes par voie souscutanée, dans la région de l'aine, A la dose de 300 millions de cellules microbiennes vivantes dans 1 cm 3 14 à 16 jours après, on infecte les cobayes immunisés et 10 cobayes témoins avec la dose léthale de la culture ti- trée de la souche témoin de S typhi-murium Le délai d'obser- vation des animaux expérimentaux va jusqu'à 10 jours après la mort de la moitié des animaux témoinso Pendant le délai d'observation, tous les animaux, ou au moins 8 cobayes té= moins doivent être morts, et parmi les O 10 cobayes immunisés au moins 8 doivent rester vivantso Le vaccin à l'état prêt à l'usage est une suspension de cellules microbiennes de la souche atténuée de Sotyphi- murium N 3 à la concentration de 2 à 4 milliards de batteries vivantes par 10 cm 3 d'eau alimentaire On utilise le vaccin pour la prévention de la salmonellose des oiseaux aquatiques, par exemple des canetons et oisons, dans les fermes o l'on a enregistré l'affection O On utilise le vaccin pour les cane- tons et oisons dès l'âge de trois jours, par voie perorale, deux fois, avec un intervalle de 2 jours, à la dose de 2 mil- liards pendant le premier nourrissage et de 4 milliards de corps microbiens lors du deuxième nourrissageo L'immunité est acquise 3 a 5 jours après l'administration de la deuxième dose de vaccin et se conserve jusqu'5 six moiso Dtautres caractéristiques et avantages de l'invention seront mieux compris a la lecture de la description qui va suivre de plusieurs exemples concrets de préparation et d'es- sai du vaccin. Exemle 1 Préparation d'une série de vaccinso Le procédé de préparation du vaccin suivant l'invention comprend les opérations suivantes préparation de la culture d'ensemencement Dans ce 36 but, on ensemence par une souche sèche atténuée de S typhi- murium N 3, 2-3 flacons de 100 A 200 cm 3 de capacité, conte- nant du bouillon de Hottinguer (le volume du milieu étant de 1/2 flacon), avec un ensemencement de contrôle dans des é- prouvettes contenant de l'agar peptone viande, du bouil- lon peptone viande, du bouillon peptone viande-foie sous vaseline liquide On effectue la culture à la température de 37 C pendant 14 à 16 heures On effectue l'essai de la pureté de la culture par microscopie de prélèvements, colorés en Gram+ On ensemence la culture pure dans les flacons de 200 cm 3 de capacité contenant le bouillon de Hottinguer, à raison de cm par 100 cm 3 de milieu et on cultive à la température de 37 C pendant 14 à 16 heures Le nombre de flacons pour l'ensemencement est fonction du volume nécessaire de matériau d'ensemencement On fait des ensemencements de contrôle sur l'agar-peptone-viande, le bouillon peptone-viande, et le bouil- lon peptone-viande-foie (APV, BPV, BPVF) sous vaseline liquide. Pour obtenir le matériau d'ensemencement, le contenu d'un flacon est ensemencé dans un ballon contenant 10 1 de bouillon de Hottinguer, et on réalise également un ensemence- ment de contrôle dans les éprouvettes contenant APV, BPV, BPVF sous vaseline liquide et dans les bottes de Pétri avec le milieu d'Endo, pour éliminer la contamination avec la mi- croflore étrangère. On cultive la culture d'ensemencement à la température de 37 OC dans les ballons pendant 10 à 12 heures, en la quan- tité indispensable pour l'ensemencement dans le réacteur On fait les ensemencements à partir de la culture cultivée dans les éprouvettes contenant les milieux nutritifs, les boîtes de Pétri contenant le milieu d'Endo, on réalise la microscopie et on détermine la concentration en corps microbiens suivant la norme optique; la concentration doit être d'au moins 500 millions de corps microbiens dans 1 cm. La culture d'ensemencement témoin, après avoir subi le contrôle de la pureté, est ensemencée dans un réacteur avec un milieu nutritif stérile, refroidi à 38 OC, à raison de 8 à % de culture d'ensemencement par rapport au volume total du milieu nutritif, en ajoutant simultanément 0,1 % (calculé sur substance sèche) d'une solution stérile à 40 % de glucose. On cultive la culture dans le réacteur à la température de 37 C pendant10 à 12 heures sous agitation ( 50 t/min) et aération continues, à un taux d'enrichissement d'un litre de milieu nutritif avec de l'air de 1:2 par minute. Au cours de la culture, toutes les 1 à 2 heures après l'ensemencement, on prend un échantillon pour déterminer le p H, la pureté de la croissance et la concentration en corps microbienso Lors de l'élévation du p H pendant la culture, on ajoute une solution à 40 % de glucose ( 0,1 % calculé sur subs- tance sèche) On cesse de cultiver au début de la phase sta- tionnaire de la croissance, quand le nombre de microbes vi- vants cesse d'augmenter. On refroidit la culture cultivée jusqu'à une tempéra- ture de 6 à 8 C et on essaie sa pureté par microscopie et par ensemencement dans les éprouvettes contenant APV, BPV, BPVF sous vaseline liquide et dans les bottes avec le milieu d'Endo La culture contient de 30 à 40 milliards de corps mib crobiens dans 1 cm suivant la norme optique, le p H est de 7 e 4 à 7,6 et elle est agglutinée par les sérums monorécepteurs -Ott-1,4,5,12;,t H,-sérums-i,l,2 Le bouillon de culture pur refroidi est envoyé par des tuyaux stériles dans une super- centrifugeuse pour sa concentration - Le rotor de la centrifugeuse est transféereé, en obser- vant la stérilité, dans un local, o la masse bactérienne recueillie sur le rotor est placée dans des ballons de trois litres de capacité préalablement pesés, stérilisés et conte- nant des billes Après quoi on pèse de nouveau chaque ballon et d'après la différence de poids on détermine la quantité ponderale vraie de culture bactérienne concentrée recueillie. On dilue la culture bactérienne recueillie dans des ballons de 18 à 20 litres de capacité avec le milieu protecteur jusqu'à une concentration de 100 à 120 milliards de corps mi- il crobiens dans 1 cm suivant la norme optique du trouble. On prépare le milieu protecteur de la manière suivan- te: on dissout dans-de l'eau bouillante distillée ou démin=é- rali sée de la gélatine a 1,5-2 r; aprés sa dissolution, on ajoute 10 ' de saccharose, on fait bouillir au plus 5 à 6 minutes, on filtre sur un filtre de toile, on ajuste le p H à 7,6-7,8 par addition d'une solution à 4 % de soude et on stérilise à la température de 110 C pendant 30 minutes La stérilisation terminée, on réalise le contr 8 le de la stérilité du milieu protecteur par ensemencerment sur APV, BPV, BPVF sous vaseline liquide. On conditionne la suspension de culture microbienne soigneusement mélangée avec le milieu protecteur dans des am- poules stériles et on bouche celles-ci avec des tampons dloua- te friables On effectue le conditionnement du vaccin sous agitation continue On place les ampoules à vaccin dans des cartouches et on met dans une chambre frigorifique pour con: gélation a une température de -40 à -50 C pendant 8 à 14 heures. La congélation terminee, on transfère les ampoules avec le vaccin dans des appareils de lyophilisation et on réalise le séchage. Luachèvement du séchage est caractérisé par l'obtention de la température finale imposée dans la matière-(+ 25 ), par la pression minimale dans la chambre et leur constance durant les dernières heures du séchage La mise en marche du chauf- fage des plaques et des pompes à vide ainsi que le décharger ment du vaccin sec sont réalisés conformément à la notice d'u- tilisation d'une installation de lyophilisation. On soude les ampoules contenant le vaccin desséché dans un appareil à carrousel collecteur à une pression ne dépassant pas 0,266 x 102 Pa ( 0,2 mm de Hg) o Apres le brasage, on exami- ne les ampoules macroscopiquement en ce qui concerne l'absence d'impuretés étrangères, et, à l'aide de l'appareil de d'Arson- val et de Tesla, on détermine la présence du vide dans les am- poules On applique aux ampoules des étiquettes indiquant la désignation du médicament et le numéro de la sérieo On soumet le vaccin dans les ampoules à l'examen de son aspect extérieur, sa pureté et ses indices typiques de croissance, la concentration optique dans 1 cm 3 de vaccin, la quantité de corps microbiens vivants et de doses de vaccin dans 1 cm la teneur en humidité, en poids, la solubilité, la présence du vide dans les ampoules, ltinnocuité, l'immunogénéitéo Exemple 2 Essai de laboratoire du vaccin vivanto L'innocuité du vaccin a été étudiée sur des canetons et des oisons agés de 2 à 5 jours, par voie souscutanée et perorale en doses de 1,2, 5, 10 et 2,5, 10, 20 milliards de cellules microbiennes respectivement Le temps de persistance de la souche dans l'organisme vacciné des canetons et oisons a été déterminé par examen bac- tériologique des viscères et tissus des oiseaux vaccines à un intervalle de 5 a 10 jours et pendant 2 mois après la vaccina- tion. Les propriétés immunogènes du vaccin ont été étudiées apres lvadministration par voie souscutanée et combinée (pero- rale + souscutanée), ainsi qu'après une administration pérora- le une et deux fois par jour Le vaccin a été administre par voie souscutanée à la dose de 2 milliards et par voie perorale et combinée a la dose de l et 2 milliards de cellules micro- biennes avec un intervalle de 2 jours. Les essais ont montré que le vaccin vivant, après l'ad- ministration double tant par voie souscutanée que par voie pe- rorale aux doses indiquées ne donne pas de réaction sur les canetons et oisons âgés de 2 à 5 jours; l'abattage de contrôle de l'oiseau 5, 10 et 20 jours après l'immunisation n'a pas montré de modifications anatomiques pathologiques dans les viscères o La purification complète de l'organisme des canetons des cellules microbiennes du vaccin se produit vers le 35 ème jour et des oisons vers le 40 ème jour après l'immunisatioun par voie peroralec Les résultats des essais de létude des propriétés im- munogènes du vaccin vivant par diverses méthodes duutilisa- tion par comparaison avec le vaccin inactivé connu, sont résu- zés dans les tableaux 2 et 3 o Comme il découle des données du tableau 2, 15 jours après llimriunisation avec le vaccin rivant et par toutes les méthodes étudiées, les canetons restent ré sistarts à une infection souscuteanée par une souche virulente de Styphi-muriumn, la dose de 3 DL 50 O le coefficient d'effi- cacité immiunologique (CE}) étant de l O O o En m 8 me temps, limmunisation perorale unique na -pas pzcduit une immunité aussi intense que celle obtenue après une double utilisation du vaccino Ainsi, par exemple, aprèes une administration unique du vaccin L le CBI est de 100 I La suite d 7 une infection par 3 Dls 50, 15 jours après la vaccina- tion, et de 80 et 60 respectivement 30 et 45 jours après la vaccination dans le cas d 9 une infection par 6 DL 50 de la sou- che virulenteo 23 Les propriétés immunogènes du vaccin inactive ont été considérablement plus faibleso Le caractère immunogène du vaccin dans les essais sur des oisons (tableau 3) a également été suffisamment marqué O Les CEI, 15, 30, 45 et 60 jours apres une immunisation perora- le double ont été égaux respectivement a 80, 80,73 et 73 après infection avec 3 DL 50 de la souche virulente O * Les indices correspondants pour le vaccin inactivé é- taient de 48, 33 et 10. Exemple 3 Essai du vaccin vivant dans les conditions des fermes. Les essais du vaccin ont été réalisés dans des ferizes de canards ou l'on avait constaté une salmonellose On a ef- fectué la vaccination confozmément au schéma d'emploi indiqué; on a inoculé au total 107 400 canetons A titre de compazail son, on a utilisé le vaccin inactivé, connu conformément A ses instructions d'emploi. Les données moyennes de trois essais réalisées dans les ferm es à volailles sont résumées dans le tableau 4 o La survie des volailles dans les groupes expérimentatux inoculées avec le vaccin vivant et le vaccin inactivé était en moyenne de 96,5 et de 88 % respectivement, et dans le groupe témoin de 83 %o L-es indices de gain de poids corporel de l'oiseau taient de 43,7 9 36,0 et 34,8 g respectivement, et les dépenses par ciuintal de l'augmentation de poids étaient de 4,5 5,8 et 6,6 unités de fourragec Les écarts des indices de l'efficacité immunogène du vaccin vivanut et du vaccin inactivé sont statistiquement authentiques (P Des écon Gomies ont été réalisées du fait de la préven- tion de la perte des volailles, de ltaugmentation du gain cor- porel, de la reduction des depenses en fourrage, et sur les médicaments. TABLEAU 2 Propriétés immunogênes des vaccins pour les canetons No Délaîs de l'infection après d'or Vaccin Méthode la vaccination (jours)L. dre d'inimmunisatîon 15 30 Nom Dose in CEI Nom Dose in CEI bre de fectante bre de fectante cane cane- _________ _________ _________tons tons 1 2 3 4 5 6 7 8 i Vaccin vi souscutanée 20 3 Db 100 30 1 ODL 100 vant unique 05 suivant perorale l'invention + souscutanée 20 3 DL 50 100 30 10 D Lb 50100 2 perorale 20 3 Db 5 100 25 3 DL 50 80 unique perorale deux fois 20 3 Db 5 100 30 10 Db 100 50 3 Vaccin inac souscutanée tivé connu deux fois 20 3 DL_ 50 52 20 IO Db 5040 perorale deux fois 20 3 Db 50 48 20 10 Db 50 33 4 Témoin 10 3 Db,50 10 3 Db 50 - -J il Co ('suite du TABLEAU 2) Délais de l'infection après lavaccination_(:jours)_ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ r 45 60 90 Nom Dose ini CEI Nom Dose in CRI Nom Dose in Cai bre de fectante bre de úectante bre de fectante cane cane cane- tons tons tons il 12 13 14 16 17 18 19 3 DL 50 3 Db 50 3 D Lb 50 3 Db 50 3 Db 50 3 DL 5 ô P O\ 15 DL 5 j O20 15 DL 50 10 3 DL 50 10 3 D Lb 50 -10 3 DL 50 > 4 C> 4 Db 50 Db 50 6 Db 50 Db 50 MOELEAU 3 Propl:îétâs Lri-m 2 W 2 ogenes des V&CC-1 ns pour les Cisons No Vaccin Méthodc Délais de l'infection- dî or d Q i ï 1 unu i î S arà l'a vaccislatiozî dre is Nombre Dose CEI deo sons infectante 1 Vaccin V SO Uscutamée 10 3 DL 80 vant Suivant unique lvinvention perorale deux fois 10 3 DLSO 80 3 Vaccin souscute-lée inactivé deux lois 10 3 DL 50 30 connu perorale deux fois 10 3 DL 50 25 4 Télnoîn 10 3 DL - p 9 % 3 Ln - w 1 Co 1-4 C) Lm 3 DL 50 60 15 3 DL 50 60 15 3 DL_q( 60 3 DL 50 80 15 3 DL 5 ( 73 15 3 D Lso 73 3 DL 50 22 15 3 DL 50 12 - 3 DL 50 20 15 3 DL 50 7 3 DL 50 10 3 DLSO - (suîte du TAGLEAU 3) Délais de le núection D Dose cal )ns infectante apres le, =Ijom 11; 1;-" deoisons vaccination 1-î 5 =)CII ( jours) Dose infectante Nombre dfoisc Nombre d, v O ii S on S CFII p M M t A - t A 1 Co "*à - C> LW TABLEAU 4 Résultats de ltessai des vaccins dans les conditions dtune ferme a volailles (sur des canetons: données moyennes de trois essais) N Vaccin Voie Nombre Perte Gain de Dépenses de d'or d'immuni de ca totale poids fourrage par dre sation netons journa 1 quintal de expéri lier gain de poids mentés Têtes % Survie, moyen % unités de fourrage 1 Vaccin vivant perorale suivant l'in deux fois 107 400 3 759 3,5 96,5 42,7 4,5 vention 2 Vaccin connu souscutanée inactivé deux úois 3 000 360 12 88,0 36,0 5,8 3 Témoin 34 800 5 916 1790 83,0 34,8 6,6 ,. N ui ao W %o R E V E N D I C A T I O N S 1 Vaccin vivant pour la prévention de la salmonellose des oiseaux aquatiques, caractérisé en ce qu'il se présente sous la forme d'une suspension dt'une culture vivante de la souche atténuée de Salmonella typhi-murium N 3, déposée à l'Institut Pansoviétique scientifique de contrôle des prépa- rations vétérinaires du Ministère de 1 'Agriculture de 1 'URSS, a une concentration de 2 à 4 milliards de cellules microbien- nes dans 10 cm d'eau potable. 2 Vaccin vivant suivant la revendication 1, caracté- risé en ce que, pour la conservation de la vitalité des cel- lules microbiennes, il contient un milieu protecteur ayant la composition suivante, en % en poids Saccharose 4-12,0 Gélatine 0,6-32 O Eau le complément à 100 a raison de 1 cm 3 de milieu protecteur pour 30 à 40 milliards de cellules microbiennes vivantes. 3 Procédé d'obtention du vaccin vivant suivant la re- vendication 1 ou 2, en cultivant une culture de Salmonella typhi-murium sur un milieu nutritif contenant des sources de carbone et d'azote, des sels minéraux et des substances bio- logiquement actives, jusqu'à une accumulation optimale de la biomasse, avec un séchage subséquent et obtention du vaccin, caractérisé en ce qu'à titre de'culture, on utilise une souche atténuée de Salmonella typhimurium N 3, déposée à l'Institut Pansoviétique scientifique de contrôle des préparations vété- rinaires du Ministère de l'Agriculture de i'URSS, et on ef- fectue la culture à une température de 37 à 38 C pendant 10 à 14 heures. 4 Procédé suivant la revendication 3, caractérisé en ce qu'on mélange la biomasse, avant son séchage, avec un mi- lieu protecteur ayant la composition suivante, en S en poids Saccharose 412-,O O Gélatine 0,6-3,0 Eau le complément à 100 à raison de l cm 3 de milieu protecteur pour 30 à 40 milliards de cellules microbiennes vivantes.